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Amendement en biochars : Effets sur l’activité et la structure des microorganismes et sur les rendements
de la tomate et du poivron de serre
Thèse
Vicky Lévesque
Doctorat en microbiologie agroalimentaire
Philosophiae doctor (Ph.D.)
Québec, Canada
© Vicky Lévesque, 2017
Amendement en biochars : Effets sur l’activité et la structure des microorganismes et sur les rendements
de la tomate et du poivron de serre
Thèse
Vicky Lévesque
Sous la direction de :
Hani Antoun, directeur de recherche
Noura Ziadi, codirectrice de recherche
Martine Dorais, codirectrice de recherche
iii
Résumé
Le biochar, charbon produit par pyrolyse et utilisé comme amendement, présente
plusieurs avantages et s’avère une avenue prometteuse pour une agriculture durable.
Cependant, les méthodes de fabrication actuelles, les conditions de pyrolyse et les
biomasses utilisées produisent des biochars de qualités très variables qui peuvent affecter
différemment la productivité du sol et les rendements de la plante. Actuellement, aucune
étude ne permet d’élucider l’influence des propriétés physicochimiques des biochars sur la
structure et la diversité des communautés microbienne du sol. Le but de ce projet de
doctorat visait à bien comprendre comment les propriétés physicochimiques d’un biochar
affectent sa capacité à : (i) réduire les émissions des gaz à effet de serre; (ii) améliorer la
croissance de la tomate et du poivron de serre; (iii) améliorer l’efficacité de l’utilisation des
engrais et de l’eau; et (iv) modifier la structure et la diversité des communautés
bactériennes dans un substrat horticole et dans un sol minéral. Cinq biochars ont été
produits et évalués: écorces d’érable pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin
pyrolysés à 700°C et copeaux de saule pyrolysés à 400°C. Les résultats obtenus ont
permis d’identifier les propriétés physicochimiques du biochar responsables de la
réduction des émissions en N2O et des apports d’engrais et celles permettant
l’amélioration de l’efficacité d’utilisation de l’eau tout en favorisant la croissance de la
plante. De plus, les résultats démontrent que l’ajout de biochar peut stimuler certains
groupes de bactéries impliqués dans les cycles du carbone et de l’azote et possiblement
ceux impliqués dans le développement de la plante. Ces travaux identifient les propriétés
physicochimiques importantes des biochars qui pourront mieux guider le producteur
agricole et les industries fabriquant des substrats à base de tourbe dans le choix d’un
biochar favorable à la croissance de la tomate et du poivron et à une agriculture plus
durable.
iv
Abstract
The biochar, charcoal produced by pyrolysis and used as an amendment, has several
advantages and is a promising avenue for sustainable agriculture. However, the
production methods, the pyrolysis conditions and the biomass types produce biochars with
variable properties which have different effects on soil productivity and crop yields.
Presently, there are no studies to elucidate the influence of the physicochemical properties
of biochars on the structure and the diversity of soil microbial communities. The purpose of
this PhD project was to understand how the physicochemical properties of biochar affect
its ability to : (i) mitigate greenhouse gas emissions; (ii) improve growth of greenhouse
tomato and pepper; (iii) improve fertilizer and water use efficiency; and (iv) modify the
structure and the diversity of bacterial communities in a growing medium and a mineral
soil. Five biochars were produced and evaluated: maple bark pyrolyzed at 400˚C, 550˚C
and 700˚C, pine chips pyrolyzed at 700˚C, and willow chips pyrolyzed at 400˚C. The
results demonstrated that some physicochemical properties are key drivers of the ability of
biochars to efficiently mitigate N2O emissions, to reduce fertilizer inputs and to improve
water use efficiency while promoting plant growth. Moreover, the results show that biochar
amendment can stimulate specific bacterial groups involved in carbon and nitrogen cycles
and possibly those involved in plant development. This work identifies key
physicochemical properties of biochars that could better guide agricultural producers and
industries producing peat-based growing media, in the choice of biochar promoting tomato
and pepper growth and contributing to a sustainable agriculture.
v
Table des matières
Résumé ................................................................................................................. iii
Abstract ................................................................................................................. iv
Table des matières ................................................................................................ v
Liste des tableaux ................................................................................................ ix
Liste des figures ................................................................................................... xi
Liste des abréviations ........................................................................................ xiii
Remerciements .................................................................................................. xvii
Avant-propos ...................................................................................................... xix
Chapitre 1 ............................................................................................................... 1 1.0 Introduction Générale ............................................................................................ 1 1.1 Revue de littérature ................................................................................................ 2
1.1.1 Procédés de formation du biochar ..................................................................... 2 1.1.1.1 Description ................................................................................................................. 2
1.2 Les propriétés physicochimiques d’un biochar .................................................. 3 1.2.1 Propriétés physiques ......................................................................................... 3
1.2.1.1 Porosité ...................................................................................................................... 3 1.2.1.2 Surface spécifique ...................................................................................................... 3 1.2.1.3 Capacité de rétention en eau ..................................................................................... 4
1.2.2 Propriétés chimiques ......................................................................................... 5 1.2.2.1 Composition minérale................................................................................................. 5 1.2.2.2 Production de composés toxiques ............................................................................. 5 1.2.2.3 Capacité d’échange cationique .................................................................................. 6 1.2.2.4 Minéralisation et séquestration du carbone ............................................................... 6 1.2.2.5 pH et conductivité électrique ...................................................................................... 7
1.3 Effets du biochar sur les propriétés physicochimiques du sol .......................... 8 1.4 Effets du biochar sur les émissions des gaz à effet de serre ............................. 9 1.5 Effets du biochar sur la croissance de la plante ................................................ 11 1.6 Effets du biochar sur la biologie du sol ............................................................. 12 1.7 Objectifs et hypothèses ....................................................................................... 14 1.8 Références............................................................................................................ 16
Chapitre 2 ............................................................................................................. 21 2.0 An incubation study on the mitigation of CO2 and N2O emissions from a nitrogen fertigated horticultural growing medium supplemented with biochars and compost ...................................................................................................................... 21
Sommaire ................................................................................................................ 21 Abstract .................................................................................................................... 22
2.1 Introduction .......................................................................................................... 23 2.2 Material and methods .......................................................................................... 24
2.2.1 Biochar production and characterization .......................................................... 24 2.2.1.1 Chemical characteristics of biochars ........................................................................ 25 2.2.1.2 Physical characteristics ............................................................................................ 28
2.2.2 Peat-based GM formulations ........................................................................... 28
vi
2.2.2.1 Peat-based GM properties ....................................................................................... 29 2.2.3 Incubation ....................................................................................................... 29
2.2.3.1 Chemical analysis .................................................................................................... 30 2.2.3.2 Biological analysis .................................................................................................... 30 2.2.3.3 Gas sampling ........................................................................................................... 31
2.2.4 Statistical analysis ........................................................................................... 31 2.3 Results .................................................................................................................. 32
2.3.1 Biochar characterization .................................................................................. 32 2.3.2 Effect of incubation time on the chemical properties of the saturated media extracts .................................................................................................................... 33 2.3.3 Effect of incubation time on the biological properties of the peat-based GM .... 36 2.3.4 Effect of incubation time on greenhouse gas emissions from peat-based GM . 39
2.4 Discussion ............................................................................................................ 43 2.4.1 GHG emissions from peat-based GM amended biochars ................................ 43
2.4.1.1 Carbon dioxide ......................................................................................................... 43 2.4.1.2 Methane ................................................................................................................... 44 2.4.1.3 Nitrous oxide ............................................................................................................ 45
2.4.2 GHG emissions from peat-based GM amended biochar and enriched with compost ................................................................................................................... 46 2.4.3 Time effect and successive applications of N fertilizer on GHG emissions from peat-based GM amended biochar ............................................................................ 47
2.5 Conclusion ........................................................................................................... 49 2.6 References............................................................................................................ 50
Chapitre 3 ............................................................................................................. 55 3.0 Effets de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du poivron ............................................ 55
Sommaire ................................................................................................................ 55 3.1 Introduction .......................................................................................................... 56 3.2 Matériel et méthodes ........................................................................................... 57
3.2.1 Biochar et les substrats de croissance ............................................................ 57 3.2.2 Propriétés chimiques des substrats de croissance .......................................... 58 3.2.3 Propriétés physiques des formulations des substrats de croissance ............... 59 3.2.4 Préparation des pots ....................................................................................... 59 3.2.5 Conditions environnementales de la serre ....................................................... 60 3.2.6 Germination des semences ............................................................................. 60 3.2.7 Fertilisation et irrigation ................................................................................... 61 3.2.8 Dispositif expérimental .................................................................................... 63 3.2.9 Mesures des paramètres physicochimiques des substrats de croissance ....... 63
3.2.9.1 Analyse minérale des lixiviats et des substrats de croissance ................................ 63 3.2.9.2 Analyse de la masse volumique apparente dans la culture du poivron ................... 64
3.2.10 Mesure des paramètres biologiques du substrat ........................................... 64 3.2.10.1 Analyse de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne ........................ 64 3.2.10.2 Respiration du sol ................................................................................................... 64
3.2.11 Mesure des paramètres physiologiques ........................................................ 65 3.2.11.1 Rendement des fruits et biomasse totale ............................................................... 65 3.2.11.2 Surface foliaire ....................................................................................................... 65 3.2.11.3 Analyses minérales de la biomasse ....................................................................... 66
3.2.12 Analyses statistiques ..................................................................................... 66 3.3 Résultats ............................................................................................................... 67
3.3.1 Propriétés chimiques des substrats ................................................................. 67 3.3.2 Activité microbienne dans les substrats ........................................................... 71 3.3.3 Biomasses des plants de tomate et de poivron ............................................... 73
vii
3.3.4 Teneur en azote et en phosphore dans les tissus de la plante ........................ 80 3.3.5 Efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation ........................................................ 81
3.4 Discussion ............................................................................................................ 82 3.4.1 Effets du biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron 82 3.4.2 Effets de la dose en biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron ..................................................................................................................... 86 3.4.3 Effet de la dose de fertilisation sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron ................................................................................................................ 86 3.4.4 Effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation ........................ 87
3.5 Conclusion ........................................................................................................... 88 3.6 Références............................................................................................................ 89
Chapitre 4 ............................................................................................................. 92 4.0 Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des communautés bactériennes après une culture de la tomate ou du poivron ................................................................................................ 92
Sommaire ................................................................................................................ 92 4.1 Introduction .......................................................................................................... 93 4.2 Matériel et méthodes ........................................................................................... 95
4.2.1 Description de l’étude ...................................................................................... 95 4.2.2 Analyse métagénomique ................................................................................. 96
4.2.2.1 Extraction de l’ADN .................................................................................................. 96 4.2.2.2 Quantification des bactéries totales ......................................................................... 97 4.2.2.3 Construction des librairies Illumina .......................................................................... 97 4.2.2.4 Analyse du séquençage ........................................................................................... 99
4.2.3 Analyses statistiques ..................................................................................... 100 4.3 Résultats ............................................................................................................. 101
4.3.1 Diversité bactérienne ..................................................................................... 101 4.3.2 Structure des communautés bactériennes .................................................... 102 4.3.3 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées ................................................................................ 108
4.4 Discussion .......................................................................................................... 110 4.4.1 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes .......................................................................................................... 110 4.4.2 Effet du pH sur la composition des communautés bactériennes .................... 111 4.4.3 Effet de la disponibilité en carbone sur la composition des communautés bactériennes .......................................................................................................... 112
4.5 Conclusion ......................................................................................................... 114 4.6 Références.......................................................................................................... 115
Chapitre 5 ........................................................................................................... 119 5.0 Effets de différents biochars sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre et les propriétés physicochimiques et biologiques du sol ............................................................... 119
Sommaire .............................................................................................................. 119 5.1 Introduction ........................................................................................................ 120 5.2 Matériel et méthodes ......................................................................................... 122
5.2.1 Biochars et sol ............................................................................................... 122 5.2.2 Préparation des mélanges de sol .................................................................. 122 5.2.3 Incubation – Expérience I .............................................................................. 123
5.2.3.1 Analyses chimiques................................................................................................ 124 5.2.3.2 Analyses biologiques.............................................................................................. 125
viii
5.2.3.3 Analyses des gaz (CO2, CH4 et N2O) ..................................................................... 125 5.2.3.4 Analyses métagénomiques .................................................................................... 126
5.2.4 Incubation – Expérience II ............................................................................. 126 5.2.4.1 Analyses chimiques................................................................................................ 127 5.2.4.2 Technique de diffusion 15N ..................................................................................... 128 5.2.4.3 Abondance du 15N .................................................................................................. 129
5.2.5 Analyses statistiques ..................................................................................... 129 5.3 Résultats ............................................................................................................. 130
5.3.1 Propriétés chimiques du sol .......................................................................... 130 5.3.2 Propriétés biologiques du sol ........................................................................ 131 5.3.3 Disponibilité de l’azote ................................................................................... 133 5.3.4 Émissions de gaz à effet de serre ................................................................. 133 5.3.5 Diversité alpha des communautés bactériennes ........................................... 136 5.3.6 Structure des communautés bactériennes et compositions taxonomiques .... 136 5.3.7 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées ................................................................................ 141
5.4 Discussion .......................................................................................................... 144 5.4.1 Effets des biochars sur les propriétés chimiques et biologiques .................... 144 5.4.2 Effets des biochars sur l’atténuation des émissions des gaz à effet de serre . 146
5.4.2.1 Dioxyde de carbone ............................................................................................... 146 5.4.2.2 Méthane ................................................................................................................. 147 5.4.2.3 Protoxyde d’azote ................................................................................................... 148
5.4.3 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes .......................................................................................................... 150 5.4.4 Effets des biochars sur les communautés bactériennes impliquées dans le cycle du carbone et de l’azote ......................................................................................... 151
5.5 Conclusion ......................................................................................................... 155 5.6 Références.......................................................................................................... 156
Chapitre 6 ........................................................................................................... 161 6.0 Discussion générale .......................................................................................... 161 6.1 Références.......................................................................................................... 167
Chapitre 7 ........................................................................................................... 169 7.0 Conclusion générale .......................................................................................... 169 7.1 Perspectives de recherche ................................................................................ 171
Annexe ............................................................................................................... 174 Chapitre 2: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 174 Chapitre 3: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 183 Chapitre 4: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 211 Chapitre 5: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 214
ix
Liste des tableaux
Table 2.1 Physicochemical characteristics of biochars. ................................................... 27
Table 2.2 Effect of different biochars and a compost on microbial biomass carbon (MBC) and nitrogen (MBN) in a peat-based GM after 58 days of incubation. .............................. 39
Table 2.3 Effect of different biochars and a compost on the total cumulative CO2, CH4 and N2O emissions from a peat-based GM during 58-days incubation. .................................. 41
Tableau 3.1 Formulation des substrats de croissance ..................................................... 58
Tableau 3.2 Composition minérale des solutions fertilisantes pour les traitements ayant reçu 50% de la dose recommandée (F50) et la dose complète (F100) pour la culture de la tomate et du poivron. ....................................................................................................... 62
Tableau 3.3 Potentiels matriciels utilisés pour enclencher les irrigations selon la dose de biochar dans le substrat. .................................................................................................. 62
Tableau 3.4 Analyses chimiques des substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours. .................................................................... 69
Tableau 3.5 Analyses chimiques des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours............................................................................ 70
Tableau 3.6 Taux d’hydrolyse de la FDA dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). .......... 72
Tableau 3.7 Comparaison de la biomasse aérienne, des fruits et des racines entre le substrat amendé de biochar fertilisé à F50 et le substrat non amendé (témoin) fertilisé à F100 pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). ............... 78
Tableau 3.8 Effet de la dose en fertilisation (F50 vs F100) de chaque traitement sur la biomasse aérienne, des fruits et des racines pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). ............................................................................................. 79
Tableau 3.9 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom). .................................................... 81
Tableau 4.1 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100). ............................................................................... 106
Tableau 4.2 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100). ................................................................... 107
Tableau 4.3 Coefficients de corrélation SPEARMAN significatifs entre les espèces des familles bactériennes et les variables environnementales de la rhizosphère de la tomate et du poivron. ..................................................................................................................... 109
x
Tableau 5.1 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours. .................................. 133
Tableau 5.2 Indices de diversité bactérienne dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation. .............................................................................. 136
Tableau 5.3 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac dans les différents traitements sans compost au jour 338 de l’incubation. .............................................................................. 138
Tableau 5.4 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation. .. 140
Tableau 5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les traitements de sol sans compost au jour 338 de l’incubation. ...................................................................................................................................... 141
Tableau 5.6 Nombre d’OTUs observé dans chaque traitement biochar sans compost significativement différent du témoin et coefficient de corrélation entre l’abondance relative des séquences des groupes bactériens et les variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation. ................................................................................................. 143
xi
Liste des figures
Fig. 2.1 Effect of different biochars and a compost on total dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3
-) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. ..... 35
Fig. 2.2 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic carbon (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method............................................................................................................................. 36
Fig. 2.3 Effect of biochars and a compost on microbial activity in a peat-based GM as reflected by fluorescein diacetate (FDA) hydrolysis. ......................................................... 38
Fig. 2.4 Effect of biochars and a compost on the cumulative CO2 and N2O emissions from a peat-based GM during 58 days of incubation. ............................................................... 42
Fig. 3.1 Schéma des pots utilisés pour la culture de la tomate et du poivron. .................. 61
Fig. 3.2 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) ou du poivron (cv. Redskin). .... 73
Fig. 3.3 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de tomate (cv. Micro-Tom). ............................................................................................................................... 76
Fig. 3.4 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de poivron (cv. Redskin). ......................................................................................................................... 77
Fig. 4.1 Sachet en Nitex utilisé pour l’étude des communautés bactériennes .................. 96
Fig. 4.2 Effet des différents biochars sur les indices de la diversité bactérienne à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. ......................................................... 102
Fig. 4.3 L’analyse principale de coordination (PCoA) vue sur trois axes (PC1, PC2, PC3) des communautés bactériennes dans les différents substrats à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. ....................................................................................... 103
Fig. 4.4 Diagramme de Venn, où chaque ovale présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés à la fin d’une culture de la tomate (a) et du poivron (b) de serre. ........................................................................................ 104
Fig. 5.1 Schéma et photo de la multiseringue à dix aiguilles construite pour l’application uniforme de la solution fertilisante. ................................................................................. 124
Fig. 5.2 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les propriétés chimiques et l’activité enzymatique d’un sol minéral après 338 jours d’incubation. ........ 132
Fig. 5.3 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les émissions cumulatives moyennes de CO2, CH4 et N2O dans un sol minéral durant 338 jours d’incubation. .................................................................................................................. 135
xii
Fig. 5.4 Vue d’ensemble sur trois axes (PC1, PC2, PC3) de la structure des communautés bactériennes dans les traitements de sol avec ou sans compost aux jours 44 et 338 de l’incubation. .................................................................................................................... 137
Fig. 5.5 Diagramme de Venn, où chaque rond présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés au jour 338 dans les traitements sans compost. ........................................................................................................................ 138
xiii
Liste des abréviations
ADN Acide désoxyribonucléique
ANOVA Analyse de la variance
ARN Acide désoxyribonucléique
BD Bulk density
CE / EC Conductivité électrique / Electrical conductivity
CCE Calcium carbonate equivalence
CEC Capacité d’échange cationique / Cation exchange capacity
CMA Champignons mycorhiziens arbusculaires
DIC Carbone Inorganique dissous / Dissolved inorganic carbon
DMP Diamètre moyen pondéré
DN Azote total dissous / Total dissolved nitrogen
DOC Carbone organique dissous / Dissolved organic carbon
Ds/Do Diffusion des gaz
EUE Efficacité d’utilisation de l’eau
FDA Fluorescéine diacétate (activité enzymatique)
GE Gas emissions
Ksat Conductivité hydraulique saturée
m/m Masse / masse
MBC Biomasse microbienne du carbone
MBN Biomasse microbienne de l’azote
MVA Masse volumique apparente
OTU Unité taxonomique opérationnelle
PA Porosité de l’air
pb Paires de bases
PCR Réaction de polymérisation en chaîne
PD Particle density
PT / TP Porosité totale / Total porosity
PVC Polychlorure de vinyle
qPCR Réaction de polymérisation en chaîne quantitative
RFU Réserve en eau facilement utilisable
RU Réserve utile en eau
SME Extraction de milieu saturé en eau / Saturated Media Extract
SPE / WFPS Saturation des pores en eau / Water-filled pore space
TC Carbone total / Total carbon
TOC Carbone organique totale
TN Azote total / Total nitrogen
Tort Tortuosité
TSA Tryptic Soy Agar
U.E. Unités expérimentales
UFC Unité formant colonie
v/v Volume / volume
w/v Weight / volume
xiv
xv
xvi
The role of the infinitely small in nature is
infinitely great − Louis Pasteur
xvii
Remerciements
Pour arriver au dépôt de cette thèse, j’ai relevé de nombreux défis, parfois stressants mais
par contre, très stimulants et enrichissants. Ayant déjà franchi la ligne d’arrivée d’un
marathon, je me permets de comparer cette thèse à un ultra-marathon. Il m’a fallu
beaucoup de détermination, du temps et de la discipline pour y parvenir. C’est grâce au
support moral de ma famille, de mes amis, de mes collaborateurs et de mes superviseurs
de recherche que j’ai pu atteindre mes objectifs ambitieux.
Je tiens d’abord à remercier mon directeur, Hani Antoun, de m’avoir transmis ses
connaissances en microbiologie des sols et sa passion de la recherche. Je tiens à vous
remercier pour vos petites attentions, pour votre confiance et pour les opportunités offertes
tout au long de mon cheminement de doctorat. Je tiens également à vous remercier pour
votre rigueur scientifique et votre inspiration. Cela a été un réel plaisir de travailler avec
vous et j’ai grandement apprécié nos nombreuses discussions. Dommage que vous soyez
maintenant à la retraite et c’est un honneur pour moi d’être la dernière étudiante que vous
avez dirigé dans le cadre de votre carrière de professeur à l’Université Laval!
Je remercie aussi ma codirectrice, Martine Dorais, qui m’a soutenue depuis le début de
ma maîtrise et tout au long de mon doctorat. Merci beaucoup, Martine, pour tes
commentaires pertinents et rigoureux, tes conseils, tes idées innovantes et ton
dynamisme. Je tiens également à te remercier de ta confiance. Malgré ton horaire très
chargé, tu as toujours réussi à trouver du temps pour moi. Ce fut grandement apprécié. Je
remercie également ma codirectrice, Noura Ziadi, pour sa générosité, sa rigueur et ses
nombreux conseils. À chaque fois que j’entrais dans ton bureau, il y avait toujours un vent
de fraîcheur! Merci beaucoup pour ton écoute, ta confiance et ton support. Tes
commentaires et ton aide m’ont été très utiles.
La réalisation de ce projet a été rendue possible grâce à la participation de nombreux
collaborateurs. Je tiens d’abord à remercier les chercheurs Philippe Rochette et Martin
Chantigny d’Agriculture et Agroalimentaire Canada (AAC), Richard Hogue de l’Institut de
Recherche et de Développpement en Agroenvironnement (IRDA), ainsi que Martin
Trépanier et Rémi Naaz de la compagnie Premier Tech. Merci beaucoup d’avoir accepté
de collaborer avec moi dans ce projet et de votre confiance au succès de ce projet. De
plus, un immense merci à l’entreprise Premier Tech pour m’avoir fourni gracieusement de
la tourbe pour réaliser mes diverses expériences en serre et en laboratoire.
xviii
Le travail considérable en laboratoire et en serre n’aurait pu être réalisé sans l’aide et les
conseils des nombreux professionnels de recherche et techniciens (Sylvie Côté, Johanne
Tremblay, Claude Lévesque, Annie Robichaud, Josée Bourassa, Carole Boily, Mireille
Thériault, Réjean Bacon, Claudine Ménard, Danielle Mongrain, Daniel Marcotte, Gabriel
Lévesque et Sébastien Lange), de l’équipe des serres (Carole Martinez, Rachel Daigle,
Nicolas Pelletier, Nicole Bolduc et Normand Massicotte) et des étudiants et des collègues
de travail (Marc-Antoine Bisson, Jean-Michel Fortin, Laetitia Roy, Stéphanie Houde,
Salma Taktek et Hélà Selmi). Merci énormément pour votre généreux temps et votre
professionnalisme.
Plus particulièrement, un grand merci à Normand Bertrand, professionnel de recherche du
Dr Philippe Rochette, pour son aide et sa patience pour les nombreuses heures passées
devant le GC afin d’analyser mes échantillons de gaz! Un merci spécial à Thomas Jeanne,
professionnel de recherche du Dr Richard Hogue, pour son expertise en bio-informatique.
Thomas, tu m’as été d’une aide incroyable. Sans toi, je n’aurais pas encore terminé cette
thèse. Un grand merci pour tes disponibilités afin de répondre à mes questions, autant la
semaine que le weekend, et pour m’avoir transmis tes connaissances en bio-informatique.
J’aimerais également remercier Martin Chantigny, Steeve Pépin et Joann K. Whalen, qui
ont accepté, aux côtés de mon directeur et de mes deux codirectrices de recherches,
d’évaluer cette thèse de doctorat et de faire partie du jury lors de ma soutenance.
Bien entendu, je tiens à remercier mes proches, soit ma famille, mes ami(e)s et ma belle-
famille pour leur soutien et leurs encouragements. Je tiens particulièrement à remercier
Nicole de m’avoir accueillie à bras ouverts chez elle au début et à la fin de mon doctorat.
De plus, j’aimerais remercier profondément mes parents, Julien et Johanne, qui m’ont
toujours encouragée dans mes études et qui m’ont appuyée dans mes choix de vie. Vous
avez cru en moi et vous m’avez donnée la chance d’étudier dans un domaine qui me
passionne. Je vous en suis très reconnaissante pour tout ce que vous avez fait pour moi.
Mille fois merci!!
Finalement, je tiens à remercier mon amoureux, Clement, qui était là pour m’appuyer et
me réconforter dans mes moments un peu plus difficiles. J’ai une chance unique de t’avoir
à mes côtés. Ton calme, ta compréhension et ta joie de vivre m’ont permis d’aller jusqu’au
bout de ce projet. Merci encore pour ton aide et ta participation au projet. Je te dois une
fière chandelle!
xix
Avant-propos
Cette thèse a été réalisée dans le cadre d’un projet intitulé « Développement d’un biochar
favorable à l’établissement d’une microflore bénéfique chez la tomate et le poivron cultivés
en serres» financé par le Programme de Soutien à l’Innovation en Agroalimentaire (PSIA),
un programme issu de l’accord du cadre Cultivons l’avenir conclu entre le Ministère de
l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation du Québec (MAPAQ) et Agriculture et
Agroalimentaire Canada (AAC). Mes études doctorales ont aussi été réalisées grâce aux
bourses du Fonds de Recherche sur la Nature et les Technologies (FRQNT), de
l’Université Laval, du Centre Sève et de l’Association Québécoise de Spécialistes en
Sciences du Sol (AQSSS).
Cette thèse est composée de sept chapitres. Le chapitre 1 comprend une introduction
générale et une revue de la littérature. Ce premier chapitre permet d’atteindre des
connaissances générales sur le sujet, de dégager les problématiques et d’énoncer les
hypothèses et les objectifs de recherche. Les chapitres 2 à 5 sont le cœur de la thèse et
sont écrits sous forme d’articles scientifiques. Le chapitre 2 est écrit en anglais. Les
articles sont présentement en préparation et seront prochainement publiés dans des
journaux scientifiques avec comité de lecture. Le chapitre 2 présente l’effet de cinq
biochars sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un substrat à base de tourbe
enrichie ou pas avec un compost sur les émissions des gaz à effet de serre, durant une
courte étude d’incubation sans plante. Le titre de ce chapitre est «An incubation study on
the mitigation of CO2 and N2O emissions from nitrogen fertigated horticultural growing
medium supplemented with biochars and compost». Le chapitre 3 concerne l’effet d’un
amendement de biochar sur les rendements d’une culture de la tomate ou du poivron, et
son effet sur la réduction des apports en nutriments et l’amélioration de l’efficacité
d’utilisation de l’eau. Le titre de ce chapitre est «Effets de l’ajout de différents biochars à
un substrat à base de tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du
poivron». Le chapitre 4 est la continuité du chapitre 3, mais celui-ci s’attarde à la diversité
et à la structure des communautés bactériennes de la rhizosphère. Le titre de ce chapitre
est «Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la
diversité et la structure des communautés bactériennes après une culture de la tomate ou
du poivron». Le chapitre 5 aborde les effets d’un amendement de biochars sur les
xx
communautés bactériennes en relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de
serre et sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un sol agricole. Ce chapitre
permet d’approfondir le sujet sur la capacité du biochar à améliorer la productivité du sol et
à modifier les populations bactériennes. Ce chapitre s’intitule «Effets de différents biochars
sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz
à effet de serre et les propriétés physicochimiques et biologiques du sol». Le chapitre 6
comprend une discussion générale qui permet de faire le lien entre les chapitres 2 à 5 et
de répondre aux hypothèses proposées en introduction. Enfin, le chapitre 7 présente une
conclusion générale permettant de faire le point sur les objectifs de ce projet de thèse et
souligne l’originalité des travaux effectués. De plus, ce dernier chapitre propose des pistes
de réflexion pour de futurs projets de recherche dans ce domaine. En annexe, on retrouve
des résultats supplémentaires des chapitres 2 à 5 qui permettent de supporter les
renseignements fournis dans cette thèse.
Mes résultats de recherche ont été présentés dans le cadre de plusieurs congrès
internationaux et un colloque provincial. J’ai effectué une présentation lors du colloque les
«Journées du Centre Sève», le 7 et 8 novembre 2013 à l’Hôtel Wendake (QC, Canada)
et le titre de ma présentation orale était : « Développement d’un biochar de qualité
favorable à la croissance des plantes et des microorganismes». De plus, j’ai présenté mes
résultats de recherche lors de trois congrès internationaux : 1- le congrès conjoint Soil
Interfaces for Sustainable Development organisé par la International Union of Soil
Science (IUSS), la Canadian Society of Soil Science (CSSS) et l’AQSSS du 5 au 10 juillet
2015 à l’Université McGill (QC, Canada) et le titre de ma présentation orale était : «Soil
CO2 and N2O emissions: «Is the mitigation efficiency of biochars impacted by periodic
applications of mineral nitrogen fertilizer?»; 2- The Rhizosphere 4 organisé par
Wageningen University et Netherlands Institute of Ecology (NIOO) du 21 au 25 juin 2015
au Maastricht Exposition and Congress Centre (MECC) (Maastricht, Pays-Bas), et le titre
de mon affiche était: «Effect of different biochars on the establishment of the symbiosis
between Rhizophagus irregularis and leek grown in peat-based substrate»; et 3- 16th
International Symposium on Microbial Ecology (ISME16) organisé par International
Society for Microbial Ecology du 21 au 26 août 2016 au Palais des Congrès de Montréal
(QC, Canada), et le titre de mon affiche était: «Soil bacterial community structure and
greenhouse gas emissions as affected by the addition of biochar»., J’ai également été
invitée, le 6 avril 2017, à présenter un séminaire au Centre de Recherche et de
xxi
Développement de Québec − AAC (QC, Canada). Le titre du séminaire s’intitulait :
«Amendement en biochar : Effet sur les rendements des cultures en serre et leur impact
environnemental». Cette présentation orale sera diffusée par le Centre de Référence en
Agriculture et Agroalimentaire du Québec (CRAAQ) dans les prochains mois et sera
accessible sur le site Internet d’Agri-Réseau. Enfin, j’ai présenté mes résultats de
recherche lors de la «Journée de la Recherche de la FSAA» organisée par la Faculté
des Sciences de l’Agriculture et de l’alimentation (FSAA), le 18 mai 2017 à l’Université
Laval (QC, Canada), et le titre de ma présentation orale était : «Amendement en biochars :
Effets sur les rendements de la tomate et du poivron de serre».
J’ai obtenu le 3e prix pour la meilleure présentation orale lors du congrès annuel de
l’AQSSS tenu à l’Université McGill lors du congrès international conjoint
IUSS−CSSS−AQSSS en juillet 2015. De plus, j’ai obtenu des bourses de mérite pour
assister aux différents congrès internationaux, dont une bourse de 1000$ offert par le
Centre Sève et une autre de 1000$ offert par le Centre de Recherche en Innovation sur
les Végétaux (CRIV) pour participer au congrès The Rhizosphere 4, en juin 2015; et une
bourse de mérite de 750$ offert par l’AQSSS pour participer au congrès international
conjoint IUSS−CSSS−AQSSS, en juillet 2015.
1
Chapitre 1
1.0 Introduction Générale
Dans le centre de l’Amazonie où l’on retrouve des terres infertiles se trouvent des régions
localisées où les sols ont une fertilité exceptionnelle et où l’activité microbiologique y est
des plus développées. Ces terres noires nommées Terra Preta (do Indigo) sont
particulièrement riches en composés carboniques et en minéraux. Elles possèdent trois
fois plus de matière organique, d’azote, de phosphore et de calcium et 70 fois plus de
carbone que les sols des régions avoisinantes (Barrow, 2012; Glaser, 2007). Ces sols se
seraient formés il y a plusieurs milliers d’années à partir de résidus carbonisés (charbon),
d’excréments, d’os et de résidus organiques provenant d’élevage semi-intensif (Barrow,
2012; Glaser, 2007). Après plusieurs décennies, ce type de sol à l’origine très pauvre a
évolué et est devenu très intéressant pour l’agriculture d’aujourd’hui vu la stabilité du
carbone présent (Barrow, 2012). Les groupements aromatiques polycondensés retrouvés
dans la structure du charbon des sols de Terra Preta expliqueraient en grande partie sa
stabilité biochimique et par conséquent le faible dégagement en CO2 (Liang et al., 2008).
Des études récentes démontrent que des sols fortement fertiles, suite à l’application de
charbon pyrolysé (biochar), étaient structurellement comparables à ceux des sols de Terra
Preta (Mao et al., 2012).
La stabilité du carbone dans les sols amazoniens, les bilans négatifs des émissions en
CO2 et l’effet positif du carbone sur la croissance de la plante ont beaucoup attiré l’intérêt
des chercheurs. Plusieurs études démontrent que le biochar a des propriétés uniques qui
permettent d’accroître la santé et la croissance des plantes, et la productivité du sol, mais
aussi qu’il est un outil indispensable permettant la séquestration du carbone dans les sols
durant de nombreuses années (Barrow, 2012; Chan et Xu, 2009; Glaser, 2007; Lehmann
et al., 2009; Revell et al., 2012; Schimmelpfennig et Glaser, 2012; Schulz et Glaser, 2012).
De plus, les nombreuses études effectuées au cours de la dernière décennie sur
l’utilisation du biochar comme amendement démontrent qu’il possède plusieurs avantages
biologiques et physicochimiques et qu’il s’avère une avenue prometteuse pour l’agriculture
durable. Cependant, les méthodes de fabrication actuelles, les conditions de pyrolyse et
les biomasses utilisées produisent des biochars de qualités très différentes qui, suite à
2
leur utilisation, affectent de façon variable la productivité du sol et les rendements de la
plante (Anderson et al., 2011 ; Ding et al., 2016 ; Gul et al., 2015 ; Liu et a l., 2016).
Ce projet de doctorat visait donc à bien comprendre comment les propriétés
physicochimiques d’un biochar affectent la productivité du sol, l’activité et la composition
des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Finalement, cette étude va
fournir des informations utiles pour le développement de recettes industrielles pour la
production de biochars de bonne qualité, en faisant varier la température de la pyrolyse et
en employant différentes biomasses.
Ce premier chapitre introduit les facteurs influençant les propriétés physicochimiques d’un
biochar sur les propriétés physicochimiques et biologiques du sol, sur les émissions des
gaz à effets de serre et sur la croissance de la plante. Ce chapitre permet d’atteindre des
connaissances générales et d’énoncer les hypothèses et les objectifs visant à mettre en
évidence certaines propriétés physicochimiques essentielles du biochar pour améliorer la
productivité du sol, d’atténuer les émissions des gaz à effet de serre et de favoriser la
croissance de la plante et la diversité microbienne.
1.1 Revue de littérature
1.1.1 Procédés de formation du biochar
1.1.1.1 Description
Le biochar est la partie solide produite par la pyrolyse, processus de dégradation d’une
biomasse organique par la chaleur en absence d’oxygène. Il existe différents biochars,
selon le matériel utilisé et la température de pyrolyse (Brewer et al., 2011). Les biomasses
organiques utilisées pour former le biochar sont d’origines végétales ou animales et riches
en carbone comme le bois, les résidus de récoltes, les excréments d’animaux et les
déchets organiques. Lors de la dégradation de la biomasse, trois phases sont générées
par la pyrolyse. Il y a une partie solide (biochar), une partie liquide organique (biohuile) et
une partie gazeuse. La quantité de chaque composante (gaz, liquide et biochar) est
différente selon la méthode de pyrolyse utilisée. Plusieurs systèmes de pyrolyse existent.
Les systèmes les plus utilisés sont les pyrolyseurs rapides et lents (Brewer et al., 2012;
Bruun et al., 2012). Un système de pyrolyse rapide va chauffer très rapidement (au-
3
dessus de 1000°C s-1) la biomasse sèche en absence d’oxygène et le temps de séjour
dans le système est très court (environ 2 secondes). Le but d’une pyrolyse rapide est de
maximiser la production de la biohuile. C’est pour cette raison que le chauffage est très
rapide et de courte durée. Pour ce qui est du système traditionnel (la pyrolyse lente), la
biomasse sèche est chauffée très lentement (1°C à 20°C min-1) en absence d’oxygène et
avec un temps de séjour dans le système variant de quelques heures à quelques jours
(Dutta et al., 2012).
1.2 Les propriétés physicochimiques d’un biochar
La matière première, la température, la vitesse d’élévation de la température, le temps de
chauffage et la grosseur des particules peuvent affecter les propriétés physicochimiques
et la qualité d’un biochar (Brewer et al., 2011; Lehmann et Joseph, 2009; Pituello et al.,
2015). Parmi les propriétés physicochimiques qui distinguent un biochar, il y a la porosité,
la surface spécifique, la capacité de rétention en eau, le contenu en éléments minéraux et
organiques, la capacité d’échange cationique (CEC) et le pH.
1.2.1 Propriétés physiques
1.2.1.1 Porosité
Lors de la formation du biochar, la température de la pyrolyse choisie influence la porosité.
Dutta et al. (2012) ont observé que les biochars produits entre 350°C et 400°C avaient une
porosité totale plus élevée que ceux produits à 300°C. Aussi, Bagreev et al. (2001) ont
démontré qu’une température de pyrolyse entre 400°C et 600°C a augmenté
considérablement la porosité du biochar. L’augmentation des pores serait créée par un
accroissement de molécules d’eau relâchées suite à l’action de l’hydroxylation à haute
température (Bagreev et al., 2001). Aussi, le temps de séjour de la biomasse dans le
pyrolyseur pourrait avoir un impact sur la porosité du biochar (Novak et al., 2009a).
1.2.1.2 Surface spécifique
La surface spécifique d’un adsorbant est par définition une surface par unité de masse (m2
g-1). Cette surface est créée essentiellement par les micro- et mésopores. Plus la surface
spécifique est grande plus la surface de contact est élevée et plus la quantité de matières
4
adsorbées est importante. Ce paramètre est obtenu en appliquant la théorie de Brunauer,
Emmet et Teller, d’où l’appellation surface BET (Schimmelpfennig et Glaser, 2012).
D’après la littérature, la surface spécifique des biochars varie beaucoup selon la
température et les conditions de la pyrolyse. Il a été démontré qu’un biochar de paille de
blé produit à partir d’une pyrolyse lente (6°C min-1, température finale à 525°C et
maintenue durant 2 heures) a eu une plus faible surface spécifique (0,6 m2 g-1)
comparativement à la production de ce biochar à partir d’une pyrolyse rapide (250 à
1000°C s-1, température finale à 525°C et maintenue durant quelques secondes, 1,6 m2 g-
1) (Bruun et al., 2012). Novak et al. (2009a) ont déterminé que plus la température
augmente, plus la surface spécifique s’élève et plus il y a augmentation de la teneur en
cendres.
Aussi, la surface spécifique est influencée par la nature de la biomasse utilisée. Pour une
température donnée (entre 400°C et 450°C), des biochars fabriqués à partir de bois de
pin, de litières de volaille et de tiges de maïs avaient une surface spécifique inférieure à 50
m2 g-1, tandis qu’un biochar de bois d’aulne avait une surface spécifique comprise entre
350 m2 g-1 et 400 m2 g-1 et celui d’écales de noisettes avait une surface spécifique
supérieure à 500 m2 g-1. En général, les biochars provenant de produits de bois ont une
surface spécifique supérieure à 400 m2 g-1 (Downie et al., 2009). Selon l’étude de
Schimmelpfennig et Glaser (2012), un biochar ayant une surface spécifique supérieure à
100 m2 g-1 serait bénéfique dans l’amélioration de la fertilité des sols et permettrait la
séquestration du carbone.
1.2.1.3 Capacité de rétention en eau
Le rapport O:C d’un biochar serait un indicateur potentiel pour déterminer son caractère
hydrophile et sa polarité. Normalement, lorsque la température de la pyrolyse augmente,
le biochar a une faible teneur en oxygène et donc un rapport O:C très faible. Selon une
étude de Wang et al. (2006) l’augmentation de la température de la pyrolyse peut diminuer
la polarité sur la surface du biochar résultant en une diminution de sa capacité de rétention
en eau. Cependant, Kinney et al. (2012) ont observé une faible hydrophobicité de trois
différents biochars pyrolysés entre 400°C à 600°C.
5
1.2.2 Propriétés chimiques
1.2.2.1 Composition minérale
Selon la littérature, la composition et la disponibilité des éléments minéraux des biochars
varient beaucoup. La matière première et les conditions de la pyrolyse seraient la source
de cette variation (Ding et al., 2016). Chan et Xu (2009) ont observé une grande variation
du contenu en phosphore selon la biomasse et les conditions de la pyrolyse utilisées. Pour
ce qui est du contenu en azote, celui-ci tend à être plus faible dans le biochar lorsque la
température de pyrolyse augmente. De plus, il a été rapporté que lorsque la température
de pyrolyse atteint 500˚C, plus de la moitié du contenu en azote et en soufre de la
biomasse peut être perdu (Bagreev et al., 2001; Chan et Xu, 2009; Lang et al., 2005). La
réduction de l’azote pourrait être causée par une perte de composés organiques volatils
lors de la pyrolyse. L’augmentation de la température de pyrolyse peut favoriser la
libération plus grande de matières volatiles piégées dans le biochar (Bagreev et al., 2001 ;
Dutta et al., 2012).
La biomasse utilisée lors de la pyrolyse peut avoir un effet sur la concentration en
éléments minéraux retrouvés dans le biochar (Unger et al., 2011). De façon générale, le
contenu en éléments minéraux semble être plus élevé dans les biochars d’origine animale,
de déchets alimentaires et de maïs, que dans les biochars de produits forestiers (pin,
chêne et noix) (Rajkovich et al., 2012). D’ailleurs, Chan et Xu (2009) ont constaté que les
concentrations en phosphore et en azote étaient plus élevées dans les biochars produits à
partir de litières d’animaux que dans les biochars de biomasses végétales. Pour ce qui est
du carbone, Antal et Grønli (2003) mentionnent que le contenu en carbone dans le biochar
varie selon le type de biomasse. Un biochar dont la matière première provient de bois durs
a un contenu plus élevé en carbone comparativement à des résidus de cultures ou de la
litière de volaille.
1.2.2.2 Production de composés toxiques
Le type de biomasse et la température de la pyrolyse ont une influence sur la
concentration des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAPs) et des dioxines dans
le biochar (Schimmelpfennig et Glaser, 2012). De plus, les conditions de la pyrolyse
peuvent aussi influencer la concentration des HAPs (Brown et al., 2006). Lors de la
6
pyrolyse, les composés organiques contenus dans la biomasse sont partiellement
fragmentés en de plus petits composés instables. Ces fragments sont composés de
radicaux libres hautement réactifs qui se combinent pour former un nouveau composé
plus stable par des réactions de recombinaison et forment les HAPs (Hale et al., 2012).
Selon Stanmore (2004), les dioxines seraient essentiellement formées lorsque la
température de la pyrolyse est entre 200°C et 400°C. Dans le cas des HAPs, Manya
(2012) rapporte qu’une biomasse pyrolysée à des températures plus élevées que 700°C
génère une forte concentration d’HAP. Concernant l’étude de Hale et al. (2012), une faible
concentration d’HAP a été observée dans les biochars produits à des températures de
pyrolyse variant entre 500°C et 600°C. Étant donné la variabilité, Schimmelpfennig et
Glaser (2012) recommandent une teneur en HAPs plus faible que celle retrouvée
normalement dans le sol.
1.2.2.3 Capacité d’échange cationique
Il a été établi que plus la température de la pyrolyse est faible plus la CEC est faible et
vice versa (Lehmann, 2007). De plus, l’amendement avec un biochar possédant une
surface spécifique élevée peut favoriser davantage la CEC des sols (Liang et al., 2006).
La CEC du biochar est attribuée en partie à une augmentation de l’oxygénation des
groupements fonctionnels retrouvés sur la surface du biochar (Cheng et al., 2006). Ces
différents groupes fonctionnels qui interagissent avec le milieu sont les groupements
pyrannes, phénoliques, carboxyliques, lactones et les amines (Brennan et al., 2001). Ces
groupes peuvent agir sur l’agrégation des particules du sol, sur la matière organique
dissoute et sur le transport des gaz et de l’eau (Joseph et al., 2009). Selon certains
chercheurs, l’oxydation de la surface du biochar mènerait à une plus grande CEC par
unité de carbone dans le sol (Liang et al., 2006; Mao et al., 2012). Toutefois, l’ajout de
biochar peut aussi avoir un effet nul sur la CEC du sol et cela pourrait dépendre du type
de biomasse utilisée. Par exemple, Novak et al. (2009b) rapportent que l’amendement
avec un biochar de coquilles de noix de pécan pyrolysé à 700°C n’a eu aucun effet sur la
CEC d’un sol incubé pendant 67 jours.
1.2.2.4 Minéralisation et séquestration du carbone
À des températures élevées lors de la pyrolyse, le carbone aliphatique se convertit en
carbone aromatique. Par exemple, lorsque la température de la pyrolyse augmente de
7
150°C à 550°C, les groupements OH et CH3 de la matière organique diminuent et les
liaisons doubles C=C augmentent. De plus, les ratios H:C et O:C du biochar diminuent
lorsque la température de la pyrolyse augmente. En général, des biochars produits à des
températures élevées, entre 500°C à 700°C, sont bien carbonisés et stables. Ces biochars
possèdent un faible ratio H:C (< 0,1) et une grande surface spécifique. À l’inverse, des
biochars produits à de faibles températures (300 °C et 400°C) sont partiellement
carbonisés et moins stables. Dans ce cas, le ratio H:C et la concentration en oxygène sont
élevés et le biochar possède une faible surface spécifique. La présence de groupements
aromatiques engendre une réduction du taux de minéralisation du carbone et par
conséquent une réduction de la disponibilité des nutriments tels l’azote, le phosphore et le
soufre (Ameloot et al., 2013; Chan et Xu, 2009; Xiao et Yang, 2013).
Certains biochars peuvent être très récalcitrants, dont ceux possédant une forte proportion
de carbone avec des structures aromatiques condensées. La nature récalcitrante du
biochar peut être intéressante si l’objectif principal est de séquestrer le carbone. Par
contre, si l’objectif est d’améliorer la fertilité des sols et d’augmenter également la
séquestration du carbone, les groupes structurels du biochar doivent être plus oxydables
et avoir un faible ratio C:N (Novak et al., 2009b). Dans le cas où le biochar est utilisé
comme amendement, Schimmelpfennig et Glaser (2012) recommandent d’avoir un
biochar avec un ratio O:C < 0,4, un ratio H:C < 0,6 et un contenu en C total > 15%.
1.2.2.5 pH et conductivité électrique
La température de la pyrolyse peut influencer le pH du biochar. Par exemple, Novak et al.
(2009a) ont observé qu’un biochar produit à une température élevée (700°C) avait un pH
plus élevé comparativement à un biochar produit à faible température (250°C). Une autre
étude rapporte une augmentation de 2 unités de pH entre les biochars produits à une
température de 300°C et de 600°C (Rajkovich et al., 2012). L’augmentation de la
température de pyrolyse peut favoriser la production de cendre et une augmentation du
contenu en cations basiques (Na+, K+, Mg2+ et Ca2+) qui sont directement corrélés avec le
pH du biochar (Singh et al., 2015). La matière première choisie peut également faire varier
le pH du biochar, allant d’un pH = 4 à un pH = 12 (Cheng et al., 2006; Lehmann, 2007;
Rogovska et al., 2012). Un biochar produit à partir de bois, un matériel très ligneux,
possède en général un pH plus élevé qu’un biochar produit à partir de résidus de cultures
car son contenu en Ca2+ est plus élevé (Singh et al., 2015). Toutefois, une récente revue
8
littérature rapport aucun effet du contenu en lignine sur le pH du biochar (Ding et al.,
2016). Le pH du biochar est plutôt proportionnel avec la température de pyrolyse propre à
chacune des biomasses végétales. D’autre part, la méthode de pyrolyse (rapide ou lente)
peut influencer le pH du biochar. Bruun et al. (2012) ont observé qu’un biochar produit à
partir de pailles de blé et pyrolysé lentement (vitesse de 6°C min-1 ; température maximale
de 525°C maintenue durant 2 heures) avait un pH plus élevé (pH = 10,1) qu’un biochar
pyrolysé rapidement (pH = 6,8 ; pyrolyse en continu avec un temps de résidence de
quelques secondes ; vitesse de 250 à 1000°C s-1).
Par rapport à la conductivité électrique (CE), celle-ci semble varier plus en fonction du
type de biomasse que de la température de la pyrolyse (Rajkovich et al., 2012). Par
exemple, la CE dans des biochars d’origine animale (bovin et volaille) et de maïs
présentées dans l’étude de Rajkovich et al. (2012) n’a pas été influencée avec
l’augmentation de la température de la pyrolyse, allant de 300 à 600 °C. En excluant les
résidus alimentaires et ceux des boues de papetières, la CE des biochars dans l’étude de
Rajkovich et al. (2012) est généralement plus élevée dans les biochars d’origine animale
(200 à 500 mS m-1) que ceux d’origine végétale (3,8 à 203 mS m-1). Sing et al. (2015)
mentionnent que le contenu en sels du matériel original influence la CE du biochar.
1.3 Effets du biochar sur les propriétés physicochimiques du sol
Selon la littérature, l’amendement en biochar peut améliorer les propriétés physiques du
sol, telles que la masse volumique apparente, la porosité, la capacité de rétention en eau,
la stabilité et la formation d’agrégats (Ding et al., 2016). Toutefois, des effets divergents
ont été rapportés. Par exemple, Watts et al. (2005) n’ont observé aucune amélioration de
l’agrégation de leur sol argileux amendé en biochar, sans apport supplémentaire en
matière organique. Selon Warnock et al. (2007), il est possible que l’agrégation soit
seulement possible lorsqu’il y a interaction entre la matière organique et l’activité des
microorganismes. D’autre part, Cheng et al. (2006) mentionnent que l’effet du biochar sur
l’agrégation du sol serait plutôt lié à sa CEC et au pH du sol. Comme c’est le cas avec les
argiles, une CEC élevée peut favoriser l’agrégation du sol.
Pour ce qui est des propriétés chimiques, une méta-analyse de 371 études indépendantes
rapporte que l’ajout de biochar dans le sol permet d’augmenter le contenu en azote,
phosphore, potassium et celui du carbone total (Biederman et Harpole, 2013 ; Mukherjee
9
et al., 2014). De plus, l’apport en biochar dans un sol acide tend à augmenter le pH, la CE
et la CEC (Chintala et al., 2014 ; Nemati et al., 2014). Le potentiel chaulant du biochar
peut être attribué à son haut contenu en cations basiques qui peut améliorer la
disponibilité des nutriments essentiels à la plante dans un sol acide. Toutefois, cela va
dépendre de la dose appliquée et de la composition chimique du biochar (Chintala et al.,
2014).
Le type de sol pourrait influencer l’effet bénéfique du biochar (Unger et Killorn, 2011). Les
résultats obtenus après l’application de 10 t ha-1 d’un biochar fabriqué à partir des rebuts
de pâtes et papiers sur un sol ferreux ont permis d’améliorer la qualité du sol et le
rendement des cultures. Par contre, l’application de ce biochar sur un sol calcaire a
présenté des effets négatifs, en particulier en présence d’engrais. Le pouvoir chaulant du
biochar provenant des rebuts de pâtes et papiers serait très bénéfique dans les sols
acides, où la concentration très élevée en aluminium limite la croissance de la plante. Par
contre, le pouvoir chaulant du biochar serait moins bénéfique pour les sols calcaires (Van
Zwieten et al., 2010). Certains biochars alcalins peuvent contenir une forte concentration
en sels et influencer à la hausse de la salinité des sols calcaires pouvant nuire à la
croissance de la plante et à l’activité microbienne (Van Zwieten et al., 2010; Hussain et al.,
2016).
1.4 Effets du biochar sur les émissions des gaz à effet de serre
Les principales propriétés physicochimiques du biochar impliquées dans l’atténuation des
émissions en CO2 du sol sont : sa capacité de rétention en eau et en carbone ; sa
porosité ; la stabilité du carbone ; et son contenu en composés toxiques (Fornes et al.,
2015; Jones et al., 2011; Laird et al., 2009; Liu et al., 2016; Maestrini et al., 2015). Par
exemple, l’augmentation du contenu du sol en carbone facilement dégradable (carbone
labile), suite à l’ajout de biochar, peut favoriser l’activité microbienne et contribuer aux
émissions en CO2 (Ameloot et al., 2013).
