Chapitre II Méthodologie de travail · Web viewC 4 H 8 O2 88.11 Propanole C 3 H 8 O / Bleu de Coomassie C 45 H 44 N 3 NaO 7 S 2 / Diphénylamine C 12 H 11 N 169.23 Aniline C 6 H

République Algérienne Démocratique et PopulaireMinistère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLAFaculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département des Sciences Biologiques

MémoireMASTER ACADEMIQUE

Domaine : Sciences de la Nature et de la VieFilière: Biologie

Option: contrôle de qualité des produits alimentaires

Présenté par Melles BENAGGA Soumia

DADDI ADDOUN Nabila

Soutenu publiquement

Le : 01/06/2016

Président BOUAL Zakaria M.C.A. Univ. OuarglaExaminateur SAYAH Zineb M.A.A Univ. OuarglaEncadreur OULD EL HADJ Mohamed Didi Pr. Univ. OuarglaCo-Encadreur MEHELLOU Zineb M.A. Univ. Ouargla

Devant le jury

Année Universitaire : 2015/2016

Etude physico-chimique et biochimique de polysaccharides extraits de la variété Deglet Nour de dattes demie molles selon deux stades phénologiques

RemerciementsNous tenons tout d’abord à remercier Dieu « le tout Puissant » de nous

avoir accordé la force et le courage afin de réaliser ce modeste travail.

Tout d’abord, Nous exprimons notre plus vive reconnaissance à notre promoteur Monsieur OULD ELHADJ Mohamed DidiProfesseurau Département des Sciences Biologiques à la Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie de l’Université KasdiMerbah-Ouargla, qui a bien voulu accepter de nous prendre en charge pour réaliser ce travail dont le mérite lui revient grâce à son aide, ses conseils précieux et sa vision de la recherche scientifique.

Je tiens à adresser ma profonde reconnaissance à notre co-promoteurMademoiselle MEHELLOU Zineb, maître assistante au département des sciences biologiques à la faculté des sciences de la nature et de la vie de l’université KasdiMerbah-Ouargla, pour vos efforts, votre guide, votre disponibilité et votre patience au cours de ce travail.

Nous exprimons nos profondes reconnaissances à Monsieur BOUAL Zakaria, Maître de conférences au Département des Sciences biologiques à la Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie de l’Université KasdiMerbah-Ouargla, qui nous fait l’honneur de présider ce jury.

Nous présentons nos remerciements les plus sincères, Madame Sayah Zinebmaître assistante au Département de Biologie à la Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie de l’Université de, d’avoir accepté d’examiner ce travail.

Nous remercions infiniment, le Professeur OULD ELHADJ Mohamed Didi directeur du laboratoire de Protection des Ecosystèmes en Zones Arides et Semi Arides, de nos avoir soutenu en plusieurs occasions durant la réalisation de ce mémoire.

Nous exprimons nos vifs remerciements au Monsieur Ami Tahar responsable de l’exploitation de l’Université KasdiMerbah-Ouargla qui nous ont aidé à trouver et à récolter la matière végétale et pour leur respect à la recherche scientifique.

Nous ne pourrons pas conclure sans remercier toutes personnes qui nous soutenues au cours de la réalisation de ce modeste travail, nos familles et nos amis (es), particulièrement nos collègues de Master contrôle de qualité des produits alimentaires et à tous ce qui est contribué à l’évolution de cette étude.

I

Dédicace

C’est avec très grand honneur que je dédié ce modeste travail à

A mes très chers parents,mon père et ma mère qui n’ont jamais cessé de me Soutenir et de m’encourager non seulement dans

la réalisation de ce travailmais dans toute ma vie

Qu’Allah leurs prête santé

A ma sœurA toute ma famille

A mes amiesA mes enseignants

A tous ceux qui adorent la science et participent à son évolution

«Merci, ce mémoire est la vôtre»

DADDI ADDOUN Nabila

Dédicace

C’est avec très grand honneur que je dédié ce modeste travail à

A mes très chers parents en témoignage de ma reconnaissance pour leur patience, leurs sacrifices et leur soutien tout au long de mes études

II

Qu’Allah leur prête santéBENAGGA ABD EL KADERet SOUAD CHEGOU

A mes sœurs, RABAB, SAFA, FATIAM, WIAM, WALA

A toute ma familleA mes amies

A mes enseignants

A tous ceux qui adorent la science et participent à son évolution

«Merci, ce mémoire est la vôtre»

BEN AGGA Soumia

Liste des tableaux

N° Titre Page01 Composition en pectines solubles et protopectine en fonction du stade de

maturité (BEN CHABANE et al., 1995)18

02 Caractéristiques des produits chimiques utilisés au cours de l'expérimentation 2303 Fournisseur et type des appareils et instruments utilisés au cours de 23

III

l'expérimentation04 Teneurs en oses réducteurs dans l’extraits bruts

polysaccharidiquesdel’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

41

Liste des figures

IV

Liste des photos

N° Titre Page

PageTitreN°

8Distribution géographique du palmier dattier dans le monde (SAKINABDRABO, 2013)

01

9Distribution géographique du palmier dattier en Algérie (BOUGUEDOURA, 1991)

02

10Stades de développement des dattes (MUNIER, 1973)0322Méthodesexpérimentale04

29Protocole d’extraction des polysaccharides hydrosolubles (YANG et al., 2008; CHEN et al., 2010b;LIU et al., 2011; HOLDERNESS et al.,2011; LI et al 2013; HU et al., 2013;CHIDOUH et al., 2014; XIE et al,2014)

05

30Protocole d’extraction des polysaccharides alcali-soluble(GUO et al, 2007;CHEN et al., 2010; LIU et al., 2011; YU et al.,2014;YANG et al., 2015; LI et al., 2015)

06

36Caractères physico-chimiques de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

07

39Rendements massiques des extraits polysaccharidiques hydrosolubles et alcali-solubles de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

08

42Teneur en oses totaux, neutre et acides des extraits polysaccharidiques0943Teneur en protéine des extraits polysaccharidiques hydrosolubles et alcali-

solubles l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar10

46Chromatogramme des hydrolysats de polysaccharides de l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar(système 1)

11

47Chromatogramme des hydrolysats de polysaccharides de l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar(système 2)

12

V

01 Echantillonsétudiés 2502 Technique de séchaged'échantillons 26

SommaireIntroduction. 1

Chapitre I : Synthèsebibliographie

I.1.-Palmier dattier 4I.2.-Position systématique de palmier dattier 4I.3-Différents organes de palmier dattier 5I.3.1.-Système racinaire 5I.3.2.-Systèmes végétatifs 5I.3.2.1.-Tronc ou stipe 5I.3.2.2.-Feuilles oupalmes 6I.3.3.-Appareil de reproduction 6I.3 3.1.-Spathes ou inflorescences 6I.3.3.2.-Fleurs 6I.3.4.-Fruit 7I.4.-Fécondation de Palmier dattier 7I-5.-Répartition géographique du Phoenixdactylifera L et production des dattes 7I-5-1.-Répartition et production dans le monde 7I-5-2.-Répartition et production dans l'Algérie 8I.6.-Physiologie de la datte 9I.7.-Formation et maturation de la datte 9I.7.1.-Stades de maturation de datte 10I.7.1.1.-Stade Loulou 10I.7.1.2.-Stade Khalal 11I.7.1.3.-Stade Bser 11I.7.1.4.-Stade Martouba 11I.7.1.5.-Stade Tmar 12I.7.2.-Maturation artificielle 12I.8.-Classification de date 12I.9.-Valeur nutritive et la composition biochimique de dattes 13I. 9.1.-Composition de la partie comestible «pulpe» 13I.9.1.1.-Eau 13I.9.1.2.-Sucres 13I.9.1.3.-Protéines 14I.9.1.4.-Lipides 14I.9.1.5.-Eléments minéraux 14I.9.1.6.-Vitamines 14I.9.1.7.-Fibres 15I.9.1.8.-Enzymes 15

I.9.1.9.-Composition phénoliques 15I.9.2.-Composition biochimique de la partie non comestible «noyau» 16I.10.-Polysaccharides de datte 16I.10.1.-Cellulose 17I.10.2.-Pectines 17I.10.3.-Amidon 18

Chapitre II.- Méthodologie de travailII.1.-Principe d'étude 21II.2.-Matériel d'étude 21II.2.1.-Matériel non biologique 21II.2.1.1.-Solvants et réactifs 21II.2.1.2.-Appareils et instruments 21II.2.2.-Matériel biologique 24II.2.2.1.-Choix de la variété 24II.2.2.1.1.-Datte Deglet-Nour 24II.2.2.1.2.-Inflorescence mâle (Dokkar) 25II.2.2.2.-Echantillonnage 25II.2.2.3.-Technique de séchage 26II.3.-Méthodologie de travail 26II.3.1.-Analysesphysico-chimiques 26II.3.1. 1.-Détermination de la teneur en eau et en matière sèche 26II.3.1.2.-Détermination de la teneur en cendres totales 27II.3.1.3.-Détermination du pH suivant la norme AFNOR (NF V 05-108, 1970) 27II.3.1.4.-Détermination de la conductivité électrique 28II.4.-Extraction des polysaccharides 28II.4.1.-Extraction des polysaccharides hydrosolubles 28II.4.2.-Extraction des polysaccharides alcali-solubles 30II.5.-Calcul du rendement 31II.6.-Caractérisation biochimique 31II.6.1.-Dosage colorimétriques 31II.6.1.1.-Dosage des protéines selon BRADFORD (1976) 31II.6.1.2.-Dosage des oses totaux 31II.6.1.3-Dosages des oses neutres et acides 32II.6.1.3.1.-Dosages des oses neutres 32II.6.1.3.2.-Dosages des oses acides (Acides uroniques) 32II.6.1.4.-Dosage des oses réducteurs 33II.6.2.-Caractérisation qualitative des polysaccharides 33II.6.2.1.-Hydrolyse acide des liaisons glycosidiques 33

II.6.2.2.-Chromatographie sur couche mince (CCM) 34Chapitre III.- Résultats et discussion

III.1.-Caractérisation physico-chimique 36III.1.1.-Teneur en eau et matière séche 37III.1.2.-pH 37III.1.3.-Teneur en cendres 38

III.1.4.-Conductivité électrique 38

III.2.-Rendement des extractions 38

III.3.-Caractérisation colorimétrique des polysaccharides 40

III.4.-Caractérisation qualitative des extraits polysaccharidiques 44

Conclusion et perspectives 50

Référencesbibliographiques 52

Annexes Résumés

Introduction

1

Introduction

Le palmier dattier (Phoenix dactyliferaL.) est une espèce très importante dans leszones arides et semi-arides. Il joue un rôle social, environnemental et économique pour lespopulations de ces régions (BRIONES etal., 2011). En conséquence, il constitue l'axe principal de l'agriculture et assure la principale ressource pour l'alimentation et la finance des oasiens(BENCHELAH etal., 2008).

L'Algérie, avec son richesse et patrimoine diversifié en palmiers dattiers, a plus de 13 millions de palmiers et940 cultivars sont recensés avec une production totale de dattes évaluée à 440 000 tonnes (HANNACHIetal., 1998; MA/DSAEE, 2001).

Les dattes sont des fruits de palmier dattier qui sont représenté un fruit providentiel pour l'alimentation aussi bien humaine qu'animal. Leur succès, sur longue période, s'explique par les qualités nutritionnelles de ces fruits particulièrement son richesse en sucres et en minéraux (BENCHELAH etal., 2008). Il est considéré comme un aliment de base de nombreuses populations, et peut servir à l'élaboration de produits alimentaires de grande valeur énergétique et diététique (MUNIER, 1973).

Durant les deux dernières décennies, les chercheurs ont réévalué l'importance des glucides et envisagent pour eux de nombreuses applications notamment dans le secteur biomédical, en raison de leur large spectre de propriétés thérapeutiques, de leur abondance, de leurs sources renouvelables, non-toxiques et biodégradables (BOUAL, 2014). Les polysaccharides sontaussitrès largement utilisés comme matière première dans les industries papetière et agroalimentaire.Plusieursétudes montrent que les polysaccharides des végétaux présentent une variabilité structurale et des propriétés physico-chimiques diverses, que on ne les rencontre chez aucune autre classe d'organismes (WARRAND, 2004).

Face à ce constat, le présent travail s'oriente sur l'étude des polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles issus de l'inflorescence mâle et les dattes selon deux stades phénologiques (Loulou, Tmar) de la variété DegletNour du la région de Ouargla.L'étude porte sur l'analyse physico-chimique des matières premières et la caractérisation biochimique de leurs extraits bruts de polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles.

La présente étude est structurée en trois chapitres. Le premier chapitre est consacré à une synthèse bibliographique, rappelant des généralités surle palmier dattier et les dattes ainsi que les polysaccharides.

2

Introduction

Le deuxième chapitreporte essentiellement sur la méthodologie de travail adopté pourl'analyse des propriétés physico-chimiques et l’étude des polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles, en déterminant leur composition quantitative et qualitative.

Le troisième chapitre traite les principaux résultats obtenus et son discussion.Une conclusion et des perspectives sont un ensemble de réflexions qui achèvent ce travail.

Chapitre ISynthèse bibliographique

4

Chapitre I synthèse bibliographique

Le présent chapitre traite quelques généralités sur le palmier dattier, des dattes ainsi que leurs caractéristiques.

I.1.-Palmier dattier

Le palmier dattier (Phoenix dactylifera L.) est une plante pérenne cultivé depuis plus de 4000 ans, le palmier demeure une ressource vitale dans les zones arides et semi-arides du globe. La première description du palmier dattier est le fruit du travail du botaniste suédois LINNE qui, en 1753, attribue le nom botanique de Phoenix dactylifera (MUNIER, 1973).

Le palmier le plus ancien remonte au miocène. Le palmier dattier est cultivé depuis la haute antiquité en Egypte et en Mésopotamie, environ 5000 ans avant J.C. Actuellement, son aire de culture s'étend dans les zones arides et semi-arides chaudes, allant de la vallée de l'Indus à l'Est jusqu'aux côtes atlantiques à l'Ouest. Ces zones possèdent environ 90% du nombre total de palmiers et donnent l'essentiel de la production mondiale (DJERBI, 1994).

Il est introduit dans les cinq continents, en particulier en Amérique à partir du XVI ème

siècle. Au début du XIXème siècle, les palmiers dattiers, en petit nombre, sont plantés au Pérou, en Argentine, en Afrique du sud, au Mexique et en Australie. Aux USA, des plantations de création récente existent aussi en Californie, importés de l'Algérie, d'Irak et de l'Egypte, durant les années 1911, 1922. D'autre part la majorité des botanistes sont d'accords pour considérer la zone désertique orientale (Iraq, Mésopotamie) comme sa partie originelle (ALLAM, 2008).

I.2.-Position systématique du palmier dattier

Le palmier dattier est parmi les espèces les plus importantes dans la famille des Arecaceae, qui regroupe environ 200 genres et plus de 2500 espèces, le genre Phoenix comprend 14 espèces réparties dans les régions tropicales et subtropicales de l'Ancien Monde (GOVAERTS et al., 2005; HENDERSON, 2009;JAIN et al., 2011). La classification botanique du palmier dattier donnée par (DJERBI, 1994; JAIN etal., 2011) est la suivante:

Groupe: Spadiciflore. SEmbranchement: AngiospermesClasse: MonocotylédonesOrdre: PalmalesFamille: PalmoeSous-famille CoryphinéesTribu: PhoeniceaeGenre: PhoenixEspèce: Phoenix dactyliferaL. (DJERBI, 1994; JAIN et al., 2011)

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I.3.-Différentsorganes du palmier dattier

Le palmier dattier est composé d'un système racinaire, un organe végétatif et un organe reproductif.

I.3.1.- Système racinaire

Le système racinaire du palmier dattier est de type fasciculé disposé en faisceaux de racines très peu ou pas ramifiées. On distingue trois types de racines selon leur profondeur et leur fonction:

a) Les racines respiratoires: localisées au pied de l'arbre, elles comprennent les racines aériennes adventives (0 à 150 cm au-dessus du sol) et les racines de la couche superficielle du sol (0 à -20cm) (BOUGUEDOURA, 1991).

b) Les racines nutritives: elles se développent de façon plus profonde et plus étendue horizontalement, entre 20 cm à 1 m (PEYRON, 2000).

c) Les racines d’absorption: ce sont les racines de profondeur de (1 m à 17 m) ayant pour fonction de chercher l'eau (PEYRON, 2000).

Le développement et l'importance du système racinaire dépendent du mode de culture, des caractéristiques physico-chimiques du sol, de la profondeur de la nappe phréatique mais aussi du cultivar. Toutes les racines sont liées au système vasculaire au niveau de la base du stipe (DAHER MERANEH, 2010).

