Caractérisation biochimique et écologique des corps ... · GFP : protéine fluorescente verte (Green Fluorescent Protein) GlcNAc-1-P : N-acétylglucosamine-1-phosphate IgG: immunoglobuline

Caractérisation biochimique et écologique des corps multilamellaires produits chez

Dictyostelium discoideum

Mémoire

Alix Denoncourt

Maîtrise en microbiologie

Maître ès sciences (M. Sc.)

Québec, Canada

© Alix Denoncourt, 2016

iii

Résumé

Plusieurs protozoaires se nourrissant de bactéries peuvent sécréter des corps

multilamellaires (CML) dans lesquels se retrouvent certaines bactéries pathogènes

ayant résisté à la digestion par la cellule hôte. Ces bactéries enrobées dans des

CML bénéficient de protections supplémentaires contre divers stress et sont

susceptibles d’être aérosolisées et inhalées par l’humain. La présente étude visait à

élucider le rôle physiologique des CML et les mécanismes de leur formation chez

l’amibe modèle Dictyostelium discoideum. L’analyse en spectrométrie de masse du

contenu protéique des CML a révélé la présence de quatre protéines majeures,

incluant SctA communément associée aux pycnosomes. La fonction biologique des

CML reste inconnue, mais il a été déterminé que les amibes et autres protozoaires

pouvaient réinternaliser les CML sécrétés. Ces résultats permettent d’orienter les

recherches afin d’élucider le véritable rôle des CML et ainsi mieux comprendre leur

implication dans la transmission de bactéries pathogènes d’origine

environnementale.

v

Abstract

Many protozoa that feed on bacteria secrete multilamellar bodies (MLBs). MLBs

have been found to harbour pathogenic bacteria that are resistant to degradation by

the host cell. MLBs serve to protect these bacteria from various external stresses

and could be aerosolized and subsequently inhaled by humans. The aim of this

study was to elucidate the physiological role of MLBs and the mechanisms governing

their formation in the model amoeba Dictyostelium discoideum. Mass spectrometric

analyses of purified MLBs revealed the presence of four major proteins, including

SctA, a protein generally associated with pycnosomes. The biological function of

MLBs remains unclear, but we demonstrated that the amoeba and another

protozoan can reinternalize secreted MLBs. These results provide new insight into

the role of MLBs in the cell and deepen our understanding of the involvement of

MLBs in the transmission of environmental pathogenic bacteria.

vii

Table des matières

Résumé ................................................................................................................... iii Abstract ................................................................................................................... v Table des matières ................................................................................................ vii Liste des tableaux ................................................................................................... ix Liste des figures ..................................................................................................... xi Liste des abréviations .......................................................................................... xiii Remerciements .................................................................................................... xvii Avant-propos ........................................................................................................ xix Chapitre 1 ................................................................................................................ 1 Introduction ............................................................................................................. 1

1.1 Les protozoaires .............................................................................................. 1 1.2 L’amibe Dictyostelium discoideum ................................................................... 2 1.3 La voie phago-endocytique ............................................................................. 4 1.4 Les corps multilamellaires ............................................................................... 6 1.5 Relation hôte-bactéries ................................................................................... 9

1.5.1 L’enrobage de bactéries ......................................................................... 12 1.6 Problématique ............................................................................................... 16 1.7 Objectifs spécifiques ..................................................................................... 18

Chapitre 2 .............................................................................................................. 19 Identification de protéines retrouvées sur les corps multilamellaires produits par Dictyostelium discoideum ............................................................................. 19

2.1 Résumé ......................................................................................................... 19 Identification of proteins associated with multilamellar bodies produced by Dictyostelium discoideum ................................................................................... 20

2.2 Abstract ......................................................................................................... 21 2.3 Introduction ................................................................................................... 21 2.4 Material and methods .................................................................................... 23

2.4.1 Amoeba, bacteria, and antibodies ........................................................... 23 2.4.2 Bacteria/amoebae co-cultures and purification of MLBs .......................... 24 2.4.3 Protein extraction from purified MLBs ..................................................... 24 2.4.4 SDS-PAGE and Western blot analyses ................................................... 25 2.4.5 Immunofluorescence ............................................................................... 26 2.4.6 Immunoprecipitation using the H36 antibody........................................... 26 2.4.7 Protein identification by mass spectrometry ............................................ 27

2.5 Results .......................................................................................................... 27 2.5.1 Identification of proteins associated with MLBs ....................................... 27 2.5.2 Confirmation of the presence of SctA on MLBs ....................................... 30 2.5.3 The H36 antibody recognizes many proteins, including one on MLBs ..... 33 2.5.4 Comparison of the anti-SctA and H36 antibodies as MLB markers ......... 35

2.6 Discussion ..................................................................................................... 37 2.7 Acknowledgements ....................................................................................... 41 2.8 Supporting information .................................................................................. 42

Chapitre 3 .............................................................................................................. 45 Caractérisation écologique des CML .................................................................. 45

3.1 Mise en contexte ........................................................................................... 45 3.2 Matériel et méthodes ..................................................................................... 46

3.2.1 Cultures cellulaires et maintenances ....................................................... 46

viii

3.2.2 Production et purification de CML et de billes enrobées .......................... 46 3.2.3 Test de phagocytose par D. discoideum ................................................. 48 3.2.4 Test de phagocytose par T. pyriformis .................................................... 49 3.2.5 Immunofluorescence ............................................................................... 49 3.2.6 Microscopie électronique à transmission (MET) ...................................... 50

3.3 Résultats ....................................................................................................... 51 3.3.1 Production et purification de billes enrobées ........................................... 51 3.3.2 Test de phagocytose par D. discoideum ................................................. 54 3.3.3 Test de phagocytose par T. pyriformis .................................................... 55

Chapitre 4 .............................................................................................................. 63 Discussion générale ............................................................................................. 63

4. 1 Rôles possibles des CML ............................................................................. 66 4.1.1 Communication intercellulaire ................................................................. 66 4.1.2 Cargo ...................................................................................................... 67 4.1.3 Source de nutriments .............................................................................. 68 4.1.4 Déchets métaboliques ............................................................................ 69 4.1.5 Influence écologique sur d’autres micro-organismes ............................... 69

4.2 Conclusion et perspectives ............................................................................ 70 Bibliographie ......................................................................................................... 73

ix

Liste des tableaux

Tableau 1.1 Liste des combinaisons bactérie-protozoaire où l’enrobage de bactéries a été observé. ......................................................................................................... 15

Table 2.1. Major proteins associated with MLBs based on mass spectrometric analyses. ................................................................................................................ 29

S2.1 Table. Complete list of proteins associated with MLBs based on mass spectrometric analyses. .......................................................................................... 42

xi

Liste des figures

Figure 1.1. Le développement multicellulaire chez D. discoideum ............................ 3

Figure 1.2. La voie phago-endocytique chez D. discoideum ..................................... 6

Figure 1.3. Les corps multilamellaires produits par les protozoaires ......................... 7

Figure 1.4. Les corps multilamellaires sont formés par l’invagination des membranes

lysosomales chez D. discoideum .............................................................................. 8

Figure 1.5. Certaines bactéries peuvent survivre à l’intérieur des protozoaires ....... 11

Figure 1.6. L’enrobage de bactéries par les protozoaires ........................................ 14

Figure 1.7. Les protozoaires peuvent enrober des billes de polystyrène dans des

corps multilamellaires ............................................................................................. 16

Figure 2.1. Protein profile of purified MLBs ............................................................. 30

Figure 2.2. SctA is an MLB-associated protein ....................................................... 32

Figure 2.3. MLBs have different morphologies ........................................................ 33

Figure 2.4. The H36 and AD7.5 antibodies recognize the same protein bands in

reducing and non-reducing conditions .................................................................... 35

Figure 2.5. Comparison of the anti-SctA and H36 antibodies as MLB markers. ...... 36

Figure 3.1. Protocole de purification de CML produits par D. discoideum ............... 48

Figure 3.2. Images en microscopie à fluorescence des échantillons de billes

enrobées purifiées .................................................................................................. 53

Figure 3.3. Images en microscopie électronique à transmission des échantillons de

billes enrobées et purifiées ..................................................................................... 54

Figure 3.4. Images en microscopie à fluorescence des échantillons contenant des

amibes D. discoideum en présence de billes enrobées........................................... 55


ciliés T. pyriformis en présence de billes enrobées ................................................. 57


ciliés T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum ..................................... 58

Figure 3.7. Séries d’images en microscopie confocale de corps fécaux produits par

T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum après 90 minutes de contact . 59

Figure 3.8. Images en microscopie électronique à transmission des échantillons

contenant des ciliés T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum .............. 62

xiii

Liste des abréviations

AMPc : adénosine monophosphate cyclique ARNm : acide ribonucléique messager ATP : adénosine triphosphate BSA : albumine de sérum bovin (Bovine Serum Albumin) CHAPS : 3-[(3-cholamidopropyl)diméthylammonio]-1-propanesulfonate CML : corps multilamellaire DAPI : 4',6'-diamidino-2-phénylindole DTT : Dithiothréitol EDTA : Éthylène diamine tetra-acétique G : Gauss GFP : protéine fluorescente verte (Green Fluorescent Protein) GlcNAc-1-P : N-acétylglucosamine-1-phosphate IgG: immunoglobuline G kDa : kilodalton kV: kilovolt LB: Lysogeny Broth M: molaire MALDI-TOF-MS: Spectrométrie de masse à temps de vol et désorption-ionisation

laser assistée par matrice (Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Time-Of-Flight Mass Spectrometry)

MET : microscopie électronique à transmission MLB : Multilamellar Bodies mM: millimolaire PBS : tampon phosphate salin (Phosphate Buffered Saline) PCB: Plate Count Broth pH: potentiel hydrogène PMSF : fluorure de phénylméthylsulfonyle (Phenylmethylsulfonyl Fluoride) RPM : rotation par minute SDS-PAGE : électrophorèse en gel de polyacrylamide en présence de

dodécylsulfate de sodium (Sodium Dodecyl Sulfate Polyacrylamide Gel Electrophoresis)

TEM : Transmission Electron Microscopy TSA : Tryptic Soy Agar V-ATPase ou H+ATPase de type V : pompe à proton de type vacuolaire

xv

À mes parents, pour la vie qu’ils m’ont

donnée

xvii

Remerciements

La réalisation de ce projet de maîtrise a été possible grâce au support et à la

présence de nombreuses personnes. Tout d’abord, je souhaite remercier mon

directeur de recherche, le Dr Steve Charette, pour sa grande disponibilité, son

écoute et ses encouragements continus tout au long de mon projet qui a pris

quelques fois une tournure sinueuse. Steve, merci de m’avoir accordé la chance

inestimable de faire partie de ton équipe. Tu es l’acteur principal de l’atmosphère

incroyable et chaleureuse qui demeure au fil des années au sein de ce laboratoire.

Un grand merci également aux deux autres membres de mon comité d’évaluation,

les Dre Caroline Duchaine et Manon Couture, pour leurs commentaires judicieux et

le temps qu’elles ont accordé à l’encadrement de ce projet. De plus, l’aboutissement

de ces travaux n’aurait pu avoir lieu sans la contribution des organismes

subventionnaires : le CRSNG et le FRQNT pour les bourses de maîtrise et le CRIPA

et l’AELIÉS pour les bourses de voyage et la subvention pédagogique.

Si les années consacrées à ce projet ont été aussi formidables, c’est grâce à de

nombreuses personnes travaillant au sein de l’équipe de recherche. Je ne pourrais

oublier de remercier Valérie, ma première formatrice de stage qui m’a tout appris de

la vie de laboratoire, compagne de voyage hors pair et complice absolue du projet

des bactéries enrobées. Tu as été et reste un modèle pour ma future vie

professionnelle, et une grande amie tout au long de mon séjour au laboratoire. Merci

pour ta grande écoute, ta complicité et de constituer ma source première de potins

croustillants! Je tiens également à remercier Katherine, pour ta générosité et toutes

les fois où tu es venue à mon secours alors que je me débattais avec les Mac,

Cynthia, pour ta bonne humeur constante et Jade, pour ton amitié de longue date, ta

folie divertissante et de m’avoir permis de partager les aléas de la culture des

amibes! Merci à Sabrina, cette force tranquille, en voyage j’y ai découvert une

personne géniale et amusante. Je remercie également Alex et Martin, la relève, et

Antony, pour avoir fait grandir ma culture des mathématiciens et bio-informaticiens

célèbres! Enfin, les anciens : Myriam et son énergie débordante, Mélanie, Jean-

Guillaume, Stéphanie et Geneviève, qui ont contribué chacun d’eux à rendre chaque

jour au laboratoire si agréable.

xviii

Je ne remercierai jamais assez mes parents, Hélène et Richard, pour nous avoir tout

donné, à moi et à ma sœur, afin que l’on ait les meilleurs outils dans la vie. Je

n’aurais pas pu demander meilleurs parents. À mon père, tout particulièrement,

merci pour ta présence et la fierté que tu me témoignes chaque jour. Merci à ma

grande sœur Estelle d’être présente dans ma vie : malgré nos petits différends

fraternels, je ne t’échangerais pour rien au monde. Pour finir, je remercie également

mes amies Marie-Ève, qui a survécu au baccalauréat avec moi et dont l’amitié m’a

été précieuse toutes ces années, et Audrey : depuis près de 10 ans qu’on se

connaît, tu es restée aussi vraie et attentive qu’au premier jour.

xix

Avant-propos

Le chapitre 2 de ce mémoire est rédigé sous la forme d’un article scientifique qui a

été soumis à la revue PLOS ONE le 14 mars 2016 (numéro de manuscrit : PONE-D-

16-10674). Cet article porte sur l’identification des protéines retrouvées sur les corps

multilamellaires produits par l’amibe Dictyostelium discoideum. Les auteurs sont Alix

M. Denoncourt, Valérie E. Paquet, Ahmadreza Sedighi et Steve J. Charette. Tous

les auteurs sont affiliés à l’Institut de Biologie Intégrative et des Systèmes, Université

Laval.

Mon statut concernant cet article est celui de première auteure. J’ai rédigé la totalité

de l’article à l’exception des sections portant sur les immunoprécipitations avec

l’anticorps H36 et les immunobuvardages de type Western avec les anticorps H36 et

AD7.5 (écrites par S. J. Charette), ainsi qu’une partie de la section Résultats traitant

de l’identification des protéines par spectrométrie de masse (écrite par V. E.

Paquet). S. J. Charette et V. E. Paquet ont également révisé l’article. J’ai réalisé la

majorité des expériences qui y sont présentées. V. E. Paquet a participé activement

à la purification et à la préparation des échantillons de corps multilamellaires pour la

spectrométrie de masse ainsi qu’à l’analyse des résultats de l’identification des

protéines. Les immunoprécipitations avec l’anticorps H36 et les immunobuvardages

de type Western avec les anticorps H36 et AD7.5 ont été effectués par A. Sedighi.

Cette étude a été entièrement réalisée sous la supervision de S. J. Charette.

1

Chapitre 1

Introduction

1.1 Les protozoaires

Le terme «protiste» regroupe l’ensemble des organismes eucaryotes unicellulaires

qui, par opposition aux organismes supérieurs, ne forment pas de tissus spécialisés,

bien que certaines espèces possèdent un stade multicellulaire. Parmi ceux-ci, les

protistes hétérotrophes sont également connus sous l’appellation de «protozoaire»

qui constitue plutôt un regroupement paraphylétique que d’un véritable taxon (Adl et

al., 2005). Les protozoaires peuvent être classés en quatre grandes catégories selon

leur mode de locomotion, soit le déplacement par pseudopodes (amibes), cils

(ciliés), flagelles (flagellés) ou spores flagellées (sporozoaires). Certains sont des

parasites d’animaux alors que d’autres vivent de façon libre dans l’environnement.

Ces derniers se retrouvent dans pratiquement tous les écosystèmes terrestres et

aquatiques ainsi que dans plusieurs installations artificielles telles que les tours de

refroidissement, les unités dentaires et les réseaux d’eau potable (Greub et Raoult,

2004).

De nombreux protozoaires se nourrissent de bactéries, champignons ou algues par

phagocytose. Les caractéristiques propres à chaque groupe fonctionnel de

protozoaire leur confèrent une niche écologique particulière. Ainsi, les amibes

dominent les systèmes biologiques du sol où elles peuvent avoir accès aux pores de

petite taille dans la matrice du sol par extension de leurs pseudopodes afin d’y

chasser leurs proies (Ekelund et Ronn, 1994). La prédation par les protozoaires

constitue une source majeure de mortalité bactérienne dans les écosystèmes

marins, d’eau douce et du sol (Fenchel, 1987). Ce faisant, les protozoaires

bactériovores participent activement au contrôle des populations bactériennes

(Fenchel, 1987) en plus de favoriser le recyclage des nutriments dans les réseaux

trophiques (Bamforth, 1985). Certains prédateurs bactériens sont plus spécifiques

que d’autres dans la sélection de leurs proies. Par exemple, l’amibe Acanthamoeba

castellanii fait preuve de discrimination entre les différentes bactéries cibles à l’aide

de récepteurs membranaires liant des sucres à la surface des cellules à ingérer

2

(Brown et al., 1975). Par conséquent, les protozoaires constituent d’importants

modulateurs de la structure génétique et fonctionnelle des communautés

microbiennes (Griffiths, 1999; Ronn et al., 2002).

1.2 L’amibe Dictyostelium discoideum

Plusieurs protozoaires sont utilisés à titre d’organismes modèles pour l’étude de

divers processus cellulaires fondamentaux, tirant profit de leurs caractéristiques

communes avec certaines cellules humaines. Le cilié Tetrahymena (Eisen et al.,

2006) ainsi que les amibes Acanthamoeba (Sandstrom et al., 2011) et Dictyostelium

discoideum (Bozzaro et Eichinger, 2011; Cosson et Soldati, 2008; Dallaire-Dufresne

et al., 2011) sont parmi les plus fréquemment employés. D. discoideum est un

phagocyte professionnel ubiquitaire des sols humides se nourrissant de bactéries et

autres micro-organismes. L’utilisation de cette amibe en tant qu’organisme modèle

est de la plus grande praticité : elle croît à la température de la pièce dans un milieu

de culture axénique ou en présence de bactéries digestibles, possède un court

temps de génération (entre 4 et 12 heures) et son petit génome haploïde est

entièrement séquencé et annoté (Eichinger et al., 2005). Cette dernière

caractéristique permet la réalisation de manipulations génétiques de toutes sortes

telles que l’inactivation ciblée de gènes par recombinaison homologue (Charette et

al., 2006a; Kuspa et al., 1995) et l’étiquetage de gènes à l’aide de vecteurs

d’expression (Levi et al., 2000; Manstein et al., 1995).

D. discoideum est également une amibe dite «sociale», c’est-à-dire qu’elle est

capable de former des structures multicellulaires lorsque la nourriture vient à

manquer, une stratégie visant la survie de la collectivité au détriment de l’individu.

