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Comparaison de différentes techniques de prétraitement et de séchage sur la charge microbienne, les caractéristiques physicochimiques et nutritionnelles
des larves de mouches soldats noires (Hermetia illucens) comme aliment alternatif pour l'alimentation
animale.
Mémoire
M'ballou Cisse
Maîtrise en sciences animales - avec mémoire
Maître ès sciences (M. Sc.)
Québec, Canada
© M'ballou Cisse, 2019
Comparaison de différentes techniques de prétraitement et de séchage sur
la charge microbienne, les caractéristiques physicochimiques et
nutritionnelles des larves de mouches soldats noires (Hermetia
illucens) comme aliment alternatif pour l’alimentation animale.
Mémoire
M’ballou Cissé
Sous la direction de :
Linda Saucier, directrice de recherche
Cristina Ratti et Grant W. Vandenberg, codirecteurs de recherche.
ii
Résumé
Les larves de mouches soldat noires (Hermetia illucens, HI) sont une source alternative de
protéines et d’énergie pour l’alimentation du bétail. De nombreux aspects liés à
l’optimisation des procédés de transformation pour assurer l’innocuité, la conservation et la
qualité nutritionnelle de ce nouvel ingrédient sont cependant encore peu connus. Cette étude
vise à optimiser les techniques de conditionnement et de séchage des larves pour réduire
efficacement leur contenu en eau et leur charge microbienne, afin d’établir les paramètres de
transformation en une farine de larves respectant les exigences de l’Agence canadienne
d’inspection des aliments, tout en minimisant les impacts négatifs sur la qualité
nutritionnelle. Après 10 jours d’alimentation sur une diète de contrôle Gainesville à 27 °C et
70 % d’humidité, les larves de mouches HI ont été récoltées par immersion, rincées à l’eau
stérile, emballées sous vide pour être congelées, et ainsi euthanasiées, à -40 °C (n=3
productions). Après décongélation, des aliquotes de 30g/traitement (n= 3) ont été prétraitées,
ou non, par blanchiment (100 °C/40 s), ébouillantage (100 °C/2, 4, 6 et 8 min) ou perforées
mécaniquement avant d’être séchées à air chaud (60 °C) ou lyophilisées (40 °C) jusqu’à une
activité de l’eau finale ≤ 0,3 pour la farine de larve. La qualité microbiologique des larves a
été évaluée par dénombrement incluant les aérobes mésophiles totaux (AMT), Pseudomonas
spp., Listeria spp., les bactéries lactiques présomptives, les entérobactéries et les coliformes.
L’impact des techniques de séchage sur les propriétés physicochimiques et nutritionnelles a
été déterminé par la couleur (L*, a*, b*, ∆E), le pH des larves avant et après transformation,
l’oxydation des lipides (TBARS, Xylénol Orange) ainsi que la teneur en lipides et en
protéines. Nos analyses ont montré que la contamination initiale des larves en AMT (9 log
ufc/g de larves fraîches sur base sèche) pouvait être réduite de l’ordre de 3 à 4 log ufc/g après
prétraitement suivi d’un séchage à air chaud (60 °C). L’ébouillantage pendant 4 min à 100
°C suivi d’un séchage à l’air chaud à 60 °C pendant 6 h se sont avérés être les paramètres à
suivre pour un traitement optimal. La présence d’une cuticule recouverte de cires, qui réduit
la déshydratation chez les larves vivantes, pourrait bien constituer un frein notable à
l’évaporation lors du séchage.