I.3.2.-Systèmes végétatifs

L'appareil végétatif est composé des parties décrites ci-dessous:

I.3.2.1.-Tronc ou stipe

Le tronc, reçoit souvent le nom de stipe, est monopodique, de forme cylindrique à tronconique. Il a un port élancé, de couleur brune, lignifié et non ramifié. L'élongation du palmier dattier se fait dans sa partie coronaire grâce au bourgeon terminal ou phyllophore (DJERBI, 1994).

Le stipe atteint 30 à 40 m de long et l'élongation est d'environ 20 à 30 cm par an, elle est continue grâce à l'activité du méristème apical et leur diamètre dépend des facteurs écologiques (BOUGUEDOURA, 1991; HUSSEIN et al., 1979).

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I.3.2.2.-Feuilles ou palmes

La partie coronaire du palmier dattier est constituée de feuilles appelées palmes. Elles sont composées et pennées. Leur nombre est d'environ 70 palmes, disposées en spirale, d'une longueur qui atteint 350 à 450 cm, garnies d'environ 173 folioles pliées en gouttière et disposées deux à deux en oblique. Les segments inférieurs sont transformés en épines au nombre de 38 en moyenne (MAZALIAK, 1981). Ces dernières sont insérées sur le stipe par un pétiole épais et bien développé appelé "Cornaf"(DJERBI, 1994).

Leur déclin peut être influencé par un défaut de nutrition, résultant d'un mauvais état phytosanitaire, ou par des conditions climatiques défavorables. Le palmier dattier peut produire de 20 à 30 palmes par an. En général, le palmier dattier peut porter 50 à 150 palmes actives (DJERBI, 1994; MUNIER, 1973).

I.3.3.-Appareil reproducteur

L'appareil de reproduction du palmier dattier comporte les spathes ou les inflorescences et les fleurs.

I.3 3.1.-Spathes ou inflorescences

Le palmier dattier est une plante dioïque. Les organes de reproduction sont composés d'inflorescences mâles ou femelles portées par des palmiers différents. Les spathes ont une forme de grappes d'épis protégés par une bractée ligneuse close et fusiforme. Elles sont de couleur vert-jaunâtre et sont formées à partir de bourgeons développés à l'aisselle des palmes (MOULAYHASSAN, 2003).

I.3.3.2.-Fleurs

Les fleurs du palmier dattier sont unisexuées, pratiquement sessiles, à pédoncule très court. Elles sont portées par des pédicelles rassemblés en épi composé appelé spadice. Ce dernier est enveloppé dans une bractée appelée spathe, elle s'ouvre d'elle-même suivant la ligne médiane du dos (DJERBI, 1994).La fleur femelle est globulaire mais la fleur mâle présente une forme allongée. Les deux fleurs ont des calices courts (MUNIER, 1973).

7


I.3.4.-Fruit

Le fruit ou datte est une baie contenant une seule graine improprement appelée noyauà cause de sa dureté. La datte comporte un mésocarpe charnu (pulpe) protégé par unfinpéricarpe et un tégument interne blanc et fibreux, l’endocarpe directement appliqués sur la graine (BOUNA, 2002).

I.4.-Fécondation dupalmier dattier

La période de floraison chez le palmier dattier dépend du cultivar, elle ne dépasse pas un mois selon EL BEKR (1972).Pour MUNIER (1973) elle est de 30 jours et elle est d'autant plus longue que la température journalière moyenne est faible. Cette période de floraison chez le palmier femelle en Afrique du Nord se situe pendant les mois de février, mars et avril (BEN ABDALLAH, 1990).

La fructification du palmier dattier présente des aspects spécifiques: c'est une plante dioïque à régime de reproduction allogame (ENAIMI et al., 1980), il se fait par la pollinisation naturelle ou artificielle.

1. La pollinisation naturelle était effectuée par le vent et les insectes. Quand la proportion de mâles dans une palmeraie était très importante, avec la diminution considérable de l'effectif des palmiers mâles, cette pollinisation est devenue insuffisante au plana agronomique (BEN ABDALLAH, 1999)

2. La pollinisation artificielle peut être réalisée selon une méthode traditionnelle par les exploitants qui placent quelques épillets de fleurs mâles (1 à 12) au sein des épillets femelles (ENAIMI et al., 1980; EL BEKR, 1972; MUNIER, 1973).

I-5.-Répartition géographique du Phoenix dactylifera L et production des dattes

Le palmier dattier (Phoenix dactylifera L.) est une espèce très importante dans les zones arides et semi-arides (BRIONES et al., 2011).

I-5-1.- Répartition et production dans le monde

Le nombre de dattiers existant dans le monde est estimé à plus de 100 millions depalmiers. Sa répartition spatiale, fait ressortir que l'Asie est en première position avec 60 millions de palmiers dattiers (Arabie saoudite, Bahreïn, Émirats arabes unis, Iran, l'Irak, le Koweït, Oman, Pakistan, Turkménistan, Yémen) tandis que l'Afrique est en deuxième

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position avec 32.5 millions de palmiers dattiers (Algérie, Egypte, Libye, Mali, Maroc, Mauritanie, Niger, Somalie, Soudan, Tchad, Tunisie) (ABERLENC-BERTOSSI, 2012).

La production mondiale en fruits des palmiers dattiers est variable mais à une grande importance économique. Les principaux producteurs de dattes dans le monde sont situés dans le Moyen-Orient et l’Afrique du Nord (fig. 1) (ABERLENC-BERTOSSI, 2012).

Figure 01.- Distribution géographique du palmier dattier dans le monde (SAKINABDRABO, 2013)

Selon FAO (2013), la production mondiale de dattes est évaluée à 7.30 millions de tonnes dont environ 70% sont générés par les pays arabes et en petites quantités en Espagne et au Mexique. L’Égypte étant le premier pays producteur mondial de dattes avec environ 1470000 tonnes et 18.5% de la production mondiale.

I-5-2.-Répartition et production dans l'Algérie

Les palmeraies algériennes commencent au piedmont Sud de l'Atlas saharien, par les palmeraies de Biskra à l'Est par celles du M'Zab au centre et Bni-Ounif à l'Ouest. A l'extrême Sud du Sahara, l'oasis de Djanet constitue la limite méridionale de la palmeraie algérienne. C'est dans le Nord-Est du Sahara qu'on trouve le ¾ du patrimoine pheonicicole, à la région de Ziban, d'Oued-Righ et la cuvette de Ouargla (fig .2) (MADR, 2013).

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Figure 02.- Distribution géographique du palmier dattier en Algérie (BOUGUEDOURA, 1991)

L’Algérie occupe le quatrième rang mondial parmi les pays producteurs de dattes en 2012 avec une production annuelle moyenne estimée à 789357 tonnes pour plus de douze millions de palmiers dattiers couvrant environ 160000 hectares (FAO, 2013).

I.6.-Physiologie de la datte

La datte est une baie aux caractéristiques variables, selon les lieux et les variétés des dattiers. Elle est généralement de forme allongée ou ovoïde. Ses dimensions sont de 1.5 à 8 cm de longueur et d’un poids de 3 à 15g. Sa couleur va du blanc–jaunâtre ou sombre très foncée en passant par les ambrées, rouges et bruns plus ou moins foncées. Sa consistance peut être dure, molle ou très molle (BENCHELAH et al., 2008).

Après fécondation, l'ovule évolue pour donner un fruit de couleur verte en allant d'une taille d'un pois puis d'un fruit de raisin jusqu'à la taille normale de la datte (MOULAY HASSAN, 2003). La fructification des fruits est lente, elle débute le mois de mars-avril, alors que la récolte commence en octobre (BALLIGA etal., 2011).

I.7.-Formation et maturation de la datte

On peut distinguer différents stades d'évolution de la datte. Chaque stade porte une appellation particulière selon les pays.En Algérie, ce sont: Loulou, Khalal, Bser, Martouba

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etTmar (DAAS AMIOUR, 2009).

La datte provient du développement d'un des trois carpelles, après la fécondation de l’ovule (MUNIER, 1973; BENABDALLAH, 1986).Au cours du processus de développement, la taille, le poids, les teneurs en sucres, en tanins et la couleur du fruit se modifient (fig.3) (PEYRON, 2000).

Figure 03.- Stades de développement des dattes (MUNIER, 1973)

I.7.1.-Stades de maturation de datte

Les différents cinq stades de maturation phénologique sont définis:

I.7.1.1.-Stade Loulou

Ce stade commence juste après la fécondation et durent environ cinq semaines et se termine à la chute des deux carpelles non fécondés. A ce stade, le fruit se caractérise par une croissance lente (DAAS AMIOUR, 2009).La datte à ce stade est de couleur variable, blanc verdâtre à jaunâtre (MUNIER, 1973). Elle est de la taille d'un pois, de forme ovoïde, présentant une pointe en apex, puis elle s'allonge vers la fin du stade II (HUSSEIN et al., 1979).I.7.1.2.-Stade Khalal

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Il est le stade le plus long. La datte atteint sa longueur et son poids maximums et elle devient de couleur vert vif et de goût âpre (MUNIER, 1973). Ce stade se caractérise par une augmentation rapide du poids et de la taille du fruit, de la concentration en tanins et en amidon et une légère augmentation des sucres totaux et de la matière sèche. Cette phase présente aussi une acidité active et une teneur élevée en eau. Ce stade durant de neuf à quatorze semaines (DAAS AMIOUR, 2009).

I.7.1.3.-Stade Bser

C’est le stade de développement de la datte durant lequel le fruit prend sa forme (BOUSDIRA, 2007). Il dure 3 à 5 semaines. Le poids de la datte à ce stade présente une évolution lente et son goût est sucré (HUSSEIN et al., 1979). Augmentation rapide de la concentration des sucres, de l’acidité active et une diminution de la teneur en eau (DAAS AMIOUR, 2009). La couleur de la datte vire du vert au jaune, au rouge ou au brun selon les cultivars (MUNIER, 1973).

I.7.1.4.-Stade Martouba

La datte passe du stade Bser, à ce stade, par l’apparition progressive de points d’amollissement. En général, ce changement de texture commence par la partie supérieure du fruit (sommet). Puis il y a une homogénéisation de la couleur et de la texture. Il existe des variétés ou l’amollissement apparait de façon aléatoire. Il dure 2 à 4 semaines (BOUSDIRA, 2007). Ce stade se caractérise par (DAAS AMIOUR, 2009):

1. La perte de la turgescence du fruit suite à la diminution de la teneur en eau.2. L’insolubilisation des tanins qui se fixent sur l’épicarpe du fruit.3. L’augmentation de la teneur en monosaccharides qui donne un goût sucré au fruit.

Elle change de couleur selon les cultivars. La couleur devient rouge, brun ou marron avec un aspect plus ou moins translucide. Pour certains cultivars demi-molles et sèches, ce stade est absent, la datte peut passer du stade III au stade V (DOWSON et al, 1963; HUSSEIN et al.,1979).

I.7.1.5.-Stade Tmar

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C'est le stade final de maturation de la datte, où elle perte une quantité importanted'eau (DOWSON et al., 1963). Dans la plupart des variétés, la peau adhérée à la pulpeet seride à mesure que celle-ci diminue de volume. La couleur de l’épiderme est de la pulpe fonce progressivement. Le rapport sucre/eau reste assez élevé empêchant la fermentation et l’acidification (oxydation) (BOUSDIRA, 2007).

I.7.2.-Maturation artificielle

Dans certaines conditions environnementales telles que le manque de chaleur dans les régions limitrophes où la chaleur exigée n'est pas atteinte et le risque de la grande chute de pluie automnale, il est nécessaire de procéder à la maturation artificielle des dattes sur l'arbre. Pour cela, il est recommandé par MOULAY HASSAN, (2003) de couvrir les régimes avec du papier kraft à partir du stade "Bleh" du fruit et éviter d'utiliser les sacs en plastique soit de couvrir les régimes comme précédemment et les traiter avec de l'éthylène. Ces dattes se caractérisent par une teneur élevée en eau et une forte astringence due aux tanins solubles (YAHIAOUI, 1998).

Il est également possible d'accélérer la maturité des dattes après la récolte par plusieurs procédés (MOULAY HASSAN, 2003):

1. traiter les dattes avec l'eau bouillante ou à la chaleur en chambre chaude.2. traiter chimiquement avec l'éthylène dans un lieu hermétiquement fermé. 3. exposer au soleil, mais cette méthode est relativement longue.

I.8.-Classification de datte

Selon BALIGA et al. (2011), la classification des dattes peut être basée sur la forme, la texture et les propriétés organoleptiques de la datte. D’après BOOIJ et al. (1992), il existe trois catégories de dattes : molles, demi molles et sèches.

Dattes molles: leur teneur en eau est supérieure à 30%, elles sont principalement composées de sucres réducteurs: glucose et fructose.

Dattes demi–molles: leur teneur en eau varie entre 20 à 30 %, elles sont riches en saccharose.

Dattes sèches: leur teneur en eau est moins de 20 %, elles sont à base de saccharose.I.9.-Valeur nutritive et la composition biochimique de dattes

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La datte revête une grande importance dans la nutrition humaine. Elle est due à la richesse en nutriments essentiels qui comprennent des glucides, des sels minéraux, des fibres alimentaires, des vitamines, des acides gras, des acides aminés et des protéines. Ils ont une énorme portée et un grand potentiel pour une utilisation nutritionnelle en raison de leur remarquable effet sur la santé et leur valeur économique (LAMBIOTE et al., 1982).

I. 9.1.-Composition de la partie comestible «pulpe»

La pulpe de la datte représente une proportion de 80à95% du poids total du fruit, selon la variété et les conditions pédoclimatiques. Elle se distingue par son taux d’humidité et sa forte teneur en sucres (YAHIAOUI, 1998).

Selon les travaux de DEVSHONY et al. (1992) la pulpe de Deglet Nour est contient de 23% eau, de 1.5% protéines, de 65% sucre totaux, de 33.44% saccharose, de 15.10% glucose, de 14.70% fructose, de 7.20% cellulose, de 0.05% lipides et de 1.90% cendres par rapport au poids frais.

I.9.1.1.-Eau

L'eau est l'un des constituants principaux de la datte. En général, La teneur en eau varie suivant les variétés, le stade de maturation et le climat. Elle doit décroître d’un maximum de 85% (stade Khalal) vers un minimum de 25% au stade Tamar. On peut rencontrer des teneurs en eau de 12 à 30% (BERREVELD, 1993; ZAID, 2002).

I.9.1.2.-Sucres

Les dattes constituent un régime très énergétique en raison de leur richesse en glucides qui représentent plus de 80% de la matière sèche. L’apport moyen en énergie des dattes fraîches et sèches est 213 et 314 kcal/100g, respectivement (AL-FARSI et al., 2008).

Les sucres sont les constituants majeurs de la datte. Sa teneur est variée généralement en fonction de la variété, de la consistance et des stades de maturation.La teneur en sucres est comprise entre 50 à 80% de la pulpe fraîche pour les sucres totaux, 60% du poids de la pulpe fraîche en saccharose et 17 à 80% pour les sucres réducteurs (OURLIS, 2002; SIBOUKEUR, 1997). De façon générale, les dattes molles sont caractérisées par une teneur élevée en sucres réducteurs (glucose, fructose) par contre, les dattes sèches par une teneur élevée en saccharose (NOUI, 2001).

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I.9.1.3.-Protéines

Les teneurs en protéines varient selon le stade de maturation de la datte. Elles sont relativement faibles puisqu’elles sont comprises entre 1.16 à 1.62%. Toutefois, ces protéines sont qualitativement bien équilibrées. Leur composition en résidus aminoacyls correspond parfaitement aux besoins de l'organisme (ALKAABI et al., 2011).

D’autres auteurs ont rapporté que l’extrait de la datte contient des concentrations élevéesen acide aspartique, en proline, en glycine, en histidine, en valine, en leucine et en arginine, mais à moindre concentration la thréonine, la sérine, la méthionine, l’isoleucine, la tyrosine, la phénylalanine, la lysine et en plus faible concentration l’alanine (EL-SOHAIMY et al., 2010).

I.9.1.4.-Lipides

La teneur en lipides de la pulpe de datte est très faible de 1.25% du poids frais (BENFLIS, 2006). Selon YAHIAOUI (1998), la teneur en lipides passe de 1.25% au stade Loulou à 6.33% au stade Khalal. Cette teneur diminue progressivement au stade Martouba pour atteindre une valeur de 1.97% de matière sèche au stade Tmar.

I.9.1.5.-Eléments minéraux

La datte est l’une des fruits les plus riches en éléments minéraux, essentiellement constitué de potassium, de magnésium, de phosphore et de calcium. Ce qui rend les dattes comme une bonne source minérale (DJERBI, 1994; SIBOUKEUR, 1997).