D’un état végétatif et solitaire, les cellules évoluent vers différentes phases

d’agrégation, de différenciation cellulaire et de morphogénèse afin de permettre la

formation de corps fructifères supportant des masses de spores capables de résister

à des environnements moins favorables (Figure 1.1) (Kessin, 2001). Ces spores

sont éventuellement dispersées par contact avec des petits invertébrés du sol (ex. :

nématodes) alors que les cellules de la tige des corps fructifères sont sacrifiées. Le

développement multicellulaire chez D. discoideum constitue un vaste sujet de

recherche incluant, entre autres, les surprenantes notions de coopérativité et

3

d’altruisme chez un organisme unicellulaire ainsi que les phénomènes de

communication intercellulaire et de chimiotaxie.

Figure 1.1. Le développement multicellulaire chez D. discoideum. Dans le sens horaire à partir de l’astérisque (*): en situation de famine, les amibes sécrètent des vagues d’AMPc menant à l’agrégation d’environ 100 000 cellules en un monticule. Ce dernier s’allonge en hauteur pour former une pointe constituée des cellules contrôlant l’organisation et le développement de la structure. Au stade suivant, les amibes peuvent soit procéder directement à la production des corps fructifères, soit former un plasmode (en bas à gauche sur l’image). Celui-ci possède de remarquables capacités photo- et thermotactiques permettant sa migration selon des gradients de lumière et de chaleur afin de repérer les conditions les plus favorables. Lors de la culmination des corps fructifères, les cellules de la tige sécrètent de grandes quantités de cellulose pour rigidifier la structure et meurent durant le processus. Les cellules restantes s’encapsulent d’une paroi de cellulose et de mucopolysaccharides caractéristiques des spores, puis celles-ci sont soulevées jusqu’au sommet de la tige. Image en microscopie électronique: Copyright, M.J. Grimson & R.L. Blanton, Biological Sciences Electron Microscopy Laboratory, Texas Tech University.

L’intérêt suscité en recherche par D. discoideum réside également dans le fait de sa

ressemblance saisissante avec les macrophages du système immunitaire animal.

Les leucocytes tels que les macrophages, neutrophiles et cellules dendritiques sont

qualifiés de phagocytes professionnels au regard de leur efficace ingestion de micro-

organismes, tout comme D. discoideum qui peut internaliser jusqu’à 300 bactéries

4

par heure (Bozzaro et al., 2008; Steinert, 2011). Les amibes et les cellules de

mammifères partagent des stratégies phagocytiques de base similaires (Cosson et

Soldati, 2008) telles que la capacité de repérer et chasser les proies par chimiotaxie

(van Es et Devreotes, 1999) ainsi que les mécanismes de mise à mort des micro-

organismes faisant intervenir une variété d’enzymes et de transporteurs ioniques).

De plus, le trafic membranaire et la voie endocytique chez D. discoideum sont

hautement similaires aux processus en vigueur chez les macrophages (Cardelli,

2001; Solomon et Isberg, 2000). Par ailleurs, il existe un haut degré de conservation

entre les protéomes de l’humain et de D. discoideum (Eichinger et al., 2005), et cette

orthologie permet l’étude de certaines protéines d’intérêt dans le contexte simplifié

que constitue l’amibe. Enfin, une des contributions les plus notables du modèle

amibien est son utilisation comme hôte alternatif de plusieurs bactéries pathogènes

infectant les macrophages (Bonifait et al., 2011; Bozzaro et al., 2008; Clarke, 2010;

Cosson et Soldati, 2008; Dallaire-Dufresne et al., 2011; Steinert, 2011). D.

discoideum est donc largement employé pour l’étude de la virulence bactérienne et

des interactions hôte-pathogène.

1.3 La voie phago-endocytique

Les amibes acquièrent les nutriments nécessaires à leur survie par l’internalisation

de molécules via la formation de vésicules. Ce processus est désigné par le terme

«phagocytose» lorsqu’il y a ingestion de particules solides alors que la

macropinocytose réfère à l’engouffrement de fluides dans de larges vacuoles ayant

habituellement de 0,5 à 2 µm de diamètre (Mercanti et al., 2006). Chez D.

discoideum, des souches axéniques ont été sélectionnées en laboratoire pour leur

capacité à s’alimenter par macropinocytose, sans l’apport de bactéries comestibles.

La phagocytose d’une particule est initiée par sa liaison à des récepteurs

membranaires de surface et la transduction subséquente de signaux intracellulaires

induisant la réorganisation locale du cytosquelette d’actine (Mellman, 1996). Il y a

alors invagination de la membrane plasmique en une coupe phagocytique afin

d’encercler la particule qui est engouffrée dans la cellule (Figure 1.2). Le matériel

ingéré se retrouve emprisonné dans un phagosome pendant environ une minute,

avant le retrait du manteau de protéines du cytosquelette entourant la vésicule

5

(Hacker et al., 1997; Maniak et al., 1995). Le phagosome mature fusionne ensuite

rapidement avec des vésicules contenant des pompes à proton de type vacuolaire

(H+-ATPase de type V ou V-ATPase) qui sont incorporées dans la membrane du

compartiment résultant, le lysosome (Bush et al., 1994; Clarke et al., 2002; Nolta et

al., 1994; Temesvari et al., 1996). La fusion des vésicules permet également

l’introduction d’enzymes lysosomales moins de 3 minutes après l’ingestion de

bactéries (Souza et al., 1997) alors que le compartiment est acidifié par l’action des

pompes à protons (Aubry et al., 1993; Padh et al., 1991). Chez D. discoideum, deux

classes d’enzymes de type hydrolase sont acheminées successivement aux

lysosomes : celles portant la modification post-traductionnelle N-acétylglucosamine-

1-phosphate (GlcNAc-1-P) et celles modifiées avec un mannose-6-phosphate

(Souza et al., 1997). Les protéases à cystéine, modifiées par l’ajout d’un GlcNAc-1-

P, jouent un rôle majeur dans la dégradation des bactéries internalisées dans les

lysosomes (Mehta et al., 1995; North et Cotter, 1991).

Une fois la digestion de la particule complétée, le compartiment revient à un pH

neutre et se voit dépouillé de plusieurs protéines telles que les pompes H+-ATPase

(Aubry et al., 1993; Padh et al., 1993). Ce lysosome tardif (ou post-lysosome)

acquiert également plusieurs autres marqueurs, notamment l’actine, la coronine et la

vacuoline (Rauchenberger et al., 1997). Parallèlement, le lysosome tardif permet la

formation de structures composées de multiples couches membranaires appelées

corps multilamellaires, ceux-ci ne se formant que lors de la phagocytose de

bactéries et non lors de l’internalisation de fluides (Hohl, 1965; Marchetti et al.,

2004). Le contenu du lysosome tardif est finalement sécrété dans l’environnement

par fusion du compartiment avec la membrane plasmique.

6

Figure 1.2. La voie phago-endocytique chez D. discoideum. A. Schéma hypothétique de la voie phago-endocytique chez D. discoideum. Plusieurs protéines distribuées dans la voie phago-endocytique peuvent servir de marqueurs pour la visualisation des différents compartiments. La protéine p25 est internalisée lors de la formation de la coupe phagocytique puis est retournée à la surface via un système d’endosomes de recyclage (Charette et al., 2006b). La protéine p80 s’accumule quant à elle tout au long de la voie phago-endocytique (Ravanel et al., 2001) alors que la pompe H+-ATPase est associée aux lysosomes (Bush et al., 1994; Nolta et al., 1994; Temesvari et al., 1996) et à la vacuole contractile (Fok et al., 1993). Le cytosquelette d’actine est impliqué dans la formation de la coupe phagocytique ou macropinocytique en plus de se retrouver sur les lysosomes tardifs (Rauchenberger et al., 1997). Enfin, la protéine reconnue par l’anticorps H36 se situe majoritairement sur la membrane plasmique. Ph : phagosome, Ly : lysosome, LT : lysosome tardif, ER : endosomes de recyclage. Image : Steve Charette, communication personnelle. B. Les différentes étapes de la phagocytose de bactéries Klebsiella aerogenes par D. discoideum : adhésion de l’amibe à la bactérie, internalisation de la proie dans un phagosome, mise à mort et dégradation de la bactérie. Image en microscopie électronique à transmission reproduite de Cosson et Soldati, 2008.

1.4 Les corps multilamellaires

Les corps multilamellaires (CML) sont de petites structures protéo-lipidiques

d’origine lysosomale, composées de multiples membranes concentriques et dont

l’aspect se rapproche de celui de pelures d’oignon (Figure 1.3). Une grande variété

de cellules eucaryotes produisent et sécrètent des CML ou des vésicules

apparentées (appelées corps fécaux ou fecal pellets), incluant les amibes, ciliés et

autres protistes phagotrophes (Allen et Wolf, 1979; Buck, 1990, 2005; Chekabab et

al., 2012; Gezelius, 1959; Hohl, 1965; Paquet et al., 2013). Chez D. discoideum, les

CML sont produits abondamment lorsque les cellules se nourrissent activement de

bactéries digestibles, bien que la présence de CML puisse encore être détectée

dans des populations d’amibes à différentes étapes du développement

multicellulaire (après ingestion de bactéries) (Hohl, 1965). La morphologie des CML

7

varie grandement selon le type de protozoaire, allant de lamelles concentriques

étroitement assemblées à des spirales de membranes relâchées (Figure 1.3). De

même, la taille de ces structures dépend de l’identité du protozoaire : alors que les

CML produits par D. discoideum sont de l’ordre d’environ 1 µm (Gezelius, 1961;

Mercer et Shaffer, 1960) ceux issus de protozoaires plus imposants tels que

Tetrahymena et Acanthamoeba peuvent atteindre 5 µm de diamètre (Berk et al.,

2008; Berk et al., 1998).

Figure 1.3. Les corps multilamellaires produits par les protozoaires. A. Image en microscopie électronique à transmission d’un corps multilamellaire produit par l’amibe D. discoideum en présence de bactéries digestibles Klebsiella aerogenes. Image : Steve Charette, communication personnelle. B. Image en microscopie électronique à transmission d’un CML produit par le cilié Tetrahymena sp. en présence de bactéries digestibles Escherichia coli DH5α. Image reproduite de Berk et al., 2008. Échelle : A = 0,2 µm et B = 0,5 µm.

La fonction biologique des CML chez les protozoaires est inconnue, malgré que

plusieurs études aient suggéré un rôle d’éjection de déchets bactériens non

digestibles (Gezelius, 1959; Hohl, 1965) ou encore d’externalisation de protéines

(Barondes et al., 1985). Même si l’ingestion de bactéries est nécessaire à la

formation des CML chez D. discoideum, le processus en soi dépend

vraisemblablement du métabolisme du protozoaire. En effet, la composition lipidique

des CML chez D. discoideum, en majorité des phospholipides et des lipides neutres

(ex. : les stérols), révèle une origine amibienne plutôt que bactérienne aux

membranes qui composent ces structures (Paquet et al., 2013). Cette information

8

appuie les observations selon lesquelles les CML seraient le résultat de

l’invagination répétitive de membranes lysosomales à l’intérieur des compartiments

(Denoncourt et al., 2014) (Figure 1.4). En présence de bactéries digestibles comme

en présence d’U18666A, une drogue qui altère le transport intracellulaire du

cholestérol chez les mammifères, l’invagination des membranes lysosomales et la

production de CML sont stimulées chez les cellules (Marchetti et al., 2004). Cela

suggère donc un lien entre le métabolisme des stérols chez les protozoaires et la

formation des CML, mais les mécanismes moléculaires gouvernant ce processus

restent à être élucidés. Enfin, le type de bactérie internalisée a également une

incidence sur la formation des CML puisque la morphologie de ces structures diffère

grandement chez les amibes phagocytant des bactéries à Gram positif

comparativement à celles confrontées à des bactéries à Gram négatif (Denoncourt

et al., 2014).

Figure 1.4. Les corps multilamellaires sont formés par l’invagination des membranes lysosomales chez D. discoideum. A. Image en microscopie électronique à transmission d’une cellule de D. discoideum cultivée en présence de bactéries digestibles K. aerogenes et arborant un CML intra-lysosomal (flèche) ainsi qu’un profil d’invagination de la membrane lysosomale (encadré). B. Grossissement de l’encadré en A montrant l’invagination de la membrane du lysosome. Images reproduites de Denoncourt et al., 2014. Échelle : A = 2 µm et B = 0,2 µm.

Peu d’informations sont disponibles à propos de la composition protéique des CML

et des gènes impliqués dans leur biogenèse. En fait, une des rares protéines

identifiées sur les CML est la discoidine I (Barondes et al., 1985), une lectine ayant

9

un rôle dans l’adhésion cellulaire et la migration ordonnée des amibes lors du

développement multicellulaire (Springer et al., 1984). Détectée sur les CML à l’aide

d’un anticorps monoclonal spécifique, la discoidine I semblerait toutefois être

associée uniquement aux CML présents et excrétés par les cellules au stade

multicellulaire (Barondes et al., 1985). Certains composants bactériens ont

également été décelés sur les CML, entre autres des polysaccharides capsulaires

(Cooper et al., 1986), non digestibles par les amibes (Osen et al., 1965).

Chez les cellules humaines, des structures appelées «corps lamellaires» peuvent

être considérées comme les analogues morphologiques des CML. En effet, ces

corps lamellaires possèdent le même aspect de multiples couches membranaires

concentriques et se présentent comme des organelles de sécrétion et de stockage

de lipides. Mesurant entre 0,1 et 2,4 µm de diamètre, les corps lamellaires sont

retrouvés chez diverses cellules du corps humain, notamment celles de l’épithélium

pulmonaire. Les corps lamellaires produits par les pneumocytes de type II sont

connus pour leur rôle de véhicule pour les protéines de surfactant pulmonaire.

Toutefois, la formation de ces structures lipidiques diffère vraisemblablement de

celle des CML puisqu’il ne semble pas y avoir de lien avec le processus de

phagocytose. Des corps lamellaires sont également produits chez les macrophages,

des cellules phagocytaires du système immunitaire. Chez ces dernières, les corps

lamellaires auraient une origine lysosomale en plus d’être composés en majorité de

phospholipides et de cholestérol. D’ailleurs, il a été suggéré que les corps

lamellaires constituent un moyen de disposer de l’excès de cholestérol et d’échanger

des lipides entre les différentes cellules. Enfin, certaines maladies impliquant le

métabolisme ou le transport des lipides provoquent l’accumulation pathologique de

membranes lysosomales menant à la formation de corps lamellaires (Schmitz et

Muller, 1991).

1.5 Relation hôte-bactéries

Résultats d’une longue coévolution de plus d’un milliard d’années (Greub et Raoult,

2003), les multiples interactions entre protozoaires et bactéries ont mené à

l’émergence de plusieurs micro-organismes résistants à la prédation. En effet, la

pression exercée par l’activité prédatrice des protozoaires a contribué à la

10

diversification des caractéristiques fonctionnelles chez les populations bactériennes

et à la sélection des adaptations les plus susceptibles de permettre leur survie (Matz

et Kjelleberg, 2005). Parallèlement, ces mécanismes de résistance face aux

prédateurs primitifs présentent de fortes similarités avec les traits de virulence

observés chez les bactéries pathogènes infectant les eucaryotes supérieurs (Adiba

et al., 2010). Ainsi, des agents pathogènes tels que Streptomyces californicus (Yli-

Pirila et al., 2007) et Mycobacterium avium (Cirillo et al., 1997) voient leur virulence

augmenter à la suite de leur incubation en présence de protozoaires. Ces derniers,

plus particulièrement les amibes, présentent de nombreuses ressemblances avec

les macrophages du système immunitaire animal, notamment les mécanismes de

phagocytose et la machinerie microbicide. En conséquence, la résistance à la

prédation par les protozoaires est considérée comme étant une condition évolutive

préalable au développement de la pathogénicité bactérienne (King et al., 1988).

Les stratégies de défense contre les prédateurs peuvent impliquer la modification

morphologique de la bactérie, la production de métabolites secondaires ou encore

de systèmes de sécrétion d’effecteurs. Les bactéries résistantes sont dites

extracellulaires lorsque leur action inhibe leur ingestion ou leur reconnaissance par

le prédateur alors que les bactéries intracellulaires peuvent survivre ou se multiplier

à l’intérieur de la cellule hôte. Par exemple, Salmonella enterica parvient à modifier

la composition de ses lipopolysaccharides de surface afin d’entraver sa détection par

l’amibe Naegleria gruberi (Wildschutte et al., 2004). Escherichia coli O157 :H57, une

souche bactérienne causant des colites hémorragiques chez l’humain, sécrète des

exotoxines létales pour le cilié Tetrahymena thermophila (Lainhart et al., 2009).

La stratégie de survie intracellulaire est l’une des plus remarquables. Les bactéries

ingérées sont capables d’éviter la digestion à l’intérieur du prédateur et de se loger

dans des vacuoles ou directement dans le cytoplasme de l’hôte (Figure 1.5A).

D’autres encore peuvent résider dans des kystes, les formes dormantes et

hautement résistantes produites par certains protozoaires confrontés à des

conditions environnementales défavorables (Figure 1.5B). L’exemple le plus connu

de survie et de réplication intracellulaire est sans contredit celui de Legionella

pneumophila, une bactérie pathogène causant de graves infections pulmonaires.

Lorsqu’elles sont phagocytées par des amibes, les légionelles parviennent à

11

détourner la voie phagocytique et à inhiber la fusion entre le phagosome et les

lysosomes afin d’échapper à la dégradation (Bozue et Johnson, 1996). L.

pneumophila recrute ensuite différents organites (mitochondries, petites vésicules et

réticulum endoplasmique rugueux) qui s’associent avec le phagosome, permettant à

la bactérie de se camoufler alors qu’elle se multiplie dans ce compartiment modifié

(Finsel et Hilbi, 2015; Prashar et Terebiznik, 2015). Les légionelles, comme les

protozoaires, abondent dans les environnements d’eau douce et dans de

nombreuses installations hydriques artificielles (tours de refroidissement, douches

domestiques, spas, etc.) à partir desquelles elles sont aérosolisées et inhalées par

l’humain (Abu Kwaik et al., 1998; Fields, 1996). Si les bactéries viennent à atteindre

les voies respiratoires inférieures, elles infectent les macrophages alvéolaires d’une

manière hautement similaire à celle employée chez l’amibe (Horwitz, 1983; Segal et

Shuman, 1999; Swanson et Isberg, 1995). En fait, les protozoaires constituent les

hôtes naturels de L. pneumophila, celle-ci étant moins apte à se répliquer de façon

extracellulaire dans l’environnement (Murga et al., 2001). L’infection chez l’humain

serait alors la conséquence indirecte de l’adaptation de cette bactérie à son hôte

amibien. D’ailleurs, il a été proposé que la légionellose ne soit non pas causée par

les bactéries en libre circulation, mais bien par celles associées aux protozoaires

(Rowbotham, 1980).