Il existe trois fractions de carbone labile : le carbone minéral (soluble à l’eau) ; le carbone
organique (soluble à l’eau et rapidement minéralisé par les microorganismes) ; et le
carbone difficilement oxydable provenant de la partie amorphe ou microcristalline de la
structure du biochar. Le carbone labile du biochar est défini comme étant la fraction
minéralisée en CO2 au cours d’une courte période. Cette minéralisation serait occasionnée
10
par des effets abiotiques ou biotiques. La minéralisation du biochar comporte
généralement deux phases : la minéralisation rapide suivie d’une minéralisation lente.
Selon un test d’incubation, la phase rapide de minéralisation se manifeste dans la
première semaine ou les premiers mois, suite à l’application du biochar dans un sol
(Joseph et al., 2009). L’épuisement du carbone labile engendre, par la suite, une
diminution des émissions en CO2 dans le sol amendé en biochar (Case et al., 2012;
Maestrini et al., 2015; Yoo et Kang, 2012).
Pour ce qui est des émissions en CH4, il a été observé dans la littérature que les sols
amendés avec du biochar émettaient des concentrations très variées selon le type de
biochar et le type de sol (Liu et al., 2016 ; Manya et al., 2012 ; Yoo et Kang, 2012). Les
émissions en CH4 vont dépendre de la présence de matières organiques facilement
décomposables, de la teneur en eau du sol et du potentiel redox. De plus, une
concentration élevée en potassium dans le biochar peut favoriser l’activité des
microorganismes méthanotrophes et inhiber ceux impliqués dans la méthanogenèse
(Babu et al., 2006 ; Lehmann et Joseph, 2009 ; Le Mer et Roger, 2001).
Selon la littérature, les émissions en N2O semblent diminuées suite à l’amendement en
biochar. Plusieurs mécanismes biotiques impliqués dans l’atténuation du N2O dans les
sols amendés en biochar ont été proposés (Clough et al., 2013; Cayuela et al., 2014; Van
Zwieten et al., 2014). Parmi ces mécanismes, il y a: (i) augmentation de l’aération du sol
en inhibant le processus de dénitrification par la présence d’oxygène ; (ii) le contenu en
carbone labile du biochar favorisant la dénitrification complète de l’azote (formation de
N2) ; (iii) accroissement du pH par le biochar créant un environnement optimal pour
l’activité de la N2O réductase où celle-ci contribue à la formation du N2; (iv) réduction de la
disponibilité de l’azote inorganique aux microorganismes impliqués dans la nitrification
et/ou la dénitrification qui produit le N2O; et (v) relâchement de composés toxiques
inhibant l’activité biologique du sol.
Des mécanismes abiotiques ont aussi été proposés dans l’atténuation des émissions de
N2O dans les sols amendés en biochar (Cayuela et al., 2014). Il y a la chimiodenitrification
qui réfère à des réactions chimiques abiotiques qui mènent à la formation de monoxyde
d’azote (NO), N2O et de N2. Parmi ces réactions, il y a la décomposition chimique de: (i)
l’hydroxylamine (NH2OH) ; (ii) du NO2- ; et (iii) du nitrate d’ammonium (NH4NO3)) en
présence de lumière, d’humidité et d’une surface réactive. Un autre mécanisme abiotique
11
plausible est l’adsorption du N2O sur la surface du biochar dû à la présence
d’hydroquinone de fer, de cuivre et de manganèse. De plus, Cayuela et al. (2013)
mentionnent que le biochar pourrait possiblement agir comme un transporteur «electron
shuttle» favorisant le transport d’électrons aux microorganismes compétitionnant avec les
microorganismes dénitrificateurs, réduisant ainsi les émissions en N2O.
1.5 Effets du biochar sur la croissance de la plante
L’amendement en biochar peut avoir un effet bénéfique sur la croissance des plantes
(Biedermann et Harpole, 2013). Par exemple, Graber et al. (2010) ont étudié l’apport de
biochar de citronnier (1, 3 et 5% m/m) sur la croissance de la tomate et du poivron dans
de la fibre de coco. Selon leurs résultats, la croissance de la tomate et du poivron a été
significativement plus élevée dans les substrats amendés en biochar que dans le témoin
sans amendement. Une autre étude a démontré un effet bénéfique sur la croissance de la
tomate et du poivron suite à un amendement en biochar dans un sol sableux (Harel et al.,
2012). Par contre, aucun effet significatif sur la croissance de la plante entre les deux
doses d’applications de biochar (1 et 3% m/m) n’a été observé. Pour ce qui est de l’étude
de Vaughn et al. (2013), des effets divergents ont été observés sur la croissance des
plants de tomate et de Marigold amendés avec une dose de 5, 10 ou 15% (v/v) de biochar
de bois ou de paille.
Bien qu’un amendement de biochar peut avoir des effets positifs, ceci peut aussi
occasionner des effets neutres et même nuisibles à la croissance de la plante. Ceci peut
dépendre des propriétés physicochimiques du biochar (Manya et al., 2012). C’est le cas
des biochars fabriqués à partir de litières de volaille. Ces biochars possèdent
généralement une forte concentration en sodium. Selon une étude réalisée par Revell et
al. (2012), l’application de 2,5% (m/m) de biochar, fabriqué à partir de litières de volaille,
avait une concentration en sels solubles (1,2 dS m-1) très élevée. Ils constatent que la
concentration en sels était beaucoup trop élevée pour la croissance du poivron. Rajkovich
et al. (2012) ont également mesuré une concentration élevée en sodium dans les biochars
de litières de volaille, mais aussi dans ceux de bovin et de rebuts de pâtes et papiers.
Cette concentration élevée en sels expliquerait la réduction de la croissance du maïs dans
leur étude. Enfin, Rajkovich et al. (2012) mentionnent qu’une application supérieure à 2%
(m/m) (≈ 26 t ha-1) de biochar n’a pas amélioré la croissance du maïs. Ils mentionnent que
12
l’effet du biochar varie beaucoup avec le type de sol et le type de culture et qu’une
interaction entre la plante, le sol et le type de biochar est possible.
D’autre part, une étude récente rapporte que l’ajout de 5% (m/m) de biochar (mélange
d’écorces de riz et de coton) dans un loam sableux a permis de réduire les apports en eau
sans affecter les rendements d’une culture de la tomate (Akhtar et al., 2014). Selon les
auteurs de cette étude, l’augmentation du pouvoir de rétention dans le sol amendé en
biochar pourrait avoir contribué à réduire le nombre d’irrigations. Toutefois, des effets
divergents peuvent se manifester et cela va dépendre des exigences nutritionnelles, du
type de cultivar et du stade de développement de la plante (Vaccari et al., 2015).
1.6 Effets du biochar sur la biologie du sol
Dans la plupart des études, il a été démontré que la biomasse microbienne avait
augmenté suite à l’ajout de biochar dans les sols (Gul et al., 2015). De plus, l’apport en
biochar aurait créé des changements importants dans la composition des communautés
microbiennes incluant les mycorhizes et l’activité des enzymes (Anderson et al., 2011; Gul
et al., 2015; Warnock et al., 2007). Selon Anderson et al. (2011), l’ajout de biochar pourrait
potentiellement influencer la croissance de certains groupes de microorganismes
impliqués dans le cycle de l’azote, du carbone et du phosphore dans le sol. De plus, le
biochar pourrait avoir un impact positif sur la composition des communautés microbiennes
du sol et favoriser certaines espèces impliquées dans la dénitrification complète de l’azote
(Xu et al., 2014 ; Harter et al., 2014 ; 2016). Cependant, peu d’études existent à ce jour
sur les relations entre le type de biochar et la diversité des populations microbiennes dans
le sol (Ding et al., 2016 ; Gul et al., 2015 ; Harter et al., 2016).
Des études rapportent que l’amendement de biochar peut favoriser la croissance de
certains groupes d’organismes bénéfiques à la croissance de la plante (Graber et al.,
2010 ; Kolton et al., 2011 ; Harel et al., 2012). Par exemple, Graber et al. (2010) ont
observé une augmentation de Pseudomonas spp., Trichoderma spp et de Bacillus spp
dans la rhizosphère d’une culture du poivron amendé en biochar comparativement au
témoin sans amendement. Pour ce qui est de l’étude de Kolton et al. (2011), ceux-ci ont
observé des effets divergents sur les populations bactériennes. D’après leurs résultats, il y
a eu une augmentation de 12 à 30% des bacteroidetes et une diminution de 71 à 47% des
Proteobacteria suite à l’amendement en biochar. Pour leur part, Harel et al. (2012) ont
13
constaté une augmentation de la population bactérienne totale et de Bacillus spp suite à
un apport de 1 à 3% (m/m) de biochar. Par contre, aucun effet apparent sur le
développement des bactéries du genre Pseudomonas spp., et des champignons du genre
Actinomycetes spp n’a été observé. Dans le cadre d’une autre étude, l’amendement de
biochar semble avoir eu un rôle important dans l’induction d’une réponse systémique chez
la plante contre des microorganismes pathogènes. Elad et al. (2010) ont constaté que
l’addition de biochar provenant de bois de citronnier (1, 3 et 5% m/m) dans un mélange de
substrat horticole et dans un sol sableux a permis une meilleure résistance contre deux
champignons pathogènes foliaires (Botrytis cinerea et Leveillula taurica) chez la tomate et
le poivron. Toutefois, une récente étude rapporte que l’ajout de 50% (v/v) de biochar de
pin pyrolysé à 475˚C dans un substrat organique a favorisé le développement du Pythium
ultimum, un agent pathogène, dans différentes cultures de serre (géranium, basilic, laitue
et poivron) (Gravel et al., 2013). Cependant, aucun effet négatif visible sur la plante n’a été
observé dans leur étude. Selon une récente revue littérature, le biochar pourrait altérer les
signaux entre la plante et les microorganismes du sol et modifier l’équilibre de la
microchaîne trophique du sol (Soil Food Web) favorisant ainsi certaines espèces
microbiennes au détriment d’autres organismes (Ding et al., 2016).
Selon Matsubara et al. (2002), le biochar peut augmenter l’efficacité des champignons
mycorhiziens arbusculaires à protéger les racines de leur plante hôte contre les infections
transmises par des organismes pathogènes. Dans certains cas, il a été démontré que les
pores du biochar pouvaient servir de refuge pour les bactéries et les champignons dans le
sol. Par la grosseur de ses pores, le biochar peut servir d’habitat aux microorganismes
(0,3 à 3,0 μm pour les bactéries; 2 – 80 μm pour les champignons; et 7 – 30 μm pour les
protozoaires) qui les protègent contre les microarthropodes, des prédateurs du sol
(Warnock et al., 2007; Gul et al., 2015). Toutefois, la biodisponibilité des certains éléments
minéraux tels que le carbone, l’azote, le phosphore, et le sodium dans le sol amendé en
biochar peut influencer négativement les populations microbiennes. De plus, la libération
de produits toxiques retrouvés dans le biochar pourrait aussi jouer un rôle important sur
l’inhibition du développement des microorganismes du sol (Ding et al., 2016 ; Warnock et
al., 2007). Récemment, l’International Biochar Initiative (IBI, 2015) a établi des normes
pour qu’un biochar puisse être utilisé comme amendement. Le IBI (2015) propose des
concentrations limites en hydrocarbure (HAPs, dioxine et éthylènes) et en métaux lourds
pour ne pas nuire à la croissance de la plante et à la microflore du sol.
14
Il est maintenant connu que les propriétés physicochimiques des biochars, telles que la
sorption, la structure des pores, la surface spécifique, le pH et la matière minérale jouent
un rôle important sur la biologie du sol. Toutefois, peu d’études existent dans la littérature
sur les interactions entre le biochar, le sol, les microorganismes et la plante,
simultanément (Gul et al., 2015 ; Ding et al., 2016). Selon Lehmann et al. (2011), cette
lacune entrave la connaissance des mécanismes par lesquels le biochar influence les
microorganismes du sol, la faune et la rhizosphère.
L’arrivée de nouveaux outils de séquençage haut débit, depuis seulement quelques
années, permet d’analyser plus précisément la composition de ces communautés
microbiennes et les interactions entre les différentes populations. Ces nouveaux outils
représentent une opportunité pour mieux comprendre les acteurs-clés des cycles
biogéochimiques que sont les microorganismes, afin de répondre aux défis posés en
agriculture (Bardgett et al., 2014).
En somme, voyant la grande variabilité des résultats dans la littérature concernant les
propriétés physicochimiques des biochars, d’autres recherches sont nécessaires afin
d’approfondir nos connaissances dans les mécanismes et les interactions du biochar avec
le sol, les microorganismes et la plante. Ces recherches permettront d’élaborer des
biochars de qualités favorables à la productivité du sol et à la croissance de la plante. De
plus, ces recherches permettront de bien conseiller les entreprises et les agriculteurs afin
qu’ils puissent participer à une agriculture plus durable.
1.7 Objectifs et hypothèses
En se basant sur la littérature, les hypothèses de ce travail sont que les propriétés
physicochimiques d’un biochar utilisé comme amendement vont influencer :
1) Les propriétés physicochimiques du sol ;
2) Les émissions des gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) ;
3) Les rendements de la plante ;
4) La disponibilité des éléments minéraux et de l’eau ;
5) L’activité et la structure des communautés microbiennes.
L’objectif général de la thèse est de comprendre comment les propriétés
physicochimiques d’un biochar affectent la productivité du sol, l’activité et la composition
15
des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Les objectifs spécifiques de
la recherche sont d’évaluer l’effet d’un amendement en biochar sur sa capacité à :
1) Réduire les émissions des gaz à effet de serre ;
2) Améliorer la croissance de la tomate et du poivron de serre ;
3) Améliorer l’efficacité de l’utilisation des engrais et de l’eau ;
4) Modifier l’activité et la structure des communautés bactériennes dans un substrat
horticole et dans un sol minéral.
16
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21
Chapitre 2
2.0 An incubation study on the mitigation of CO2 and N2O
emissions from a nitrogen fertigated horticultural growing
medium supplemented with biochars and compost
Sommaire
Peu d’études ont traité de l’effet de l’ajout de différents biochars sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un substrat à base de tourbe permettant d’atténuer les émissions en CO2 et N2O. Puisque la nature de la biomasse et la température de pyrolyse influencent les propriétés physicochimiques du biochar, différents biochars ont été produits et évalués: écorces d’érable pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin pyrolysés à 700°C et copeaux de saule pyrolysés à 400°C. Le substrat à base de tourbe a été amendé avec 15% (v/v) de biochar et enrichi ou pas avec un compost (4% v/v). Les microcosmes, sans plante, ont été placés dans une chambre d’incubation, à température (22˚C) et à humidité (65% humidité relative) constante durant 58 jours. Chaque semaine, une fertilisation azotée liquide (183 mg N L-1) a été ajoutée dans tous les traitements. L’humidité du substrat a été maintenue à 60% de la saturation des pores en eau. Les résultats ont montré que l’atténuation des émissions en CO2 et N2O dans le substrat à base de tourbe a été différente selon les propriétés physicochimiques des biochars. Le biochar d’érable produit à 550°C a maintenu une efficacité d’atténuation en CO2 élevée en relâchant 49% moins de CO2 que le témoin sans amendement. Le cumulatif total des émissions en N2O a été trois fois plus faible dans les biochars d’érable et celui du saule que le témoin. L’ajout de compost a significativement augmenté les émissions de CO2 et réduit celle en N2O, notamment dans la tourbe amendée avec le biochar d’érable produit à 400°C, lequel a relâché 50% moins de N2O tout au long de l’incubation. Les résultats suggèrent que les effets du biochar dans un substrat horticole sont comparables à ceux dans un sol minéral sans plante et plusieurs mécanismes d’atténuation peuvent se produire simultanément. L’alcalinité, la stabilité du carbone, la porosité et la rétention en eau constituent les facteurs principaux qui ont affecté les émissions en CO2 et en N2O dans le substrat horticole sans plante.
22
Abstract
Few studies showed that biochar could have a potential use in the horticultural growing medium (GM) to improve its physicochemical and biological properties and mitigate CO2 and N2O emissions. Since feedstock nature and pyrolysis temperature influence biochar physicochemical properties, the following biochars were produced and tested: maple bark pyrolyzed at 400°C, 550°C and 700°C, pine chips pyrolyzed at 700°C, and willow chips pyrolyzed at 400˚C. A peat-based GM was amended with 15% (v/v) biochar, with or without compost (4% v/v). Experimental units, without plants, were incubated for 58 days in a room chamber maintained at 22°C and 65% relative humidity, and mineral nitrogen fertilizer was added (183 mg N L-1) weekly to all treatments. Water was added to maintain GM moisture at 60% water-filled pore space. Results showed that mitigation of CO2 and N2O emissions in GM was different according to biochar physicochemical properties. Maple biochar produced at 550 ˚C maintained the highest efficiency to mitigate CO2, releasing 49% less CO2 from the GM than control unamended, whereas the total cumulative N2O emissions was three times lower in maple and willow treatments than in control. In all treatments, addition of compost significantly increased CO2 and reduced N2O emissions, notably in GM amended with maple biochar produced at 400˚C, which released 50% less N2O throughout the study. The biochar effects were comparable in peat-based GM and the mineral soil, and several mitigation mechanisms may have occurred simultaneously. Alkalinity, carbon stability, porosity, and water retention were the main factors that affected the CO2 and N2O emissions in peat-based GM without plants.
23
2.1 Introduction
Peat-based growing media (GM), mainly composed of sphagnum moss are largely used in
horticultural industry and the commercialization of these products expanded considerably
during the last half-century (Caron et al., 2015). However during plant production the
decomposition of sphagnum moss by microorganisms and the oxidation of organic matter
are among the factors compromising the stability of GM (Nemati et al., 2014; Caron et al.,
2015). The perlite and vermiculite are usually used in GM to improve the physicochemical
properties (drainage and porosity) of sphagnum moss (Headlee et al., 2014; Nemati et al.,
2014). But these aggregates are expensive and nonrenewable, making biochar and
compost interesting cheaper potential alternatives (Nemati et al., 2014; Headlee et al.,
2014; Caron and Rochefort, 2013; Caron et al., 2015). However, the use of these two
latter compounds is subject of controversy, due to the possible presence of toxic
components and pathogens, to nitrogen (N) immobilization, and to poor aeration (Cox et
al., 2012; Caron and Rochefort, 2013).
Significant N losses from greenhouse vegetable production were also observed (Ryden
and Lund, 1980). The denitrification of nitrate is responsible for the release of N2O, a
potent greenhouse gas (GHG) involved in global warming (Ryden and Lund, 1980). In
previous studies, high CO2 and N2O emissions were measured in peat caused by their
high C content, moisture and pH, and by the high input of N fertilizer (Pihlatie et al., 2004;
Amha et Bohne, 2011; Amha et al., 2011). In order to improve the physicochemical
properties of peat-based GM and to reduce their GHG emissions, amendment with
biochars might be a good solution allowing the development of a sustainable horticultural
production.
Several studies indicate that biochar, the stable product of biomass pyrolysis, can improve
plant growth by increasing soil pH, porosity, and water retention, and by promoting
microbial activity and nutrient availability (Graber et al., 2010; Dumroese et al., 2011;
Nemati et al., 2014; Headlee et al., 2014; Bedussi et al., 2015). In a tropical agricultural
soil, addition of biochar combined with compost improved the soil organic carbon content;
helped reach balanced fertilization and increased the mitigation of CO2 and N2O emissions
(Agegnehu et al., 2015; 2016). However, differences in the reported results can probably
24
be attributed to the physicochemical properties of biochars, which varies according to the
feedstock and the pyrolysis temperature used (Brewer et al., 2011; Lehmann and Joseph,
2009; Cayuela et al., 2014).
Mitigation of CO2 and N2O emissions by biochars were mainly studied in amended mineral
soils (Cayuela et al., 2014; Ameloot et al., 2013b) and little information is available for
peat-based GM (Bedussi et al., 2015; Fornes et al., 2015; Nemati et al., 2014). Compared
to mineral soils, peat-based GM have quite different properties such as a lower bulk
density (1.4 for soil vs 0.09 g cm−3 for peat), a higher porosity (0.4 vs 0.9 cm3 cm−3), and a
higher relative gas diffusivity (soil free air; 0.04 vs 0.15 cm3 cm−3) (Caron et al., 2015).
According to chemical and biological properties, the microbial activity and N mineralization
are comparable or greater in peat than in mineral soils (Rangeley et al., 1988). In previous
studies, higher N2O emissions were measured in peat soil than in clayey and loamy soils
at 70% water-filled pore space (WFPS) (Pihlatie et al., 2004), and in peat at 60% WFPS
was a critical limit threshold above which denitrification rates increased considerably
(Amha and Bohne, 2011).
Little information is available on the use of biochar as an amendment to peat-based GM to
improve their physicochemical and biological properties and to mitigate greenhouse gas
emissions. Therefore, it is necessary to evaluate how the physicochemical properties of
different biochars can affect the mineralization of carbon and nitrogen, microbial activity
and the mitigation of greenhouse gas emissions in the peat-based GM. The aim of this
study was to determine how the physicochemical properties of biochars added to a peat-
based GM, enriched or not with compost, can affect carbon and nitrogen mineralization
and the mitigation of the GHG. The hypothesis was that the mitigation of CO2 and N2O by
biochar in a peat-based GM can be influenced by the physicochemical properties of the
biochar used and by carbon availability and it can decrease over time even in the
presence of a regular input of N fertilization.
2.2 Material and methods
2.2.1 Biochar production and characterization
Five biochars prepared from three different feedstock natures, at different pyrolysis
temperatures were used in this work (Table 2.1). Three biochars from maple barks (Acer
saccharum; size fractions between 0.5 and 5 cm) were produced by Award Caoutchouc &
25
Plastique Ltée (Quebec, CA), at 400˚C (M400) in a BEK biochar experimenter’s Kit (All
Power Labs; ~10˚C minute-1 heating rate, ~1 h residence time), and at 550˚C (M550) and
700˚C (M700) in a modified furnace. A pine chips (Pinus strobus; fractions size between 1
and 1.5 cm) biochar produced at 700˚C (P700) in a BEC Beta Base Unit; a mobile 0.25-ton
hr-1 production unit, was purchased from Biochar Engineering (Colorado, USA). The last
biochar from willow chips (Salix Viminalis; size fractions ~0.3 cm) was produced by
Biopterre research center (Quebec, CA) at 400˚C (W400) in an Abri-Tech Inc; mobile unit
0.04-ton hr-1. Biochars were ground and sieved a 2 mm before their physicochemical
characterization and their use in the incubation experiment.
2.2.1.1 Chemical characteristics of biochars
Unless otherwise specified chemical measurements were performed in triplicate. Biochar
pH was measured as described by Rajkovich et al. (2012) by adding 1 g of biochar in 20
mL deionized water, pH (H2O) or 20 mL 0.01 M CaCl2 solution, pH (CaCl2). After 1.5 h
agitation pH was measured on the filtrate passing a VWR grade 413 filter paper (5µm).
Electrical conductivity (EC) was determined in the water filtrate using an YSI model 32-
conductance meter (Yellow Springs Instrument Co. Inc., Ohio, USA). The calcium
carbonate equivalence (CCE %) of biochar was determined by titration (AOAC, 1990). The
potential cations exchange capacity (CEC) was determined by extraction in ammonium
acetate pH 7 as described by Rajkovich et al. (2012) and by inductively coupled plasma
optical emission spectroscopy (ICP-OES, Perkin Elmer Optima 4300DV, Connecticut,
USA). The base saturation was calculated from the sum of the total bases divided by CEC
values using the following equation:
Base saturation (%) = [Ca2+ + Mg2+ + K+ + Na+ (cmol kg-1) / CEC (cmol kg-1)] x 100
The dry and volatile matters and ash content were determined by thermogravimetric
analysis (TGA701, Leco Corporation, Michigan, USA) using 0.1 g biochar. Nitrate and
exchangeable ammonium nitrogen were determined according to the method of Maynard
et al. (2007) adapted as described below. Briefly, 1 g of biochar was extracted with 25 mL
of 2.0 M KCl and filtered through VWR 410 filter paper. The extracts were kept frozen at -
20˚C until analyzed with an automated ion analyzer (QuickChem® FIA+ 8000 Series,
Lachat Instrument, Colorado, USA). A subsample of biochars was finely ground, and
sieved using an 800-μm nylon screen (Aquamerik inc, Quebec, CA) to determine C/H/N/S
26
and O total contents (duplicate) by dry combustion analysis (TruSpec® Micro elemental
series, Leco Corporation, Michigan, USA).
Total phosphorus and metal concentrations were determined in duplicate (Table S2.1)
using 3051A method (EPA, 2007) with microwave reaction system (Anton Paar®
Multiwave 3000, Graz, AT). Briefly, 10 mL concentrated nitric acid (HNO3) were added to
0.5 g biochar before the digestion in the microwave, and deionized water was added to the
sample digested to obtain a final volume of 50 mL. The digests produced were conserved
at 4˚C and quantified by inductively coupled plasma mass spectrometry (ICP-MS).
To investigate the capacity of biochars to retain NO3- and NH4
+ (Table S2.2), 1.0 g of each
biochar was added into 25 mL of NH4NO3 solution (1000 mg N L-1) and shaken for 48 h at
160 strokes per minute in 50-mL centrifuges tubes. Samples were centrifuged
(EppendorfTM, Centrifuge Model 5810, Hamburg, DE) at 5000 rpm (4300 x g) for 20
minutes and filtered (VWR 410 filter). The filtrates were kept at 4˚C and analyzed, within
24 h using ions chromatography systems (Thermo Fisher Scientific, California, USA), for
NH4+ (Dionex ICS-2100) and NO3
- (Dionex ICS-1100). The concentration of adsorbed NO3-
N and NH4-N was determined by calculating the difference of ion concentrations in
NH4NO3 solution added and the concentration in the solution recovered in the filtrates,
according to the following equation:
N adsorption (%) = ([Nadd] – [Next] / [Nadd]) x 100
Where [Nadd] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution
added, and [Next] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution
recovered in the filtrates.
27
Table 2.1 Physicochemical characteristics of biochars.
Parameters M400 M550 M700 P700 W400 Feedstock nature Maple
bark Maple bark
Maple bark
Pine chips
Willow chips
Pyrolysis temperature 400˚C 550˚C 700˚C 700˚C 400˚C pH (H2O) 10.1 c 11.3 a 11.1 b 7.4 c 8.2 c pH (CaCl2) 9.6 c 11.4 a 10.9 b 7.0 c 8.0 c EC (mS cm-1) a 0.6 b 1.4 a 1.1 a 0.1 c 0.4 bc CCE (%)b 14.5 b 17.5 a 15.3 ab 8.9 c 9.3 c Base saturation (%) 100.0 a 100.0 a 100.0 a 32.7 b 100.0 a Ca2+ (cmol kg-1)c 108.1 c 174.2 a 146.9 b 16.5 e 44.4 d Mg2+ (cmol kg-1) 9.0 b 12.2 a 10.0 b 2.1 c 2.9 c K+ (cmol kg-1) 19.3 b 23.3 a 20.9 b 11.6 c 24.8 a Na+ (cmol kg-1) 1.2 b 1.5 ab 2.4 a 1.0 b 1.6 ab CEC (cmol kg-1) d 53.5 b 62.6 b 60.5 b 96.2 a 58.4 b Dry matter (%) 96.5 b 95.8 c 96.6 a 93.2 e 95.7 d Ash content (%) 15.8 c 23.6 a 20.1 b 4.8 e 7.5 d Volatile matter (%) 36.6 a 29.4 c 33.7 b 15.8 e 17.7 d Total C (%)1 59.15 54.57 54.04 76.09 74.50 Total H (%)1 2.45 2.03 2.42 1.88 2.54 Total N (%)1 1.02 0.93 0.63 1.24 0.78 Total S (%)1 < 1.0 < 1.0 < 1.0 < 1.0 < 1.0 Total O (%)1 14.99 13.24 14.16 9.64 8.37 C:N ratio1 57.99 58.68 85.78 61.36 95.51 NO3-N (mg kg-1) 0.69 b 1.27 ab 0.78 b 1.53 ab 2.14 a NH4-N (mg kg-1) 0.00 ns 1.05 ns 1.39 ns 1.06 ns 0.67 ns Bulk density (g cm-3) 0.42 a 0.42 a 0.39 a 0.17 c 0.26 b Particle density (g cm-3) 1.67 bc 1.78 a 1.71 b 1.66 c 1.52 d Total porosity (cm3 cm-3) e 0.75 c 0.76 c 0.77 c 0.90 a 0.83 b
Means (n = 3) in a row followed by different letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test) 1 Means (n=2) a Electrical conductivity b Calcium carbonate equivalence c In the highly alkaline biochars Ca is also extracted from carbonate. d Cation exchange capacity e Total porosity = 1- (bulk density / Particle density) M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C.
28
2.2.1.2 Physical characteristics
Physical measurements were performed in triplicate. The water retention curve (desorption
curve) of each biochar (Fig. S2.1) was determined using a low-tension table according to
the method of Reynolds and Topp (2007) adapted as described below. Briefly, a metal
cylinder (3 cm diameter and 2.8 cm height) with a 15-μm nylon mesh opening (Sefar
Nitex®, Quebec, CA) in the bottom was filled with biochar and dropped 3 times from 0.15
m to allow a good contact between particles before saturation of biochar into a container of
distilled water during 72 h to obtain a complete saturation. A tensiometer (TX model,
Hortau Inc, Quebec, CA) was inserted vertically at the middle-height (~2.2 cm) of the
sample to monitor matric potential and to determine the steady state. The sample was put
on the pre-saturated tension table and desorption curve was determined by using 0.0, -0.1,
-0.2, -0.3, -0.4, -0.5, -0.6, -0.7, -0.8, -0.9, -1.0 m tensions. Sample weight, volume and
matric potential were measured after equilibrium at each tension of the desorption curve.
When maximal desorption was achieved, the sample was oven-dried at 105˚C for 24 h and
weighed to calculate the dry bulk density (BD) and volumetric water content at each
tension of the curve (Reynolds and Topp, 2007).
The particle density (PD) of biochar (12 g) was determined using ASTM B923-10 method
(ASTM, 2010) with a helium pycnometer (AccuPyc™ 1330 Micromeritics, Georgia, USA).
Total porosity (TP) was calculated by using the BD and PD values according to the
following equation:
TP (cm3 cm-3) = 1- BD (g cm-3) / PD (g cm-3)
The particle-size distribution (Table S2.1) was determined using progressive dry sieving.
Briefly, 100 g biochar was shaken through nine sieves (2000 μm, 1700 μm, 1000 μm, 500
μm, 425 μm, 250 μm, 150 μm, 106 μm and 53 μm) at 278 oscillations per min, 150 taps
per min, and 2.86 x 1.11 cm displacement during 3 min (Ro-Tap® Sieve Shakers, RX-29
model, Ohio, USA). The content retained by each sieve was weighed.
2.2.2 Peat-based GM formulations
A commercial sphagnum peat moss produced by Premier Tech Company (Quebec,
Canada) was used for preparing the peat-based GM. The control GM contained in volume:
29
73% dry sphagnum peat moss and 27% perlite. Biochars amended GM contained in
volume: 73% dry sphagnum peat moss, 12% perlite and 15% dry biochar. During the
making of mixtures, the pH of control and biochar treatments was adjusted with dolomitic
limestone and calcic limestone to obtain a pH between 5.4 and 6.4, as follows:
1) Control (pH = 5.4): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.75 g L-1 calcic limestone 2) M400 treatment (pH = 6.4): 1 g L-1 dolomitic limestone 3) M550 treatment (pH = 6.3): 1 g L-1 dolomitic limestone 4) M700 treatment (pH = 6.2): 1 g L-1 dolomitic limestone 5) P700 treatment (pH = 5.6): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.25 g L-1 calcic limestone 6) W400 treatment (pH = 5.5): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.25 g L-1 calcic limestone
Half of each formulation (control and biochar treatments) was mixed with a volume of 4%
air-dry peat and shrimps commercial compost sieved at 2 mm (N/P/K of 1.5-1.0-1.0; C:N of
20; pH of 6.8) produced by Fafard (Quebec, CA).
2.2.2.1 Peat-based GM properties
The pH and the available mineral element concentrations (total dissolved nitrogen (DN),
NO3-, dissolved organic carbon (DOC), dissolved inorganic carbon (DIC) of treatments
were conducted following the saturated media extract (SME) method (Warncke and
Krauskopf, 1983). Briefly, 150 mL of GM were mixed with 200 mL deionized water until
saturation, left on the bench for 1 h to equilibrate, and pH was then measured in the
saturated sample. Samples were then filtered through Nylaflo™ membrane disc filter (0.45
μm pore size) and all subsequent analyses were done on the filtrates. The DN, DOC and
DIC were quantified with a TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary
Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, USA) and NO3- was quantified by ionic
chromatography (Model Dionex ICS-1100, Thermo Fisher Scientific, California USA). Total
nitrogen (TN) and carbon (TC) of GM (0.2 g) were determined by combustion with a
MACRO elemental analyzer (vario MACRO CNS, Hanau, DE), and the C:N ratio was
calculated with TC and TN values. The dry matter of GM (0.1 g) was determined by
thermogravimetric analysis method (TGA701, Leco Corporation, Michigan, USA).
2.2.3 Incubation
The incubation experiment comprised 12 treatments (control GM and five GM-biochar
treatments M400, M550, M700, P700 and W400, with or without compost). The incubation
experiment was performed in 500 mL Mason glass jar (unit) containing 250 mL of GM
30
packed to a bulk density of 0.2 g cm-3 and moistened to 60% WFPS with 63 mL of N
fertilizer solution containing in mg L-1: 177 NO3-N, 6 NH4-N; pH 4.9; 2.2 mS cm-1 EC. The
experiment was laid out as a randomized complete block design, with four replicates
prepared for each sampling date (7, 16, 23 and 58 d after the pre-incubation period) to
allow for destructive sampling. To minimize evaporation, jars were covered with a silver lid
holed in the middle (Ø 0.5 cm) to allow gas exchange. The jars were placed in a dark-
incubation chamber at 22˚C with 65% relative humidity. After the pre-incubation period of
21 d, 1 mL of N fertilizer solution was uniformly added on the surface of each treatment
every week, 24 h before gas sampling and GM analysis, to simulate a fertigation and to
supply substrate for denitrification. Deionized water was also added (~ 1 − 2 mL) every
week at the same time of N fertilizer to keep constant moisture in GM. At each sampling
date, the jars were removed from the experiment and the GM was thoroughly mixed before
analyses were performed.
2.2.3.1 Chemical analysis
A 9-g sub-sample was taken for determination of gravimetric water content by oven drying
at 105˚C for 24 h. The pH, and the available mineral element concentrations DN, NO3-,
DOC, DIC, of peat-based GM were conducted following the SME method (Warncke and
Krauskopf, 1983). Because of the high moisture content of the GM, only 75 mL of
deionized water was mixed with 150 mL of GM. Analyses were performed on the extracted
solution using TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-
VCPH + TNM-1, Maryland, USA) for DN, DOC and DIC and Dionex ICS-1100 ions
chromatography systems (Thermo Fisher Scientific, California, USA) for NO3-.
2.2.3.2 Biological analysis
Total-microbial-enzymatic activity was measured by hydrolysis of fluorescein diacetate
(FDA) according to the method of Adam and Duncan (2001) modified as follows. Briefly, in
50 mL centrifuge tube 2 g of GM sample were added to 15 mL of 60 mM potassium
phosphate buffer (pH 7.6). Blanks were also prepared. To start the reaction each tube
received 0.2 mL of FDA stock solution (1000 μg mL-1). The tubes were shaken (InnovaTM
4900, Multi-Tier Environmental Shaker, New Brunswick Scientific, New Jersey, USA) at
200 rpm for 20 min at 30˚C, centrifuged (Allegra® 25R Centrifuge, Beckman Coulter®,
California, USA) at 4100 rpm (3007 x g) for 5 min and 300-μL supernatant of each sample
31
was rapidly placed in a cell of 96-well microplate (Costar® 3595). The fluorescence of the
supernatant was measured 40 min after the beginning of the reaction, at 490 nm with an
ultra-fast UV/Vis spectrometer (FLUOstar® Omega, BMG Labtech, Ortenberg, DE),
against a sodium fluorescein standard curve (five point calibration).
At the end of the incubation (day 58), microbial biomass C and N (MBC and MBN) were
determined according to the chloroform fumigation-extraction method (Voroney et al.,
2008) adapted for this study. Briefly, 10 g of the sample were fumigated in a glass
dessicator with ethanol-free CHCl3 for 24 h in the dark. Carbon and nitrogen content from
fumigated and non-fumigated samples were extracted with 37.5 mL of 0.25 M K2SO4,
filtered through Whatman GF 934-AH filter paper, and the filtrates were stored at 4˚C and
analyzed within 24 h with a TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary
Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, USA). The MBC and MBN concentrations were
subsequently calculated as proposed by Voroney et al. (2008) by using extraction
coefficients of 0.35 and 0.50 for MBC (KEC) and MBN (KEN), respectively.
2.2.3.3 Gas sampling
After the pre-incubation period, the headspace was subsampled at 1, 3, 5, 7, 9, 16, 23, 30,
37, 44, 51, and 58 days of the incubation, 24 h after each N-fertigation. At each
measurement, the lids were sealed exactly 30 min before the first sampling, and the jars
were kept closed 24 h. Preliminary testing confirmed that the gases were accumulating
linearly well beyond 24 h (data not shown). Air samples (20 mL) were taken and replaced
by 20 ml of helium through a rubber septum using a syringe at 0.5, 6, and 24 h and
transferred into pre-evacuated vials (12-mL Exetainer vials; Labco, High Wycombe, UK).
Gas concentrations (CO2, N2O and CH4) were determined within 7 d with a gas
chromatograph equipped with an electron capture detector (Model 450 GC; Bruker Ltd.,
Ontario, CA) and a headspace auto injector (Combi Pal; CTC Analytics, Zurich,
Switzerland). Gas emissions were calculated according to the equation of N2O-N flux
developed by Rochette and Bertrand (2008) and cumulative gas emissions were
calculated by linear interpolations between sampling dates.
2.2.4 Statistical analysis
All statistical analyses were conducted by using Proc Mixed procedure of SAS 9.3 (SAS
Institute Inc., North Carolina, USA). A one-way analysis of variance (ANOVA) including
32
factor biochar type with three replicates was carried out with the physicochemical
characteristics of biochar as dependent variables. The variance homogeneity was verified
by a graphical analysis of the residuals and no transformation was necessary. The
significant differences between means were established by Tukey’s test at p < 0.05.
Data from the incubation study were analyzed according to a randomized complete block
design with four replicates. A three-way analysis of variance (ANOVA) was applied to
determine how pH, EC, available mineral element concentrations (DN, NO3-, DOC, DIC)
and FDA hydrolysis rates were affected by biochar, compost, time, and their interactions.
A repeated-measures univariate analysis of variance (ANOVA) was used to test the effect
of biochar, compost, and their interaction on the cumulative CO2 and N2O emissions. The
variance homogeneity was verified by a graphical analysis of the residuals and no
transformation was necessary. Then, a one-way analysis of variance (ANOVA) including
factor biochar type was conducted with the MBC, MBN and total cumulative of CO2 and
N2O emissions as dependent variables. Means were compared by Tukey’s test at p
< 0.05. Pearson product-moment correlation was performed to assess the linear
relationship between two normally distributed interval variables.
2.3 Results
2.3.1 Biochar characterization
The physicochemical properties of biochars were different (p < 0.05) according to the
feedstock nature and the pyrolysis temperature (Table 2.1). In general, the pH, EC, CCE,
base saturation, Ca2+ and Mg2+ were higher in the maple biochars than in the P700 and
W400, and maximum values were observed in M550 (Table 2.1). The concentrations of K+
and Na+ were significantly lower in P700, while the CEC was twofold higher in P700
compared to other biochars. Biochar P700 had the highest humidity (6.8%) and the lowest
ash (4.8%) and volatile matter (15.8%) contents. Among maple biochars, the ash content
was lower in M400 and increased at higher pyrolysis temperature, while the volatile matter
was superior in M400 and decreased at higher pyrolysis temperature (Table 2.1). Total C,
N, H, S and O were only performed in duplicate and therefore results shown in Table 2.1
are only trends. The C content was lower in maple biochars (56%) than in P700 (76%) and
W400 (75%), while the hydrogen and N content were comparable in all biochars. Sulfate
was undetectable in all biochars and oxygen was higher in maple biochars than in P700
33
and W400 biochars (Table 2.1). The C:N ratio tend to increase with pyrolysis temperature
in maple biochars, and was superior in W400. The NO3-N and NH4-N concentrations were
low (< 2.1 mg N kg-1) and similar between feedstock nature and pyrolysis temperature. The
highest bulk density and particle density were measured in the maple biochars (~0.4 g cm-
3), whereas the total porosity was higher in P700 (0.9 cm3 cm-3) (Table 2.1). Further
physicochemical properties of biochars such as total phosphorus concentration, metal
content, particle size fractions, NO3- and NH4
+ adsorption capacity, and water retention
curves are available in supplementary material (Tables S2.1 and S2.2; Fig. S2.1).
2.3.2 Effect of incubation time on the chemical properties of the saturated media extracts
Three weeks before the beginning of the incubation study (start of the pre-incubation
period), addition of the different biochars increased the total nitrogen in the GM from 0.4%
in the control to 0.6-0.8% in the GM amended with M550 or P700 and W400 biochars.
Similarly, total carbon in the GM increased by the addition of biochars, from 23.4% in the
control to 45-51% in P700 and W400. As a result the C/N ratio of the control (61) was
similar to that of W400 (63), but ranged from 70 in M700 to 79 in P700 (Table S2.3).
Addition of compost to GM doubled the total N content of the control (0.9%) and slightly
increased it in all biochars treatments.
The presence of biochars significantly (p < 0.01) affected all the GM chemical and
biological properties studied (Table S2.4), but with the exception of the pH, these
properties varied with time as indicated by the observed biochar x time significant
interactions.
In the absence of compost, DN and NO3- concentrations of the GM extracts were constant,
but significantly lower (p < 0.05) in all biochar treatments than in control (Figs. 2.1a and
2.1c). At all sampling dates extracts from M400 treatment contained the lowest
concentration of NO3- (average of 54 mg N kg dry peat-1), which was 12 times lower than in
the control (652 mg N kg dry peat-1) (Fig. 2.1c; Table S2.5). Addition of compost increased
the average concentrations of DN and NO3- in the GM extracts of some biochars treatment
(Figs. 2.1b and 2.1d; Table S2.5). However, the NO3- concentration in M400 treatment with
compost was 20 times lower (p < 0.05) than the control (Fig. 2.1d; Table S2.5). A 31%
decrease in NO3- (p < 0.05) was observed with M550 between the start and the end of the
34
incubation time when compost was added (Fig. 2.1d; Table S2.5). No NH4+ concentration
was detected in all treatments and in control throughout the incubation.
In contrast to DN and NO3-, the DOC in the absence of compost was higher in all biochar
treatments than in control, especially in M400 treatment (~2355 mg Corg kg dry peat-1),
where it was three times higher (p < 0.05) than in control (869 mg Corg kg dry peat-1) (Fig.
2.2a; Table S2.6). Adding compost reduced DOC in M400 treatment, by 59% (p < 0.05)
(Fig 2.2b). In general DIC concentration was significantly higher in GM enriched with
maple biochars than in treatment receiving W400 or P700 or the control without biochars
(Fig 2.2c). This trend was not affected by the addition of compost (Fig. 2.2d and Table
S2.6). For maple biochars, DIC increased (p < 0.05) with decreasing pyrolysis temperature
(Fig. 2.2 c, d and Table S2.6). Adding compost significantly increased the DIC
concentration in M700 treatment (48 vs 72 mg Cinorg kg dry peat-1; Fig. 2.2d; Table S2.6).
The pH of the different GM remained constant during the 58 days of incubations (Fig.
S2.2). All maple biochars treatments had a pH significantly higher (p < 0.05) than control
(pH 6.6) during all the 58 days incubation period (Fig. S2.2). Enrichment of GM with
compost had no significant effect on the pH measured in the GM extracts from all
treatments (Table S2.4).
35
Fig. 2.1 Effect of different biochars and a compost on total dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3
-) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Each sampling was performed 24h after nitrogen fertigation. No NH4
+ was detected. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.
36
Fig. 2.2 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic carbon (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Each sampling was performed 24h after nitrogen fertigation. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.
2.3.3 Effect of incubation time on the biological properties of the peat-based GM
In the absence of compost, during the whole incubation period FDA hydrolysis in maple
biochars and W400 treatments was significantly lower (p < 0.05) than in the control (Fig.
2.3a). Microbial enzymatic activity was significantly reduced after 58 days of incubation
(Fig. 2.3a, Table S2.4). The observed significant interaction between compost and biochar
37
(Table S2.4) indicates that addition of compost significantly affected FDA hydrolysis;
however this effect varied according to the biochar treatments, in general a reduction of
enzymatic activity was observed (Fig. 2.3b).
In the absence of compost, MBC and MBN in the control GM were similar to those
observed with all biochar treatments, except for M400 treatment, which contained
significantly (p < 0.05) higher microbial biomass. A same trend was observed when the
GM were enriched with compost but MBC and MBN were significantly (p < 0.05) higher
(Table 2.2).
38
Fig. 2.3 Effect of biochars and a compost on microbial activity in a peat-based GM as reflected by fluorescein diacetate (FDA) hydrolysis. For each sampling date, means (n = 4) labelled with different letters are significantly different according to Tukey’s test at p < 0.05. Bars show standard errors (± SE) of means. Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost.
GM, growing media.
39
Table 2.2 Effect of different biochars and a compost on microbial biomass carbon (MBC) and nitrogen (MBN) in a peat-based GM after 58 days of incubation.
Treatment MBC MBN (mg C kg dry peat-1) (mg N kg dry peat-1)
Without compost
Control 1127.0 b 821.2 b M400
1580.5 a 1187.9 a
M550
926.9 b 715.4 b M700
1127.7 b 816.8 b
P700
948.0 b 720.3 b W400
929.4 b 684.6 b
Mean
1106.6 824.4 With compost
Control 1577.6 B 1175.6 B
M400
2061.9 A 1525.2 A M550
1526.1 B 1129.2 B
M700
1379.1 B 1025.8 B P700
1409.9 B 1105.3 B
W400 1830.8 B 1381.9 B Mean
1630.9 1223.8
Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significantly different at p < 0.05 (Tukey’s test). Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.
2.3.4 Effect of incubation time on greenhouse gas emissions from peat-based GM
In absence of compost, the highest total cumulative CO2 emissions were observed when
the GM was supplemented with P700 biochar, and the lowest emissions were obtained
with M550. In fact P700 treatment emitted 1.2 times more CO2 (p < 0.05) than the control
without biochar while M550 emitted 2 times less (p < 0.05) (Table 2.3). Excluding M400
treatment, the cumulative CO2 emission rates increased linearly with incubation time in all
treatments without compost (Fig. 2.4a). The emissions of CO2 from M400 treatment
without compost were significantly higher than the control during the first 23 days, and
were similar to the control at the end of the incubation (Fig. 2.4a). Adding compost
increased (p < 0.05) the total emission of CO2, especially in control GM, and P700
40
treatment (Fig. 2.4b; Table S2.4). The total cumulative CO2 emissions from maple
treatments with compost were significantly lower than in control GM (Table 2.3).
The total cumulative CH4 emissions in the absence of compost were similar (p < 0.05) in
P700 treatment compared to control, and the emissions were significantly higher in both
treatments than in GM amended with maple biochars and W400 (Table 2.3). A same trend
was observed when the GM were enriched with compost, but CH4 emissions were
significantly (p < 0.05) lower (Tables 2.3 and S2.4).
The total cumulative N2O emissions in treatments without compost were three times higher
(p < 0.05) in control (95 mg N kg dry peat-1) than in maple and W400 (~33 mg N kg dry
peat-1), and it was not statistically different from P700 (82 mg N kg dry peat-1) (Table 2.3).
During the incubation, the cumulative N2O emission rates in treatments without compost
were significantly lower (p < 0.05) in all biochar treatments than control GM, except P700
where N2O emission rate increased rapidly and was similar to the control at the end of the
incubation (Fig. 2.4c). Adding compost produced significantly less N2O (p < 0.05),
especially in control and P700 GM, whereas it increased the emissions of N2O in M550,
M700 and W400 (Table 2.3). No effect was observed (p > 0.05) when the M400 treatment
was enriched with compost on N2O emissions. The M400 treatment with compost
maintained the highest efficiency to mitigate N2O emissions (~50%) throughout the study
(Fig. 2.4d).
41
Table 2.3 Effect of different biochars and a compost on the total cumulative CO2, CH4 and N2O emissions from a peat-based GM during 58-days incubation.
Treatment CO2 CH4 N2O
(mg C kg dry peat-1) (mg C kg dry peat-1) (mg N kg dry peat-1)
Without compost
Control 1632.8 b 13.8 a 95.4 a
M400
1659.2 b 10.7 c 31.3 b
M550
814.0 c 10.8 c 29.1 b
M700
1540.2 b 11.3 c 36.8 b
P700
2001.6 a 14.0 a 82.0 a
W400
1831.6 ab 12.8 b 33.4 b
Mean
1579.9 12.2 51.3
With compost
Control 1976.1 B 13.1 a 58.8 A
M400
1690.9 C 10.1 c 26.9 B
M550
993.9 D 10.7 c 60.2 A
M700
1583.5 C 10.8 bc 44.2 AB
P700
2387.8 A 13.0 a 52.8 A
W400 1976.2 B 11.6 b 63.3 A
Mean
1768.1 11.5 51.0 Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.
42
Fig. 2.4 Effect of biochars and a compost on the cumulative CO2 and N2O emissions from a peat-based GM during 58 days of incubation. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.
43
2.4 Discussion
The aim of the present study was to determine how the physicochemical properties of
biochars added to a peat-based GM, can affect carbon and nitrogen mineralization and the
mitigation of the GHG. For this purpose, we used biochars produced from three biomass
charred at three temperatures in different reactors. As expected (Gul et al., 2015) the
resulting biochars had distinct physicochemical characteristics (Table 2.1), and when
added at a rate of 15% (v/v) they affected differently (p < 0.01) the physicochemical and
biological properties of the peat-based GM used and the mitigation of CO2 and N2O (Table
S2.4). To determine if nutrient depletion during the 58 days incubation affected microbial
biomass and activity in GM all treatments were also supplemented with 4% in volume of a
commercial peat and shrimp compost (C/N = 20).
Every week, a nitrogen fertilizer solution containing NO3- and NH4
+ was applied 24 h before
gas measurements to simulate greenhouse fertigation and for a better appraisal of
denitrification. Under these experimental conditions emissions of CO2 and N2O from peat-
based GM were comparable to those observed in limed horticultural peats at 60-70%
WFPS (Amha and Bohne, 2011; Amha et al., 2011; Pihlatie et al.,2004).
2.4.1 GHG emissions from peat-based GM amended biochars
2.4.1.1 Carbon dioxide
Addition of biochar to soils improves their physicochemical properties and consequently it
can affect soil microbial diversity and activity (Gul et al., 2015). The importance of the soil
abiotic and biotic modifications will depend on the nature of the biochar used, which
greatly vary according to the feedstock, the speed and temperature of the pyrolysis used
during production. In soil amended with biochar, CO2 fluxes originate from the
mineralization of soil organic matter or from the labile C fraction of biochar. From the five
biochars used, only P700 when added to the peat-based GM released significantly more
CO2 than the control enriched or not with compost (Table 2.3). Since P700 was produced
at high temperature, it is probably more resistant to decomposition (Liu et al., 2016) and
poor in labile C. In fact, the level of DOC in the extracts of GM with P700 was comparable
to other biochars produced at 550°C or 700°C (Fig. 2.2 a and b; Table S2.6). Although not
significantly different from the control without biochar, FDA hydrolysis rate, which
44
measures total microbial activity (Adam and Duncan 2001), was substantially higher in
P700 than in all other biochar treatments (Fig. 2.3). This indicates that P700 is the only
biochar tested that does not interfere with the GM enzymatic activity. The high CO2 flux
caused by the addition of P700 to the GM requires further investigation. It is probably the
result of a multifactorial effect like the high total porosity and total carbon content, creating
a microhabitat which favor the establishment of an efficient heterotrophic but we cannot
rule out the possibility of a priming effect as observed by Maestrini et al. (2015).
The presence of toxic compounds such as dioxins, furans, phenols or ethylene
compounds, and the high alkalinity in biochar could alter microbial activity in soil and
consequently reduce the CO2 emissions (Jones et al., 2011; Liu et al., 2009; Mukome et
al., 2013; Spokas et al., 2010). Although we have not measured the toxic substances in
our biochars, M550 biochar did not exhibit any lethal effects on microorganisms and seed
according to our preliminary tests (data not show). Kammann et al. (2012) observed a
reduction of 44% and 49% CO2 emissions of the control with the addition of ~2% w/w
biochar from wood chips and maize in the soil, respectively, and they attributed this effect
to the high C stability in the biochars. According to a recent review, when carbon
availability is low, less CO2 is produced (Maestrini et al., 2015). Gul et al. (2015) also
reported that the nature of DOC and the pH are important controllers of microbial growing
on biochars. Gram-positive bacteria preferentially utilize recalcitrant organic compounds,
suggesting that this material lacks appreciable quantities of easily degradable organic
carbon that favor the growth of gram-negative bacteria (Gul et al., 2015; Whitaker et al.,
2014). Furthermore, the alkaline pH of biochar may be more favorable for gram-positive
than gram-negative bacteria (Gul et al., 2015). Although the gram-positive and gram-
negative bacteria were not identified in this study, the high pH and the recalcitrant organic
compounds of M550 biochar could have promoted gram-positive bacteria in the GM and
explain the low CO2 emissions.
2.4.1.2 Methane
A greater water-holding capacity from biochar may create locally anaerobic microsites in
soil, and therefore promote the reduction of CO2, and increase the activity of methanogens
(Chen et al., 2014; Gulledge and Schimel, 1998; Le Mer and Roger, 2001). Due to the low
cumulative CH4 emissions (< 15 mg C kg dry peat-1) and similar concentration of this gas
45
between P700 and control GM (Table 2.3), the results suggest that the presence of strictly
anaerobic microsites had not dominated in our peat-based GM amended with biochar.