I.9.1.6.-Vitamines

La datte ne constitue pas une source importante de vitamines. La fraction vitaminique de la datte se caractérise majoritairement par les vitamines de groupe B (FAVIER et al., 1995). Cent gramme de pulpe de datte fournissent 9% de l’apport nutritionnel journalière recommandé (ANR) d'un adulte (EL-SOHAIMY et al., 2010).

I.9.1.7.-Fibres

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Les dattes sont considérées comme une bonne source en fibres alimentaires (AL-FARSI et al, 2008). Leurs teneurs totales varient de 6.04 à 11.05%, selon la variété et le degré de maturité (AL-SHAHIB et al, 2003).

La pectine, la cellulose, l’hémicellulose et la lignine sont des constituants pariétaux importants de la datte (ALLAITH, 2008). La proportion de cellulose diminue chez les variétés de haute qualité comme Deglet Nour, et peut augmenter jusqu’à 10% chez certaines variétés communes particulièrement farineuses (MUNIER, 1973).

Du fait de leur pouvoir hydrophile, les fibres facilitent le transit intestinal et exercent un rôle préventif des cancers colorectaux, des appendicites, de la diverticulose, des varices et des hémorroïdes. Elles ont également un effet hypocholestérolémiant (JACCOT et al., 2003).

I.9.1.8.-Enzymes

Les enzymes de la datte jouent un rôle important dans les processus de conversion se produisant pendant la formation et la maturation du fruit. Les activités des enzymes suivantes ont un effet particulier sur la qualité de la datte mure (YAHIAOUI, 1998).

1. L’invertase: Responsable de l’inversion du saccharose en sucres réducteurs glucose et fructose.

2. La cellulase: Elle décompose la molécule de cellulose en chaînes plus courtes.3. La pectinmethylesterase: Elle convertit les substances pectiques insolubles en pectines

plus solubles en contribuant au ramollissement du fruit.4. La polyphenoloxydase: Elle est responsable de l’oxydation des composés phénoliques

conduisant au brunissement de la datte.

I.9.1.9.-Composition phénolique

La datte renferme des composés phénoliques tels que l’acide cinnamique, les flavones

et les flavanones (BOUSDIRA,2007). Les teneurs en tanins insolubles pour les dattes vertes,

mûres stockées sont respectivement de l'ordre de 55.39 et 219 mg/100 g de matière sèche

(LAOUINI, 2014).

I.9.2.-Composition biochimique de la partie non comestible «noyau»

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Le noyau présente 7 à 30 % du poids de la datte. Il est composé d’un albumen blanc, dur et corné protégé par une enveloppe cellulosique (ESPIARD, 2002).

Les noyaux des dattes DegletNouret Allig, de la région Degach–Tunisien, (sur une base en poids sec) contient respectivement: 5.56 et 5.17% de protéine, 10.19 et 12.67% des huiles essentiels, 1.15 et 1.12% de cendres et un total de 83.1 et 81.0% des glucides (BESBES et al., 2004).

I.10.-Polysaccharides de datte

La biomasse végétale est constituée de plusieurs macromolécules étroitement liées entre elles au sein de la paroi végétale. Essentiellement, on distingue quatre composés: la cellulose, les hémicelluloses, les pectines et la lignine (MITRA et al., 1980).

Les dattes sont riches en fibres alimentaires. La teneur en fibres dans la datte mûre est comprise entre 2-6% du poids de la pulpe (BENFLIS, 2006)

Les membranes cellulaires de la datte sont constituées surtout de la cellulose. Cette substance et d’autre solides insolubles (hémicellulose, lignine lignocellulose et pectines solubles) représentent environ 85% des matières sèches de la datte verte. Durant la maturation, la teneur en sucres augmente et le taux de fibre diminue (HARRAK et al., 2012) à cause de l'hydrolyse partielle de ces composés par diverses enzymes qui rendent le fruit plus mou. Les dattes commercialisées contiennent entre 2 et 6 % de fibres, celles de moins bonne qualité utilisées à des fins industrielles (jus, pâte...) peuvent en contenir jusqu'à 10 % (LUND et al., 1983).

Les polysaccharides constituent la partie insoluble et non nutritive de la pulpe. Elles sont formées par rapport à la matière fraîche de 1.55 % cellulose, de 1.28 % hémicellulose, de 2.01 % lignine et des quantités très variables de lignocellulose et de pectines insolubles selon les variétés (LUND et al., 1983). Concernant l'amidon, les dattes sèches contiennent relativement peu d’amidon (0.2g/100 g de la matière sèche) alors que les dattes molles contiennent 0.5g /100 g de la matière sèche (HARRAK et al., 2012).

La lignine est un composé important de la paroi de la datte, elle intervient avec les pectines, cellulose ethémicellulose dans la modification de la fermeté de la datte au cours de la maturation(DAAS AMIOUR, 2009).

Les différents polysaccharides de datte sont résumés ainsi:

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I.10.1.-Cellulose

La cellulose représente la molécule biologique la plus abondante sur terre. D’un point de vue chimique, la cellulose est une macromolécule constituée par une très longue chaîne stéréo-régulière composée de maillons de glucose C6H12O6. Le motif de répétition est le dimère cellobiose. Le nombre de motifs de répétition ou le degré de polymérisation varie suivant l’origine de la cellulose. Ce polymère présente un grand intérêt du point de vue industriel (MITRA et al., 1980).

Les membranes cellulaires de la pulpe de datte sont essentiellement constituées de cellulose. Au cours de la maturation, l’accumulation des sucres dans le fruit s’accompagne d’unediminution du taux de cellulose (DAWSON, 1982).Les dattes fines, comme Deglet Nour, ne contiennent qu'une faible proportion de cette substance, mais certaines dattes communes particulièrement fibreuses contiennent plus de 10% (MUNIER, 1973). La datte molle à pleine maturité ne renferme plus de 2% de fibres brutes ou de cellulose (HARRAK et al., 2012).La variété Deglet Nour a une teneur en cellulose égale à 4.71±0.23% (SAYAH, 2008).

I.10.2.-Pectines

Les pectines sont des polymères linéaires de l'acide α1-4 polygalacturonique, dont les groupements carboxyles sont sous forme d'esters méthyliques (CHEF TEL et al., 1977). Les pectines insolubles participent à la rigidité des tissus au cours de leur murissement. La dégradation de ces pectines sous l'action des enzymes, entrainent le ramollissement des tissus (HARRAK et al., 2012).

La paroi végétale de la datte mûre est pauvre en pectine soit 3% par rapport à la matière sèche, mais riche en fibres essentiellement hémicelluloses et lignines de 6 à 8% par rapport à la matière sèche (BEN CHABANE et al., 1995; BEN CHABANE et al., 2000).

Au cours de la formation de ladatte, la quantité de la protopectine atteint son maximum quand la datte trouve sa taille complète, mais les pectines solubles augmentent lentement jusqu'au début de la maturation. En effet, certaines substances pectiques insolubles sont converties en pectines solubles au cours de la maturation et la quantité des substances pectiques totales diminuent. La proportion de pectine soluble passe approximativement de 2 à 1%, celle de protopectine de 4.5 à environ 1% et celles des substances pectines totales de 6,5 à 2% du stade Khalal au stade Martouba (HARRAK etal., 2012).

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Les travaux de BEN CHABANE et al. (1995) montrent que chez la datte Deglet Nour, les matières pectiques au stade vert (I) sont exclusivement sous forme de protopectine et qu'au cours de la maturation (stade IV), elles se solubilisent provoquant ainsi un ramollissement du fruit (Tableau 1). Au stade final chez la Deglet Nour, on a environ 1 % de protopectine et 2 % de pectines par rapport à la matière sèche. Pour la variété Déglet Nour, les teneurs en pectines sont respectivement de 2.51±0.08% (SAYAH, 2008).

Tableau 01.- Composition en pectines solubles et protopectine en fonction du stade de maturité (BEN CHABANE et al., 1995) (MS: Matière sèche)

I.10.3.-Amidon

L'amidon est un glucide insoluble ayant une structure complexe, semi-cristalline à amorphe (TESTER et al., 2004). Les granules d'amidon contiennent deux types de polymères. L'amylose et l'amylopectine, l'amylose est un polymère non ramifié de glucose dont les résidus, entre 200 et 500 par chaîne, sont associés par liaisons glucosidiques α (1→4). L'amylopectine possède le même type de liaison mais présente, en plus, des ramifications, liées en position 1→6 (JEROME et al., 2004).

Aux premiers stades de leur évolution, les dattes sont riches en amidon. Cette substance est progressivement remplacée par d'autres sucres au stade de maturité physiologique. Sauf exception, les dattes mûres ne contiennent plus d'amidon (AL-GBOORI et al., 2010).

Une petite quantité d'amidon apparait dans la jeune datte juste après la pollinisation, mais il disparait dans la plupart des variétés au cours d'évolution. La variété Samaani des Emirats Arabes Unies contient 12.8% de l’amidon (par rapport à la matière sèche) dans le stade Khalal et 3.1% dans le stade Martouba. Cette substance est remplacée progressivement par les sucres au stade Khalal sous l’action de l’invertase (HARRAK et al., 2012;DJERBI, 1994; AL-GBOORI et al., 2010).

Une comparaison entre les teneurs en amidon et le rapport sucres totaux/ teneur en eau des variétés tunisiennes analysées au stade de maturité optimale (stade Tmar) a révélé que ces deux paramètres varient de manière inversée (HARRAK et al., 2012).

Stade de maturité I II III IV

Pectinessolubles (% MS) 1,75 1,98 2,15 2,28

Protopectine (% MS) 5,15 3,22 2,20 1,22

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Chapitre IIMéthodologie de travail

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Chapitre II Méthodologie de travail

Dans le présent chapitre, il est traité le principe adopté, le matériel utilisé, les propriétés physico-chimiques et la méthode d’étude des extraits bruts des polysaccharides hydrosolubles et alcali-solublesde la variétéDeglet Nour (L’inflorescence mâle, les dattes aux stades Loulou et Tmar) et leurs caractéristiques biochimiques.

II.1.-Principe d'étude

Le présent travail est une contribution à l'étude des polysaccharides de la variété Deglet Nour (Dattes, inflorescence mâle) récoltées dans la région de Ouargla (Sahara Est algérien). L'étude porte sur l'analyse physico-chimique des matières premières et l'extraction hydrosoluble et alcali-soluble des polysaccharides. Ainsi, les extraits de polysaccharides sont caractérisés biochimiquement par des méthodes colorimétriques, à savoir la détermination des teneurs en oses totaux, en oses neutres, en oses acides, en oses réducteurs et en protéines. De même, une analyse qualitative des résidus glycosidiques constitutifs est réalisée après une hydrolyse par chromatographie sur couche mince, ainsi que la teneur en eau, en cendres, en matière sèche, le pHet la conductivité électrique (fig.04).

II.2-Matériel d’étude

Le matériel d'étude est composé de matériel biologique, et de matériel non biologique.

II.2.1.-Matériel non biologique

Le matériel non biologique est composédes solvants, des réactifs et des appareils utilisés au cours de l'expérimentation.

II.2.1.1.- Solvants et réactifs

Les caractéristiques chimiques des solvants et des réactifs utilisés au cours de ce travail sont indiquées dans le tableau 02.

II.2.1.2.- Appareils et instruments

L'origine et type des appareils et des instruments utilisées au cours de l'expérimentation sont illustrés dans le tableau 03.

Extraction hydrosolubles et alcali-solubles des polysaccharides

Etude biochimiques de la composition des extraits bruts des polysaccharides

Lavage par l'acétone

Dosages des oses totauxDosages des oses neutresDosages des oses acidesDosage des oses réducteurDosages des protéines

pHTeneur en matière sècheTeneur en eauTeneur en cendresConductivité électrique

Hydrolyse acide des liaisons glycosidiques.Chromatographie sur couche mince (CCM)

Choix de variété, récolte, séchage du matériel végétal

Etude physico-chimiques des matières premières

Etude qualitativeEtude quantitative

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Figure 04.-Méthodesexpérimentale

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Tableau 02.- Caractéristiques des produits chimiques utilisés au cours de l'expérimentation

Produits Formulechimique Masse molaire (g.mol-1)Ethanol 99.5% C 2H 6O 46,07Acétone C3H6O2 58,08Hydroxyde de sodium NaOH 39.99Acidechlorhydrique HCl 36,5Acidesulfurique H2SO4 98,07Phénol C6 H6 O 94,11Résorcinol C6H6O2 110,11Glucose C6H12O6 180,16Borax Na2B4O7.10H2O 381.37Chloroforme CHCl3 119.38n-butanol C4H10O 74.12Acideacétique CH3COOH 60.05Méthanol CH4O 32.04Acétated'éthyle C4H8O2 88.11Propanole C3H8O /Bleu de Coomassie C45H44N3NaO7S2 /Diphénylamine C12H11N 169.23Aniline C6H5NH2 93.13Acideorthophosphorique H3PO4 98

Acidetrifluoroacétique CF3COOH 114,02Tableau .03.- Fournisseur et type des appareils et instruments utilisés au cours de

l'expérimentation

Appareil Fournisseur TypeAgitateur EDMOUND BÜCHLER GMBH KM2, N° série 166113MW00600Bain Marie TRADE RAYPA BAE-4, N° série 66513Balance OHAUS CORPORATION EX324, N° série B240381179Centrifugeuse SIGMA 6-15, N° série 121047Centrifugeuse / TDZ4–WSEtuve KARL KOLB D-6072Micropipette SOCOREX ACURA 835 de 0,5-5 ml, N° série 24011259Micropipette SOCOREX ACURA 825 de 20-200 μl, N° série 24021951pH mètre WTW INOLAB pH 720, N° série 08090760 Spectrophotomètre SHIMADZU UV mini-1240, N° série A109345

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II.2.2.-Matériel biologique

Le matériel végétal utilisé dans la présente étude est constitué de l’inflorescence mâle et des dattes aux stades Loulou et Tmar de la variété Deglet Nour du palmier dattier (Phoenix dactylifera L).

II.2.2.1.-Choix de la variété

La datte de variété Deglet Nour est choisie en raison de leur disponibilité et leur rendement qui varie de 150 à 200 kg/arbre. C’est une variété commerciale par excellence. Elle est caractérisée par une maturation échelonnée sur un même régime (BENZIOUCHE et al., 2012).et par leur considération comme une bonne source en fibres alimentaires (AL-FARSI et al., 2008). Selon les travaux d'ELLEUCH et al. (2008), des concentrations plus élevées de fibres sont rapportées pour cultivars Deglet Nour. Ces teneurs comparées à l’apport quotidien recommandé (25g/j) (MARLETT etal., 2002), représentent 50% des recommandations.

L’inflorescence mâle "Dokkar" de type Deglet Nour est choisi parce qu’il est parmi les principaux type de "Dokkar" connu par certains phoeniciculteurs dans la cuvette de Ouargla(BABAHANI et al.,2009). Il présent une source de grain de pollen de bonne qualité (BENAMOR et al., 2014).

II.2.2.1.1.-Datte Deglet- Nour

La Deglet-Nour est une datte demi-molle, considérée comme étant la meilleure variété de datte du fait de son aspect, son onctuosité et sa saveur. A maturité, la datte est d'une couleur brune ambrée avec un épicarpe lisse légèrement plissé et brillant. Le mésocarpe présente une texture fine légèrement fibreuse (BENNAMIA et al., 2006).Cette dernier est de forme fuselée, ovoïde, légèrement aplatie du coté périanthe. Son graine est lisse, de petite taille (0.8-3cm), pointu aux deux extrémités. Il présente une rainure ventrale peu profonde et un micropyle central. La datte de cette variété doit sa célébrité à ses caractéristiques morphologiques. Elle a un poids moyen de 12 g environ, longueur moyenne de 6 cm et diamètre moyen de 1,8 cm avec d'autres propriétés résumées ci-dessous (HANNACHI et al., 1998):

1. Date de récolte: Septembre à décembre.2. Utilisation de la datte: fraîche et conservée.3. Mode de conservation: en sacs, cagettes et parfois écrasé ou pilé.

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4. Appréciation: datte excellente à bonne.5. Digestibilité: froide en général, mais chaude à Metlili, Mzab et dans le Souf.6. Commercialisation: très importante, surtout dans le nord du pays.

II.2.2.1.2.-Inflorescence mâle (Dokkar)

L’inflorescence mâle a une forme conique et le nombre de méristèmes floraux est plus élevé sur les épillets. La longueur de ces derniers semble indépendante chez les mâles de la position relative sur le rachis (ZANGO, 2011).L’inflorescence mâle «Dokkars» de variété Deglet Nour présente également quelques caractères végétatifs qui marquent l’affinité avec leurs femelles correspondantes. Ces caractères sont surtout: l’aspect de la couronne foliaire, l’insertion des cornafs et la vigueur du stipe (BABAHANI et al., 2009).