Mots clés : larves de mouches soldats noires, ébouillantage, séchage à air chaud,
lyophilisation, Qualité nutritionnelle, oxydation des lipides, couleur.
iii
Abstract
Black soldier fly larvae (Hermetia illucens; BSFL) are an alternative source of protein and
energy for livestock feeding. Many aspects related to process optimization to ensure the
safety, conservation and nutritional quality of this new ingredient are still unknown. The
presence of a wax-coated cuticle, to reduce drying of the larvae, constitutes a barrier to
evaporation. The purpose of this study was to optimize larval conditioning and drying
techniques to effectively reduce their water content and microbial load in order to establish
the processing parameters into larval meal required by the Canadian Food Inspection Agency
while minimizing negative impacts on nutritional quality. After 10 days of feeding on a
Gainesville control diet at 27 ℃ and 70% moisture, BSFL were collected by sieving, they
were rinsed with sterile water, packaged under vacuum, frozen at -40 °C (n=3 replicates).
After thawing, aliquots of 30 g/treatment (n=3) were pretreated, or not, by blanching (100 °C
for 40 s), boiling (100 °C for 2, 4, 6 or 8 min) or mechanically perforated before being hot-
air dried (60 °C) or freeze-dried (40 °C) until a final water activity ≤ 0.3 was obtained for the
larval meal. The microbiological quality of the larvae was assessed by enumeration of total
aerobic mesophilic (AMT), Pseudomonas spp., Listeria spp., presumptive lactic acid
bacteria, Enterobacteriaceae and coliforms. The impact of drying techniques on
physicochemical and nutritional properties have been evaluated using colour (L*, a*, b*),
larval pH before and after processing, lipid oxidation (xylenol orange, TBARS) and proximal
composition including lipid and protein levels. The results demonstrate that the initial larvae
contamination (9 log CFU/g AMT of fresh larvae on dry basis) was reduced by 3 to
4 log CFU/g after a pre-treatment followed by hot air drying (60 °C); 4 min boiling at 100 °C
followed by hot air drying at 60 °C for 6 h was found to be the optimal treatment parameter.
Key words: black soldier fly larvae, processing boiling, drying, freeze drying, nutritional
quality, fat oxidation, colour.
iv
Table des matières
Résumé .............................................................................................................................. ii
Abstract ............................................................................................................................ iii
Table des matières ............................................................................................................ iv
Liste des tableaux............................................................................................................ viii
Liste des abréviations, sigles, acronymes............................................................................ x
Remerciements ................................................................................................................. xi
Avant-propos .................................................................................................................. xiii
Introduction ....................................................................................................................... 1
Chapitre I : Revue de la littérature ...................................................................................... 2
1.1. Besoins en aliments alternatifs pour les animaux d’élevage monogastriques ............ 2
1.2. Le gaspillage alimentaire et la gestion des matières organiques résiduelles .............. 3
1.3. La mouche soldat noire comme aliment alternatif pour les animaux ......................... 4
1.4. L'espèce ................................................................................................................... 4
1.5. Qualité nutritionnelle des larves ............................................................................... 6
1.5.1. Composition proximale ..................................................................................... 6
1.6. Production de mouches soldats noires ...................................................................... 8
1.6.1. L'industrie......................................................................................................... 8
1.6.2. Cadre réglementaire et normes de salubrité des aliments ................................. 10
1.6.3. Écologie microbienne associée aux larves d’insectes ...................................... 12
1.6.4. Écologie microbienne de l’habitat naturel de la larve de mouche soldat noire et
du substrat de production .......................................................................................... 13
1.6.5. Les larves dans leur habitat nature, en conditions d’élevage ............................ 14
1.6.6. Risques sanitaires liés à l’introduction de larves d’insectes dans l’alimentation
animale .................................................................................................................... 14
1.7. Procédés de transformation des larves de mouches soldats noires .......................... 16
v
1.7.1. Décontamination............................................................................................. 16
1.7.2. Blanchiment ................................................................................................... 17