2.4.1.3 Nitrous oxide
As previously observed in mineral soils (Nelissen et al., 2014; Singh et al., 2010; Spokas
and Reicosky, 2009) the total cumulative N2O emissions of peat-based GM without
compost and amended with biochars was higher or lower than the control (Table 2.3). The
impact of biochar on N2O production and reduction pathways in soil depends on several
factors involved in biotic and abiotic reaction mechanisms such as liming, N fertilization,
availability and easily decomposable C and N and moisture condition (Ameloot et al.,
2013a; Amha and Bohne, 2011; Cayuela et al., 2014; Clough et al., 2013; Senbayram et
al., 2012).
Previous studies showed that the lower N2O emission in soil amended with biochar is
related to the high capacity of biochar to adsorb NO3- (Ameloot et al., 2013b; Clough et al.,
2013; Hangs et al., 2016; Jassal et al., 2015). However, a low adsorption of NO3-N (< 6%)
has been measured in a preliminary test (Table S2.2) of our incubation study. In addition,
a low positive correlation (r = 0.36; p < 0.001) was observed between NO3- concentrations
and N2O emissions in our study (Table S2.7). According to Jones et al. (2011) and Jassal
et al. (2015), no sorption of NO3- was observed on biochar from wood chips (Fraxinus
excelsior L., Fagus sylvatica L. and Quercus robur L.) pyrolyzed at 450˚C and from a
50:50 mixture of poultry litter and softwood chips of spruce-pine-fir pyrolyzed at 400˚C,
500˚C and 600˚C. Thus, our results confirm the absence of relationship between the low
concentrations of NO3- and the low N2O emissions in the biochar treatments.
The high C:N ratio in W400 biochar (Table 2.1) could have promoted the N immobilization
(Baggs et al., 2000; Cayuela et al., 2010) and decrease N2O emissions, but according to
the MBN concentration, no significant difference was observed between W400 treatment
and the control without compost (Table 2.2). These observations support previous studies
showing a poor correlation between C:N ratio and N immobilization rate in organic
components of growing media (Fornes et al., 2015; Handreck, 1992). Contrary to W400
treatment, the low N2O emissions in M400 treatment without compost could be attributed
to the high N immobilization in this treatment. Although we did not measure the MBN
throughout the incubation, the high MBN concentration at the end of the incubation in
46
M400 treatment (Table 2.2) could be related to its low NO3- availability (Fig. 2.1c), limiting
the inorganic N availability to denitrifying bacteria to produce N2O (Case et al., 2012;
Nelissen et al., 2014).
According to the literature, the biochar buffer capacity appears to be fundamental to
decrease N2O emissions in soil (Cayuela et al., 2013; Chintala et al., 2014; Kammann et
al., 2012; Nelissen et al., 2014; Obia et al., 2015). The increase of soil alkalinity by biochar
would stimulate the N2O-reductase activity allowing to a complete denitrification. Indeed,
as it was observed in previous studies (Mukome et al., 2013; Van Zwieten et al., 2014; Wu
et al., 2013), the high efficiency to mitigate N2O emissions in peat-based GM (Fig. 2.4)
could be attributed to the high alkalinity in maple biochars and W400 biochar (Table 2.1).
Besides the high pH, the high concentration of Fe, Mn and Cu in maple and W400
biochars (Table S2.1) could support the hypothesis linking the biochar N2O mitigation with
its redox properties (Cayuela et al., 2013). Although M550, M700 and W400 treatments
without compost had the same efficiency as M400 treatment to mitigate N2O emissions in
peat-based GM (Fig. 2.4c), the greater NO3- availability in M550, M700 and W400
treatments (Fig. 2.1c) suggests a better capacity of these biochars to act as an “electron
shuttle,” and thereby compete with soil denitrifiers (Cayuela et al., 2013). Other studies
suggest that the mitigation of N2O emissions might also be linked to higher levels of nosZ
gene expression (Harter et al., 2014; Xu et al., 2014). In our study, the abundance and
activity of functional marker genes in N cycle were not quantified. Future studies should
aim at understanding the relationship between the N2O reduction and the activity and
diversity of N2O-reducing microorganisms in biochar-amended peat-based GM.
2.4.2 GHG emissions from peat-based GM amended biochar and enriched with compost
The higher total cumulative CO2 emissions in all treatments with compost (Table 2.3)
suggests a better availability of carbon for microbial activity (Bass et al., 2016; Liu et al.,
2016). Indeed, the higher DOC concentration and the lower C:N ratio in treatments with
compost (Table S2.3) suggest a better availability of carbon for microorganisms in peat-
based GM with compost.
Although the presence of compost represented a source of degradable carbon for
denitrification (Paul and Beauchamp, 1989), only in M550, M700 and W400 treatments
with compost where N2O emissions were greatly stimulated (Table 2.3). The lower C:N
47
ratio in treatments with compost (Table S2.3) suggests a better complete denitrification
due to the higher N2O mitigation (Clough et al., 2013). In addition, the presence of
compost did not significantly reduce NO3- concentration in M550, M700 and W400
treatments (Fig. 2.1 c and d), supporting the hypothesis of Cayuela et al. (2013) that
biochar could act as an “electron shuttle” in peat-based GM without compost. However,
the use of 15N stable isotope techniques would be required to determine the main
mechanism involved in the reduction of N2O (Clough et al., 2004; Murphy et al., 2003;
Stevens and Laughlin, 1998).
The higher CO2 and N2O emissions in M550 treatment with than without compost (Table
2.3) corroborates observations made by Kammann et al. (2012). The low available C and
the high pH would be therefore the main mechanisms involved in the low emissions of CO2
and N2O in M550 treatments. The results of our study also confirm that the addition of
compost favored a greater availability of C to microorganisms favoring a better mitigation
of N2O emissions, especially in control and P700 treatment. Conversely, the addition of
compost in M400 treatment did not improve the mitigation of N2O between with and
without compost. This result suggests that the high availability of carbon and the high pH
in M400 biochar, and the high MBN concentration measured in the M400 treatments
(Table 2.1; Fig. 2.1; Table 2.2) contributed to a complete denitrification (Clough et al.,
2013; Cayuela et al., 2013).
2.4.3 Time effect and successive applications of N fertilizer on GHG emissions from peat-based GM amended biochar
According to the literature, the efficiency to mitigate CO2 and N2O emissions over time
depends on the feedstock nature and the pyrolysis temperature of biochar, and the
availability of carbon and nitrogen content (Chen et al., 2015; Gul et al., 2015; Lu et al.,
2015; Wang et al., 2015). In our incubation study, the gas mitigation efficiency by the
addition of biochar was generally maintained or increased with time, and it was not
influenced by the addition of N fertilizer.
The efficiency of biochar treatments to mitigate CO2 emissions was generally constant in
our study, except in the M400 treatments (Figs 2.4a), where a biphasic mineralization
pattern was observed (Ameloot et al., 2013a; Mukherjee et al., 2016; Zimmerman et al.,
2011). The highly volatile matter in M400 biochar (Table 2.1) can justify the high CO2
emissions during the first weeks of the incubation, followed by a better C stability that
48
favored a greater CO2 mitigation. In addition, the high MBC in M400 treatments measured
at the end of the incubation could have promoted a co-location of enzymes, organic matter
and microorganisms on biochar surfaces and could also contribute to mitigating CO2
emissions (Lehmann et al., 2011) in peat-based GM.
As DN, NO3-N and DOC concentrations were generally constant in all treatments without
compost (Fig. 2.1), the N2O emissions were also constant, except in P700 treatment (Fig.
2.4c) where an important increase of N2O emissions occurred during the incubation. At the
beginning of our incubation, the low N2O emissions in P700 treatment without compost
was likely due to the high porosity of this biochar (Table 2.1) (Cayuela et al., 2014). It was
shown that the presence of oxygen can inhibit the activity of N2O reductase (Cayuela et
al., 2014; Van Zwieten et al., 2014). However, Case et al. (2012) observed a low aeration
impact on N2O production in soil amended with biochar, suggesting that the suppression of
N2O emissions was due to a microbial or physical immobilization of NO3-. As the MBN
concentrations in P700 treatments were similar to our control (Table 2.2) and a low N
adsorption capacity was observed in P700 biochar (Table S2.2), the high porosity of this
biochar could explain the high N2O mitigation at the beginning of the incubation (Fig. 2.4c).
The regular N fertilization during the incubation and the high anaerobic zones (anaerobic
microsites) on the biochar surface, due to the high water retention (Fig. S2.1), might have
increased the activity of denitrifying bacteria in these zones, and thereby increase N2O
emissions in P700 treatment without compost (Chapuis-Lardy et al., 2007).
49
2.5 Conclusion
Although the properties of peat-based GM are different than mineral soil, similar results
were observed and as reported in previous studies, several mitigation mechanisms may
occur simultaneously (Cayuela et al., 2013; Nelissen et al., 2014) in peat-based GM
amended with biochar. The main mechanism by which the physicochemical properties of
biochar can mitigate CO2 and N2O emissions remains unclear; however the high alkalinity,
C stability, porosity and water retention capacity constituted the major factors that affected
the biotic and abiotic mechanisms of C and N mineralization and the CO2 and N2O
emissions in peat-based GM.
50
2.6 References
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55
Chapitre 3
3.0 Effets de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de
tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du poivron
Sommaire
Jusqu’à maintenant, très peu d’études ont été effectuées sur l’usage du biochar en horticulture. Les objectifs de cette étude étaient 1) d’évaluer l’effet d’un amendement de différents taux de biochars, dans un substrat de croissance à base de tourbe, sur les rendements d’une culture de la tomate ou du poivron de serre, et 2) d’évaluer l’effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau et de la réduction des apports en éléments minéraux. Deux expériences de 63 jours chacune ont été conduites dans une serre. La première avec la culture de la tomate cv. Micro-Tom et la deuxième avec la culture du poivron cv Redskin. Le substrat horticole a été amendé avec 0, 5, 10 ou 15% (en volume) de biochar. Trois biochars parmi les cinq étudiés au chapitre 2 ont été utilisés : biochar d’érable pyrolysé à 550°C (M550) et à 700°C (M700) et le biochar de pin pyrolysé à 700°C (P700). Les biochars pyrolysés à 400°C [écorces d’érable (M400) et copeaux de saule (W400)] ont été retirés à cause d’une forte immobilisation de l’azote dans le substrat amendé de M400 et de la faible granulométrie du biochar W400 pouvant nuire à l’aération du substrat. Les essais ont été réalisés avec la dose recommandée de fertilisation ou la moitié de cette dose. Les résultats ont montré qu’en utilisant 50% de la dose recommandée de fertilisant, l’ajout de biochar a significativement augmenté les rendements en fruits de la culture de la tomate et du poivron. L’augmentation de la dose de biochar n’a pas eu d’effets significatifs sur l’augmentation des rendements en fruits et sur la biomasse aérienne et celle des racines. De plus, le type de biochar a eu des effets variables sur les rendements des deux cultures. Pour la culture de la tomate, l’ajout de biochar P700 dans le substrat de tourbe a été plus favorable sur la croissance de la plante que les biochars d’érable, tandis que dans la culture du poivron c’est plutôt les biochars d’érable. Avec la dose recommandée de fertilisant, l’amendement en biochar n’a pas eu d’effets significatifs sur le développement des plants de tomate, excepté le substrat amendé avec 5% de P700 où la biomasse aérienne et les rendements en fruits ont été significativement plus élevés que ceux dans le substrat témoin. Pour la culture du poivron fertilisée avec la dose complète en nutriments, l’ajout de 5% et de 10% de biochar M700 et de M550, respectivement, ont significativement augmenté la biomasse aérienne et celle des racines. De plus, c’est seulement avec le substrat amendé avec 10% de M550 et fertilisé avec la dose complète en nutriments où les rendements en fruits du poivron ont été significativement plus élevés comparativement au substrat témoin. Concernant l’efficacité d’utilisation de l’eau, celle-ci a significativement augmenté en présence de biochars chez la tomate et le poivron, et ce, principalement dans les cultures ayant reçu 50% de la dose en fertilisant. Les résultats suggèrent donc qu’il est possible d’utiliser du biochar afin de diminuer significativement l’utilisation de l’eau et les apports d’engrais minéraux sans diminuer les rendements de la tomate et du poivron de serre dans un substrat de croissance à base de tourbe. De plus, l’amendement avec seulement 5% de biochar dans un substrat à base de tourbe semble être une avenue prometteuse pour les producteurs horticoles.
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3.1 Introduction
La tourbe est le composé principal utilisé dans les substrats de croissance en horticulture
surtout pour ses propriétés physicochimiques (Bohlin et Holmberg, 2004). Toutefois, la
qualité de la tourbe est très variable et ses propriétés ne sont pas toujours favorables
(pauvre en nutriments, faible porosité et faible mouillabilité) (Alexander et al., 2008). De
plus, par préoccupations économique et environnementale le gouvernement sollicite,
depuis quelques années, de trouver d’autres alternatives afin de diminuer l’exploitation
des tourbières. En effet, l’exploitation des tourbières occasionne des pertes élevées en
gaz à effet de serre et endommage l’écosystème de ces milieux marécageux (Caron et al.,
2013; Cleary et al., 2005). Donc, il est crucial de trouver d’autres alternatives pour
remplacer la tourbe avec un composé de même qualité et à des prix raisonnables (Caron
et al., 2013; Nemati et al., 2014).
D’autre part, l’utilisation accrue des engrais chimiques dans la production horticole
engendre des coûts élevés pour les producteurs et cause de graves conséquences sur
l’environnement. De plus, l’optimisation de l’utilisation de l’eau et la nutrition des plantes
peuvent s’avérer un défi pour de nombreuses cultures horticoles afin d’obtenir de hauts
rendements en fruits et légumes (Mikkelsen et al., 2015).
L’intérêt d’utiliser du biochar comme amendement, un matériel riche en carbone stable
produit par pyrolyse de biomasse, ne cesse d’augmenter pour améliorer la fertilité des sols
agricoles (Ding et al., 2016). C’est seulement depuis quelques années que les gens en
horticulture s’intéressent à ce matériel organique (Nemati et al., 2014). Sa capacité de
rétention en eau et en éléments minéraux, son pouvoir chaulant, son potentiel
d’augmenter l’activité biologique et la porosité du sol sont des propriétés physicochimiques
qui alimentent l’intérêt pour l’utilisation du biochar dans le domaine horticole (Nemati et al.,
2014; Ding et al., 2016). Selon différentes études (Graber et al., 2010; Akhtar et al., 2014;
Vaughn et al., 2015a), l’usage du biochar pourrait être bénéfique pour réduire les apports
d’engrais et favoriser le développement des plantes horticoles. Toutefois, le type de
biomasse et la température de pyrolyse affectent la qualité du biochar et ceci influence
directement les rendements des cultures (Lehmann et al., 2015; Ding et al., 2016).
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À ce jour, très peu d’études ont été effectuées sur l’usage de biochar en horticulture. Dans
un contexte de développement durable, des études sont donc nécessaires pour évaluer
l’effet d’un substrat de tourbe amendé en biochar sur les rendements des plantes et l’effet
du biochar sur la réduction des engrais de synthèse et de l’eau en horticulture (Cox et al.,
2012). Les objectifs de cette présente étude étaient donc de comparer la performance de
trois types de biochars (écorces d’érable pyrolysés à 550°C et 700°C, et copeaux de pin
pyrolysés à 700°C) à des doses variées (0, 5, 10 et 15% en volume, v/v) dans un substrat
à base de tourbe sur les rendements de la de tomate et du poivron de serre, l’activité
biologique dans les substrats et d’évaluer l’effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de
l’eau et la réduction des apports d’engrais au cours de la production de ces deux cultures.
3.2 Matériel et méthodes
3.2.1 Biochar et les substrats de croissance
Parmi les biochars présentés à la section 2.2.1, trois biochars (M550 et M700, biochars
d’érable pyrolysés à 550°C et à 700°C, respectivement, et P700, biochar de pin pyrolysé à
700°C) ayant un comportement très différent sur la minéralisation du carbone et de l’azote
dans le substrat (section 2.3) ont été sélectionnés pour évaluer leur effet sur le rendement
de la plante. Les biochars pyrolysés à 400°C (écorces d’érable et copeaux de saule) ont
été retirés à cause de leur faible intérêt pour la production en serre. Le biochar d’érable
pyrolysé 400°C a démontré au chapitre 2 une forte immobilisation de l’azote dans le
substrat comparativement au témoin pouvant nuire à la croissance de la plante. Pour ce
qui est du biochar de saule pyrolysé à 400°C, celui-ci avait une faible granulométrie (<
0,053 mm) pouvant nuire à l’aération du substrat. Les biochars sélectionnés ont été
tamisés à 2 mm et la caractérisation des biochars utilisés dans cette présente étude a été
décrite dans le chapitre 2.
Tout comme dans le chapitre 2 (section 2.2.2), de la tourbe de sphaigne produite par la
compagnie Premier Tech à Rivière-du-Loup (Québec, CA) a été utilisée pour préparer les
10 substrats de croissance (traitements) comprenant 3 doses (5%, 10% et 15% v/v) de
chaque biochar et un témoin sans biochar. Le tableau 3.1 présente en détail la préparation
des formulations. Le pH des substrats de croissance a été ajusté pour réduire l’écart de
pH avec de la chaux dolomitique (1 g L−1 de substrat) et au besoin avec de la chaux
calcique (0 à 4,25 g L−1 de substrat) pour avoir un pH autour de 5,5 et avoir un pH adéquat
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pour la croissance de la plante (Keillor et al., 2008; Vaughn et al., 2013). Un engrais
chimique de démarrage (100 mg N L-1, 23 mg P L-1 et 90 mg K L-1 de substrat) assurant la
croissance des jeunes plantules au début de la culture, un agent mouillant AquaGro 2000
L (Aquatrol) et une suspension de spores (135 propagules actives L-1 équivalentes à 1
spore g-1 de substrat frais) de Rhizoglomus irregulare (DAOM 197198) ont été incorporés
dans la préparation de chacun des mélanges selon les recommandations de la compagnie
Premier Tech (Québec, CA).
Tableau 3.1 Formulation des substrats de croissance
Traitement Tourbe %
Perlite %
Chaux dolomitique g L−1
Chaux calcique g L−1
Témoin 73 27 1,0 4,25
M550 (5%) 73 22 1,0 _
M550 (10%) 73 17 1,0 _ M550 (15%) 73 12 1,0 _ M700 (5%) 73 22 1,0 2,00
M700 (10%) 73 17 1,0 _ M700 (15%) 73 12 1,0 _
P700 (5%) 73 22 1,0 4,25 P700 (10%) 73 17 1,0 4,25 P700 (15%) 73 12 1,0 4,25
Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550°C et 700°C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚.
3.2.2 Propriétés chimiques des substrats de croissance
Deux mois après la fabrication des mélanges, l’analyse des propriétés chimiques des
substrats de croissance a été effectuée avant le début des expériences et les résultats
sont présentés dans le matériel supplémentaire au Tableau S3.1. Le pH, la conductivité
électrique (CE) et la disponibilité en éléments minéraux (azote totale dissous (DN), NO3-N,
PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+, carbone organique dissous (DOC) et carbone inorganique dissous
(DIC)) des 10 substrats de croissance ont été déterminés par la méthode d’extraction SME
(Saturated Media Extract) décrite par Warncke et Krauskopf (1983) et présentée à la
section 2.2.2.1. Les concentrations en DN, DOC et DIC dans les extraits ont été
quantifiées avec l’analyseur TOC (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-
VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.) et celles en NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+ et Na+
ont été déterminées par chromatographie ionique (Dionex ICS-2100 et ICS-1100; Thermo
Fisher Scientific, Californie, É.-U.). Aucune concentration en NH4-N n’a été détectée dans
le substrat de croissance. Les concentrations en azote total (Ntot) et en carbone total (Ctot)
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des substrats de croissance ont été déterminées par combustion avec un analyseur
élémentaire (vario MACRO CNS, Hanau, DE) et un ratio C : N a été calculé à partir des
valeurs obtenues en Ntot et Ctot. Le pourcentage de matière sèche des substrats a été
déterminé à partir de la méthode d’analyse thermogravimétrique (TGA701, Leco
Corporation, Michigan, É.-U.).
3.2.3 Propriétés physiques des formulations des substrats de croissance
L’analyse des propriétés physiques des substrats de croissance a été effectuée par le
laboratoire de la compagnie Premier Tech suivant des protocoles préétablis et adaptés
selon leurs équipements. Ces analyses ont été effectuées avant le début des expériences
et les résultats sont présentés dans le matériel supplémentaire au Tableau S3.2. La
masse volumique apparente (MVA) (Bilderback et Fonteno 1987), la porosité totale (PT)
(Paquet et al., 1993), la porosité de l’air (PA) (De Boodt et Verdonck, 1972), la réserve en
eau facilement utilisable (RFU) (De Boodt et Verdonck, 1972), la réserve utile en eau (RU)
(De Boodt et Verdonck, 1972), la conductivité hydraulique saturée (Ksat) (Allaire et al.,
1994), la tortuosité (Tort) (Milks et al., 1989; Caron et Nkongolo, 2004), la diffusion des
gaz (Ds/Do) (King et Smith, 1987) et le diamètre moyen pondéré (DMP) ont été
déterminés dans chacun des substrats de croissance.
3.2.4 Préparation des pots
Des pots d’une capacité de 6 L (30,5 cm hauteur et 15,2 cm diamètre; Stuewe & Sons,
Inc, Oregon, É.-U.) ont été utilisés dans les deux cultures. Chaque pot contenait 1 L de
gravier (pour stabiliser le pot au sol) et 5 L de substrat séparés par une membrane
géotextile (Fig. 3.1). Un tube de 7 cm de long (BEV-A-Line IV, référence: EW-06490-12 ;
Cole Parmer) munis d’un raccord femelle (référence : RK-45512-04 ; Cole Parmer) et d’un
bouchon mâle Luer-Lock à membrane en ABD et polyisoprène (référence : 80891.00B ;
Vygon) a été inséré au travers du pot en permanence à une profondeur de 15 cm sous la
surface du sol pour prélever au cours de l’expérience l’air dans le substrat. Afin d’évaluer
l’effet du biochar sur la MVA du substrat horticole, un cylindre en polychlorure de vinyle
(PVC) d’un volume de 104,1 cm3 (Ø 4.70 cm et hauteur 6 cm) et perforé aux deux
extrémités a été installé à une profondeur entre 11 et 17 cm de la surface du pot (Fig.
3.1). La MVA a seulement été déterminée pour la culture du poivron, car le matériel n’était
pas disponible pour la culture de la tomate.
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3.2.5 Conditions environnementales de la serre
Deux expériences successives de 63 jours chacune ont été conduites dans une serre (150
m2) localisée à l’Université Laval (46°46′N, 71°16′O, Québec, CA). La première expérience
a débuté en juillet 2014 avec la tomate (Solanum lycopersicum cv. Micro-Tom) et la
seconde avec le poivron (Capsicum annuum cv. Redskin) en octobre 2014.
L’environnement de la serre (lumière, humidité et température) a été contrôlé par le
système de gestion de l’environnement des serres (PRIVA, De Lier, Zuid-Holland, NL). La
durée de la photopériode a été programmée à 16 heures pour le cycle diurne et à 8
heures pour le cycle nocturne utilisant à la fois une lumière naturelle et un éclairage
artificiel supplémentaire pour maintenir une intensité lumineuse moyenne de 1200 μmol
m−2 sec−1 à un mètre au-dessus du sol. L’humidité relative a été fixée à 50% et la
température diurne a été fixée de 20,0°C ± 1,0°C, et celle nocturne à 17,5°C ± 0,5°C.
3.2.6 Germination des semences
La germination des semences a été effectuée dans des cubes de laine de roche (4 cm x 4
cm) durant 6 (tomate) et 8 semaines (poivron) avant la transplantation des plants dans les
pots (début de l’expérience). De l’eau a été donnée au début de la germination (~2
semaines) et 100 mg N L-1 a été ajouté une fois le stade deux feuilles atteintes. Les
exigences nutritionnelles étant similaires pour les deux cultures (MAFF, 1996), les
concentrations minérales administrées ont été identiques après la transplantation des
plants. La hauteur moyenne des plants lors de la transplantation a été de 10 cm pour la
tomate et de 15 cm pour le poivron.
61
Fig. 3.1 Schéma des pots utilisés pour la culture de la tomate et du poivron.
3.2.7 Fertilisation et irrigation
Dès le début de l’expérience, la moitié des traitements des deux cultures ont reçu 50% de
la dose recommandée en fertilisation azotée (F50) et l’autre moitié la dose complète
(F100) (Tableau 3.2). Pour la fertilisation F50, 57,5 g de 6-11-31 et 42,5 g de 15,5-0-0 ont
été utilisés pour obtenir une concentration finale de 100 mg N L−1 dans la solution nutritive
et une quantité double de 6-11-31 et de 15,5-0-0 a été ajoutée dans la fertilisation F100
pour obtenir 200 mg N L−1. Les autres éléments minéraux ont également été réduits de
moitié pour la fertilisation F50 (Tableau 3.2). De l’acide phosphorique concentré a été
ajouté au besoin (2 à 3 mL) lors de la préparation des solutions nutritives pour maintenir
un pH près de 5,5 dans les deux cultures. La conductivité électrique a été respectivement
de 1,2 et 2,2 mS cm-1 dans la solution fertilisante F50 et F100 (Tableau 3.2).
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Tableau 3.2 Composition minérale des solutions fertilisantes pour les traitements ayant reçu 50% de la dose recommandée (F50) et la dose complète (F100) pour la culture de la tomate et du poivron.
Fertilisation (F50) Fertilisation (F100) Ntot (mg L−1) 102,7 206,3
NO3-N (mg L−1) 99,5 203,9 NH4-N (mg L−1) 0,0 0,0 NO2-N (mg L−1) 3,2 2,3 PO4-P (mg L−1) 48,1 73,2 SO4-S (mg L−1) 32,7 55,2
Na+ (mg L−1) 15,4 18,2 K+ (mg L−1) 153,7 313,1
Mg2+ (mg L−1) 18,3 36,5 Ca2+ (mg L−1) 132,0 214,8
CE (mS cm−1) 1,2 2,2 pH 5,6 5,4
Trois tensiomètres (0-80 kPa; modèle de céramique 0652X11-B01M3 ; Mécatronique DL
inc.) munis d’un capteur de pression (ptd25-10-vh) ont été installés dans chaque dose de
biochar (0, 5, 10 et 15%) à une profondeur de 15 cm de la surface du pot pour gérer
l’irrigation en fonction du potentiel matriciel du substrat. Les données ont été recueillies
à l’aide d’un acquisiteur de données (LabView) et une moyenne de chaque dose de
biochar (n = 3) a été envoyée au programme de gestion des serres (PRIVA, De Lier, Zuid-
Holland, NL) pour suivre l’évolution des tensions dans les substrats et effectuer le
déclenchement des irrigations. Le potentiel matriciel utilisé comme consigne de départ
avant chaque irrigation (Tableau 3.3) a été déterminé préalablement en effectuant une
courbe de rétention en eau selon la dose en biochar dans le substrat (Fig. S3.1).
Tableau 3.3 Potentiels matriciels utilisés pour enclencher les irrigations selon la dose de biochar dans le substrat.
Dose de biochar Potentiel matriciel (%) (cm) 0 −30 5 −35
10 −40 15 −40
La quantité de la solution fertilisante par irrigation a été en moyenne de 150 mL et de 250
mL par plant pour la tomate et le poivron, respectivement. La quantité de la solution
fertilisante a été plus élevée chez le poivron que chez la tomate, car les plants de poivron
63
étaient beaucoup plus gros provoquant une demande plus grande en eau et en
nutriments. Les irrigations ont été effectuées entre 7h00 et 17h00 au courant de la journée
et un drainage moyen entre 10 et 30% a été alloué pour chacune des deux cultures
(Tableau S3.3). Pour éviter que le substrat soit trop humide sur une trop longue période, la
tension a été fixée à −75 cm durant la nuit pour tous les traitements. Les valeurs des
tensions journalières moyennes et des volumes moyens journaliers des irrigations et des
lessivages sont présentées dans le matériel supplémentaire aux tableaux S3.3 et S3.4.
3.2.8 Dispositif expérimental
Le dispositif des deux expériences (tomate et poivron) était un plan en blocs complets
aléatoires avec une structure factorielle des doses et des types de biochars (3 x 3) avec
l’ajout d’un témoin sans biochar. Tous les traitements ont été soumis aux deux doses de
fertilisants (F50 et F100). Ainsi pour chaque culture, 120 unités expérimentales (U.E.)
constituées d’une seule plante par U.E. ont été placées en 6 blocs (répétitions) dans la
serre, et dans chaque bloc les 20 unités ont été distribuées aléatoirement.
120 U.E. = 6 blocs x [2 fertilisations x ((3 biochars x 3 doses de biochar) + 1 témoin)]
3.2.9 Mesures des paramètres physicochimiques des substrats de croissance
3.2.9.1 Analyse minérale des lixiviats et des substrats de croissance
L’analyse minérale des lixiviats a été effectuée au jour 35, 42, 49 et 56 dans les deux
cultures pour effectuer un suivi de la CE et du pH et pour permettre d’évaluer la perte des
éléments minéraux. Les lixiviats ont été filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type NynafloTM
(0,45 μm grosseur des pores) avant d’être analysés. La concentration en NH4-N, NO3-N,
PO4-P, K+, Ca2+ et Mg2+ a été déterminée dans un délai de 24 h après la filtration à l’aide
d’un appareil à chromatographie ionique (Dionex ICS-2100 et ICS-1100; Thermo Fisher
Scientific, Californie, É.-U.).
L’analyse minérale des substrats de croissance a été effectuée à la fin de l’expérience
(jour 63), immédiatement après la récolte des plants. La teneur en eau gravimétrique du
substrat a été déterminée à partir d’un sous échantillon de 12 g qui a été séché à 105°C
durant 24 h. Le pH, CE, DN, NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+, DOC et DIC des
échantillons ont été déterminés par la méthode d’extraction SME décrite à la section
64
2.2.3.1. Brièvement, les extraits ont été filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type NynafloTM
(0,45 μm ouverture des pores) avant d’être dosés. Le dosage des échantillons a été
effectué à l’intérieur de 24 h après l’extraction. La concentration en DN, DOC et DIC a été
déterminée avec l’analyseur TOC (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series;
TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.) et celle en NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+ et Mg2+
a été déterminée par chromatographie ionique présentée précédemment. Aucune
concentration en NH4-N n’a été détectée dans l’analyse du lixiviat et du substrat pour la
culture de la tomate et du poivron.
3.2.9.2 Analyse de la masse volumique apparente dans la culture du poivron
La masse volumique apparente du substrat de chaque unité expérimentale a été
déterminée seulement dans la culture du poivron, car le matériel n’était pas disponible
pour la culture de la tomate. Les cylindres en PVC préalablement installés dans le substrat
ont été retirés au moment de la récolte des poivrons, soit au jour 63, en coupant chaque
côté du tube avec un couteau pour garder un volume intact du substrat à l’intérieur de
celui-ci. Le substrat du tube a été pesé et séché à 105°C pendant 24 h et la masse
volumique apparente a été calculée à l’aide de la formule suivante:
Masse volumique apparente (g cm−3) = Masse sèche substrat (g) Volume du tube (cm3)
3.2.10 Mesure des paramètres biologiques du substrat
3.2.10.1 Analyse de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne
L’activité enzymatique totale et la biomasse microbienne du carbone (MBC) et de l’azote
(MBN) dans les substrats ont été déterminées à la fin de l’expérience. La MBC et la MBN
ont été déterminées par la méthode de fumigation-extraction au chloroforme. L’activité
enzymatique totale a été mesurée par la mesure de l’hydrolyse de la fluorescéine
diacétate (FDA). Ces deux méthodes ont été décrites précédemment à la section 2.2.3.2.
3.2.10.2 Respiration du sol
Pour déterminer le niveau de respiration du sol, un échantillon d’air a été prélevé
hebdomadairement dans les substrats de la culture de la tomate et du poivron. Pour la
65
tomate, l’échantillonnage d’air a été effectué entre les jours 34 et 63 de l’expérience et
pour le poivron, entre les jours 7 et 63. Lors de l’échantillonnage, un 20 mL d’air a été
prélevé et transféré dans une fiole sous vide (12-mL Exetainer vials; Labco, High
Wycombe, UK). La concentration en CO2 a été déterminée dans un délai de sept jours
suivant le prélèvement de l’air par chromatographie en phase gazeuse (Model 450 GC;
Bruker Ltd., Ontario, CA) à l’aide d’un auto-injecteur (Combi Pal; CTC Analytics, Zurich,
CH). Une concentration moyenne de CO2 mesurée dans l’air de chacun des substrats a
été calculée durant la saison de culture de la tomate et du poivron pour déterminer le
niveau de respiration du sol moyen.
3.2.11 Mesure des paramètres physiologiques
3.2.11.1 Rendement des fruits et biomasse totale
Pour la tomate et le poivron, le nombre de fruits par plant et de la biomasse totale (feuilles,
fruits, tiges et racines) ont été déterminés à la fin de l’expérience. Toutefois, les fruits qui
ont atteint le stade de mûrissement avant la fin de l’essai de la culture de la tomate et du
poivron ont été récoltés, pesés (masse fraîche et sèche) et comptabilisés pour le
rendement total en fruits. Chaque partie de la plante (feuilles, fruits, tiges et racines) a été
séchée à 55°C durant 14 jours dans des sacs en papier (pesés à l’avance et identifiés)
pour déterminer la masse sèche. Les racines ont été soigneusement lavées à l’eau pour
enlever les résidus de substrat avant le séchage.
L’efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) des irrigations a été déterminée à partir du ratio
entre le rendement en fruits (sur une base de matière sèche) et la quantité d’eau
consommée par la plante durant les 63 jours de chaque culture (Akhtar et al., 2014).
L’efficacité d’utilisation de l’eau a été calculée à l’aide de la formule suivante en
considérant un taux d’évapotranspiration équivalent pour chaque unité expérimentale:
EUE (g L-1) = Masse totale en fruits secs (g)
Volume total d’eau ajouté (L) – Volume total d’eau lessivé (L)
3.2.11.2 Surface foliaire
La surface foliaire de l’ensemble des feuilles de chaque plant a été déterminée à la fin des
deux expériences (jour 63) à l’aide d’un planimètre (modèle Li-3100c Area Meter, Li-COR,
66
Nebraska, É.-U.). Chacune des feuilles a été insérée dans le planimètre préalablement
calibré avec un disque de calibration pour déterminer la surface foliaire totale par plant.
3.2.11.3 Analyses minérales de la biomasse
La biomasse des plants de tomate et de poivron (feuilles, fruits, tiges et racines) a été
broyée à 1-mm (Wiley® Mill ED-5, Thomas Scientific, New Jersey, É.-U.) et conservée
dans un contenant hermétique à température de la pièce avant d’être analysée. Un
échantillon de 0,1 g de matière sèche de chaque partie de la plante a été minéralisé dans
un mélange d’acides sulfuriques et sélénieux, selon la méthode Isaac et Johnson (1976).
Les concentrations en N et P de la minéralisation ont été quantifiées avec un auto-
injecteur à flux continu (Model QuickChem 8000, Lachat Instruments, Colorado, É.-U.)
selon la méthode décrite dans Bélanger et al. (2011).
3.2.12 Analyses statistiques
Les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure Proc Mixed dans SAS,
version 9,3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). Une première analyse de la
variance (ANOVA) a été effectuée en blocs aléatoires complets incluant un témoin et en le
comparant aux traitements biochars. Les analyses physicochimiques et biologiques des
substrats ont été effectuées sur quatre répétitions et les analyses chimiques et
physiologiques de la biomasse et le rendement en fruits sur six répétitions (les résultats
étant plus variables). L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une analyse
graphique des résidus et un test de comparaison avec le témoin (test de Dunnett) a été
effectué. Lorsqu’une interaction était significative, une analyse par fertilisation a été
effectuée pour évaluer l’effet simple du biochar. Les résultats de l’analyse de la variance
sont présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.5 à S3.16)
Une deuxième ANOVA a été effectuée avec une analyse factorielle des traitements
biochar et dose (3 x 3) en excluant le témoin. Les mêmes analyses que celles présentées
précédemment ont été effectuées. Les résultats de la deuxième analyse de la variance
sont aussi présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.5 à S3.16). De plus,
une analyse de la variance a aussi été effectuée pour comparer la dose de fertilisation
(F50 vs F100) pour chaque traitement. L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une
analyse graphique des résidus et un test de comparaison multiple (test de Tukey, p <
0,05) a été effectué sur les effets simples. Lorsqu’une interaction était significative, une
67
analyse par fertilisation et/ou par dose a été effectuée pour évaluer l’effet simple du
biochar. Des contrastes polynomiaux (linéaire et quadratique) ont été effectués pour
évaluer le patron de la variation entre les doses de biochar pour les différentes analyses
présentées précédemment. Une analyse de corrélation linéaire entre deux variables a été
effectuée à partir du calcul du coefficient de corrélation linéaire de Pearson.
3.3 Résultats
3.3.1 Propriétés chimiques des substrats
L’ajout de biochar a significativement affecté les propriétés chimiques du substrat tourbeux
après 63 jours de culture de la tomate et du poivron (Tableaux S3.6 et S3.8). Le pH des
traitements M550 et M700 a été significativement plus élevé que le pH du témoin dans les
deux cultures, excepté le traitement M550 (5%) dans la culture du poivron fertilisée à F100
(Tableaux 3.4 et 3.5). Le pH du substrat amendé de 5 et 10% de P700 a aussi été plus
élevé que le témoin pour la culture du poivron fertilisée à F50 (Tableau 3.5).
Pour la culture de la tomate fertilisée à F50, l’ajout de biochar dans le substrat de tourbe
n’a pas influencé la CE, le NO3-N, et la DOC comparativement au témoin (Tableau 3.4).
La concentration en PO4-P a été plus faible (p < 0,01) dans le substrat amendé de biochar
M550 (5, 10 et 15%) et de M700 (10 et 15%), alors que la concentration en DIC a été plus
élevée (p < 0,01) dans le substrat amendé de 10 et 15% de M550 et M700 (Tableau 3.4).
Pour la culture de la tomate fertilisée à F100, la CE a été significativement plus faible dans
le substrat amendé de biochar M550 (10%) et de M700 (5%). Les concentrations en NO3-
N et PO4-P ont été significativement plus faibles dans le substrat amendé de biochars
M550 et M700 (5, 10 et 15%) que ceux du témoin, alors que l’ajout de biochar P700 n’a
pas eu d’effet (Tableau 3.4). L’ajout de biochar M550 et M700 (10 et 15%) a augmenté
significativement le contenu du substrat en DIC dans le substrat comparativement au
témoin (Tableau 3.4). De plus, la concentration en DOC a été significativement plus
élevée en présence de 15% de biochar M700 dans le substrat que le témoin pour la
culture de la tomate fertilisée à F100 (Tableau 3.4). L’accroissement de la dose de
biochars M550 et M700 (5 à 15%) a diminué (p < 0,05) la concentration en PO4-P et
augmenté (p < 0,05) celle en DIC (Tableau 3.4).
En générale, des observations similaires ont été faites pour l’analyse minérale dans les
substrats de la culture du poivron (Tableau 3.5). Des effets un peu plus marqués ont
68
toutefois été observés entre les traitements biochars et le témoin (Tableau 3.5). C’est le
cas de la DOC et de la CE. La concentration en DOC a été significativement plus élevée
dans les traitements M550 et M700 (10 et 15%) fertilisés à F100 que le témoin (Tableau
3.5). Seulement la CE du substrat amendé de biochars M550 et M700 (10 et 15%) et
P700 (15%) fertilisés à F100 a été significativement plus élevée comparativement au
témoin (Tableau 3.5). Le volume d’irrigation plus important dans la culture du poivron par
rapport à la tomate (Tableaux S3.3) afin d’assurer un apport optimal en eau et en
éléments minéraux à la plante pourrait avoir favorisé une adsorption plus grande de ces
éléments à la surface du biochar, et ce, de façon plus importante pour les doses élevées
de biochars M550 et M700 (10 et 15 %) et P700 (15%) dans le substrat. La concentration
en NO3-N a été significativement plus faible dans le substrat amendé de biochars M550 et
M700 (10 et 15%) et fertilisé à F50. Aucun effet n’a toutefois été observé sur la
concentration en NO3-N entre ces traitements biochars et le témoin fertilisé à F100
(Tableau 3.5). L’ajout de 15% de P700 dans le substrat de tourbe fertilisé à F100 a
significativement augmenté la concentration en NO3-N (Tableau 3.5). Les concentrations
minérales en DN, K+, Mg2+ et Ca2+ mesurées dans le substrat des deux cultures et la
masse volumique apparente du substrat de la culture du poivron ainsi que la concentration
minérale moyenne des lixiviats sont présentées dans le matériel supplémentaire
(Tableaux S3.17 et S3.20).
69
Tableau 3.4 Analyses chimiques des substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC
(mS cm-1) (mg kg substrat -1) F50
Témoin (0%) 6,6 0,52 408 496 1146 29 M550 (5%) 7,0 cd*** 0,45 a 262 ab 283 bcd** 1121 ab 46 bc M550 (10%) 7,4 b*** 0,57 a 577 ab 272 cd** 805 ab 73 b** M550 (15%) 8,1 a*** 0,55 a 169 ab 150 d*** 1066 ab 252 a*** M700 (5%) 7,0 de** 0,56 a 249 ab 382 bc 895 ab 42 bc M700 (10%) 7,3 bc*** 0,56 a 596 ab 317 bcd** 847 ab 72 b** M700 (15%) 7,9 a*** 0,50 a 51 b 159 d*** 1308 a 217 a*** P700 (5%) 6,7 f 0,51 a 359 ab 398 bc 742 b 25 c P700 (10%) 6,7 ef 0,53 a 516 ab 451 b 1019 ab 33 bc P700 (15%) 6,5 f 0,72 a 852 a 799 a*** 891 ab 24 c F100 Témoin (0%) 5,9 2,39 5775 1242 611 22 M550 (5%) 6,4 D*** 1,98 AB 4196 ABC** 674 B*** 672 ABC 27 CD M550 (10%) 6,9 C*** 1,94 AB* 4410 ABC** 443 C*** 771 AB 58 C** M550 (15%) 7,6 A*** 2,07 AB 3379 C*** 206 D*** 705 ABC 145 A*** M700 (5%) 6,4 D*** 1,74 B*** 3821 BC*** 716 B*** 469 C 24 CD M700 (10%) 6,8 C*** 2,28 A 4567 AB** 416 C*** 831 AB 51 CD* M700 (15%) 7,4 B*** 2,14 AB 3853 BC*** 247 D*** 940 A** 103 B*** P700 (5%) 6,0 E 2,11 AB 5079 A 1249 A 613 BC 18 D P700 (10%) 6,0 E 2,07 AB 4833 AB 1291 A 625 BC 22 D P700 (15%) 6,0 E 2,05 AB 4786 AB 1295 A 632 BC 23 D
La méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) a été utilisée. Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne, suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars, suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes de leur témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
70
Tableau 3.5 Analyses chimiques des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC
(mS cm-1) (mg kg substrat -1)
F50
Témoin (0%) 6,6 0,68 638 804 522 21 M550 (5%) 7,0 d*** 0,50 b** 276 b 641 bc* 467 c 39 bc* M550 (10%) 7,3 c*** 0,60 ab 108 b** 424 de*** 609 abc 53 b*** M550 (15%) 7,9 a*** 0,58 ab 60 b** 234 f*** 607 abc 106 a*** M700 (5%) 6,9 d*** 0,54 ab 348 b 575 cd*** 466 c 41 bc** M700 (10%) 7,1 c*** 0,68 a 157 b** 433 de*** 744 ab* 48 bc** M700 (15%) 7,7 b*** 0,59 ab 75 b** 306 ef*** 820 a** 96 a*** P700 (5%) 6,8 e** 0,63 ab 718 a 788 b 480 c 34 bc P700 (10%) 6,7 ef*** 0,61 ab 327 b 760 b 563 bc 29 c P700 (15%) 6,6 f 0,60 ab 269 b 1040 a*** 745 ab* 29 c
F100 Témoin (0%) 6,0 1,30 2539 1105 351 29 M550 (5%) 6,3 C 1,99 D 3899 AB 934 B 558 D 37 C M550 (10%) 7,4 AB*** 3,06 ABC*** 2128 B 259 C*** 971 BC*** 54 C M550 (15%) 7,7 A*** 2,29 BCD** 3319 AB 294 C*** 687 CD** 202 A*** M700 (5%) 6,4 C** 1,80 D 2782 AB 816 B* 434 D 38 C M700 (10%) 7,1 B*** 3,22 AB*** 3229 AB 361 C*** 1028 AB*** 55 C M700 (15%) 7,7 A*** 3,27 A*** 2116 B 233 C*** 1338 A*** 119 B*** P700 (5%) 6,2 C 1,88 D 3963 AB 1317 A 579 D 38 C P700 (10%) 6,2 C 1,86 D 4059 AB 1371 A 469 D 33 C P700 (15%) 6,1 C 2,18 CD* 4724 A** 1307 A 563 D 33 C
La méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) a été utilisée. Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne, suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différent du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
71
3.3.2 Activité microbienne dans les substrats
L’activité enzymatique déterminée par la mesure du taux d’hydrolyse de la FDA a été
significativement affectée (p < 0,001) par la présence de biochar dans le substrat pour la
culture de la tomate et du poivron (Tableau S3.9). Une interaction significative entre la
dose de biochar et celle de la fertilisation a été observée pour la FDA de la culture de la
tomate (Tableau S3.9). L’ajout de 10% et de 15% de biochars M550, M700 et P700 dans
le substrat de tourbe a réduit de 1,5 à 2 fois le taux d’hydrolyse de la FDA de la culture de
la tomate fertilisée à F50 comparativement au témoin, alors que pour la culture de la
tomate fertilisée à F100, le taux d’hydrolyse de la FDA a été diminué seulement suite à
l’amendement de 15% de M550 et de M700 (Tableau 3.6). L’ajout de 5% de P700 a
significativement augmenté l’activité enzymatique dans la culture de la tomate fertilisée à
F100 par rapport au témoin (Tableau 3.6). Pour la culture du poivron, aucune interaction
entre la dose de biochar et celle de la fertilisation n’a été observée pour la FDA (Tableau
S3.9). L’amendement de biochar P700 a obtenu un taux d’hydrolyse de la FDA plus élevé
(p < 0,05) que le témoin fertilisé à F50 et à F100 (Tableau 3.6). L’ajout de 15% de
biochars M550 et de M700 a réduit le taux d’hydrolyse de la FDA, mais seulement pour la
culture du poivron fertilisée à F100 (Tableau 3.6).
L’ajout de biochar a eu un effet significatif (p < 0,001) sur la concentration moyenne en
CO2 mesurée dans l’air du substrat à base de tourbe, tandis que la dose en fertilisant (F50
vs F100) n’a eu aucun effet significatif (p > 0,05) pour la culture de la tomate et celle du
poivron (Tableau S3.11). Pour la culture de la tomate, la concentration moyenne en CO2 a
été significativement plus grande dans les traitements M550 (15%) et M700 (15%) que le
témoin (Fig. 3.2a). La concentration moyenne en CO2 a suivi un patron significativement
linéaire (p < 0,001) avec l’augmentation de la dose en biochar dans la culture de la tomate
(Tableau S3.11). En effet, la figure 3.2a démontre clairement que la concentration en CO2
dans l’air du substrat a augmenté avec l’augmentation de la dose en biochar (5, 10 et 15
%). Pour la culture du poivron, une haute concentration en CO2 dans l’air du substrat a été
détectée dans les traitements M550 et M700 (5, 10 et 15%) et le traitement P700 (5%)
comparativement au témoin (Fig. 3.2b). L’augmentation de la dose en biochar n’a pas eu
d’effet significatif sur l’augmentation de la concentration en CO2 dans l’air du substrat de la
culture du poivron (Tableau S3.11). La biomasse microbienne en carbone (MBC) et en
72
azote (MBN) dans les différents traitements est présentée dans le matériel supplémentaire
(Tableau S3.21).
Tableau 3.6 Taux d’hydrolyse de la FDA dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).
Traitement TOMATE POIVRON FDA FDA
F50 Témoin (0%) 118 83
M550 (5%) 126 a 107 ab
M550 (10%) 71 cd*** 94 bcd M550 (15%) 54 d*** 60 d M700 (5%) 97 b 102 abc
M700 (10%) 80 bc*** 96 bc M700 (15%) 55 d*** 70 cd
P700 (5%) 123 a 137 a*** P700 (10%) 60 cd*** 133 a*** P700 (15%) 76 bcd*** 127 ab**
F100 Témoin (0%) 64 111
M550 (5%) 56 BCD 133 AB
M550 (10%) 74 AB 92 CD M550 (15%) 46 CD* 66 D*** M700 (5%) 69 AB 115 BC
M700 (10%) 63 BC 96 CD M700 (15%) 37 D*** 84 CD*
P700 (5%) 83 A* 153 A*** P700 (10%) 69 AB 137 AB* P700 (15%) 62 BC 137 AB*
Les moyennes des traitements biochars (n = 4) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1).
73
Fig. 3.2 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) ou du poivron (cv. Redskin). La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur les concentrations moyennes en CO2 dans le substrat, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 8) et les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
3.3.3 Biomasses des plants de tomate et de poivron
L'ajout de biochars dans le substrat tourbeux et le niveau de fertilisation ont eu un effet
variable sur les biomasses sèches pour la culture de la tomate et du poivron (Figs. 3.3 et
3.4). Selon les tableaux S3.12 et S3.13 (ANOVA 1), l’amendement de biochars a eu un
74
effet significatif (p < 0,01) sur la biomasse aérienne (feuilles, fruits tiges) et celle des fruits
pour les deux cultures en serre. L’ajout de biochar a eu un effet significatif (p < 0,05) sur la
biomasse racinaire, mais seulement pour la culture du poivron (Tableau S.3.13, ANOVA
1). La dose de fertilisation a eu un impact significatif (p < 0,01) sur les biomasses sèches
des plants de poivron, mais elle n’a pas eu d’effet sur celle des plants de tomate
(Tableaux S3.12 et S3.13, ANOVA 1). Aucune interaction (p > 0,05) n'a été observée
entre le type de substrats et le niveau de fertilisation pour les deux cultures, excepté la
biomasse des feuilles pour la culture du poivron (Tableaux S3.12 et S3.13, ANOVA 1).
Pour la culture de la tomate fertilisée à F100, la biomasse aérienne et celle des fruits ont
été significativement plus élevées que le témoin, mais uniquement pour le traitement P700
(5%) (Fig. 3.3 a et b). Pour les plants de tomate fertilisés à F50, l’amendement de biochar
a augmenté la biomasse aérienne, et de façon significative (p < 0,001) pour les
traitements M700 (15%) et P700 (5, 10 et 15%) (Fig. 3.3a). La biomasse aérienne des
plants de tomate a également été plus élevée dans les traitements M700 (15%) et P700
(5, 10 et 15%) fertilisés à F50 par rapport au témoin fertilisé à F100 (Tableau 3.7). Les
mêmes tendances ont été observées pour la biomasse des fruits des traitements M700
(15%) et P700 (5%) fertilisés à F50 par rapport au témoin fertilisé à F100 (Fig. 3.3b ;
Tableau 3.7). Mis à part le traitement P700 (10%), la biomasse racinaire des plants de
tomate fertilisés à F50 a été légèrement plus élevée dans les traitements biochars que le
témoin fertilisé à F100, mais cette observation ne s’est pas révélée significative (p > 0,05)
(Tableau 3.7). Selon le tableau 3.8, la biomasse aérienne des plants de tomate, la
biomasse des fruits et celle des racines du témoin ont été similaires (p > 0,05) sous les
deux régimes de fertilisation (F50 et F100). Pour les traitements biochars, aucune
différence (p > 0,05) n'a été observée entre la biomasse des plants de tomate fertilisés à
F50 et à F100, excepté les traitements M700 (15%) et P700 (15%) où celle-ci a été
significativement plus élevée avec une fertilisation à F50 qu'à F100 (Tableau 3.8).
Pour la culture du poivron fertilisée à F100, la biomasse aérienne et celle racinaire ont été
significativement plus élevées dans le substrat amendé avec M550 (10%) et M700 (5%)
par rapport au témoin (Fig. 3.4 a et c). La biomasse des fruits de la culture du poivron
fertilisée à F100 a été plus élevée dans les traitements biochars que le témoin, et
significativement (p < 0,05) avec le traitement M550 (10%) (Fig. 3.4b). La biomasse des
fruits a été 70% plus élevée avec le substrat amendé de 10% M550 que sans
amendement (Fig. 3.4b). Pour les traitements fertilisés à F50, la biomasse des plants de
75
poivron a été plus élevée (p < 0,05) dans le substrat amendé de biochars que sans
amendement (Fig. 3.4a). La biomasse des fruits des plants de poivron fertilisés à F50 a
été 64% plus élevée (p < 0,001) en présence de biochar M700 (10%) que dans le témoin
(Fig. 3.4b). L’ajout de biochars M550 (15%), M700 (5%), M700 (15%) et de P700 (10%) a
également augmenté (p < 0,05) la biomasse des fruits dans la culture du poivron fertilisée
à F50 comparativement au témoin (Fig. 3.4b). Pour la biomasse racinaire des plants de
poivron fertilisés à F50, celle-ci a été plus élevée en présence de biochar et de façon
significative (p <0,05) avec l’ajout de biochar M700 (15%) comparativement au témoin
(Fig. 3.4c). Aucune différence (p > 0,05) n’a été observée entre la biomasse aérienne, la
biomasse des fruits et celle des racines entre les traitements biochars fertilisés à F50 et le
témoin fertilisé à F100 (Tableau 3.7). Selon le tableau 3.8, la biomasse aérienne, la
biomasse des fruits et celle des racines des plants de poivron ont été similaires (p > 0,05)
entre les deux régimes de fertilisation (F50 et F100) pour le témoin. La biomasse aérienne
des plants de poivron amendés de biochars M550 (5, 10 et 15%), M700 (5 et 15 %) ou
P700 (5%) a été plus élevée avec un régime de fertilisation complète F100 que celle
réduite de moitié (F50) (Tableau 3.8). Des résultats similaires ont également été observés
pour la biomasse racinaire des plants de poivron (Tableau 3.8), excepté que le régime de
fertilisation n’a eu aucun effet pour les traitements M550 (15%) et M700 (15%). Aucune
différence significative (p > 0,05) n'a été observée entre les deux doses de fertilisation
pour la biomasse des fruits dans chaque traitement biochar (Tableau 3.8). La biomasse
totale, celle des feuilles et des tiges, la surface foliaire, le nombre de fruits et le rendement
en fruits frais sont présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.23 et S3.24).