II.2.2.2.-Echantillonnage

Les échantillons sont récoltés à partir des zones caractérisées par un climat désertique d'une manière aléatoire. En suite, ils sont transportés dans des papiers où il est noté toutes les informations nécessaires (OULD EL HADJ et al., 2003).Les échantillons sont obtenus à partir d'exploitation de l'université de Ouargla. L’inflorescence mâle est récolté au10/03/2016, le stade Loulou au 10/02/2016 et le stade Tmar au mois de novembre.

Inflorescence mâle StadeLoulou StadeTmar

Photo.01.-.Echantillonsétudiés

II.2.2.3.-Technique de séchage

)BENAGGAet DADDI ADDOUN, 2016(

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Les échantillons récoltés sont placés dans un endroit sec, à l'abri de la lumière et de lachaleur, puisétalés sur du papier kraft (DIALLO et al., 2004; VELASCO-LEZAMAet al ., 2006;HEDJAL-CHEBHEB, 2014) pendant trois semaines jusqu'à l'obtention d'un poids fixe (DIALLO et al.,2004; BOUAL, 2009).Leséchantillonssont broyés à l'aide d'un mixeur (YOON et al.,2002) puis conservées dans des sachets en papier kraft jusqu'à leur analyse (BOUAL et al., 2013a).

II.3.- Méthodologie de travail

L’étude des polysaccharides est basée sur l’extraction hydrosoluble et alcali-soluble, les analyses biochimiques et une hydrolyse acide suivie d'une caractérisation qualitative par CCM. Ainsi que les analyses physico-chimiques effectués sur les matières premières (l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar).

II.3.1.-Analyses physico-chimiques

Les analyses physico-chimiques effectuées sur les échantillons sont traitées dans cette partie.

II.3.1. 1.-Détermination des teneurs en eau et en matière sèche

La teneur en eau ou en matière sèche est déterminée par une dessiccation du l'échantillon à la température de 103 ± 2 °C dans une étuve à la pression atmosphérique,

Stade Tmar Stade Loulou Infloresence mâlePhoto.02.-. Technique de séchage d'échantillons

)BENAGGAet DADDI ADDOUN, 2016(

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jusqu'à masse constante (AUDIGIE etal., 1984). La teneur en eau est exprimée en pourcentage massique de l'échantillon selon la formule:

ρ: Teneur en eau.m1: Poids du creuset sec en g.m2: Poids du creuset avec la prise d'essai avant séchage en g.m3: Poids du creuset avec la prise d'essai après séchage en g.

La teneur en matière sèche est calculée selon (AUDIGIE et al., 1984):

H: Teneur en eau ou l'humidité.

II.3.1.2.-Détermination de la teneur en cendres totales

L’analyse repose sur l’incinération d’une prise d’essai jusqu’à combustion complète desmatières organiques suivie d’une pesée du résidu obtenu.10gde l'échantillon sont calcinésà 550 °C dans un four à moufle (AFNOR, 1977).

Le taux de cendres, en fraction massique par rapport à la matière sèche exprimé en pourcentage, est donné par la formule suivante:

X: Cendres totales.G: Poids du creuset avec la cendre en g.G1: Poids du creuset à sec en g.g: Poids de la prise d'essai en g.

II.3.1.3.-Détermination du pH suivant la norme AFNOR (NF V 05-108, 1970)

La détermination en unité de pH est réalisée par la différence de potentiel existant entre deux électrodes en verre plongées dans une solution aqueuse de l'échantillon. La valeurde pH dépend de la concentration en ions H3O+ de la solution (AFNOR, 1982).

Matière sèche%= 100-H%

X=(G−G 1)

g×100% où

p=m 3−m 2m 1−m 2

×100

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Les différentes étapes du protocole suivi sont comme suit:

Dix gramme de l'échantillon est introduit dans un bécher avec 100 ml d'eau distillée chauffé au bain-marie à 60°C pendant 30 minutes en remuant de temps en temps. Ensuit la solution est filtrée. Pour la détermination de pH, en utilisant un pH-mètre, après étalonnage de l'appareil (AFNOR, 1970) et en prenant soins que l'électrode soit complètement immergée dans la solution (AFNOR, 1982).

II.3.1.4.-Détermination de la conductivité électrique

La conductivité électrique exprime la teneur du produit en matières minérales. Elle est varie en fonction de la température et déterminée à l'aide d'un conductivimètre. On étalonne le conductivimètre par KCL. Puis rinçage de l'électrode à l'eau distillée, on prend la valeur de la température de la solution à analyser, puis on mesure la conductivité à partir de l'équation suivante(BENSETTI, 2005):

C.E: conductivité électrique.C.E m: conductivité électrique mesurée.F: facteur de correction en fonction de la température.

II.4.-Extraction des polysaccharides

L’obtention des polysaccharides à partir des trois échantillons est faite en premier temps par une extraction hydrosoluble et en deuxième temps par une extraction alcali-soluble.

II.4.1.-Extraction des polysaccharides hydrosolubles

Les polysaccarides hydrosolubles sont extraits par l’eau distillée (LIU et al., 2011) à 80°C (XIE et al.,2014; LI et al., 2013) avec agitation pendant 2h (CHIDOUH et al., 2014), l'extraction est répétée trois fois (HU et al., 2013). Après centrifugation à 4000 rpm pendant 15mn (CHEN et al., 2010), les 3 surnageant sont récupérés puis précipités à l'aide de 3 volumes d’éthanol 99,5% (YANG et al., 2008) pendant une nuit (HOLDERNESS et al.,2011), à 5°C (YANG et al., 2008). Après une deuxième centrifugation 4000 rpm pendant 15mn (CHEN et al., 2010), le culot est récupéré puis lavé a plusieurs reprise par acétone (YANG et al., 2008) (fig.05).

C.E (µS/cm) = C.E m ҳ F où

10g d’échantillon en poudre

SurnageantCulot

CulotRésidu d’éthanol

Culot d’extrait de polysaccharidesRésidu d’acétone

Extrait de polysaccharides hydrosolubles bruts

29


Extraction par eau distillée à 80°C,2hCentrifugation (4500rpm en 15mn)

Figure .05.- Protocole d’extraction des polysaccharides hydrosolubles (YANG et al., 2008;CHEN et al., 2010b;LIU et al., 2011; HOLDERNESS et al.,2011; LI et al., 2013; HU

et al., 2013;CHIDOUH et al., 2014; XIE et al.,2014)

Lavage de culot (par l’acétone) Centrifugation (4500rpm en 15mn)

Précipitation (éthanol à 4°C en 24h) Centrifugation (4500rpm en 15mn)

Marcs de 10g d’échantillon en poudre

Extraits des polysaccharides alcali-solubles à 0,5M NaOH

Culot

Neutralisât

Surnageant

30


II.4.2.-Extraction des polysaccharides alcali-solubles

Après l’extraction de polysaccharides hydrosolubles, le marc est traité par une solution alcaline de 0.5M NaOH (GUO et al., 2007).Après chaque extraction, la fraction soluble en milieu alcalin chaud est obtenue par une centrifugation à 4000 rpm pendant 15 mn (CHEN et al., 2010). Les surnageant sont neutralisés par l'acide chlorhydrique (YU et al.,2014; YANG et al., 2015). Les surnageant contiennent les polysaccharides alcalins précipité par l’addition de 3 volume éthanol 99,5% (LI et al., 2015) à 5 °C pendant une nuit (YU et al.,2014). Les

ExtractionparNaOH 0,5 M à 80°C en 2hCentrifugation (4500rpm en 15mn)

Neutralisation (HCL)

Centrifugation (4500 rpm en 15 mn)

Lavage du culot (acétone)

Figure 06.-Protocole d’extraction des polysaccharides alcali-soluble(GUOet al., 2007;CHEN et al., 2010;LIU et al., 2011; YU et al.,2014;YANG et al., 2015; LI et

al., 2015)

31


polysaccharides bruts sont récupérées par centrifugation (CHEN et al., 2010) et lavage successive avec acétone (LIU et al., 2011)(fig.06).

II.5.-Calcul du rendement

Les rendements de l’extraction des polysaccharides bruts sont calculés selon LI et al. (2015) par la formule suivante:

Rendement de l’extraction (%) = Le contenu polysaccharidique de l’extraction(g) /Le poids de la poudre sec de la plante (g)× 100.

II.6.-Caractérisation biochimique

Les analyses biochimiques sont effectuées pardesdosagescolorimétriques et par une hydrolyse acide suivie d'une analyse qualitative par chromatographie sur couche mince (CCM).

La quantification d'oses neutres est réalisée par la méthode de MONSIGNY et al. (1988), par contre celle des oses acides est effectuée selon la méthode de BLUMENKRANTZ et al, (1973) qui permet la détection d'acides uroniques.

II.6.1.-Dosage colorimétriques

Les dosages colorimétriques sont réalisés afin d'estimer la concentration de protéines, d'oses totaux, d'oses neutres, d'oses acides et d'oses réducteurs.

II.6.1.1.- Dosage des protéines selon BRADFORD (1976)

La concentration en protéines de l’extrait est déterminée selon la méthode de BRADFORD (1976). Cette méthode repose sur la formation des complexes entre le bleu deCoomassie et les résidus basiques et aromatiques des protéines par interactions non covalentes. Pratiquement, 2 ml de réactif de Coomassie sont ajoutés aux 200µl de la solution à doser dans des tubes en verres scellés, puis homogénéisé pendant 30 secondes.Après 2 minutes à température ambiante et à l’obscurité, l’absorbance estmesurée à 595 nm. La concentration est déterminée par une gamme étalon d’albuminesérique bovine (BSA) (BRADFORD, 1976).

32


II.6.1.2.-Dosage des oses totaux

Le dosage des oses totaux est réalisé selon la méthode de DUBOIS et al. (1956). Le principe est basé sur la formation d’une coloration jaune-rouge avec le phénol (5 %) et l’acidesulfurique dont l’intensité de la couleur est proportionnelle à la concentration des oses (LECHEB, 2010).

Dans des tubes à essai, il est introduit 200 µl d’extrait aqueux, 200 µl d’une solution de phénol à 5 % et 1 ml d’acide sulfurique concentré. Par la suite, les tubes sont incubés à 100° C pendant 5 min puis refroidis et placés à l’obscurité pendant 30 minutes. La lecture de l’absorbance est faite à 492 nm. La concentration en oses totaux est déterminée en se référant à la courbe d’étalonnage obtenue en utilisant le glucose comme solution standard d’étalonnage (BRUDIEUX, 2007; RUIZ, 2005; GENESTIE, 2006).

II.6.1.3- Dosages des oses neutres et acides

La quantification d'oses neutres se réalisé par la méthode de MONSIGNY et al. (1988), par contre des oses acides selon la méthode de BLUMENKRANTZ et ASBOEHANSEN (1973).

II.6.1.3.1.- Dosages des oses neutres

En milieu acide concentré, les glucides se transforment en dérivés furfuraux, qui en se complexant avec le phénol, donnent des composés de couleur orange. Leur l’absorbance est lue à la longueur d’onde 490 nm, au spectrophotomètre UV visible (DUBOIS et al., 1956;MONSIGNY et al., 1988; WARRAND, 2004).

Dans des tubes en verreset à l’aide d’une micropipette, 200µL de solution de l'extrait sont mélangés avec 200 µL de résorcinol et 1ml d'acide sulfurique (98%). Ensuite, les tubessontchauffés durant 30min à 90°C, puis placés jusqu'à refroidissement à température ambiante et à l'abri de la lumière durant 30min. L’absorbance est mesurée à 490nm (MONSIGNY et al., 1988).

II.6.1.3.2.- Dosages des oses acides (Acides uroniques)

En milieu acide et à chaud, les liaisons glycosidiques des polysaccarides et des oligosaccharides subissent une hydrolyse quantitative. La déshydratation des unités osidiques libérées conduit à la formation des dérivés furfuriques.En se complexant avec le M-

33


hydroxydiphenyl (MHDP), des composés de couleur rose rouge absorbant à 520nm sont obtenus (DELATTRE, 2005).La concentration en oses acides est obtenue par référence à unegamme d’étalonnage d'acideglucuronique (MONSIGNYetal., 1988).

34


Dans des tubes en verres, il est introduit 200µL de solution de l'extrait à dosé et 1200µL de Borax. Le mélange est placé au bain marin à 100°C pendant 5 min. Après le refroidissement dans un bain de glace, il est additionné 20µL de MHDP. L'absorbance est mesurée à 520nm. L'apparition de la couleur violacée indique la présence d'oses acides (BLUMENKRANTZ et al., 1973).

II.6.1.4.- Dosage des oses réducteurs

Pour le dosage des oses réducteurs, un réactif A est préparé à partir de bicarbonate de sodium, arbonate de sodium anhydre, 2,2 biquinolineetdel'eaudistillé.Enplus,undeuxièmeréactifs B est composé de sulfate penta-hydraté, de L-Sérineetd'eau distillé.Les deux réactifs sont mélangés à parts égales pour leur utilisation.

Dans des tubes en verres et à l’aide d’une micropipette, 200µL de solution de l'extrait sont mélangés avec 800 µL d'eau et 500 µL du mélange A et B. Puis, les tubes sont incubés durant 15min à 100°C. Ensuite, ils sont placés dans un bain d'eau à température ambiante pendant 5à10 minjusqu'au refroidissement. L’absorbance est déterminée à 540 nm. Pour cette méthode,une courbe d'étalonnage est tracéeà partir d'une solution mère de glucose à 0.1g/l (Laboratoire BIOPI, 2016)

II.6.2.- Caractérisation qualitative des polysaccharides

La reconnaissance des monosaccharides de l’extrait polysaccharidique brut nécessite la rupture de toutes les liaisons glycosidiques (RUIZ, 2005).Cette analyse est effectuée par une hydrolyse acide suivie d'une chromatographie sur couche mince (DELATTRE, 2005).

II.6.2.1.-Hydrolyse acide des liaisons glycosidiques

La destruction des liaisons glucosidiques est effectuée à haute température par des acides forts dilués (hydrolyse ménagée) ou concentrés, tels que l'acide chlorhydrique (HCl),l'acide sulfurique (H2SO4), l'acidetrifluoroacétique (TFA), l'acide formique ou encore l'acide nitrique (DELATTRE, 2005). L’acide le plus utilisé est l'acide trifluoroacétique (TFA) car il est facilement éliminable par évaporation ou lyophilisation avec du méthanol (BRUDIEUX, 2007;MORRISON et al., 1998).

Vint cinq mg de l'extrait brut de polysaccharideshydrosolubles et alcali-solubles sont hydrolysé par 1 ml d'acide trifluoroacétique2 M, à 130°C pendant 3 h (MIGUEL et al., 2011),

35


dans des tubes fermés. Après refroidissement, l'hydrolysat est solubilisée dans l'eau distillée et centrifugée (NIU et al., 2011;ATHUKORALA et al., 2006; XU et al., 2008).II.6.2.2.- Chromatographie sur couche mince (CCM)

La chromatographie est une méthode physique de séparation basée sur les différences d'affinités des substances à analyser à l'égard de deux phases, l'une stationnaire ou fixe, l'autre mobile. Après la disposition de l'échantillon sur la phase stationnaire, les substances migrent à une vitesse qui dépend de leur nature et de celle du solvant (EDITH ,1998). Dans cette étude, il est utilisé différents étalons d'oses que peuvent renfermer les polysaccharides. Il s’agit degalactoses, de l'arabinose, de glucoses, de xyloses, du mannose, du fructose et de l'acide glucuronique (DOAT, 1974).

La préparation des cuves est réalisée selon la méthode d'AUDIGIE et al. (1995), modifiée. La phase mobile est versée dans la cuve à une hauteur de 0,5 cm d'environ.

Deux systèmes sont adaptés à savoir le système 1 formé par l’acétate d’éthyle, l'acétonitrile, le propanol et l'eau dans les proportions de 8.5, 2, 2, 1.5(ROBYT et al., 1994) ,et le système 2 constituée par le chloroforme, le n-butanol, le méthanol, l'eau et l'acide acétique dans les proportions de 4.5, 12.5, 5.0, 1.5, 1.5 (YANG et al., 2010).

Pour les deux systèmes, les phases stationnaires sont des plaques en gel de silice prêtes à l'emploi de type Silica gel 60 F 254 de 0,25 mm d'épaisseur, étalée sur une feuille d'aluminium(YANG et al., 2010). Les plaques sont entièrement utilisées, puis activée dans l'étuve. Une fois activée, les plaques est prête pour le dépôt des échantillons (BOUAL et al., 2011). Puis, on les placées dans les cuves qui sont par la suite fermées pour laisser les plaques se développent avec le temps (DELATTRE, 2005). Après, les plaques sont retirées et séchées à l'air libre et révélées par le NIGRUM à l'aide d'un pulvérisateur. Le réactif de NIGRUM est utilisé comme révélateur des spots (PAULSEN et al., 2002).