Figure 1.5. Certaines bactéries peuvent survivre à l’intérieur des protozoaires. A. Image en microscopie électronique à transmission d’une amibe Acanthamoeba astronyxis permettant la survie intracellulaire de bactéries Pseudomonas aeruginosa après 72 heures de co-culture. B. Après 6 jours de co-culture, les amibes forment des kystes résistants à l’intérieur desquels se retrouvent les bactéries P. aeruginosa. Images reproduites de Marciano-Cabral et Cabral, 2003. Échelle : A et B = 1 µm.

12

Les protozoaires sont donc considérés comme de véritables réservoirs de micro-

organismes pathogènes dans l’environnement, notamment pour les bactéries

Mycobacterium spp. (Krishna-Prasad, 1978), Listeria monocytogenes (Ly et Muller,

1990) et Francisella tularensis (Berdal et al., 1996). En plus de supporter la

prolifération de ces bactéries en grandes quantités, les protozoaires constitueraient

également un vecteur de transmission qualifié de «Cheval de Troie» en ce sens que

les bactéries internalisées sont protégées des premières lignes de défense du

système immunitaire (Barker et Brown, 1994). Par exemple, la capacité de

Mycobacterium avium à infecter les cellules épithéliales intestinales chez la souris

est augmentée lorsque la bactérie est co-inoculée avec l’amibe Acanthamoeba

castellanii (Cirillo et al., 1997). L’accentuation de la virulence n’est pas le seul

avantage dont bénéficient les micro-organismes résidant dans les protozoaires. En

effet, les parasites intracellulaires sont protégés contre une variété de stress

physiques ou chimiques en plus de profiter d’une augmentation de leur survie à long

terme (revu dans (Denoncourt et al., 2014)). Ainsi, la bactérie Afipia felis résiste à la

chloration lorsqu’incluse dans des kystes d’Acanthamoeba polyphaga (La Scola et

Raoult, 1999). Shigella sonnei et Shigella dysenteriae se logeant dans A. castellanii

sont protégées de l’action de la gentamicine (Saeed et al., 2009). Enfin, l’association

de L. pneumophila avec Acanthamoeba sp. diminue de 1,5 à 2 fois l’efficacité des

radiations ultraviolettes à éliminer les bactéries (Cervero-Arago et al., 2014).

Les mécanismes permettant aux bactéries internalisées de s’échapper de leur hôte

ne sont pas toujours bien compris. Dans certaines situations, il y a induction de la

lyse du protozoaire afin de permettre la libération d’une grande quantité de cellules

bactériennes. L’éjection non-lytique de la bactérie est également possible, entre

autres dans le cas de Mycobacterium tuberculosis (Hagedorn et al., 2009). Un autre

processus de sortie méconnu est celui de l’enrobage des bactéries dans des CML

qui sont ensuite sécrétés par exocytose.

1.5.1 L’enrobage de bactéries

L’enrobage de bactéries consiste en l’inclusion de ces micro-organismes dans des

CML ou des corps fécaux produits par les protozoaires. En effet, certaines bactéries

peuvent survivre à l’ingestion par un protozoaire et ainsi résister à la dégradation

13

enzymatique s’opérant dans les lysosomes du prédateur. Elles se retrouvent alors

enrobées dans les CML se formant au terme de la voie phagocytique. Ces

enrobages sont ensuite relâchés dans le milieu extérieur par la fusion du lysosome

tardif avec la membrane plasmique (exocytose) ou par la lyse du protozoaire induite

par les bactéries. Chez D. discoideum, l’enrobage de bactéries survient lorsqu’il y a

phagocytose simultanée de bactéries digestibles, stimulant la formation de CML, et

de bactéries résistantes se retrouvant enrobées dans ces CML (Figure 1.6).

L’enrobage de bactéries est un phénomène complexe et encore mal compris à ce

jour (Denoncourt et al., 2014). L’issue de l’interaction entre une bactérie et un

protozoaire dépend d’une multitude de facteurs, notamment les conditions de

croissance et les proportions relatives entre les deux micro-organismes. De plus,

deux souches d’une espèce bactérienne ne seront pas nécessairement enrobées

par un même protozoaire (Paquet et Charette, 2016), ce qui témoigne de la très

grande variabilité et la complexité qu’impliquent les interactions bactéries-

protozoaires.

À l’heure actuelle, cinq espèces bactériennes pathogènes sont connues pour être

enrobées par des protozoaires (Tableau 1.1), mais quelques bactéries non-

pathogènes telles que Cupriavidus sp. et Rathayibacter triciti sont aussi maintenant

connues pour être incluses dans des CML (Paquet et Charette, 2016). Les

protozoaires connus pour accomplir de l’enrobage de bactéries appartiennent au

groupe des ciliés ou des amibes.

Le phénomène de l’enrobage de bactéries soulève l’intérêt en recherche du fait que

ces bactéries, toujours viables à l’intérieur des CML, sont protégées contre une

multitude de stress chimiques ou physiques. En effet, la nature lipidique hautement

compactée des CML constituerait une barrière physique limitant l’impact de divers

agents et conditions environnementales sur les bactéries enrobées. Par exemple, L.

pneumophila enrobée dans des CML produits par Acanthamoeba polyphaga ou

Acanthamoeba castellanii peut résister à l’action de biocides couramment employés

dans la désinfection de tours de refroidissement ainsi qu’à des cycles de gel-dégel

(Berk et al., 1998). Lorsqu’elles sont enveloppées dans des corps fécaux sécrétés

par Tetrahymena tropicalis, les légionelles présentent également une augmentation

14

de leur survie à long terme en milieu pauvre en plus d’être significativement plus

infectieuses dans des pneumocytes humains (Koubar et al., 2011). De plus, il a été

démontré que des bactéries E. coli O157:H7 incluses dans des corps fécaux de

Tetrahymena pyriformis étaient capables de se multiplier et de s’échapper de

l’enrobage lorsqu’exposées à un milieu riche (Gourabathini et al., 2008).

Figure 1.6. L’enrobage de bactéries par les protozoaires. A. Schéma hypothétique de la voie phagocytique chez D. discoideum menant à l’enrobage de bactéries. Les bactéries digestibles (B. Dig.) sont dégradées dans les lysosomes alors que les bactéries résistantes (B. Pat.) sont incluses dans les corps multilamellaires naissants à l’étape du lysosome tardif. Image : Steve Charette, communication personnelle. B. Image en microscopie électronique à transmission d’un corps multilamellaire produit par l’amibe Acanthamoeba castellanii et contenant des bactéries Legionella pneumophila. Image reproduite de Berk et al., 1998. C. Image en microscopie électronique à balayage d’un corps fécal en voie d’être sécrété par le cilié Tetrahymena sp. et contenant de nombreuses bactéries Escherichia coli O157:H7. Image reproduite de Smith et al., 2012. Échelle : B = 1 µm et C = 2 µm.

15

Tableau 1.1 Liste des combinaisons bactérie-protozoaire où l’enrobage de bactéries a été observé.

Bactérie Protozoaire Issue de l'interaction Références

Escherichia coli O157

Glaucoma spp. Enrobage dans des vésicules sécrétées, multiplication et fuite hors des vésicules

(Gourabathini et al., 2008)

Tetrahymena pyriformis

Tetrahymena sp. Survie intracellulaire, enrobage dans des vésicules sécrétées

(Smith et al., 2012)

Helicobacter pylori

Acanthamoeba astronyxis

Enrobage dans des vésicules sécrétées, multiplication intracellulaire

(Marciano-Cabral et Cabral, 2003)

Legionella pneumophila

Acanthamoeba castellanii

Enrobage dans des vésicules sécrétées, protection contre des biocides et à des cycles de gel-dégel

(Berk et al., 1998)

Acanthamoeba polyphaga

Tetrahymena tropicalis

Enrobage dans des vésicules sécrétées

(Berk et al., 2008)

Enrobage dans des vésicules sécrétées, survie à long terme, protection contre la gentamicine, infectivité accrue

(Koubar et al., 2011)

Listeria monocytogenes

Glaucoma spp. Enrobage dans des vésicules sécrétées


Colpoda spp.

Enrobage dans des vésicules sécrétées, protection contre l'hypochlorite de sodium, protection contre la gentamicine

(Raghu Nadhanan et Thomas, 2014)

Salmonella enterica

Glaucoma sp. Enrobage dans des vésicules sécrétées


Tetrahymena pyriformis

Tetrahymena sp.

Enrobage dans des vésicules sécrétées, survie accrue, protection contre de faibles concentrations d'hypochlorite de calcium

(Brandl et al., 2005)

Tableau reproduit de Denoncourt et al., 2014.

Bien que les mécanismes dirigeant l’enrobage des bactéries ne soient pas connus, il

est établi que ce processus est sous le contrôle du protozoaire et non de la bactérie

résistante. En effet, l’amibe D. discoideum parvient à enrober des billes de

polystyrène dans des CML, ces billes physiologiquement inertes permettant de

mimer le comportement des bactéries résistantes (Figure 1.7) (Denoncourt et al.,

2014). Ainsi, il convient qu’étudier la physiologie du protozoaire est primordial dans

la compréhension du phénomène de l’enrobage de bactéries.

16

Figure 1.7. Les protozoaires peuvent enrober des billes de polystyrène dans des corps multilamellaires. Image en microscopie électronique à transmission d’une bille de polystyrène enrobée dans un corps multilamellaire par l’amibe D. discoideum en présence de bactéries digestibles K. aerogenes. Image reproduite de Denoncourt et al., 2014. Échelle = 0,2 µm.

1.6 Problématique

Les données rassemblées à ce jour sur l’enrobage de bactéries permettent

d’entrevoir un rôle pour ce processus dans la persistance et la propagation de

bactéries pathogènes dans l’environnement. En effet, les bactéries enrobées

conservent leur viabilité et sont aptes à se libérer des CML lorsque des conditions

favorables se présentent. Protégées contre l’action des désinfectants et d’autres

agressions du milieu extérieur, elles représentent donc une difficulté supplémentaire

dans l’éradication des agents pathogènes. Certaines études indiquent également

que la virulence des bactéries pathogènes pourrait être exacerbée après leur

passage dans un protozoaire (Cirillo et al., 1997; Koubar et al., 2011). De plus, la

quantité de CML et de corps fécaux relâchés dans l’environnement pourrait être très

importante considérant l’ubiquité des protozoaires et leur étroite association avec les

bactéries. Enfin, le nombre de bactéries pathogènes pouvant être enrobées par un

protozoaire est pratiquement incalculable puisque, chaque interaction entre un

protozoaire et une souche bactérienne étant unique, les possibilités de

combinaisons sont pratiquement infinies.

17

L’aspect central de la problématique entourant le phénomène de l’enrobage de

bactéries est que l’aérosolisation et l’inhalation subséquente de CML chargés

d’agents pathogènes pourraient constituer un vecteur d’importance dans la

transmission d’infections respiratoires. Les installations hydriques artificielles telles

que les tours de refroidissement et les réseaux d’eau potable, mais également les

étendues d’eau douce stagnante supportent communément la croissance de

protozoaires et de bactéries potentiellement pathogènes, et sont donc susceptibles

de générer des aérosols assortis de CML contaminés. Rowbotham fut le premier à

émettre l’hypothèse que des vésicules d’origine amibienne contenant de grandes

quantités de bactéries L. pneumophila soient les principaux véhicules de

transmission de la maladie du Légionnaire (Rowbotham, 1980, 1986). En effet, les

CML sont suffisamment petits (moins de 5 µm) pour atteindre les voies respiratoires

inférieures lorsqu’inhalés par l’humain et, une fois à l’intérieur des alvéoles

pulmonaires, les bactéries pathogènes incluses dans les CML pourraient facilement

infecter les macrophages et autres cellules de l’hôte. L’enrobage de bactéries dans

des CML porte vraisemblablement plus à conséquence que leur inclusion dans des

kystes ou des cellules végétatives de protozoaires puisque la taille réduite des CML

leur permettrait de s’infiltrer plus profondément dans le tractus respiratoire que les

kystes ou les cellules végétatives.

Les données préliminaires montrent que les CML produits par D. discoideum

peuvent être aérosolisés et que leur structure n’est pas endommagée lors du

processus (V. Paquet, communication personnelle). Ainsi, cela suggère que des

bactéries incluses dans des CML pourraient survivre aux stress imposés par

l’aérosolisation et conserver leur potentiel infectieux. Le phénomène de l’enrobage

de bactéries pourrait donc expliquer pourquoi de fortes doses infectieuses de micro-

organismes peuvent être propagées sur de très longues distances sans souffrir de la

dessiccation (Nguyen et al., 2006; Nygard et al., 2008).

La problématique du présent projet porte sur le manque de connaissances que nous

avons sur la fonction biologique des CML et les processus de formation de ces

structures chez l’amibe. La compréhension des mécanismes de formation des CML

pourrait permettre de développer des outils pour mieux contrôler leur production

dans l’environnement et ainsi limiter l’enrobage de bactéries pathogènes dans

18

certaines installations humaines critiques. Le premier pas vers ces réalisations serait

l’identification précise des éléments composant les CML, notamment le contenu

protéique qui demeure inconnu à ce jour. De plus, l’implication des CML dans la

propagation de bactéries infectieuses consiste en un phénomène plutôt accidentel :

le véritable rôle des CML dans la physiologie des protozoaires reste encore à être

découvert. La formation de CML ou de structures apparentées est un processus

conservé parmi un grand nombre de cellules eucaryotes, et il est donc peu probable

que de telles structures ne possèdent pas une quelconque fonction d’importance

chez ces organismes. Une autre avenue pour étudier cet aspect de la problématique

est de considérer le rôle des CML d’un point de vue écologique. Quelle est

l’importance de la sécrétion de CML pour une population d’amibes? Pour répondre à

cette question, il importe de déterminer l’impact de la production des CML sur les

populations de protozoaires cohabitant dans un écosystème.

1.7 Objectifs spécifiques

La présente étude vise à élucider les mécanismes de formation et le rôle

physiologique des CML chez l’amibe D. discoideum. À cet effet, la caractérisation à

la fois biochimique et écologique des CML a été entreprise. Les objectifs spécifiques

associés à ce projet sont :

1. Identifier et caractériser les protéines majeures retrouvées sur les CML.

Les fonctions des protéines détectées pourraient donner des indications sur

les acteurs moléculaires régissant la production des CML ou sur la fonction

biologique de ces structures. Cet objectif correspond au chapitre 2 du

présent document et est exposé sous la forme d’un article scientifique.

2. Analyser l’impact de la production de CML dans des populations de

protozoaires. Dans un contexte écologique où la cohabitation entre divers

protozoaires et bactéries est inévitable, il importe d’évaluer la possibilité de

réinternalisation des CML par d’autres protozoaires. En déterminant quelles

sont les interactions entre les CML et différentes populations de protozoaires,

des indices sur la fonction biologique de ces structures pourraient être

obtenus. Cet objectif correspond au chapitre 3 du document.

19

Chapitre 2

Identification de protéines retrouvées sur les

corps multilamellaires produits par

Dictyostelium discoideum

2.1 Résumé

L’amibe Dictyostelium discoideum sécrète des CML lorsqu’elle se nourrit de

bactéries digestibles. La présente étude visait à élucider le rôle physiologique des

CML et les mécanismes moléculaires dirigeant leur formation. Quatre protéines

majeures ont été identifiées sur les CML par spectrométrie de masse, incluant SctA

et une protéine contenant un domaine cytidine/déoxycytidylate déaminase (CDD).

SctA est un constituant des pycnosomes, des structures membraneuses

continuellement sécrétées par les cellules. La présence de SctA sur les CML a été

confirmée par immunofluorescence et par immunobuvardage de type Western à

l’aide d’un anticorps spécifique anti-SctA. La protéine CDD, de fonction inconnue,

pourrait constituer une des protéines reconnues par l’anticorps H36 utilisé

précédemment comme marqueur de CML. Des analyses d’immunofluorescence et

de cytométrie en flux ont confirmé que H36 est un meilleur marqueur de CML que

l’anti-SctA. Cette étude est une étape additionnelle pour élucider le rôle des CML

dans la physiologie des protozoaires.

20

Identification of proteins associated with

multilamellar bodies produced by Dictyostelium

discoideum

Alix M. Denoncourt1,2,3, Valérie E. Paquet1,2,3, Ahmadreza Sedighi1,2,3, and Steve J.

Charette1,2,3

1. Institut de Biologie Intégrative et des Systèmes, Pavillon Charles-Eugène-

Marchand, Université Laval, Quebec City, QC, Canada

2. Centre de recherche de l’Institut universitaire de cardiologie et de pneumologie de

Québec (Hôpital Laval), Quebec City, QC, Canada

3. Département de biochimie, de microbiologie et de bio-informatique, Faculté des

sciences et de génie, Université Laval, Quebec City, QC, Canada

21

2.2 Abstract

Dictyostelium discoideum amoebae produce and secrete multilamellar bodies

(MLBs) when fed digestible bacteria. The aim of the present study was to elucidate

the physiological role of MLBs. The lipid composition of MLBs is mainly amoebal in

origin, suggesting that MLB formation is a protozoa-driven process that could play a

significant role in amoebal physiology. We identified four major proteins on purified

MLBs using mass spectrometry in order to better understand the molecular

mechanisms governing MLB formation and, eventually, to elucidate the true function

of MLBs. These proteins included SctA and a protein containing a

cytidine/deoxycytidylate deaminase (CDD) zinc-binding region. SctA is a component

of pycnosomes, which are membranous materials that are continuously secreted by

amoebae. The presence of SctA on MLBs was confirmed by immunofluorescence

and Western blotting using a specific anti-SctA antibody. The CDD protein may be

one of the proteins recognized by the H36 antibody, which was used as a MLB

marker in a previous study. The function of the CDD protein is unknown.

Immunofluorescence and flow cytometric analyses confirmed that the H36 antibody

is a better marker of MLBs than the anti-SctA antibody. This study is an additional

step to elucidate the potential role of MLBs and revealed that only a small set of

proteins appeared to be present on MLBs.

2.3 Introduction

Multilamellar bodies (MLBs) are structures of lysosomal origin composed of multiple

concentric membrane layers (Schmitz and Muller, 1991). They are produced by

various types of eukaryotic cells, including protozoa such as Dictyostelium

discoideum, which are soil organisms that feed mainly on bacteria by phagocytosis.

They produce MLBs ranging in size from 0.5 to 2 µm and secrete them into the

environment (Gezelius, 1961; Mercer and Shaffer, 1960; Paquet et al., 2013).