76
Fig. 3.3 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de tomate (cv. Micro-Tom). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 6) et les moyennes des traitements biochars associés à un ou plusieurs astérisques (gris pour F50 ou noir pour F100) sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. Les fèches pointillées grises représentent la valeur du témoin fertilisé à F50.
77
Fig. 3.4 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de poivron (cv. Redskin). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 6) et les moyennes des traitements biochars associés à un ou plusieurs astérisques (gris pour F50 ou noir pour F100) sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. Les fèches pointillées grises représentent la valeur du témoin fertilisé à F50.
78
Tableau 3.7 Comparaison de la biomasse aérienne, des fruits et des racines entre le substrat amendé de biochar fertilisé à F50 et le substrat non amendé (témoin) fertilisé à F100 pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).
TOMATE POIVRON
Biochar (F50)
Témoin (F100)
p value
Biochar (F50)
Témoin (F100)
p value
Biomasse aérienne M550 (5%) 53 44 0,19 119 100 0,55
M550 (10%) 49 44 0,73 110 100 0,96
M550 (15%) 51 44 0,53 111 100 0,93
M700 (5%) 48 44 0,95 121 100 0,43
M700 (10%) 51 44 0,49 125 100 0,25
M700 (15%) 60 44 *** 110 100 0,97
P700 (5%) 57 44 * 109 100 0,98
P700 (10%) 55 44 * 109 100 0,98
P700 (15%) 57 44 * 107 100 1,00
Biomasse des fruits M550 (5%) 33 27 0,11
66 56 0,85
M550 (10%) 29 27 0,93
63 56 0,98
M550 (15%) 30 27 0,79
69 56 0,62
M700 (5%) 30 27 0,71
70 56 0,54
M700 (10%) 32 27 0,36
77 56 0,13
M700 (15%) 35 27 **
66 56 0,81
P700 (5%) 34 27 *
64 56 0,95
P700 (10%) 32 27 0,29
68 56 0,71
P700 (15%) 33 27 0,10
65 56 0,87
Biomasse racinaire M550 (5%) 4,7 4,6 1,00 8,4 8,3 1,00
M550 (10%) 5,6 4,6 0,72 8,2 8,3 1,00
M550 (15%) 5,1 4,6 0,98 8,3 8,3 1,00
M700 (5%) 5,0 4,6 1,00 8,0 8,3 1,00
M700 (10%) 4,7 4,6 1,00 8,9 8,3 0,99
M700 (15%) 5,4 4,6 0,86 9,6 8,3 0,61
P700 (5%) 5,5 4,6 0,79 7,4 8,3 0,82
P700 (10%) 4,4 4,6 1,00 7,6 8,3 0,94
P700 (15%) 5,6 4,6 0,69 7,8 8,3 0,99 Les moyennes des traitements biochars (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
79
Tableau 3.8 Effet de la dose en fertilisation (F50 vs F100) de chaque traitement sur la biomasse aérienne, des fruits et des racines pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).
TOMATE POIVRON Traitement Dose de fertilisation
p value Dose de fertilisation
p value F50 F100 F50 F100 Biomasse aérienne
Témoin (0%) 40 44 0,43
81 100 0,37 M550 (5%) 53 53 0,96
119 135 *
M550 (10%) 49 49 0,79
110 168 * M550 (15%) 51 49 0,76
111 132 ***
M700 (5%) 48 49 0,69
121 175 *** M700 (10%) 51 54 0,55
125 141 0,24
M700 (15%) 60 51 ***
110 143 ** P700 (5%) 57 56 0,91
109 138 *
P700 (10%) 55 55 0,85
109 133 0,07 P700 (15%) 57 53 *
107 116 0,41
Biomasse des fruits Témoin (0%) 25 27 0,58
47 56 0,55
M550 (5%) 33 31 0,37
66 68 0,76 M550 (10%) 29 30 0,89
63 95 0,08
M550 (15%) 30 28 0,57
69 68 0,96 M700 (5%) 30 28 0,36
70 86 0,09
M700 (10%) 32 30 0,55
77 76 0,92 M700 (15%) 35 32 0,23
66 78 0,09
P700 (5%) 34 35 0,76
64 78 0,13 P700 (10%) 32 32 0,92
68 75 0,39
P700 (15%) 33 33 0,70
65 64 0,85
Biomasse racinaire Témoin (0%) 4,5 4,6 0,79
7,2 8,3 0,31
M550 (5%) 4,7 5,2 0,38
8,4 9,6 * M550 (10%) 5,6 4,4 0,14
8,2 11,5 **
M550 (15%) 5,1 4,6 0,42
8,3 9,1 0,49 M700 (5%) 5,0 5,3 0,82
8,0 11,9 ***
M700 (10%) 4,7 5,5 0,38
8,9 9,9 0,17 M700 (15%) 5,4 4,8 0,39
9,6 10,0 0,41
P700 (5%) 5,5 4,4 0,18
7,4 9,8 *** P700 (10%) 4,4 5,2 0,29
7,6 10,2 *
P700 (15%) 5,6 4,7 0,17
7,8 9,3 0,19 Les moyennes (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes selon le test de Tukey (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
80
3.3.4 Teneur en azote et en phosphore dans les tissus de la plante
Les concentrations en N dans la biomasse des différents tissus des plants de tomate n’ont
pas été affectées par la présence de biochar (p > 0,05), excepté les traitements P700
(5%), P700 (15%) fertilisés à F50 et le traitement M550 (15%) fertilisé à F100 (Tableau
S3.25). Une baisse de la concentration en N dans les tissus des fruits pour le traitement
P700 (5%), dans la partie aérienne pour le traitement P700 (15%) et une augmentation de
la concentration en N dans les tissus des feuilles pour le traitement M550 (15%) ont été
observées comparativement au témoin (Tableau S3.25). Pour ce qui est de la
concentration en P, l’augmentation de la dose en biochar d’érable a réduit
significativement la concentration en P dans les tissus des plants de tomate sous les deux
régimes de fertilisation, alors que l’augmentation de la dose de biochar P700 a augmenté
la concentration en P dans les tissus (Tableau S3.25). Par rapport au témoin, l’ajout de
15% de biochars d’érable a significativement diminué la concentration en P dans les tissus
de la biomasse racinaire des plants de tomate (Tableau S3.25), tandis que l’ajout de 15%
de biochar P700 a augmenté la concentration en P dans la biomasse racinaire (Tableau
S3.25).
Pour la culture du poivron fertilisée à F50, l’augmentation de la dose en biochar à 15% a
diminué significativement la concentration en N dans la biomasse racinaire affectant aussi
la biomasse totale (Tableau S3.26). Des tendances similaires sont observées pour la
concentration en P pour la culture du poivron fertilisée à F50, excepté pour le traitement
P700 (Tableau S3.26). L’ajout de 15% de biochar P700 dans le substrat a principalement
affecté la teneur en P dans les tissus des tiges affectant seulement la biomasse aérienne
comparativement au témoin (Tableau S3.26). Pour la culture du poivron fertilisée à F100,
l’ajout de biochar n’a pas affecté la concentration en N dans les tissus de la plante,
excepté les traitements M550 (5 et 15%) où la teneur en N a été plus élevée dans les
racines comparativement au témoin (Tableau S3.26). L’ajout de 15% de biochar M550 a
diminué significativement la concentration en P dans les tissus de la biomasse des feuilles
et des racines affectant aussi la biomasse totale des plants de poivron fertilisés à F100
comparativement au témoin. À l’inverse, l’ajout de 15% de P700 a augmenté
significativement la concentration en P dans les tissus des racines (Tableau S3.26). Bien
que les concentrations en N et en P ont été plus faibles dans les tissus des plants de
81
tomate et de poivron amendé de biochars, aucun symptôme de carence en éléments
minéraux n’a été observé dans les deux cultures.
3.3.5 Efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation
Pour la culture de la tomate, une interaction significative a été observée entre le type de
biochar et le niveau de fertilisation pour l’EUE (Tableau S3.16). L'ajout de biochar dans le
substrat de croissance a eu un effet plus grand sur l’EUE pour la culture de la tomate
fertilisée à F50 qu'à F100 (Tableau 3.9). Dans la culture de la tomate fertilisée à F50,
l’EUE du substrat amendé de biochars a été significativement plus élevée que celui du
témoin, alors que dans la culture de la tomate fertilisée à F100, seul l’EUE des traitements
P700 (5%) et P700 (10%) ont été significativement plus élevée que le témoin (Tableau
3.9).
Pour la culture du poivron, aucune interaction significative n’a été observée entre le type
de biochar et le niveau de fertilisation (Tableau S3.16). L'ajout de biochar dans le substrat
de croissance a eu un effet significatif sur l’EUE, alors que le taux de fertilisation n'a eu
aucun effet (Tableau S3.16). L'efficacité d'utilisation de l'eau dans les substrats amendés
de biochar a été significativement plus élevée que celle du témoin (Tableau 3.10).
Tableau 3.9 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom).
EUE des plants fertilisés à F50 EUE des plants fertilisés à F100
Traitement
biochar Traitement
témoin p value
Traitement biochar
Traitement témoin
p value
M550 (5%) 2,8 1,7 *** 2,9 2,3 0,09 M550 (10%) 2,5 1,7 ***
2,7 2,3 0,25
M550 (15%) 2,4 1,7 ***
2,6 2,3 0,72
M700 (5%) 3,2 1,7 ***
2,7 2,3 0,33
M700 (10%) 2,9 1,7 ***
2,5 2,3 0,94 M700 (15%) 2,7 1,7 ***
2,7 2,3 0,28
P700 (5%) 2,8 1,7 ***
3,2 2,3 ***
P700 (10%) 2,6 1,7 ***
2,9 2,3 * P700 (15%) 2,6 1,7 *** 2,6 2,3 0,70
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
82
Tableau 3.10 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture du poivron (cv. Redskin).
EUE des plants fertilisés à F50 et F100 Traitement biochar Traitement témoin p value
M550 (5%) 2,2 1,4 ** M550 (10%) 2,9 1,4 *** M550 (15%) 2,7 1,4 ***
M700 (5%) 2,6 1,4 ***
M700 (10%) 3,2 1,4 *** M700 (15%) 2,8 1,4 ***
P700 (5%) 2,4 1,4 ***
P700 (10%) 3,1 1,4 *** P700 (15%) 2,7 1,4 ***
La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur l’efficacité d’utilisation de l’eau, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les moyennes des traitements biochars (n = 12) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
3.4 Discussion
3.4.1 Effets du biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron
L’ajout de biochar dans un substrat à base de tourbe a eu un impact positif sur la
biomasse aérienne et les rendements en fruits dans la culture de la tomate et du poivron,
et ce, de façon significative dans les traitements fertilisés à F50. Ces résultats concordent
avec ceux obtenus précédemment dans des substrats horticoles amendés en biochar
(Graber et al., 2010; Vaughn et al., 2013; Nieto et al., 2016; Mendez et al., 2016). Graber
et al. (2010) rapportent une augmentation des rendements en fruits (66 à 230%) et une
plus grande surface foliaire des plants de tomate et de poivron (19 à 25%) avec l’ajout de
1 à 5% (en masse) de biochar provenant de bois de citronnier. De plus, leurs résultats ont
démontré que l’ajout de biochar n’a pas influencé le contenu en nutriments dans la partie
aérienne des plants de tomate et de poivron. Dans une autre étude, Alburquerque et al.
(2013) ont observé un effet positif sur le prélèvement du phosphore et négatif sur l’azote
par la plante dans un sol amendé de biochar provenant de bois d’olivier pyrolysé à 450°C.
D’après ces auteurs, le pouvoir de rétention en éléments minéraux sur la surface du
biochar pourrait avoir influencé l’immobilisation de l’azote du sol. Selon nos résultats,
83
l’amendement de biochars d’érable a eu un effet inverse pour la concentration en P dans
les tissus des plantes. En effet, l’ajout de 15% de biochars d’érable a diminué la
concentration en P dans les tissus des plants de tomate et de poivron (Tableaux S3.25 et
S3.26). Il a été rapporté que l’effet chaulant des biochars et qu’un pH supérieur à 7,5 dans
le sol pourrait mener à des effets négatifs sur la croissance des plantes (Alburquerque et
al., 2014; Keillor, 2008). De plus, un pH de sol supérieur à 7 peut favoriser la précipitation
du P avec le calcium présent dans le milieu et limiter le prélèvement du P par la plante
(Stevenson et Cole, 1999). La haute concentration en DIC et le pH légèrement plus alcalin
dans les traitements avec 15% de M550 et M700 (Tableaux 3.4 et 3.5), et la concentration
élevée en Ca2+ des biochars d’érable (Tableau 2.1 du chapitre 2) semblent indiquer que la
faible disponibilité en P dans le substrat serait causée par une précipitation de cet élément
sous la forme de carbonate et expliquerait sa faible concentration dans les tissus des
plants de tomate et de poivron. Bien que la baisse en P dans les tissus n’ait pas affecté la
croissance de la plante, une dose plus élevée que 15% de biochar fortement alcalin et
riche en Ca2+ serait à éviter pour ne pas nuire à la croissance de la plante. Comme
Alburquerque et al. (2013) ont observé, une immobilisation plus importante en N a été
observée en présence de biochar. En effet, la MBN dans le substrat amendé de biochar
M550, M700 et P700 ont été plus élevées que le témoin, et ce, principalement pour la
culture du poivron fertilisé à 50% de la dose recommandée (Tableau S3.21).
L’immobilisation plus importante en N dans ces traitements biochars concorde avec la
concentration plus faible en NO3- dans le substrat amendé surtout de 15% de biochar
(Tableau 3.5) et la baisse en N dans les tissus des plants de poivron fertilisé à 50% de la
dose recommandée (Tableau S3.26).
Il a été rapporté que l’effet du biochar sur l’augmentation du pH, de la capacité de
rétention en eau et de la disponibilité en nutriments peut influencer positivement
l’augmentation des rendements des cultures dans les sols amendés avec du biochar (Ding
et al., 2016). Une meilleure disponibilité en DOC dans un sol amendé en biochar peut
favoriser l’activité des microorganismes et aider au développement de la plante
(Alburquerque et al., 2014; Allaire et al., 2015). L’augmentation du pH, de la DIC et de la
DOC dans notre étude pour les traitements M700 (10 et 15%) (Tableaux 3.4 et 3.5)
semble concorder avec ceux obtenus dans la littérature. Cependant, de faibles
corrélations négatives et positives entre la concentration minérale et la biomasse aérienne
et celle racinaire ont été observées dans notre étude (Tableau S3.27), suggérant que
84
l’amélioration de la disponibilité de certains éléments minéraux n’a pas eu un effet direct
sur le développement de la plante.
Graber et al. (2010) ont observé que les traitements amendés de biochar de bois de
citronnier ayant les plus hauts rendements en tomates et en poivrons avaient aussi un
nombre plus élevé de microorganismes. Dans notre étude, bien que le dénombrement
d’organismes totaux n’a pas été mesuré, les concentrations plus élevées en CO2 dans l’air
des substrats amendés de biochars d’érable M550 et M700 (5, 10 et 15%) et P700 (5%)
(Fig. 3.2) et une plus grande activité enzymatique (FDA) dans la majorité des traitements
P700 (Tableau 3.6) indiquent une activité microbienne plus élevée dans le substrat
tourbeux amendé de biochar pour la culture du poivron.
D’après une étude récente, l’augmentation de l’activité biologique du sol était plutôt liée à
un plus grand développement racinaire dans les sols amendés avec du biochar que
l’apport direct en DOC par le biochar aux microorganismes du sol (Watzinger et al., 2014).
Selon nos résultats (Chapitre 2), le contenu en DOC plus élevé dans les traitements M550
et M700 que dans le témoin (Fig 2.1) n’a pas favorisé les émissions en CO2 (Fig. 2.5). Nos
résultats concordent donc avec les observations de Watzinger et al. (2014). En effet,
l’apport de biochar a permis un meilleur développement racinaire des plants dans le
substrat tourbeux, surtout chez le poivron avec le traitement M700 (15%) fertilisé à F50 et
les traitements M550 (10%) et M700 (5%) fertilisés à F100 (Fig. 3.4c). De plus, nos
résultats semblent être en accord avec ceux obtenus de Valé et al. (2005), qui ont observé
une corrélation positive entre l’activité des microorganismes et la biomasse foliaire. En
effet, pour nos deux études de serre, une corrélation positive a été observée entre les
concentrations en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe et la biomasse des fruits (r
= 0,67; p < 0,001), des racines (r = 0,66; p < 0,001) et la biomasse aérienne des plantes (r
= 0,72; p < 0,001) (Tableau S3.27).
La masse volumique apparente plus élevée dans les substrats amendés de biochars
d’érable (Tableau S3.20) pourrait avoir limité la diffusion du O2 dans le milieu (Araujo et
al., 2009) et ainsi influencer l’augmentation des concentrations en CO2 dans l’air du
substrat pour la culture du poivron (Fig. 3.2b). Toutefois, l’ajout de biochar P700 (5%)
possédant une porosité élevée (Tableau 2.1, chapitre 2) a aussi augmenté la
concentration en CO2 dans le substrat (Fig. 3.2b). D’autre part, l’augmentation de la
masse volumique apparente dans le substrat amendé de biochars d’érable n’a pas nui au
85
développement des racines des plants de poivron (Fig. 3.4c). Ces résultats suggèrent
donc que l’augmentation de la masse volumique apparente dans les substrats amendés
de biochars d’érable a eu un effet négligeable sur l’augmentation de la concentration en
CO2 dans l’air du substrat. D’après Yuste et al. (2007), la respiration microbienne du sol
est fortement influencée par la concentration en carbone apporté. Le milieu plus riche en
carbone dans les substrats amendés de biochars pourrait donc expliquer la respiration du
sol plus élevée.
Des études récentes ont montré que la plante peut induire une accélération de la
minéralisation du carbone du sol par ses exsudats racinaires selon le contenu en carbone
organique (Shahzad et al., 2015) et cela permettrait un meilleur développement de la
plante (Hamilton et Frank, 2001). Ces observations sont en accord avec nos résultats et
suggèrent que la biomasse racinaire plus élevée dans les traitements biochars M550
(10%), M700 (5 et 15%) que dans le témoin pour la culture du poivron (Fig. 3.4) pourrait
avoir favorisé une minéralisation plus importante en carbone, et cet effet expliquerait la
hausse en CO2 dans l’air du substrat. Selon deux publications récentes (Dai et al., 2017;
Kolton et al., 2017), l’amélioration de la fertilité du sol par l’amendement de biochar
influence la croissance et le développement des racines de la plante, car les
communautés microbiennes du sol qui interagissent avec les racines sont affectées par la
présence de biochar. D’ailleurs, Joseph et al. (2010) ont constaté une interaction entre les
racines et le biochar en favorisant la libération d’exsudats racinaires et en affectant la
stabilité du biochar dans le sol. Selon ces auteurs, cette interaction semblait aussi affecter
les réactions de complexation et l’activité microbienne dans la rhizosphère (Joseph et al.,
2010). Kolton et al. (2017) mentionnent aussi que les composés en carbone non labile du
biochar peuvent interagir directement avec les racines et stimuler la croissance des
plantes. L’ajout de biochar dans un substrat de tourbe pourrait alors stimuler le
développement racinaire et ainsi le développement de la partie aérienne des plantes. La
minéralisation du carbone étant favorisée par l’augmentation d’exsudats racinaires dans le
substrat amendé de biochar pourrait stimuler l’activité microbienne et ainsi favoriser un
meilleur développement global de la plante. D’ailleurs, une augmentation de la MBC a été
observée dans l’ensemble des traitements biochars, surtout dans la culture du poivron
fertilisée avec la moitié de la dose recommandée (Tableau S3.21), indiquant une
disponibilité plus grande en carbone dans le milieu.
86
Comme il a été observé dans l’étude de Olmo et al. (2016) des effets divergents ont
toutefois été observés selon le type de biochar sur le développement racinaire. Selon ces
auteurs, l’effet du biochar sur la disponibilité des éléments minéraux serait en cause. Dans
le cadre de notre étude, l’ajout de biochars d’érable a réduit dans certains cas la
concentration en NO3- en PO4
3- dans le substrat de la culture de la tomate et du poivron
(Tableaux 3.4 et 3.5). Par conséquent, cette baisse en NO3- en PO4
3- n’a pas nui au
développement de la plante. L’augmentation de la minéralisation en carbone en présence
de biochar, comme indiqué par l’augmentation de la concentration en CO2 dans le substrat
(Fig.3.2) et l’augmentation de la MBC (Tableau S3.21), semble être un élément important
dans le développement global de la plante. Cependant, d’autres essais sont nécessaires
pour mieux comprendre les interactions entre le sol et la plante en présence de biochar
(Dai et al., 2017; Hussain et al., 2016; Kolton et al., 2017).
3.4.2 Effets de la dose en biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron
Comme il a été observé dans les études antérieures (Graber et al., 2010; Alburquerque et
al., 2014; Lehmann et al., 2015), l’augmentation de la dose en biochar n’a pas influencé
linéairement les rendements. Toutefois, la concentration en N et en P dans les tissus de la
plante a été affectée par l’augmentation de la dose en biochar (Tableaux S3.25 et S3.26).
Ces résultats suggérent d’être prudent si la dose excède 15% de biochar, car une dose
plus élevée que 15% pourrait nuire à la nutrition de la plante. D’autres essais sont donc
nécessaires pour déterminer les effets d’une augmentation de la dose en biochar sur la
nutrition de la plante et son développement. Dans le cadre de notre étude, même si les
concentrations en N et en P ont été plus faibles avec 15% de biochar, aucun effet néfaste
n’a été observé sur le développement des plants de tomate et de poivron.
3.4.3 Effet de la dose de fertilisation sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron
Les effets observés avec l’apport de 50% de la fertilisation recommandée dans la culture
de la tomate et du poivron sans biochar concordent avec certaines études dans la
littérature (Shen et al. 2010; Dass et al., 2008). Comme il a été proposé par Shen et al.
(2010), la dose recommandée en fertilisant est probablement trop élevée pour les besoins
de la plante étant donné la faible différence des rendements entre les deux doses de
fertilisation. Étonnamment, l’ajout de biochar dans le substrat à base de tourbe a permis
87
d’améliorer significativement les rendements de la culture du poivron fertilisée à 50% de la
dose recommandée comparativement à ceux de la tomate. Comme il a été observé dans
une récente étude (Vaughn et al., 2015b), l’effet du biochar peut diverger selon les types
de plantes.
Malgré la baisse en N et P dans les tissus des plants de poivron, il semble y avoir un effet
synergique entre les traitements M550 (10%) et M700 (5%) et la dose en fertilisation (Fig.
3.4; Tableau 3.8). Des études rapportent que l’ajout en biochar combiné à une fertilisation
azotée aurait un effet synergique sur le développement de la plante et cela serait causé
par une libération plus grande en carbone dans le sol (Allaire et al., 2015; Vaccari et al.,
2015). En effet, nos résultats démontrent une plus grande concentration en DOC dans les
traitements M550 (10%) et M700 (5%) pour la culture du poivron fertilisée avec la dose
complète en fertilisant que la dose plus faible (Tableau 3.5) supportant l’hypothèse d’un
effet synergique entre le biochar et la dose en azote.
3.4.4 Effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation
L’amélioration de l’efficacité d’utilisation de l’eau avec l’ajout de biochar concorde avec
deux études récentes (Akhtar et al., 2014; Vaccari et al., 2015), où l’ajout de biochar a
permis d’augmenter considérablement le rendement en fruits par unité d’eau appliquée
dans une culture de la tomate. Selon les auteurs, l’amélioration des rendements en
présence de biochar serait occasionnée par un effet concomitant entre un meilleur apport
en eau à la plante et l’augmentation de la disponibilité en nutriments. L’efficacité
d’utilisation de l’eau pourrait alors être considérée comme une mesure indirecte de
l’amélioration de la capacité d’échange cationique (CEC) dans le sol amendé en biochar,
car la CEC influence la capacité du sol à retenir l’eau et les nutriments (Ding et al., 2016).
Il a été rapporté que la structure très poreuse des biochars pourrait favoriser une meilleure
capacité de rétention en eau (Akhtar et al., 2014). En effet, l’ajout de 5, 10 et 15% de
biochars a permis d’améliorer la rétention en eau dans le substrat selon les courbes de
rétention en eau présentées à la figure S3.1. De plus, l’ajout de biochar a permis une
meilleure rétention en éléments minéraux, surtout dans la culture du poivron (Tableau
S3.18). En générale, l’ajout de 10 ou 15% de biochar M550 et M700 dans le substrat de
tourbe a permis de réduire la concentration en NO3-N, PO4-P, Mg2+ et Ca2+ dans le lixiviat
(Tableau S3.18). Ces résultats suggèrent donc qu’il est possible d’augmenter les
rendements en fruits par unité d’eau consommée en présence de biochar dans le substrat
88
de tourbe et de réduire le lessivage des éléments minéraux. Comme l’efficacité
d’utilisation de l’eau a été similaire entre les deux doses de fertilisation (F50 et F100) pour
la culture du poivron, les résultats suggèrent également qu’il est réalisable de diminuer la
fertilisation à 50% de la dose recommandée avec un apport en biochar sans affecter les
rendements des cultures.
3.5 Conclusion
Les résultats ont démontré que l’ajout de biochar a permis de réduire l’apport en fertilisant
à 50% de la dose recommandée tout en gardant un haut rendement en fruits et
d’améliorer davantage l’efficacité d’utilisation de l’eau. Comme il a été constaté dans les
études précédentes, aucune amélioration des rendements de la culture de la tomate et du
poivron n’a été observée avec l’augmentation de la dose en biochar de 5 à 15%. Des
effets variés ont plutôt été observés. Nos résultats suggèrent que la dose optimale en
biochar à appliquer dans le substrat va dépendre du type de biochar et de l’espèce de
plante. D’autre part, les résultats indiquent qu’il est possible d’utiliser du biochar afin de
diminuer significativement l’utilisation de l’eau et les apports d’engrais sans diminuer les
rendements de la culture de la tomate et du poivron dans un substrat à base de tourbe. La
disponibilité plus élevée en DOC dans le substrat amendé de biochars d’érable semble
avoir favorisé l’activité microbienne, et par conséquent le développement de la plante.
D’ailleurs, l’augmentation de la respiration du sol dans le substrat amendé de biochars a
été positivement corrélée avec la biomasse aérienne et la biomasse racinaire de la plante
indiquant que l’augmentation de l’activité biologique du substrat a favorisé son
développement. Comme l’augmentation de la dose en biochar (5% à 15%) n’a pas eu
d’effets marqués sur les rendements en fruits, l’amendement de 5% de biochar dans un
substrat de tourbe semble être une avenue prometteuse pour les producteurs horticoles.
L’ajout de biochar dans un substrat de tourbe pourrait éventuellement permettre de réduit
les coûts de production en minimisant les apports en eau et en nutriments sans affecter
les rendements des cultures. L’amendement de biochar dans un substrat de tourbe
pourrait également limiter les pertes en éléments minéraux par lessivage dû à sa haute
capacité d’échange cationique, minimisant ainsi l’eutrophisation des milieux aquatiques.
89
3.6 Références
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92
Chapitre 4
4.0 Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base
de tourbe sur la diversité et la structure des communautés
bactériennes après une culture de la tomate ou du poivron
Sommaire
Très peu d’études ont permis d’étudier simultanément les effets positifs de différents biochars sur la croissance de la plante, le sol, et la composition et la biodiversité des communautés bactériennes. Le but de cette étude était donc d’évaluer l’effet de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des communautés bactériennes de la rhizosphère échantillonnée après 63 jours de culture de la tomate et du poivron (Chapitre 3). L’analyse des populations bactériennes a été effectuée uniquement dans les substrats amendés de 15% en volume (v/v) de biochar pour observer un effet plus marqué des biochars sur les communautés bactériennes. Le biochar produit à partir d’écorces d’érable et pyrolysé à 550°C (M550) et à 700°C (M700) et le biochar produit à partir de copeaux de pin pyrolysé à 700°C (P700) ont été comparés au substrat témoin. De plus, seulement les traitements fertilisés avec la dose complète en azote (200 mg N L-1) ont été étudiés pour des fins de comparaison avec la littérature. Les résultats ont montré que l’ajout du biochar M700 au substrat à base de tourbe a augmenté significativement la richesse bactérienne, et ce, principalement dans la culture du poivron. De plus, la structure des communautés bactériennes s’est distinguée selon le type de traitement administré. La proportion des espèces de la classe Acidobacteria-6, Actinobacteria, Cytophagia, Flavobacteriia, Sphingobacteriia, Saprospirae, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et Gammaproteobacteria a été la plus affectée par la présence de biochar dans les deux cultures en serre. L’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone dans le substrat à base de tourbe amendé de biochars d’érable semblent être les facteurs déterminants sur les modifications apportées à la diversité et à la structure des communautés bactériennes. De plus, l’ajout de 15% de biochar dans un substrat à base de tourbe a favorisé certaines espèces, dont celles de la famille Oxalobacteraceae pour M700 et Methylophilaceae pour M550 et du genre Streptomyces pour P700, connues pour leur capacité à stimuler la croissance et le développement des plantes, ou pour leur utilisation comme comme agent de lutte biologique.
93
4.1 Introduction
La diversité microbienne des sols joue un rôle important dans la stabilité de l’écosystème
et la productivité, et elle affecte de nombreux processus écosystémiques, dont les cycles
biogéochimiques (Schloter et al., 2003). De plus, la biodiversité microbienne des sols
semble avoir un impact sur les processus évolutifs de la plante en réponse aux
changements environnementaux tels que le pH et le contenu en carbone et en azote
(Bardgett et van der Putten, 2014). En revanche, le type de plante peut avoir un effet sur
les communautés microbiennes du sol (Burns et al., 2015). La composition des exsudats
racinaires et la variété de carbones spécifiques libérés par la plante dans la rhizosphère
pourraient affecter les populations microbiennes du sol (Jaeger et al., 1999; Philippot et
al., 2013).
L’amendement en biochar, un composé riche en carbone, pourrait aussi jouer un rôle
important sur les communautés microbiennes du sol (Anderson et al., 2011; Kolton et al.,
2011). Des études récentes rapportent que l’amendement en biochar peut modifier les
propriétés physicochimiques du sol telles que le pH, la disponibilité en carbone et en
azote, la capacité d’échange cationique (CEC), la rétention en eau, et ainsi, influencer la
diversité bactérienne du sol (Chen et al., 2013, 2015; Lehmann, 2011; Zheng et al., 2016).
Toutefois, des effets neutres et négatifs sur les populations microbiennes ont aussi été
observés dans la littérature suite à l’amendement en biochar et cela serait occasionné par
la nature de la biomasse et la température de pyrolyse du biochar combinées au type de
sol (Ding et al., 2016; Harter et al., 2014). Une étude récente rapporte que l’ajout d’un
biochar de chêne, pyrolysé à 650°C, a eu un effet inverse sur la composition des
communautés microbiennes de la rhizosphère dans un sol agricole avec une culture de
laitue comparativement à un substrat à base de tourbe avec une culture de fraise (De
Tender et al., 2016). Selon certains auteurs, l’effet du biochar sur la diversité microbienne
serait plus marqué dans un sol pauvre en nutriments et acide que dans un sol bien pourvu
en éléments minéraux et à pH neutre (De Tender et al., 2016; Imparato et al., 2016).
L’amélioration des propriétés chimiques des sols acides, dont le pH et la teneur en
éléments minéraux, par le biochar serait en cause (Xu et al., 2014).
94
En plus d’améliorer les propriétés chimiques du sol, l’amendement en biochar semble
favoriser le développement de certains organismes bénéfiques à la croissance de la
plante. En effet, certains auteurs rapportent que l’augmentation des rendements de la
culture du poivron ou de la tomate dans un substrat ou dans un sol, amendés avec du
biochar, serait en partie expliquée par la présence de bactéries favorisant la croissance de
la plante (PGPR, plant growth-promoting rhizobacteria) ou d’agents de lutte biologique
(Graber et al., 2010; Kolton et al., 2011). D’autres études mentionnent que la présence de
biochar permettrait d’induire une résistance systémique (IRS, induced systemic
resistance) envers les microorganismes phytopathogènes par la présence de PGPR dans
la rhizosphère des plantes (Elad et al., 2010; Harel et al., 2012). Bien que l’amendement
en biochar puisse permettre l’établissement d’organismes bénéfiques, d’autres semblent
favoriser les organismes pathogènes. Gravel et al. (2013) ont constaté que l’ajout de
biochar pyrolysé à 475°C dans un substrat organique a favorisé le développement du
Pythium ultimum, un agent pathogène, dans différentes cultures de serre (géranium,
basilic, laitue et poivron).
Comme la majorité des microorganismes ne sont pas cultivables en culture pure, les
nouvelles avancées technologiques de séquençage, tel que le pyroséquençage à haut
débit, pourraient accroître nos connaissances sur la diversité microbienne et permettre
d’analyser plus précisément la composition des communautés bactériennes de la
rhizosphère (Schloter et al., 2003; Hartmann et al., 2015). De récentes études ont observé
des changements dans la composition des populations microbiennes du sol en présence
de biochars, et selon les auteurs, ces changements pourraient avoir un impact important
sur les services écosystémiques du sol (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016; Jenkins
et al., 2016).
Certains organismes impliqués dans le cycle de l’azote appartenant aux familles
Bradyrhizobiaceae (Bradyrhizobium, Rhodoblastus, Rhodopseudomonas et Nitrobacter),
Hyphomicrobiaceae (Devosia, Rhodoplanes, Starkeya), Mycobacteriaceae
(Mycobacterium), Nitrosomonadaceae (Nitrosospira, Nitrospira) et Geobacteraceae
(Geobacter) ont été plus abondants dans les sols en présence de biochars (Xu et al.,
2014; Anderson et al., 2011; Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016). D’autres
organismes impliqués dans le cycle du carbone, tels que les organismes appartenant à la
classe Chloroflexi et au genre Flavobacterium de la famille Flavobacteriaceae ont aussi
95
été plus nombreux dans les sols amendés avec du biochar (Chen et al., 2015; Kolton et
al., 2011).
La disponibilité en carbone et en azote et le pH pourraient être des facteurs clés pour les
changements des communautés microbiennes dans le sol (Li et al., 2016; Le et al., 2016),
mais peu de recherches ont été effectuées jusqu’à maintenant sur les effets induits du
biochar sur ces communautés (Ding et al., 2016). L’usage d’outils moléculaires de
nouvelle génération pourrait donc fournir des informations importantes sur le rôle du
biochar dans la modification de la diversité et la structure des communautés bactériennes
de la rhizosphère qui sont impliquées dans le cycle biogéochimique du carbone et de
l’azote (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016). De plus, peu d’études ont permis
d’élucider les effets positifs de différents biochars sur la croissance de la plante, le sol, sur
la biodiversité et la composition des communautés bactériennes, simultanément (De
Tender et al., 2016). Le but de cette étude était donc d’évaluer l’effet de l’ajout de
différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des
communautés bactériennes de la rhizosphère après 63 jours de culture de la tomate ou du
poivron.
4.2 Matériel et méthodes
4.2.1 Description de l’étude
L’analyse des populations bactériennes dans un substrat horticole amendé ou non en
biochar a été effectuée dans les deux expériences en serre présentées au chapitre 3.
Brièvement, les deux expériences ont été conduites une à la suite de l’autre dans une
serre localisée à l’Université Laval (46°46′N, 71°16′O, Québec, CA) durant 63 jours
chacune. La première expérience a débuté en juillet 2014 avec la culture du cultivar Micro-
Tom de tomate et la seconde avec le cultivar Redskin de poivron en octobre 2014. Les
biochars utilisés dans ce chapitre sont les mêmes que ceux présentés à la section 3.2.1
du chapitre 3, c’est-à-dire l’érable pyrolysé à 550°C (M550), l’érable pyrolysé à 700°C
(M700) et le pin pyrolysé à 700°C (P700), dont certaines propriétés physicochimiques ont
été décrites au tableau 2.1 du chapitre 2.
Lors de la préparation des pots (section 3.2.4), un sachet rectangulaire (7 cm longueur x 4
cm largeur) fabriqué à partir d’un moustiquaire en Nitex (ouverture des pores de 50 μm,
Dynamic Aqua Supply Ltd, Colombie-Britannique, CA) a été utilisé pour évaluer facilement
96
la diversité de la communauté bactérienne dans les substrats et empêcher la pénétration
des racines (Wallander et al., 2001). Chaque sachet a été rempli avec le même mélange
de son pot respectif (~28 cm3) et scellé à l’aide d’une scelleuse à impulsion thermique (Fig
4.1). Au début de l’expérience, un sachet par pot a été installé verticalement à une
profondeur de 10 à 17 cm. Les sachets ont été après 63 jours de culture, et ont été
conservés à −80°C dans des sacs Wirl-Pak stériles avant l’extraction de l’ADN.
Fig. 4.1 Sachet en Nitex utilisé pour l’étude des communautés bactériennes
4.2.2 Analyse métagénomique
4.2.2.1 Extraction de l’ADN
L’extraction de l’ADN du sol a été effectuée sur 0,255 g de substrat avec le kit PowerSoil®
DNA Isolation Kit (MO BIO Laboratories, Carlsbad, Californie, É-U) selon les instructions
données par le fabriquant. L’extraction d’ADN des substrats a été réalisée dans les
échantillons ayant reçu la dose complète de fertilisant (n = 4) pour représenter la
composition bactérienne retrouvée en culture commerciale. De plus, les substrats avec
15% de biochar ont été sélectionnés pour évaluer des différences plus marquées entre les
traitements avec biochar et le témoin. La concentration et la qualité de l’ADN ont été
déterminées par spectrophotométrie (NanoVueTM Plus Spectrophotometer, Ge Healthcare,
Buckinghamshire, R-U). L’efficacité d’extraction a varié légèrement entre les différents
traitements (14,6 ± 5,8 ηg μL-1) et n’a pas été influencée par la présence de biochar.
97
4.2.2.2 Quantification des bactéries totales
La quantification des bactéries totales et un test d’inhibition de l’amplification de l’ADN ont
été effectués à l’aide d’un appareil CFX96 (Bio-Rad, Hercules, CA, É-U) par l’équipe de
recherche du Dr Richard Hogue à l’Institut de Recherche et de Développement en
Agroenvironnement (IRDA, Québec, CA). Brièvement, les bactéries totales ont été
quantifiées par les systèmes d’amplifications établis par Fierer et al. (2005) en utilisant le
réactif SYBR green qPCR master mix (Qiagen, Ontario, CA). La qPCR a été effectuée
dans une plaque de 96 puits, et les amorces eub338 (5’-ACT CCT ACG GGA GGC AGC
AG-3’) et eub518 (5’-ATT ACC GCG GCT GCT GG-3’) ont été utilisées à une
concentration de 0,3 μM dans un volume final de 10 μL. Des courbes standard (n = 3) ont
été déterminées à partir d’une quantité connue de fragments d’ADN amplifiés, puis diluée
en série pour obtenir une gamme de 4 Log afin de déterminer le nombre d’unités
d’amplification des échantillons. La qPCR a débuté avec une dénaturation initiale à 95°C
durant 15 min suivie de 39 cycles de dénaturation à 95°C durant 20 sec, appariement à
53°C durant 30 sec et une élongation à 72°C durant 30 sec. L’efficacité d’amplification a
été de 89,5% avec un R2 de 0,992. La présence d’inhibiteur PCR dans les extraits d’ADN
de nos substrats a été testée avec un clone amplifiable avec les amorces M13 du kit Topo
PCR Cloning (Thermo Fisher Scientific) et un système de détection qPCR, mis au point
dans les mêmes conditions, a été utilisé. Une quantité prédéterminée de ce clone a été
ajoutée aux extraits d’ADN de nos échantillons. Aucune inhibition de l’amplification lors de
la PCR n’a été détectée quand les extraits d’ADN des substrats ont été dilués 1:10 avant
l’analyse qPCR.
4.2.2.3 Construction des librairies Illumina
Le séquençage par Illumina MiSeq a été effectué sur la plateforme d’analyses génomique
à l’Institut de biologie intégrative et des systèmes (IBIS) de l’Université Laval (Québec,
CA). L’amplification de la région V6-V8 de l’ADN codant pour l’ARN ribosomique 16S
(ARNr 16S) a été réalisée en utilisant les séquences des régions spécifiques décrites par
Comeau et al. (2011) et en utilisant une approche de deux étapes de PCR (dual-indexed
PCR approach) spécialement conçues pour l’analyse avec Illumina. Les librairies ont été
séquencées en format pairée (paired-end) avec une lecture de 300 bases, soit une
stratégie de 2 x 300 paires de bases de chaque côté du brin d’ADN. Brièvement, le
séquençage des gènes spécifiques a été fusionné aux amorces du séquenceur d’Illumina
98
TruSeq et une PCR a été menée dans un volume total de 50 μL contenant une solution
tampon Q5 concentrée 1X (NEB, Whitby, Ontario, CA), 0,25 μM de chaque amorce, 200
μM de chaque nucléotide (dNTPs), 1 unité (U) de Q5 High-Fidelity DNA polymerase (NEB,
Whitby, Ontario, CA) et 1 μL d’ADNc de référence. La qPCR a débuté avec une
dénaturation initiale à 98°C durant 30 sec, suivie de 35 cycles impliquant chacune une
dénaturation à 98°C durant 10 sec, un appariement à 55°C durant 10 sec, une élongation
à 72°C durant 30 sec et une élongation finale à 72°C durant 2 min. La réaction de la PCR
a été purifiée en utilisant une solution nettoyante (Axygen PCR cleanup kit, Fisher
Scientific, Ontario, Canada). La qualité de la purification PCR produite a été vérifiée sur un
gel à 1% (m/v) d’agarose. La purification PCR a été diluée entre 50 à 100 fois et utilisée
comme gabarit pour une seconde PCR dans le but d’ajouter des séquences
nucléotidiques synthétiques appelées « index » ou « barcodes » (dual-indexed) pour
identifier et combiner plusieurs échantillons dans une même expérience de séquençage.
La programmation de la deuxième PCR a été identique à la première PCR, mais
seulement 12 cycles ont été effectués. Une seconde purification de la deuxième PCR a
été effectuée comme celle de la première PCR et la qualité de la purification a été vérifiée
sur un DNA 7500 Bioanalyzer chip (Agilent) et quantifié par spectrophotométrie
(BioPhotometer, Eppendorf, Ontario, CA) avec une micro cuvette (UVette, Eppendorf,
Ontario, CA). Les « barcodes » des fragments d’ADN amplifiés par PCR (amplicons) ont
été assemblés à une concentration équimolaire pour le séquençage sur Illumina MiSeq.
Les séquences d’oligonucléotides suivants ont été utilisées pour l’étape d’amplification :
V6-V8 forward, amorce spécifique pour la première PCR ;
5’-ACACTCTTTCCCTACACGACGCTCTTCCGATCTACGCGHNRAACCTTACC-3’,
V6-V8 reverse, amorce spécifique pour la première PCR ;
3’-GTGACTGGAGTTCAGACGTGTGCTCTTCCGATCTACGGGCRGTGWGTRCAA-5’,
Forward générique, amorce non spécifique pour la deuxième PCR ;
5’-AATGATACGGCGACCACCGAGATCTACAC[index1]ACACTCTTTCCCTACACGAC-3’,
Reverse générique, amorce non spécifique pour la deuxième PCR ;
3’-CAAGCAGAAGACGGCATACGAGAT[index2]GTGACTGGAGTTCAGACGTGT-5’.
Les amorces utilisées dans ce travail contiennent des séquences d’Illumina spécifiques
protégés par la propriété intellectuelle de Oligonucleotide sequences © 2007-2013
Illumina, Inc. Tout droit est réservé.
99
4.2.2.4 Analyse du séquençage
Les séquences ont été démultiplexées en fonction des étiquettes utilisées une fois que la
qualité du séquençage sur Illumina Miseq a été vérifiée, en déterminant la densité des
clusters et la distribution de la q-score (majoritairement supérieur à 30). Les fragments
forward et reverse ont ensuite été appariés avec QIIME (open-source bioinformatics
pipeline, version 1.9.1) (Caporaso et al., 2010) en utilisant l’outil Fastq-Join avec un
recouvrement minimum de 50 paires de bases (pb). Au total, 587 140 fragments (écart de
7 853 à 21 833 fragments par échantillon) ont été obtenus pour l’ensemble des traitements
des deux cultures en serre (48 échantillons) avec une moyenne de 12 232 fragments par
échantillon.
La qualité des fragments reconstitués a été vérifiée par FastQC et la longueur moyenne
reconstituée a été de 436 pb ± 7 pb. Ensuite, les fragments appariés ont été regroupés et
filtrés en utilisant multiple_split_libraries_fastq.py sous le logiciel QIIME. Les unités
taxonomiques opérationnelles (OTUs) ont été définies par une approche open_reference
en utilisant la base de référence GreenGenes, version 13.8 (DeSantis et al., 2006) et elles
ont été regroupées à 97% de similarité. Les singletons ont été éliminés de la table des
OTUs bactériennes et celle-ci a été filtrée à un taux minimum de 10 séquences par OTU
pour réduire le taux de valeurs nulles dans la table.
La table des OTUs bactériennes a ensuite été normalisée à 4 000 séquences par
échantillon avant d’établir les calculs d’indices de diversité et de la matrice de
comparaison. Cette normalisation a été déterminée à partir des courbes de raréfaction qui
ont permis d’établir une inflexion des courbes et d’estimer un nombre commun de
séquences permettant de comparer les indices de diversité. Les indices de diversité et de
richesse bactériennes utilisés dans cet essai (Faith’s PD (Faith DP, 1992), Chao1 (Chao
A, 1984), Shannon, Simpson) et le nombre d’observations totales d’OTUs ont permis
d’évaluer la richesse bactérienne globale de chaque échantillon (diversité alpha). La
matrice de comparaison permettant de comparer la structure des communautés
bactériennes entre les différents traitements (diversité bêta) a été déterminée par un test
de distance métrique dont le unweighted UniFrac (Lozupone et Knight, 2005) pour obtenir
des analyses en coordonnées principales (PCoA). La distance qui sépare les populations
bactériennes a été visualisée en trois dimensions avec EMPeror sous trois composantes
de l’analyse PCoA (Vazques-Baeza et al., 2013). De plus, un diagramme de Venn a été
100
effectué pour évaluer la quantité d’OTUs partagée entre chaque traitement, et ce, pour
chacune des deux cultures en serre.
4.2.3 Analyses statistiques
Une analyse statistique des indices de diversité bactérienne (Faith’s PD, Chao1, Shannon,
Simpson), le nombre total d’OTUs observé, le nombre d’unités d’amplification de l’ADN
par qPCR et l’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe, de la
famille et du genre ont été effectuées pour chacune des cultures en serre (tomate et
poivron). Les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure Proc Mixed dans
SAS, version 9.3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). L’analyse de la variance
(ANOVA) a été effectuée en bloc aléatoire complet incluant quatre répétitions, quatre
traitements (témoin sans biochar, M550, M700 et P700) et une fertilisation. L’homogénéité
de la variance a été vérifiée par une analyse graphique des résidus et un test Tukey (p <
0,05) a été effectué.
Une analyse statistique non paramétrique ADONIS, basée sur la matrice de comparaison
unweighted Unifrac et calculant un test de similarité R (package «Vegan» sous R) avec un
niveau de signification statistique de p < 0,05, a été effectuée dans QIIME pour comparer
chaque groupe d’espèces bactériennes contenu dans chaque traitement (comparaison de
deux groupes à la fois). Cette analyse a été effectuée dans les deux essais en serre. La
variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a
été estimée avec 999 permutations.
Des corrélations entre les espèces bactériennes de la table des OTUs et les variables
mesurées dans chacun des essais en serre du chapitre 3 (biomasse aérienne, CO2, MBC,
MBN, FDA, pH, PO4, DOC, DIC et DN) ont été effectuées avec le coefficient de corrélation
SPEARMAN dans QIIME. Les corrélations ont été effectuées sur les quatre répétitions où
les variables environnementales ont été mesurées dans chacun des traitements pour les
deux cultures (tomate et poivron). Le niveau de signification des corrélations a été corrigé
par la procédure de Bonferoni (p < 0,05) utilisée dans le cas des comparaisons multiples
(Jobson, 2012).
101
4.3 Résultats
4.3.1 Diversité bactérienne
L’ajout de 15% de biochar dans le substrat tourbeux n’a eu aucun effet significatif sur les
indices de diversité (nombre des OTUs observé, Faith’s PD, Chao1, Shannon et
Simpson), ni sur le nombre d’unités d’amplification de l’ADN pour la culture de la tomate
(Tableau S4.1). Pour la culture du poivron, le nombre d’unités d’amplification de l’ADN a
été deux fois plus élevé dans le traitement M700 que dans le témoin (Fig. 4.2), mais l’écart
entre les deux n’est pas significatif (p > 0,05). L’indice de diversité de Faith’s PD a été plus
élevé (p < 0,05) dans le traitement M700, suivi des traitements M550 et P700,
comparativement au témoin (Fig. 4.2c). L’indice de diversité de Faith’s PD n’a pas été
différent (p > 0,05) entre le traitement M550 et P700 (Fig. 4.2c). Pour les indices de Chao1
et de Shannon, ceux-ci ont été significativement plus élevés dans les traitements M700 et
P700, comparativement au témoin (Fig 4.2 d et e). Aucune différence (p > 0,05) entre le
traitement M550 et le témoin n’a été observée pour les indices de Chao1 et de Shannon
(Fig 4.2 d et e). Comme pour la culture de la tomate, l’indice de Simpson n’a pas été
différent (p > 0,05) entre les traitements biochars et le témoin pour la culture du poivron
(Fig. 4.2f).
102
Fig. 4.2 Effet des différents biochars sur les indices de la diversité bactérienne à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4) et les moyennes des traitements associées à une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
4.3.2 Structure des communautés bactériennes
La plus grande variation entre la structure des communautés bactériennes dans les
différents traitements, en combinant les deux expériences en serre (tomate et poivron)
dans l’analyse principale de coordination (PCoA) présentée à la figure 4.3, est expliquée
par le type de traitement (PC1 = 26%). La communauté bactérienne des traitements
d’érable (M550 et M700) se distingue de celle du témoin et du traitement P700 sur l’axe
PC1 vs PC2 (Fig 4.3a). De plus, une variation de la structure de la communauté
bactérienne entre les deux types de culture a aussi été observée sur l’axe PC1 vs PC2,
103
mais avec une plus faible modification (PC2 = 8%). Les communautés bactériennes des
différents traitements se distinguent dans les quatre quadrants de l’axe PC1 vs PC3 (Fig.
4.3b), et celle-ci s’avère différente selon le test statistique ADONIS (p < 0,05) (Tableau
S4.2).
Fig. 4.3 L’analyse principale de coordination (PCoA) vue sur trois axes (PC1, PC2, PC3) des communautés bactériennes dans les différents substrats à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. L’analyse principale de coordination (PCoA) a été basée sur le unweighted UniFrac distance metric. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
Très peu de variation a été observée sur l’axe PC3 (PC3 = 6%) entre le témoin et le
traitement P700, et aussi, entre les deux traitements d’érable M550 et M700, pour les
deux cultures. Selon les diagrammes de Venn (Fig 4.4), le traitement P700 partage un
nombre plus élevé d’OTUs (105 et 128 OTUs; tomate et poivron) avec le témoin que le
traitement M700 (51 et 43 OTUs) et M550 (28 et 33 OTUs).
104
Fig. 4.4 Diagramme de Venn, où chaque ovale présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés à la fin d’une culture de la tomate (a) et du poivron (b) de serre. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
Au niveau de l’abondance relative des OTUs bactériennes, l’ajout de 15% de biochar dans
le substrat tourbeux a eu un effet significatif sur certaines espèces bactériennes (Fig.
S4.1). La proportion des espèces de la classe Actinobacteria, Cytophagia, Flavobacteriia,
Sphingobacteriia, Saprospirae, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et
Gammaproteobacteria a été le plus affectée (p < 0,05) par la présence de biochar dans les
deux cultures en serre (Tableau 4.1). De plus, les classes Acidobacteria-6, Pedosphaerae
et Opitutae ont aussi été affectées (p < 0,05) par la présence de biochar, mais seulement
pour la culture du poivron (Tableau 4.1). Seulement la classe Deltaproteobacteria n’a pas
été influencer (p > 0,05) par la présence de biochar dans le substrat à base de tourbe pour
les deux cultures (Tableau 4.1). Pour la tomate et le poivron, la présence de biochars
M550 et M700 dans le substrat a favorisé davantage (p < 0,05) les espèces de la classe
Cytophagia et Betaproteobacteria comparativement au témoin (Tableau 4.1). À l’inverse,
les proportions des espèces de la classe Flavobacteriia, Sphingobacteriia et Saprospirae
ont été plus faibles (p < 0,05) dans les traitements M550 et M700 que le témoin, pour les
deux cultures (Tableau 4.1). Les espèces de la classe Flavobacteriia ont aussi été plus
faibles dans le traitement P700, mais seulement pour la culture du poivron. De plus,
l’abondance des espèces de la classe Alphaproteobacteria a été significativement plus
faible dans le traitement M550 (16,9% pour la tomate et 21,0% pour le poivron), mais
aucune différence n’est observée entre les traitements M700, P700 et le témoin. L’ajout de
105
biochar P700 dans le substrat a augmenté significativement les espèces de la classe
Gammaproteobacteria comparativement au témoin pour les deux cultures, mais ce
traitement ne diffère pas de M700. Les espèces de la classe Acidobacteria-6,
Actinobacteria et Sphingobacteriia ont également été (p < 0,05) plus élevées dans le
traitement P700 que le témoin, mais uniquement dans la culture du poivron (Tableau 4.1).