1.7.3. L'ébouillantage ............................................................................................... 17
1.7.4. Procédés de séchage ....................................................................................... 18
1.7.4.1. Lyophilisation .......................................................................................... 18
1.7.4.2. Séchage à air chaud .................................................................................. 20
1.8. Efficacité dans le contrôle des agents pathogènes ................................................... 21
1.8.1. Procédés de réduction de charge microbienne ................................................. 21
1.8.2. Impact sur la qualité des larves ....................................................................... 23
1.8.3. Procédés de lyophilisation .............................................................................. 24
1.8.4. Influence sur la qualité du produit ................................................................... 25
1.9. L’oxydation des lipides .......................................................................................... 25
1.9.1. Méthode du xylénol orange-oxydation ferreux (FOX) ..................................... 27
1.9.2. Méthode TBARS ............................................................................................ 27
1.10. Couleur ................................................................................................................ 28
1.11. Broyage ............................................................................................................... 28
1.12. Entreposage ......................................................................................................... 29
2.1. Problématique ........................................................................................................ 30
2.1.1. Pression réglementaire .................................................................................... 30
2.1.2. Difficultés liées au séchage ............................................................................. 31
2.2. Hypothèse .............................................................................................................. 32
2.3. Objectif principal ................................................................................................... 32
2.3.1. Objectifs spécifiques ....................................................................................... 32
Chapitre III : Transformation des larves de mouches soldats noires pour l’alimentation
animale .................................................................................................................... 33
vi
3.1. Matériel et méthodes .............................................................................................. 33
3.1.1. Design expérimental ....................................................................................... 33
3.2. Matériel biologique ................................................................................................ 35
3.3. Optimisation du procédé de décontamination ......................................................... 35
3.3.1. Optimisation du procédé de séchage ............................................................... 36
3.4. Mesure de la teneur en eau ..................................................................................... 36
3.5. Paramètre de lyophilisation .................................................................................... 37
3.6. Paramètres de séchage à air chaud ......................................................................... 37
3.7. Préparation des farines d'insectes ........................................................................... 37
3.8. Mesure de la couleur .............................................................................................. 38
3.9. Activité de l’eau (aW) ............................................................................................. 38
3.10. Mesure du pH ...................................................................................................... 38
3.11. Matières sèches analytiques et cendres ................................................................. 39
3.12. Analyse des lipides et protéines brutes ................................................................. 39
3.13. Oxydation des lipides ........................................................................................... 40
3.13.1. Méthode TBARS ................................................................................... 41
3.14. Analyses microbiologiques ............................................................................... 42
3.15. Entreposage .................................................................................................... 43
3.16 Analyse statistique .............................................................................................. 44
3.17 Résultats .......................................................................................................... 44
3.17.1. Caractérisation initiale (avant déshydratation) des larves de mouches soldats
noires 44
3.17.1.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles ........................................... 44