D. discoideum MLBs are produced in abundance when the cells are grown in the

presence of digestible bacteria but are virtually absent when the cells are grown in

nutrient liquid medium (Denoncourt et al., 2014; Hohl, 1965; Marchetti et al., 2004;

Paquet et al., 2013). Contrary to what was suggested in the literature, MLBs do not

22

appear to be a waste disposal system that serves only to eliminate undigested

bacterial remains. They are likely formed by repetitive inward budding of the

membrane of lysosomal compartments (Denoncourt et al., 2014; Marchetti et al.,

2004). Moreover, based on biochemical analyses of purified MLBs, it appears that

lipids in MLBs are mainly amoebal in origin rather than being similar to the bacterial

lipid profile. These results indicate that MLB membranes are the product of amoebal

metabolism (Paquet et al., 2013). Hence, even if digestible bacteria are required for

D. discoideum to produce MLBs, the process depends largely on the metabolic

capability of the amoebae. MLBs may thus play a significant albeit unknown role in

amoebal physiology.

MLBs, which are also called expelled vesicles and fecal pellets, are produced by

various types of protozoa and are also involved in the bacteria packaging process, a

phenomenon observed when ingested bacteria can resist enzymatic degradation

that normally occurs in the phago-endocytic pathway before being packaged in

MLBs or related structures. To date, viable packaged bacteria have been observed

in the case of five bacterial pathogenic species, including the respiratory pathogen

Legionella pneumophila (reviewed in (Denoncourt et al., 2014). Bacteria packaged in

vesicles are more resistant to a variety of stresses, including biocides and antibiotics

(Berk et al., 1998; Brandl et al., 2005; Koubar et al., 2011; Raghu Nadhanan and

Thomas, 2014). The bacteria packaging process may thus be involved in the

persistence and transmission of some pathogenic bacteria. It has been suggested

that bacteria-containing MLBs would also be small enough to be aerosolized and to

be inhaled by humans (Berk et al., 1998).

Given that MLB formation is under the control of the protozoa, the elucidation of the

molecular mechanisms governing this process would provide a better understanding

of the bacteria packaging phenomenon. This objective cannot be achieved without a

more extended knowledge of the biochemical composition of MLBs and, more

specifically of the protozoal proteins associated with these structures. Identifying

these proteins and their functions may provide clues to the physiological roles of

MLBs. Some proteins have already been identified on D. discoideum MLBs,

including discoidin I and a cysteine proteinase, as well as yet unidentified

glycosylated proteins (Barondes et al., 1985; Emslie et al., 1998; Fukuzawa and

23

Ochiai, 1993). However, discoidin I appears to be associated with MLBs solely in

specific circumstances associated to multicellular development since vegetative cells

do not contain this protein (Barondes et al., 1985; Fukuzawa and Ochiai, 1993).

In the present study, we used a proteomic approach to identify four major proteins on

purified MLBs, including SctA and a protein containing a cytidine/deoxycytidylate

deaminase (CDD) zinc-binding region. Based on immunoprecipitation and mass

spectrometric analyses, the CDD protein may be one of the epitopes recognized by

the H36 antibody (Mercanti et al., 2006). This antibody has been used as an MLB

marker (Paquet et al., 2013), but its epitope is unknown.

2.4 Material and methods

2.4.1 Amoeba, bacteria, and antibodies

D. discoideum DH1-10 cells (Cornillon et al., 2000) were grown at 21°C in HL5

medium supplemented with 15 µg/mL of tetracycline as previously described

(Mercanti et al., 2006). They were subcultured twice a week in fresh medium to

prevent the cultures from reaching the confluence. They were also grown on

bacterial lawns as described below.

K. aerogenes bacteria were grown on LB agar (Millipore, USA) at 37°C, typically for

24h, before being used for the bacteria/amoebae co-culture experiments.

The H36 antibody (monoclonal mouse antibody) has been previously described

(Mercanti et al., 2006). The anti-SctA antibody (B4.2) is a monoclonal mouse

antibody (Sabra et al., 2016). Both antibodies were kindly provided by P. Cosson.

The AD7.5 mouse monoclonal antibody, which recognizes N-acetylglucosamine-1-

phosphate, was a gift from Hudson H. Freeze (Sanford-Burnham Medical Research

Institute, La Jolla, CA, USA) (Mehta et al., 1996).

24

2.4.2 Bacteria/amoebae co-cultures and purification of MLBs

2 x 106 D. discoideum cells were grown with K. aerogenes on HL5 agar in 15 cm

Petri dishes for 7 days at 21°C to obtain large phagocytic plaques. Samples of the

phagocytic plaques collected using sterile pipette tips were diluted in fresh HL5

medium and were processed for immunofluorescence as described below.

D. discoideum cells were grown in the presence of K. aerogenes to induce them to

secrete large amount of MLBs. The amoebae and bacteria were mixed in a

proportion of 1:1000, respectively. They were plated on HL5 agar and were

incubated at 21°C. After 5 or 6 days, the bacterial lawn was almost entirely

consumed by the D. discoideum cells. At this point, the co-culture was harvested

using a sterile scraper, resuspended in 10 mL of starvation buffer (2 mM Na2HPO4,

14.7 mM KH2PO4, 100 mM sorbitol, 100 µM CaCl2, and 1 % HL5) (Smith et al.,

2010), and centrifuged at 450 x g for 5 min to pellet the amoebae. The supernatant

was mixed with 5 x 107 D. discoideum cells freshly grown in liquid HL5. The new co-

culture was shaken at 200 rpm overnight at 21°C and was centrifuged at 450 x g for

5 min. The supernatant contained MLBs and particles (<0.5 µm) of various

appearances. To concentrate the MLBs and separate them from the particulate

material, 1 mL of supernatant was deposited on a 6-mL sodium bromide gradient

ranging in density from 1.0 to 1.5 g/mL in a glass tube. The tube was centrifuged at

3220 x g for 45 min at room temperature. The yellowish aggregate corresponding to

the pure MLB fraction (Paquet et al., 2013) was collected using a Pasteur pipette

and was transferred to a 1.5-mL tube. The purified MLBs were washed twice with

PBS by centrifuging them at 17,000 x g for 10 min between each wash. The protein

concentration of the pelleted MLBs was determined using the Quick Start™ Bradford

Protein Assay kit 1 (Bio-Rad, Canada). The purified MLBs were stored at 4°C in a

small volume of fresh 1x PBS. The purified MLBs were examined by transmission

electron microscopy (TEM) as previously described (Paquet et al., 2013).

2.4.3 Protein extraction from purified MLBs

The pellet of purified MLBs was resuspended in denaturation solution to obtain a

concentration of 0.5 µg/µL. Two different denaturation solutions (DS1 and DS2) were

used to determine whether the composition of the solution had an impact on the

25

identification of the proteins. The DS1 solution was composed of 10 M urea, 2%

CHAPS, 50 mM DTT, and 1 M thiourea. The DS2 solution was composed of 10 M

urea, 2% CHAPS, and 200 mM DTT. The proteins were solubilized and denatured at

95˚C for 5 min. The samples were mixed by inversion for 1 h and were centrifuged at

17,000 x g for 10 min. One-half volume of 3x TEX loading buffer was added to obtain

a final concentration of 1x TEX. The lipidic structures were disrupted using a syringe

and a 26G needle, and the mixture was heated at 95˚C for a further 5 min. The

heating steps were omitted for samples that were to be assessed by Western

blotting with the anti-SctA and H36 antibodies.

2.4.4 SDS-PAGE and Western blot analyses

The solubilized proteins were separated on 10% SDS-PAGE or 4-20% nUView Tris-

Glycine gradient gels (NuSep, USA) in reducing (5% (v/v) 2-mercaptoethanol added

to the samples loaded on the gel) or non-reducing conditions. Four major protein

bands were excised from the gels run in non-reducing conditions for mass

spectrometric analyses (see below). Samples were also separated on 12% SDS-

PAGE gels for mass spectrometric analyses of total MLB proteins. Gels run in

reducing conditions were used for Western blotting with the anti-SctA, H36, and

AD7.5 antibodies. Gels run in non-reducing conditions were also used for Western

blotting with H36 and AD7.5 antibodies.

Protein bands were electrotransferred to nitrocellulose membranes, which were

immersed in 50 ml TBS (10 mM Tris, pH 7.4, and 150 mM NaCl) for 5 min. The

membranes were incubated with TBSM (10 mM Tris, pH 7.4, 150 mM NaCl, and 7%

skim milk) overnight at 4°C to block non-specific binding. The membranes were

washed five times for 5 min with TBST (10 mM Tris, pH 7.4, 150 mM NaCl, and 0.1%

Tween 20) and were incubated for 90 min at room temperature with the anti-SctA

antibody (undiluted hybridoma supernatant), H36 (ascite diluted 1:20,000 in TBST),

or AD7.5 antibody (hybridoma supernatant diluted 1:50 in TBST). They were washed

three times for 5 min in TBST and were incubated for 1 h at room temperature with

peroxidase-conjugated goat anti-mouse IgG (Sigma-Aldrich, Canada) or goat anti-

mouse IgG IRDye 680RD (Li-cor, USA). They were washed six times for 5 min in

TBST. The protein bands were revealed using an ECL chemiluminescent detection

https://www.google.ca/search?hl=fr-CA&rlz=1T4NDKB_frCA594CA594&biw=1184&bih=589&q=usa&stick=H4sIAAAAAAAAAGOovnz8BQMDgysHnxCXfq6-gUlVRUp8rhIniG2ZbF5uoKWVnWyln1-UnpiXWZVYkpmfh8KxykhNTCksTSwqSS0q_v72Qrb3JLsr5f6M79sjfv6-eHgZAwBeCup1YgAAAA&sa=X&ei=Gh4sVanjGcOCsAXdgoG4CQ&sqi=2&ved=0CJUBEJsTKAMwEw

26

reagent (Millipore, USA), and images were acquired using photosensitive films or

were directly acquired with the Odyssey Fc Imaging System (Li-cor, USA).

2.4.5 Immunofluorescence

Samples containing axenic cells or cells and material from the periphery of

phagocytic plaques resuspended in HL5 were allowed to adhere to glass coverslips

for 60 min and were then fixed for 30 min in 4% paraformaldehyde. The coverslips

were rinsed with PBS containing 40 mM NH4Cl and then with PBS. The samples

were permeabilized for 5 min with PBS containing 0.1% saponin, and the coverslips

were then immersed in PBS containing 0.2% bovine serum albumin (PBS-BSA) at

room temperature for at least 5 min to block non-specific binding sites. The samples

were incubated for 45 min with the appropriate primary mouse antibody (1:3 anti-

SctA or 1:1000 H36 in PBS-BSA containing 1:200 Alexa 568-coupled phalloidin

(Invitrogen, Canada)). The samples were rinsed with PBS-BSA and were incubated

with an Alexa 488-coupled mouse IgG secondary antibody (Invitrogen, Canada). The

coverslips were then mounted on glass slides using Prolong Gold (Invitrogen,

Canada). Images were acquired using an Axio Observer Z1 microscope equipped

with an Axiocam camera (Carl Zeiss, Canada).

For the flow cytometric analyses, purified MLBs were labelled with the primary anti-

SctA or H36 antibody and then the secondary Alexa 488-coupled antibody as

described above. The samples on the coverslips were suspended in PBS and were

analyzed using a Guava easyCyte™ 8HT Sampling Flow Cytometer (Millipore,

Canada).

2.4.6 Immunoprecipitation using the H36 antibody

D. discoideum cells (approx. 2 x 107) grown in liquid HL5 medium were centrifuged

for 5 min at 1400 x g. They were resuspended in 5 mL of lysis buffer (PBS containing

1% NP-40, 1 mM EDTA, and 1 mM phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF)) and were

kept on ice for 20 min. The cell lysate was centrifuged at 13,000 x g for 15 min at

4°C. Protein A sepharose beads or Protein G sepharose beads (200 µL; Sigma-

Aldrich, Canada) were washed three times with 1 mL of lysis buffer without PMSF.

27

The beads were resuspended in 300 µL of lysis buffer. A portion of the beads (100

µL) was stored at 4°C while 200 µL was mixed with 800 µL of lysis buffer and 50 µL

of H36 antibody. The mixture was shaken for 1 h at 4°C and was then washed twice

with lysis buffer. The H36 antibody-bound beads were resuspended in a final volume

of 200 µL of lysis buffer and were mixed (50 µL of Protein A- or G sepharose beads)

with 650 µL of cell lysate or 650 µL of lysis buffer (control). An aliquot (50 µL) of the

beads not bound to H36 antibody was also mixed with 650 µL of cell lysate as a

second control. The mixtures were prepared in duplicate, incubated for 24 h at 4˚C,

and washed three times with lysis buffer.

Immunoprecipitated proteins were separated by SDS-PAGE on a 10% acrylamide

gel under non-reducing conditions without boiling the samples. The gel was stained

with Coomassie blue to reveal the proteins. Multiple bands were visible on the gels,

with a major band at 47 kDa, as previously observed (Mercanti et al., 2006). The 25-

35, 47, and 75-kDa protein bands were excised.

2.4.7 Protein identification by mass spectrometry

The identity of the proteins excised from the SDS-PAGE gels (purified MLBs and

H36 immunoprecipitation) was determined by matrix-assisted laser

desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF-MS) at the

CHUL proteomic platform (CHUL, Quebec City, QC, Canada). The MALDI-TOF-MS

was performed twice following the immunoprecipitation procedure using Protein A

sepharose beads and once following the immunoprecipitation procedure using

Protein G sepharose beads to ensure the validity of the protein identification. In the

case of purified MLBs, the complete set of solubilized proteins was analyzed three

times with three different preparations of purified MLBs.

2.5 Results

2.5.1 Identification of proteins associated with MLBs

The extraction and solubilization of the MLB-associated proteins require the use of

solutions containing high concentrations of chaotropic agents such as urea because

28

they were embedded in compact multilamellar lipidic layers. MLBs are mainly

composed of amoebal lipids (Paquet et al., 2013) and, as such, they could not be

loaded on SDS-PAGE gels without undergoing a solubilization step with the

appropriate buffer. Several chaotropic agents and detergents were used based on

the denaturation solutions commonly used for protein electrophoresis. These agents

break hydrogen and disulfide bonds and disrupt Van der Waals forces and non-

covalent interactions between proteins and non-proteinaceous compounds such as

lipids (Rabilloud, 1999). For example, urea maintains proteins in their denatured

state and keeps them soluble, while CHAPS promotes solubilization and minimizes

protein aggregation (Molloy et al., 1998). Thiourea was also added because it was

suspected that large amounts of protein would be solubilized and it was necessary to

prevent them from precipitating, which would have resulted in poor resolution due to

smeared bands (Rabilloud, 1998). The denaturation solution disrupted the 3-D

conformation of the proteins and, more importantly, enabled us to separate the

proteins from the lipids without disturbing the amino acid chains (Rabilloud, 1999).

After solubilization, the MLB proteins were separated on SDS-PAGE gels and were

excised for mass spectrometric analyses.

The list of MLB proteins identified by mass spectrometry is given in Table 2.1. This

table does not include actin, tubulin, mitochondrial proteins, histones, peroxiredoxin,

phosphoglycerate mutase, ribosomal proteins, and elongation factors, which were

intentionally left off the list. These are the proteins that are most frequently detected

in mass spectrometric analyses regardless of the sample type (Petrak et al., 2008;

Wang et al., 2009) and would likely be false positives. The presence of actin was still

assessed by fluorescent phalloidin staining of purified MLBs, with negative results

(data not shown). The complete list of identified proteins is given in supplementary

S2.1 Table. The remaining proteins were ranked based on the number of times they

were identified in three mass spectrometric analyses of different preparations of

purified MLBs. These proteins were detected with the two denaturation solutions,

suggesting that the proteomics results were consistent regardless of the protein

solubilization method used. Four proteins were found in the MLB preparations in

each analysis. These proteins were, in decreasing proportion, PonC (ponticulin-like

proteins) (Q54LC2, Q54LC3, Q54LC0, Q54LC1, Q54LB9), PhoPQ (Q86JB6), SctA

(O77257), and the product of gene DDB_G0292096 (Q54DP5), which will be

http://pax-db.org/#!protein/O77257

29

referred to as CDD. PonC proteins are 15-kDa actin-binding proteins associated with

the plasma membrane (Wuestehube and Luna, 1987), PhoPQ is a hypothetical

protein similar to AprA, an autocrine repressor of proliferation (Brock and Gomer,

2005), and SctA is an 18-kDa protein with an unknown function and a predicted

peptide signal. The initial characterization of this protein is shown in a companion

article (Sabra et al., 2016). The fourth protein, based on the information in

dictybase.org, contains a cytidine and deoxycytidylate deaminase (CDD) zinc-

binding region, a carbohydrate-binding domain, and a predicted peptide signal.

Table 2.1. Major proteins associated with MLBs based on mass spectrometric analyses.

Protein Description Gene ID Molecular

weight (kDa)

PonC Ponticulin-like proteins

DDB_G0286717 DDB_G0286715

DDB_G0286721

DDB_G0286719

DDB_G0286723

15

PhoPQ PhoPQ-activated

pathogenicity-related protein

DDB_G0276897 56

SctA Secreted Protein A DDB_G0278725 18

CDD

Cytidine/deoxycytidylate deaminase zinc-binding

domain-containing protein

DDB_G0292096 35

The table does not include ribosomal proteins, elongation factors, actin, tubulin, mitochondrial proteins, peroxiredoxin, phosphoglycerate mutase, or histones, which commonly generate false positives in proteomic studies (Petrak et al., 2008; Wang et al., 2009). Only proteins identified in three independent analyses are shown.

The protein profile of purified MLBs is shown in Figure 2.1. The molecular weights of

the most abundant proteins were less than 25 kDa. Four bands were excised from

the gels for identification by mass spectrometry. The band at ~10 kDa could not be

identified while the band at ~18 kDa was composed of SctA and PonC. The CDD

protein was identified in the 46 kDa band. The slice at 56 kDa was also excised

because it corresponded to the molecular weight of one of the major proteins

detected in the total MLB extract. As expected, the PhoPQ protein was identified in

30

the 56 kDa band. The molecular weights of proteins did not necessarily correspond

to the molecular weights of the associated band. This may have been due to post-

translational modifications of the proteins (such as glycosylation or cleavage), which

would have affected their migration on the gel.

Figure 2.1. Protein profile of purified MLBs. Proteins were extracted from purified MLBs, solubilized with denaturation solutions, and run on an SDS-PAGE gel. The gel was stained with Coomassie blue to reveal the proteins. Most of the proteins had low molecular weights. Only a few major bands are visible on the gel. Based on mass spectrometric results, the 18-kDa band was a mix of the SctA and PonC proteins, while the 46 and 56-kDa bands corresponded to the CDD and PhoPQ proteins, respectively. The 10-kDa band gave inconclusive results.