Plus spécifiquement, pour la culture du poivron les espèces de la famille Cytophagaceae,
Oxalobacteraceae, et Methylophilaceae ont été significativement plus importantes dans
les traitements d’érable M550 et M700 que dans le témoin (Tableau 4.2). Pour la tomate,
les espèces des familles Oxalobacteraceae dans M550 et Methylophilaceae dans M700
avaient une abondance similaire (p > 0,05) à celle du témoin (Tableau 4.2). Le genre
Devosia a été significativement (p < 0,05) stimulé par tous les traitements biochars chez le
poivron, alors que chez la tomate, seul le traitement M550 a eu un pourcentage d’OTUs
plus élevé que celui du témoin. Le genre Hyphomicrobium a été plus nombreux (p < 0,05)
dans le traitement M700 que le témoin dans les deux cultures. Les espèces du genre
Cellvibrio ont été plus abondantes dans les deux traitements d’érable (M550 et M700) que
le témoin. Le nombre d’espèces du genre Streptomyces a été plus important dans les
traitements M700 et P700 chez la tomate, tandis que chez le poivron, seul le traitement
P700 a significativement favorisé la croissance des espèces de ce genre. De plus, le
genre Rhodanobacter a été plus nombreux (p < 0,05) dans le traitement P700 que le
témoin dans les deux cultures. Enfin, les espèces du genre Flavobacterium ont été
significativement plus abondantes dans le témoin que dans les traitements d’érable pour
les deux cultures, mais aucune différence (p > 0,05) dans le nombre d’espèces de ce
genre n’a été trouvée entre le témoin et le traitement P700 (Tableau 4.2).
106
Tableau 4.1 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100).
TOMATE POIVRON
Phylum Classe Témoin M550 M700 P700 Pr > F Témoin M550 M700 P700 Pr > F
Acidobacteria Acidobacteria_6 2,5 a 1,9 a 1,6 a 2,5 a 0,56 1,7 C 3,3 B 3,4 B 4,5 A ***
Actinobacteria Actinobacteria 2,1 b 2,2 b 4,4 a 3,7 ab ** 3,4 B 7,6 AB 6,5 B 12,0 A ***
Bacteroidetes Cytophagia 1,9 b 32,8 a 18,8 a 0,7 b *** 0,5 C 19,2 A 7,2 B 1,6 C ***
Bacteroidetes Flavobacteriia 4,4 a 0,1 b 0,2 b 7,5 a *** 13,8 A 1,1 B 0,2 B 1,6 B ***
Bacteroidetes Sphingobacteriia 7,9 a 0,7 b 1,0 b 6,4 a *** 5,7 B 0,8 C 1,6 C 8,5 A ***
Bacteroidetes Saprospirae 15,4 a 6,4 b 5,4 b 12,6 a *** 12,4 A 5,2 B 3,6 B 9,2 A ***
Proteobacteria Alphaproteobacteria 25,4 a 16,9 b 21,9 ab 24,1 a ** 32,5 A 21,0 B 30,6 A 31,0 A ***
Proteobacteria Betaproteobacteria 7,0 b 16,6 a 14,3 a 3,7 b *** 5,0 B 18,5 A 17,0 A 4,2 B ***
Proteobacteria Deltaproteobacteria 2,6 a 2,7 a 3,5 a 2,8 a 0,66 1,6 A 2,9 A 3,0 A 2,0 A 0,06
Proteobacteria Gammaproteobacteria 11,5 b 4,5 b 12,4 ab 19,5 a *** 6,9 BC 5,5 C 8,3 AB 9,9 A ***
Verrucomicrobia Opitutae 7,7 a 2,7 a 3,2 a 5,0 a 0,53 4,1 A 2,2 B 3,7 AB 4,0 AB *
Verrucomicrobia Pedosphaerae 1,7 a 1,4 a 1,5 a 2,5 a 0,13 3,8 A 0,9 C 1,0 C 2,1 B ***
Autres bactéries 10,0 11,0 12,0 9,0 8,0 12,0 14,0 9,0 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivie par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test deTukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément pour la tomate et le poivron. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C. p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). OTUs, abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles.
107
Tableau 4.2 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100).
TOMATE POIVRON Classe Famille Témoin M550 M700 P700 Pr > F Témoin M550 M700 P700 Pr > F
Alphaproteobacteria Sphingobacteriaceae 7,30 a 0,32 b 0,68 b 5,84 a *** 5,18 A 0,48 C 1,29 B 8,06 A ***
Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,74 b 0,98 ab 2,00 a 0,54 b ** 0,19 B 1,36 A 1,71 A 0,18 B ***
Betaproteobacteria Methylophilaceae 0,18 bc 4,48 a 1,46 b 0,06 c *** 0,04 C 6,09 A 1,50 B 0,02 C ***
Cytophagia Cytophagaceae 1,38 b 32,17 a 18,18 a 0,57 b *** 0,39 D 18,57 A 6,93 B 1,38 C *** Classe Genre
Actinobacteria Mycobacterium 0,44 a 0,30 a 0,40 a 0,48 a 0,47 0,37 AB 0,33 B 0,46 AB 0,62 A *
Actinobacteria Streptomyces 0,17 b 0,75 b 1,85 a 1,85 a *** 0,72 B 3,47 B 3,5 B 8,21 A ***
Alphaproteobacteria Bradyrhizobium 0,75 a 0,05 c 0,15 b 0,23 ab * 0,54 A 0,02 B 0,03 B 0,64 A ***
Alphaproteobacteria Devosia 0,77 b 1,52 a 0,76 b 0,57 b *** 0,15 D 1,19 A 0,60 B 0,38 C ***
Alphaproteobacteria Hyphomicrobium 0,09 b 0,10 b 0,34 a 0,11 b *** 0,07 B 0,13 B 0,21 A 0,09 B ***
Alphaproteobacteria Rhodanobacter 1,89 b 0,02 c 0,33 bc 4,91 a *** 0,17 B 0,02 B 0,09 B 0,47 A ***
Alphaproteobacteria Rhodoplanes 5,03 a 4,76 a 5,40 a 5,43 a 0,90 4,34 B 5,49 B 12,05 A 4,04 B ***
Flavobacteriia Flavobacterium 4,37 a 0,04 b 0,13 b 2,72 ab ** 13,47 A 0,52 B 0,17 C 1,41 AB ***
Gammaproteobacteria Cellvibrio 0,01 b 0,28 a 0,17 a 0,01 b * 0,09 B 1,26 A 1,35 A 0,01 B ***
Sphingobacteriia Mucilaginibacter 0,03 b 0,01 b 0,02 b 0,19 a *** 0,03 AB 0,02 AB 0,01 B 0,04 A * Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivie par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C. p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). OTUs, abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles.
108
4.3.3 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées
Selon l’analyse SPEARMAN présentée au tableau 4.3, plusieurs corrélations ont été
observées dans la culture de la tomate et du poivron. Certaines espèces de la classe
Actinobacteria et Cytophagia ont été positivement corrélées (p < 0,05) avec le pH dans les
deux cultures de serre. Aucune corrélation n’a été observée entre les espèces et la
biomasse aérienne des plants de tomate et de poivron (résultats non présentés).
Plus spécifiquement, les espèces appartenant à la famille Cytophagaceae ont été
positivement corrélées (p < 0,05) avec le pH (r = 0,73 et r = 0,83) et le DIC (r = 0,75 et r =
0,93) dans la culture de la tomate et du poivron, respectivement (Tableau 4.3). À l’inverse,
celles de la famille Xanthomonadaceae (Gammaproteobacteria) ont été négativement
corrélées avec ces deux variables (pH, r = − 0,86 et r = − 0,86; DIC, r = − 0,77 et r = −
0,96) dans les deux cultures en serre. Pour ce qui est des espèces appartenant à la
famille Oxalobacteraceae (Betaproteobacteria), celles-ci ont été négativement corrélées
avec la concentration en PO43− et aucune corrélation n’a été observée avec la
concentration en DOC. D’autres espèces de différentes familles présentées dans le
tableau 4.3 ont aussi été corrélées avec les variables environnementales, mais seulement
pour l’une ou l’autre des deux cultures.
109
Tableau 4.3 Coefficients de corrélation SPEARMAN significatifs entre les espèces des familles bactériennes et les variables environnementales de la rhizosphère de la tomate et du poivron.
TOMATE Coefficient de correlation SPEARMAN 1 (r) Classe Famille CO2 pH MBC MBN FDA PO4
3- DOC DIC DN Solibacteres Solibacteraceae
Actinobacteria Streptomycetaceae 0,81 -0,71 0,79 0,75 -0,73 [Saprospirae] Chitinophagaceae 0,79 -0,74 -0,79 0,71
Cytophagia Cytophagaceae 0,73 0,75 -0,72 Alphaproteobacteria Rhizobiaceae Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae Betaproteobacteria Alcaligenaceae -0,76 0,75 Betaproteobacteria Comamonadaceae 0,80 -0,81 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,73 -0,78 0,78
Gammaproteobacteria 211ds20 Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae -0,86 -0,77 0,76
[Pedosphaerae] auto67_4W -0,75 POIVRON Coefficient de correlation SPEARMAN 1 (r)
Classe Famille CO2 pH MBC MBN FDA PO43- DOC DIC DN
Solibacteres Solibacteraceae 0,81 -0,83 Actinobacteria Nocardioidaceae 0,83 -0,82 -0,78 0,86
[Fimbriimonadia] [Fimbriimonadaceae] 0,73 -0,72 0,73 [Saprospirae] Chitinophagaceae
Cytophagia Cytophagaceae 0,72 0,83 -0,87 0,93 Sphingobacteriia Sphingobacteriaceae -0,77 -0,80 0,80 -0,94
TK10 Dolo_23 0,72 0,75 0,72 -0,76 0,82 Alphaproteobacteria Methylocystaceae 0,76 0,84 -0,82 0,76 Alphaproteobacteria Rhizobiaceae -0,74 -0,84 Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae 0,76 0,78 -0,77 -0,76 0,74 0,84 Betaproteobacteria Comamonadaceae 0,82 -0,83 0,72 Betaproteobacteria Methylophilaceae 0,75 -0,73 0,77 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae -0,72 -0,73
Deltaproteobacteria Bacteriovoracaceae 0,80 -0,72 0,75 Gammaproteobacteria 211ds20 0,79 -0,88 0,90 Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae -0,72 -0,86 0,75 -0,96
Opitutae Opitutaceae -0,72 -0,88 Production en CO2 (μL L-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (g kg substrat-1) ; FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol-1 h-1) ; concentration en PO4
3- (mg P kg substrat-1) ; DOC, carbone organique dissous (mg C kg substrat-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg substrat-1) et DN, azote total dissous (mg N kg substrat-1). 1Corrélation des variables environnementales mesurées à la fin de l’expérience en serre avec certaines espèces retrouvées dans les différents traitements avec un niveau de signification corrigé avec Bonferoni à p < 0,05.
110
4.4 Discussion
4.4.1 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes
Plusieurs études rapportent que les propriétés physicochimiques des biochars jouent un
rôle important sur la biologie du sol en modifiant le pH, la disponibilité en carbone et en
azote, le ratio C:N et la CEC (Kolton et al., 2011; Xu et al., 2014; Anderson et al., 2011;
Chen et al., 2015; Zheng et al., 2016), et celles-ci peuvent influencer positivement ou
négativement les communautés microbiennes (Anderson et al., 2011; Chen et al., 2015;
Zheng et al., 2016). Par la grosseur de ses pores, le biochar peut servir d’habitat aux
microorganismes qui les protègent contre les prédateurs du sol (Gul et al., 2015). D’autres
mécanismes peuvent également expliquer comment le biochar pourrait affecter les
microorganismes du sol : (i) en créant des changements dans d’autres communautés
microbiennes modifiant ainsi l’équilibre de la microchaîne trophique (Soil Food Web) et (ii)
en altérant des signaux entre la plante et les microorganismes (Ding et al., 2016).
D’après nos résultats, l’ajout de biochar dans un substrat à base de tourbe a eu un effet
sur la composition des communautés bactériennes et ceux-ci concordent avec ceux
obtenus précédemment dans des substrats horticoles amendés en biochar (Graber et al.,
2010; De Tender et al., 2016). Les indices de diversité plus élevés dans le traitement
M700 en comparaison au substrat sans biochar indiquent que le biochar M700 a favorisé
une plus grande richesse bactérienne dans le substrat à base de tourbe (Fig 4.2). Selon
de récents travaux, le pH et la disponibilité en carbone semblent être les deux facteurs
clés dans les changements de la diversité et de la structure des communautés
bactériennes (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016; Gul et al., 2015; Le et al., 2016;
Muhammad et al., 2014; Zheng et al., 2016). Toutefois, d’autres auteurs rapportent que
l’ajout de biochar a eu un effet nul ou faible sur la diversité et la structure des
communautés microbiennes (Imparato et al., 2016; Jenkins et al.,2016). Jenkins et al.
(2016) n’ont remarqué aucun effet du pH sur la diversité alpha sur l’un des trois sites
expérimentaux amendés avec des granules de biochar (pH 11,6), fabriqué à partir de maïs
d’ensilage et pyrolysé à 1200˚C. Bien que le type de biochar soit un facteur important, le
taux d’application de biochar et l’environnement du sol sont des éléments pouvant
influencer aussi la biodiversité du sol (Jenkins et al., 2016; De Tender et al., 2016). Selon
111
nos résultats présentés au chapitre 3 (Tableaux 3.4 et 3.5), l’ajout de 15% de biochars
d’érable (M550 ou M700) a eu un impact plus important sur le pH que le P700 et le
biochar M700 a permis une meilleure disponibilité en DOC comparativement au P700
dans le substrat à base de tourbe. Malgré une CEC et un ratio C:N plus élevés dans le
biochar P700 que dans les biochars d’érable (Chapitre 2, Tableau 2.1), ces propriétés
chimiques du P700 ne semblent pas avoir influencé considérablement la structure des
communautés bactériennes dans le substrat comparativement au pH des biochars
d’érable. L’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone organique dans
le substrat de tourbe pourraient donc expliquer, en grande partie, la variation entre les
communautés bactériennes des traitements érables par rapport à celles du témoin sans
biochar et du traitement P700 (Fig 4.3).
Bien que le type de traitement ait eu un effet sur la structure des communautés
bactériennes dans le substrat à base de tourbe, l’espèce de plante pourrait elle aussi avoir
un effet sur ces communautés. En effet, une variation faible, mais significative a été
observée entre les communautés bactériennes de la tomate et du poivron (Fig 4.3) et un
nombre plus important d’OTUs a été détecté dans la culture du poivron comparativement
à celle de la tomate (Fig 4.4). Selon certains auteurs, l’espèce de plante pourrait avoir une
influence plus grande sur les communautés microbiennes de la rhizosphère que les
propriétés chimiques du sol (Costa et al., 2006; Burns et al., 2015). La quantité et les
types de rhizodéposition (exsudats racinaires, mucilages, gaz, métabolites et, etc.) de
chaque espèce de plante pourraient expliquer leurs effets sur les communautés
microbiennes du sol (Philippot et al., 2013). Bien que l’analyse des composés organiques
de la rhizosphère n’ait pas été effectuée, nos résultats suggèrent que l’espèce de plante
pourrait avoir eu un effet sur la composition organique dans le milieu et ainsi influencer les
communautés bactériennes. Toutefois, la structure des communautés bactériennes,
présentée à la figure 4.3, démontre que le type de biochar a eu un plus grand impact sur
les populations bactériennes que l’espèce de plante. D’après ces observations, le pH
semble être le facteur principal suivi de la disponibilité en carbone sur les communautés
bactériennes des rhizosphères.
4.4.2 Effet du pH sur la composition des communautés bactériennes
Similairement à l’étude de Burns et al. (2015), des corrélations entre le pH et la
composition des communautés microbiennes ont été constatées dans nos deux essais en
112
serre (Tableau 4.3). En raison du faible pH de la tourbe, les Acidobacteria dominent
généralement les milieux acides (Sun et al., 2014). De plus, Xu et al. (2014) ont constaté
que les Acidobacteria étaient le phylum le plus sensible suite à l’amendement en biochar
dans un sol acide. Le genre Rhodanobacter de la famille Xanthomonadaceae est aussi un
organisme acido-tolérant et croît favorablement à faible pH (Green et al., 2012). L’ajout de
biochar très alcalin pourrait donc avoir eu un effet négatif sur ceux-ci. En effet, une faible
présence des Acidobacteria et du genre Rhodanobacter a été observée dans nos
traitements biochars avec un pH supérieur à 7. De plus, nos résultats semblent concorder
avec ceux de De Tender et al. (2016). Les auteurs rapportent que l’ajout de 1 et 3% de
biochar de chêne pyrolysé à 650°C (pH 10,1) dans un substrat à base de tourbe a diminué
les Acidobacteria. À l’inverse des Acidobacteria, les Actinobacteria semblent préférer des
milieux légèrement plus alcalins. Comme il a été constaté dans une étude précédente (Le
et al., 2016), l’augmentation du pH (pH > 7) dans le substrat à base de tourbe a favorisé
les espèces de la famille Actinobacteria.
4.4.3 Effet de la disponibilité en carbone sur la composition des communautés bactériennes
Comme observé par Le et al. (2016), certaines espèces de la classe Alphaproteobacteria
et Betaproteobacteria ont été positivement corrélées avec la concentration en DOC. Des
espèces du genre Devosia (Alphaproteobacteria) ont montré qu’elles étaient fortement
associées avec le métabolisme du xylose dans différents types de sols (forestier, toundra
et agricole) (Verastegui et al., 2014). D’autres espèces, dont celles de la famille
Cytophagaceae (Cytophagia) et celles du genre Cellvibrio (Gammaproteobacteria) ont la
capacité de dégrader la cellulose (Fonte et al., 2000; McBride et al., 2014), et la
lignocellulose pour les Cellvibrio (Wu et He., 2015). Pour ce qui des espèces du genre
Hyphomicrobium (Alphaproteobacteria) et de la famille Methylophilaceae
(Betaproteobacteria), retrouvées dans une variété d’écosystèmes, celles-ci se
développent bien dans les milieux riches en carbone et surtout en présence de méthanol
et de méthylamine (Oren et Xu., 2014 et Doronina et al., 2014). Il a été rapporté que
certaines souches du genre Methylobacterium de la famille Methylophilaceae peuvent
avoir une association de mutualisme avantageuse avec la plante, en stimulant la
croissance et le développement de la plante par la production de phytohormones (auxine
et cytokinine) (Fedorov et al., 2011). Bien qu’aucune corrélation n’ait été observée entre
ces différents genres bactériens et la concentration en DOC (Tableau 4.3), ceux-ci ont été
113
plus abondants dans les traitements M550 et M700 que dans le témoin et le P700
(Tableau 4.2). Nos résultats semblent indiquer que l’apport de biochars d’érable en
association avec la plante a favorisé une meilleure disponibilité en carbone dans le milieu
et ceci a eu un effet bénéfique sur les groupes de bactéries hétérotrophes. La présence
plus abondante d’organismes hétérotrophes pourrait donc expliquer la respiration plus
élevée dans le substrat amendé de biochars M550 et M700 (Smith et al., 2003) (Chapitre
3, Fig 3.2).
D’après la littérature, la famille Oxalobacteraceae aurait aussi une grande affinité avec la
disponibilité en carbone (Green et al., 2007; Ofek et al., 2012). Green et al. (2007) ont
constaté que la communauté bactérienne associée à la famille Oxalobacteraceae était
fortement influencée par le développement des plants de concombre cultivés dans un
substrat de tourbe et de compost. Selon ces auteurs, la réponse saprophytique de ces
organismes serait directement liée aux exsudats racinaires de la plante. De plus, d’autres
études rapportent que certaines espèces de la famille Oxalobacteraceae ont une forte
affinité avec les champignons mycorhiziens arbusculaires (CMA) (Philippot et al., 2013;
Wang et al., 2016). Il a été démontré que les membres de la famille Oxalobacteraceae
étaient très abondants sur les hyphes des CMA, suggérant que ces bactéries pourraient
jouer un rôle dans la symbiose bénéfique entre ces champignons et les plantes (Scheublin
et al., 2010 ; Taktek, 2015 ; Wang et al., 2016). Toutefois, la colonisation des hyphes de
CMA sur les racines n’a pas été déterminée et aucune vésicule de CMA (Rhizoglomus
irregulare, DAOM 197198) n’a été détectée au niveau des racines de la tomate et du
poivron (résultats non présentés). Le contenu du substrat élevé en phosphore pour la
croissance de ces organismes pourrait en être la cause (Chapitre 3, Tableaux 3.4 et 3.5)
(Warnock et al., 2010).
Les organismes de la famille Streptomycetaceae sont des chimioorganotrophes puisant
leur énergie à partir de composés organiques et s’adaptent à différents pH (Kämpfer et al.,
2014). Parmi les 500 espèces du genre Streptomyces, plusieurs souches sont des agents
de lutte biologique efficaces et d’autres favorisent la croissance de la plante (PGPR).
Plusieurs mécanismes stimulant la croissance de la plante sont utilisés par ces espèces,
toutefois ceux-ci sont encore peu connus (Viaene et al., 2016). Une étude préliminaire sur
une gélose à 10% de TSA (Tryptic soy agar) avec la souche K61 de l’espèce
Streptomyces griseoviridis indique que le biochar P700 stimule la croissance de cette
bactérie (Tableau S4.4). Les résultats obtenus au tableau 4.2 démontrent une tendance
114
similaire in vivo, surtout pour la culture du poivron. Bien que le P700 a démontré un effet
bénéfique pour la croissance des espèces de la famille Streptomyces, d’autres essais sont
nécessaires pour s’assurer que le biochar P700 n’a pas aussi favorisé la croissance
d’espèces pathogènes de la famille Streptomyces (Loria et al., 2006).
4.5 Conclusion
L’apport de biochar d’érable en association avec la plante a favorisé une meilleure
disponibilité en carbone dans le milieu (chapitre 3) et ceci a eu un effet bénéfique sur les
groupes de bactéries hétérotrophes. Les résultats de notre étude suggèrent donc que les
effets du biochar sur la modification des conditions environnementales du substrat à base
de tourbe, dont l’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone, peuvent
avoir un effet direct sur la diversité et la structure des communautés bactériennes. De
plus, la présence de biochar dans un substrat à base de tourbe semble favoriser certaines
espèces, incluant celles de la famille Oxalobacteraceae et Methylophilaceae et du genre
Streptomyces, connues pour leur capacité à stimuler la croissance et le développement
des plantes, ou pour leur utilisation comme comme agent de lutte biologique. Par contre,
aucune relation n’a pu être obtenue entre les bactéries du sol et la biomasse des plantes.
Toutefois, les changements apportés dans la composition bactérienne indiquent que
l’amendement de biochar a eu une influence sur le cycle des nutriments et sur la
croissance de la plante. Des études supplémentaires sont donc nécessaires pour mieux
comprendre les mécanismes impliqués dans la stimulation de la croissance et le
développement de la plante en présence de biochar. D’autres essais sont également
nécessaires pour s’assurer que les biochars ne favorisent pas la croissance d’organismes
pathogènes dans le substrat.
115
4.6 Références
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119
Chapitre 5
5.0 Effets de différents biochars sur les communautés
bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de
gaz à effet de serre et les propriétés physicochimiques et
biologiques du sol
Sommaire
L’amendement en biochar peut atténuer les émissions des gaz à effet de serre en influençant les propriétés physicochimiques du sol. Cependant, son effet concomitant sur les communautés microbiennes est peu connu. L’objectif de cette étude était d’évaluer l’effet de quatre différents biochars présenté au chapitre 2 [écorces d’érable pyrolysés à 400°C (M400), 550°C (M550) et 700°C (M700) et copeaux de pin pyrolysés à 700°C (P700)] sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) et sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un sol minéral. Un sol argileux a été amendé avec 5% (en masse) de biochar et enrichi avec ou sans compost (4% m/m) et humidifié à 70% de la saturation des pores en eau. Les microcosmes ont été incubés dans une chambre d’incubation, à température et à humidité constantes durant 338 jours. De plus, une étude en parallèle de 343 jours a été effectuée pour évaluer la disponibilité de l’azote dans le sol amendé en biochar à l’aide d’un marqueur isotopique (15N). Dans cette deuxième étude, l’humidité du sol a été ajustée à 60% de la saturation des pores en eau. Les résultats ont montré que l’ajout de biochar a significativement affecté les propriétés chimiques du sol argileux au cours de l’étude d’incubation de 338 jours. Toutefois, aucun effet sur la disponibilité de l’azote (minéralisation, nitrification et immobilisation) n’a été observé dans tous les traitements. L’activité enzymatique et les émissions en CO2 et en N2O ont été significativement plus faibles dans tous les traitements biochars comparativement au témoin sans amendement. La production de CH4 a varié selon le type de biochar, mais les concentrations ont été relativement faibles dans tous les traitements. La présence de compost a permis une meilleure disponibilité en carbone dans le sol favorisant une meilleure activité biologique et permettant une meilleure atténuation des émissions en N2O, et ce, principalement dans le témoin. L’ajout de compost a eu un effet plus marqué sur les communautés bactériennes que l’amendement en biochar. Cependant, une distinction entre les populations bactériennes des traitements biochars et le témoin a été constatée au jour 338 de l’incubation. Selon le type du biochar, l’abondance et les changements dans la composition bactérienne du sol amendé en biochar, au jour 338, ont été négativement ou positivement corrélés avec certaines propriétés chimiques et biologiques du sol (le pH, les émissions en CO2, l’activité enzymatique (FDA), le contenu du sol en C et en N et le ratio C:N). Les résultats suggèrent donc que l’ajout de biochar peut modifier les propriétés physicochimiques du sol et changer la composition des communautés bactériennes en stimulant la croissance de certaines bactéries impliquées dans cycle de l’azote et du carbone. De plus, selon la nature de la biomasse du biochar, celui-ci peut influencer différemment les populations bactériennes du sol.
120
5.1 Introduction
Voyant les effets bénéfiques potentiels du biochar sur la santé et la productivité du sol et
sur la séquestration du carbone dans le sol, les études sur le biochar ont été très
intensives depuis ces dernières années. À ce jour, les effets bénéfiques du biochar suite à
son ajout dans les sols agricoles sont: d’augmenter le pH et la capacité d’échange
cationique (CEC) du sol, d’améliorer la rétention en eau et la porosité du sol, permettre
une meilleure rétention des éléments minéraux, de réduire le lessivage des nutriments et
d’atténuer les émissions des gaz à effet de serre (Lehmann et al., 2011; Ding et al., 2016).
De plus, l’amendement en biochar peut avoir un effet significatif sur l’activité et les
communautés microbiennes du sol et affecter les cycles biogéochimiques de l’azote et du
carbone (Ding et al., 2013; Gul et al., 2015; Muhammad et al., 2014). Par exemple, l’ajout
de biochar peut altérer les processus biologiques dans le sol tels que la minéralisation,
l’immobilisation et la nitrification de l’azote en affectant les communautés bactériennes du
sol impliquées dans ces processus (Abujabhah et al., 2016a ; Nelissen et al., 2012 ;
2015). Toutefois, son effet diverge selon la nature de la biomasse et les conditions de la
pyrolyse lors de la production du biochar (Ding et al., 2016; Harter et al., 2014;
Muhammad et al., 2014).
Selon la littérature, des effets positifs, nuls et négatifs sur les émissions de gaz à effet de
serre ont été rapportés suite à l’amendement en biochar (Agegnehu et al., 2015, 2016;
Kammann et al., 2012; Nelissen et al., 2014; Spokas et Reicosky, 2009; Yu et al., 2013).
Malgré les variations des propriétés physicochimiques des différents biochars, plusieurs
études ont observé que l’amendement en biochar peut réduire les émissions en N2O et
créer des changements au niveau de la composition des communautés microbiennes.
(Cayuela et al., 2014; Harter et al., 2014; 2016; Xu et al., 2014). Cependant, la majorité
des études ont été effectuées avec un seul type de biochar et souvent sur de courtes
périodes (< 6 mois) d’incubation (Harter et al., 2014; Gul et al., 2015). Sachant que les
propriétés du biochar peuvent évoluer au cours du temps dans le sol (Heitkotter et
Marschner, 2015), la composition des communautés microbiennes pourrait aussi être
modifiée. De plus, le degré d’évolution du biochar au cours du temps va dépendre non
seulement du type de biochar, mais aussi du type de sol et des conditions climatiques
(Heitkotter et Marschner, 2015). D’autre part, les changements des propriétés
121
physicochimiques et biologiques du sol par le biochar peuvent être dynamiques dans le
temps, de sorte que les changements à court terme peuvent ne pas être indicatifs des
conditions à plus long terme (Gul et al., 2015).
Une récente méta-analyse révèle que l’ajout de biochar produit par pyrolyse lente à des
températures variant de 300°C et 600°C a généralement augmenté certaines propriétés
physicochimiques du sol telles que le pH et la CEC et ainsi que l’abondance et la diversité
des communautés microbiennes (Gul et al., 2015). La nature des composés carbonés du
biochar peut aussi influencer la croissance et l’activité microbienne sur la surface du
biochar dans le sol. Certains biochars peuvent même rendre inaccessible la disponibilité
de certains nutriments et diminuer la croissance des microorganismes. L’ajout d’un
amendement organique avec le biochar pourrait limiter l’appauvrissement en nutriments
dans le milieu et permettre le maintien d’une activité microbienne élevée dans le sol
(Agegnehu et al., 2016; Gul et al., 2015).
Les relations entre les communautés bactériennes, les processus biologiques et les
changements au niveau des propriétés physicochimiques du sol et l’atténuation des
émissions de gaz à effet de serre sont encore mal comprises (Abujabhah et al., 2016a;
Gul et al., 2015; Ding et al., 2016). Le biochar perdurant de nombreuses années dans le
sol, son effet sur l’activité microbienne pourrait persister à long terme et avoir un impact
direct sur le fonctionnement du cycle de l’azote et du carbone (Ding et al., 2013; Gul et al.,
2015).
L’objectif de cette présente étude était d’évaluer l’effet de quatre différents biochars sur les
communautés bactériennes et leur effet concomitant sur l’atténuation des émissions des
gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) et sur les propriétés physicochimiques et
biologiques d’un sol argileux, en milieu contrôlé durant une année. De plus, une étude en
parallèle a été effectuée pour évaluer la disponibilité et les taux bruts de transformation de
l’azote dans le sol amendé en biochar au cours d’une année, à l’aide d’un marqueur
isotopique (15N).
122
5.2 Matériel et méthodes
5.2.1 Biochars et sol
Parmi les biochars présentés à la section 2.2.1, quatre biochars ont été sélectionnés pour
évaluer l’effet de leurs propriétés physicochimiques sur la dynamique du carbone et de
l’azote et sur les populations bactériennes du sol. Les biochars d’érable produits à 400°C
(M400), 550°C (M550) et 700°C (M700) et celui de pin produit à 700°C (P700) ont été
sélectionnés. Les biochars ont été tamisés à 2 mm et les propriétés physicochimiques des
biochars sont présentées au tableau 2.1.
Un sol argileux (argile limoneuse de la série Kamouraska) a été échantillonné à une
profondeur de 0 – 15 cm après une récolte de blé à l’automne 2013 sur une ferme
expérimentale d’Agriculture et Agroalimentaire Canada (46°47′N, 71°08′O, Québec, CA).
La caractérisation de ce sol a été décrite dans l’étude de St-Luce et al. (2014). Le sol frais
a été tamisé à 6 mm, séché à l’air et ensuite tamisé à 2 mm avant la préparation des
mélanges.
5.2.2 Préparation des mélanges de sol
Au total, 10 mélanges (traitements) ont été préparés avec les différents biochars
sélectionnés. Du compost de la compagnie Fafard, décrit au chapitre 2 (section 2.2.2) a
été utilisé dans la moitié des traitements pour augmenter la disponibilité du carbone
disponible pour les microorganismes du sol (Gul et al., 2015). Les mélanges de sol ont été
préparés comme suit : sol, sol et biochar (5%, m/m), sol + compost (3,8%, m/m), et sol +
biochar (5%, m/m) + compost (3,8%, m/m). En général, 2% (m/m) de biochar est appliqué
au champ (24 t ha-1), mais pour amplifier l’effet du biochar sur les propriétés
physicochimiques et biologiques du sol, une dose de 5% (m/m) a été utilisée dans cette
étude. Le sol a été vigoureusement mélangé avec le biochar et/ou le compost. Le pH de
chaque mélange a été ajusté à un pH entre 6,5 et 7,1 avec de la chaux hydratée
(Ca(OH)2) au besoin (1,7 – 2,5 g kg sol-1) pour minimiser l’écart de pH dans tous les
traitements. La caractérisation des traitements est présentée dans le matériel
supplémentaire, au tableau S5.1.
123
5.2.3 Incubation – Expérience I
Une première étude d’incubation de 338 jours a été réalisée à l’aide d’un dispositif en bloc
aléatoire complet et quatre répétitions de chaque traitement de sol ont été préparées pour
chacune des sept dates d’échantillonnages (9, 16, 23, 44, 86, 170 et 338 jours).
Des cylindres en polychlorure de vinyle (PVC), d’un volume de 104,1 cm3 (Ø 4,70 cm et
hauteur 6 cm), ont été utilisés pour établir une masse volumique apparente connue pour
tous les traitements et ainsi permettre des émissions de gaz qui reflètent le plus possible
celles mesurées au champ (Guo et al., 2012). Une membrane de géotextile a été installée
au fond de chaque cylindre pour retenir le sol. Dans chaque cylindre, 100 g de mélange
sec a été ajouté et la masse volumique apparente a été ajustée à 1,00 g cm-3, excepté le
traitement P700, avec ou sans compost, où celle-ci a été de 0,98 g cm-3 (masse volumique
apparente du biochar P700 plus faible que les autres biochars (voir la caractérisation des
biochars au chapitre 2, tableau 2.1). La raison du choix d’une masse volumique apparente
comprise entre 0,98 et 1,00 g cm-3 était d’avoir des conditions similaires à un sol ayant
subi un travail minimal. Les mélanges de sols contenus dans chaque cylindre ont été
humectés avec de l’eau distillée par remontée capillaire. Les échantillons ont été placés
dans un bac rempli d’eau et laissés durant 24 heures. Une fois les sols bien saturés en
eau, ils ont été ressuyés par gravimétrie et le contenu du sol en eau a été ajusté à 70%
saturation des pores en eau (SPE) pour favoriser le processus de dénitrification (Linn et
Doran, 1984). Une masse volumique réelle de 2,65 g cm-3 a été utilisée pour calculer la
SPE (Linn et Doran, 1984). Chaque cylindre a été déposé dans un pot Masson de 500 mL
et recouvert d’un couvercle percé (Ø 0,5 cm) pour permettre un échange d’air et minimiser
l’évaporation durant l’incubation. Des essais préliminaires ont été effectués pour s’assurer
d’un bon échange gazeux entre l’air à l’intérieur et à l’extérieur du pot (données non
présentées).
Au total, 280 unités ont été préparées (10 traitements x 7 dates d’échantillonnages x 4
répétitions) et installées sur des étagères dans une chambre d’incubation à l’obscurité
avec une température ambiante de 22°C et une humidité relative à 80%. Les traitements
ont subi une préincubation de 14 jours afin de permettre une stabilisation de l’activité
biologique du sol (Farrel et al., 2013). Après la préincubation, un volume de 3 mL d’une
solution fertilisante (NH4NO3, 35 μg N g sol sec-1; K2HPO4, 24 μg P g sol sec -1 et 31 μg K g
124
sol sec -1) a été administré dans chaque traitement aux jours 0, 84, 168 et 252 de
l’expérience pour activer le processus de dénitrification. La solution fertilisante a été
appliquée dans tout le profil du sol à l’aide d’une multiseringue composée de dix aiguilles
(Fig. 5.1) pour permettre une distribution uniforme de la fertilisation et pour garder le sol
intact. À tous les 14 jours durant l’incubation, l’humidité du sol a été ajustée à l’aide d’une
balance avec de l’eau distillée (~ 3 mL).
À chaque date d’échantillonnage, les cylindres ont été retirés de l’expérience et le sol a
été vigoureusement mélangé avec une spatule avant l’échantillonnage destructif.
Fig. 5.1 Schéma et photo de la multiseringue à dix aiguilles construite pour l’application uniforme de la solution fertilisante.
5.2.3.1 Analyses chimiques
Pour déterminer le pH du sol, 10 g de sol frais ont été agités dans 20 mL d’eau durant une
heure suivie d’un repos de 30 minutes. La lecture a été prise une minute après avoir
inséré l’électrode dans la solution du sol pour s’assurer d’une stabilité du pH.
Pour déterminer la concentration minérale en NO3- et NH4
+, 5,0 g de sol frais ont été pesés
et extraits dans 25 mL d’une solution KCl à 2,0 M selon la méthode proposée par Maynard
et al. (2008). Brièvement, les échantillons ont été agités à 160 oscillations par minutes
dans la solution KCl 2,0 M durant 30 minutes, puis centrifugés à 10 000 rpm durant 10
minutes et filtrés (410 VWR). Les extraits ont été congelés à −20°C avant d’être analysés
125
par colorimétrie à l’aide d’un analyseur automatique (QuickChem® FIA+ 8000 Series,
Lachat Instrument, Colorado, É.-U.).
Pour déterminer la concentration en carbone organique dissous (DOC), en carbone
inorganique dissous (DIC) et en azote total dissous (DN), 6,5 g de sol frais ont été pesés
et extraits avec 20 mL de CaCl2 à 0,005M selon la méthode de Chantigny et al. (2012)
légèrement modifiée. Brièvement, les échantillons ont été agités sur un agitateur
réciproque à 160 oscillations par minute dans la solution de CaCl2 durant 60 minutes,
centrifugés à 10 000 rpm durant 10 minutes et filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type
NynafloTM (0,45 μm grosseur des pores). Les extraits ont été quantifiés par combustion
(700°C) dans les 24 heures suivant la filtration avec un analyseur TOC-TN (Shimadzu
Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.).
Pour déterminer la concentration en carbone total (Ctot) et en azote total (Ntot), 0,2 g de sol
préalablement séché à l’air et broyé (< 150 μm) a été encapsulé dans une capsule d’étain
(compagnie Sercon, Cheshire, R.-U.) et analysé par combustion par un analyseur
élémentaire MACRO (vario MACRO CNS, Hanau, DE). Le ratio C:N a été calculé avec les
valeurs obtenues de Ctot et Ntot.
5.2.3.2 Analyses biologiques
Le taux d’hydrolyse de la fluorescéine diacétate (FDA) a été déterminé pour estimer
l’activité enzymatique totale dans le sol frais. Le carbone et l’azote de la biomasse
microbienne (MBC, MBN) ont été déterminés par la méthode de fumigation-extraction au
chloroforme. Cette méthode et l’hydrolyse de la FDA ont été décrites précédemment à la
section 2.2.3.2.
5.2.3.3 Analyses des gaz (CO2, CH4 et N2O)
L’échantillonnage d’air dans chaque pot a été prélevé hebdomadairement après la période
de préincubation, et ce, jusqu’à la fin de l’incubation (338 jours). De plus, 24 h après
chaque évènement de fertilisation (section 5.2.3), un échantillonnage d’air plus rapproché
a été effectué, c’est-à-dire aux jours 1, 3, 5, 7 et 9 suivant la fertilisation. La même
procédure d’échantillonnage que celle présentée au chapitre 2 (section 2.3.3.3) a été
utilisée. Les émissions de gaz ont été calculées selon l’équation des émissions en N2O qui
126
est présentée à la section 2.3.3.3 et le cumulatif des émissions a été calculé par une
interpolation linéaire entre les dates d’échantillonnage.
5.2.3.4 Analyses métagénomiques
L’extraction de l’ADN du sol a été effectuée sur 0,28 g de sol frais, préalablement congelé
à −80°C dans un sac Wirl-Pak stérile, avec le kit PowerSoil® DNA Isolation Kit (MO BIO
Laboratories, Carlsbad, Californie, É.-U.) selon les instructions données par le fabriquant.
L’extraction de l’ADN a été réalisée le jour 44 et le jour 338 de l’incubation dans tous les
traitements (n = 4). La concentration et la qualité de l’ADN ont été déterminées par
spectrophotométrie (NanoVueTM Plus Spectrophotometer, Ge Healthcare,
Buckinghamshire, R-U). L’efficacité d’extraction a légèrement varié entre les traitements
(15,5 ± 0,7 ηg μL-1).
La quantification des bactéries totales et la construction des librairies Illumina ont été
effectuées de la même façon que celles présentées au chapitre 4 (sections 4.2.2.2 et
4.2.2.3). Brièvement, la préparation des échantillons a été préparée en collaboration avec
l’équipe de Richard Hogue de l’Institut de Recherche et de Développement en
Agroenvironnement (IRDA, Québec, CA). Le séquençage par Illumina MiSeq a été
effectué sur la plateforme d’analyses génomiques à l’Institut de biologie intégrative et des
systèmes (IBIS) de l’Université Laval (Québec, CA), en utilisant la stratégie 2 x 300 paires
de bases de chaque côté du brin d’ADN et la région V6-V8 du 16SrARN a été ciblée
(section 4.2.2.3). De plus, l’analyse du séquençage a été effectuée de la même façon que
celle présentée à la section 4.2.2.4 du chapitre 4.
5.2.4 Incubation – Expérience II
Une deuxième étude d’incubation a été réalisée selon le même dispositif présenté à la
section 5.2.2. Deux séries des dix traitements de sol par date d’échantillonnage (0 et 343
jours), présentés à la section 5.2.2, ont été préparées incluant 4 répétitions (2 séries x 10
traitements x 2 dates d’échantillonnages x 4 répétitions) pour un total de 160 unités.
Comme décrit à la première expérience (section 5.2.3), 100 g de mélange sec a été
déposé dans un cylindre en PVC avec une masse volumique apparente entre 0,98 g cm-3
et 1,00 g cm-3 et humecté par remontée capillaire (section 5.2.3). Le contenu du sol en eau
a toutefois été ajusté à 60% SPE pour permettre une activité microbienne maximale entre
la nitrification et la dénitrification (Bateman et Baggs, 2005). Une fois l’humidité du sol
127
ajusté, chaque cylindre a été déposé dans un pot Masson de 500 mL et recouvert d’un
couvercle percé (Ø 0,5 cm).
Les 160 microcosmes ont été installés dans une chambre d’incubation à l’obscurité dans
les mêmes conditions que la section 5.2.3. Une préincubation de 14 jours a aussi été
effectuée et le contenu du sol en eau a été ajusté à l’aide d’une balance tous les 14 jours
durant l’incubation.
Au jour 0, les deux séries de traitements ont reçu 3 mL d’une solution fertilisante de
NH4NO3 (35 μg N g sol-1). De plus, la première série a été enrichie de NH415NO3 (20 atom
%) et la deuxième de 15NH4 NO3 (20 atom %). Au jour 343, les deux autres séries ont été
traitées de manière identique au jour 0. Ces deux dates de fertilisation permettaient
d’évaluer si le vieillissement du biochar peut affecter la disponibilité de l’azote. La solution
fertilisante a été appliquée avec une multiseringue de la même façon qu’à la section 5.2.3
(Luxhøi et al., 2004). Deux échantillonnages de sol ont été effectués dans la même unité
après 3 h (T1) et 24 h (T2) suivant l’application d’engrais. À l’aide d’une spatule, une
moitié du cylindre a été prélevée (T1) laissant l’autre moitié du sol intact pour le deuxième
prélèvement (T2). Pour chaque période de prélèvement de sol (T1 et T2), 25 g de sol a
été immédiatement pesé dans un tube stérile de 15 mL (Cryogenic Vial, Thermo Scientific
Nalgene) et déposé dans un réservoir d’azote liquide pour arrêter l’activité biologique. Les
tubes ont ensuite été conservés à −80°C durant un maximum de trois mois avant d’être
analysés. Après 24 heures, un échantillon de 10 g de sol de chaque unité a été prélevé et
séché dans une étuve à 105°C durant 24h pour déterminer le taux d’humidité.
5.2.4.1 Analyses chimiques
Le pH du sol a été déterminé 24 heures après la fertilisation, tel que décrit à la section
5.2.3.1. La concentration minérale en NH4+ et NO3
− des échantillons de sol (25 g),
préalablement congelés à −80°C, a été déterminée par une extraction dans 125 mL de
2,0M KCl (ratio 1 : 5). La procédure d’extraction et celle de quantification utilisées sont les
mêmes que celles présentées à la section 5.2.3.1. Les concentrations en NH4+ et NO3
− ont
permis de connaître le volume d’extrait à utiliser pour obtenir une concentration d’environ
100 μg N pour l’étape de diffusion du 15NH4+ et du 15NO3
− (section 5.2.4.2).
128
5.2.4.2 Technique de diffusion 15N
La technique de diffusion pour collecter le 15N du NO3− et du NH4
+ dans les extraits de KCl
a été effectuée selon la méthode de Brooks et al. (1989). Brièvement, le 15NH4 a été
diffusé par l’ajout de 0,2 g de MgO dans l’extrait de KCl (volume final de 50 mL) déposé
dans un pot Masson de 250 mL. Dix microlitres de 2,5 M KHSO4 a été ajouté sur un
disque de fibre de verre (Whatman #934-AH) accroché au-dessus de la solution par un
crochet en acier inoxydable préalablement collé sous le couvercle du pot. Le pot a été
rapidement fermé et incubé à la température de la pièce (~ 21°C) durant 7 jours. Le
disque acidifié a été retiré et le pot a été gardé semi-ouvert durant 24 h pour laisser
échapper le NH4+ résiduel avant de passer à l’étape de diffusion du 15NO3
−. Dans le même
pot, 0,4 g d’alliage de Dervarda et deux gouttes de surfactant (0,3% Brij-35) ont été
ajoutés dans le pot pour l’étape 15NO3−. Un nouveau disque de fibre de verre avec 10 µL
de 2,5 M KHSO4 a été accroché au crochet du couvercle et enlevé après 7 jours
d’incubation. Pendant l’incubation, les pots de chacune des deux étapes ont été brassés
délicatement (mouvement rotatif) aux jours 2 et 5 de l’incubation afin de remettre en
suspension le MgO et l’alliage de Dervada.
Les disques acidifiés ont été séchés à 40°C durant 25 minutes dans une étuve et
conservés dans un tube Eppendorf (1,5 mL) avant d’être encapsulés dans une capsule
d’étain. Le contenu du sol en N et le ratio 15N / 14N de chaque échantillon ont été
déterminés par spectrométrie de masse à rapport isotopique (Finningan Delta V Plus
Isotope Ratio Mass Specrometer with Conflo IV interface, Thermo Electron, Bremen, DE)
couplé à un analyseur élémentaire (Flash 2000 Elemental Analyzer, Thermo Fisher
Scientific, Delft, NL). Les taux bruts de minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans
chaque échantillon ont été calculés à partir des équations fournies par Kirkham et
Bartholomew (1954) quand le taux d’immobilisation est plus grand que celui de la
minéralisation. Ces équations sont présentées ci-dessous:
Minéralisation (mg N kg-1 j-1) =
Immobilisation (mg N kg-1 j-1) =
129
où Mo et M sont la quantité de NH4-N total en masse (mg N kg-1) provenant du traceur
(15NH4NO3) et du non-traceur (NH4NO3) après le premier (T1) et le deuxième temps (T2)
d’analyse de sol, respectivement; Ho et H sont la quantité de NH4-N (mg N kg-1) provenant
seulement du traceur (15NH4NO3) après le premier (T1) et le deuxième temps d’analyse
(T2) de sol, respectivement ; ΔT est l’intervalle de temps entre les deux lectures (T2 –
T1). Le taux brut de nitrification (mg N kg-1 j-1) a été calculé à partir de l’équation de la
minéralisation en remplaçant les valeurs du traceur 15NH4NO3 par NH415NO3 (Barraclough,
1991).
5.2.4.3 Abondance du 15N
La concentration en azote totale (Ntot) dans le sol a été déterminée de la même façon que
celle utilisée à la section 5.2.3.1. Les concentrations en NH4+ et NO3
− obtenues ont permis
de connaître la quantité de sol à peser pour obtenir une concentration approximative de
100 μg N pour déterminer l’abondance en 15N.
L’abondance de 15N a été déterminée dans chaque unité de sol après 24 heures suivant la
fertilisation des deux dates d’échantillonnage (0 et 343 jours). Le sol a été séché à l’air et
broyé (< 150 μm) et transféré dans une capsule d’étain. Les capsules ont été analysées
par spectrométrie de masse (voir section 5.2.4.2).
5.2.5 Analyses statistiques
Dans les deux expériences, les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure
Proc Mixed dans SAS, version 9,3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). L’analyse de
la variance (ANOVA) a été effectuée selon un dispositif en bloc aléatoire complet avec les
quatre répétitions des dix traitements. L’interaction biochar, compost et temps dans
ANOVA a été évaluée sur les analyses chimiques (pH, NO3-, NH4
+, DN, DOC, DIC),
biologiques (FDA, MBC et MBN), sur le flux des gaz (CO2, N2O, CH4), sur les taux bruts de
nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote, sur les indices de la diversité
bactérienne (Faith’s PD, Chao1, Shannon, Simpson), le nombre total d’OTUs observé et
l’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe, famille et du genre.
Pour le cumulatif total des émissions de gaz, l’interaction biochar et compost a été évaluée
dans ANOVA. L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une analyse graphique des
résidus et une transformation réciproque a été effectuée pour les émissions en N2O, et les
concentrations en NO3− et DN. Un test de comparaison multiple (Tukey, p < 0,05) a été
130
effectué sur les effets simples des traitements de biochar. Lorsqu’une interaction était
significative, une analyse par date d’échantillonnage et/ou par compost a été effectuée
pour évaluer l’effet du biochar. Une analyse de corrélation linéaire entre deux variables a
aussi été effectuée à partir du calcul du coefficient de corrélation linéaire de Pearson.
Une analyse statistique non paramétrique ADONIS, basée sur la matrice de comparaison
unweighted Unifrac et calculant un test de similarité R (package «Vegan» sous R) avec un
niveau de signification statistique de p < 0,05, a été effectuée dans QIIME pour comparer
chaque groupe d’espèces bactériennes contenu dans chaque traitement (comparaison de
deux groupes à la fois). Cette analyse a été effectuée dans les traitements sans compost,
au jour 338 de l’incubation pour bien évaluer l’effet du biochar. La variation des effets des
traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999
permutations.
Une comparaison des espèces de la table des OTUs entre le témoin sans amendement et
chacun des traitements biochars sans compost au jour 338 de l’incubation a été effectuée
avec le test ANOVA dans QIIME. Une table d’OTUs spécifique à chacun des traitements a
été générée. Un filtre de chacune des tables d’OTUs a été effectué et les espèces
significativement plus abondantes dans les traitements biochars que le témoin (p < 0,01)
ont été sélectionnées. Le nom de la famille et/ou de la classe de chaque espèce et le
nombre d’OTUs observé dans les traitements biochars ont été comptabilisés. À partir de
ces espèces bactériennes (OTUs) des corrélations ont été effectuées avec les variables
environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation (CO2, CH4, N2O, pH, FDA, DOC,
DIC, DN et C:N) (section 5.2.3). L’analyse a été effectuée avec le coefficient de corrélation
SPEARMAN dans QIIME. Les corrélations ont été réalisées sur les quatre répétitions des
cinq traitements (témoin sans biochar et 5% de M550, M700 et de P700) sans ajout de
compost pour bien évaluer l’effet du biochar. Le niveau de signification de la corrélation a
été corrigé par la procédure de Bonferoni (p < 0,05) utilisée dans le cas de comparaisons
multiples (Jobson, 2012).
5.3 Résultats
5.3.1 Propriétés chimiques du sol
L’ajout de biochar, avec et sans compost selon les variables et les interactions observées,
a significativement affecté les propriétés chimiques du sol argileux au cours de l’étude
131
d’incubation de 338 jours (Tableau S5.2). Une stabilité des concentrations en DOC, DIC,
pH et C:N dans les différents traitements pour chacune des dates d’échantillonnage (9, 16,
23, 44, 86, 170 et 338 jours) a été observée, excepté pour la concentration en DN qui a
augmenté linéairement avec l’ajout d’une source azotée au jour 0, 84, 168 et 252 de
l’expérience (Fig. S5.1). La présence de compost a significativement affecté les
concentrations en DOC (Tableau S5.2), qui ont été 2,6 et 2,2 fois plus élevées que celles
des traitements sans compost au jour 44 et 338 de l’incubation, respectivement (Tableau
S5.3).
La figure 5.2 présente les concentrations en éléments minéraux et l’activité enzymatique à
la fin de l’expérience (jour 338). Les concentrations en DOC ont été 1,5 et 1,8 fois
supérieures (p< 0,05) dans les traitements d’érable (M400, M550 et M700) avec compost
(~54 mg C kg sol-1) et sans compost (~26 mg C kg sol-1) comparativement à celles dans le
témoin (36 mg C kg sol-1 avec compost et 15 mg C kg sol-1 sans compost) (Fig. 5.2a). La
concentration en DIC a été quatre à huit fois plus élevée (p < 0,05) dans les traitements
d’érable (M400, M550 et M700) avec et sans compost, respectivement, que dans le
témoin et le traitement P700 (Fig. 5.2b). Aucune différence entre le témoin et le traitement
P700 (p > 0,05) avec et sans compost n’a été observée pour les concentrations en DOC et
DIC au jour 338. Le pH a été significativement plus faible dans le témoin et le traitement
P700 (~ 6,6 pH) que dans les traitements d’érable (~ 7,6 pH) avec et sans compost au jour
338 de l’incubation.
Une interaction significative entre les traitements, le temps et le compost (Tableau S5.2) a
été observée pour la concentration en DN et NO3-. Au jour 338, la concentration en DN est
demeurée significativement plus élevée dans le témoin avec et sans compost que dans
les traitements biochars. Une différence de 33% (p < 0,05) a été observée entre la
concentration en DN retrouvée dans les traitements biochars (M400 et P700) et dans le
témoin (Fig. 5.2d). Le ratio C:N a été significativement plus élevé dans les traitements
biochars comparativement au témoin avec et sans compost, et ce, spécialement dans le
traitement P700 où le ratio C:N a été deux fois plus élevé que dans le témoin au jour 338
(Fig. 5.2e).