La comparaison entre les spots des échantillons avec celles des étalons et le calcule de leurs rapports frontaux (Rf) permet la détermination de la composition des extraits en monosaccharides (DAVID et al., 1998; RANDERATH ,1971) par la formule suivante:

Rf = Distance parcourue par l’échantillon ou le témoin/ Distance parcourue par le solvant

36


Chapitre III

Résultats etdiscussions

36

Chapitre III Résultats et discussions

Dans le présent chapitre, il est traité les résultats obtenus de l'étude de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar. Il s’agit de la caractérisation physico-chimique des matières premières, ainsi que l’étude biochimique de leurs fractions brutes de polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles. L'analyse quantitative est réalisée par des dosages colorimétriques. Tandis que l'analyse qualitative est effectuée par la chromatographie sur couche mince à la suite d'une hydrolyse acide.

III.1- Caractérisation physico-chimique

Les paramètres physico-chimiques étudies sur les matières premières sont la teneur en eau, en matière sèche, en cendre, le pH et la conductivité électrique. La figure 7 porte sur les paramètres physico-chimiques de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

Figure.07.-Caractères physico-chimiques de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

D : l’inflorescence mâle, L: dattes au stade Loulou et T : dattes au stade Tmar

%Teneur en eau%

Matières séche%Cendre

pHConductivité électrique (μS/cm)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

24.74

75.25

7.236.1 7.98

27.46

72.54

6.766.2

6.25

1.99000000000001 5.2

2.06

T L D

paramétre

37


III.1.1- Teneur en eau et en matière séche

Les résultats obtenu montrent que la teneur en eau soit 24.74% pour les dattes au stade Loulou et 27.46% pour l’inflorescence mâle.CHAIRAet al. (2007) ont montré que la teneur en eau pour la variété tunisienne Deglet Nour est 26.68%.Cette valeur est supérieure à celle trouvée pour les dattes au stade Loulou et proche à la valeur obtenue pour l’inflorescence mâle. Concernant la teneur en matière sèche il est observé qu’elle est avec une légère différence entre les dattes au stade Loulou et celle de l’inflorescence mâle de l’ordre de 2.71%.

La teneur en eau des dattes évolue en fonction du stade de maturation.L’humidité décroît des stades verts au stades mûrs (BOOIJ et al., 1992). D’une manière générale, la teneur moyenne en eau des dattes varie de 10 à 40% de poids frais, ceci les rend dans la classe des aliments à humidité intermédiaire (ESTANOVE, 1990).

La teneur en eau est un paramètre fondamental pour la détermination et la conduite rationnelle des opérations de récolte, de stockage ou de conservation (MELIGIet al., 1982). Elle est varié d’une variété de datte à une autre, elle est étroitement liée à l’humidité du milieu extérieur, de ce fait ces valeurs varient d’une région à une autre et même d’un microclimat à un autre (GHAZI, 2005).

III.1.2- pH

Les résultats obtenus montrent que le pH des dattesau stade Tmarest 5.2. Il est conforme avec celles trouvés dans la littérature dont le pH est compris entre 5.1 et 7.2 (REYNES et al., 1995; AÇOURENE et al., 2001; SIBOUKEUR, 1997). Il est aussi proche de celuirapportés parSOLTANI(2007), qui a signalé 5.1 pour DegletNour. Ces valeurs sont favorables pour la conservation de certains vitamines du groupe B telles que: B1, B2, B5, B9, et B12 (BOURGEOIS, 2003).Ce pH est préjudiciable aux bactéries mais approprié au développement de la flore fongique. Concernant l’inflorescence mâle et les dattes au stade Loulou ont les pH 6.2 et 6.1 respectivement. Il est remarqué que le pH au stade Tmar est inférieur au ceux trouvés pour l’inflorescence mâle et les dattes au stade Loulou.

Selon les travaux AL-FARSI et al. (2005), KULKAMI et al. (2008), IQBAL et al. (2011), il est indiqué que le pH des dattes varie suivant les stades de développement des dattes. Pour le dernier stade, le pH est légèrement acide, soit entre 5.2 et 6.2 (REYNES et al., 1994).

38


III.1.3.-Teneur en cendres

Les taux de cendres pour l’inflorescence mâle et les dattes au stade Loulou est 7.23% et 6.76%respectivement. Par contre, pour les dattes au stade Tmar, il est remarqué que le taux de cendre soit 1.99%. Il est inférieur à ceux trouvé pour l’inflorescence mâle et les dattes au stade Loulou. Cela peut être expliqué par la richesse de l’inflorescence mâle et les dattes au stade Loulou en matières minérales. La valeur de cendres obtenue pour les dattes au stade Tmar est concordavec celle trouvée dans la littérature (DEVSHONY et al., 1992; REYNESet al, 1995;AHMADetal., 1995; AÇOURENEet al., 2001; BOUSDIRA, 2006; etAMELLAL, 2008) qui varient entre 1et3.7%. Selon SIBOUKEUR, (1997) les dattes sont l’un des fruits les plus riches en sels minéraux.

III.1.4-Conductivité électrique

La conductivité électrique des trois échantillons est égale à 6.25μS/cm pour l’inflorescence mâle, 7.98μS/cm pour les dattes au stade Loulou et 2.06μS/cm pour les dattes au stade Tmar. Il est noté que la conductivité électrique obtenu dans les dattes au stade Tmar est proche de 2 μS/cm signalée par SIBOUKEUR (1997). Par contre elle est plus faible que celle des dattes au stade Loulou. Cela peut être expliqué par la richesse de stade Loulou en matière minérale par rapport des dattes au stade Tmar.Laconductivité électrique évolue dans le même sens que le taux de cendres. Selon RODIER (1997), la mesure de laconductivité électrique est influencée par le pH de la solution, la valence des ions et le degré d'ionisations. Elle dépend de la nature des ions dissous et leurs concentrations (REJSEK, 2002).

III.2- Rendement des extractions

La figure.08 montre les rendements massiques des extraits de polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulouet Tmar. Les rendements relatifs sont calculés par rapport au poids de matière sèche ayant servi à l’extraction (MOURADI et al.,2006).

Après l’extraction des polysaccharides bruts, il est noté six fractions, dont trois fractions de polysaccharides hydrosolubles et trois de polysaccharides alcali-solubles. Il s’agit de l’extraction hydrosoluble D1, L1et T1 respectivement pour l’inflorescence mâle, les dattes aux stades Loulou et Tmar. Tandis que les fractions D2, L2et T2 sont obtenues par l’extraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, les dattes aux stades Loulou et Tmar respectivement.

39


Figure 08.-Rendements massiques des extraits polysaccharidiques hydrosolubles et alcali-solubles de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle, D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, L1:

fraction hydrosoluble des dattes au stade Loulou, L2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Loulou, T1 :

fraction hydrosoluble des dattes au stade Tmar et T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar

Il est remarqué que les fractions des extraits polysaccharidiques ont des aspects et des couleurs très différents, ce qui indique une diversité dans la composition des polysaccharides. En plus les rendements des fractions hydrosolubles sont plus faibles que les fractions alcali-solubles.

Le rendement massique maximal des fractions hydrosolubles est de3.85 % de la fraction L1. Alors que le rendement minimal est de 1.39 % obtenu pour la fraction T1, cependant les rendements des fractions alcali-solubles a 0.5MNaOH sont très différents. Il est noté que le rendement minimal est de 4.30%pour T2 tandis que le rendement maximal est39.8 % pour L2.

Par ailleurs, les rendements des fractions des dattes au stade Loulou est égale à 43.65% suivi par celle de l’inflorescence mâle d’un rendement de 14.26% puis celle des dattes au stade Tmard’une valeur très faible soit 5.69%. Al-SHAHIB et al. (2003) signale que les dattes au stade Tmar varié entre 6.04 à 11.05% par contre,MAX (1976) indique que les dattes au stade Tmarenfermententre 2 et 6% de fibres.MUNIER(1973) note que la Deglet-

D1 D2 L1 L2 T1 T20

5

10

15

20

25

30

35

40

3.01

11.25

3.85

39.8

1.394.3

Fractions polysaccharidiques

Ren

dem

ent(

%)

40


Nour ne contient qu’une faible proportion en fibres. La grande différence entre les rendements de stade Loulou et stade Tmarestexpliqué par la diminution des fibres au cours de la maturation des dattes(HARRAK et al., 2012; Al-SHAHIBet al., 2003).Cette diminution est due au l’hydrolyse par diverses enzymes qui rendent le fruit plus mou (MAX,1997).

Le rendement d’extraction dépend des différentes conditions expérimentales telles que le type d’extraction (décoction, infusion ou par macération,…),le volume et le degré de pureté d’alcool utilisé dans la précipitation (EBRINGEROVA et al., 2003) et de la nature de la base utilisée (NaOH, KOH et Ca(OH)2)(GENESTIE, 2006).

III.3.- Caractérisation biochimiquedes polysaccharides

Audes résultats, il est remarqué une variabilité et une diversité entre les fractions extraites à partir de l’inflorescence mâle, des dattes aux stades Loulou et Tmar. La figure.09 représente les teneurs en oses totaux, en oses neutres et en oses acides de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar.

Le taux des oses totaux, oses neutres et oses acides est exprimé en pourcentage par rapport à la matière sèche. La teneur maximale en oses totaux est de 78.47% pour la fraction T1, Alors que la teneur minimale est de 34.40 %de la fraction D1.En plus il est remarqué que les oses acides sont présents en faible quantité par rapport aux oses neutres. Leurs teneurs varient de 12.70% pour la fraction L2 jusqu'à 22.65% pour la fraction D1.Par contre, les oses neutres varient entre 39.13% pour la fraction T1 et 17.29% pour la fraction D2.

Il est remarqué que les teneurs en oses totaux, en oses neutres, et en oses acides dans les fractions alcali-solubles sont inférieures à ceux notés dans les fractions hydrosolubles à l’exception des teneurs en oses totaux dans les fractions D2 et L2 qui sont supérieurs aux ceux des fractions hydrosolubles.

Concernant les dattes au stade Tmar, la concentration obtenue des oses totaux concordentaux celles comprise entre 54 et 92% signalées par REYNESet al. (1995), AHMAD-IA et al. (1995), AÇOURENEet al. (2001) et ZAID(2002).En plus,le taux d’oses totaux dans T1 est supérieur que celui de la fraction L1 tandis que celui dans la fraction T2est inférieure que celui de la fraction L2.

Pour les fractionsalcali-solubles, il est noté que les taux des oses neutres dans un ordre croissant sont 17.29% pour D2, 17.81% pour T2et 31.98% pour L2.En outre, le taux des oses acides dans la fraction L1 est de 15.76% qui est faible par rapport à ceux trouvés dans les

41


fractions T1 (21.66%) et D1 (22.65%).La fraction D2 est représentée par la plus grand teneur en oses acides parmi les fractions L2 et T2.

Le dosage des oses réducteurs montre que la fraction T2 est la plus riche en oses réducteurs. La fraction D1 contient un taux plus faible d'oses réducteurs (24.47%) par rapport aux ceux trouvés pour T1(31.46%) et T2 (52.44%). La teneur globale des oses réducteurs au stade Tmarest de 83.90% qui est proche de 80% trouvé par SIBOUKEUR (1997).

Tableau 04.-Teneurs en oses réducteurs dans l’extraits bruts polysaccharidiquesdel’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

Fractions Osesréducteurs (%)T1 31.46T2 52.44D1 24.47

Où D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle. T1 : fraction hydrosoluble des dattes au stade Tmar.T2 :

fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar.

La richesse de stade Tmar en sucres réducteurs est due à l’activité spécifique élevée de l’invertase dans ce stade. Par ailleurs, un certain nombre de facteurs influent sur la quantité du saccharose hydrolysée durant la maturation, tels que les traitements culturaux, la température etl'humidité(MOULAY HASSAN, 2003).

MUNIER (1973), NIXONN et al. (1978) et SAWAYAet al.(1983) s'accordent sur le fait que les sucres des dattes varient en fonction de la variété considérée, du climat et du stade de maturation. Les résultats rapportés par différents auteurs dépendent en partie de la méthode utilisée. Néanmoins, tous s'accordent à dire que les teneurs en sucres totaux des dattes sont compris entre 60 et 80%.

La figure.10 représente la teneur en protéine de différentes fractions polysaccharidiques des extraits de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar.

42


Figure.09.-Teneur en oses totaux neutres et acides des extraits polysaccharidiques

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle, D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, L1: fraction hydrosoluble des dattes au stade Loulou, L2 : fraction alcali-

soluble des dattes au stade Loulou, T1 : fraction hydrosoluble des dattes au stade Tmar et T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar.

D1 D2 L1 L2 T1 T20

10

20

30

40

50

60

70

80

34.4

39.442.93

54.74

78.47

40.16

27.7

17.29

29.531.98

39.13

17.81

22.65

18.0115.76

12.7

21.12

13.19

Oses totaux Oses neutres Oses acides


Ten

eur

en o

ses (

%)

43


Figure.10.- Teneur en protéine des extraits polysaccharidiques hydrosolubles et alcali-solubles de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle, D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, L1:

fraction hydrosoluble des dattes au stade Loulou, L2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Loulou, T1 :

fraction hydrosoluble des dattes au stade Tmar et T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar

Les teneurs en protéine des fractions hydrosolublessont plus élevées que les fractions alcali-solubles. Une teneur maximale en protéines de 1.47% est notée pour la fraction L1,et une teneur minimale en protéines de 0.76%est obtenue dans la fraction D2.

Pour les fractionsalcali-solubles, il est noté que la fraction L2 est représentée par une teneur élevée de 1.17% suivi par 0.96% de la fraction T2.On remarque que la teneur en protéines est plus élevée dans le stade Loulou que dans le stade Tmar. Par contre, l’inflorescence mâle est représentée par une teneur plus faible en protéines.

D1 D2 L1 L2 T1 T20

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

0.98

0.760000000000005

1.47

1.171.12999999999999

0.960000000000001


Tene

ur e

n pr

otéi

ne (%

)

44


La teneur en protéine de dattes étudiées au stade Tmar est 2.09%. Cette teneur est située dans l'intervalle compris entre 0.38 et 2.5% pour la pulpe des variétés algériennes. NOUI (2001),KHALLIL et al. (2002) et BESBES et al. (2004) ont montré que les dattes présentent des teneurs faibles en composés protidiques, généralement moins de 3%.

III.4.- Caractérisation qualitative des extraits polysaccharidiques

L'analyse qualitative par chromatographie sur couche mince (CCM) a permis de caractériser les différents hydrolysats de polysaccharides bruts isolésdes inflorescences mâles et des dattes aux stades Loulou et Tmar. La comparaison des rapports frontaux des taches apparues avec ceux des étalons détermine la nature des oses constitutifs.

Il est observé que les deux systèmes présentent en général un accord des résultats.Cependant, l'acide glucuronique et le mannose n'apparaissent pas dans les deuxsystèmes pour toutes les fractions.

Dans le premier système (acétate d’éthyle – acétonitrile – propanol – eau), le chromatogramme des hydrolysats est représenté sur la figure.11. Le profil de CCM montre laprésence de cinq spots pour chaque fraction.

La première fraction D1 a des Rf de 0.05, 0.44, 0.51, 0.58 et 0.66. Pour la deuxième fraction D2, lesRf obtenus sont 0.05, 0.44, 0.52, 0.58 et 0.67. La troisième fraction L1soit 0.05, 0.46, 0.52, 0.58, 0.64.La quatrièmefraction concernant le L2 soit 0.05, 0.46, 0.52, 0.58, 0.64.Concerne la fraction T1 soit 0.06, 0.46, 0.51, 0.58, 0.64, et la fraction T2soit 0.06, 0.45, 0.50, 0.57, 0.65.

D'autre part il est noté que les Rf des huit étalons sont les suivants 0.05,0.08,0.57, 0.45,0.51,0.49,0.64,0.48 pour l'acidegalacturonique, l'acide glucuronique, l'arabinose, galactose, glucose, mannose, xylose et fructose respectivement.

La lecture des chromatogrammes révèle la présence de l'acide galacturonique, au galactose, au glucose, aul'arabinose et à la xylose dans le premier système. Il est remarqué que les aires des troisièmes tachespour tous les fractions, sont situées approximativement aux mêmes niveaux des aires des taches de glucose, de mannose et de fructose. Ainsi que les valeurs de leurs Rfqui sont très proches. Cela indique que les troisièmes taches de tous les fractions peuvent être compose soit par le glucose, le mannose ou le fructose.