2.5.2 Confirmation of the presence of SctA on MLBs

Since SctA was identified in each of the mass spectrometric analyses and since a

specific anti-SctA monoclonal antibody was available (Sabra et al., 2016), the

association of SctA with MLBs was verified by immunofluorescence and Western

blot analyses. The cellular localization of the protein was also assessed in axenic

conditions and in the presence of digestible bacteria (K. aerogenes), which are

required for the production of MLBs. Figure 2.2A shows epifluorescence microscopic

31

images of D. discoideum cells grown axenically that were stained with DAPI and

phalloidin (actin), and labelled with anti-SctA antibody. Several SctA-positive dots

were visible in the D. discoideum cells (as described by Sabra et al. (Sabra et al.,

2016)), and some of these dots appeared to be enclosed in actin-positive post-

lysosomes. Interestingly, SctA-positive structures were also observed in the

extracellular medium despite the fact that D. discoideum does not produce MLBs in

the absence of digestible bacteria. These structures are likely pycnosomes, which

are membranous materials that are continuously formed in endosomal

compartments and are secreted by the cells. SctA is known to be a marker of

pycnosomes in D. discoideum cells (Sabra et al., 2016). The strong and oversized

fluorescence of the extracellular dots, which is accentuated by the use of

epifluorescence microscopy, suggested that these small structures contain large

concentrations of SctA.

In the presence of K. aerogenes, D. discoideum produced SctA-positive extracellular

MLBs, which can be distinguished from pycnosomes by their larger size in

differential interference contrast microscopy (DIC) (Figure 2.2B). Several MLBs were

detected by DIC but not all of them were SctA-positive. SctA was also observed in

dot-like structures inside the amoebae. Purified MLBs are shown in Figure 2.2C.

While most of the structures appeared to be SctA positive, the intensity of the

fluorescence was uneven. This might explain why some of the MLBs (produced in

the presence of K. aerogenes) shown in Figure 2.2B were not SctA-positive. In

addition, in samples containing amoebae, bacteria, and debris, it was harder to

distinguish the weak signal of MLBs with fewer SctA proteins. The SctA labelling was

also concentrated in dots rather than being spread out uniformly in the MLBs. It is

possible that more or less compact pycnosomes are embedded in the MLBs, which

would explain the faint labelling of MLBs by the anti-SctA antibody. Indeed, some

MLBs exhibited regions of non-concentric membrane layers (Figure 2.3), which are

similar to the pycnosome structures inside the cells (See Sabra et al., 2016). It has

been shown that SctA-positive structures, likely pycnosomes, are incorporated into

intraendosomal membranes in cells treated with U18666A (Sabra et al., 2016), a

drug that induces the formation of multilamellar structures in endosomes (Marchetti

et al., 2004).

32

Figure 2.2. SctA is an MLB-associated protein. Immunofluorescence analyses using the anti-SctA antibody on (A) axenic cells, (B) cells grown with bacteria, and (C) purified MLBs. The cell cultures and purified material were deposited on glass slides. Nuclei or bacterial DNA were stained with DAPI, actin was stained with fluorescent phalloidin, and the cells were labelled using the anti-SctA antibody and a peroxidase-conjugated secondary antibody. In axenic conditions, SctA was observed in dot-like structures within the cells and on secreted pycnosomes. In the presence of bacteria (not visible on the photograph), SctA was found on extracellular MLBs, which are larger structures than pycnosomes. Some of the MLBs did not appear to be SctA-positive. Purified MLBs were all labelled with the anti-SctA antibody but the intensity of fluorescence was uneven. The arrows indicate MLBs and pycnosomes. (D) Western blot analysis with the anti-SctA antibody. The protein was detected in ~10 and 18-kDa bands in the MLB sample and in 10 and 17-kDa bands in the cell lysate (500,000 axenically grown cells). The purified MLB and cell lysate samples contained 5% 2-mercaptoethanol and denaturation solution. Scale bar: A to C = 5 µm.

33

Figure 2.3. MLBs have different morphologies. Transmission electron microscopic images of MLBs composed of (A) concentric membrane layers, (B) a mix of concentric membrane layers and amorphous material, and (C) amorphous material. The SctA protein may be associated with the amorphous material whose structure is similar to that of pycnosomes (Bush et al., 1994; Sabra et al., 2016). Scale bar: A to C = 0.5 µm.

The presence of SctA on purified MLBs was also assessed by Western blotting. The

anti-SctA antibody (Figure 2.2D) detected two bands (~10 and 18 kDa), one of which

corresponded to the molecular weight of SctA (18 kDa). The mass spectrometric

analysis confirmed that the 18-kDa band was indeed SctA. The Western blotting

analysis also confirmed the presence of the two bands associated with SctA in the

cell lysate, although the protein was detected in much lower quantity. This was not

surprising given that, in axenic conditions, the protein is mostly found in the

supernatant (possibly associated with pycnosomes) while much less is present in the

cells (Sabra et al., 2016). One of the bands detected in the cell lysate was slightly

lower than in the MLB sample. It is possible that post-translational modifications are

added to the SctA protein when included in MLBs, which would change its apparent

molecular weight.

2.5.3 The H36 antibody recognizes many proteins, including one

on MLBs

An immunoprecipitation approach done on total cell lysates combined with a mass

spectrometry analysis was used to identify the nature of the antigen recognized by

the H36 antibody. The main protein detected by this analysis was cysteine

proteinase 7 (CP7), or proteinase-1, which is a 47-kDa protein encoded by the cprG

gene (Ord et al., 1997). However, CP7 was never detected by the mass

34

spectrometric analyses performed on purified MLBs (Table 2.1). CP7 is the principal

proteolytic enzyme in D. discoideum vegetative cells (Gustafson and Thon, 1979;

Mehta et al., 1996) and is also the main protein recognized by the AD7.5 monoclonal

antibody, which binds to N-acetylglucosamine-1-phosphate (Mehta et al., 1996).

Since the H36 antibody also recognizes many proteins, a Western blot analysis of a

total extract of D. discoideum cells was performed in parallel using both antibodies.

Interestingly, the migration profiles of the proteins detected by the AD7.5 antibody

were different in reducing and non-reducing conditions (Mehta et al., 1995). In non-

reducing condition, the antibody recognized two major bands (47 and 55 kDa) while,

in reducing conditions, multiple smaller molecular weight bands were detected

(Figure 2.4), as previously described (Mehta et al., 1995; Ord et al., 1997),

suggesting that the two bands detected in non-reducing conditions may contain

many different proteins. As shown in Figure 2.4, the H36 and AD7.5 antibodies both

generated the same band profiles in reducing and non-reducing conditions,

confirming that the antigen recognized by the H36 antibody is also N-

acetylglucosamine-1-phosphate, a post-translational modification that can be found

on many proteins. These results also suggested that a protein other than CP7 was

detected on the MLBs by the H36 antibody, which would explain why CP7 was not

identified on MLBs by mass spectrometry. Interestingly, the CDD protein, which was

one of the four major proteins associated with purified MLBs, was also detected by

immunoprecipitation with the H36 antibody.

A Western blot was performed on purified MLBs using the H36 antibody to determine

whether the CDD protein is the major epitope on MLBs recognized by this antibody.

Unfortunately, no band was detected in the MLB sample (data not shown). Many

reasons could explain this result, especially given that the epitope recognized by the

H36 antibody is a post-translational modification. It is likely that the epitope on the

CDD protein was altered during the solubilization step used to extract the proteins

from the MLBs.

35

Figure 2.4. The H36 and AD7.5 antibodies recognize the same protein bands in reducing and non-reducing conditions. A total cell extract of D. discoideum cells grown in liquid HL5 medium was prepared in the (A) absence or (B) presence of 2-mercaptoethanol (2-Me). The extract was separated by SDS-PAGE, transferred to nitrocellulose membranes, and two tracks of each membrane were blotted with the H36 or AD7.5 antibody. This experiment was repeated twice with identical results.

2.5.4 Comparison of the anti-SctA and H36 antibodies as MLB

markers

The H36 antibody may be a more suitable MLB marker than the anti-SctA antibody.

The efficiency of the two antibodies as MLB markers was compared by

immunofluorescence and flow cytometry. Figure 2.5 shows fluorescent microscopic

images of purified MLBs labelled with the anti-SctA (A) and H36 (B) antibodies. In

the case of the anti-SctA antibody, the labelling was not uniform and appeared as

dots scattered throughout the MLBs. In the case of the H36 antibody, the labelling

remained at the surface of the MLBs, giving them a ring-like appearance. The

fluorescent signal was less intense for the anti-SctA antibody than for the H36

antibody.

The labelling efficiency and fluorescence intensity of the two MLB markers was also

assessed in flow cytometric experiments (Figure 2.5C). Unmarked MLBs were used

as a control to determine the gate delimiting unmarked and marked MLB. In the case

of the anti-SctA antibody, only ~40% of the MLBs exhibited more intense

fluorescence than the unlabelled MLB control. In the case of the H36 antibody, 60%

to 70% of the MLBs exhibited more intense fluorescence than the unstained MLB

36

control. In general, the fluorescence of the H36-labelled MLBs was more intense

than that of the anti-SctA-labelled MLBs. This may because there are more H36

antibody binding sites on the MLBs or because they are more accessible than the

binding sites of the anti-SctA antibody. The avidity of the H36 antibody for its epitope

may also be higher than that of the anti-SctA antibody. These results confirmed the

immunofluorescence results in that the labelling with the H36 antibody was more

intense and more evenly distributed than that of the anti-SctA antibody.

Figure 2.5. Comparison of the anti-SctA and H36 antibodies as MLB markers. Immunofluorescence analyses of purified MLBs using the (A) anti-SctA and (B) H36 antibodies. SctA labelling was not uniform and the protein appeared to be concentrated in aggregates in the MLBs. H36 labelling was only seen on the surface of MLBs, creating a ring-like appearance. The purified MLBs were deposited on glass slides and were processed for immunofluorescence using the anti-SctA or H36 antibodies. (C) Flow cytometric analysis of purified MLBs labelled with the anti-SctA or H36 antibody. Approximately 40% of the MLBs were labelled with the anti-SctA antibody while 60-70% were labelled with the H36 antibody. The fluorescence of the labelled MLBs was much more intense with the H36 antibody than with the anti-SctA antibody. Scale bar: A and B = 5 µm.

37

2.6 Discussion

The aim of the present study was to investigate the protein composition of MLBs in

order to better understand the molecular mechanisms governing MLB formation in D.

discoideum. Four major proteins associated with MLBs were identified (PonC,

PhoPQ, SctA, and CDD). The presence of SctA was confirmed by Western blot and

immunofluorescence analyses using an anti-SctA antibody. The protein was

concentrated in aggregates in some MLBs while others appeared to contain less

SctA. The CP7 protein was also identified as the main epitope of the H36 antibody,

which was used as an MLB marker in a previous study (Paquet et al., 2013).

However, CP7 was not detected on the MLBs. The H36 antibody likely binds to N-

acetylglucosamine-1-phosphate given the high degree of similarity of the protein

profiles detected by it and the AD7.5 antibody, which binds to N-acetylglucosamine-

1-phosphate (Mehta et al., 1996). Other proteins were identified by the H36 antibody,

including the CDD protein, which may be the epitope recognized on MLBs by this

antibody. It was showed that the H36 antibody was a better MLB marker that the

anti-SctA antibody based on immunofluorescence and flow cytometric analyses.

To ensure that mass spectrometry is a reliable way to identify the MLB proteins, the

analyses were performed three times and only proteins that were identified more

than once were retained. This kind of filtering is necessary since multiple

identifications by repeated analyses increases the confidence in the protein

identifications and results in fewer false positives (Elias et al., 2005). Proteins with a

low peptide count were eliminated in order to reduce the number of false positives, a

practice supported by experimental data (Elias et al., 2005). Several protein

categories that are more likely to give rise to false positives were also eliminated

because they are commonly detected in proteomic studies. These categories include

heat shock proteins, ribonucleoproteins, actin, ATP synthase, peroxiredoxins,

tubulin, elongation factors, and phosphoglycerate mutase (Petrak et al., 2008; Wang

et al., 2009). Since many of the listed proteins are part of the minimal cellular stress

proteome, it has been proposed that proteins that are detected by mass

spectrometric analyses and that overlap this list should only be used as biomarkers

for cellular stress (Wang et al., 2009).

38

As mentioned above, the aim of the present study was to better understand the

formation of MLBs and their physiological role in D. discoideum by identifying

proteins associated with MLBs. However, many of the proteins we detected have

unknown functions or have not been well characterized. For example, the function of

SctA is unknown, but was described in a study by Sabra et al. as a constitutively

secreted protein associated with membranous materials (pycnosomes) (Sabra et al.,

2016). They reported that SctA is mostly found in the extracellular medium rather

than inside the cells. This finding and the fact that we were unsuccessful in our

attempt to overexpress SctA in cells (data not shown) suggested that high

intracellular concentrations of the protein may be toxic and that the cells may use

pycnosomes or MLBs to secrete excess SctA. As observed in the present study and

as Sabra et al. showed, SctA is present in dot-like structures within endosomal

compartments, especially in post-lysosomes, in axenically grown cells. Given that

intra-endosomal budding associated with MLB formation occurs in lysosomes and

post-lysosomes, it is reasonable to conclude that some SctA-rich structures may be

present in MLBs. This may explain why it is difficult, in immunofluorescence

analyses, to distinguish between constitutively secreted SctA-rich pycnosomes and

the smaller SctA-containing MLBs formed in the presence of digestible bacteria. In

addition, the intra-endosomal pycnosomes described by Sabra et al. have a non-

concentric multilamellar morphology similar to that of some MLBs containing regions

of tangled lamellae (Figure 2.3). It is thus possible that the SctA proteins detected on

MLBs may be associated with non-concentric membranes that may be remnants of

pycnosomes. However, it is difficult to conclude that MLBs are a way of disposing of

undesirable proteins since SctA can be secreted in the absence of MLBs.

As with SctA, the presence of the CDD protein on MLBs does not provide a clear

indication about the role of these structures. The CDD protein contains a cytidine

and deoxycytidylate deaminase region and a carbohydrate-binding domain

according to a gene ontology annotation, but no further information is available in the

literature or the databases. Since the CDD protein does not possess a

transmembrane domain, it may be associated with MLBs through interactions with

other glycosylated MLB proteins.

39

Ponticulin-like proteins (PonC) are similar to the ponticulin coded by the ponA gene,

which is a membrane actin-binding protein with a nucleation capacity (Hitt et al.,

1994a; Hitt et al., 1994b). It is tempting to assert that the PonC proteins detected on

MLBs may be involved in actin-dependent invagination of lysosomes leading to the

formation of MLBs. On the other hand, these PonC proteins may be false positives

given their association with actin. As such, the presence of PonC proteins on MLBs

should be verified using molecular tools such as specific antibodies. However, these

tools are not currently available.

The presence of the PhoPQ protein on MLBs could, however, be of some

significance. PhoPQ is a hypothetical protein similar to AprA, which is an autocrine

repressor of proliferation secreted by growing cells (Brock and Gomer, 2005). The

AprA protein functions as a chemorepellant for vegetative cells but not for starved

cells (Phillips and Gomer, 2012). By homology to the role of AprA, PhoPQ may

provide a recognition signal of MLBs. For example, we do not know whether MLBs

are reinternalized after secretion or whether there is a molecular signal that induces

or prevents the phagocytosis of extracellular MLBs. We also do not know whether

MLBs are intercellular communication “devices” or simply waste disposal structures.

PhoPQ may in fact provide a molecular signal to the cells telling them what to do

with extracellular MLBs. Future studies on reinternalization may provide clues about

the physiological role of MLBs.

As mentioned in the introduction, a cysteine proteinase (ddCP38B) may be

associated with secreted MLBs. Emslie et al. (1998) reported that MUD 62 and MUD

166 antibodies, which recognize type 3 O-linked glycosylations on many proteins,

including ddCP38B, immunolabel intracellular and secreted MLBs (Emslie et al.,

1998). Since ddCP38B was the main protein detected by the two antibodies, the

authors concluded that ddCP38B is associated with MLBs. However, their results are

very similar to ours with respect to the H36 antibody, which recognizes CP7, a

protein that is not found on MLBs. It is possible that ddCP38B is not associated with

MLBs and that another protein with a type 3 O-linked glycosylation on MLBs is

recognized by the MUD 62 and MUD 166 antibodies. This other protein may in fact

be one of the major proteins we detected in our analysis. We investigated this

possibility using the DictyOGlyc 1.1 server (Gupta et al., 1999). It appeared that only

40

the CDD protein has potential O-linked glycosylation sites. Based on this information

and on the molecular weight of the CDD protein, the protein reported by Emslie et al.

may in fact have been the CDD protein. Lastly, we did not detect a cysteine

proteinase based on our results from the mass spectrometric analysis of purified

MLBs.

Discoidin I, an endogenous lectin involved in cell-substratum adhesion and ordered

cell migration (Springer et al., 1984), has also been detected on MLBs in a previous

study (Barondes et al., 1985). This protein is synthesized and secreted soon after

the cells are starved and binds to glycoconjugates containing N-acetylgalactosamine

or galactose (Rosen et al., 1973). It was suggested that the MLBs may in fact serve

as vehicles for transporting discoidin I to the extracellular space where it exerts its

function (Barondes et al., 1985) in a process similar to that of lung surfactant

externalized in lamellar bodies by type II cells (Goerke, 1974). We only detected

discoidin I once in our three mass spectrometric analyses (data not shown).

However, since it is only present in cells entering the multicellular stage, it implies

that MLBs formed at the vegetative state will not contain it. The presence of discoidin

I on MLBs also depends on the ingestion of bacterial glycoconjugate ligands by the

cells. Indeed, MLBs produced by amoebae fed boiled Klebsiella pneumoniae cells

(which retain their discoidin I ligand) contained the lectin, while MLBs produced by

amoebae fed boiled Escherichia coli cells (which had lost their discoidin I ligand) did

not (Cooper et al., 1986).

The present study was limited by several aspects of secreted and transmembrane

proteins. These proteins are subject to glycosylation, which can affect peptide

detection by mass spectrometry. It is thus likely that some proteins associated with

MLBs were not detected due to post-translational modifications. This is especially

true for proteins with low molecular weights whose identification is more susceptible

to be affected by post-translational modifications, as it may be the case for the 10

kDa band of the MLB protein profile (Figure 2.1). Moreover, MLBs are highly

resistant lipidic structures from which it is difficult to extract and solubilize

transmembrane proteins. The denaturation and gel migration solutions may also

have interfered with the detection of peptides and the recognition of epitopes by the

antibodies in the Western blot analyses. Furthermore, the compact structures of

41

MLBs may have reduced the accessibility of epitopes in the immunofluorescence

analyses. Lastly, fusing GFP genes or other tags with secreted or transmembrane

protein genes may alter protein functions or locations. In the present study, we

produced a GFP-fused version of SctA but were unable to detect accumulations of

these proteins in cells or in MLBs, possibly due to the toxicity of the overexpressed

protein (data not shown). For all these reasons, we do not consider that our list of

MLB-associated proteins is complete and other proteins may be identified in the

future using other experimental strategies.

The present study provided new biochemical clues about the composition of MLBs.