5.3.2 Propriétés biologiques du sol
Une diminution du taux d’hydrolyse de la FDA a été observée dans tous les traitements
biochars d’érable (M400, M550 et M700) comparativement au témoin sans compost (21
132
μg fluorescéine g sol-1 vs 32 μg fluorescéine g sol-1) (Fig. 5.2f). L’ajout de compost n’a pas
eu d’impact sur l’activité enzymatique dans les différents traitements au jour 338 de
l’incubation, alors que l’activité enzymatique de M550 et M700 a été plus faible que le
témoin (Fig. 5.2f)
Aucune différence n’a été observée entre les traitements biochars et le témoin avec et
sans compost pour la MBC et MBN au jour 338 de l’expérience, excepté le traitement
M550 sans compost, où la MBC a été plus faible que le témoin (265 mg C kg sol-1 vs 328
mg C kg sol-1) (Tableau S5.6).
Fig. 5.2 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les propriétés chimiques et l’activité enzymatique d’un sol minéral après 338 jours d’incubation. Concentration minérale, pH et activité enzymatique (FDA) du sol minéral. DOC, carbone organique dissous ; DIC, carbone inorganique dissous ; DN, azote total dissous ; C:N. rapport carbone sur azote ; FDA, taux d’hydrolyse de la fluorescéine diacétate. Les barres représentent la moyenne ± écart type (n = 4) et les colonnes accompagnées d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la présence ou non de compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).
133
5.3.3 Disponibilité de l’azote
Par rapport au témoin, l’amendement en biochar et l’ajout de compost n’ont pas eu d’effet
sur les taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote durant
l’étude d’incubation de 343 jours (Tableaux 5.1 et S5.7). Les taux bruts de minéralisation
et d’immobilisation ont été deux fois supérieurs (p < 0,05) dans le traitement M700
comparativement au P700, sans toutefois présenter de différence significative (p > 0,05)
avec le témoin. La minéralisation et l’immobilisation de l’azote ont été 2,8 et 1,7 fois plus
faibles au jour 343 qu’au début de l’incubation (p < 0,05), respectivement. Les taux de
nitrification ont été 2,3 plus élevés à la fin de l’incubation (p < 0,05) qu’au début dans tous
les traitements (Tableau 5.1).
Tableau 5.1 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours.
Traitement 1 Taux bruts 15N (mg N kg sol sec-1 h-1)
N M I
Témoin 1,50 ± 1,76 0,10 ± 0,10 ab 0,45 ± 0,25 ab M400 1,98 ± 2,11 0,07 ± 0,07 ab 0,40 ± 0,30 ab M550 2,01 ± 1,88 0,12 ± 0,10 a 0,49 ± 0,38 ab M700 1,86 ± 1,56 0,11 ± 0,05 a 0,66 ± 0,36 a P700 1,04 ± 0,91 0,06 ± 0,04 b 0,31 ± 0,19 b
Jour 0 1,02 ± 0,75 B 0,14 ± 0,08 A 0,58 ± 0,35 A Jour 343 2,33 ± 2,09 A 0,05 ± 0,03 B 0,35 ± 0,24 B
Le compost n’ayant pas eu d’effet significatif, les traitements avec et sans compost ont été combinés. Les moyennes ± écart-type (n = 8) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. N, nitrification ; M, minéralisation; I, immobilisation. Témoin sans biochar; M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
5.3.4 Émissions de gaz à effet de serre
Après 338 jours, le cumulatif total en CO2 a été significativement plus élevé chez le témoin
(1160 mg C kg-1 sol sec) qu’avec les traitements biochars et nettement supérieur au
traitement M550 avec une différence de 54% entre les deux (Fig. 5.3a). L’ajout de
compost a augmenté les émissions en CO2, et ce, principalement dans le traitement P700
avec une augmentation de 35% (p < 0,05), suivi du témoin avec une augmentation de
11%.
134
Le cumulatif total en CH4 a été 1,5 fois plus élevé (p < 0,05) dans les traitements d’érable
sans compost que dans le témoin (60 μg C kg-1 sol sec vs 39 μg C kg-1 sol sec) (Fig. 5.3b).
Le traitement P700 a produit le plus faible cumulatif de CH4 (25 μg C kg-1 sol sec) (Fig.
5.3b). L’ajout de compost n’a pas eu d’impact sur le cumulatif total en CH4 (Tableau S5.2).
Le cumulatif total en N2O a été supérieur dans le témoin (4650 μg N kg-1 sol sec) sans
compost (p < 0,05) que dans les traitements biochars avec des valeurs comprises entre
140 et 520 μg N kg-1 sol sec (Fig. 5.3c). Parmi tous les traitements biochars, le cumulatif
total en N2O dans le traitement P700 sans compost a été significativement le plus faible
(140 μg N kg-1 sol sec), alors qu’il était le plus grand émetteur de N2O avec le témoin dans
le substrat à base de tourbe au chapitre 2. L’ajout de compost a diminué
considérablement (p < 0,05) le cumulatif total en N2O dans le témoin, soit une réduction de
84%. L’ajout de compost a eu un faible impact sur les émissions en N2O dans les
traitements biochars. Toutefois, l’ajout de compost a favorisé une hausse des émissions
en N2O dans le traitement M700 (p < 0,05) lors de l’étude (Fig. 5.3c).
Les émissions cumulées en CO2, CH4 et N2O durant les 338 jours de l’incubation sont
présentées dans le matériel supplémentaire de ce chapitre (Figs. S5.3, S5.4 et S5.5,
respectivement). L’ajout de biochar a significativement affecté les émissions en CO2, CH4
et N2O durant l’incubation et une interaction significative (compost x traitements x temps) a
été observée pour les émissions en CO2 et N2O (Tableau S5.2).
135
Fig. 5.3 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les émissions cumulatives moyennes de CO2, CH4 et N2O dans un sol minéral durant 338 jours d’incubation. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4) et les colonnes accompagnées d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la présence ou non de compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
136
5.3.5 Diversité alpha des communautés bactériennes
Une première interaction significative (p < 0,05) entre les traitements et le temps
d’incubation (OTUs observé, Faith’s PD, Chao1 et Shannon) et une deuxième entre les
traitements et l’ajout de compost (OTUs observé, Chao1 et Shannon) ont été observées
(Tableau S5.11). Au jour 44 de l’incubation, l’ajout de biochar et la présence de compost
n’ont pas eu d’effet significatif sur les indices de la diversité bactérienne (résultats non
présentés). À l’inverse, des différences significatives entre les traitements ont été
observées au jour 338 (Tableau 5.2). Les indices de diversité ont été similaires entre le
témoin et le traitement P700 avec et sans compost à la fin de l’incubation (338 jours).
Tableau 5.2 Indices de diversité bactérienne dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.
OTUs Observé1 Faith's PD Chao1 Shannon Simpson
Sans compost Témoin 1629 a 86,7 ab 3608 a 9,7 a 0,9962 ab
M400 1490 b 83,4 b 3374 bc 9,4 b 0,9954 c M550 1509 b 83,5 b 3334 c 9,4 b 0,9958 bc M700 1509 b 84,2 ab 3338 c 9,5 b 0,9960 abc P700 1632 a 87,3 a 3529 ab 9,7 a 0,9965 a
Avec compost Témoin 1564 AB 91,4 AB 3736 AB 9,2 AB 0,9877 A
M400 1445 C 87,0 C 3253 C 9,0 B 0,9885 A M550 1509 BC 89,9 ABC 3538 ABC 9,2 AB 0,9915 A M700 1462 C 87,6 BC 3450 BC 8,9 B 0,9851 A P700 1636 A 93,8 A 3777 A 9,4 A 0,9920 A
Les moyennes (n = 4) dans chaque colonne au jour 44 et 338 suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. 1 Nombre moyen d’OTUs (unités taxonomiques opérationnelles) observé dans chaque traitement. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
5.3.6 Structure des communautés bactériennes et compositions taxonomiques
L’analyse principale de coordination (PCoA) présentée à la figure 5.4 démontre clairement
une séparation entre la structure des communautés bactériennes des différents
traitements avec et sans compost. Ceci est expliqué par l’axe PC1 avec une variation de
14%. Les communautés bactériennes se sont aussi distinguées, entre les jours 44 et 338
de l’incubation, mais avec une plus faible variation, soit de 8%. L’ajout de biochar a eu un
137
moins grand impact sur les communautés bactériennes. Toutefois, une variation de 3%
(axe PC3 de la figure 5.4b) explique la différence entre les communautés bactériennes
des différents traitements.
Fig. 5.4 Vue d’ensemble sur trois axes (PC1, PC2, PC3) de la structure des communautés bactériennes dans les traitements de sol avec ou sans compost aux jours 44 et 338 de l’incubation. L’analyse principale de coordination (PCoA) basée sur le unweighted UniFrac distance metric a été utilisée. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8% (m/m).
Selon le test statistique ADONIS, tous les traitements biochars sans compost ont été
différents (p < 0,05) du témoin, au jour 338 de l’incubation (Tableau 5.3). Les
communautés bactériennes des traitements d’érable (M400, M550 et M700) n’ont pas été
différentes entre elles (p > 0,05), mais elles ont été toutes différentes du traitement P700
(p < 0,05).
138
Tableau 5.3 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac dans les différents traitements sans compost au jour 338 de l’incubation.
Comparaison par paire F Model R2 Pr (>F) Témoin vs M400 1,88 0,24 0,04 Témoin vs M550 1,60 0,21 0,03 Témoin vs M700 1,79 0,23 0,03 Témoin vs P700 1,18 0,16 0,04
M400 vs P700 1,79 0,23 0,04 M550 vs P700 1,69 0,22 0,02 M700 vs P700 1,77 0,23 0,03 M400 vs M550 1,00 0,14 0,50 M400 vs M700 0,95 0,14 0,79 M550 vs M700 0,98 0,14 0,62
F-Tests p < 0,05 indique une différence significative entre la comparaison par paire. La variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999 permutations.
Le diagramme de Venn présenté à la figure 5.5 indique que le traitement P700 partage un
plus grand nombre d’OTUs (266 OTUs) avec le témoin que le traitement M700 (203
OTUs) au jour 338 de l’incubation. De plus, le traitement P700 possède un nombre
d’OTUs plus élevé (433 OTUs) que le traitement M700 (354 OTUs), et légèrement plus
élevé que le témoin (408 OTUs).
Fig. 5.5 Diagramme de Venn, où chaque rond présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés au jour 338 dans les traitements sans compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M700, biochar d’érable pyrolysé à 700˚C et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
139
Au niveau de l’abondance relative des OTUs bactériennes, les classes Actinobacteria,
Chloroflexi, Bacilli, Gemmatimonadetes, Alphaproteobacteria, Pedosphaerae et
Spartobacteria ont été présentes dans tous les traitements avec et sans compost au jour
338 de l’incubation (Tableau 5.4). L’abondance relative de ces classes bactériennes a été
similaire (p > 0,05) entre les traitements biochars et le témoin (Tableau 5.4). L’ajout de
biochars d’érable M400, M550 et M700 dans le sol sans compost a favorisé
significativement les espèces de la classe Deltaproteobacteria et Gammaproteobacteria
(Tableau 5.4). Les espèces de la classe Betaproteobacteria ont aussi été plus abondantes
(p < 0,05) dans les traitements biochars que le témoin sans compost, mais seulement
dans le M400 et M700 (Tableau 5.4). De plus, l’ajout de biochar M700 dans le sol sans
compost a également eu un effet bénéfique sur l’abondance des espèces de la classe
Cytophagia. Les classes bactériennes Acidobacteria-6 et Nitrospira ont été uniquement
plus abondantes dans le sol amendé de P700 que dans le témoin et les autres traitements
biochars (Tableau 5.4). L’ajout de compost a favorisé significativement le développement
des classes bactériennes Cytophagia et des Rhodothermi, et surtout les Anaerolineae
dans tous les traitements (Tableau 5.4).
Plus spécifiquement, les espèces du genre Pedomicrobium et celles du genre Haliangium
ont été plus nombreuses (p < 0,05) dans les traitements d’érable M400, M550 et M700
que dans le témoin et dans le P700 sans compost au jour 338 de l’incubation (Tableau
5.5). Le genre Hyphomicrobium a été plus élevé dans le traitement M700 et M400 que
dans le témoin. Les espèces du genre Nitrospira ont été plus abondantes (p < 0,05) dans
le traitement M550 que le dans le témoin et les autres traitements biochar (Tableau 5.5).
En général, les pourcentages d’espèces retrouvées dans le traitement P700 ont été
équivalents (p > 0,05) à ceux dans le témoin sans biochar (Tableau 5.5).
140
Tableau 5.4 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.
Sans compost
Phylum Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria Acidobacteria-6 4,0 b 4,2 ab 3,6 b 3,8 b 4,9 a Actinobacteria Actinobacteria 10,4 a 9,6 a 10,7 a 9,9 a 9,8 a Actinobacteria Thermoleophilia 13,9 a 10,2 a 12,6 a 10,4 a 12,1 a Bacteroidetes Cytophagia 0,4 b 0,9 ab 0,7 ab 1,0 a 0,3 b Bacteroidetes Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a
Chloroflexi Anaerolineae 2,9 a 3,3 a 3,1 a 3,5 a 3,0 a Chloroflexi Chloroflexi 3,1a 1,7 a 1,9 a 1,7 a 2,9 a Firmicutes Bacilli 4,4 a 5,1 a 4,8 a 4,6 a 2,4 a
Gemmatimonadetes Gemmatimonadetes 11,3 a 11,7 a 11,1 a 11,1 a 12,0 a Nitrospirae Nitrospira 1,0 b 1,0 b 1,2 b 1,1 b 2,4 a
Proteobacteria Alphaproteobacteria 8,6 a 9,1 a 8,4 a 9,2 a 8,4 a Proteobacteria Betaproteobacteria 7,7 c 11,1 a 8,6 bc 9,7 ab 7,9 bc Proteobacteria Deltaproteobacteria 3,5 d 5,2 ab 4,4 bc 5,4 a 3,8 cd Proteobacteria Gammaproteobacteria 1,1 c 2,7 ab 2,6 ab 3,2 a 1,7 bc
Verrucomicrobia Opitutae 0,4 abc 0,6 a 0,3 bc 0,6 ab 0,2 c Verrucomicrobia Pedosphaerae 0,9 a 1,2 a 1,0 a 1,2 a 1,4 a Verrucomicrobia Spartobacteria 1,6 a 0,7 a 0,9 a 0,9 a 1,8 a
Autres bactéries 24,9 21,9 23,9 22,7 24,9 Avec compost
Phylum Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria Acidobacteria-6 2,8 b 2,8 b 2,8 b 2,5 b 3,9 a Actinobacteria Actinobacteria 7,0 a 6,2 a 7,5 a 7,1 a 7,7 a Actinobacteria Thermoleophilia 7,9 a 5,8 a 8,1 a 6,2 a 8,6 a Bacteroidetes Cytophagia 2,3 b 5,7 a 5,0 a 4,7 a 1,3 b Bacteroidetes Rhodothermi 2,9 b 5,4 a 3,4 b 4,2 ab 2,8 b
Chloroflexi Anaerolineae 24,3 a 23,4 a 19,6 a 25,1 a 17,6 a Chloroflexi Chloroflexi 2,0 a 1,0 a 1,3 a 1,0 a 2,1 a Firmicutes Bacilli 3,9 a 3,2 a 3,4 a 4,3 a 3,2 a
Gemmatimonadetes Gemmatimonadetes 7,0 ab 5,2 b 6,2 b 5,3 b 8,9 a Nitrospirae Nitrospira 0,6 c 0,9 bc 1,1 b 0,8 bc 2,1 a
Proteobacteria Alphaproteobacteria 8,3 ab 9,4 a 7,8 b 8,1 ab 7,4 b Proteobacteria Betaproteobacteria 5,7 a 6,6 a 6,2 a 6,3 a 7,3 a Proteobacteria Deltaproteobacteria 3,0 b 4,2 a 3,8 ab 4,4 a 3,8 ab Proteobacteria Gammaproteobacteria 1,4 b 2,2 ab 2,6 a 2,6 a 1,9 ab
Verrucomicrobia Opitutae 0,5 bc 0,6 b 0,9 a 0,8 ab 0,2 c Verrucomicrobia Pedosphaerae 0,5 a 0,6 a 0,7 a 0,6 a 0,8 a Verrucomicrobia Spartobacteria 1,2 a 0,5 a 0,6 a 0,5 a 1,3 a
Autres bactéries 18,7 16,2 19,2 15,6 19,2 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. OTUs, unités taxonomiques opérationnelles. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
141
Tableau 5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les traitements de sol sans compost au jour 338 de l’incubation.
Classe Famille Genre Témoin M400 M550 M700 P700 Pr >F Actinobacteria Mycobacteriaceae Mycobacterium 1,18 ab 0,94 b 1,24 a 1,06 ab 1,06 ab * Actinobacteria Streptomycetaceae Streptomyces 0,13 a 0,04 b 0,06 ab 0,04 b 0,10 ab *
Thermoleophilia Gaiellaceae 8,06 a 5,72 b 6,81 ab 5,77 b 7,13 ab ** Saprospirae Chitinophagaceae Flavisolibacter 0,41 a 0,22 ab 0,16 b 0,18 b 0,34 ab **
Bacilli Bacillaceae Bacillus 0,73 a 1,18 a 0,89 a 1,11 a 0,58 a 0,06 Clostridia Clostridiaceae Clostridium 0,76 a 0,54 a 0,79 a 0,84 a 0,63 a 0,43 Nitrospira Nitrospiraceae Nitrospira 0,58 b 0,55 b 0,86 a 0,63 b 0,57 b **
Alphaproteobacteria Bradyrhizobiaceae Bradyrhizobium 0,31 a 0,25 a 0,22 a 0,31 a 0,26 a 0,63 Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Devosia 0,04 b 0,13 ab 0,11 ab 0,19 a 0,04 b * Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Hyphomicrobium 0,08 c 0,23 ab 0,13 bc 0,28 a 0,09 c *** Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Pedomicrobium 0,33 b 1,06 a 0,78 a 1,01 a 0,38 b *** Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Rhodoplanes 1,83 ab 1,56 b 1,53 b 1,77 ab 1,96 a * Alphaproteobacteria Hyphomonadaceae 0,51 a 0,09 bc 0,01 c 0,15 bc 0,29 ab *** Alphaproteobacteria Rhodospirillaceae 1,23 a 1,49 a 1,36 a 1,47 a 1,21 a 0,14 Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae Kaistobacter 2,28 a 1,53 a 1,73 a 2,18 a 1,22 a 0,19 Betaproteobacteria Comamonadaceae Limnohabitans 0,08 a 0,06 a 0,06 a 0,05 a 0,06 a 0,96 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,31 a 0,23 a 0,28 a 0,26 a 0,33 a 0,80
Deltaproteobacteria Haliangiaceae Haliangium 0,01 b 0,99 a 0,74 a 0,81 a 0,01 b *** Gammaproteobacteria Pseudomonadaceae Pseudomonas 0,00 0,05 0,01 0,01 0,00 ND Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae 0,39 a 0,18 c 0,21 bc 0,13 c 0,36 ab ***
Opitutae Opitutaceae Opitutus 0,36 abc 0,63 a 0,34 bc 0,57 ab 0,24 c ** Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. OTUs, unités taxonomiques opérationnelles. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). ND, non déterminé
5.3.7 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées
L’analyse ANOVA du tableau 5.6 permet de distinguer les espèces bactériennes les plus
abondantes (p < 0,01) en présence de biochars que dans le témoin non amendé au jour
338. Le traitement M550 a obtenu un nombre d’OTUs bactérien significativement plus
élevé que le témoin. Selon l’analyse SPEARMAN (Tableau 5.6), certaines espèces de la
classe Anaerolineae, Chloroflexi, Bacilli, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et
Deltaproteobacteria ont été positivement corrélées (p < 0,05) avec le contenu du sol en
DOC dans les traitements sans compost au jour 338. Aucune corrélation n’a été observée
entre les espèces et les émissions en CH4 et N2O.
Au niveau de la famille, plusieurs espèces ont également été corrélées avec les variables
environnementales mesurées lors de l’étude d’incubation (Tableau 5.6). Par exemple, une
espèce de la famille Gaiellaceae a été positivement corrélée avec le ratio C:N (r = 0,73) et
142
celle de la famille Chitinophagaceae a été négativement corrélée avec la concentration
DIC (r = −0,67) selon l’analyse SPEARMAN (Tableau 5.6). Ces deux espèces ont été
significativement plus abondantes dans le P700 que dans le témoin selon l’analyse
ANOVA (Tableau 5.6). Une espèce de la famille Bacillaceae a été positivement corrélée
avec le DOC, le pH et la DIC et fortement présente dans le traitement M400. Huit espèces
de la famille Hyphomicrobiaceae, sept de la famille Haliangiaceae et trois de la famille
OM27 ont été positivement corrélées avec le DOC, et elles ont été fortement présentes
dans les traitements d’érable (M400, M550 et M700). De plus, les Haliangiaceae et celles
de OM27 ont été significativement corrélées avec le pH et négativement avec les
émissions en CO2 et le taux d’hydrolyse de la FDA. Deux espèces de la famille
Rhodospirillaceae ont été positivement corrélées avec la DIC (r = 0,68). Trois espèces de
l’ordre Nitrospirales ont été négativement corrélées avec la concentration en DN (r =
−0,67) et positivement corrélées avec le ratio C:N (r = 0,76), dont deux retrouvées dans le
traitement P700. Une espèce de la famille Nitrospiraceae a été significativement plus
présente dans le traitement P700 que dans le témoin, et celle-ci a été positivement
corrélée (p < 0,05) avec le CO2 (r = 0,76) et la FDA (r = 0,70), mais négativement avec le
pH (r = −0,75) et la DOC (r = −0,79) (Tableau 5.6).
143
Tableau 5.6 Nombre d’OTUs observé dans chaque traitement biochar sans compost significativement différent du témoin et coefficient de corrélation entre l’abondance relative des séquences des groupes bactériens et les variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation.
1 Comparaison des espèces de la table d’OTUs entre le témoin (0% de biochar) et chacun des traitements biochars. Lorsque le nombre d’OTUs observé du traitement biochar était significativement plus grand (p < 0,01) que le témoin, le nom de la famille et/ou de la classe a été rapporté dans le tableau 5.6 avec le nombre d’OTUs dominant pour chacun des traitements. 2 Corrélation des variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation avec les espèces significativement plus abondantes dans les traitements biochars avec un niveau de signification corrigé avec Bonferoni à p < 0,05. Les espèces qui n’ont pas été corrélées à l’une des variables mesurées ne sont pas présentées dans ce tableau. Émissions en CO2 (mg C kg sol sec-1 j-1), CH4 (μg C kg sol sec-1 j-1) et N2O (μg N kg sol sec-1 j-1); FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1) ; DOC, carbone organique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DN, azote total dissous (mg N kg sol sec-1) ; C : N, carbone / azote (ratio) ; OTU, unité taxonomique opérationnelle. Cinq % (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
144
5.4 Discussion
5.4.1 Effets des biochars sur les propriétés chimiques et biologiques
L’ajout de biochar a eu un effet sur les propriétés chimiques et sur l’activité enzymatique
(FDA) du sol (Fig. 5.2). Comme il a été observé lors de notre première étude d’incubation
de 58 jours dans un substrat de tourbe amendé de biochars et sans compost (Chapitre 2),
le contenu du sol en DN et l’activité enzymatique ont été plus faibles dans tous les
traitements biochars d’érable (M400, M550 et M700) comparativement au témoin. De plus,
le contenu du sol en DOC, DIC et le pH ont été plus élevés dans les traitements d’érable
(M400, M550 et M700) que le témoin. Ces résultats concordent aussi avec les études
précédentes, où une augmentation du pH et du contenu en DOC (Muhammad et al., 2014)
et une diminution du contenu en DN et du taux d’hydrolyse de la FDA (Chintala et al.,
2014; Muhammad et al., 2014) dans le sol ont été observées dans des sols agricoles
amendés en biochar.
L’amendement en biochar peut affecter la disponibilité en N en le fixant sur sa surface par
adsorption ou en modifiant le contenu du sol en C facilement disponible, le ratio C:N et le
pH du sol (Ameloot et al., 2015; Bruun et al., 2012; Dai et al., 2013; Gul et al., 2015;
Lehmann et al., 2011). Le ratio C:N élevé des biochars (Tableau 2.1, chapitre 2) pourrait
avoir favorisé l’immobilisation de l’azote dans les traitements biochars et expliquer la plus
faible concentration en DN comparativement sol témoin (Ameloot et al., 2015; Bruun et al.,
2012; Case et al., 2015). Toutefois, l’ajout de biochar n’a pas eu d’effet sur la disponibilité
de l’azote (minéralisation, nitrification, immobilisation) dans l’expérience II et sur la MBN
de l’expérience I (Tableaux 5.1; S5.6). Selon de récentes études, l’ajout de biochar alcalin
dans un sol acide et pauvre en C organique semble avoir un plus grand impact sur la
disponibilité de l’azote qu’un sol riche avec un pH près de la neutralité (Abujabhah et al.,
2016b; Ameloot et al., 2015; Case et al., 2015; Gul et al., 2015). Bien que le ratio C:N des
mélanges soit bas (C:N < 20) dans les traitements biochars avec et sans compost (Ding et
al., 2013), le pH du sol près de la neutralité (pH 6,6) avec un contenu élevé du sol en C
organique (32 g kg-1), et l’apport d’une fertilisation azotée pourraient avoir limité l’effet du
biochar sur les taux bruts de nitrification, d’immobilisation et de minéralisation de l’azote.
145
Les taux bruts, de minéralisation et d’immobilisation de l’azote, plus élevés au début qu’à
la fin de l’expérience II (Tableau 5.1) concordent avec les résultats obtenus de Nelissen et
al. (2015). La présence d’une meilleure disponibilité en C aux microorganismes du sol au
moment de l’application du biochar et du compost pourrait avoir stimulé l’activité
microbienne et activer les processus de transformation de l’azote dans le sol (Cayuela et
al., 2014; Nelissen et al., 2015). Selon les résultats de l’expérience I, les émissions en CO2
ont été plus élevées au jour 44 qu’au jour 338 dans les différents traitements indiquant une
activité microbienne plus active au début de l’incubation (Tableaux S5.6 et S5.9). Le milieu
plus riche en carbone disponible pour l’activité des microorganismes, comme le
démontrent les émissions en CO2 au début de l’expérience I, pourrait expliquer les taux
bruts plus élevés de minéralisation et d’immobilisation de l’azote au début de l’essai II.
D’autre part, la baisse générale du taux d’immobilisation à la fin de l’incubation explique la
hausse du taux de nitrification, parce que la pression sur l’azote ammoniacal était moins
forte.
Le pouvoir alcalinisant du biochar peut favoriser l’augmentation du pH et le contenu du sol
en DOC (Ding et al., 2016). En effet, l’ajout de biochars d’érable, très alcalin, a permis
d’augmenter le pH d’une unité dans le sol argileux et son contenu en DOC (Fig. 5.2). De
plus, similairement à Muhammad et al. (2014) une corrélation significativement positive (r
= 0,47; p < 0,001) entre le DOC et le pH a été observée dans notre étude indiquant que le
pH du biochar pourrait avoir une influence positive sur le contenu du sol en DOC.
Une faible disponibilité en C facilement dégradable dans le sol amendé en biochar pourrait
réduire l’activité enzymatique de ce milieu (Chintala et al., 2014). En effet, l’amendement
en biochar a eu un impact négatif sur le taux d’hydrolyse de la FDA (Fig. 5.2f) malgré la
hausse en DOC dans les traitements d’érable (Fig. 5.2a). L’ajout de compost dans le sol
amendé en biochar a permis d’augmenter significativement la concentration en DOC, de
même que le taux d’hydrolyse de la FDA et la concentration en MBC (Fig. 5.2 et Tableau
S5.6). La présence de micro et mésopores (< 50 nm) à la surface des biochars d’érable
pourrait avoir limité l’accès au carbone facilement disponible pour les microorganismes
(Gul et al., 2015). Donc, la stabilité et possiblement l’inaccessibilité du C présent dans les
micros et mésopores du biochar pourraient avoir réduit l’activité microbienne dans les
traitements d’érable. L’ajout de compost a donc permis un meilleur approvisionnement en
C organique pour l’activité microbienne du sol (Gul et al., 2015).
146
5.4.2 Effets des biochars sur l’atténuation des émissions des gaz à effet de serre
5.4.2.1 Dioxyde de carbone
La faible production de CO2 dans les sols amendés en biochar pourrait être occasionnée
par: le pouvoir adsorbant du carbone organique du sol sur la surface du biochar; la haute
alcalinité; la présence de composés toxiques, et/ou encore la haute stabilité du carbone
(Fornes et al., 2015; Kammann et al., 2012; Liu et al., 2016; Mukherjee et al., 2016;
Spokas et al., 2010). Selon les résultats obtenus dans notre première étude d’incubation
au chapitre 2, la présence de composés toxiques dans les biochars semble être écartée.
Comme on l’a vu précédemment, la faible disponibilité en C limite généralement l’activité
des microorganismes hétérotrophique et pourrait donc être responsable de la faible
production en CO2 dans les traitements biochars. Une récente étude rapporte que l’apport
de compost a permis une meilleure disponibilité en C dans le sol amendé en biochar
favorisant ainsi les émissions en CO2 (Bass et al., 2016). Selon nos résultats, l’ajout de
compost a favorisé d’au moins 20% les émissions en CO2, le taux d’hydrolyse de la FDA
et la MBC dans la majorité des traitements biochars, excepté le traitement M400 où l’ajout
de compost a eu peu d’effet. La température de pyrolyse étant moins élevée pour le
biochar M400, le contenu en C labile a été plus élevé que dans les autres biochars
produient à plus haute température (Tableau 2.1, chapitre 2). Le contenu plus élevé en
carbone labile dans le M400 pourrait avoir masqué l’effet du compost sur l’activité
biologique du sol (Liu et al., 2016; Zimmerman et al., 2011).
Contrairement aux résultats obtenus dans le substrat à base de tourbe au chapitre 2,
l’ajout de P700 dans le sol argileux a permis une atténuation des émissions en CO2
(réduction de 28% du cumulatif total). Les propriétés physiques (masse volumique
apparente, porosité, diffusion des gaz) d’un sol minéral étant très différentes de la tourbe
(Caron et al., 2015) pourraient expliquer l’effet divergent du biochar P700, entre les deux
expériences. De plus, selon une récente méta-analyse, le pH du sol pourrait influencer la
capacité du biochar à atténuer les émissions en CO2. En général, l’ajout de biochar dans
un sol dont le pH est modérément acide va favoriser davantage les émissions en CO2
qu’un sol avec un pH plus près de la neutralité (Liu et al., 2016). Donc, le pH du sol
argileux étant plus neutre et moins poreux que la tourbe, les conditions du sol étaient
probablement moins propices à la diffusion des gaz, ce qui a permis au biochar P700
d’atténuer plus efficacement les émissions en CO2.
147
L’amendement de biochar avec un pH élevé peut être légèrement toxique pour certains
groupes d’organismes et expliquer la faible respiration microbienne dans le sol (Jones et
al., 2011). Selon les propriétés chimiques des biochars, le pH a été très élevé dans les
biochars d’érable, surtout dans le biochar M550 avec un pH = 11,3 (Tableau 2.1)
L’environnement très alcalin autour des particules du biochar M550 pourrait avoir réduit la
respiration microbienne du sol et possiblement expliquer les faibles émissions en CO2.
Donc, en plus d’une faible disponibilité en carbone, le pH fortement alcalin du biochar
M550 pourrait avoir limité l’activité des organismes hétérotrophes dans le sol, et réduire
les émissions en CO2 dans ce traitement. Toutefois, l’usage d’un marqueur isotopique en
carbone serait nécessaire pour mieux étudier la dynamique du carbone dans un sol
amendé en biochar (Bruun et al., 2012; Cusack et al., 2010).
5.4.2.2 Méthane
Comme il a été observé dans de récentes études (Ander et Mumme, 2015; Spokas, 2013),
le type de biochar peut augmenter ou réduire les émissions en CH4. En effet, des
divergences ont été observées entre les traitements d’érable et le traitement P700 pour la
production de CH4 (Fig. 5.3b). Hangs et al. (2016) rapportent que l’ajout de biochar avec
une haute CEC combinée avec une bonne porosité et un bon pouvoir de rétention en eau
peut améliorer la conductivité hydraulique et l’aération du sol, et ainsi favoriser la
consommation du CH4. Ceci semble concorder avec nos résultats obtenus pour le
traitement P700. La CEC, le pouvoir de rétention en eau et la porosité étant plus élevés
dans le biochar P700 que les autres biochars (Tableau 2.1 et Fig. S2.1, chapitre 2),
pourraient avoir réduit l’activité des méthanogènes. À l’inverse, la porosité des traitements
d’érable étant plus faible que le P700 (Tableau 2.1, chapitre 2) pourrait avoir favorisé des
zones plus anaérobiques dans le sol et permettre la production de CH4 dans le sol
argileux. De plus, l’augmentation du pH dans le sol suite à l’ajout de biochar pourrait
favoriser l’augmentation de l’activité des méthanogènes (Le Mer and Roger, 2001; Liu et
al., 2011; Yu et al., 2013). Selon nos résultats, une corrélation négative a été observée
entre le CO2 et le CH4 (r = −0,78, p < 0,001). Ces résultats suggèrent donc que la faible
porosité et le pH plus élevé dans les biochars d’érable que dans le P700, pourraient avoir
favorisé des conditions plus réductrices, et ainsi permettre une meilleure réduction du CO2
et de stimuler la production de CH4.
148
5.4.2.3 Protoxyde d’azote
L’amendement de différents biochars dans le sol argileux a permis de maintenir une
atténuation marquée des émissions en N2O et ceci concorde avec les résultats obtenus
dans de récentes études (Cayuela et al., 2010; 2013; Harter et al., 2014; Nelissen et al.,
2014). Les principaux facteurs environnementaux responsables de l’atténuation des
émissions en N2O dans les sols amendés en biochar rapportés par Harter et al. (2014)
sont : (i) la limitation de la disponibilité de donneurs et d’accepteurs d’électrons (DOC,
NO3- et NH4
+) aux microorganismes par une sorption/immobilisation de ces éléments sur
les particules du biochar; (ii) l’amélioration de l’aération du sol qui réduit l’activité des
microorganismes impliqués dans le processus de dénitrification; et (iii) l’augmentation de
l’activité de la N2O réductase dans le sol causée par une augmentation du pH par le
biochar. De plus, Cayuela et al.,(2013) mentionnent que le biochar pourrait agir comme un
agent réducteur facilitant le transfert d’électron «electron shuttle» vers des
microorganismes dénitrifiant, qui, conjointement avec son effet alcalinisant, favoriserait la
réduction de N2O en N2. Comme la température et l’humidité du sol ont été constantes tout
au long des 338 jours d’incubation (Butterbach-Bahl et al., 2013), la texture du sol, le pH,
la disponibilité du carbone et son effet réducteur pourraient avoir joué un rôle important
dans l’atténuation des émissions en N2O.
Le contenu du sol en DN (Fig. 5.2d) et les émissions en N2O (Fig. 5.3) plus faibles dans
tous les traitements biochars que ceux du témoin suggèrent que les conditions du sol
amendé en biochar (humidité et texture) ont été favorables à une dénitrification plus
complète du N2O en N2. Une récente méta-analyse rapporte que les conditions d’humidité
élevées (> 80% SPE) dans des sols à texture fine amendés en biochar favorisent
davantage une atténuation des émissions en N2O que dans des sols à texture grossière
(Cayuela et al., 2014). Le contenu du sol en eau de notre étude a été légèrement inférieur
à 80% SPE. Toutefois, Davidson et al. (2000) et Linn et Doran (1984) ont rapporté qu’une
humidité entre 70% et 80% SPE peut activer le processus de dénitrification du sol. Nos
résultats suggèrent que la texture fine et l’humidité élevée du sol peuvent avoir favorisé le
processus de dénitrification dans le sol argileux amendé en biochar.
Il a été rapporté que la production de N2 par le processus de dénitrification était plus
importante que celle de N2O dans un sol naturel avec un pH au-dessus de 7 (Simek et al.,
2002; Cuhel et al., 2010). L’augmentation du pH d’une unité dans le sol amendé avec les
149
biochars d’érable M400, M550 et M700 (Fig. 5.2c) pourrait avoir stimulé davantage
l’activité de la N2O réductase et contribué à une dénitrification plus complète. Toutefois,
Case et al. (2012) rapportent un faible effet de pH sur l’atténuation des émissions en N2O,
malgré l’ajout de biochar produit à partir d’un mélange de bois durs et pyrolysé à 400°C
avec un pH de 9,3. Selon Case et al. (2012), la disponibilité de l’azote a eu une plus
grande influence sur l’atténuation des émissions en N2O que le pH. Cependant, le faible
pouvoir d’adsorption de l’azote par les biochars (Tableau S2.2, chapitre 2) et l’effet nul sur
les taux bruts de transformation de l’azote, et sur la MBN ne permettent pas de supporter
les faibles émissions en N2O observées tout au long de notre étude d’incubation. Comme
Nelissen et al. (2014) ont rapporté, une interaction complexe entre le type de sol, le
contenu en humidité, le type et la dose de biochar et ceux de la fertilisation influence
l’interprétation des résultats. La dose d’application en biochar moins élevée dans l’étude
de Case et al. (2012) que la nôtre (2% m/m vs 5% m/m) pourrait expliquer le faible effet du
pH dans leur étude (Cayuela et al., 2014). Bien qu’une analyse plus approfondie soit
nécessaire, nos résultats suggèrent que l’augmentation du pH, le contenu plus faible en
DN que le sol témoin et la présence de conditions plus anaérobiques dans le sol amendé
avec les biochars d’érable M400, M550 et M700 pourraient avoir stimulé l’activité de la
N2O réductase et contribué à une dénitrification plus complète (Harter et al., 2014, 2016;
Van Zwieten et al., 2014; Wu et al., 2013).
Contrairement à l’étude d’incubation avec un substrat à base de tourbe (Chapitre 2), l’ajout
répété d’une fertilisation azotée n’a pas affecté l’efficacité d’atténuation des émissions en
N2O dans le sol amendé avec le biochar P700. La texture plus fine et le pH plus élevé
dans le sol argileux que celle de la tourbe pourrait avoir favorisé une meilleure
dénitrification (Butterbach-Bahl et al., 2013; Cayuela et al., 2014) dans le traitement P700.
De plus, la diffusion du gaz étant moins rapide dans le sol argileux que celle de la tourbe
pourrait avoir permis un meilleur temps de contact entre le biochar P700 avec les
microorganismes dénitrifiants pour réduire le N2O en N2 avant d’être émis dans
l’atmosphère (Cayuela et al., 2013). Comparativement aux traitements d’érable (M550 et
M700), le traitement P700 a été plus performant (avec et sans compost) pour atténuer les
émissions en N2O (Fig. 5.3). Le biochar P700 ayant un pouvoir de rétention en eau plus
élevé que les biochars d’érable (Fig. S2.1, chapitre 2) pourrait avoir stimulé une
dénitrification plus complète de l’azote dans le sol argileux.
150
À l'inverse de récentes études (Darby et al., 2016; Bass et al., 2016), l’ajout de compost
dans le sol amendé en biochar n’a pas augmenté les émissions en N2O (Fig. 5.3). De plus,
l’ajout de compost a significativement diminué les émissions en N2O dans le témoin sans
biochar (Fig. 5.3). Selon Darby et al. (2016), le faible ratio C:N du compost (C:N = 13) et le
faible pourcentage en biochar (10 t ha-1, soit environ 0,6% m/m) n’a pas favorisé une
immobilisation de l’azote afin d’atténuer les émissions en N2O. Bien que le ratio C:N de
notre sol avec compost soit similaire à l’étude de Darby et al. (2016), l’ajout de compost a
augmenté significativement la MBN de 28% dans tous les traitements (Tableaux S5.2 et
S5.6). Selon Burger et Jackson (2003), une meilleure disponibilité en C peut stimuler
l’activité microbienne du sol et favoriser l’immobilisation de l’azote. Nos résultats
suggèrent donc que l’augmentation de la disponibilité en C dans le sol témoin avec
compost peut avoir stimulé la croissance microbienne causant l’immobilisation de l’azote
et contribuant ainsi à une meilleure atténuation des émissions en N2O.
5.4.3 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes
La disponibilité en carbone et le pH du sol sont des éléments importants dans le
fonctionnement de la biodiversité et les changements des communautés bactériennes du
sol (Abujabhah et al., 2016b; Gul et al., 2015; Le et al., 2016; Wu et al., 2016). Une étude
récente rapporte que l’ajout de biochar dans un sol sans apport en fertilisant a eu un effet
négatif sur la diversité bactérienne du sol (Wu et al., 2016). Celle-ci mentionne que la
faible disponibilité en nutriments, principalement en C, pourrait avoir nui à la croissance
microbienne dans le sol amendé en biochar. Selon nos résultats, aucun effet sur la
diversité bactérienne n’a été observé selon le type de traitements, après 44 jours
d’incubation de notre expérience I. La fertilisation azotée pourrait avoir masqué l’effet du
biochar dans le sol. Toutefois, des effets variés ont été observés après 338 jours
d’incubation selon le type de traitements avec ou sans ajout de compost (Tableau 5.2).
Nos résultats concordent avec ceux de récentes études (Le et al., 2016; Muhammad et al.,
2014; Wu et al., 2016) et suggèrent que le pH et la disponibilité en C pourraient avoir
influencé la diversité bactérienne du sol au cours de notre incubation.
Comme il a été observé pour la diversité bactérienne, l’amendement en biochar n’a pas
affecté instantanément les communautés microbiennes du sol, suite à son incorporation.
Harter et al. (2016) ont constaté un temps d’acclimatation des bactéries dans un loam
151
sableux amendé de 10% (m/m) de biochar provenant de résidus végétaux pyrolysés à
700°C. Selon leur étude, c’est seulement après 15 jours d’incubation que les
communautés microbiennes dans le traitement biochar et dans le sol sans amendement
se sont distinguées. Un environnement très similaire entre les traitements avec et sans
biochar au début de l’incubation pourrait expliquer le faible impact du biochar sur les
microorganismes du sol (Gul et al., 2015; Harter et al., 2016). Comparativement à l’étude
de Harter et al. (2016), aucun effet n’a été observé au jour 44 de notre essai d’incubation.
La rapidité à laquelle le biochar va affecter les populations microbiennes du sol peut
déprendre de la nature de la biomasse, mais aussi du type de sol et des conditions
climatiques (Gul et al., 2015). Selon une récente méta-analyse, l’amendement de biochar
dérivé de bois ou de composés riches en lignocelluloses tend à manifester son effet sur
l’abondance des microorganismes du sol plus tard (~ 60 jours après son application) que
celui provenant de résidus de culture (Gul et al., 2015). Or, dans notre étude, tous les
biochars provenaient d’essence de bois. De plus, la fréquence d’échantillonnage utilisée
lors de nos essais ne nous permet pas de savoir le moment exact des modifications sur
les communautés bactériennes. Il est toutefois évident que l’ajout de biochar a eu un effet
sur les populations bactériennes observé sur les échantillons prélevés au jour 338.
L’ajout de compost comme source de C a eu un fort impact sur la structure des
communautés bactériennes au jour 44 de l’incubation. Comme il a été constaté dans
l’étude de Abujabhah et al. (2016b), l’apport de biochar a été moins réactif au niveau des
populations bactériennes du sol que l’ajout de compost au début de l’incubation,
probablement occasionné par une moins grande disponibilité en C dans les biochars.
5.4.4 Effets des biochars sur les communautés bactériennes impliquées dans le cycle du carbone et de l’azote
L’ajout de différents biochars peut causer des changements spécifiques au niveau des
propriétés chimiques et causer un développement distinct des populations microbiennes
selon le traitement biochar administré (Muhammad et al., 2014). En effet, l’amendement
de biochar a favorisé des espèces spécifiques selon sa nature et son influence sur les
propriétés chimiques du sol (Tableau 5.6). Les biochars d’érable semblent avoir eu un
effet plus distinct sur certains groupes d’organismes dans le sol comparativement au
biochar P700. Selon le diagramme de Venn (Fig. 5.5), le traitement M700 a partagé
beaucoup moins d’espèces bactériennes avec le témoin que celui du P700 à la fin de
152
l’incubation. Les propriétés physicochimiques du biochar M700 étant très différentes de
celles du P700 (Tableau 2.1, chapitre 2), ont probablement influencé davantage les
communautés bactériennes du sol.
Comme il a été constaté dans l’étude de Muhammad et al. (2014), plusieurs corrélations
ont été observées entre les propriétés chimiques et biologiques du sol et les
communautés microbiennes. Selon le type de biochar, l’abondance et les changements
dans la composition bactérienne du sol ont été fortement corrélés négativement ou
positivement avec certaines propriétés chimiques et biologiques du sol amendé en biochar
dont le pH, DIC, DOC, CO2 et la FDA, mais aussi avec le contenu en DN et le ratio C:N
(Tableau 5.6).
Plusieurs espèces du genre Mycobacterium, dont M. rufum, M. pallens et M. crocinum,
sont connues pour réduire le NO3- et certaines espèces ont démontré une capacité à
dégrader des hydrocarbures aromatiques polycycliques qui peuvent être potentiellement
retrouvés dans les sols amendés de biochar (Hennessee et al., 2009). Selon nos résultats,
l’ajout de biochar M550 dans le sol semble avoir favorisé les espèces du genre
Mycobacterium. L’abondance de ce genre dans le M550 n’a toutefois pas été
significativement plus élevée que dans le témoin (Tableau 5.5).
Plusieurs espèces du genre Opitutus vivent dans des conditions très anaérobies, dont les
sols où l’on cultive le riz (Breidenbach et al., 2016). L’espèce Opitutus terrae a été
identifiée comme étant très présente dans ces milieux (Chin et al., 2001). Ces organismes
sont strictement anaérobies participant à la fermentation de sources carboniques ou
réduisant le nitrate (Hernandez et al., 2015). Selon une récente étude, l’ajout de 3% de
biochar provenant de chêne et pyrolysé à 650°C dans de la tourbe humidifiée à 40% SPE
a favorisé la croissance du genre Opitutus (De Tender et al., 2016). Dans notre étude, le
pourcentage d’abondance du genre Opitutus a été similaire entre les traitements biochars
le témoin, mais il a été plus abondant dans les traitements M400 et M700 que dans le
P700 (Tableau 5.5), indiquant la présence de zones plus anaérobies dans ces traitements
d’érable que le P700.
Harter et al. (2014) ont observé une augmentation de la croissance et de l’activité des
bactéries réduisant le N2O, dont les bactéries contenant le gène nosZ impliqué dans la
réduction du N2O en N2. Dans une récente étude, Harter et al. (2016) ont observé que les
espèces Pseudomonas stutzeri et Pedobacter saltans pourraient contribuer à l’activité du
153
gène nosZ et participer à la réduction des émissions en N2O dans un sol amendé en
biochar. Selon nos résultats, le genre Pseudomonas a été faiblement présent dans les
traitements d’érable et nul dans le témoin et le P700 (Tableau 5.5).
D’autre part, Jones et al. (2013) rapportent qu’il existe deux clades du gène nosZ (nosZI et
nosZII) et que l’expression de ces gènes dépend des conditions environnementales. Ils
ont observé que le gène nosZI était beaucoup plus influencé par la texture du sol et que
celui du nosZII était grandement influencé par le pH du sol (Jones et al., 2014). De plus,
Jones et al. (2014) ont constaté que 40% des séquences du gène nosZII étaient
rattachées au phylum des Bacteroidetes, Chloroflexi et Gemmatimonadetes et que 29%
du gène nosZI avec celui des Alphaproteobacteria. Bien que nous n’ayons pas mesuré
l’expression des gènes, certaines espèces de la classe Bacteroidetes, Chloroflexi,
Gemmatimonadetes et Alphaproteobacteria ont été plus abondantes dans le sol amendé
en biochar que dans le sol témoin (Tableaux 5.5 et 5.6).
Les membres de la famille Nitrospiraceae sont très diversifiés et certains du genre
Nitrospira sont aérobies chimiolithoautotrophes capables d’oxyder les nitrites en nitrates
qui catalysent la seconde étape de la nitrification. Les espèces du genre Nitrospira croient
rapidement en présence de composés organiques simples et de nitrites. Bien que leur
métabolisme soit aérobie, les Nitrospira sont des bactéries microaérophiles nitrifiantes, car
elles sont sensibles à la présence de fortes concentrations en oxygène. De plus, leur
activité peut être inhibée s’il y a une forte concentration en nitrate et en ammonium
(Daims, 2014). Similairement à l’étude de Chen et al. (2015), l’amendement de biochar a
favorisé les bactéries nitrifiantes, dont les Nitrospira, mais seulement dans le sol amendé
de M550 comparativement au sol témoin (Tableau 5.5).
La majorité des espèces de la famille Haliangiaceae ont été isolées dans les milieux
marins, dont le genre Haliangium. Peu d’information concernant ce genre bactérien est
présentement disponible. Toutefois, certaines espèces sont considérées comme étant des
organismes aérobies et chimioorganotrophes (Garcia et Müller, 2014). Deux récentes
études effectuées dans des milieux anaérobies, comme les marais filtrants, rapportent que
les Haliangium ont activement contribué à la dénitrification en présence de nitrite (Mcllroy
et al., 2016; Chen et al., 2016). Bien que les conditions environnementales soient très
différentes dans notre étude, le genre Haliangium a été plus abondant dans les
traitements d’érable (Tableau 5.5). De plus, 7 espèces de la famille Haliangiaceae
154
présentes dans les traitements d’érable ont été positivement corrélées avec le pH et le
DOC et négativement avec le CO2 et la FDA (Tableau 5.6). L’accroissement des espèces
associées au genre Haliangium, dans les traitements d’érable, pourrait donc expliquer en
partie la réduction plus complète du N2O en N2. Toutefois, une étude plus approfondie des
espèces associées au genre Haliangium est nécessaire pour confirmer cette observation.
Les membres de la famille Hyphomicrobiaceae sont généralement retrouvés dans le sol et
dans les milieux aquatiques. Dans le sol, certaines espèces de la famille
Hyphomicrobiaceae peuvent croître dans des conditions anaérobies en utilisant le nitrate
comme accepteur final d’électron (Oren et Xu, 2014). C’est le cas de certaines espèces du
genre Rhodoplanes qui sont des organismes photohétérotrophes facultatifs. À la noirceur
et dans des conditions anaérobies, les espèces R. sphaeroides et R. palustris ont la
capacité d’utiliser le nitrate pour leur respiration et d’effectuer une dénitrification complète
(Hiraishi et Ueda et al., 1994). Pour ce qui est des espèces du genre Hyphomicrobium,
celles-ci se développent bien dans les milieux riches en carbone et surtout en présence de
méthanol et de méthylamine et certaines sont capables de réduire le nitrate du sol, dont H.
vulgare et H. denitrificans. De plus, l’espèce P. ferrugineum du genre Pedomicrobium a la
capacité de réduire le nitrate et d’oxyder le fer et le manganèse dans le sol (Oren et Xu.,
2014). Selon nos résultats du tableau 5.5, le genre Rhodoplanes a été présent dans tous
les traitements incluant le témoin, mais significativement plus abondant dans le P700 que
le M400 et le M550. Pour ce qui est des genres Hyphomicrobium et Pedomicrobium, ceux-
ci ont été beaucoup plus abondants dans les traitements d’érable. De plus, huit espèces
de la famille Hyphomicrobiaceae ont été fortement corrélées avec la concentration en
DOC et celles-ci ont été majoritairement présentes dans le sol amendé avec les biochars
d’érable (Tableau 5.6). La présence plus importante de ces organismes, dans le sol
amendé de biochars que le sol témoin, indique que les conditions du milieu ont été plus
bénéfiques pour la réduction du NO3- et expliquerait ainsi sa concentration plus faible dans
les traitements biochars que le témoin.
Les bactéries de la classe Anaerolineae sont des organismes chimioorganotrophes
strictement anaérobies qui peuvent dégrader différents composés carbonés (Yamada et
al., 2006). Dans notre expérience, l’ajout de compost a fortement augmenté ce groupe
bactérien (Tableau 5.4). Les résultats suggèrent donc que l’ajout de compost pourrait avoir
favorisé davantage la respiration hétérotrophe et créer des conditions plus anaérobies et
155
propices à une dénitrification plus complète dans le sol, et ce principalement dans le
témoin non amendé en biochar (Fig. 5.3).
5.5 Conclusion
En somme, nos résultats suggèrent que l’ajout de biochar peut modifier les propriétés
physicochimiques du sol et changer la composition des communautés bactériennes en
stimulant la croissance et l’activité bactériennes. Selon la nature de la biomasse du
biochar, celui-ci va influencer différemment les populations bactériennes du sol. De plus,
nos résultats semblent supporter l’hypothèse émise par Anderson et al. (2011) indiquant
que le biochar pourrait jouer un rôle important dans la prolifération des différentes
bactéries impliquées dans le cycle de l’azote et du carbone, et créer des conditions
propices à la dénitrification complète de l’azote. D’autre part, les conditions plus
anaérobies dans le sol argileux amendé de biochars d’érable pourraient avoir favorisé la
production de CH4 au dépend du CO2 et avoir favorisé la réduction du N2O en N2 dans le
sol. Toutefois, l’usage d’un marqueur isotopique en carbone est nécessaire pour mieux
comprendre la dynamique du carbone dans les sols amendés en biochar. De plus, des
études supplémentaires sont nécessaires pour mieux comprendre la complexité des
interactions entre le type de biochar, les communautés microbiennes du sol qui sont
impliquées dans la réduction de gaz à effet de serre et les cycles biogéochimiques (C et
N), et ce, dans différentes conditions environnementales.