3.17.1.2. Aspects microbiologiques avant déshydratation ......................................... 45
3.17.2. Courbes de séchage ..................................................................................... 48
vii
3.17.3. Qualité des larves après la déshydratation ........................................... 51
3.17.3.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles ........................................... 51
3.17.3.2. Qualité microbiologique des larves après séchage ...................................... 52
3.17.3.3. Impact global de la transformation sur la qualité et l'innocuité des larves ... 52
3.18. Entreposage ......................................................................................................... 59
3.18.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles .............................................. 59
3.16. Discussion ........................................................................................................ 62
3.18.1. Caractérisation initiale (avant déshydratation) de larves de mouches
soldats noires .......................................................................................................... 62
3.18.1.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles ........................................... 62
3.18.1.2. Qualité microbiologique .......................................................................... 63
3.18.2. Courbes de séchage ..................................................................................... 64
3.18.3. Qualité des larves après la déshydratation ..................................................... 65
3.18.3.1 Propriétés physicochimiques et nutritionnelles ............................................ 65
3.18.3.2 Qualité microbiologique après séchage ....................................................... 69
3.19. Essai d’entreposage ............................................................................................. 71
3.19.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles .............................................. 71
3.19.1.2. Qualité microbiologique après 30 jours d’entreposage à température pièce 71
Conclusion générale ......................................................................................................... 73
Bibliographie ................................................................................................................... 74
Annexe ............................................................................................................................ 92
viii
Liste des tableaux
Tableau 1.1. Protéines et matières grasses brutes dans différentes sources de protéines ...... 7
Tableau 1.2. Profil d'acides aminés essentiels de quatre espèces d'insectes et quelques
ingrédients utilisés dans l'alimentation animale ........................................................... 8
Tableau 1.3. Profil d'acides gras de quatre insectes sélectionnés pour l'alimentation des
animaux d'élevage ....................................................................................................... 8
Tableau 3.1. Propriétés physicochimiques des larves de mouches soldats noires après
prétraitement ............................................................................................................. 46
Tableau 3.2. Dénombrement microbien (log ufc/ g) des larves de mouches soldats noires
non traitées et après prétraitement ............................................................................. 47
Tableau 3.3. Temps optimaux de séchage, réduction du temps de séchage et teneur en eau
des larves selon la méthode de séchage. .................................................................... 50
Tableau 3.4. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles des larves de mouches soldats
noires après séchage à air chaud (60 ℃; x/x0 < 0,1) .................................................. 54
Tableau 3.5. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles (%, base sèche) des larves de
mouches soldats noires après séchage par lyophilisation (40 ℃; x/x0 < 0,1) .............. 55
Tableau 3.6. Dénombrement microbien (log ufc/ g des larves de mouches soldats noires
prétraitées après séchage à air chaud ......................................................................... 56
Tableau 3.7. Dénombrement microbien (log ufc/ g) des larves de mouches soldats noires
prétraitées après lyophilisation. ................................................................................. 57
Tableau 3.8. Différentes valeur-p entre les prétraitements (p) et le séchage (s) des larves de
mouches soldats noires prétraitées et séchées pour les propriétés physicochimiques et
nutritionnelles. .......................................................................................................... 58
Tableau 3.9. Différentes valeur-p entre les prétraitements (p) et le séchage (s) des larves de
mouches soldats noires prétraitées et séchées pour les comptes microbiens. .............. 58
Tableau 3.10. Propriétés physicochimiques des larves de mouches soldats noires
décongelées, ébouillantées 4 min et séchées à air chaud (60 ℃) après 30 jours
d'entreposage à température pièce (21 ℃). ................................................................ 59
Tableau 3.11. Dénombrement microbien (log ufc/ g) sur les larves de mouches soldats
noires décongelées, ébouillantées 4 min et séchées à air chaud (60 ℃) pendant un