The functional characterization of the four major MLB proteins that we identified is of

great interest. Elucidating the molecular mechanism governing MLB formation is

essential to better understand the bacteria packaging process and, as such, the

transmission and persistence of pathogenic bacteria. Future studies should also

investigate whether the biochemical composition of MLBs varies with the food source

given that the type of ingested bacteria can affect the morphology of the MLBs

(Denoncourt et al., 2014).

2.7 Acknowledgements

We are grateful to P. Cosson (University of Geneva, Switzerland) and H. H. Freeze

(Sanford-Burnham Medical Research Institute, La Jolla, CA, USA) for the antibodies

and bacterial strains. We also thank P. Cosson for his critical reading of the

manuscript.

42

2.8 Supporting information

S2.1 Table. Complete list of proteins associated with MLBs based on mass spectrometric analyses.

Protein Description Gene ID Molecular

weight (kDa)

Number of identifications on 3 analyses

PonC Ponticulin-like protein

DDB_G0286717 DDB_G0286715 DDB_G0286721 DDB_G0286719 DDB_G0286723

15 3

PhoPQ PhoPQ-activated

pathogenicity-related protein

DDB_G0276897 56 3

SctA Secreted Protein A DDB_G0278725 18 3

EfbA Elongation factor 2 DDB_G0288373 93 3

rpl13 S60 ribosomal protein

L13 DDB_G0291870 24 3

rpl13a S60 ribosomal protein

L13a DDB_G0275881 21 3

CDD

Cytidine/deoxycytidylate deaminase zinc-binding

domain-containing protein

DDB_G0292096 35 3

rpl4 60S ribosomal protein

L4 DDB_G0277803 40 3

act1 Major actin DDB_G0289553 42 2

Ef1A Elongation factor 1

alpha DDB_G0269134 DDB_G0269136

50 2

ancA ADP/ATP translocase DDB_G0267454 33 2

mvpB Major vault protein B DDB_G0291127 95 2

mppB Mitochondrial

processing peptidase beta subunit

DDB_G0288777 53 2

ndkC Nucleoside diphosphate

kinase DDB_G0273069 DDB_G0273805

17 2

rps4 40S ribosomal protein

S4 DDB_G0277975 17 2

vatM V-ATPase subunit M DDB_G0291858 93 2


L14 DDB_G0277975 17 2

atp1 ATP synthase DDB_G0294012 57 2

Prdx4 Peroxiredoxin 4 DDB_G0274859 29 2

mvpA Major vault protein-

alpha DDB_G0269156 94 2

43

pGAM Phosphoglycerate

mutase DDB_G0285311 28 2


L36 DDB_G0271668 12 2

rpl28 60S ribosomal protein

L28 DDB_G0282379 14 2


S8 DDB_G0291864 24 2

efa1G Elongation Factor 1

Gamma DDB_G0282979 47 2


L21 DDB_G0279387 18 2

tubB Beta tubulin DDB_G0269196 51 2


S9 DDB_G0289877 21 2

Carboxylesterase Carboxylesterase, type

B family protein DDB_G0279717 59 2

H2AX Histone H2A DDB_G0279667 17 2

act3 Actin DDB_G0289487 42 1


S18 DDB_G0276415 18 1

porA Porin DDB_G0271848 30 1

atp5b ATP synthase Beta

subunit DDB_G0269916 71 1

Hsp70 Heat shock protein 70 DDB_G0273249 DDB_G0273623

70 1

mshp70 Stress-70 protein,

mitochondrial DDB_G0293298 71 1

aatA Aspartate

aminotransferase DDB_G0268664 47 1

Proteins identified only once and with three peptide counts or fewer are not listed in the table.

45

Chapitre 3

Caractérisation écologique des CML

3.1 Mise en contexte

Le chapitre 2 portant sur l’identification des protéines majeures retrouvées sur les

CML visait à élucider le rôle des CML dans la physiologie cellulaire des protozoaires.

Le chapitre 3 se consacre plutôt à déterminer la fonction de ces structures d’un point

de vue écologique, c’est-à-dire dans un contexte plus proche des conditions qui

prévalent dans l’environnement où de nombreux micro-organismes cohabitent

étroitement. L’objectif était donc d’évaluer si les CML présents dans un milieu ont

une influence sur les protozoaires auxquels ils sont confrontés. Une des premières

possibilités à vérifier était celle de la réinternalisation des CML par les cellules les

ayant produits. La phagocytose est une activité quasi constante chez les amibes :

lorsque mises en présence de particules aussi bien inertes que bactériennes, les

amibes tentent invariablement de les ingérer. Ainsi, l’absence d’internalisation de

CML par les cellules serait une indication que ces structures affectent le

comportement habituel des amibes. La même hypothèse était à vérifier en utilisant

une autre espèce de protozoaire totalement différente de celle ayant produits les

CML. De cette manière, il serait possible d’évaluer si la production de CML peut

affecter le comportement des autres espèces d’un écosystème. L’étude des

interactions entre les CML et les protozoaires pourrait aider à la compréhension de

leur fonction écologique dans les communautés microbiennes.

Le chapitre 3 présente les résultats de ces investigations. Ainsi, les CML produits

par D. discoideum ont été confrontés à des amibes de la même espèce ainsi qu’au

cilié Tetrahymena pyriformis afin de déterminer si la réinternalisation des CML par

ces protozoaires était possible.

46

3.2 Matériel et méthodes

3.2.1 Cultures cellulaires et maintenances

La souche DH1-10 de D. discoideum (Cornillon et al., 2000) a été cultivée à 21°C en

milieu HL5 liquide (1,43% de bacto peptone (Oxoid, Canada), 0,72% d'extrait de

levure, 50 mM de maltose monohydrate, 3,6 mM de Na2HPO4 et 3,6 mM de KH2PO4,

additionné de 15 µg/mL de tétracycline) (Mercanti et al., 2006). Deux fois par

semaine, des aliquotes de cellules ont été prélevées et déposées dans du milieu

frais pour éviter une trop grande confluence des cellules, la concentration visée étant

de 1 x 106 cellules/mL (Froquet et al., 2009).

La souche A du cilié T. pyriformis (ATCC) a été cultivée à 21°C en milieu PP liquide

(2% de protéose peptone et 10 µM de FeCl3, additionné de 250 µg/mL de

streptomycine et de pénicilline G, et 1,25 µg/mL d’amphotéricine B) (Orias, 2000) ou

en milieu SPP liquide (2% de protéose peptone, 0,1% d’extrait de levure, 0,2% de

glucose et 33 µM de FeCl3, additionné de 250 µg/mL de streptomycine et de

pénicilline G, et 1,25 µg/mL d’amphotéricine B) (Gorovsky et al., 1975). Le milieu

SPP a été utilisé lorsqu’une croissance rapide des ciliés était nécessaire. Pour les

maintenances, des aliquotes de cellules ont été prélevées et remises en culture

dans du milieu frais à raison d’une ou deux fois par semaine.

Les bactéries K. aerogenes (fournies par P. Cosson, Université de Genève, Suisse)

ont été décongelées à partir d’une culture conservée à -80°C par inoculation d’un

milieu Lysogeny Broth (LB) agar (37 g/L, EMD Millipore) ou Tryptic Soy Agar (TSA)

(40 g/L, EMD Millipore). Les géloses ont ensuite été incubées à 37°C durant 24h.

3.2.2 Production et purification de CML et de billes enrobées

Les CML ont été produits et purifiés en grandes quantités à partir d’une co-culture de

D. discoideum et de K. aerogenes, une bactérie digestible à Gram négatif, selon le

protocole établi par Paquet et al. (Figure 3.1) (Paquet et al., 2013). Ce protocole a

également été adapté pour la production de billes de polystyrène fluorescentes

enrobées dans des CML.

47

Sur une gélose HL5 agar de 15 cm de diamètre, 2 x 106 amibes et 800 µL d’une

culture de K. aerogenes à une densité optique de 1 ont été étendues à l’aide d’un

râteau stérile. Pour la production de billes enrobées, les quantités étaient de 2 x 106

amibes, 750 µL de K. aerogenes et 50 µL de billes de polystyrène fluorescentes de 1

µm (concentration à 2,65%, Polysciences Inc.). La co-culture a ensuite été incubée à

21°C jusqu’à ce que le tapis bactérien soit entièrement phagocyté par les amibes

(typiquement 6 jours). La biomasse obtenue sur la gélose a été récoltée et remise en

suspension dans 20 mL de tampon starvation (2 mM de Na2HPO4, 14.7 mM de

KH2PO4, 100 mM de D-sorbitol, 100 µM de CaCl2 et 1% de HL5) (Smith et al., 2010).

Les CML ont été solubilisés par inversion pendant 2 heures puis le tout a été

centrifugé 5 minutes à 450 x g pour séparer les CML des amibes, celles-ci se

retrouvant dans le culot résultant. Le surnageant a ensuite été récolté et une portion

de 10 mL a été mélangée à 5 x 107 amibes et 10 mL de tampon starvation dans une

fiole Erlenmeyer en verre stérile. Après une incubation de 24 heures à 21°C avec

agitation à 200 RPM, le milieu a été de nouveau centrifugé 5 minutes à 450 x g pour

conserver uniquement le surnageant contenant les CML. Pour concentrer et séparer

les CML d’éventuelles bactéries résiduelles, une aliquote de 1 mL de surnageant a

été déposée sur un gradient de densité au bromure de sodium (six couches de 1 mL

d’une densité allant de 1,0 à 1,5 g/mL) formé dans un tube en verre (13 x 1 cm) à

l’aide d’une seringue et d’une aiguille 18G. Après une centrifugation de 45 minutes à

3220 x g, différentes couches étaient visibles dans le gradient de densité (Figure

3.1). L’agrégat jaunâtre correspondant à la portion de CML purifiés a été prélevé

avec une pipette Pasteur et déposé dans un tube de 1,5 mL. Pour les échantillons

contenant des billes de polystyrène, les deux autres couches visibles dans le

gradient ont été prélevées pour analyse. Enfin, les CML purifiés ont subi deux

lavages avec du tampon PBS (1,9 mM de NaH2PO4, 8,1 mM de Na2HPO4 et 154

mM de NaCl, pH ajusté à 7,3) en les centrifugeant 10 minutes à 17 000 x g entre

chaque lavage. Chaque échantillon de CML a été conservé à 4°C dans 200 µL de

PBS. Les billes enrobées purifiées ont été marquées par immunofluorescence pour

l’observation au microscope à épifluorescence et ont été préparées pour la

microscopie électronique à transmission (MET) (voir plus loin).

48

Figure 3.1. Protocole de purification de CML produits par D. discoideum. A. Illustration des différentes étapes du protocole de purification des CML et des billes enrobées. B et C. Plusieurs couches d’échantillon sont visibles après la centrifugation des tubes de gradient. L’agrégat jaunâtre correspondant aux CML purifiés est encerclé en blanc. D. Les échantillons de billes enrobées purifiées se retrouvent dans la couche supérieure ainsi que dans l’agrégat situé un peu plus bas dans le gradient (flèches). Figure modifiée et reproduite de Paquet et al., 2013.

3.2.3 Test de phagocytose par D. discoideum

Des amibes D. discoideum ont été mises en contact avec des billes enrobées

purifiées à partir d’une co-culture de D. discoideum et de bactéries K. aerogenes.

Les cellules issues des tests de phagocytose ont été analysées en microscopie à

fluorescence et en MET. Pour ce faire, des aliquotes de 10 µL de billes enrobées ou

de billes libres diluées 1/200 (contrôle négatif) ont été déposées sur des lamelles de

microscope placées dans une plaque de 6 puits. Par la suite, 450 µL de milieu HL5

contenant 1 x 106 amibes/mL ont été ajoutés sur les lamelles pour permettre le

49

contact entre les billes et les cellules. Le tout a été incubé pour 15, 30 ou 45 minutes

à la température de la pièce. Le milieu déposé sur les lamelles a été retiré par

aspiration et les cellules adhérées ont été marquées par immunofluorescence (voir

la section 3.2.5 pour le protocole).

3.2.4 Test de phagocytose par T. pyriformis

Le cilié T. pyriformis a été confronté à des CML de D. discoideum, des billes

enrobées par D. discoideum et des billes libres, et les échantillons de cellules ont été

marqués par immunofluorescence et préparés pour l’observation en MET. Des

aliquotes de 200 µL de milieu Plate Count Broth (PCB) (0,5 % d’extrait de levure, 1%

de tryptone et 0,2% de dextrose) contenant 1 x 106 cellules/mL ont été mélangées à

20 µL de CML, de billes enrobées ou de billes libres diluées 1/200 dans des tubes

de 1,5 mL. Les cultures ont été incubées pendant 15, 30, 45 ou 90 minutes à la

température de la pièce avec inversion des tubes. Enfin, 500 µL de

paraformaldéhyde 8% (protocole d’immunofluorescence) ou de solution de fixation

2X (protocole de préparation des échantillons pour la MET) ont été ajoutés aux

tubes.

3.2.5 Immunofluorescence

Les échantillons de billes enrobées purifiées, dilués 1:3 dans du PBS, ont été

déposés pendant 1 heure sur une lamelle de microscope (22 mm x 22 mm) placée

dans un puits d’une plaque de 6 puits. Le milieu a ensuite été retiré des puits par

aspiration et le matériel adhérant aux lamelles a été fixé durant 30 minutes avec 500

µL de paraformaldéhyde 4%. Pour les tests de phagocytose par D. discoideum, la

solution de paraformaldéhyde était ajoutée directement après le test et le retrait du

milieu présent sur les lamelles. La solution de fixation a été retirée par aspiration et

les puits ont été lavés avec 2 mL de PBS contenant 40 mM de NH4Cl, puis avec 2

mL de PBS. Les échantillons ont ensuite été perméabilisés avec du méthanol froid

pendant 2 minutes et les lamelles ont été immergées dans le PBS de nouveau. Le

PBS des puits a été remplacé par 2 mL de PBS contenant 0,2% de BSA (PBS-BSA)

pour une incubation de 5 minutes. Les lamelles ont été transférées dans une

nouvelle plaque de 6 puits sèche et incubées avec 100 µL de la solution d’anticorps

50

primaire (IgG de souris H36 ascite (Mercanti et al., 2006), dilution 1 : 1000 dans du

PBS-BSA) pendant 45 minutes. Les puits ont été rincés trois fois avec 1 mL de PBS-

BSA, le dernier rinçage étant d’une durée d’au moins 5 minutes. Les lamelles ont été

transférées dans une nouvelle plaque sèche et incubées avec 100 µL de la solution

d’anticorps secondaires (IgG anti-souris Alexa Fluor 568 ou Alexa Fluor 488

(Invitrogen), dilué 1 : 400 dans du PBS-BSA) pendant 30 minutes à l’abri de la

lumière. De nouveau, les puits ont été rincés trois fois avec 1 mL de PBS-BSA en

calculant 5 minutes pour le dernier lavage. Le milieu a été remplacé par 2 mL de

PBS puis les lamelles ont été montées sur des lames de microscope (25 X 75 X 1

mm) avec 10 µL de Prolong Gold (Invitrogen). Les lames ont été scellées avec du

vernis à ongles et conservées à 4°C. Les échantillons ont été observés au

microscope à épifluorescence Axio Observer Z1 (Carl Zeiss) ou au microscope

confocal inversé LSM 700 (Carl Zeiss).

Pour les échantillons provenant des tests de phagocytose par T. pyriformis, les

mêmes étapes du protocole d’immunofluorescence ont été effectuées, mais en

utilisant des tubes de 1,5 mL comme supports et en centrifugeant 5 minutes à

17 000 x g entre chaque étape.

3.2.6 Microscopie électronique à transmission (MET)

Les échantillons de billes enrobées purifiées et ceux provenant des tests de

phagocytose par D. discoideum et T. pyriformis ont été préparés pour l’observation

en MET. Les divers échantillons ont été fixés pendant 3 heures dans un tampon de

cacodylate de sodium 0,1M à pH 7,3 contenant 2% de glutaraldéhyde et 0,3% de

tetroxyde d’osmium (solution de fixation). Le matériel a ensuite subi trois lavages de

10 minutes dans le tampon cacodylate de sodium puis a été déshydraté dans une

succession de bains d’éthanol (5 minutes dans l’éthanol 30%, 5 minutes dans

l’éthanol 50%, 5 minutes dans l’éthanol 70%, 10 minutes dans l’éthanol 95% et 1

heure dans l’éthanol 100%). Les échantillons ont été enrobés dans de la résine

Epon en présence d’oxyde de propylène (pour les échantillons ne contenant pas de

billes de polystyrène) ou d’éthanol 100% (pour les échantillons contenant des billes).

Dans le premier cas, les échantillons ont été lavés deux fois 30 minutes dans le

solvant d’oxyde de propylène, suivi d’un bain Epon : oxyde de propylène (1 :1)

51

durant 24 heures, de l’évaporation du solvant et d’un nouveau bain d’Epon pendant

24 heures. Dans le second cas, des bains successifs de 2 heures dans de l’Epon :

éthanol 100% de différents ratios (1 :2, 1 :1, 2 :1, 3 :1 et 4 :1) ont été réalisés, suivi

d’un dernier bain d’Epon durant 24 heures. Les échantillons ont ensuite été incubés

24 heures à 37°C puis trois jours à 60°C pour permettre la polymérisation de la

résine à la suite de quoi de fines tranches d’échantillon (60 à 80 nm d’épaisseur) ont

été coupées. Ces dernières ont été colorées au citrate de plomb 0,1% pendant 8

minutes puis à l’acétate d’uranyle 3% pendant 5 minutes sur des grilles de nickel.

Enfin, les échantillons ont été observés au microscope électronique à transmission

JEOL JEM-1230 à 80 kV.

3.3 Résultats

3.3.1 Production et purification de billes enrobées

Afin de déterminer si les CML peuvent être réinternalisés après leur sécrétion par les

amibes, un marqueur pouvant être utilisé en microscopie à fluorescence était

nécessaire. L’anticorps H36, précédemment caractérisé par Paquet et al., 2013 et

dans le chapitre 2 de ce mémoire, permet de visualiser les CML en ciblant un sucre

présent sur ces structures ainsi que sur la membrane plasmique des cellules (voir

Figure 3.4). Toutefois, le marquage avec H36 ne permet pas de distinguer aisément

les membranes internes, ce qui complique la visualisation des CML potentiellement

ingérés par les cellules. Pour cette raison, il a été décidé d’utiliser des billes de

polystyrène fluorescentes comme marqueurs de CML. D’une taille de 1 µm, ces

billes peuvent être enrobées dans des CML lorsque les amibes les ingèrent en

même temps que des bactéries digestibles. Ainsi, en exposant des amibes naïves

(qui n’ont jamais été en contact avec des bactéries) à des billes enrobées purifiées, il

serait possible de visualiser la potentielle internalisation de billes fluorescentes (donc

de CML) par les cellules. Puisque les billes sont recouvertes d’une couche de

membranes caractéristiques des CML, il était peu probable que la présence d’une

particule étrangère à l’intérieur du CML affecte sa reconnaissance (si

reconnaissance il y a) par les amibes.