156
5.6 Références
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161
Chapitre 6
6.0 Discussion générale
Jusqu’à maintenant très peu d’études ont été effectuées sur l’usage de différents biochars
en horticulture et qui ont permis d’élucider leurs effets positifs sur l’activité et la structure
des communautés microbiennes du sol et sur les rendements de la plante, simultanément,
et sur la réduction des apports d’engrais (Cox et al., 2012 ; De Tender et al., 2016). De
plus, il existe peu de connaissances sur les relations entre les communautés
bactériennes, les processus biologiques, les changements au niveau des propriétés
physicochimiques du sol et l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre dans les
sols amendés en biochar (Abujabhah et al., 2016; Gul et al., 2015; Ding et al., 2016).
Il est toutefois connu que l’utilisation du biochar comme amendement permet d’améliorer
les rendements de la plante, de réduire les émissions de gaz à effet de serre et
d’augmenter l’activité biologique du sol (Ding et al., 2016). De plus, son effet va déprendre
du type de biochar, du type de sol et des conditions environnementales (Laghari et al.,
2016). Or, la majorité des travaux publiés ont étudié un seul type de biochar à la fois, ce
qui ne permet pas de bien distinguer les propriétés bénéfiques des biochars sur les
communautés microbiennes en lien avec l’atténuation de gaz à effet de serre, la
productivité du sol et les rendements de la plante.
Les travaux présentés dans cette thèse mettent en évidence certaines propriétés
physicochimiques essentielles du biochar pour atténuer les émissions en N2O, de réduire
les besoins en engrais et l’utilisation de l’eau, et de diminuer le lessivage des éléments
minéraux tout en favorisant la croissance de la plante. De plus, les résultats démontrent
que l’ajout de biochar peut stimuler certains groupes de bactéries impliqués dans le cycle
du carbone et de l’azote et possiblement ceux dans le développement de la plante. Ces
travaux permettront de mieux guider le producteur agricole et les industries fabriquant des
substrats à base de tourbe dans le choix d’un biochar favorable à la croissance de la
tomate et du poivron, et de contribuer à une agriculture plus durable.
Dans l’ensemble des travaux, l’augmentation du pH et la diminution de la disponibilité en
carbone du biochar ont été les éléments clés dans l’atténuation des émissions en N2O et
en CO2 (Chapitres 2 et 5). De plus, l’amendement en biochar, un matériel riche en
162
carbone, a stimulé la respiration du sol et ainsi favoriser l’augmentation des rendements
de la tomate et du poivron (Chapitre 3). L’augmentation du pH du sol amendé de biochar a
également eu un impact important sur les changements dans la composition des
populations bactériennes (Chapitres 4 et 5). De plus, l’amélioration de la capacité
d’échange cationique (CEC) dans le substrat à base de tourbe amendé en biochar a
permis une meilleure efficacité d’utilisation de l’eau et de diminuer les apports d’engrais
dans la culture de la tomate et du poivron (Chapitre 3).
En absence de plante, le faible pouvoir neutralisant et la haute porosité du biochar P700
n’ont pas permis de maintenir une atténuation aussi efficace des émissions en CO2 et N2O
que ceux des biochars d’érable dans le substrat à base de tourbe humidifié à 60% SPE
(Chapitre 2). Cependant, la faible porosité, le pouvoir neutralisant et l’humidité (70% SPE)
plus élevés du sol argileux que la tourbe ont permis au biochar P700 d’atténuer plus
efficacement le CO2 et le N2O (Chapitre 5). La diffusion des gaz moins rapide dans le sol
argileux que celle dans le substrat de tourbe (Caron et al., 2015) peut permettre un
meilleur temps de contact entre le gaz, le biochar et les microorganismes du sol. Le
transport du gaz étant ralenti a possiblement freiné la respiration du sol et favorisé la
réduction du N2O en N2 avant qu’ils soient émis dans l’atmosphère. L’effet du biochar n’est
donc pas commun d’un sol à l’autre et dépend non seulement des propriétés
physicochimiques du biochar, mais aussi de ceux du sol. Nos résultats supportent
l’hypothèse de Thomazini et al. (2015) indiquant que le type de biochar peut interagir
différemment sur la production du CO2 et du N2O selon les propriétés physicochimiques du
sol.
Bien que l’amendement de biochars d’érable, M550 et M700 fortement alcalins, a permis
d’augmenter le pH et la concentration en DOC dans le substrat à base de tourbe et dans
le sol agricole, de faibles émissions en CO2 et une faible activité enzymatique ont été
constatées dans les deux études d’incubation (Chapitres 2 et 5). L’ajout de compost dans
les deux sols amendés de biochar a permis aux microorganismes hétérotrophes d’avoir un
meilleur approvisionnement en C organique et favoriser les émissions en CO2 (Chapitre 2
et 5). La présence de micro et mésopores (< 50 nm) à la surface des biochars M550 et
M700 pourrait avoir limité l’accès des microorganismes au DOC mesuré dans les deux
études d’incubation (Chapitre 2 et 5), et ceci semble coïncider avec la faible production de
CO2 (Gul et al., 2015). De plus, la nature du contenu en DOC et d’autres composés en
carbone pourraient avoir limité la respiration microbienne, surtout dans le sol amendé de
163
biochar M550 (Gul et al., 2015). Toutefois, d’autres études sont nécessaires pour
confirmer ces observations. L’usage d’un marqueur isotopique en carbone en relation
avec les dimensions des pores du biochar pourrait permettre une meilleure
compréhension dans la dynamique du carbone des sols amendés de biochar. De plus,
l’étude des composés carbonés libérés dans les sols amendés de biochar serait
nécessaire pour avoir une meilleure compréhension entre la composition en carbone et la
respiration microbienne.
Comme la température de pyrolyse a été faible lors de la production du biochar d’érable
(M400) et du saule (W400), le contenu en C labile est demeuré plus élevé dans ces
biochars comparativement aux biochars pyrolysés à 550°C et 700°C. Le carbone des
biochars pyrolysés à 400°C étant facilement disponible aux microorganismes a favorisé
les émissions en CO2, et l’ajout de compost n’a pas augmenté la production de ce gaz.
Toutefois, un épuisement du C labile s’est rapidement manifesté dans le traitement
amendé de biochar M400 dans les deux études d’incubation. Ces résultats concordent
avec une récente étude démontrant un effet biphasique de la disponibilité en C dans les
biochars produits à basse température (< 400°C) (Mukherjee et al., 2016). Par contre,
aucun effet biphasique n’a été observé dans le substrat de tourbe amendé de biochar de
saule pyrolysé à 400°C. À l’inverse du biochar M400, le faible pouvoir neutralisant du
biochar W400 et son haut pouvoir de rétention en eau semblent indiquer un comportement
similaire à celui du biochar de pin produit à 700°C.
En absence de plante, l’apport en biochar n’a pas limité le prélèvement de l’azote par les
bactéries du sol selon les résultats obtenus dans cette thèse. L’essai préliminaire présenté
au chapitre 2 a indiqué une faible capacité d’adsorption en NO3- (adsorption < 6%) dans
tous les biochars à l’étude. En accord avec ces premiers résultats, l’usage d’un marqueur
azoté (15N) au chapitre 5, a permis de confirmer que l’amendement de n’a pas influencé la
disponibilité de l’azote. Les taux bruts de nitrification, de minéralisation et d’immobilisation
de l’azote des traitements biochars ont été similaires à ceux du sol non amendé. De ce
fait, nos résultats suggèrent que la faible production de N2O observée dans la tourbe
(chapitres 2) et dans le sol (chapitre 5) amendés en biochar pourrait être associée à une
amélioration de la réduction du N2O en N2.
Au chapitre 5, certaines espèces bactériennes du genre Haliangium, Rhodoplanes,
Hyphomicrobium, Pedomicrobium impliquées dans le processus de dénitrification ont été
164
plus abondantes dans le sol amendé de biochar. Comme ces espèces préfèrent des
conditions anaérobies et riches en carbone, l’ajout de biochar peut avoir créé des
conditions propices au développement de ces organismes et favoriser une dénitrification
plus complète de l’azote.
D’autres espèces bactériennes retrouvées au chapitre 5, dont celles de la classe
Bacteroidetes, Chloroflexi, Gemmatimonadetes et Alphaproteobacteria pourraient être
associées au gène nosZ impliqué dans le processus de la dénitrification complète de
l’azote en N2 (Jones et al., 2014). La haute alcalinité des biochars d’érable pourrait avoir
stimulé les bactéries portant le gène nosZ codant pour la synthèse de l’enzyme N2O
réductase, et ainsi favoriser la transformation de N2O en N2. Toutefois, l’analyse de
l’expression des gènes associés au cycle de l’azote est nécessaire pour confirmer cette
hypothèse.
D’autre part, les résultats du chapitre 3 montrent que l’ajout de biochars dans le substrat à
base de tourbe a significativement augmenté les rendements des plants de tomate et de
poivron fertilisés avec 50% de la dose recommandée. La baisse en N et P observées dans
les tissus des plants de poivron et dans le substrat, causées par une immobilisation du N
et possiblement une précipitation du P dans le substrat amendé de biochars d’érable n’a
pas occasionné des effets néfastes sur le développement des plants. Les traitements
biochars M700 (5, 10 et 15% v/v) fertilisés avec la moitié de la dose recommandée en
azote (100 mg N L-1) ont donné les plus hauts rendements en fruits secs de poivron, soit
51% et 25% plus élevés que le témoin fertilisé avec 100 mg N L-1 et avec la dose
recommandée en azote (200 mg N L-1), respectivement. Avec la dose complète en
fertilisant, l’amendement de M550 (10%) et de M700 (5%) a augmenté significativement la
biomasse aérienne et celle des racines des plants de poivron. Pour la culture de la tomate,
l’ajout de 5% de P700 dans le substrat à base de tourbe a donné des rendements en fruits
secs plus élevés que le substrat témoin. Une meilleure disponibilité de certains éléments
minéraux, dont le contenu en K+, DIC et DOC, et un pH plus élevé dans le substrat
tourbeux amendé de biochars d’érable et une meilleure CEC en présence du biochar
P700 peuvent avoir favorisé un meilleur développement de la plante (Chapitre 3). Comme
il a été observé dans des études récentes (Vaughn et al., 2013 ; Xu et al., 2015), l’ajout de
biochar dans un milieu acide peut améliorer la composition minérale, la CEC et le pH et
permettre un meilleur développement de la plante.
165
En plus d’améliorer la disponibilité de certains éléments minéraux, une meilleure efficacité
d’utilisation de l’eau a été observée au chapitre 3. Une rétention en eau plus élevée dans
le substrat de tourbe amendé de biochar a permis de réduire le nombre d’irrigations tout
en maintenant des rendements élevés en fruits de la tomate et du poivron. Ces résultats
concordent avec ceux de deux récentes études (Akhtar et al., 2014; Vaccari et al., 2015)
indiquant que l’ajout de biochar permet d’augmenter les rendements en fruits par unité
d’eau consommée. Ces résultats mettent donc en évidence la possibilité d’utiliser du
biochar pour diminuer significativement l’apport en eau et en éléments minéraux sans
diminuer les rendements de la culture de la tomate et du poivron dans un substrat
horticole.
À l’inverse des résultats obtenus dans l’étude d’incubation avec de la tourbe amendée en
biochars d’érable (Chapitre 2), une augmentation de la respiration du sol a été observée
en présence d’une plante (Chapitre 3). Une accélération de la minéralisation du carbone
par les exsudats racinaires des plantes (Shahzad et al., 2015) dans le substrat amendé en
biochar pourrait expliquer cette différence. De plus, l’augmentation significative de la
biomasse racinaire des plants de poivron dans le substrat tourbeux amendé de biochars
d’érable (Chapitre 3) pourrait aussi expliquer la concentration plus élevée en CO2 dans
l’air du substrat amendé de biochars d’érable. La masse racinaire plus importante pourrait
contribuer à un relâchement plus élevé d’exsudats racinaires dans le milieu et favoriser la
minéralisation du carbone par certains organismes hétérotrophes (Shahzad et al., 2015).
D’autre part, la biomasse racinaire semble être influencée par la concentration en carbone
dans le substrat (Chapitre 3). Selon l’étude de Dai et al. (2017) et de Kolton et al. (2017),
l’amendement de biochar améliore la fertilité du sol et par conséquent influence la
croissance et le développement des racines de la plante, car les communautés
microbiennes du sol qui interagissent avec les racines sont affectées par la présence de
biochar (Joseph et al., 2010). Les résultats suggèrent donc une interaction possible entre
le biochar et le développement de la plante qui pourrait expliquer les concentrations plus
élevées en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe.
En effet, des corrélations positives ont été observées entre la concentration en CO2 dans
l’air du substrat et la biomasse des fruits, des racines et la biomasse aérienne des plantes
pour les deux études en serre (Chapitre 3). Ces résultats montrent que la présence d’une
plante peut augmenter la disponibilité du C dans le substrat amendé en biochar, stimuler
166
l’activité microbienne impliquée dans la dégradation de composés organiques, et ainsi
favoriser son développement. Selon les résultats obtenus au chapitre 4, plusieurs espèces
associées à la dégradation de composés carbonés ont été identifiées dans le substrat à
base de tourbe amendé de biochars d’érable M550 et M700, dont celles du genre
Devosia, Cellvibrio et Hyphomicrobium. Pour ce qui est des espèces du genre
Rhodoplanes, celles-ci ont été fortement présentes dans tous les traitements de la culture
du poivron, incluant le témoin. L’activité microbienne hétérotrophe (représentée par les
émissions en CO2) et la biomasse racinaire plus élevées dans la culture du poivron que
dans la culture de la tomate (Chapitre 3) peuvent avoir contribué au développement plus
important de ces espèces.
D’autres espèces hétérotrophes, dont celles de la famille Oxalobacteraceae et
Methylophilaceae et celles du genre Streptomyces, ont aussi été identifiées dans les
traitements biochars au chapitre 4. Selon la littérature (Fedorov et al., 2011 ; Green et al.,
2007 ; Viaene et al., 2016), ces dernières pourraient potentiellement être impliquées dans
la stimulation de la croissance et le développement de la plante ou comme agent de lutte
biologique. Toutefois, des essais supplémentaires en présence de microorganismes
bénéfiques connus dans le sol amendé ou non de biochar sont nécessaires pour confirmer
cette hypothèse.
Selon les résultats obtenus dans cette thèse, le type de biochar ajouté au substrat
horticole et au sol agricole peut causer des changements spécifiques au niveau des
propriétés physicochimiques du milieu causant un développement distinct des
communautés bactériennes. Au chapitre 4, le haut pouvoir alcalinisant des biochars
d’érable M550 et M700 combiné à un meilleur apport en carbone dans le milieu a eu un
plus grand impact sur les changements des communautés bactériennes comparativement
au biochar P700. Le même constat a été observé au chapitre 5. Toutefois, l’effet du pH a
été moins rapide et important que l’ajout d’une source de carbone (compost) (Chapitre 5).
Un temps d’acclimatation des communautés bactériennes a été nécessaire dans le sol
amendé en biochar. Étonnamment, aucune différence entre les communautés
bactériennes des biochars d’érable M400, M550 et M700 n’a été observée dans l’étude
d’incubation. L’épuisement rapide en C labile dans le biochar M400 et son pouvoir
neutralisant similaire aux deux autres biochars d’érable n’a pas favorisé le développement
d’un groupe distinct de bactéries dans le sol argileux.
167
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169
Chapitre 7
7.0 Conclusion générale
Ce projet de doctorat avait comme objectif général de comprendre comment les propriétés
physicochimiques d’un biochar affectent la productivité du sol, l’activité et la composition
des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Puisque la nature de la
biomasse et la température de pyrolyse influencent les propriétés physicochimiques du
biochar, cinq biochars ont été produits et évalués dans cette thèse: écorces d’érable
pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin pyrolysés à 700°C et copeaux de
saule pyrolysés à 400°C.
En général, l’ajout de biochar a permis d’atténuer les émissions de gaz à effet de serre
lors des deux études d’incubation en absence de plante. Cependant, les résultats
montrent que le type de biochar peut interagir différemment sur la production de CO2, CH4
et de N2O selon les propriétés physicochimiques du sol. De plus, l’ajout d’une source
azotée ou d’une source carbonée (compost) peut influencer l’efficacité de certains
biochars à atténuer les émissions en CO2 et N2O dans le sol. Parmi les biochars à l’étude,
le biochar d’érable pyrolysé à 550°C a été le plus efficace à réduire les émissions en CO2
et N2O dans le substrat à base de tourbe sans plante, tandis que dans le sol argileux c’est
le biochar de pin pyrolysé à 700°C. Le pH élevé du biochar d’érable pyrolysé à 550°C a
limité la respiration du sol et a permis de réduire plus efficacement le N2O en N2 dans le
substrat à base de tourbe. Pour ce qui est du biochar de pin pyrolysé à 700°C, son haut
pouvoir de rétention en eau et la faible diffusion des gaz vers l’atmosphère dans le sol
argileux ont favorisé des conditions propices à l’atténuation des émissions en CO2 et N2O.
La présence d’une plante a toutefois favorisé la minéralisation du carbone et la production
de CO2 (directement via la respiration des racines ou indirectement par l’entremise des
exsudats racinaires) dans les substrats à base de tourbe, amendés de biochar, indiquant
une interaction entre le sol, la plante et le biochar.
Un résultat fort intéressant observé dans cette thèse est que l’ajout de biochar dans un
substrat à base de tourbe a permis de maintenir et même d’augmenter les rendements de
la tomate et du poivron, fertilisés avec seulement 50% de la dose recommandée en azote.
Les résultats divergent toutefois, selon la dose en biochar, le type de biochar et l’espèce
170
de la plante. Le milieu plus riche en carbone dans les substrats amendés de biochars
d’érable a permis une interaction positive entre le développement global de la plante et les
microorganismes hétérotrophes, surtout chez le poivron. Comme l’augmentation de la
dose en biochar (5% à 15%) n’a pas eu d’effets marqués sur les rendements en fruits,
l’ajout de 5% en volume de biochar dans un substrat de tourbe serait bénéfique. De plus,
l’efficacité d’utilisation de l’eau a été significativement plus élevée en présence de biochars
dans la culture de la tomate et du poivron recevant uniquement 50% des apports en
fertilisant. L’augmentation de la capacité d’échange cationique dans les substrats
amendés de biochars a été bénéfique pour réduire les apports en eau et en nutriments.
Les résultats démontrent donc que l’amendement de biochar permet d’augmenter les
rendements en fruits par unité d’eau consommée, et ce, significativement avec une dose
réduite en nutriments.
D’autre part, nos résultats confirment que l’amendement en biochar a eu un effet divergent
sur les communautés bactériennes du substrat à base de tourbe et dans le sol argileux.
Les changements spécifiques des biochars au niveau des propriétés physicochimiques du
sol ont mené à des modifications distinctes des communautés bactériennes. Le pH très
alcalin des biochars d’érable a été un élément important dans la modification des
populations bactériennes. Cette modification semble avoir eu des effets bénéfiques sur le
développement de la plante et sur l’atténuation des émissions en N2O.
En somme, les travaux présentés dans cette thèse proposent une avenue potentiellement
durable et économique pour les producteurs horticoles en améliorant la productivité du sol,
en modifiant l’activité et les communautés bactériennes favorables à la croissance et au
développement des plants de tomate et de poivron. Ces résultats sont donc très
prometteurs pour les producteurs en serre, car ils permettront de réduire les coûts de
production en minimisant les apports en eau et en nutriments sans affecter les
rendements des cultures en présence de biochar. De plus, ces travaux sont très
encourageants pour les producteurs en serre, car les résultats démontrent que l’ajout de
biochar dans un substrat à base de tourbe limite non seulement les apports en nutriments,
mais aussi les pertes en éléments minéraux par lessivage. Ces travaux pourront donc
aider les producteurs en serre de réduire leur empreinte écologique.
171
7.1 Perspectives de recherche
Les études effectuées dans cette thèse ont généré de nouvelles connaissances
concernant l’amendement de différents biochars en horticulture. Ceci a permis d’élucider
leurs effets positifs sur l’activité et la structure des communautés bactériennes dans un
substrat à base de tourbe et sur les rendements de la tomate et du poivron,
simultanément. De plus, les recherches effectuées ont apporté une avenue intéressante
sur la réduction des apports en eau et en nutriments tout en maintenant de hauts
rendements de la plante. Toutefois, des essais supplémentaires sont nécessaires pour
mieux comprendre la complexité des interactions entre le type de biochar et les
communautés microbiennes du sol qui sont impliquées dans l’atténuation de gaz à effet de
serre, l’augmentation des rendements de la plante et les cycles biogéochimiques du
carbone et de l’azote, et ce, dans différentes conditions environnementales.
Nous avons vu que le type de sol, la présence d’une plante et l’ajout d’une source en
carbone peuvent influencer le comportement du biochar dans l’atténuation des émissions
en CO2. L’usage d’un marqueur isotopique en carbone serait essentiel pour mieux
comprendre la dynamique du carbone dans différents types de sols amendés avec divers
biochars en présence et en absence d’une plante. De plus, l’étude de la capacité du
biochar à adsorber du carbone en fonction de sa porosité et l’activité microbienne du sol
serait fondamentale pour approfondir nos connaissances sur l’atténuation du CO2. D’autre
part, l’étude des composés carbonés libérés dans les sols amendés de biochar serait
nécessaire pour avoir une meilleure compréhension entre la composition en carbone et la
respiration microbienne.
Bien que le pH du biochar joue un rôle important dans l’atténuation des émissions en N2O
dans le sol, son interaction avec les microorganismes qui sont impliqués dans le cycle de
l’azote est encore mal comprise. L’analyse de l’expression des gènes, la croissance et
l’activité des bactéries favorisant la dénitrification complète de l’azote dans les sols
amendés en biochar est indispensable. De plus, l’étude des mécanismes abiotiques et
biotiques autres que les bactéries impliquées dans la réduction du N2O dans un sol
amendé en biochar est importante. Enfin, d’autres recherches, y compris des essais à
long terme sur différents sols amendés avec divers biochars, sont cruciales pour
approfondir notre compréhension de l’effet du biochar sur les communautés microbiennes
qui sont impliquées dans le cycle de l’azote et les émissions en N2O du sol.
172
L’amendement en biochar peut favoriser certains groupes de bactéries qui sont impliqués
dans la stimulation de la croissance et le développement de la plante et comme agent de
lutte biologique. Toutefois, l’effet du biochar sur ses communautés bactériennes qui sont
bénéfiques et pathogènes est encore peu connu. Des études supplémentaires sont donc
nécessaires pour déterminer les mécanismes associés au biochar tels que la capacité du
biochar à modifier et à altérer les signaux entre la plante et les microorganismes du sol et
la capacité du biochar à modifier l’équilibre de la microchaîne trophique du sol (Soil Food
Web).
De plus, l’effet du biochar sur l’association tripartite intime entre certaines bactéries
bénéfiques, les champignons mycorhiziens arbusculaires et la plante n’a pas été étudié.
Des études supplémentaires sont donc nécessaires pour mieux comprendre l’impact du
biochar sur ses organismes associés au développement de la plante. De plus, des études
sont indispensables pour établir un consortium de microorganismes bénéfiques réduisant
les demandes en fertilisants minéraux et contribuer à une agriculture plus durable.
L’inoculation de divers microorganismes bénéfiques dans différents sols amendés ou non
en biochar et en présence de différentes plantes pourrait apporter des connaissances
fondamentales dans les associations entre ces microorganismes et optimiser le système
sol-plante-microorganisme-biochar.
Comme l’effet du biochar sur le développement des mycorhizes a été étudié sur une seule
souche de mycorhizes, il serait important d’étudier son effet sur la diversité des
mycorhizes et des microorganismes de la mycorhizosphère. Cette étude est importante,
car chaque espèce de mycorhizes a sa propre spécificité vis-à-vis de la plante et pourrait
laisser une empreinte importante sur la diversité des microorganismes dans la
mycorhizosphère. Donc, il est essentiel d’étudier l’impact du biochar sur diverses souches
de mycorhizes et la diversité microbienne associée influençant la croissance des plantes
dans les sols agricoles avec une faible concentration en phosphore.
Bien entendu, une étude économique est obligatoire afin d’évaluer le potentiel
économique du biochar pour les industries fabricants les substrats de croissance. De plus,
une étude économique sur la réduction des coûts de production pour les producteurs en
serre, mais aussi pour les producteurs de grandes cultures est nécessaire. D’autre part,
une étude plus approfondie du cycle de vie du biochar est essentielle pour évaluer son
empreinte écologique.
173
Enfin, il serait intéressant d’évaluer le potentiel de différents mélanges de biochars pour la
production des cultures biologiques et conventionnelles en serre et en champs sur les
rendements de la plante, l’amélioration de la diversité et l’abondance des communautés
microbiennes et sur l’atténuation de gaz à effet de serre. Comme les propriétés
physicochimiques des biochars sont très différentes, chacun pourrait apporter des effets
bénéfiques sur la croissance de la plante et des microorganismes. L’optimisation des
systèmes de production de biochars est évidemment nécessaire pour s’assurer de la
qualité, de la répétabilité et de la reproductibilité du biochar et d’avoir un bon rapport
qualité-prix intéressant pour les producteurs agricoles.
174
Annexe
Chapitre 2: Matériel Supplémentaire
Table S2.1 The physicochemical characteristics of biochars (n = 2).
Parameters M400 M550 M700 P700 W400 Feedstock nature Maple bark Maple bark Maple bark Pine chips Willow chips
HTT (˚C) a 400 550 700 700 400 P (g kg-1) b 1.0 1.4 1.1 0.4 3.8
K (g kg-1) 7.9 11.1 9.0 2.5 11.9 Fe (g kg-1) 1.1 3.0 2.1 2.3 8.7 Al (g kg-1) 0.9 2.5 2.1 1.2 0.2
Mg (g kg-1) 2.3 3.3 2.8 1.4 2.5 Mn (g kg-1) 1.5 2.1 1.7 0.4 0.1 Na (g kg-1) 0.1 0.2 0.2 < 0.1 0.1
As (mg kg-1) < 0.3 0.5 0.4 0.7 < 0.3 Cd (mg kg-1) < 1.5 < 1.5 < 1.5 < 1.5 < 1.5 Cr (mg kg-1) < 5.0 < 5.0 < 5.0 13.1 47.6 Co (mg kg-1) < 5.0 < 5.0 < 5.0 < 5.0 < 5.0 Cu (mg kg-1) 10.0 13.1 10.0 < 5.0 33.7 Pb (mg kg-1) < 20.0 < 20.0 < 20.0 < 20.0 < 20.0
Hg (mg kg-1) < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 Mo (mg kg-1) < 10.0 < 10.0 < 10.0 < 10.0 < 10.0 Ni (mg kg-1) < 5.0 6.0 5.0 < 5.0 34.7
Se (mg kg-1) < 2.0 < 2.0 < 2.0 < 2.0 < 2.0 Zn (mg kg-1) 344.0 85.5 86.2 38.2 287.7
Particle-size fractions (%)
2.000 mm 0.7 0.3 0.4 0.6 0.0 1.700 mm 5.2 3.4 3.8 5.1 0.0 1.000 mm 17.8 16.5 16.6 22.7 2.8 0.500 mm 20.8 18.8 19.0 24.3 6.4 0.425 mm 5.9 4.7 5.0 5.2 2.9 0.250 mm 17.9 14.7 14.5 10.2 10.6 0.150 mm 11.7 11.5 11.6 8.5 10.6 0.106 mm 4.5 5.1 5.2 3.9 8.3 0.053 mm 6.7 8.2 8.8 9.0 21.1
< 0.053 mm 9.0 16.9 15.2 10.3 36.6 M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C. a Heat treatment temperature. b Total concentration extracted (dry weight).
175
Table S2.2 Adsorption of nitrate and ammonium by the different biochars.
Biochar N Adsorption (%)
NO3-N NH4-N
M400 2.8 ns 31.0 b
M550
5.7 ns 35.8 a
M700
2.0 ns 39.4 a
P700
5.9 ns 13.2 d
W400 1.1 ns 18.1 c Means (n = 3) in a column followed by different letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test); ns = not significant. M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C. 1g of biochar was added to 25 mL of NH4NO3 solution (1000 mg N L-1) and shaken for 48 h at 160 strokes per minute in 50 mL centrifuge-tubes, and were centrifuged (EppendorfTM, Centrifuge Model 5810, Hamburg, DE) at 5000 rpm (4300 x g) for 20 minutes then filtered (VWR 410 filter). Adsorption was calculated using the formula: N adsorption (%) = ([Nadd] – [Next] / [Nadd]) x 100 where [Nadd] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution added and [Next] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution recovered in the filtrates.
176
Table S2.3 Chemical properties of peat-based GM treatments three weeks before the commencement of the incubation study.
Treatment pH DN NO3-N DOC DIC TN TC C:N (mg kg dry peat-1) (%) (%) (Ratio)
Without compost Control 6.54 71.2 29.8 1773.3 30.0 0.4 23.4 60.6
M400 6.91 63.2 32.8 1660.9 153.5 0.7 47.9 73.0 M550 7.64 54.9 36.5 1367.2 184.2 0.6 45.6 75.4 M700 6.83 69.1 26.0 1596.2 175.3 0.7 46.6 70.4 P700 5.81 94.1 31.5 2670.5 11.4 0.6 45.2 79.2 W400 6.33 37.9 10.1 1052.2 62.2 0.8 51.2 62.8
With compost
Control 6.58 163.5 28.1 2184.3 35.5 0.9 30.8 33.6 M400 6.99 99.9 28.0 1899.7 164.7 0.9 46.3 54.0 M550 7.49 95.7 33.6 1730.2 209.8 0.9 44.1 49.7 M700 6.91 97.5 23.8 1764.6 168.9 0.9 44.4 48.8 P700 6.17 151.6 30.8 2431.4 26.0 0.9 43.3 46.4 W400 6.28 94.9 23.8 1528.7 88.9 1.1 47.7 42.4
Means (n = 2) of pH and the concentration of dissolved nitrogen (DN), NO3-N, dissolved organic carbon (DOC) and dissolved inorganic carbon (DIC), were determined by saturated media extract (SME) method. The percentage of total nitrogen (TN) and total carbon (TC) were determined with a MACRO elemental analyzer, and the C:N ratio was calculated from these values. Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Treatment with compost received 4% (v/v) of a peat and shrimps compost. GM, Growing media.
177
Table S2.4 Analysis of variance (ANOVA) of the effects of addition of compost and biochars to peat-based GM on their chemical and biological properties and cumulative gas emissions (n = 4) during the 58−days incubation period.
GM analysis at each sampling date Cumulative gas analysis at each sampling date
Effect pH DN NO3-N DOC DIC FDA CO2 CH4 N2O
Pr > F Pr > F
Compost 0.317 *** *** *** *** 0.179 0.179 *** 0.938
Biochar *** *** *** *** *** *** *** *** **
Compost*Biochar 0.436 *** *** *** *** *** 0.397 0.591 *
Time ** ** ** ** *** *** *** *** ***
Compost*Time 0.621 ** ** 0.328 0.227 *** *** *** 0.997
Biochar*Time 0.133 ** *** *** *** *** *** *** ***
Compost*Biochar*Time 0.882 * *** * ** ** *** *** ***
Effect GM analysis on day 58 of the incubation Total cumulative gas analysis MBC MBN CO2 CH4 N2O
Pr > F Pr > F
Compost *** *** *** *** 0.950
Biochar *** *** *** *** ***
Compost*Biochar 0.231 0.157 * 0.070 ***
DN, dissolved nitrogen (mg N kg dry peat-1); NO3-N (mg N kg dry peat-1); DOC, dissolved organic carbon (mg Corg kg dry peat-1); DIC, dissolved inorganic carbon (mg Cinorg kg dry peat-1); FDA, fluorescein diacetate hydrolysis rate (μg fluorescein g dry peat-1 h-1); MBC, microbial biomass carbon (mg C kg dry peat-1); MBN, microbial biomass nitrogen (mg N kg dry peat-1); CO2 (mg C kg dry peat-1); N2O (mg N kg dry peat-1). *p = ≤ 0.05, **p = ≤ 0.01, *** p= ≤ 0.001. Numbers indicate non-significant value of F at the 5% level. GM, Growing media.
178
Table S2.5 Effect of different biochars and a compost on dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3-N) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method at each sampling date (7, 16, 23, and 58 days).
Treatment DN (mg N kg dry peat-1)
NO3-N (mg N kg dry peat-1)
Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Without compost
Control 648 a 632 a 642 a 689 a 653 593 a 656 a 667 a 692 a 652
M400
121 c 112 c 105 d 102 c 110
35 c 50 d 50 d 79 c 54
M550
357 b 313 b 337 bc 340 b 337
303 b 329 c 317 bc 338 b 322
M700
355 b 385 b 383 bc 400 b 381
367 b 383 bc 385 b 353 b 372
P700
324 b 335 b 311 c 349 b 330
289 b 323 c 297 c 362 b 318
W400 391 b 394 b 417 b 404 b 402 370 b 408 b 374 bc 398 b 388
Mean
369
351
With compost Control 745 A 750 A 713 A 784 A 748 684 A 741 A 728 A 715 A 717
M400
106 D 109 D 120 D 110 D 111
34 D 32 D 46 D 30 D 36
M550
285 C 298 C 313 C 314 C 303
305 C 299 C 282 C 211 C 274
M700
380 BC 370 BC 415 B 398 BC 391
374 B 329 C 365 BC 359 B 357
P700
369 BC 390 BC 400 BC 422 B 395
354 BC 342 C 342 BC 384 B 356
W400 435 B 423 B 439 B 462 B 440 373 B 396 B 391 B 410 B 393
Mean
398
355
Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significantly different at p < 0.05 (Tukey’s test). Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.
179
Table S2.6 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method at each sampling date (7, 16, 23, and 58 days).
Treatment DOC (mg Corg kg dry peat-1)
DIC (mg Cinorg kg dry peat-1)
Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Without compost
Control 889 c 834 c 851 d 901 d 869 9 d 11 d 18 d 14 d 13
M400
2269 a 2314 a 2387 a 2450 a 2355
108 a 126 a 131 a 145 a 128
M550
1062 c 1110 bc 1048 c 1125 c 1086
72 b 94 b 87 b 101 b 89
M700
987 c 1115 b 1165 c 1127 c 1099
36 c 50 c 53 c 52 c 48
P700
1045 c 1162 b 1084 c 1126 c 1104
9 d 11 d 14 d 14 d 12
W400 1359 b 1372 b 1415 b 1476 b 1406 17 cd 22 d 22 d 26 d 22
Mean
1320
52
With compost Control 932 B 972 BC 859 C 1006 BC 942 9 E 12 E 16 D 18 D 9
M400
1699 A 1824 A 1810 A 1887 A 1805
112 A 125 A 131 A 144 A 128
M550
928 B 882 C 1036 BC 971 BC 954
94 B 94 B 110 B 113 B 103
M700
998 B 912 BC 1002 BC 912 C 956
66 C 65 C 78 C 76 C 71
P700
1096 B 1134
BC 1184 B 1233 B 1162
13 DE 15 E 20 D 21 D 10
W400 1188 B 1202 B 1228 B 1223 B 1210 22 D 29 D 32 D 34 D 29
Mean
1171
61
Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significantly different at p < 0.05 (Tukey’s test). Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.
180
Table S2.7 Person correlation coefficients between two normally distributed interval variables during the 58−days incubation period.
CO2 CH4 N2O FDA NO3 DOC DIC DN pH
CO2 1 p value 1
CH4 -0.255 1
p value *** N2O 0.154 -0.129 1
p value * 0.075 FDA 0.286 -0.295 0.412 1
p value *** *** *** NO3 0.013 0.113 0.355 0.165 1
p value 0.857 0.117 *** * DOC 0.050 -0.248 -0.369 -0.243 -0.799 1
p value 0.495 *** *** *** *** DIC -0.328 -0.220 -0.351 -0.259 -0.697 0.737 1
p value *** ** *** *** *** *** DN 0.041 0.067 0.355 0.170 0.980 -0.727 -0.643 1
p value 0.572 0.360 *** * *** *** *** pH -0.531 -0.130 -0.365 -0.293 -0.567 0.558 0.869 -0.544 1
p value *** 0.071 *** *** *** *** *** *** Emissions of CO2 (mg C kg dry peat-1), CH4 (mg C kg dry peat-1), and N2O (mg N kg dry peat-1); FDA, fluorescein diacetate hydrolysis rate (μg fluorescein g dry peat-1 h-1); NO3-N (mg N kg dry peat-1); DOC, dissolved organic carbon (mg Corg kg dry peat-1); DIC, dissolved inorganic carbon (mg Cinorg kg dry peat-1); and DN, dissolved nitrogen (mg N kg dry peat-1). 1 p = ≤ 0.05, **p = ≤ 0.01, *** p= ≤ 0.001. Numbers indicate non-significant value of F at the 5% level.
181
Fig. S2.1 Biochars water retention curves. Bars show standard errors (± SE) of means for each biochar (n = 4). M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C.
182
Fig. S2.2 Effect of different biochars and a compost on pH in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Compost did not show any significant effect on the extracts pH and therefore values obtained in treatments with or without compost were combined. For each sampling date means (n = 8) labelled with different letters are significantly different according to Tukey’s test at p < 0.05. Bars show standard errors (± SE) of means. Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. GM, growing media.
183
Chapitre 3: Matériel Supplémentaire
Fig. S3.1 Teneur en eau volumétrique en fonction de la tension administrée au substrat tourbeux amendé avec 0, 5, 10 ou 15% de biochar.
184
Tableau S3.1 Propriétés chimiques des substrats de croissance.
Traitement pH CE DN NO3-N PO4-P K+ Ca2+ Mg2+ DOC DIC Ctot Ntot C : N
(mS cm-1) (g kg substrat sec-1) (%) (%) (ratio)
Témoin (0%) 5,4 1,0 2,25 1,88 0,14 0,74 1,43 0,26 2,24 0,01 22,4 0,4 50
M550 (5%) 5,4 1,1 2,60 1,80 0,33 2,05 1,03 0,28 2,59 0,02 28,7 0,5 55 M550 (10%) 6,3 1,1 2,70 1,36 0,16 1,99 1,00 0,17 2,59 0,11 32,4 0,5 60
M550 (15%) 7,1 1,3 3,95 1,29 0,09 3,38 1,00 0,15 3,62 0,33 38,6 0,6 66 M700 (5%) 5,6 1,0 2,52 1,66 0,13 1,36 1,12 0,24 2,50 0,02 29,5 0,6 52
M700 (10%) 5,9 1,0 2,60 1,26 0,13 1,72 0,79 0,17 2,53 0,06 33,0 0,6 59
M700 (15%) 6,6 1,1 3,44 1,21 0,12 2,35 0,94 0,16 3,17 0,27 35,9 0,6 63 P700 (5%) 5,8 0,9 2,96 1,60 0,13 0,85 1,44 0,23 2,92 0,04 25,6 0,5 52
P700 (10%) 5,9 0,8 2,50 1,10 0,10 0,86 1,10 0,18 2,46 0,04 28,1 0,5 59
P700 (15%) 5,7 0,8 2,95 1,23 0,23 1,09 1,19 0,20 2,93 0,02 31,4 0,5 68 CE, conductivité électrique; DN, azote dissous; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Les valeurs de chaque colonne représentent la moyenne (n = 2). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
185
Tableau S3.2 Propriétés physiques des substrats de croissance avant incubation.
Traitement MVA PT PA RFU RU Ksat Tort Ds/Do DMP
(g cm-3) (cm3 cm-3) (cm s-1) (m m-1) (m2 s m-2 s-1) (mm)
Témoin (0%) 0,12 0,94 0,19 0,34 0,40 0,03 101,2 0,002 1,15
M550 (5%) 0,12 0,93 0,18 0,33 0,42 ab 0,03 70,1 0,003 1,07 ab***
M550 (10%) 0,14 0,92 0,18 0,32 0,36 c 0,03 82,1 0,002 1,05 ab***
M550 (15%) 0,13 0,93 0,20 0,32 0,39 abc 0,03 84,0 0,003 0,90 e***
M700 (5%) 0,12 0,94 0,18 0,34 0,42 a 0,03 63,2 0,003 0,97 cd***
M700 (10%) 0,14 0,92 0,19 0,31 0,38 bc 0,03 79,2 0,003 0,96 cde***
M700 (15%) 0,14 0,92 0,17 0,32 0,41 ab 0,03 62,1 0,003 0,92 de***
P700 (5%) 0,12 0,93 0,18 0,34 0,43 a 0,03 69,3 0,003 1,07 ab***
P700 (10%) 0,14 0,92 0,19 0,31 0,40 abc 0,03 69,2 0,003 1,07 a***
P700 (15%) 0,12 0,93 0,21 0,31 0,40 abc 0,03 95,8 0,002 1,01 bc*** MVA, masse volumique apparente; PT, porosité totale ; PA, porosité de l’air ; RFU, réserve en eau facilement utilisable ; RU, réserve utile en eau ; Ksat, conductivité hydraulique saturée ; Tort, tortuosité ; Ds/Do, diffusion des gaz ; DMP, diamètre moyen pondéré. Les moyennes des traitements biochars (n = 3) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significatives différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements biochars ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
186
Tableau S3.3 Tensions journalières moyennes et des volumes moyens journaliers des irrigations et des lessivages par espèce de plante et en fonction des traitements de substrat et de la dose en fertilisant.
TOMATE (cv. Micro-Tom) POIVRON (cv. Redskin) Traitement Tension Irrigation Lessivage Lessivage1 Tension Irrigation Lessivage Lessivage1
(cm) (mL j-1) (mL j-1) (%) (cm) (mL j-1) (mL j-1) (%) Fertilisation (F50)
Témoin (0%) -34 267 22 8 -29 703 55 8
M550 (5%) -35 217 29 13 -30 592 86 15 M550 (10%) -32 231 37 16 -30 492 102 21 M550 (15%) -33 230 23 10 -30 452 34 8 M700 (5%) -35 217 65 30 -30 592 72 12
M700 (10%) -32 231 47 20 -30 492 99 20 M700 (15%) -33 230 14 6 -30 452 39 9
P700 (5%) -35 217 22 10 -30 592 84 14 P700 (10%) -32 231 25 11 -30 492 124 25 P700 (15%) -33 230 22 10 -30 452 53 12
Fertilisation (F100) Témoin (0%) -28 246 53 22 -32 576 77 13
M550 (5%) -32 224 47 21 -29 593 78 13
M550 (10%) -35 229 47 21 -29 475 33 7 M550 (15%) -34 228 45 20 -30 472 37 8 M700 (5%) -32 224 54 24 -29 593 69 12
M700 (10%) -35 229 25 11 -29 475 62 13 M700 (15%) -34 228 31 14 -30 472 21 4
P700 (5%) -32 224 46 21 -29 593 95 16 P700 (10%) -35 229 46 20 -29 475 59 12 P700 (15%) -34 228 18 8 -30 472 57 12
1 Lessivage (%) = Volume de lessivage journalier (mL j-1) / Volume d’irrigation journalier (mL j-1) x 100. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
187
Tableau S3.4 Volumes moyens journaliers des irrigations par espèce de plante et en fonction de la dose de biochar dans le substrat de tourbe et de la dose en fertilisation.
Dose en fertilisation Dose de biochar
TOMATE POIVRON (mL j-1) (mL j-1)
F50 Témoin (0% biochar) 267.1 a 703.4 a F50 Biochar (5%) 217.3 c 592.2 b F50 Biochar (10%) 230.6 bc 491.6 c F50 Biochar (15%) 230.1 bc 451.8 c
F100 Biochar (0%) 245.8 ab 575.9 b
F100 Biochar (5%) 224.2 bc 592.8 b F100 Biochar (10%) 229.0 bc 474.8 c F100 Biochar (15%) 227.6 bc 471.6 c
Les moyennes des doses de biochars (n = 63) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
188
Tableau S3.5 Deux analyses ANOVA de l’analyse chimique des concentrations minérales moyennes des lixiviats, du pH et de la conductivité électrique dans les différents traitements de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).
Traitement TOMATE POIVRON
pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+
ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets
FERT 1 *** *** *** ** *** *** *** *** *** *** * *** *** ***
TRT_DOSE 2 *** 0,444 0,911 0,173 0,879 0,607 0,785 *** 0,179 ** *** 0,122 *** **
TRT_DOSE * FERT 0,901 0,716 0,960 0,654 0,989 0,783 0,886 *** 0,383 0,131 0,194 0,298 0,139 0,494
ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets
FERT *** *** *** * *** *** *** ** *** *** 0,146 *** *** ***
TRT_DOSE *** 0,406 0,771 0,057 0,771 0,415 0,574 *** 0,240 0,276 ** 0,816 ** 0,235
TRT_DOSE * FERT 0,924 0,713 0,874 0,373 0,954 0,602 0,723 *** 0,667 0,352 0,942 0,512 0,288 0,845
Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar LINÉAIRE *** 0,343 0,093 ** 0,684 ** 0,057 *** 0,081 * ND 0,187 *** **
QUADRATIQUE 0,815 0,348 0991 0,846 0,900 0,700 0,999 *** 0,879 0,700 ND 0,538 0,369 0,522 Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique (mS cm-1); Éléments minéraux (NO3-N, PO4-P, K+, Mg2+, Ca2+) (mg L-1). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
ND, Valeur Non Déterminée.
189
Tableau S3.6 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 4).
pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC (mS cm-1) (mg kg substrat sec -1) ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERT 1 *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** * *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT * ** *** *** 0,061 *** ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERT *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** 0,110 *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,059 0,084 * *** 0,096 *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** * 0,203 *** ** *** QUADRATIQUE ** 0,349 ** 0,364 0,635 ***
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
190
Tableau S3.7 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 4).
pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC (mS cm-1) (mg kg substrat sec -1) ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERT 1 *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT *** *** *** *** *** *** ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERT *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT *** *** ** *** *** *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** *** 0,192 *** *** *** QUADRATIQUE 0,831 *** 0,180 *** ** ***
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
191
Tableau S3.8 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).
TOMATE POIVRON DN K+ Mg2+ Ca2+ DN K+ Mg2+ Ca2+ ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr P > Pr
FERT 1 *** *** *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** 0,069 *** *** *** ** ** ***
TRT_DOSE * FERT *** 0,374 *** *** *** *** * ** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins
Effets P > Pr P > Pr FERT *** *** *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE *** 0,067 *** *** *** 0,164 * *** TRT_DOSE * FERT 0,072 0,873 *** *** ** 0,120 0,490 0,144
Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar LINÉAIRE 0,085 * *** 0,089 0,467 0,105 0,744 0,251
QUADRATIQUE 0,096 0,598 * ** 0,097 0,618 0,480 0,733 Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Concentration minérale (mg kg substrat sec-1) en DN, azote inorganique dissous; K+; Mg2+; Ca2+. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
192
Tableau S3.9 Deux analyses ANOVA de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne en carbone et en azote dans les différents substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).
TOMATE POIVRON FDA MBC MBN FDA MBC MBN
ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr P > Pr
FERT 1 *** *** * *** *** *** TRT_DOSE 2 *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT *** ** *** 0,450 *** *** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr P > Pr
FERT *** *** *** ** *** *** TRT_DOSE *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE * FERT *** ** *** 0,685 *** *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** ** *** *** ** *** QUADRATIQUE 0,091 *** *** 0,881 0,303 0,056
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (mg kg substrat sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg kg substrat sec-1). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
193
Tableau S3.10 Deux analyses ANOVA de la masse volumique apparente des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).
POIVRON
Masse volumique apparente
(g cm-3) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 1 0,224 TRT_DOSE 2 ***
TRT_DOSE * FERT 0,132 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI 0,191 TRT_DOSE ***
TRT_DOSE * FERT 0,098 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** QUADRATIQUE ***
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 FERT, fertilisation.
2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
194
Tableau S3.11 Deux analyses ANOVA des concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé ou non en biochar de la culture de la tomate cv. Micro-Tom et du poivron cv. Redskin.
TOMATE POIVRON
CO2 (μL L-1) CO2 (μL L-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 1 0,719 0,140 TRT_DOSE 2 *** **
TRT_DOSE * FERT 0,356 0,583 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI 0,471 0,187 TRT_DOSE *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,273 0,632 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** 0,434 QUADRATIQUE 0,629 0,252
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
195
Tableau S3.12 Deux analyses ANOVA de la biomasse, nombre (Nb) de fruits et surface foliaire des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).
Total 1 Aérienne 2 Feuilles Fruits Tiges Racines Fruit Masse fruits frais Surface foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)
ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 3 0,514 0,572 0,630 0,320 0,456 0,462 *** * 0,486 TRT_DOSE 4 *** *** * *** ** 0,980 *** * **
TRT_DOSE * FERT 0,526 0,575 0,189 0,962 0,249 0,442 0,704 0,889 0,294 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI 0,288 0,320 0,399 0,179 0,603 0,397 *** 0,028 0,269 TRT_DOSE * ** 0,547 ** 0,326 0,999 ** 0,119 0,256
TRT_DOSE * FERT 0,544 0,590 0,183 0,981 0,190 0,344 0,631 0,843 0,339 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE 0,662 0,645 0,424 0,858 0,419 0,937 0,253 0,961 0,167 QUADRATIQUE 0,448 0,434 0,791 0,116 0,821 0,816 * 0,137 0,297
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 Total = feuilles + fruits + tiges + racines.
2 Aérienne = feuilles + fruits + tiges.
3 FERT, fertilisation.
4 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
196
Tableau S3.13 Deux analyses ANOVA de la biomasse sèche et fraiche, nombre (Nb) de fruits et la surface foliaire des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).
Total 1 Aérienne 2 Feuilles Fruits Tiges Racines Fruit Masse fruits frais Surface foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)
ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 3 *** *** *** ** *** *** ** 0,869 *** TRT_DOSE 4 *** *** *** ** *** * *** *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,193 0,209 * 0,376 0,183 0,102 ** 0,921 0,078 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI *** *** *** ** *** *** ** 0,711 *** TRT_DOSE ** ** *** 0,271 *** 0,089 0,101 0,057 ***
TRT_DOSE * FERT * * * 0,146 0,157 * ** 0,734 * Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE ** ** *** 0,369 * 0,649 0,428 ** *** QUADRATIQUE 0,251 0,258 0,881 0,089 0,657 0,356 0,987 0,641 0,987
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 Total = feuilles + fruits + tiges + racines.
2 Aérienne = feuilles + fruits + tiges.
3 FERT, fertilisation. 4 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
197
Tableau S3.14 Deux analyses ANOVA des concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des tissus des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).
N Total 1 N Aérienne
2 N Feuilles N Fruits N Tiges N Racines P Total 1 P Aérienne
2 P Feuilles P Fruits P Tiges P Racines
(mg N kg masse sèche-1) (mg P kg masse sèche-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 3 *** *** *** 0,229 ** *** *** 0,059 0,816 *** *** *** TRT_DOSE 4 ** * ** ** 0,326 * *** *** *** ** *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,122 0,063 0,129 0,735 0,448 0,540 *** 0,065 0,171 0,464 0,072 *** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI *** *** *** 0,131 ** *** *** 0,060 0,690 *** *** *** TRT_DOSE ** * ** ** 0,320 * *** *** *** * *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,160 0,107 0,100 0,755 0,396 0,468 *** * 0,130 0,378 * *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE 0,148 0,409 0,357 ** 0,151 0,055 *** ** * 0,241 *** *** QUADRATIQUE 0,060 * 0,113 0,492 0,057 0,249 ** ** * * * 0,238
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 Total = feuilles + fruits + tiges + racines.
2 Aérienne = feuilles + fruits + tiges.
3 FERT, fertilisation.
4 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
198
Tableau S3.15 Deux analyses ANOVA des concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des tissus des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).
N Total1 N Aérienne2 N Feuilles N Fruits N Tiges N Racines P Total P Aérienne P Feuilles P Fruits P Tiges P Racines
(mg N kg masse sèche-1) (mg P kg masse sèche-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars
Effets P > Pr FERTI 3 *** *** * *** *** *** *** *** *** *** *** ***
TRT_DOSE 4 *** *** ** * ** 0,061 *** *** *** ** ** *** TRT_DOSE * FERT 0,101 0,250 0,711 0,370 0,083 *** *** 0,420 0,112 0,086 0,590 ***
ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoin Effets P > Pr
FERTI *** *** * *** *** *** *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** ** ** 0,110 ** * *** *** *** ** *** ***
TRT_DOSE * FERT 0,236 0,227 0,671 0,027 0,069 *** *** 0,481 0,143 0,075 0,570 *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** *** 0,055 * *** *** *** *** * *** *** *** QUADRATIQUE 0,458 0,660 * * 0,815 0,315 ** 0,928 0,815 0,200 0,459 **
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 Total = feuilles + fruits + tiges + racines.
2 Aérienne = feuilles + fruits + tiges.
3 FERT, fertilisation.
4 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
199
Tableau S3.16 Deux analyses ANOVA de l’efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation en fonction des rendements en fruits de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin des deux expériences en serre de 63 jours (n = 6).
TOMATE POIVRON
(g fruit sec L-1) (g fruit sec L-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr
FERTI 1 0,309 0,160 TRT_DOSE 2 *** ***
TRT_DOSE * FERT ** 0,349 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr
FERTI 0,900 0,298 TRT_DOSE ** ***
TRT_DOSE * FERT * 0,330 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar
LINÉAIRE *** * QUADRATIQUE 0,316 ***
Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
1 FERT, fertilisation.
2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.
200
Tableau S3.17 Concentrations minérales moyennes des lixiviats dans les différents traitements fertilisés avec la moitié (F50) et la dose complète (F100) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune.