45


Tandis que, dansledeuxièmesystème(Chloroforme-n-butanol-méthanol-eau- acide acétique)le suivi d’hydrolyse après 3 heures est représenté sur la figure.12. Le profil de CCM montre la présence de quatrespots dans les fractions D1, D2, L1, L2, T1, T2

La première fraction D1 avec des Rf de 0.14, 0.44, 0.47, 0.56. Pour la deuxième fraction D2 soit 0.16, 0.44, 0.47, 0.60. Ainsi que la troisième fraction L1soit 0.15, 0.43, 0.47, 0.60. Tandis que la quatrième fraction L2 soit 0.15, 0.42, 0.46, 0.60.Concerne la fraction T1soit 0.14, 0.43, 0.46, 0.57, et la fraction T2 soit 0.15, 0.45, 0.49, 0.57.

Concerne les Rf des huit étalons sontles suivants 0.17, 0.20, 0.50, 0.43,0.48, 0.52 0.58, 0.51 pour l'acidegalacturonique, l'acide glucuronique, l'arabinose, galactose, glucose,mannose,xylose et fructose respectivement.

La lecture des chromatogrammes révèle la présence de quatrespots dans toutes les fractionsD1, D2, L1, L2, T1, T2 qui correspond à l'acide galacturonique, au galactose, au glucose, et à la xylosedans le deuxième système. Par contre, Il est remarqué que les aires des troisièmes tachespour tous les fractions, sont situées approximativement aux mêmes niveaux des aires des taches d'arabinose, de mannose et de fructose. Ainsi que les valeurs de leurs Rfqui sont très proches. Cela indique que les troisièmes taches de tous les fractions peut être compose soit par l'arabinose, le mannose ou le fructose.

L'extrait brut de polysaccharides de l'inflorescence mâle, des dattes aux stades Loulouet Tmar renferme des hétéropolysaccharides constitués majoritairement de glucose, de galactose, de xylose, d’arabinose et de fructose. Ainsi qu'il renferme des oses acides constitués majoritairement de l'acide galacturonique.

Il est constaté une ressemblance entre les polysaccharides constituants les inflorescences mâle, les dattes aux stades Loulou et Tmar. A l'exception de l'arabinose quiapparié dans toutes les fractions dans le primaire système par contre aucun spots dans ledeuxième système.

La présence de l'arabinose, le galactose et, le xylose dans les deux systèmes est confirmé par les travaux de SIBOUKEUR, (1997) et FAVIERetal., (1995).

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D1D2L1L2 T1T2A Gla A GlcAra Gal Glc Man XylFru

Fractions hydrosolubles et alcali-solublesEtalons

Figure 11.- Chromatogramme des hydrolysats de polysaccharides des inflorescences mâles et des dattes aux stades Loulou et Tmar(système 1)

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle, D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, L1: fraction

hydrosoluble des dattes au stade Loulou, L2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Loulou, T1 : fraction hydrosoluble

des dattes au stade Tmar et T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar.

A Gla: acide galacturonique, A Glc: acide glucuronique, Ara: arabinose, Gal: galactose, Glc: glucose, Man: mannose, Xyl:

xylose etFru: fructose.

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D1 D2L1L2T1T2 A Gla A GlcAra Gal GlcMan XylFru

Fractions hydrosolubles et alcali-solublesEtalons

Figure 12.- Chromatogramme des hydrolysats de polysaccharides des inflorescences mâles et des dattes aux stades Loulou et Tmar(système 2)

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle, D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle, L1: fraction

hydrosoluble des dattes au stade Loulou, L2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Loulou, T1 : fraction hydrosoluble

des dattes au stade Tmar et T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar.

A Gla: acide galacturonique, A Glc: acide glucuronique, Ara: arabinose, Gal: galactose, Glc: glucose, Man: mannose, Xyl:

xylose etFru: fructose.

Conclusion et perspectives

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Conclusion et perspective

La présente étude rapporte les propriétés physico-chimiques etla caractérisation biochimiquesdes polysaccharides hydrosolubles et alcali-solublesextraitsde l’inflorescence mâle et des dattes aux stades Loulou et Tmar. Des polysaccharides hydrosolubles sont obtenus suite à une extraction à chaud.Afin d'obtenir les polysaccharides alcalisolublesune deuxième extraction à chaud, est effectuée par une solution alcaline de0.5M NaOH.

Les rendements massiques des extraits sont de 3.01% pour l’inflorescence mâle, 3.85% dattes au stade Loulou et 1.39 % dattes au stade Tmar pour les fractions hydrosolubles. Ces rendements sont plus faibles par à rapportàceux notés dans les fractions alcali-solubles ayant 11.25% pour l’inflorescence mâle, 39.8%pour les dattes au stade Loulou et 4.3% pour les dattes au stade Tmar ce qui implique que les dattes des cultivars de Deglet Nour sont plus riches en polysaccharides alcali-solubles que des polysaccharides hydrosolubles.

Les caractéristiques physico-chimiques pour l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar sont variables. Les dattes au stade Loulou ont des teneurs de 25.75% en matières sèche et 7.23% en cendres, comme ils ont une valeur de 7.98μS/cm pour la conductivité électrique. Ces valeurs sont les plus élevées par à rapport à l'inflorescence mâle et aux dattes au stade Tmar. En ce qui concerne les différents pH obtenus, les valeurs sont comprissent entre 5.2 et 6.2.

Pour les caractéristiques biochimiques, les polysaccharides hydrosolubles des dattes au stade Tmar présententdes teneurs de 78.47%en oses totaux et 39.19% en oses neutre. Ces teneurs sont les plus élevées par à rapport à celles de l’inflorescence mâle et des dattes au stade Loulou.La fraction alcali-solubles des polysaccharides de dattes au stade Loulou a une teneur de 54.74% en oses totauxet de 31.98% en oses neutres qui sont lesplus élevées par à rapport à celles de l’inflorescence mâle et des datte au stade Tmar. Les concentrations des oses acides sont plus faibles par rapport aux celles des oses neutres. Leurs teneurs sont varies entre 12.7 et 22.65% pour toutes les fractions. En ce qui concerne la concentration des protéines, des teneurs faibles sont notées pour toutes les fractions étudiées. Les dattes au stade Tmar notent des teneurs en oses réducteur de 31.46% dans la fraction hydrosoluble et de 52.44% dans la fraction alcali-soluble.

La lecture des chromatogrammes indique que les extraits bruts des polysaccharides hydrosolubles et alcali-solubles de l'inflorescence mâle, des dattes aux stades LoulouetTmar renferment des hétéropolysaccharides, constitués majoritairement de glucose, de galactose et de xylose. Ainsi qu'ils renferment des osesacides constitués majoritairement de l'acide galacturonique.

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Conclusion et perspective

Perspective

Pour un meilleur rendement d'extraction il est souhaitable d'agir sur les conditions d'extraction telle que la température, le temps d'extraction, le type et le pourcentage d'alcool-eau ajouté au cours de la précipitation des polysaccharides.

Afin de confirmer les résultats obtenus par CCM, on suggère de faire appel à des autres systèmes et autre techniques plus avancées comme la HPAEC-PADpour caractériser précisément les résidus glycosidiques constituant les polysaccharides de l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar.En plus, une analyse structurale par spectrométrie de masse SM et par la résonance magnétique nucléaire RMN reste à suivre.

Le présent travail nécessite une continuité dans l’étude des polysaccharides des autres stades phrénologiques de dattes, ainsi que leurs activités biologiques et leurs potentialités dans les secteurs technologique et agroalimentaire.

Références bibliographiques

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Références Bibliographiques

1. ABERLENC-BERTOSSI F., 2012- La détermination du sexe du palmier dattier. Diadenews letters, vol. 3: 1-8.2. AÇOURENE S., BUELGUEDJ M., TAMA M. and TALEB B., 2001- Caractérisation, évaluation de la qualité de la datte et identification des cultivars rares de palmier dattier de la région des Ziban. Revue Recherche Agronomique. Ed. INRA. Vol 8: 19-39.3. AFNOR., 1977b-Dosage des cendres brutes. NF V 18-101. Association Française de Normalisation. Paris-La Défense. 2p.4. AFNOR., 1982- Recueil de normes françaises des produits dérivés des fruits et légumes jus de fruits. Ed. AFNOR, 325 p5. AHMAD IA., AHMAD KA.W., ROBINSONR K., 1995-Chemical composition of date variétés as influenced by stage of mpening Food chemistry .ELSEVIER Science, vol. 54: 305-309.6. AHMED A. I., AHMED A. W. K. & ROBINSON R. K., 1995- Chemical composition of date varieties as influenced by the stage of ripening. Food Chem, Vol. 54: 305−307. AL-FARSI M., ALASALVAR C., MORRIS A., BARON M. and SHAHIDI A., 2005- Compositional and sensory characteristics of three native sun-dried date (Phoenix dactylifera L.), varieties grown in Oman. Journal of Agricultural and Food Chemistry, vol. 53: 7586-7591.8. AL-FARSI M.A., LEE C.Y.,2008-Nutritional and functional properties of dates. Review. CritRev Food Sci. Nutr,vol. 48: 877-87.9. AL-GBOORI B., KREPL V., (2010)-Importance of date palms as a source of nutrition. JournalAgricultura. Tropica et. Subtropica, vol. 43:341-347.10. ALKAABI J. M., AL-DABBAGHlB.,AHMAD S.,SAADI H. F., GARIBALLA S. and AL GHAZALI M., 2011-Glycemic indices of five variétés of dates in healthy and diabeticsubjects. J. Nutr, vol. 59:1-10.11. ALLAITH A. A., 2008-Antioxidantactivity of Bahraini date palm (Phoenix dactylifera L.) fruits of various cultivars. Inter. J. Food. Sci. Tech,vol. 43: 1033-1040.12. ALLAM A., 2008- Etude de l’évolution des infestations des palmiers dattier (Phoenix dactylifira L). 1793p.13. AL-SHAHIB W., MARSHALL R.J., 2003-The fruit of the date palm: its possible use as the best food for the future. Int. J. Food Sci. Nutr, vol. 24 : 247–259.14. AMELLAL CHIBANE.H., 2008- Aptitude technologiques quelques variétés communes de dattes: formulation d’un yaourt naturellement sucré et aromatisé, Thèse de Doctora en. Technologies alimentaires, Université M’hamedBougara de Boumerdese. 164 p.

53


15. ANGEL P.M., ANTONIO V.J.et ANXO M. M., 2011- Hydrolysis optimization of mannan, curdlan and cell walls from Endomycesfibuliger grown in mussel processing wastewaters. ProcessBiochemistry, vol .46:1579–1588.16. ATHUKORALA Y., JUNG W. K., VASANTHAN T.et JEAN Y. J., 2006- Anticoagulativepolyssaccharide from an enzymatichydrolysate of Eckloniacava.Carbohydrate Polymers, vol. 66: 184–191.17. AUDIGIE C., DUPONT G. et ZONSZAIN F., 1995- Principe des méthodes d’analyse biochimique, 2ème Edition. Biosciences et Technique. Paris.44-56p. 18. AUDIGIE C., FIGARELLA J. et ZONSZAIN F., 1984- Manipulations d'analyse biochimique. Ed. doin, Paris. 3-4p. 19. AUDIGIE C.L., FAGERELLAJ.et ZONSZAIN F., (1984)- Manipulation d’analysebiochimique .Ed.Tec et Doc, Lavoisier. Paris. 270p.20. BABAHANI S .,SIBOUKEUR S. et BOUGUEDOURA N., 2009- Palmiers mâles dans la cuvette d’Ouargla : un patrimoine marginalise. Journal Algérien des Régions Arides N° 08.p 9.21. BALIGA M.S., BALIGA B.R.V., KANDATHIL S.M., 2011- A review of the chemistry and pharmacology of the date fruits (Phoenix dactyliferaL.). Food Research International, vol.44: 1812 -1822.22. BARREVELD W.H., 1993- Date palm products. FAO agricultural service bulletin N°101 Rome.23. BEN ABDALLAH. A., 1990- La phoeniciculture in Dollé V. (Ed); Toutain G. (Ed).Les systèmes agricoles oasiens Montpellier: CIHEAM Options Méditerranéennes: Série A. Séminaires Méditerranéens, vol.11: 105-120.24. BEN ABDELAH. A, 1986- contribution à l’étude de la fructification du palmier dattier. CV Deglet- Nour pollinisation et metaxenie. Thèse fin de spécialisation INA Tunis, Tunisie. 120p.25. BEN CBABANE. A., MEFTAH F.et SAADI A., 1995- Caractéristiques de substances pectiques et évaluation des autres composés pariétaux au cours de la maturation de deux variétés de dattes d'Algérie (Deglet-Nour et Ghars).Abstract of Proceedings. Options Méditerranéennes N° 28, Palmier dattier dans l'agriculture d'oasis. Elche. Espagne 25/27 avril 1995. 2l0p.26. BENAMOR B., BOUGHEDIRI L. and CHALA A., 2014-Selection of mâle date palms (Phoenix dactyliferaL) at "Daouia" station (OuedSouf, Algeria). Adv. Environ. Biol, vol.8: 29-36.27. BENCHABANE A., KECHIDA F. ET BELLAL M., 2000-Caractérisation des substances pectiques et évaluation des autres composes pariétaux au cours de la maturation de deuxvariétés de datte d'Algérie .Ann. Inst. Natl. Agron, vol. 21: 33-39.

54


28. BENCHELAH A.C., MAKA., 2008- Les dattes, intérêt et nutrition. Polytothérapie (ethnobotanique) Springer, vol. 6: 117-121.29. BENFLIS S., 2006-Caractéristiques biochimiques de l’extrait de datte variété sèche « Mech-Degla ». Mémoire d’ingénieur. Département d’agronomie, Batna. 49 p.30. BENNAMIA A., MESSAOUDI B., 2006-Contribution à l’étude de la composition des dattes « Deglet-Nour » et « Chars » dans le pédopoysage de la cuvette de Ouargla. Mémoire de Diplôme d’Etude Supérieur en Biochimie. Département de Biologie. Université des Ouargla.pp:4-6.31. BENSETTI M., 2005- Contribution à l’étude de l’effet de la durée de congélation sur les propriétés des dattes Routab du cultivar BentQbala. Mémoire de Diplôme d’Etudes supérieures en Biochimie, Département de Biologie. Université d’Ouargla .pp: 8-12,19-20.32. BENZIOUCHE S.E. et CHERIET F., 2012-Structure et contraintes de la filière dattes enAlgérie. New. Medit. 49-57.33. BESBES S., BLECKER C., DEROANNE C., DRIRA N.E., ATTIA H., 2004-Date seeds: chemical composition and characteristic profiles of the lipid fraction. Food Chem, vol. 84: 577–584.34. BLUMENKRANTZ N. and ASBOEHANSEN G., 1973-New Method for Quantitative Determination of UranicAcid. Analyticalbiochemistry, vol. 54: 484-489.35. BOOIJ I., PIOMBO G., RISTERUCCI J.M., COUPE M., THOMAS D., FERRY M., 1992- Etude de la composition chimique de dattes à différents stades de maturité pour la caractérisation variétale de divers cultivars de palmier dattier (Phoenix dactylifera L.). Fruits, vol. 47: 667-678.36. BOUAL Z., 2009- Contribution à l'étude des polysaccharides de quelques plantes spontanées à caractère médicinal de la région de Ghardaïa (Sahara septentrional Est Algérien). Thèse de Magister De l’Université KasdiMerbah-Ouargla, Algerie. 33p.37. BOUAL Z., 2014- Caractérisation physico-chimique des polysaccharides de quelques plantes spontanées à caractère médicinal récoltées dans la région de Ghardaïa (Sahara Septentrional Est algérien): Activité biologique. Thèse de Doctorat De l’UniversitéKasdiMerbah-Ouargla, Algerie. 2p.38. BOUAL Z., KEMASSI A., HAMID OUDJANA A., MICHAUD P. et OULD EL HADJ M. D., 2013a- Caracterisation partielle des polysaccharides hydrosolubles des feuilles de Malvaparviflora L. (Malvaceae): activiteprebiotique. Lebanese Science Journal, vol. 14: 41-51.39. BOUAL Z., KEMASSI A., MICHAUD P. et OULD EL HADJ M. D., 2011- Caractérisation partielle des polysaccharides hydrosolubles des feuilles d'asphodelustenuifoliuscavan (liliaceae): effet prébiotique des oligosaccharides issus de l'hydrolyse des polysaccharides. Algerian journal of aridenvironment, vol. 1: 52-60.