52

La première étape était donc la production et la purification d’une grande quantité de

billes enrobées selon le protocole présenté précédemment. Les gradients de densité

permettant la séparation des diverses particules présentes dans les échantillons

contenaient deux couches : la plus basse, peu concentrée, était celle correspondant

aux CML non associés à des billes (CML «vides»). La couche supérieure ainsi qu’un

agrégat de matériel situé légèrement plus bas étaient fortement colorés et ont été

prélevés à des fins d’analyse (Figure 3.1D).

Une immunofluorescence avec l’anticorps H36 a été réalisée sur l’échantillon

prélevé de la couche supérieure des gradients afin d’évaluer les proportions de billes

enrobées et de billes non enrobées (billes libres). Il était particulièrement important

de s’assurer de travailler avec des échantillons exempts de toute bille libre. En effet,

si plusieurs billes non enrobées étaient présentes dans l’échantillon mis au contact

des amibes, il serait impossible de déterminer si les éventuelles billes internalisées

par les cellules étaient enrobées ou non. La question de ré-ingestion des CML par

les amibes ne pourrait donc pas être résolue. Au contraire, la présence de CML

«vides» dans l’échantillon n’était pas problématique puisque seules les billes

fluorescentes seraient comptabilisées dans les analyses. La figure 3.2 montre les

résultats de l’immunofluorescence effectuée sur les échantillons prélevés des

gradients de densité. Le marquage des CML avec H36 produit un aspect en anneau

tout autour de la structure alors que les billes fluorescentes sont visibles

lorsqu’excitées à une longueur d’onde de 488 nm. Parmi tous les champs

microscopiques observés, chaque bille était entourée d’un anneau positif à H36,

donc enrobée dans des couches membranaires provenant de CML. Aucune bille

libre n’a été aperçue lors des analyses en microscopie à fluorescence.

Une seconde vérification de la pureté des échantillons a été effectuée en

microscopie électronique à transmission (Figure 3.3). Cette technique permet de

distinguer avec précision les membranes des CML entourant les billes et ainsi

apporter la confirmation ultime de l’absence de billes libres dans l’échantillon. Les

champs microscopiques montraient une bonne quantité de billes enrobées parmi de

nombreux CML «vides» et quelques bactéries résiduelles. Puisque ces derniers –

CML comme bactéries – ne sont pas problématiques pour les tests de phagocytose

de CML contenant des billes, il n’était pas nécessaire de s’en inquiéter. L’élément

53

important était que chaque bille présentait une ou plusieurs couches membranaires

à sa surface, bien que la plupart n’étaient enrobées que par une mince bicouche

lipidique. Ce fin enrobage était plutôt attendu puisque, les billes étant pratiquement

aussi volumineuses que les CML qui leur servent de véhicule (environ 1 µm), il est

probablement difficile pour les amibes de produire plus de membranes à l’intérieur

de leurs post-lysosomes. À faible grossissement, certaines billes semblaient

dénuées d’enrobage, mais une observation plus détaillée permettait de constater la

présence d’un fragment de membrane attaché aux billes. Il est plausible que les

frêles couches membranaires puissent se rompre lors des étapes de centrifugation

nécessaires à la purification des billes enrobées. En somme, les analyses

microscopiques effectuées ont permis de confirmer l’absence de billes libres dans

les échantillons et ainsi procéder aux tests de phagocytose de billes enrobées.

Figure 3.2. Images en microscopie à fluorescence des échantillons de billes enrobées purifiées. Les échantillons ont été marqués à l’aide de l’anticorps H36 ciblant l’enrobage de CML autour des billes fluorescentes. Toutes les billes visibles dans les champs microscopiques semblent entourées du marquage en anneau caractéristique de l’anticorps H36 ciblant les CML. L’enrobage autour des billes n’est pas discernable en contraste d’interférence différentiel (DIC) à cause de la grande réfringence des billes. Échelle = 5 µm.

54

Figure 3.3. Images en microscopie électronique à transmission des échantillons de billes enrobées et purifiées. A. Toutes les billes visibles dans les champs microscopiques sont enrobées dans des CML (flèches). La grande majorité des enrobages autour des billes sont plutôt minces, à peine quelques couches de membranes. De nombreux CML ne contenant pas de billes sont présents dans l’échantillon. Quelques bactéries résiduelles provenant des co-cultures initiales sont également présentes (têtes d’épingle). B. Certaines billes se retrouvent dans un enrobage plus épais. C. L’enrobage autour des billes est parfois constitué d’une seule membrane (flèche) qui semble se détacher de la particule. Échelles : A = 2 µm, B = 1 µm et C = 0,5 µm.

3.3.2 Test de phagocytose par D. discoideum

Les billes enrobées par D. discoideum ont été mises en contact avec des amibes

naïves de la même espèce afin de déterminer si elles seraient phagocytées par ces

dernières. Après seulement 15 minutes de temps de contact, plusieurs cellules

avaient déjà ingéré une bille enrobée (Figure 3.4). Le même résultat a été obtenu

avec les échantillons de billes libres utilisés à titre de contrôle positif (résultats non

montrés). Après 30 et 45 minutes, certaines cellules contenaient jusqu’à cinq billes

enrobées dans leurs endosomes. Cette simple constatation permettait donc

d’affirmer que les amibes peuvent bel et bien phagocyter leurs propres CML.

L’enrobage autour des billes internalisées n’était pas toujours distinguable avec

l’anticorps H36, possiblement à cause de l’interférence engendrée par le signal émis

par le reste de la cellule. Cette même raison est à l’origine de l’utilisation de billes

fluorescentes comme marqueurs de CML. Quant aux billes enrobées visibles dans le

milieu extracellulaire, il était difficile de déterminer s’il s’agissait de celles provenant

directement de l’échantillon purifié ou alors si les billes enrobées ingérées par les

amibes avaient été ré-expulsées par après. En effet, la question demeurait : que

deviennent les CML une fois ingérés?

55

Figure 3.4. Images en microscopie à fluorescence des échantillons contenant des amibes D. discoideum en présence de billes enrobées. A à C. Après un temps de contact de 30 minutes, une ou plusieurs billes enrobées sont visibles à l’intérieur des cellules. Les billes situées dans le milieu extracellulaire présentent un enrobage positif au marquage par l’anticorps H36. En B, on distingue des marquages H36 en anneaux autour des billes à l’intérieur de la cellule (flèche) : il pourrait s’agir de l’enrobage des billes ou alors simplement de la membrane de l’endosome contenant la particule. Échelles : A à C = 5 µm.

3.3.3 Test de phagocytose par T. pyriformis

Les billes enrobées par D. discoideum ont également été présentées à une autre

espèce de protozoaire, le cilié T. pyriformis. L’objectif de cette mise en scène était

de déterminer si l’issue de l’interaction serait la même que celle obtenue avec les

amibes, à savoir l’internalisation des CML. Cette fois-ci, par contre, les CML ne

constituaient pas des particules susceptibles d’être reconnues comme faisant partie

du soi par les ciliés, au contraire des amibes qui avaient elles-mêmes généré les

multicouches membranaires enveloppant les billes. Les résultats de ce test sont

56

sans équivoque : après seulement 15 minutes de contact entre les ciliés et les billes

enrobées, ces dernières se retrouvaient en grande quantité à l’intérieur des cellules

(Figure 3.5). Les billes étaient regroupées en petits amas dans ce qui était fort

probablement les vacuoles alimentaires des ciliés. Le même constat était applicable

aux cellules ayant été confrontées à un échantillon de billes libres (résultats non

montrés), ce qui laissait penser que ces protozoaires ne faisaient pas la distinction

entre les billes de polystyrène et les CML d’amibes. Ainsi, il était évident que les

CML pouvaient être réinternalisés par des protozoaires complètement différents de

celui qui les avaient produits. Un fait intéressant à noter était le marquage H36

visible autour des billes enrobées ingérées par les ciliés, ce qui n’était pas le cas

chez les amibes. L’épitope de H36 n’étant pas présent dans les cellules de T.

pyriformis, le signal émis par les CML internalisés était plus aisément distinguable

sans l’interférence provenant d’autres composantes cellulaires. Cette situation

signifiait deux choses : que de simples CML «vides» pouvaient être utilisés pour

visualiser leur ingestion par les ciliés, mais également qu’il était maintenant possible

de connaître le sort des CML phagocytés en microscopie à fluorescence. En effet,

alors que chez les amibes, il était ardu d’évaluer le devenir de l’enrobage autour des

billes internalisées, le marqueur H36 allait permettre ces analyses chez T. pyriformis.

Les investigations ont donc été poursuivies afin de déterminer le devenir des CML

«vides» phagocytés par les ciliés. Après 45 minutes de temps de contact entre les

cellules et les CML, une forte accumulation de matériel positif à H36 était visible

dans les vacuoles alimentaires, signifiant une ingestion importante de CML (Figure

3.6). Plus encore, des cellules en cours de sécrétion de corps fécaux H36-positifs

ont été aperçues et plusieurs de ces structures étaient visibles dans le milieu

extracellulaire. Les corps fécaux ne sont pas produits en milieu axénique : ils se

forment uniquement lors de l’ingestion de particules, et peuvent contenir des

particules enrobées si celles-ci sont non digestibles (ex : bactéries L. pneumophila

enrobées par T. tropicalis (Berk et al., 2008; Koubar et al., 2011)) ou en être

dépourvus si les particules sont dégradables (ex : bactéries E. coli digérées par

Tetrahymena sp. (Berk et al., 2008)). Ainsi, les corps fécaux H36-positifs observés

contenaient-ils des CML intacts enrobés ou ces derniers étaient-ils dégradés avant

leur inclusion dans les corps fécaux?

57

Figure 3.5. Images en microscopie à fluorescence des échantillons contenant des ciliés T. pyriformis en présence de billes enrobées. Après un temps de contact de 15 minutes, de nombreuses billes enrobées se sont accumulées dans les vacuoles alimentaires des ciliés. Le marquage H36 de l’enrobage autour des billes parvient à pénétrer à l’intérieur des cellules. Échelle = 5 µm.

En étudiant plus attentivement l’aspect du marquage H36 à l’intérieur des corps

fécaux, il a été possible d’y apercevoir les anneaux caractéristiques des CML tels

qu’ils sont constatés chez les CML inaltérés (Figure 3.6B). Si les CML avaient été

endommagés durant leur transit chez les ciliés, un marquage H36 plus diffus à

l’intérieur des corps fécaux aurait été attendu. Au contraire, les résultats obtenus

laissaient entrevoir la possibilité d’une accumulation de CML intacts à l’intérieur des

corps fécaux. Pour s’en assurer, des analyses en microscopie confocale ont été

effectuées de manière à obtenir une meilleure résolution de la structure interne des

corps fécaux (Figure 3.7). Les images acquises à différents plans focaux à l’intérieur

de ces structures ont permis de visualiser avec plus de précision les CML

enveloppés. Ainsi, la présence de CML apparemment intacts dans les corps fécaux

semblait un phénomène récurrent puisque des anneaux H36 étaient visibles dans la

plupart des structures. L’anticorps H36 semblait toutefois marquer uniquement les

58

CML situés en périphérie du corps fécal : plus le plan observé était proche du centre

de la structure, moins les anneaux H36 étaient distinguables et plus un marquage

parfaitement sphérique autour du corps fécal était obtenu. À ce stade des analyses,

il était possible que les CML les plus profondément enfouis soient plus altérés que

les autres ou alors que l’anticorps n’est tout simplement pas capable de pénétrer

jusqu’au centre de la structure.

Figure 3.6. Images en microscopie à fluorescence des échantillons contenant des ciliés T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum. A. Après 45 minutes de contact, les vacuoles alimentaires des ciliés contiennent du matériel positif au marquage par l’anticorps H36 témoignant de l’ingestion d’une grande quantité de CML. Certaines cellules semblent en cours de sécrétion de corps fécaux fortement positifs au marquage de CML (flèche). B. Plusieurs corps fécaux sont visibles dans le milieu extracellulaire après 45 minutes de contact entre les ciliés et les CML. Il est possible de distinguer le marquage H36 en anneau caractéristique des CML à l’intérieur même des corps fécaux. Échelles : A et B = 5 µm.

59

Figure 3.7. Séries d’images en microscopie confocale de corps fécaux produits par T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum après 90 minutes de contact. A et B. Les différentes tranches de 0,5 µm réalisées par la microscopie confocale permettent de distinguer les CML enrobés dans les corps fécaux. Les CML sont marqués avec l’anticorps H36 leur donnant un aspect en anneau. En B, de gauche à droite : plus le plan focal s’éloigne du centre du corps fécal, plus les CML enrobés sont visibles distinctement. Échelles : A et B = 5 µm.

La confirmation de la structure des corps fécaux est venue des analyses en MET

réalisées sur des échantillons de ciliés ayant été en contact avec des CML durant 45

ou 90 minutes (Figure 3.8). Dans les cellules provenant des échantillons de 45

minutes, les vacuoles alimentaires étaient chargées de matériel plus ou moins

densément empaqueté. Au temps 90 minutes, toutes les vacuoles étaient très

opaques à cause de la densité élevée du matériel. Des plans plus rapprochés des

vacuoles ont permis d’y visualiser les CML compressés les uns sur les autres. Les

vacuoles les plus claires contenaient une grande quantité de CML peu compactés et

un espace était visible entre ceux-ci et la membrane du compartiment cellulaire. Au

contraire, les vacuoles de teinte foncée étaient remplies de CML fortement

comprimés qui prenaient un aspect bombé sous la pression, à la manière d’un relief

en topographie. Les corps fécaux expulsés dans le milieu extracellulaire étaient à

l’image des vacuoles, c’est-à-dire des structures très sphériques chargées de CML

denses et compressés. En théorie, un corps fécal de 5 µm de diamètre pourrait

contenir un peu plus d’une centaine de CML de 1 µm de diamètre, mais ce nombre

60

pourrait être beaucoup plus important compte tenu de la compression que subissent

les CML. Enfin, plusieurs vacuoles alimentaires et corps fécaux contenaient ce qui

semblait être une cellule bactérienne incluse au travers des CML empaquetés

(Figure 3.8E et F). Il s’agissait vraisemblablement de bactéries K. aerogenes

résiduelles provenant des échantillons purifiés de CML, puisque de telles cellules ont

été aperçues dans les échantillons de billes enrobées (Figure 3.3A).

Toutes ces données permettent d’éclaircir le sort des CML ingérés par le cilié T.

pyriformis. Les CML internalisés se retrouvent dans une vacuole alimentaire où ils

s’accumulent par centaines. Puis, ils sont progressivement comprimés les uns sur

les autres, un peu à la manière d’un compacteur à déchets, possiblement pour

faciliter la formation et l’expulsion du corps fécal vers l’extérieur. Malgré la

compression que subissent les CML, ceux-ci conservent relativement bien leur

structure de lamelles concentriques, ce qui explique qu’il est toujours possible de

distinguer les anneaux H36 en microscopie à fluorescence. En somme, loin d’être

dégradés lors de leur phagocytose par les ciliés, les CML sont inclus dans des corps

fécaux à l’instar de plusieurs bactéries résistantes (voir Tableau 1.1).

61

62

Figure 3.8. Images en microscopie électronique à transmission des échantillons contenant des ciliés T. pyriformis en présence de CML de D. discoideum. (Voir page précédente) A. Après 45 minutes de contact, les vacuoles alimentaires des ciliés sont chargées de CML. Certaines vacuoles sont très opaques à cause d’une plus grande densité de matériel (flèches) alors que d’autres sont moins engorgées (têtes d’épingle). B. Après 90 minutes de contact, toutes les accumulations de CML à l’intérieur des ciliés ont une densité de matériel élevée. C. Agrandissement de l’image en A de trois vacuoles alimentaires contenant des CML. Ceux-ci semblent être compactés progressivement à l’intérieur des vacuoles, ce qui produit différents niveaux de densité à mesure que les CML sont comprimés les uns sur les autres. D. Vacuole contenant des CML distinctement identifiables avant leur compression. E. Vacuole contenant des CML fortement compactés leur donnant un aspect en relief. F. Des corps fécaux contenant des CML compressés ont été sécrétés dans le milieu extracellulaire. Les flèches en E et F montrent des structures semblables à des bactéries ayant été enrobées dans les corps fécaux en même temps que les CML. Échelles : A et B = 10 µm, C = 5 µm, D et E = 2 µm et F = 1 µm.

63

Chapitre 4

Discussion générale

Le présent projet visait à élucider les mécanismes de formation et le rôle des CML

chez D. discoideum, ces structures étant suspectées de contribuer à la survie

bactérienne et à la propagation de certains micro-organismes pathogènes dans

l’environnement. En effet, la machinerie moléculaire impliquée dans la biogenèse

des CML et, par conséquent, dans le phénomène de l’enrobage de bactéries était

totalement inconnue. De plus, la même incertitude prévalait en ce qui concerne

l’utilité des CML dans la physiologie et l’écologie des protozoaires. Les objectifs de

ce projet consistaient donc à 1) identifier et caractériser les protéines retrouvées sur

les CML afin de déduire le mécanisme de leur formation et 2) vérifier si les CML

peuvent être réinternalisés après leur sécrétion pour mieux comprendre leur

interaction avec les protozoaires.

Pour ce faire, des échantillons purifiés de CML ont été analysés par spectrométrie

de masse et quatre protéines majeures ont été identifiées : PonC, SctA, PhoPQ et

CDD. Toutefois, le profil de migration du contenu protéique des CML ne contenait

que très peu de bandes sur le gel SDS-PAGE, signifiant que peu de protéines

majeures étaient associées à ces structures. Ce résultat n’était pas si surprenant :

en effet, étant formés dans un compartiment d’origine lysosomale, les CML sont en

quelque sorte des produits de dégradation. Plusieurs protéines associées aux

membranes lysosomales sont donc susceptibles d’être dégradées lors de

l’invagination des membranes menant à la formation des CML. Avant la présente

étude, seulement une protéine, la lectine Discoidine I, avait été localisée sur les CML

à l’aide d’un anticorps spécifique (Barondes et al., 1985). Cette protéine, synthétisée

uniquement lors du développement multicellulaire et liant les sucres contenant du N-

acétylgalactosamine ou du galactose (Rosen et al., 1973), a également été identifiée

dans la matrice extracellulaire, une composante permettant l’accumulation de

protéines sécrétées (Cooper et Barondes, 1984; Huber et O'Day, 2015). Par contre,

les expériences réalisées au cours du présent projet n’ont permis de détecter cette

protéine qu’une seule fois sur trois analyses de spectrométrie de masse,

possiblement à cause de la méthode de détection qui diffère grandement de celle

64

employée par Barondes et al. Il est également possible que la majorité des CML

contenus dans les échantillons purifiés soient issus de cellules végétatives n’ayant

pas entrepris la synthèse de la Discoidine I.