Traitement TOMATE POIVRON
pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ (mS cm-1) (mg L-1) (mS cm-1) (mg L-1)
F50 Témoin (0%) 6,3 1,7 2,6 1,3 0,9 0,9 5,8 7,0 1,0 6,5 5,8 9,0 2,0 16,4
M550 (5%)
6,8 cb* 1,5 1,6 0,8 2,9 0,6 3,1 7,3 cd 0,8 3,3 5,9 6,8 2,6 14,8
M550 (10%) 7,5 b*** 1,5 3,3 0,9 6,2 0,7 4,6
7,7 b*** 0,8 0,2 2,4 3,0 1,1 7,7 M550 (15%)
8,3 a*** 1,6 2,9 0,5 8,1 0,8 4,9 8,3 a*** 1,0 0,2 0,9 5,3 0,8 7,0
M700 (5%) 6,8 cde* 1,4 5,8 2,1 7,1 1,4 8,3
7,5 bcd 0,7 0,8 4,8 2,2 1,9 13,4 M700 (10%)
7,3 bc*** 1,3 3,8 1,3 5,2 1,0 6,2 7,7 bc*** 0,8 0,2 2,3 1,9 1,3 7,8
M700 (15%) 8,2 a*** 1,0 0,1 0,2 2,6 0,1 1,1
8,0 ab*** 0,9 0,9 1,3 5,0 1,0 7,7 P700 (5%)
6,3 ef 1,5 1,9 1,4 1,4 0,8 4,5 7,2 de 0,7 0,9 6,0 2,7 1,9 14,7
P700 (10%) 6,4 def 1,5 3,8 2,3 2,0 1,2 7,8
6,8 ef 0,8 2,3 5,6 5,7 1,6 11,7 P700 (15%)
6,2 f 2,0 1,4 1,5 1,7 0,8 4,9 6,7 f 0,8 0,3 5,2 1,8 1,3 9,3
F100 Témoin (0%) 6,3 4,6 18,5 5,0 19,8 3,5 21,0 6,3 2,5 34,4 12,8 49,8 6,4 42,9
M550 (5%)
6,8 cb* 4,7 20,6 3,8 26,7 4,8 20,5 7,0 B 2,8 21,0 6,9 35,8 5,5 26,8
M550 (10%) 7,5 b*** 4,1 20,6 1,7 28,9 3,4 20,3
7,4 AB* 3,0 17,8 3,3 30,7 4,5 25,1 M550 (15%)
8,3 a*** 5,3 15,2 0,8 27,0 2,2 13,6 8,4 A*** 3,6 9,6 1,3 30,8 2,8 21,7
M700 (5%) 6,8 cde* 4,3 24,1 4,1 23,6 5,2 26,5
7,2 B* 2,6 23,7 6,3 41,2 6,1 33,4 M700 (10%)
7,3 bc*** 5,5 14,1 1,2 18,3 2,6 13,3 7,1 B* 2,6 22,7 5,8 35,5 4,8 28,6
M700 (15%) 8,2 a*** 5,1 17,7 0,8 26,7 2,6 16,5
8,6 A*** 3,5 2,0 - 14,4 1,6 10,6 P700 (5%)
6,3 ef 6,1 27,7 7,1 26,2 5,7 31,8 6,6 B 3,1 22,4 7,9 35,4 5,2 31,2
P700 (10%) 6,4 def 4,9 19,7 5,0 19,9 3,9 22,5
6,4 B 3,6 15,1 5,4 22,9 3,1 20,1 P700 (15%) 6,2 f 6,8 11,4 2,8 11,3 2,7 13,8 6,8 B 2,8 20,9 7,1 36,0 5,5 28,0
Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
201
Tableau S3.18 Concentrations minérales moyennes des lixiviats dans les différents traitements de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune.
Traitement TOMATE POIVRON
CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+
(mS cm-1) (mg L-1) (mS cm-1) (mg L-1) Témoin (0%) 3,2 10,6 3,2 10,4 2,2 13,4
1,8 20,5 9,3 29,4 4,2 29,7
M550 (5%) 3,1 11,1 2,3 14,8 2,7 11,8
1,8 12,2 6,4 a 21,3 4,1 a 20,8
M550 (10%) 2,8 12,0 1,3 17,6 2,1 12,5 1,9 9,0* 2,9 ab*** 16,9 2,8 abc 16,4*
M550 (15%) 3,5 9,1 0,7 17,6 1,5 9,3 2,3 4,9*** 1,1 b*** 18,1 1,8 c*** 14,4***
M700 (5%) 2,9 15,0 3,1 15,4 3,3 17,4 1,7 12,3 5,6 ab* 21,7 4,0 ab 23,4
M700 (10%) 3,4 9,0 1,3 11,8 1,8 9,8 1,7 11,5 4,1 ab** 18,7 3,1 abc 18,2*
M700 (15%) 3,1 8,9 0,5 14,7 1,4 8,8 2,2 1,5*** -1 9,7 1,3 bc*** 9,2***
P700 (5%) 3,8 14,8 4,3 13,8 3,3 18,2 1,9 11,7 7,0 a 19,1 3,6 abc 23,0
P700 (10%) 3,2 11,8 3,6 11,0 2,6 15,2 2,2 8,7** 5,5 ab* 14,3 2,4 abc** 15,9**
P700 (15%) 4,4 6,4 2,2 6,5 1,8 9,4 1,8 10,6* 6,2 a 18,9 3,4 abc 18,7*
Pas d’interraction significative entre les traitements et la dose en fertilisation, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées pour évaluer l’effet du biochar sur la concentration minérale des lixiviats. Les moyennes des traitements biochars (n = 8) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 L’analyse statistique de la concentration en PO4-P pour le traitement M700 (15%) n’a pas été prise en considération pour la culture du poivron.
202
Tableau S3.19 Analyses chimiques des substrats déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours.
TOMATE POIVRON
Traitement DN K+ Mg2+ Ca2+ DN K+ Mg2+ Ca2+ (g kg substrat sec-1) (g kg substrat sec-1)
F50 Témoin (0%) 0,5 0,5 0,2 1,3 0,8 1,2 0,3 1,9
M550 (5%) 0,3 1,2 0,1 bc 0,6 cd** 0,3 b 1,1 0,2 bcd 1,3 cde***
M550 (10%) 0,6 1,6* 0,1 bc 0,9 bcd 0,1 b 1,1 0,2 cde 1,3 cde*** M550 (15%) 0,2 2,1*** 0,1 c* 0,5 d*** 0,1 b 1,2 0,1 e*** 1,1 e*** M700 (5%) 0,6 0,9 0,2 ab 1,1 bc 0,3 b 1,0 0,2 bcd 1,4 cde**
M700 (10%) 0,6 1,4 0,2 bc 1,0 bcd 0,2 b 1,0 0,3 abc 1,5 bcd M700 (15%) 0,1 1,3 0,1 c* 0,5 cd** 0,1 b 1,2 0,1 de*** 1,2 de***
P700 (5%) 0,4 0,6 0,2 bc 1,0 bcd 0,7 a 1,6 0,3 ab 1,9 ab P700 (10%) 0,6 0,7 0,2 ab 1,3 ab 0,3 b 1,1 0,3 abc 1,7 bc P700 (15%) 0,9 1,3 0,3 a* 1,8 a 0,3 b 0,9 0,4 a* 2,1 a
F100 Témoin (0%) 5,5 7,1 1,1 5,7 2,6 4,6 0,5 3,2
M550 (5%) 4,2 AB** 6,5 0,8 ABC** 3,5 CD*** 3,3 AB 7,6* 1,0 * 4,3
M550 (10%) 4,0 AB** 6,4 0,6 BCD*** 3,4 CD*** 1,9 B 7,6* 0,8 3,7 M550 (15%) 3,4 B*** 6,9 0,4 D*** 2,4 D*** 3,2 AB 7,7* 0,7 3,6 M700 (5%) 3,9 AB** 6,2 0,7 BCD*** 3,3 CD*** 2,5 AB 6,1 0,7 3,2
M700 (10%) 4,4 AB* 6,9 0,7 ABC** 3,9 BC*** 2,9 AB 9,1*** 1,2 ** 4,9 M700 (15%) 3,8 AB** 6,6 0,6 CD*** 3,2 CD*** 2,0 B 8,6*** 0,9 5,0
P700 (5%) 5,0 A 6,5 0,9 A 4,9 AB 3,5 AB 7,3* 1,0 4,6 P700 (10%) 4,7 AB 5,9 0,9 A 5,2 A 3,5 AB 7,0 0,9 4,7 P700 (15%) 4,6 AB 6,6 0,9 AB 4,9 AB 4,2 A 8,0** 1,1 * 5,1 *
Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). DN, azote inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
203
Tableau S3.20 Masse volumique apparente des différents substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience de 63 jours.
Traitement Masse volumique apparente
(g cm-3) F50
Témoin (0%) 0,095 M550 (5%) 0,102 bc* M550 (10%) 0,110 b** M550 (15%) 0,128 a*** M700 (5%) 0,106 bc** M700 (10%) 0,103 bc* M700 (15%) 0,115 ab*** P700 (5%) 0,095 c P700 (10%) 0,095 c P700 (15%) 0,096 c
F100 Témoin (0%) 0,094 M550 (5%) 0,110 B*** M550 (10%) 0,103 BC* M550 (15%) 0,126 A*** M700 (5%) 0,103 BC* M700 (10%) 0,103 BC* M700 (15%) 0,124 A*** P700 (5%) 0,095 C P700 (10%) 0,101 BC P700 (15%) 0,101 BC
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation.Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
204
Tableau S3.21 Biomasse microbienne en carbone (MBC) et en azote (MBN) dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).
Traitement TOMATE POIVRON
MBC MBN MBC MBN F50
Témoin (0%) 1,76 0,13 1,36 0,13
M550 (5%) 2,24 ab 0,20 ab 2,53 a*** 0,25 a*** M550 (10%) 1,92 abc 0,21 ab 2,35 ab*** 0,21 ab*** M550 (15%) 1,79 abc 0,14 b 2,01 ab** 0,17 b M700 (5%) 1,77 abc 0,11 b 1,88 b* 0,16 b
M700 (10%) 2,45 a 0,31 a*** 2,34 ab*** 0,21 ab*** M700 (15%) 1,39 bc 0,11 b 2,20 ab*** 0,18 b*
P700 (5%) 1,60 abc 0,13 b 2,01 ab** 0,17 b P700 (10%) 1,29 c 0,13 b 1,94 ab* 0,19 b** P700 (15%) 1,77 abc 0,13 b 2,01 ab** 0,19 b**
F100 Témoin (0%) 1,69 0,66 1,23 0,18
M550 (5%) 1,56 BCD 0,41 AB 1,49 B 0,33 AB
M550 (10%) 2,06 A 0,76 A 1,55 B 0,49 A*** M550 (15%) 0,96 E*** -0,69 D*** 1,55 B 0,25 B M700 (5%) 1,72 ABC 0,50 A 1,33 B 0,04 CD
M700 (10%) 1,84 AB 0,38 AB 1,42 B 0,33 AB M700 (15%) 1,30 CDE -0,58 D*** 2,60 A*** 0,23 B
P700 (5%) 1,11 DE** -0,08 C*** 1,54 B -0,15 D*** P700 (10%) 1,24 CDE* 0,00 BC*** 1,34 B -0,59 E*** P700 (15%) 1,16 DE** -0,42 CD*** 1,42 B 0,20 BC
Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation pour la culture de la tomate et du poivron. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. MBC, biomasse microbienne en carbone (g kg substrat sec-1); MBN, biomasse microbienne en azote (g kg substrat sec-1). F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
205
Tableau S3.22 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé ou non en biochar de la culture de la tomate cv. Micro-Tom et du poivron cv. Redskin.
Traitement TOMATE POIVRON CO2 (μL L-1) CO2 (μL L-1)
Témoin (0%) 1243 1508
M550 (5%) 1259 bcd 2212 ab***
M550 (10%) 1449 abcd 2444 a*** M550 (15%) 1646 a*** 2449 a*** M700 (5%) 1206 cd 2351 ab***
M700 (10%) 1530 abc 2251 ab*** M700 (15%) 1584 ab** 2351 ab***
P700 (5%) 1149 d 2365 ab*** P700 (10%) 1157 d 1836 b
P700 (15%) 1273 bcd 1905 b La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur les concentrations moyennes en CO2 dans le substrat, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les moyennes des traitements biochars (n = 8) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
206
Tableau S3.23 Biomasses, nombre (Nb) de fruits et surface foliaire des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement
Total 1 Aérienne 2 Feuille Fruit Tige Racine Fruit Masse fruit frais Surface Foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)
F50 Témoin (0%) 44 40 7 25 7 4 122 222 0,16
M550 (5%) 58* 53 ab** 11 33** 9 5 152 268 0,20
M550 (10%) 55 49 ab 11 29 9 6 131 237 0,22* M550 (15%) 56 51 ab* 11 30 9 5 130 249 0,22* M700 (5%) 53 48 b 9 30 8 5 149 266 0,18
M700 (10%) 56 51 ab* 11 32* 9 5 124 269 0,21 M700 (15%) 65*** 60 a*** 13** 35*** 11** 5 173 286* 0,24***
P700 (5%) 63*** 57 ab*** 12* 34*** 10* 5 186 273 0,23** P700 (10%) 60** 55 ab*** 12** 32* 11** 4 146 249 0,24*** P700 (15%) 63*** 57 ab*** 13** 33** 11** 6 172 262 0,24***
F100 Témoin (0%) 49 44 9 27 8 5 148 222 0,18
M550 (5%) 58 53 12 31 10 5 199 243 0,22
M550 (10%) 53 49 10 30 9 4 155 241 0,20 M550 (15%) 54 49 11 28 10 5 163 227 0,21 M700 (5%) 55 49 11 28 10 5 150 224 0,20
M700 (10%) 59 54 13 30 11 5 168 238 0,22 M700 (15%) 56 51 9 32 9 5 191 269 0,20
P700 (5%) 61 56 * 11 35* 10 4 222* 272 0,20 P700 (10%) 60 55 12 32 11 5 195 245 0,24 P700 (15%) 58 53 11 33 10 5 161 256 0,21
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 Total = feuille + fruit + tige + racine. 2 Aérienne = feuille + fruit + tige. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
207
Tableau S3.24 Biomasses, nombre (Nb) de fruits et la surface foliaire des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement
Total 1 Aérienne 2 Feuille Fruit Tige Racine Fruit Masse fruit frais Surface Foliaire
Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1) F50
Témoin (0%) 88 81 23 47 11 7 29 733 0,56
M550 (5%) 127 *** 119 *** 34 a*** 66 19 *** 8 47 * 1022*** 0,82 ab*** M550 (10%) 119 ** 110 ** 31 ab*** 63 17 ** 8 51 ** 988*** 0,79 abc** M550 (15%) 120 ** 111 ** 27 b 69* 16 * 8 53 *** 941** 0,66 bc M700 (5%) 129 *** 121 *** 33 a*** 70* 18 ** 8 44 997*** 0,85 a***
M700 (10%) 134 *** 125 *** 31 ab*** 77*** 17 ** 9 54 *** 1001*** 0,76 abc** M700 (15%) 119 ** 110 *** 27 b 66* 16 * 10* 56 *** 926* 0,68 abc
P700 (5%) 117 * 109 ** 31 ab*** 64 15 7 46 * 1018*** 0,74 abc* P700 (10%) 117 * 109 ** 28 b 68* 14 8 46 * 952** 0,67 bc P700 (15%) 114 * 107 * 27 b 65 15 8 51 *** 911* 0,64 c
F100 Témoin (0%) 108 100 30 56 14 8 32 769 0,76
M550 (5%) 145 AB 135 AB 43 ABC* 68 23 AB 10 62 AB** 1105* 1,15 AB*
M550 (10%) 180 A** 168 A** 47 AB** 95* 26 AB** 11* 63 AB** 943 1,23 AB** M550 (15%) 141 AB 132 AB 42 BC 68 22 AB 9 43 B 972 1,01 B M700 (5%) 187 A*** 175 A*** 56 A*** 86 32 A*** 12* 70 A*** 975 1,54 A***
M700 (10%) 150 AB 141 AB 43 ABC* 76 22 AB 10 53 AB* 930 1,09 B M700 (15%) 153 AB 143 AB 42 BC 78 23 AB 10 61 AB** 995 1,07 B
P700 (5%) 148 AB 138 AB 40 BC 78 21 B 10 54 AB* 997 1,06 B P700 (10%) 143 AB 133 AB 38 BC 75 21 B 10 49 AB 945 0,99 B P700 (15%) 126 B 116 B 33 C 64 20 B 9 45 B 810 0,84 B
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 Total = feuille + fruit + tige + racine. 2 Aérienne = feuille + fruit + tige. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
208
Tableau S3.25 Concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des différentes parties des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement N Total 1 N Aérienne 2 N Feuille N Fruit N Tige N Racine P Total 1 P Aérienne 2 P Feuille P Fruit P Tige P Racine (g N kg masse sèche-1) (g P kg masse sèche -1)
F50 Témoin (0%) 75 59 27 15 17 16 31 17 8 3,6 5,7 14
M550 (5%) 74 a 59 ab 28 14 17 15 29 bc 17 abc 7,7 ab 3,2 ab 6,2 ab 12 a
M550 (10%) 74 ab 59 a 29 14 17 15 27 c* 16 abc 6,9 ab 3,3 ab 6,1 ab 10 bc** M550 (15%) 75 a 58 ab 27 15 15 17 21 d*** 14 bc* 5,7 b* 3,3 ab 5,2 b 6 d*** M700 (5%) 72 ab 56 ab 26 14 16 16 32 ab 17 abc 7,1 ab 3,4 ab 6,1 ab 15 a
M700 (10%) 73 ab 57 ab 26 15 17 16 29 bc 17 ab 7,5 ab 3,6 a 6,1 ab 12 b M700 (15%) 71 ab 56 ab 26 14 15 16 22 d*** 14 c* 5,8 b* 3,2 ab 5,1 b 8 cd***
P700 (5%) 70 ab 55 ab 26 13 * 16 15 32 ab 15 bc 6,5 ab 2,9 b* 5,7 ab 17 a* P700 (10%) 74 a 59 ab 28 14 17 15 35 a* 18 a 8,1 a 3,3 ab 7,0 a* 17 a* P700 (15%) 68 b** 54 b* 25 14 14 14 32 ab 16 abc 6,9 ab 3,1 ab 6,1 ab 16 a
F100 Témoin (0%) 74 60 27 15 17 14 35 17 7 3,2 6,8 18
M550 (5%) 74 60 29 AB 15 AB 16 14 37 AB 16 ABC 6,9 ABC 3,0 6,6 ABC 21 AB
M550 (10%) 74 61 30 A 14 AB 16 14 30 C 16 BC 6,6 BC 3,1 6,2 ABC 14 C M550 (15%) 77 63 31 A* 14 AB 17 15 19 D*** 14 C* 5,4 C* 2,9 5,8 C 5 D*** M700 (5%) 75 61 29 AB 14 AB 18 13 38 AB 18 AB 7,2 ABC 3,1 7,2 AB 20 AB
M700 (10%) 76 63 28 AB 16 A 19 14 33 BC 17 AB 7,4 AB 3,1 6,9 ABC 15 C M700 (15%) 75 61 29 AB 15 AB 17 14 23 D*** 16 BC 6,5 BC 3,2 6,1 BC 8 D***
P700 (5%) 71 57 26 B 13 B 17 14 38 AB 17 ABC 7,0 ABC 2,8 7,2 AB 19 BC P700 (10%) 74 60 29 AB 14 AB 17 14 40 A 17 ABC 7,2 ABC 3,0 6,8 ABC 21 AB P700 (15%) 76 61 30 A 15 AB 16 14 43 A*** 19 A 8,7 A 3,2 7,4 A 24 A***
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 Total = feuille + fruit + tige + racine. 2 Aérienne = feuille + fruit + tige. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
209
Tableau S3.26 Concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des différentes parties des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.
Traitement N Total 1 N Aérienne 2 N Feuille N Fruit N Tige N Racine P Total 1 P Aérienne 2 P Feuille P Fruit P Tige P Racine (g N kg masse sèche-1) (g P kg masse sèche-1)
F50 Témoin (0%) 96 73 40 18 14 23 22 11 4,3 4,0 2,8 11
M550 (5%) 90 ab 71 ab 38 18 15 a 19 c*** 18 c** 11 abc 3,7 ** 3,9 ab 2,9 a 8 cd M550 (10%) 90 ab 71 ab 40 17 14 abc 19 bc*** 20 bc 10 abc 3,9 3,7 ab 2,8 abc 9 bc M550 (15%) 86 b*** 67 ab* 37 17 13 bcd 19 bc*** 14 d*** 10 c*** 3,7 ** 3,5 b* 2,3 c* 4 d*** M700 (5%) 93 a 72 a 41 17 14 ab 21 abc 20 abc 11 abc 3,9 3,8 ab 2,8 ab 10 abc
M700 (10%) 91 ab 70 ab 40 16 14 ab 21 abc 22 ab 10 abc* 3,9 3,4 b** 2,7 abc 12 ab M700 (15%) 85 ab*** 65 b** 38 16* 12 d* 20 abc** 17 c*** 10 bc** 4,0 3,4 b** 2,4 bc* 8 cd*
P700 (5%) 92 ab 70 ab 38 18 14 ab 22 a 23 a 11 a 4,3 4,0 a 2,8 abc 12 ab P700 (10%) 94 a 72 a 41 18 14 abcd 22 ab 24 a 11 ab 4,0 3,9 ab 2,8 ab 13 a P700 (15%) 88 b** 67 ab 39 16 12 cd* 21 abc* 23 a 10 abc* 4,1 3,5 ab 2,3 c* 13 a
F100 Témoin (0%) 99 79 41 22 16 21 32 12 4,3 4,5 3,2 20
M550 (5%) 100 AB 76 AB 39 21 15 25 A*** 34 BC 12 AB 4,2 AB 4,5 3,3 22 BC M550 (10%) 96 AB 73 B 38 21 15 23 AB 30 CD 12 AB 4,2 AB 4,3 3,2 18 CD M550 (15%) 99 AB 76 AB 39 21 15 23 AB* 18 E*** 11 B 3,6 B* 4,2 2,9 7 E*** M700 (5%) 105 A 83 A 42 23 18 23 AB 38 AB 13 A 4,8 A 4,6 3,8 25 ABC
M700 (10%) 99 AB 76 AB 41 20 15 23 AB 34 ABC 12 AB 4,2 AB 4,3 3,2 23 ABC M700 (15%) 95 B 74 AB 39 21 14 21 BC 24 DE 11 AB 4,2 AB 4,4 2,9 12 DE
P700 (5%) 98 AB 77 AB 40 20 17 21 BC 40 AB 12 AB 4,5 A 4,4 3,5 28 AB P700 (10%) 98 AB 77 AB 41 20 16 21 BC 39 AB 12 AB 4,5 A 4,3 3,2 27 AB P700 (15%) 97 AB 78 AB 39 22 16 20 C 42 A** 12 AB 4,4 A 4,5 3,3 30 A**
Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 Total = feuille + fruit + tige + racine. 2 Aérienne = feuille + fruit + tige. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.
210
Tableau S3.27 Coefficients de correlation Pearson entre les variables mesurées au cours des 63 jours de culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).
Les symbols indiquent une valeur de p value significatif à: * = ≤ 0.05, ** = ≤ 0.01, *** = ≤ 0.001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Concentration moyenne en CO2 dans l’air du substrat (μL L-1); FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (mg kg substrat sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg kg substrat sec-1); Concentration minérale dans le substrat Biomasses sèches (totale, feuilles, fruits, tiges, racines, aérienne) (g plant-1); Surface foliaire (m2 plant-1); et Concentration totale en azote (N) et en phosphore (P) dans les tissus de la biomasse totale (feuilles, tiges, fruits et racines) de la plante (mg kg masse sèche-1).
211
Chapitre 4: Matériel Supplémentaire
Tableau S4.1 Analyse de la variance (ANOVA) sur les indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences dans les différents substrats après 63 jours dans une culture de la tomate et du poivron de serre fertilisées avec la dose recommandée en nutriments (F100) (n = 4).
Unité Amplification
(qPCR) Chao1 Observed OTUs
Faith's PD Whole Tree
Shannon Simpson
Pr > F TOMATE 0,768 0,483 0,419 0,094 0,508 0,507
POIVRON * ** ** ** ** 0,374 p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
Tableau S4.2 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac
Comparaison par paire Tomate Poivron
F. Model R2 Pr (>F) F. Model R2 Pr (>F)
Témoin vs M550 4,08 0,41 0,03 7,34 0,55 0,03
Témoin vs M700 3,67 0,38 0,03 8,30 0,58 0,03
Témoin vs P700 1,76 0,23 0,03 3,25 0,35 0,03
M550 vs M700 1,90 0,24 0,03 3,31 0,36 0,03
M550 vs P700 4,64 0,44 0,03 6,17 0,51 0,03 M700 vs P700 4,00 0,40 0,04 6,62 0,52 0,04
F-Tests p < 0,05 indique une différence significative entre la comparaison par paire pour chacune des cultures. La variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999 permutations.
212
Tableau S4.3 Indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences dans les différents substrats après 63 jours dans une culture de la tomate et du poivron de serre fertilisées avec la dose recommandée en nutriments (F100).
Unité d’amplification Nb OTUs Indices de diversité alpha (qPCR) Observé Chao1 Faith's PD Shannon Simpson
TOMATE
Témoin 1,47E+10 920 1752 62,3 8,1 0,984 M550 1,03E+10 932 1795 68,1 7,7 0,970 M700 1,11E+10 1028 1927 72,8 8,3 0,987 P700 1,15E+10 1000 1964 69,2 8,2 0,977
POIVRON
Témoin 1,15E+10 ab 983 c 1771 b 67,1 c 8,1 b 0,986 M550 1,64E+10 ab 1031 bc 1936 ab 72,9 b 8,4 ab 0,991 M700 2,51E+10 a 1108 a 2081 a 77,4 a 8,7 a 0,991 P700 1,04E+10 b 1059 ab 2006 a 72,6 b 8,5 a 0,990
Les moyennes (n = 4) suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochars d’érables pyrolysés à 550˚C et 700˚C respectivement et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
Tableau S4.4 Évaluation de la croissance d’un agent de lutte biologique Streptomyces griseoviridis de la souche K61 (Mycostop) après 3 jours sur une gélose à 10% de TSA en présence ou en absence de biochar.
Traitements Streptomyces griseoviridis UFC mL-1 (1 x 104)
M400 49 ± 6 b M550 14 ± 2 c M700 18 ± 4 c P700 75 ± 4 a W400 16 ± 2 c
Témoin (TSA) 51 ± 8 b Expérience effectuée dans des plats de Petri sur un milieu TSA à 10%. Témoin sans biochar (TSA 10% seulement); 5% (m/v) de M400, M550 et M700, biochars d’érables pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C et de W400, biochar de saule pyrolysé à 400˚C. UFC, Unité formant colonie; TSA, Trypto-caséine soja.
213
Fig. S4.1 Pourcentage d’abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) bactériennes dans les substrats au niveau de la classe après 63 jours dans la culture de la tomate et du poivron de serre, fertilisées avec la dose recommandée en nutriments. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C.
214
Chapitre 5: Matériel Supplémentaire
Tableau S5.1 Caractérisation des traitements de sol avec ou sans compost.
Traitement pHa NO3b NH4
b Ctotc Ntot
c C:Nd
(mg N kg sol sec-1) (%) (%) (ratio)
Sans compost
Témoin 6,5 ± 0,0 2,9 ± 0,1 4,3 ± 0,4 2,6 ± 0,1 0,2 ± 0,0 11
M400 6,7 ± 0,1 3,1 ± 0,2 4,7 ± 0,2 5,7 ± 0,2 0,3 ± 0,0 21
M550 7,0 ± 0,0 3,2 ± 0,1 4,9 ± 0,2 5,5 ± 0,0 0,3 ± 0,0 20
M700 6,9 ± 0,0 3,1 ± 0,2 4,9 ± 0,3 5,1 ± 0,0 0,3 ± 0,0 20
P700 6,5 ± 0,0 3,0 ± 0,2 4,4 ± 0,4 6,7 ± 0,1 0,2 ± 0,0 27
Avec compost
Témoin 6,5 ± 0,0 10,6 ± 0,5 6,5 ± 0,4 4,1 ± 0,1 0,3 ± 0,0 12
M400 6,5 ± 0,1 11,4 ± 0,8 6,6 ± 0,2 6,8 ± 0,3 0,3 ± 0,0 20
M550 6,9 ± 0,0 10,7 ± 0,5 6,3 ± 0,1 6,5 ± 0,0 0,3 ± 0,0 19
M700 6,8 ± 0,0 11,2 ± 1,4 6,7 ± 0,3 6,6 ± 0,1 0,3 ± 0,0 19
P700 6,5 ± 0,0 11,8 ± 0,8 6,9 ± 0,3 7,4 ± 0,4 0,3 ± 0,0 23
Les valeurs représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 2). a Extraction à l’eau (ratio 1 : 2). b Extraction 2M KCl (ratio 1 :10). c Combustion avec un analyseur élémentaire (vario MACRO CNS, Hanau, DE). d Le ratio C:N a été calculé à partir des valeurs obtenues en Ctot et Ntot. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
215
Tableau S5.2 Analyse de la variance (ANOVA) sur les émissions de gaz et de l’analyse chimique et biologique du sol au jour 44 et à la fin d’une étude d’incubation (jour 338) (n = 4).
Effet (Pr > F) Émissions gaz Concentration minérale Activité biologique
CO2 CH4 N2O DN NO3 NH4 DOC DIC Ctot Ntot C:N pH MBC MBN FDA Compost *** 0,758 0,586 *** ** 0,362 *** 0,057 *** *** *** *** *** *** **
Traitement *** *** *** *** *** 0,182 *** *** *** *** *** *** * 0,156 *** Compost x Traitement *** 0,772 * * * 0,576 0,445 *** *** *** 0,226 0,057 0,760 0,898 0,619
Temps *** *** *** *** *** *** 0,244 *** 0,230 *** *** *** *** 0,372 0,066
Compost x Temps *** 0,427 * *** *** 0,942 ** 0,204 0,705 0,082 0,424 0,163 0,119 0,792 0,841 Traitement x Temps *** *** 0,330 *** *** 0,148 0,774 *** ** 0,569 * ** *** 0,304 ***
Compost x Traitement x Temps *** 0,416 ** *** *** 0,717 0,094 0,710 0,503 0,206 0,930 0,606 0,986 0,410 **
Effet (Pr > F) Cumul total gaz
CO2 CH4 N2O Compost *** 0,435 0,095
Traitement *** *** *** Compost x Traitement *** 0,656 ***
Émissions en CO2 (mg C kg sol sec-1 j-1), CH4 (μg C kg sol sec-1 j-1) et N2O (μg N kg sol sec-1 j-1); DN, azote total dissous (mg N kg sol sec-1) ; NO3, nitrate (mg N kg sol sec-1) ; NH4, ammonium (mg N kg sol sec-1), DOC, carbone organique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg sol sec-1) ; Ctot, carbone total (%) ; Ntot, azote total (%) ; C:N, carbone / azote (ratio) ; MBC, biomasse microbienne en carbone (mg C kg sol sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg N kg sol sec-1), FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1). p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
216
Tableau S5.3 Concentrations en carbone organique et inorganique dissous et le pH mesurés dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.
DOC DIC pH (mg C kg sol sec-1) (mg C kg sol sec-1)
Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338
Sans compost
Témoin 12 ± 1 b 15 ± 3 b 4 ± 1 b 2 ± 0 c 6,6 ± 0,1 c 6,4 ± 0,1 b
M400 29 ± 5 a 28 ± 2 a 23 ± 1 a 15 ± 2 b 7,6 ± 0,1 a 7,5 ± 0,1 a M550 25 ± 9 a 23 ± 0 a 24 ± 0 a 18 ± 1 a 7,6 ± 0,1 a 7,6 ± 0,1 a M700 24 ± 3 a 28 ± 2 a 22 ± 2 a 16 ± 1 ab 7,7 ± 0,1 a 7,6 ± 0,0 a
P700 10 ± 2 b 14 ± 5 b 4 ± 2 b 2 ± 1 c 7,0 ± 0,2 b 6,6 ± 0,2 b Avec compost
Témoin 43 ± 2 C 37 ± 2 B 5 ± 1 c 5 ± 3 B 6,8 ± 0,1 C 6,7 ± 0,1 c
M400 60 ± 5 A 58 ± 6 A 24 ± 1 a 16 ± 1 A 7,6 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a M550 50 ± 4 BC 50 ± 5 A 24 ± 0 a 17 ± 1 A 7,7 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a M700 58 ± 2 AB 55 ± 4 A 20 ± 1 b 15 ± 1 A 7,6 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a
P700 45 ± 10 C 35 ± 3 B 5 ± 1 c 3 ± 0 B 7,0 ± 0,2 B 6,9 ± 0,1 b Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
217
Tableau S5.4 Concentrations en azote minéral mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.
DN NO3- NH4
+
(mg N kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1)
Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338
Sans compost
Témoin 114 ± 3 a 279 ± 14 a 107 ± 2 a 267 ± 17 0,06 ± 0,10 0,00 ± 0,00 M400 73 ± 6 b 217 ± 5 d 70 ± 4 b 253 ± 9 0,22 ± 0,24 0,00 ± 0,00 M550 84 ± 3 b 260 ± 2 b 81 ± 3 b 273 ± 22 0,15 ± 0,27 0,13 ± 0,15 M700 79 ± 1 b 242 ± 9 c 74 ± 4 b 261 ± 8 0,23 ± 0,24 0,00 ± 0,00
P700 34 ± 9 c 212 ± 5 d 45 ± 7 c 243 ± 8 0,06 ± 0,12 0,00 ± 0,00 Avec compost
Témoin 120 ± 5 A 340 ± 9 A 109 ± 5 A 327 ± 6 A 0,11 ± 0,13 0,00 ± 0,00 M400 86 ± 7 C 263 ± 11 C 77 ± 7 C 211 ± 8 C 0,28 ± 0,35 0,00 ± 0,00
M550 102 ± 3 B 288 ± 17 B 94 ± 4 B 251 ± 7 B 0,09 ± 0,08 0,00 ± 0,00 M700 87 ± 3 C 270 ± 4 BC 79 ± 4 C 239 ± 7 B 0,07 ± 0,06 0,00 ± 0,00 P700 52 ± 6 D 248 ± 1 C 59 ± 7 D 211 ± 8 C 0,01 ± 0,03 0,00 ± 0,00
Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. DN, azote total dissous. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
218
Tableau S5.5 Concentrations en carbone (C) et en azote (N) total mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.
Ctot Ntot C:N
(%) (%) (ratio) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Sans compost
Témoin 2,6 ± 0,0 b 2,5 ± 0,0 c 0,24 ± 0,00 b 0,26 ± 0,01 b 10,5 ± 0,1 c 9,8 ± 0,3 c M400 6,0 ± 0,4 a 5,9 ± 0,2 b 0,33 ± 0,02 a 0,36 ± 0,01 a 18,2 ± 0,3 b 16,6 ± 0,2 b M550 6,2 ± 0,3 a 5,9 ± 0,2 b 0,34 ± 0,01 a 0,35 ± 0,02 a 18,3 ± 0,4 b 16,6 ± 0,3 b M700 6,1 ± 0,3 a 5,8 ± 0,3 b 0,33 ± 0,01 a 0,35 ± 0,01 a 18,5 ± 0,6 b 16,5 ± 0,5 b P700 6,9 ± 0,6 a 7,2 ± 0,3 a 0,33 ± 0,02 a 0,35 ± 0,01 a 21,0 ± 2,1 a 20,9 ± 1,2 a
Avec compost Témoin 3,7 ± 0,0 B 3,6 ± 0,0 C 0,31 ± 0,01 A 0,33 ± 0,00 A 11,9 ± 0,5 C 10,8 ± 0,1 C
M400 5,1 ± 0,3 A 4,7 ± 0,2 B 0,27 ± 0,01 B 0,28 ± 0,01 BC 19,2 ± 0,8 B 16,9 ± 0,5 B M550 4,9 ± 0,1 A 4,7 ± 0,1 B 0,26 ± 0,01 B 0,28 ± 0,00 B 19,0 ± 0,2 B 16,9 ± 0,2 B M700 4,9 ± 0,2 A 4,9 ± 0,1 B 0,26 ± 0,00 B 0,28 ± 0,01 B 19,0 ± 0,7 B 17,4 ± 0,9 B P700 5,5 ± 0,6 A 6,0 ± 0,2 A 0,24 ± 0,01 C 0,27 ± 0,01 C 22,9 ± 2,2 A 22,4 ± 0,3 A
Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
219
Tableau S5.6 Biomasse microbienne en carbone et en azote et activité enzymatique mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.
MBC MBN FDA (mg C kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1) (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338
Sans compost
Témoin 310 ± 32 b 328 ± 47 a 23 ± 5 28 ± 12 25 ± 4 b 32 ± 4 a M400 419 ± 30 a 283 ± 47 ab 35 ± 5 29 ± 3 33 ± 1 a 20 ± 4 b M550 311 ± 45 b 265 ± 44 b 30 ± 9 21 ± 5 24 ± 5 b 21 ± 4 b M700 352 ± 30 ab 274 ± 34 ab 26 ± 7 23 ± 10 28 ± 4 ab 21 ± 3 b P700 298 ± 26 b 309 ± 15 ab 29 ± 7 36 ± 13 17 ± 1 c 25 ± 4 ab
Avec compost Témoin 390 ± 23 379 ± 24 33 ± 4 35 ± 13 27 ± 6 AB 31 ± 4 A
M400 461 ± 37 290 ± 38 43 ± 8 31 ± 1 28 ± 6 AB 26 ± 3 AB M550 375 ± 38 301 ± 74 34 ± 13 33 ± 7 30 ± 3 AB 23 ± 5 B M700 410 ± 31 319 ± 63 34 ± 9 38 ± 16 32 ± 3 A 23 ± 2 B P700 377 ± 60 340 ± 95 42 ± 13 37 ± 11 22 ± 5 B 26 ± 2 AB
Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. MBC, biomasse microbienne en carbone; MBN, biomasse microbienne en azote; FDA, fluorescéine diacétate. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
220
Tableau S5.7 Analyse de la variance (ANOVA) sur les taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote et de l’analyse chimique du sol au jour 0 et au jour 343 de l’étude d’incubation (n = 4).
Effet (Pr > F)
Taux bruts 15N Analyse du sol 15N
N M I
pH Ctot Ntot Abondance
15N 15Ntot
Taux de récupération
15N Compost 0,340 0,138 0,219 0,222 *** *** *** 0,116 0,114
Traitement 0,260 ** * *** *** *** ** *** *** Compost x Traitement 0,767 0,907 0,866 0,115 0,522 0,116 0,372 0,655 0,654
Temps ** *** *** ** ** * *** *** ***
Compost x Temps 0,503 0,307 0,360 0,790 0,171 0,464 0,554 0,324 0,325 Traitement x Temps 0,510 0,088 0,680 0,492 0,550 0,920 0,924 0,926 0,927
Compost x Traitement x Temps 0,210 0,547 0,896 0,114 0,402 0,417 0,824 0,809 0,809 N, nitrification (mg N kg sol sec-1 h-1), M, minéralisation (mg N kg sol sec-1 h-1) ; I, immobilisation (mg N kg sol sec-1 h-1) ; Ctot, carbone total (%) ; Ntot, azote total (%) ; C:N, carbone / azote (ratio) ; Abondance 15N (atom %) ; 15Ntot, azote total marquée (mg kg sol sec-1) ; Taux de récupération 15N (%). p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
221
Tableau S5.8 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours.
Taux bruts 15N (mg N kg sol sec-1 h-1)
Traitement N M I
(mg N kg-1 h-1) (mg N kg-1 h-1) (mg N kg-1 h-1) Jour 0
Sans compost Témoin 1,37 ± 1,18 0,17 ± 0,11 0,46 ± 0,19
M400 1,19 ± 0,72 0,10 ± 0,02 0,50 ± 0,40 M550 0,55 ± 0,33 0,13 ± 0,07 0,62 ± 0,33 M700 0,86 ± 0,37 0,11 ± 0,02 0,62 ± 0,37 P700 0,35 ± 0,41 0,07 ± 0,03 0,33 ± 0,22
Avec compost Témoin 1,10 ± 0,68 0,18 ± 0,10 0,64 ± 0,28
M400 1,14 ± 0,92 0,14 ± 0,08 0,63 ± 0,32 M550 1,40 ± 0,62 0,22 ± 0,12 0,66 ± 0,59 M700 1,42 ± 1,06 0,17 ± 0,04 0,97 ± 0,34 P700 0,83 ± 0,71 0,08 ± 0,05 0,35 ± 0,17
Jour 343 Sans compost
Témoin 0,81 ± 0,85 0,04 ± 0,04 0,42 ± 0,31 M400 1,71 ± 0,74 0,03 ± 0,01 0,24 ± 0,07 M550 3,98 ± 2,19 0,06 ± 0,04 0,29 ± 0,14 M700 2,75 ± 1,38 0,07 ± 0,02 0,47 ± 0,34 P700 1,05 ± 0,68 0,02 ± 0,01 0,26 ± 0,25
Avec compost Témoin 2,72 ± 3,17 0,03 ± 0,02 0,30 ± 0,17
M400 3,88 ± 3,70 0,02 ± 0,01 0,22 ± 0,18 M550 2,12 ± 1,98 0,05 ± 0,02 0,38 ± 0,33 M700 2,41 ± 2,45 0,07 ± 0,04 0,58 ± 0,33 P700 1,90 ± 1,13 0,06 ± 0,05 0,30 ± 0,18
Les valeurs représentent les moyennes ± écart-type (n = 4). L’analyse statistique est présentée au tableau S5.7 et les résultats de l’analyse au tableau 5.1.
N, nitrification ; M, minéralisation; I, immobilisation. Témoin sans biochar; M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
222
Tableau S5.9 Analyse chimique dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation au jour 0 et au jour 343.
pH Ntot Ctot C:N Abondance 15N 15Ntot
Taux de récupération 15N
(%) (%) (ratio) (atom %) (mg kg sol sec-1) (%)
Effet traitement1
Témoin 6,8 ± 0,2 c 0,28 ± 0,04 b 3,13 ± 0,58 c 11,0 ± 0,8 0,48 ± 0,03 a 29,8 ± 5,3 a 135 ± 24 a
M400 7,7 ± 0,2 a 0,30 ± 0,04 a 5,52 ± 0,70 b 18,4 ± 0,8 0,47 ± 0,02 ab 29,1 ± 5,8 a 132 ± 26 a
M550 7,7 ± 0,1 a 0,30 ± 0,04 a 5,44 ± 0,54 b 18,2 ± 1,1 0,47 ± 0,02 ab 28,9 ± 5,3 a 131 ± 24 a
M700 7,6 ± 0,2 a 0,30 ± 0,04 a 5,56 ± 0,95 b 18,7 ± 1,8 0,46 ± 0,02 b 27,1 ± 5,8 ab 123 ± 26 ab
P700 7,1 ± 0,2 b 0,28 ± 0,04 b 6,64 ± 0,65 a 24,0 ± 1,5 0,46 ± 0,02 b 24,9 ± 5,7 b 113 ± 26 b
Effet temps
Jour 0 7,4 ± 0,4 A 0,28 ± 0,04 B 5,36 ± 1,36 A 18,5 ± 4,2 0,47 ± 0,02 A 29,4 ± 5,1 A 133 ± 23 A
Jour 343 7,3 ± 0,5 B 0,29 ± 0,04 A 5,15 ± 1,33 B 17,6 ± 4,4 0,46 ± 0,03 B 26,5 ± 6,1 B 120 ± 28 B Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. 1 Les moyennes des traitements sans et avec compost (3,8 % m/m) ont été combinées, car il n’y avait aucune interraction significative entre traitement et compost (p > 0,05) (Tableau S5.7). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
223
Tableau S5.10 Émissions de gaz mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.
CO2 CH4 N2O (mg C kg sol sec-1 j-1) (μg C kg sol sec-1 j-1) (μg N kg sol sec-1 j-1) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338
Sans compost
Témoin 3,4 ± 0,2 b 2,5 ± 0,3 a -0,11 ± 0,09 a 0,09 ± 0,01 7,7 ± 12,5 12,0 ± 13,0 a M400 4,2 ± 0,6 a 1,1 ± 0,1 c 0,04 ± 0,07 a 0,13 ± 0,03 0,6 ± 0,2 0,3 ± 0,2 ab M550 2,1 ± 0,2 c 0,8 ± 0,0 d 0,03 ± 0,04 a 0,08 ± 0,05 1,9 ± 2,7 0,1 ± 0,0 b M700 3,4 ± 0,5 b 0,9 ± 0,1 d 0,02 ± 0,15 a 0,13 ± 0,03 0,4 ± 0,2 0,2 ± 0,1 b P700 3,1 ± 0,1 b 1,7 ± 0,1 b -0,27 ± 0,11 b 0,12 ± 0,07 0,3 ± 0,0 0,1 ± 0,0 b
Avec compost Témoin 6,4 ± 0,4 A 2,3 ± 0,2 A -0,05 ± 0,04 a 0,11 ± 0,01 3,7 ± 4,5 0,2 ± 0,0 A
M400 4,5 ± 0,3 B 1,0 ± 0,1 B 0,03 ± 0,03 a 0,09 ± 0,02 0,6 ± 0,1 0,2 ± 0,0 A M550 3,4 ± 0,4 C 1,1 ± 0,2 B 0,03 ± 0,01 a 0,13 ± 0,06 0,9 ± 0,8 0,2 ± 0,1 A M700 4,6 ± 0,3 B 1,0 ± 0,1 B 0,01 ± 0,04 a 0,14 ± 0,06 0,6 ± 0,2 0,2 ± 0,0 A P700 5,2 ± 0,5 B 2,1 ± 0,2 A -0,23 ± 0,11 b 0,06 ± 0,03 0,4 ± 0,2 0,1 ± 0,0 A
Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.
224
Tableau S5.11 Analyse de la variance (ANOVA) sur les différents indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences
(n = 4).
Effet (Pr > F) OTUs observé Faith's PD Chao1 Shannon Simpson
Compost *** *** *** *** ***
Traitement *** *** *** ** 0,252
Compost x Traitementt * 0,201 * * 0,225
Temps *** *** *** *** 0,189
Traitement x Temps *** *** *** *** 0,480
Compost x Temps 0,213 0,206 0,117 *** *
Compost x Traitement x Temps 0,909 0,840 0,508 0,567 0,482 p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
225
Tableau S5.12 Analyse de la variance (ANOVA) sur la composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les différents traitements de sol (biochar) avec et sans compost en fonction du temps (jour) d’incubation (n = 4).
Effet (Pr > F)
Classe Biochar Compost Biochar*Compost Jour Jour*Biochar Jour*Compost Jour*Biochar*Compost
Acidobacteria-6 *** *** 0,474 *** 0.056 * 0,505 Actinobacteria 0,095 *** 0,073 ** ** 0,837 0,565
Thermoleophilia *** *** 0,234 *** * 0,136 0,851 Cytophagia *** *** *** *** *** *** ***
Rhodothermi 0,226 *** 0,229 *** *** *** *** Anaerolineae 0,160 *** 0,138 0,107 0,230 0,329 0,451
Chloroflexi *** *** * ** *** ** 0,690 Bacilli 0,063 0,299 0,215 *** 0,378 0,092 0,416
Gemmatimonadetes 0,091 *** 0,610 *** ** 0,842 0,144 Nitrospira *** *** 0,688 *** *** 0,239 0,438
Alphaproteobacteria *** *** 0,758 *** ** *** 0,438 Betaproteobacteria *** *** *** *** * ** 0,651 Deltaproteobacteria *** *** * 0,524 *** 0,273 **
Gammaproteobacteria *** * 0,303 * *** *** * Opitutae ** ** 0,065 * 0,087 0,313 0,253
Pedosphaerae *** *** 0,159 *** * * 0,792 Spartobacteria *** *** 0,767 * 0,074 0,192 0,962
p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).
226
Tableau S5.13 Composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 de l’incubation.
JOUR 44 Sans compost Avec compost
Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria-6 3,8 a 2,7 b 2,9 b 3,0 b 4,0 a 2,7 A 2,3 A 2,5 A 2,1 A 3,1 A
Actinobacteria 9,8 a 12,8 a 10,9 a 11,2 a 10,0 a
6,1 B 7,8 AB 8,9 A 9,0 A 8,5 AB
Thermoleophilia 10,2 a 9,3 a 10,5 a 8,8 a 10,7 a
5,5 A 6,2 A 6,6 A 6,0 A 6,9 A
Cytophagia 0,6 b 1,3 a 1,0 ab 1,6 a 0,6 b
1,8 AB 2,2 A 1,7 AB 2,0 AB 1,2 B
Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a
6,7 A 4,8 A 4,8 A 5,3 A 5,7 A
Anaerolineae 1,3 ab 0,9 b 1,0 b 1,0 b 1,5 a
25,5 A 22,0 A 19,8 A 18,9 A 21,3 A
Chloroflexi 3,2 a 2,4 b 2,4 ab 2,4 b 3,1 ab
1,4 B 1,3 B 1,5 B 1,5 B 2,0 A Bacilli 2,2 ab 2,7 a 2,0 ab 2,0 ab 1,6 b
1,9 A 2,2 A 3,0 A 2,1 A 2,1 A
Gemmatimonadetes 13,9 a 13,1 a 15,9 a 14,2 a 14,1 a
9,4 A 9,1 A 10,0 A 9,9 A 8,9 A Nitrospira 0,7 a 0,8 a 0,7 a 0,7 a 1,0 a
0,4 A 0,4 A 0,4 A 0,4 A 0,6 A
Alphaproteobacteria 9,1 b 11,4 a 10,3 ab 10,9 a 9,0 b
7,6 BC 9,5 A 8,9 ABC 9,1 AB 7,5 C
Betaproteobacteria 10,0 ab 11,6 ab 11,6 ab 11,8 a 8,9 b
6,5 A 6,8 A 7,1 A 7,6 A 6,4 A
Deltaproteobacteria 5,2 a 4,6 abc 3,7 c 5,0 ab 4,0 bc
3,1 C 4,4 A 3,4 BC 4,0 AB 3,3 BC Gammaproteobacteria 1,4 b 2,1 a 1,5 b 1,8 ab 1,9 ab
1,8 B 2,2 AB 2,3 AB 2,9 A 2,2 AB
Opitutae 0,6 a 0,7 a 0,5 a 0,7 a 0,5 a
0,8 A 0,7 A 0,7 A 0,7 A 0,6 A Pedosphaerae 1,6 ab 1,6 ab 1,4 b 1,8 ab 2,1 a
1,0 AB 1,0 AB 0,7 B 0,9 AB 1,3 A
Spartobacteria 1,6 ab 1,1 c 1,3 bc 1,3 bc 1,8 a
1,1 A 0,6 B 0,8 AB 0,8 AB 1,1 AB Autres bactéries 24,8 20,9 22,3 21,8 25,4 16,8 16,7 17,0 16,8 17,4
Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
227
Tableau S5.14 Composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.
JOUR 338 Sans compost Avec compost
Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria-6 4,0 b 4,2 ab 3,6 b 3,8 b 4,9 a
2,8 B 2,8 B 2,8 B 2,5 B 3,9 A
Actinobacteria 10,4 a 9,6 a 10,7 a 9,9 a 9,8 a
7,0 A 6,2 A 7,5 A 7,1 A 7,7 A Thermoleophilia 13,9 a 10,2 b 12,6 ab 10,4 b 12,1 ab
7,9 AB 5,8 B 8,1 AB 6,2 AB 8,6 A
Cytophagia 0,4 b 0,9 ab 0,7 ab 1,0 a 0,3 b
2,3 B 5,7 A 5,0 A 4,7 A 1,3 B Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a
2,9 B 5,4 A 3,4 B 4,2 AB 2,8 B
Anaerolineae 2,9 a 3,3 a 3,1 a 3,5 a 3,0 a
24,3 A 23,4 A 19,6 A 25,1 A 17,6 A Chloroflexi 3,1 a 1,7 b 1,9 b 1,7 b 2,9 a
2,0 AB 1,0 C 1,3 BC 1,0 C 2,1 A
Bacilli 4,4 a 5,1 a 4,8 a 4,6 a 2,4 a
3,9 A 3,2 A 3,4 A 4,3 A 3,2 A Gemmatimonadetes 11,3 a 11,7 a 11,1 a 11,1 a 12,0 a
7,0 AB 5,2 B 6,2 B 5,3 B 8,9 A
Nitrospira 1,0 b 1,0 b 1,2 b 1,1 b 2,4 a
0,6 C 0,9 BC 1,1 B 0,8 BC 2,1 A Alphaproteobacteria 8,6 a 9,1 a 8,4 a 9,2 a 8,4 a
8,3 AB 9,4 A 7,8 B 8,1 AB 7,4 B
Betaproteobacteria 7,7 c 11,1 a 8,6 bc 9,7 ab 7,9 bc
5,7 A 6,6 A 6,2 A 6,3 A 7,3 A Deltaproteobacteria 3,5 d 5,2 ab 4,4 bc 5,4 a 3,8 cd
3,0 B 4,2 A 3,8 AB 4,4 A 3,8 AB
Gammaproteobacteria 1,1 c 2,7 ab 2,6 ab 3,2 a 1,7 bc
1,4 B 2,2 AB 2,6 A 2,6 A 1,9 AB Opitutae 0,4 abc 0,6 a 0,3 bc 0,6 ab 0,2 c
0,5 BC 0,6 B 0,9 A 0,8 AB 0,2 C
Pedosphaerae 0,9 b 1,2 ab 1,0 b 1,2 ab 1,4 a
0,5 A 0,6 A 0,7 A 0,6 A 0,8 A Spartobacteria 1,6 a 0,7 b 0,9 b 0,9 b 1,8 a
1,2 AB 0,5 B 0,6 AB 0,5 B 1,3 A
Autres bactéries 24,9 21,9 23,9 22,7 24,9 18,7 16,2 19,2 15,6 19,2 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).
228
Fig. S5.1 Concentration minérale et pH dans les traitements de sol avec ou sans compost au cours d’une étude d’incubation de 338 jours. DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous; DN, concentration en azote total dissous et C:N, ratio en carbone sur azote total. Dates d’échantillonnages lors de l’étude d’incubation : 9, 16, 23, 44, 86, 170 et 338 jours. Les barres représentent la moyenne ± écart type (n = 4). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m). Application de la solution fertilisante aux jours 0, 84, 168 et 252 de l’incubation.
229
Fig. S5.2 Émissions en CO2 cumulées dans les traitements de sol avec ou avec compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).
230
Fig. S5.3 Émissions en CH4 cumulées dans les traitements de sol avec ou sans compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).
231
Fig. S5.4 Émissions en N2O cumulées dans les traitements de sol avec ou sans compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).
232
Fig. S5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 (a) et au jour 338 (b) de l’incubation. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m). OTUs, unités taxonomiques opérationnelles.