55


40. BOUGUEDOURAN., 1991- Connaissance de la morphogenèse du palmier dattier (Phœnix dactylifera L) Etude in situ et in vitro du développement morphogénétique des appareils végétatif et reproducteur. Thèse Doct. Etat, U.S.T.H.B. Alger. 201 p.41. BOUNA Z.E.A.O., 2002- Contribution à l'étude biosystématique, ethnobotanique, biochimique, alimentaire et diététique de 11 cultivars de dattiers, (Phoenix dactylifera L) , des palmeraies de Mauritanie. Thèse de 3ème cycle. Département de biologie végétale, Université CHEIKH ANTADIOP de Dakar. 250 p.42. BOURGEOIS C., 2003-Les vitamines dans les industries agroalimentaires .Ed . Tech et Doc-Lavoisier, Paris.483p.43. BOUSDIRA K., 2007- Contribution à la connaissance de la biodiversité du palmier dattier pour une meilleure gestion et une valorisation de la biomasse : caractérisation morphologique et biochimique des dattes des cultivars les plus connus de la région du Mzab, classification et évaluation de la qualité. Mémoire de magistère en génie alimentaire. Université M’hamedBouguera- Boumerdes. 149p.44. BRADFORD M.M., 1976- A rapid and sensitive method for the quantitation of microgramquantities of proteinutilizing the principle of protein-dyebinding. AnalyticalBiochemistry, vol. 72: 248–254.45. BRIONES R., SERRANOA L., BENYOUNESB R., MONDRAGONA I. et LABIDI J.,2011-Polyol production by chemical modification of date seeds: Industriel Corps and Products, vol.34:1035-1040. 46. BRUDIEUX V., 2007- Extraction, modification enzymatique et caractérisation chimique nouvelles structures pectiques. A lication de la relation structure/activité à la mocosmétique. Thèse de Doctorat, Université de Limoges. 220p.47. CHAIRA N., FERCHICHI A., MRADET A .and SGHAIROUN M., 2007-Chemical composition of the flesh and the pit of date plam fruit and radical scavengingactivity of theirextracts. Pakistan Journal of Biological Sciences, Vol: 10(13): 2202-2207. ISSN. 1028-8880.48. CHEFTELJ.C., CHEFTEL H., 1977- Introduction à la biochimie et à la technologie des aliments volume aliments .Technique et documentation. Lavoisier. Paris.381 p.49. CHEN R., MENG F., LIU Z., CHEN R. et ZHANG M., 2010- Antitumoractivities of different fractions of polysaccharide purifiedfromOrnithogalumcaudatumAit. Carbohydrate Polymers, vol.80: 845–851.50. CHIDOUH A., AOUADI S. et HEYRAUD A., 2014- Extraction, fractionation and characterization of water-soluble polysaccharide fractions frommyrtle (Myrtuscommunis L.) fruit. Food Hydrocolloids, vol. 35:733–739.51. DAAS AMIOUR., 2009- étude quantitative des composes phénoliques des extraits de trois variétés de datte (Phœnix dactylifera L.) et évaluation in vitro de leur activité biologique. Thèse Magister en Biochimie appliquée. Université El-hadj Lakhdar.Batna. p18-19.

56


52. DAHER MERANEH A., 2010-Détermination du sexe chez le palmier dattier:Approches histo-cytologiques et moléculaires. Biologie, Diversité et Adaptation des plantes. Thèse doctorat. Universités MONTPELLIER II. Paris. p7-15.53. DAVID J. H., HAZEL P., 1998- Analyticalbiochemistry, 3 Edition. Ed. Prentice Hall, Angleterre: p336.54. DELATTRE C., 2005- Stratégie d'obtention d'oligosaccharides anioniques par dégradation enzymatique de glucuronanes. Thèse de doctorat. université de Picardie jules verne, Valois Santerre.172p.55. DEVSHONY S., ETESSHOLA E.et SHANI A., 1992- Nouveau dictionnaire des huiles végétales.56. DIALLO D., SANOGO R., YASAMBOU H., TRAORE A., COULIBALY K. et MAIGA A., 2004- Étude des constituants des feuilles de ZiziphusmauritianaLam. (Rhamnaceae), utilisées traditionnellement dans le traitement du diabète au Mali. C. R. Chimie, vol. 7: 1073–1080. 57. DJERBI M., 1994 - Précis de phéniciculture. F.A.O., Rome, 192 p.58. DOAT J., 1974- Application de la chromatographie sur couche mince à l'analyse des gommes et des bois tropicaux. Revue Bois et Forêts Tropiques, vol. 156: 63-74.59. DOWSON V. H. W., 1982- Date production and protection.FAO.Rome, 35p.60. DOWSON V.H.W., ATEN A., 1963 - Composition et maturation. Récolte et conditionnement des dattes. Cah. F.A.O.72. Rome, 392 p.61. DUBOIS M., GILLES K.A., HAMILTON J.K., REBERS P.Aet SMITH F., (1956) - Colorimetricmethod for determination of sugars and related substances. Anal. Chem, vol. 28: 350-356.62. EBRINGEROVA A., KARDOSOVA A., HROMADKOVA Z.et HRIBALOVA V., 2003- Mitogenic and comitogenicactivities of polysaccharides fromsome European herbaceous plants. Fitoterapi, vol. 74: 52–61.63. EDITH A., ROBERT M., 1998- Chromatographie, Stage.64. EL BEKR A ., 1972- Le palmier dattier, son passé et son avenir. Baghdâd. .Ed. El AâniElche's Palm Grove. 65. ELLEUCH M., BESBES S., ROISEUX O., BLECKER C., DEROANNE C., DRIRA N. and ATTIA H., 2008 -Date flesh: Chemical composition and characteristics of the dietary fibre. Food. Chem, vol. 111.676-682.66. EL-SOHAIMY S.A., HAFEZ E.E., 2010-Biochemical and nutritionalcharacterization of date palm fruits (Phoenix dactylifera L). J.Appl. Sci. Res,vol.6:1060–1067.67. ENAlMl J.H., JAFAR A., 1980- La physiologie et la morphologie du palmier dattier (Phoenix dactylifera L). Ed. Université EL Basra et Université d'Agronomie (Iraq), 257 p.

57


68. ESPIARD E., 2002- Introduction a la transformation industrielle des fruits.Ed. Tech et Doc-Lavoisier. 360 p.69. ESTANOVE P., 1990-Note technique : Valorisation de la datte. In Options méditerranéennes, Systèmes agricoles oasiens. Ed. Ciheam, série A, N°11 pp 301-318.70. FAO STAT., 2013- http://faostat.fao.org/default.aspx. [consulté en septembre 2014]. 71. FAVIER J.C., IRELAND R.J ., TOQUE C.and FEINBERG.M., 1995-Répertoire général des aliments. Ed. Tec et Doc- Lavoisier, INRA. p 897.72. GENESTIE B., 2006- Optimisation de la production d'arabinoxylo oligosaccharides d'intérêt biologique à partir de sons de céréales: Approches méthodologiques. Thèse De Doctorat de l'Université De Limoges-Limoges. France: 22p.73. GHAZI F., SAHRAOUI S., 2005- Evolution des composés phénoliques et des caroténoïdes totaux au cours de la maturation de deux variétés de dattes communes: Tantboucht et Hamraia, Mémoire d’ingénieur en Institut national d’agronomie. Alger. 81 p.74. GOVAERTSR et DRANSFIELD J., 2005- World Checklist of Palms. Royal BotanicGardens .Kew.75. GUO Q., CUI S.W., WANGQ. and YOUNG J.C., 2007- Fractionation and PhysicochemicalCharacterization of Psyllium Gum. Carbohydrate Polymers : p1-30.76. HANNACHI S., KHITRI D., BEB KHALIFA A et BRAC DE PERRIERE R. A ., 1998- Inventaire narietal de la palmeraie algérienne .225p.77. HARRAK H., BOUJNAH M., 2012-Valorisation technologique des dattes au Maroc. INRA. Institut National de la Recherche Agronomique. P 23, 36,37.78. HEDJAL-CHEBHEB M., 2014- Identification des principes actifs des huiles essentielles de quelques résineux et plantes aromatiques de provenance Algérienne et Tunisienne. Etude de leurs activités biologiques à l’égard d’un insecte ravageur des graines stockées, Callosobruchusmaculatus F. 1775 (Coleoptera: Bruchidae). Thèse de Doctorat de l’Université De Mouloud Mammeri-TiziOuzou, Algerie: 18p.79. HENDERSON A., 2009- Palms of SouthernAsia., Princeton UniversityPressBiotechnology. Springer, Dordrecht.743 p.80. HOLDERNESS J., SCHEPETKIN I. A., FREEDMAN B., KIRPOTINA L. N., QUINN M. T., HEDGES J. F., et JUTILA M. A., 2011- Polysaccharides isolated from Açaí Fruit induceinnate immune responses. Pub Med, vol. 681. HU J. L., NIE S. P., LI CH., et XIE M. Y., 2013- In vitro fermentation of polysaccharide from the seeds of Plantagoasiatica L. by humanfecalmicrobiota. Food Hydrocolloids, vol. 33: 384-392.82. HUSSEIN F., EL KAHTANI M., WALI Y., 1979- La culture du palmier et la production de dattes dans le monde arabe et islamique. Impr. Ain Chamss.576 p. (en arabe)

58


83. IQBAL M., MUNIR I.M., et NIAMATULLAH M., 2011- Physico-Chemicalcharacteristics of date palm (Phoenix dactylifera L) cultivars atvariousmaturity stages underenvironmental conditions of Dera Ismail Khan. J, Agric. Res.vol ,49: 249-261. 84. JACCOT B., CAMPILLO B., 2003- Nutrition humaine. Ed. MASSON. Paris. 311 p.85. JAIN S.M., Al-KHAYRI J. M. and Johnson D.V., 2011- (Eds). Date Palm.86. JEROME J., PERRY T., STALEYS.L., 2004-Microbiologie. Ed: DUNOD. Paris. 247-248p.87. KHALIL K.E., ABD-EL-BARI M S., HAFIZ N.E. and AHMED E.Y., 2002- Production, evaluation and utilization of date syrup Concentrate (Dibis). Egypt. J. Food Sci, vol.30: 179-203.88. KULKAMI S. G., VIJAYANAND P., AKSHA M., REENA P., and RAMANA K.V.R.,2008- Effect of dehydration on the quality and storagestability of immature dates (Phoenix dactylifera), L.W.T,vol. 41: 278-283.89. Laboratoire BIOPI., 2016- Université de Picardie Jules. Verne, 33 rue Saint-Leu, Amiens F-80039. France.90. LAMBIOTE B., 1982-Some aspects of the role of dates in human nutrition. Proceedings of the First International Symposium on Date palm. KING FAISAL University SaudiArabia.March 23–25.91. LAOUINI S., 2014- Etude phytochimique et activité biologique d'extrait de des feuilles de Phoenix dactylifera L dans la région du Sud d'Algérie (la région d'Oued Souf).Thèse Doctorat Génie chimique. Université Mohamed Khider Biskra. p 31-32.92. LECHEB F., 2010- Extraction et caractérisation physico-chimique et biologique de la matière grasse du noyau de dattes: essai d'incorporation dans une crème cosmétique de soin. Thèse de Magistère Université M'hamedBougara-Boumerdès, Algerie: 39p. 93. LI J E., NIE S. P., XIE M. Y. and LI C., 2013- Isolation and partial characterization of a neutral polysaccharide fromMoslachinensisMaxim. cv. Jiangxiangru and itsantioxidant and immunomodulatoryactivities. Journal of FunctionalFoods. Article in press, 9p. 94. LI Y. J., LIND D., JIAO B., XU C. T., QIN J. K., YE G. J. and SU G. F., 2015- Purification, antioxidant and hepatoprotectiveactivities of polysaccharide fromCissuspterocladaHayata. International Journal of BiologicalMacromolecules, vol. 77: 307-313.95. LIU J., et SUN Y., 2011- Structural analysis of an alkali-extractable and water-soluble polysaccharide (ABP-AW1) from the fruiting bodies of AgaricusblazeiMurill. Carbohydrate Polymers, vol. 86: 429-432.96. LIU Y., SHENG Y., YUAN G., WANG Y., WEI H., GUAN M., et PEI J., 2011- Purification and physicochemicalproperties of different polysaccharide fractions from the water extract of Boschniakiarossicaandtheireffect on macrophages activation. International Journal of BiologicalMacromolecules, vol. 49: 1007-1011.

59


97. LUND E.D., SMOOT J.M., HALL N.T., 1983-Dietary fibre content of elevent tropical fruits and vegetables. J. Agr. And Food Chem. 31.5.98. MA/DSAEE., 2001- Statistiques agricoles: Superficies et productions. Ministère de l’agriculture et du développement rural. Série A, pp 5-6.99. MADR., 2013-Rapport de présentation sur la compagne phoénicicole 2012/2013.3p.100. MARLETT JA., MC BURNEY MI. and SLAVIN JL., 2002-American Dietetic Association. Position of the American Dietetic Association: health implications of dietaryfiber. J.Am. Diet. Assoc,vol .102: 993–1000.101. MAX R., 1997-Influence d'une technique des infestations par micro-ondes sur les critéres de qualité physico-chimiques et biochimiques de la datte. Thése de Doctorat, en biotechnologies et industries alimentaires. Institut national polytechnique de lorraine .p 24.102. MAZALIAK R., 1981- Physiologie végétale: nutrition et métabolisme. Hermann. Paris. 349 p.103. MELIGI M. A., SOURIAL G. F., 1982-Fruitquality and general evaluation of some Iraqi date palm cultivars grownunder conditions of barrage region,” Ed: First symposium on the date palm, Saudi-Arabia, 23-25 March. 212-220.104. MITRA G.B., MUKHERJEE P.S., 1980- X-Ray diffraction study of fibrous polymers Degree of paracristallinity a new parameter for characterizing fibrouspolymers. Polymer, vol .21. 1403-1409.105. MONSIGNY M., CLAIRE P. et ROCHE A., 1988- Calorimetric Determination of NeutralSugarsbya Resorcinol Sulfuric Acid Micromethod. AnalyticalBiochemistry, vol. 175: 525-530.106. MORRISON I. M., STEWART D., 1998- Plant Cell Wall Fragments Released On Solubilisation In Trifluoroacetic Acid. Phytochemistry, Vol. 49: 1555-1563.107. MOULAY HASSAN S., 2003- Le Palmier Dattier base de la mise en valeur des oasis au Maroc Techniques phoénicicoles et Création d’oasis .INRA: Division de l’Information et de la Communication BP. 6512 Rabat-Instituts Maroc. p 29,132.108. MOURADI A., CHIKHAOUI-KHAY M., AITAKKI S., AKALLAL R., HRRIMLE I., et GIVERNAUD T., 2006- Analyse structurale des fractions polysaccharidiques extraites de la paroi cellulaire d'Hypneamusciformis (Rhodophyceae, Gigartinales). Afrique SCIENCE, vol. 02: 226-244. 109. MUNIER P., 1973 - Le palmier dattier. Techniques agricoles et productions tropicales. G. P. Maisonneuve &Larose, Paris, 221 p.

110. NIU Y., WANG H., XIE Z., WHENT M., GAO X., ZHANG X., ZOU S. and YAO W., 2011- Structural analysis and bioactivity of a polysaccharide from the roots of Astragalusmembranaceus (Fisch) Bge. var. mongolicus (Bge.) Hsiao. Food Chemistry, vol. 128: 620-626.

60


111. NIXON R. W. and CARPENTER J.B., 1978- Growing dates in the United States. US. Dept, of Agric., Agr. Inf Bull. N° 207.p 44-45.112. NOUI Y., 2001- L’optimisation de la production de la biomasse "Saccharomyces cerevisiae" cultivé sur un extrait de datte. Mémoire d’ingénieur. Département d’agronomie. Batna. 62 p.113.OULD EL HADJ M. D., HADJ-MAHAMMED M. et ZABEIROU H., 2003- Place des plantes spontanées dans la médecine traditionnelle de la région de Ouargla (Sahara Septentreional Est).Courrier du savoir, vol.3: 47-51. 114. OURILS., 2002- Contribution à l’étude de quelques caractéristiques morphologiques et biochimique des fruits de quelques cultivars de palmier dattier (Phoenix dactyliferaL.) dans la région de Sidi- Okba (Biskra). Mémoire d’Ingénieur en Agronomie. Université de Batna. 73 p.115. PAULSEN B.S., OLAFSDOTTIR E.S. et INGOLFSDOTTIR K., 2002- Chromatography and electrophoresis in separation and characterization of polysaccharides from lichens. Journal of Chromatography A, vol. 967: 163–171.116. PEYRON G., 2000- Cultiver le palmier dattier. Groupe de Recherche et d’Information pour le Développement de l’Agriculture d’Oasis. p 20,109.117. RANDERATH K., 1971- Chromatographie sur couches minces -2ed. Ed: GAUTHIER VILLRG, Paris, vol. 6-363.118. REJSEK F., 2002- Analyse des eaux, aspects réglementaires et techniques. Ed. Dunod, Paris: 71–73.119. REYNES M ., BOUABIDI H ET ROUISSI M.B., 1995-Caractérisation des principales variétés de dattes cultivées dans la région du Djérid en Tunisie .Fruit, vol .49: 289-298.120. REYNES M., BOUABIDI H., PIOMBO G.et RISTERUCCI AM., 1994- Caractérisation des principales variétés de dattes cultivées dans la région du Djerid en Tunisie. Fruits, Vol. 49: 289-298.121. ROBYT JF. and MUKERJEA R., 1994- Separation and quantitative determination of nanogramquantities of maltodextrinsand isomaltodextrins by thin-layer chromatography. Carbohydrate Research, vol .251: 187-202.122. RODIER J., 1997-L'analyse de l'eau, eau naturelle, eau résiduaire, eau de mer .Ed. Dunod, 8 éme édition, p 57-65.123. RUIZ G., 2005- Extraction, détermination structurale et valorisation chimique de phycocolloïdes d'algues rouges. Thèse de doctorat, université de Limoges, 230p.124. SAKINABDRABO S., 2013- Analytical methodsapplied to the chemical characterization and classification of palm dates (Phoenix dactylifera L.) from Elche's Palm Grove.