Des quatre protéines majeures identifiées au cours de ce projet, seulement SctA a

pu être confirmée sur les CML à l’aide d’une seconde méthode, en l’occurrence une

immunofluorescence effectuée directement sur les CML avec un anticorps

spécifique contre cette protéine. Ainsi, on ne peut pas exclure la possibilité que

certaines des autres protéines identifiées soient issues de vésicules provenant de

cellules éclatées qui auraient été purifiées en concomitance avec les CML. Cela

reste donc à être vérifié ultérieurement. De plus, puisque le type de bactérie utilisée

pour la production de CML par les amibes influence la morphologie de ces structures

(Denoncourt et al., 2014), le contenu protéique pourrait également différer en

conséquence. Jusqu’à présent, toutes les analyses de spectrométrie de masse ont

été effectuées avec la même espèce bactérienne (K. aerogenes).

Peu d’informations sur les mécanismes de formation ou le rôle des CML ont pu être

dégagées de l’identification des protéines PonC, SctA, PhoPQ et CDD. En effet, ces

protéines, peu ou pas du tout caractérisées, n’ont pas de fonction connue. Tout de

même, certaines données disponibles sur les domaines structuraux présents dans

ces protéines permettent d’élaborer quelques hypothèses. Premièrement, les

protéines PonC sont similaires à la ponticuline (PonA), une protéine permettant

l’ancrage du cytosquelette d’actine à la membrane plasmique (Hitt et al., 1994a; Hitt

et al., 1994b). Ainsi, PonC pourrait être impliquée, via son association avec l’actine,

dans les mécanismes de formation des CML lors de l’invagination de la membrane

lysosomale. La protéine CDD, quant à elle, possède un domaine de liaison aux

sucres commun aux enzymes hydrolytiques de type cellulase (Finn et al., 2016). Il

est possible que la protéine CDD soit recrutée dans les lysosomes pour y accomplir

la dégradation du matériel ingéré, puis qu’elle soit incorporée aux CML

subséquemment. Enfin, le domaine PhoPQ-activated pathogenicity-related de la

protéine PhoPQ (produit du gène DDB_G0276897) est également retrouvé chez des

protéines régulatrices bactériennes importantes pour la virulence de S. enterica

(Groisman, 2001). Chez S. enterica et E. coli, le régulon PhoPQ consiste en un

système à deux composantes (PhoP et PhoQ) qui active une série de gènes

65

spécifiques (Monsieurs et al., 2005). Chez D. discoideum, quatre protéines en

excluant la protéine PhoPQ (DDB_G0276897) possèdent ce domaine PhoPQ-

activated, notamment la protéine AprA. Cette dernière agit en tant que répresseur

autocrine de prolifération cellulaire lorsque sécrétée (Brock et Gomer, 2005) et

chémorépulsif chez les cellules végétatives (Phillips et Gomer, 2012). Toutes ces

données laissent donc entrevoir une action régulatrice extracellulaire pour la

protéine PhoPQ (DDB_G0276897).

La protéine SctA a été l’objet d’une première caractérisation récemment et est

maintenant connue pour être associée aux pycnosomes, des structures

membraneuses continuellement formées dans les endosomes et sécrétées par les

cellules axéniques (Sabra et al., 2016). Ainsi, la présence de SctA sur les CML

pourrait être simplement attribuable à l’incorporation des pycnosomes dans les CML

lorsque les deux structures se retrouvent simultanément dans les lysosomes tardifs

de l’amibe. N’étant pas toujours présente sur les CML (voir Figure 2.5A), la protéine

SctA est peu probablement impliquée dans les mécanismes de formation de ces

structures. Le rôle de SctA dans les cellules reste toutefois à déterminer et il pourrait

être d’importance. En effet, toutes les tentatives pour générer un mutant par

inactivation du gène sctA furent infructueuses jusqu’à présent (résultats non

montrés), ce qui pourrait signifier que la protéine est essentielle à la survie des

cellules. Par contre, une trop grande quantité de SctA intracellulaire semble toxique

pour les amibes puisque les essais de surexpression de la protéine ont été tout

aussi vains (résultats non montrés). La fine régulation de la production de SctA

paraît donc indispensable. Deux possibilités sont envisageables quant au rôle de

SctA : celle-ci pourrait agir de façon intracellulaire et l’excédent de protéines serait

alors impérativement sécrété à l’extérieur via les pycnosomes, ou alors la fonction

de SctA pourrait être accomplie lors de la sécrétion de la protéine dans le milieu

extracellulaire. Cependant, un doute subsiste quant à la nature des pycnosomes. En

effet, ces structures pourraient constituer des artéfacts issus des cellules cultivées

en milieu axénique, car ces souches d’amibes sont en réalité des mutants

sélectionnés pour leur capacité à croître en milieu liquide et à se nourrir par

macropinocytose. Les amibes d’origine environnementale, quant à elles, se

nourrissent de bactéries par phagocytose et la production de pycnosomes n’a pas

66

été investiguée chez ces souches. Ainsi, sans la formation de pycnosomes, les CML

constitueraient alors le véhicule principal pour la sécrétion de SctA.

4. 1 Rôles possibles des CML

Grâce aux tests de phagocytose de billes enrobées présentés au chapitre 3, il a été

déterminé que les amibes pouvaient réinternaliser leurs propres CML. Plus encore,

un autre protozoaire, le cilié T. pyriformis, était également en mesure de phagocyter

ces structures, mais aucune dégradation ou digestion des CML n’a été observée à

l’intérieur des cellules. Au contraire, les CML étaient compactés les uns sur les

autres à l’intérieur des vacuoles alimentaires pour être finalement évacués sous la

forme de corps fécaux denses. Les CML ne semblent donc pas être digestibles pour

T. pyriformis, mais cela reste à vérifier dans le cas de D. discoideum. Plusieurs

questions subsistent également, à savoir si les CML pourraient influencer le

comportement cellulaire et, dans l’affirmative, de quelle manière. À ce sujet,

plusieurs hypothèses sont envisageables et détaillées ci-dessous.

4.1.1 Communication intercellulaire

Une première possibilité est que les CML pourraient porter une molécule signal

capable d’induire un comportement cellulaire en réaction à une situation particulière,

dans ce cas-ci la phagocytose de bactéries digestibles. Ainsi, la sécrétion de CML

dans le milieu pourrait coordonner des réactions dans l’ensemble de la population

d’amibes. La candidate idéale au rôle de molécule signal serait la protéine PhoPQ

qui, comme mentionné précédemment, est hautement similaire à certaines protéines

régulatrices telles que AprA. Une fois les CML sécrétés par les amibes, la protéine

PhoPQ pourrait dégager un signal dans le milieu auquel les cellules environnantes

réagiraient. D’un autre côté, sachant que les amibes phagocytent leurs CML, il est

également plausible qu’un signal intracellulaire soit déclenché uniquement lors de la

réinternalisation. Un aspect intéressant à vérifier serait l’influence chimiotactique des

CML. En effet, les amibes D. discoideum sont connues pour réagir de concert et

communiquer par l’intermédiaire de gradients chimiotactiques, par exemple les

gradients d’AMPc au cours du développement multicellulaire (Kessin, 2001). La

réinternalisation des CML est-elle le résultat d’une attraction chimiotactique ou

67

simplement un processus «passif» au même titre que la phagocytose de billes? Par

ailleurs, une molécule chimioattractante présente sur les CML pourrait également

viser d’autres fins que la réinternalisation, par exemple avertir les individus de la

population de la présence de bactéries digestibles. Chez des amibes cultivées en

présence de Klebsiella pneumoniae, l’ARNm de PhoPQ est exprimé fortement

quatre heures après l’épuisement de la nourriture puis la production chute

brutalement avant d’atteindre huit heures (Parikh et al., 2010; Rot et al., 2009), cet

intervalle de temps correspondant à la phase d’agrégation des cellules au stade

multicellulaire (Kessin, 2001). Ainsi, peut-être la protéine PhoPQ portée par les CML

joue-t-elle un rôle au cours du développement multicellulaire. Enfin, on ne peut pas

exclure l’hypothèse que PhoPQ agisse, positivement ou négativement, sur la

prolifération cellulaire comme son analogue AprA. Par exemple, une grande quantité

de CML sécrétés, et donc de PhoPQ extracellulaire, pourrait indiquer aux cellules de

réduire leur rythme de division alors que les sources de nourriture (c’est-à-dire les

bactéries digestibles) s’épuisent.

4.1.2 Cargo

Il a été suggéré dans la littérature que les CML puissent servir de cargo pour

transporter des protéines à l’extérieur où elles accompliraient leur fonction

(Barondes et al., 1985). C’est le cas de la Discoidine I qui, étant impliquée dans

l’adhésion au substrat et la migration ordonnée des cellules au cours du stade

multicellulaire (Springer et al., 1984), serait livrée jusqu’à la matrice extracellulaire

via les CML. Le même principe a été envisagé concernant les corps lamellaires

produits par les pneumocytes humains de type II qui permettraient d’acheminer les

protéines de surfactant pulmonaire vers l’épithélium alvéolaire (Schmitz et Muller,

1991). Dans le même ordre d’idées, les CML de D. discoideum pourraient avoir pour

fonction de véhiculer des concentrations élevées d’enzymes ayant des fonctions

hydrolytiques vers l’extérieur afin de s’attaquer à des biofilms bactériens

particulièrement coriaces. La protéine CDD, qui possède un domaine de liaison aux

sucres habituellement retrouvé chez les cellulases et une région

cytidine/déoxycytidylate déaminase, pourrait constituer l’une de ces enzymes. De

plus, la présence d’un peptide signal dans la séquence protéique de la CDD suggère

que sa fonction principale serait extracellulaire.

68

4.1.3 Source de nutriments

Les CML étant phagocytés par les amibes et le cilié T. pyriformis, il n’est pas

invraisemblable que ces structures constituent des éléments nutritifs pour les

protozoaires. En fait, il pourrait s’agir de réserves de nutriments, principalement de

nature lipidique, emmagasinées par les cellules en présence d’une grande quantité

de nourriture. Ces accumulations de nutriments seraient alors sécrétées dans le

milieu en vue d’une utilisation éventuelle. Les amibes cultivées de façon axénique,

sans bactéries à leur disposition pour fabriquer ces réserves, seraient alors portées

à phagocyter les CML qui leur sont présentés plutôt que le milieu de culture liquide.

Les CML pourraient alors permettre l’échange de lipides entre des amibes nourries

avec des bactéries et d’autres n’ayant pas eu cette chance. Les membranes des

CML, principalement composées de phospholipides et de lipides neutres comme les

stérols (Paquet et al., 2013), seraient dégradées par la cellule afin de réutiliser ces

molécules. Cette théorie de transfert de composants lipidiques a aussi été proposée

dans le cas des macrophages humains qui s’échangeraient le cholestérol contenu

dans leurs corps lamellaires (Schmitz et Muller, 1991). Un moyen pour investiguer

cette hypothèse serait de visualiser en MET des amibes ayant phagocyté des CML

contenant des billes de polystyrène. Cela permettrait éventuellement de déterminer

si l’enrobage autour des billes internalisées a été dégradé, car de nature nutritive, ou

alors si les billes enrobées sont tout simplement expulsées, avec ou sans l’ajout

d’une nouvelle couche lipidique.

Toutefois, si les CML contiennent réellement des éléments nutritifs, leur abondance

ne prévient pas une population amibienne d’entreprendre le développement

multicellulaire lorsque toutes les bactéries digestibles du milieu ont été

consommées. En effet, les co-cultures de D. discoideum et de K. aerogenes utilisées

pour le protocole de production massive de CML permettaient la formation de

nombreux corps fructifères malgré l’évidente profusion de CML sécrétés. Ainsi, il est

possible que les CML ne servent pas à la consommation immédiate et qu’ils soient

incorporés aux corps fructifères comme réserves, un peu à la manière des bactéries

digestibles amenées dans les boules de spores des amibes «fermières» (Brock et

al., 2011). De nombreuses souches de D. discoideum limitent leur consommation de

bactéries afin d’en conserver une partie qui est acheminée jusqu’aux corps

fructifères et dispersée en même temps que les spores amibiennes. De cette façon,

69

les spores ayant abouti dans un milieu pauvre en nourriture bénéficient de leurs

propres réserves de bactéries qui ont voyagé avec elles. Le même principe pourrait

donc s’appliquer aux CML. Enfin, il n’est pas à exclure que les CML constituent des

réserves nutritives non pas pour les protozoaires, mais bien pour les bactéries

«d’élevage» entraînées dans les corps fructifères. Ces bactéries pourraient alors

dégrader les CML pour leur subsistance au moyen de lipases, jusqu’à leur propre

consommation par les amibes «fermières».

4.1.4 Déchets métaboliques

Un argument en défaveur de l’hypothèse présentant les CML comme une source de

nutriments est qu’il a été déterminé dans la présente étude que le cilié T. pyriformis

ne digérait pas ces structures après leur phagocytose. Au contraire, les CML

n’étaient que compressés les uns sur les autres pour permettre leur évacuation

comme de simples déchets non digestibles, et il est possible que la situation soit

similaire chez D. discoideum. Ainsi, comme il a été proposé dans la littérature

(Gezelius, 1959; Hohl, 1965; Mercer et Shaffer, 1960), les CML pourraient constituer

des déchets cellulaires expulsés par les amibes et leur réinternalisation serait plutôt

accidentelle. Par contre, sachant que les lipides contenus dans les CML proviennent

du protozoaire et non des bactéries ingérées (Paquet et al., 2013), le coût

énergétique pour produire une telle quantité de membranes est non négligeable pour

la cellule. Une dépense énergétique de cette ampleur pour pratiquement rien est

donc difficilement imaginable. En effet, on peut envisager que l’évolution aurait

favorisé l’utilisation de ce système d’éjection de déchets à d’autres fins, par exemple

pour transporter des protéines vers l’extérieur de la cellule.

4.1.5 Influence écologique sur d’autres micro-organismes

Enfin, il ne faut pas exclure la possibilité que les CML n’aient pas véritablement de

fonction autre que la sécrétion de déchets métaboliques pour les amibes, mais qu’ils

influenceraient le comportement de certains micro-organismes cohabitant dans le

même environnement. Par exemple, ils pourraient contenir une molécule signal qui

inhiberait la croissance d’autres protozoaires à des fins de compétition ou alors qui

attirerait des proies bactériennes. Ce sont ces hypothèses qui ont motivé les

70

expériences mettant en présence les CML de D. discoideum avec l’autre espèce de

protozoaire totalement différente qu’est le cilié T. pyriformis. Pour l’instant, aucune

incidence notable des CML n’a été observée sur la croissance ou la prolifération des

ciliés. Toutefois, la détection de probables bactéries incluses dans les corps fécaux

produits en présence de CML (Figure 3.8) laisse entrevoir la possibilité d’une

interaction tripartite entre les ciliés, les CML et les bactéries. En effet, la bactérie K.

aerogenes étant normalement digestible pour T. pyriformis (Curds et Cockburn,

1968), il était étonnant de constater sa présence apparemment intacte à l’intérieur

des corps fécaux de T. pyriformis constitués des CML de D. discoideum. Cela

pourrait signifier que l’ingestion simultanée de bactéries et d’une grande quantité de

particules non digestibles comme les CML permet aux premières de résister à la

dégradation à l’intérieur du protozoaire. Ainsi, une surcharge de matériel ingéré par

le cilié limiterait sa capacité à digérer les proies bactériennes qui s’échapperaient

alors via les corps fécaux. Ce phénomène pourrait être d’importance dans certains

milieux eutrophes tels que les canalisations de diverses installations hydriques

artificielles où l’abondance de matière organique serait susceptible de bénéficier aux

bactéries phagocytées.

4.2 Conclusion et perspectives

Ce projet visait à obtenir des indications sur les mécanismes de formation et la

fonction biologique des CML chez l’amibe D. discoideum. Quatre protéines majeures

associées aux CML ont été identifiées, mais leur manque de caractérisation et

l’absence de fonctions connues ont limité les conclusions pouvant être tirées quant

au rôle des CML. Toutefois, la présence sur les CML de PhoPQ, une protéine

hautement similaire au répresseur de prolifération AprA, permet d’envisager que les

CML puissent porter une molécule signal affectant le comportement cellulaire des

amibes. De plus, il a été prouvé que ces dernières pouvaient réinternaliser leurs

propres CML, bien que le sort de ces structures à l’intérieur des amibes reste à être

résolu. Par contre, l’internalisation des CML par le cilié T. pyriformis a permis de

déterminer que ceux-ci n’étaient pas digérés par le protozoaire et qu’ils étaient

comprimés les uns sur les autres dans les vacuoles alimentaires pour être

finalement expulsés sous la forme de corps fécaux. En somme, plusieurs possibilités

subsistent quant au rôle des CML chez l’amibe – méthode de communication

71

intercellulaire, cargo, source de nutriments ou simples déchets métaboliques – et

des investigations plus poussées sont nécessaires pour élucider la question.

Les perspectives de ce projet incluent de nombreuses avenues. Premièrement, il

serait pertinent de vérifier si les CML exercent un effet chimiotactique sur les amibes

et si la croissance des ciliés est perturbée ou augmentée en présence de CML. De

plus, le destin de l’enrobage autour des billes enrobées internalisées par les amibes

devra être déterminé, possiblement par des analyses en MET. Par ailleurs, les

gènes des quatre protéines identifiées sur les CML pourront être clonés en phase

avec la GFP afin de créer des marqueurs permettant de visualiser le processus de

formation des CML en microscopie à fluorescence. L’utilisation de billes de

polystyrène fluorescentes et de marqueurs lipidiques pourrait complémenter ces

analyses. La surexpression et l’inactivation de ces gènes d’intérêt, plus

particulièrement celui de PhoPQ, seraient également utiles pour élucider les

fonctions des protéines associées aux CML.

Éventuellement, il serait intéressant d’analyser le contenu protéique des CML ou des

corps fécaux produits par d’autres types de protozoaires, par exemple l’amibe

Acanthamoeba ou le cilié Tetrahymena. Ainsi, la détection de protéines analogues à

celles retrouvées sur les CML de D. discoideum permettrait d’entrevoir une tendance

parmi les éléments nécessaires à la formation ou la fonction de ces structures.

Idéalement, l’identification d’une protéine présente sur tous les CML ou corps fécaux

sécrétés par les protozoaires procurerait un marqueur universel de CML.

Enfin, ces indicateurs de CML serviront ultimement à analyser la présence et

l’importance de ces structures sur le terrain, notamment dans les installations

hydriques à risque de promouvoir le phénomène de l’enrobage de bactéries. Une

meilleure compréhension des mécanismes gouvernant l’inclusion des bactéries à

l’intérieur des CML contribuera à élaborer des stratégies afin de contrôler ou

diminuer ce phénomène et ainsi limiter la propagation de bactéries pathogènes dans

l’environnement.

73

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Caractérisation biochimique et écologique des corps ... · GFP : protéine fluorescente verte (Green Fluorescent Protein) GlcNAc-1-P : N-acétylglucosamine-1-phosphate IgG: immunoglobuline