61


125. SAWAYAW N., SAFIW M., AL-SHATA H., et EL-MOHAMMA D., 1983- Fruit growth and composition of khadarisillaj and sifri date cultivars grown in Saudi Arabia "Actes du Colloque The First Symposium on The Date Palm, King Faisal University, Al- Hassa Kingdom of Saudi Arabia. Pp202-210.126. SAYAH Z., 2008- Contribution à l’étude des caractéristiques physico-chimiques et biochimiques des dattes sèche, molles, et demi-molles de la cuvette de Ouargla. Mémoire Magistère en biologie. Université Kasdi Merbah. Ouargla: 71p. 127. SIBOUKEUR O., 1997- Qualité nutritionnelle, hygiénique et organoleptique du jus de dattes. Thèse Magister.INA. El-Harrach, Alger.106 p.128. SOLTANI H., 2007- Etude comparative de la composition biochimique de trios types d'extrait de dates: date molle(Ghars), demi molle (Deglet Nour), sèche (Mech Degla), Mémoire d’Ingénieur. Département d’agronomie. Batna.56 p.129. TESTER R.F., KARKALAS J .and QI X., (2004)- Starch-composition, fine structure and architecture. Journal of Cereal Science, vol. 39: 151-165.130. VELASCO-LEZAMA R., TAPIA-AGUILAR R., ROMAN-RAMOS R., VEGA- AVILA E., et PÉREZ-GUTI´ERREZ MA. S., 2006- Effect of Plantagomajor oncellproliferation in vitro. Journal of Ethnopharmacology, vol. 103: 36-42.131. WARRAND J., 2004-Etude structurale et propriétés en solution des polysaccharides constitutifs du mucilage de lin (Linumusitatissimum).Thèse Doctorat de l'Univerisité Picardie Jules Verne, Amien cedex: 79-80p.132. XIE J. H., SHEN M. Y., NIE S P., ZHAO Q., LI C. and XIE M. Y ., 2014- Separation of water-soluble polysaccharides fromCyclocaryapaliurusby ultrafiltration process. Carbohydrate Polymers, vol. 101: 479-483. 133. XU D. J., XIA Q., WANG J. J. and WANG P. P., 2008- Molecular Weight and Monosaccharide Composition of Astragalus Polysaccharides. Molecules, vol. 13: 2408-2415.134. YAHIAOUI K., 1998- Caractérisation physico-chimique et l'évolution du brunissement de la datte Deglet-Nour au cours de la maturation. Thèse de Magister. INA. El-Harrach. Alger.103 p.135. YANG C., GUAN J., ZHANG J. S. and LI S. P., 2010- Use of HPTLC to Differentiate Among the Crude Polysaccharides in Six Traditional Chinese Medicines. Institute of Chinese Medical Sciences, University of Macau, Macau SAR, China. Journal of PlanarChromatography, vol. 23: 1-46.136. YANG J., YANG F., YANG H., et WANG G., 2015- Water-soluble polysaccharide isolatedwith alkali from the stem of Physalisalkekengi L.: Structural characterizationandimmunologicenhancement in DNA vaccine. Carbohydrate Polymers, vol. 121: 248-253.

62


137. YANG X., ZHAO Y., et LV Y., 2008- In vivo macrophage activation and physicochemicalproperty of the different polysaccharide fractions purified from Angelica sinensis. Carbohydrate Polymers, vol. 71: 372-379.138. YOON S.J., PEREIRA M. S., PAVÃO M. S. J., HWANG J.k., PYUN Y-R., et MOURÃO P. A. S., 2002- The medicinal plant Poranavolubilis contains polysaccharides with anticoagulant activitymediated by heparincofactor II. ThrombosisResearch, vol. 106:51-58. 139. YU X., YANG X., CUI B., WANG L., et REN G., 2014- Antioxidant and immunoregulatoryactivity of alkali-extractable polysaccharides fromNorth American ginseng. International Journal of BiologicalMacromolecules, vol. 65: 357-361.140. ZAIDA. and E.J. ARIAS-JIMENEZ., 2002-Date palm cultivation. FAO.Rome.141. ZANGO O., 2011- Etude comparative de l'architecture et de la géométrie de l'inflorescence mâle et femelle du palmier dattier. Biodiversité Végétale Tropicale (BVT). pp. 1-47.

Annexes

Annexe 1

Le tableau 05 représente les différents paramètres physico-chimique des échantillons (inflorescence mâle et dattes aux stades Loulou et Tmar).

Tableau 05.- Paramètres physico-chimique des trois échantillons (l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar)

Echantillons Caractérisationphysico–chimiqueTeneur en eau%

Matières séche%

Cendre %

pH Conductivitéélectrique (μS/cm)

Inflorescence mâle

27.46 72.54 6.76 6.2 6.25

Datte au stadeLoulou

24.74 75.25 7.23 6.1 7 .98

Datte au stadeTmar

/ / 1.99 5.2 2.06

Annexe 2

Le dosage des oses est réalisé par trois méthodes. Les oses totaux sont dosés par la méthode de DUBOIS (1956). La méthode de MONSIGNY (1988) a permis de doser les oses neutres tandis que la méthode de BLUMENKRANTZ et ASBOEHANSEN (1973) a donné les concentrations des oses uroniques à partir de différentes concentrations de glucose (Glc) et d'acide glucuronique (Glc A) (0.01-0.1 g/l).

Figure 13.- Courbe d'étalonnage pour les oses totaux (DUBOIS, 1956)

0 20 40 60 80 100 1200

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

f(x) = 0.00587783505154642 xR² = 0.996931120576404

Series2Linear (Series2)

Concentration de glc (mg/l)

Abso

rban

ce (n

m)

Figure 14.- Courbe d'étalonnage pour les oses acides par la méthode de BLUMENKRANTZ et ASBOEHANSEN (1973)

Figure 15.- Courbe d'étalonnage pour les oses neutre par la méthode de MONSIGNY (1988)

Annexe 3

0 20 40 60 80 100 1200

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9f(x) = 0.00983620071684592 xR² = 0.987475386500545


Concentration de Glc (mg/l)

Abso

rban

ce (n

m)

0 10 20 30 40 50 60 70 80 900

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7f(x) = 0.00867340425531921 xR² = 0.977690342673791



Abso

rban

ce(n

m)

Figure 16.- Courbe d'étalonnage pour les oses réducteur

Annexe 4

Le dosage des protéines est effectué par la méthode de BRADFORD (1976) pour objet d'estimer la quantité de protéines dans les extraits bruts à partir de gamme d'étalons (0.01 – 0.1 g/l de SAB).

Figure 17.- Courbe d'étalonnage pour les protéines par la méthode de BRADFORD (1976)

Annexe 5

0 0.02 0.04 0.06 0.08 0.1 0.120

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

f(x) = 0.653939393939395 xR² = 0.989622168387947


Concentration de SAB (mg/l)

Abso

rban

ce (n

m)

0 5 10 15 20 25 30 350

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

f(x) = 0.0286043956043957 xR² = 0.969147048173334



Abso

rban

ce (n

m)

Le tableau 06 représente les différentes valeurs des rendements des extraits des extraits hydrosolubles et alcalisolubles des polysaccharides bruts, les concentrations des oses et des protéines.

Tableau 06.-Rendements d’extractions et composition des extraits bruts de polysaccharides l'inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar

D1 : fraction hydrosoluble de l’inflorescence mâle.

D2 : fraction alcali-soluble de l’inflorescence mâle.

L1: fraction hydrosoluble des dattes au stade Loulou.

L2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Loulou.

T1 : fraction hydrosoluble des dattes au stade Tmar.

T2 : fraction alcali-soluble des dattes au stade Tmar.

Annexe 6

Photos du matériel utilisé au cours de l’expérimentation

Les extraits polysaccharidiques hydrosolubles et alcalisolubles

Rendementd’extraction (%)

Composition biochimique (%)Osestotaux

Osesneutres

Osesacides

Osesréducteurs

Protéines

D1 3.01 34.40 27.70 22.65 24.47 0.98D2 12.25 39.40 17.29 18.01 / 0.76L1 3.85 42.93 29.50 15.76 / 1.47L2 39.8 54.74 31.98 12.70 / 1.17T1 1.39 78.47 39.13 21.12 31.46 1.13T2 4.30 40.16 17.81 13.19 52.44 0.96

Centrifugeuse Centrifugeuse

Bain marie Balance

Photos 03.-. Matériels utilisé au cours de l’expérimentation

Four à moufle Etuve

Conductivimètre mètre pH

Agitateur Spectrophotomètre

Résumé

Etude physico-chimique et biochimiquedes polysaccharides extraits de la variétéDegletNour de dattes demie molles selon deux stades

phénologiques

Le présent travail est consacré â une étude sur l’inflorescence mâle et les dattes aux stades Loulou et Tmar de la variété Deglet Nour. Il porte sur des analyses physico-chimiques de la matière première, et une caractérisation biochimique d’extraits bruts des polysaccharides hydrosolubles et alcalisolubles. Cette caractérisation débute par une extraction à chaud par l’eau distillée puis une deuxième extraction à chaud avec une solution alcaline de 0.5M NaOH. Les extraits bruts des polysaccharides obtenus sont répartis en deux fractions hydrosolubles et alcalisolubles pour chaque matière première. (D1, D2) pour l’inflorescence mâle, (L1, L2) pour les dattes au stade Loulou, et (T1 et T2) pour les dattes au stade Tmar. Les rendements massiques sont 3.01, 11.25, 3.85, 39.8, 1.39, 4.3% pour D1, D2, L1, L2, T1 et T2 respectivement. L’analyse physico-chimique des matières premières, laisse apparaitre des résultats variables allant de 24.74 à 27.46% pour la teneur en eau, de 72.54 à 75.25% pour la teneur en matière sèche, de 1.99 à 7.23 % pour la teneur en cendre, de 5.2 à 6.2 pour le pH et de 2.06 à 7.98 μS/cm pour la conductivité électrique. La caractérisation biochimique des fractions polysaccharidiques montre une grande variabilité entre les fractions dans les teneurs en oses totaux, en oses neutres, en oses acides, en sucres réducteurs et en protéines. Il est remarqué que la teneur des oses neutres est supérieure aux oses acides dans la majorité des fractions. Les concentrations les plus élevées en oses totaux et en oses neutres sont notées dans la fraction T 1 soit 78.47 et 39.19% respectivement. La concentration maximale en oses acides est de 22.65% pour la fraction D 1. L’analyse de la composition en monosaccharides après l'hydrolyse par le TFA à 2M montre que l'extrait brut de polysaccharides des inflorescences mâle et des dattes au stade Loulou et Tmar renferme le glucose, le galactose, la xylose, l'arabinose et l'acide galacturonique.

Mots clés: Polysaccharides, stades phénologiques, inflorescences mâles, analyse physico-chimique, analyse biochimique.

Summary

Physicochemical and biochemical study of polysaccharides extracted of soft semis datesvarietieDegletNouraccording to the twophenological stages

This work is devoted at a study on the mâle inflorescence and dates stages Loulou and Tmar of Deglet Nour variety. This is a physico-chemical analysis of the raw material and biochemical characterization of the raw extracts and water-soluble and alkali-soluble polysaccharides. This characterization is started by a hot extraction by distilled water and then a second hot extraction with an alkaline solution of 0.5M NaOH. Crude extracts polysaccharides obtained are divided into two fractions water-soluble and alkali-soluble for each raw material (D 1, D2) for the mâle inflorescence (L1, L2) for dates at the stages Loulou, and (T1 and T2) for dates Tmar stage. The mass yields were 3.01, 11.25, 3.85, 39.8, 1.39 and 4.3% for D1, D2, L1, L2, T1 and T2 respectively. The physico-chemical analysis of raw materials, leaves appear varying results ranging from 24.74 to 27.46% for the water content, of 72.54 to 75.25% for dry matter content, of 1.99 to 7.23% for the ash content, 5.2 to 6.2 for pH and 2.06 to 7.98 μS/cm to the electric conductivity. Biochemical characterization of polysaccharide fractions shows great variability among fractions in the levels of total sugars, neutral sugars and acid sugar, reducing sugars and protein. It is noticed that the content of neutral sugars is greater than the acid sugar in the majority of the fractions.

The highest concentrations of total sugars and neutral sugars are noted in the T 1 fraction is 78.47 and 39.19% respectively. The maximum concentration of acidic sugar is 22.65% for the portion D1. The analysis after hydrolysis monosaccharide composition with TFA 2M shows that the crude polysaccharides extracted from mâle inflorescences and dates at the stage Loulou and Tmar contains glucose, galactose, xylose, arabinose and galacturonic acid.

Keywords: Polysaccharides, phenological stages, inflorescences mâles, physico-chemical analysis, biochemical analysis.

الملخص

الفيزيائية ال الطرية ودراسة النصف التمور من المستخلصة المتعددة للسكريات نور البيوكيميائية وفقا دقلةفيزيولوجيتين لمرحلتين

تعتمد و التمر و اللولو مرحلتي في نور دقلة نوع من والتمور الذكرية لألزهار المتعددة السكريات دراسة إلى العمل هدا يكرسالمتعددة للسكريات الخامة للمستخلصات البيوكيميائية الخصائص كدا و األولية للمواد الفيزيوكيميائية الخصائص تحليل إلى الدراسة هده

النقع . ثم المقطر الماء في النقع طريق عن أوال كانت الخصائص هده دراسة القاعدي الوسط في للذوبان القابلة و الماء في للذوبان القابلة ) الصوديوم هيدروكسيد قاعدي وسط في ,M 0,5ثانية جزئيين) إلى تنقسم عليها المتحصل المتعددة السكريات من الخامة المستخلصات

)) أولية مادة لكل قاعدي محلول في الدائبة السكريات و الماء في للذوبان القابلة (D2 ,D1السكريات ) الذكرية في L2 ,L1لألزهار للتمور( و اللولو (1مرحلة T2 ,T . هو الكتلي المردود التمر مرحلة في ,T2ل %4.30و 39.80, 11.25, 3.85 ,3.01للتمور T1, L1, L2, D1, D2على

من . مختلفة نتائج أظهرت األولية للمواد الفيزيوكيميائية الدراسة , %27.46إلى 24.74التوالي من الماء المادة %75.25إلى72.54لمحتوى منمن, , % 7.23إلى 1.99الجافة من الرماد محتوى , 6.2إلى 5.2من من للحموضة (7.98إلى 2.06بالنسبة μS/cm(. الكهربائية للنقالية بالنسبة

, , المحايدة السكريات الكلية السكريات على احتوائها في األجزاء بين كبير تباين أظهرت السكرية لألجزاء البيوكيميائية الخصائص دراسة , , أغلبية في الحمضية السكريات من أكبر المحايدة السكريات تركيز أن لوحظ البروتينات من و المرجعة السكريات الحمضية السكريات

. الجزء في سجل المحايدة و الكلية السكريات من ارتفاعا األكبر التركيز السكرية . 39.19%و%78.47ب T1األجزاء التركيز التوالي علىهي الحمضية السكريات من ب. (D1للجزء% 22.65األقصى الروابط تفكيك بعد البسيطة السكريات المستخلصات 2M( TFAتحليل أن بين

األسيد , , , , و أغبنوز كزيلوز كالكتوز الكلوكوز على يحتوي التمر و اللولو المرحلتين في التمور و الذكرية لألزهار المتعددة للسكريات الخامةغالكتوغنيك.

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Chapitre II Méthodologie de travail · Web viewC 4 H 8 O2 88.11 Propanole C 3 H 8 O / Bleu de Coomassie C 45 H 44 N 3 NaO 7 S 2 / Diphénylamine C 12 H 11 N 169.23 Aniline C 6 H