entreposage à température pièce (21 ℃) de 30 jours.................................................. 61
ix
Liste des figures
Figure 1.1. Protocole expérimental pour la transformation des larves de mouches soldats
noires ........................................................................................................................ 34
Figure 3.1. Courbe de séchage à air chaud (60 ℃) des larves d mouches soldats noires selon
les prétraitements appliqués. Ébouil. = ébouillantées. ............................................... 49
Figure 3.2. Courbe de séchage par lyophilisation des larves de mouches soldats noires selon
les prétraitements. ..................................................................................................... 49
Figure 3.3. Impact global du prétraitement et du séchage sur l'oxydation secondaire des
larves. ....................................................................................................................... 67
Figure 3.4. Changement de couleur des larves selon le prétraitement et les méthodes de
séchage. .................................................................................................................... 68
x
Liste des abréviations, sigles, acronymes
ACIA Agence canadienne d’inspection des aliments
AMT Aerobes mésophiles totaux
ANOVA Analyse de variance
aW Activité de l’eau
CIE Commission internationale de l'éclairage
FAO Organisation des Nations unies pour l’alimentation et l’agriculture
FDA Administration des aliments et des médicaments
g Gramme
g/kg Gramme/ kilogramme
kg Kilogramme
LAB Bactéries lactiques
Log Logarithme
MAPAQ Ministère de l'agriculture, des pêcheries et de l'alimentation de Québec
MDA Malonaldehyde oC Degré Celsius
T Température
t Temps
ufc Unité formant une colonie
X Teneur en eau finale (g d'eau/g de matières sèches)
X/Xo Teneur en eau sans dimension en base sèche
Xo Teneur en eau initiale
MS Matières sèches
FOX Orange-ferrous oxidation
TBA Acide thiobarbiturique
TBARS Thiobarbituric Acid Reactive Substances (substances réactives à l’acide
thiobarbiturique)
eq. Équivalent
HPC Hydroperoxyde de Cumène
Kp Facteur de conversion
h Heure
nmol Nanomole
s Seconde
min Minute
j Jour
xi
Remerciements
Le mérite de ce travail, je le dois à l’ensemble du Département de sciences animales de
l’Université Laval, en particulier mes directrices et mon directeur de recherche, les
professeurs Linda Saucier, Cristina Ratti et Grant W. Vandenberg pour leur disponibilité,
leur soutien moral et leur volonté de former. Sans leur contribution, il m’aurait été difficile
de produire un tel document. Je dois également le mérite de ce travail au Programme
canadien de bourses de la francophonie (PCBF) pour le soutien financier et moral qu’ils
n’ont cessé de m'apporter durant mon séjour au Canada. Nos remerciements vont également
à l’endroit de Monsieur Youssouf Sidimé, directeur général de l’Institut supérieur des
sciences et de médecine vétérinaire de Dalaba, pour son soutien inlassable. Nous remercions
du fond du cœur le programme Innov’Action agroalimentaire, "un programme issu de
l’accord cultivons l’avenir 2 conclu entre le ministre de l’Agriculture, des Pêcheries et de
l’Alimentation du Québec, et Agriculture et agroalimentaire Canada" pour son aide
financière.
Je remercie spécialement mes amis et collaborateurs qui m'ont soutenu moralement tout au
long de ma formation ici à Québec dans le grand froid qui me paraissait invivable au début
et dans la rédaction de ce mémoire. Il s’agit de Monsieur Mohamed Lamine Dioubaté
(docteur en administration, évaluation en éducation à la Faculté des Sciences de l’éducation
de l’Université Laval) et de son épouse Kadiatou Keita, Dr Daouda Koman, enseignant
chercheur au département de sociologie à l’université général Lansana Conté de Sonfonia,
messieurs Mohamed Salif Condé, Moussa Doumbouya et Ibrahima Sory Bangoura ; nos
collègues du Ministère des pêches, de l’aquaculture et de l’économie maritime de la
République de Guinée plus particulièrement ceux de la direction nationale de la pisciculture ;
je remercie spécialement monsieur Fodé Mohamed Sankhon et monsieur Amara Mickael
Sylla, Directeur du Bureau stratégique de développement et assistant du directeur des
ressources humaines du Ministère des Pêches, de l'Aquaculture et de l'Économie Maritime.
Je tiens également à remercier toutes les personnes sans lesquelles ce projet n’aurait pas pu
se réaliser : Dr Marie-Hélène Deschamps, Yolaine Lebeuf, Frédéric Prayal, Dominic Gagné,
Dr Amenan Prisca Koné qui ont eu l’amabilité de me lire et d’apporter les critiques
xii
nécessaires à l’avancement de ce mémoire. Je remercie aussi tous les étudiants du laboratoire
du Prof. Grant W. Vandenberg et M. Piterson Florendin pour leur soutien. Un grand merci
aux techniciennes du laboratoire du Département de sciences animales.
Je voudrais adresser mes sincères remerciements à mes chers parents. Mon bien aimé feu
Père Elhadj Amara Cissé, ma feue belle-mère Hadja Aminata Camara et mon adorable mère
Hadja Adama Sylla pour les efforts consentis à notre éducation. À mes beaux-parents : Sékou
Camara, feu Maciré Traoré, Hadja Nantènin Sidibé, Sékouba Traoré, Moussa Sékou Camara
et Alama Camara, Siraman Camara, Salématou Bangoura. Que ma chère jumelle madame
Aïssatou Cissé et ses enfants Daouda et Aicha Sylla, ma tante Amy Kaba et mes frères et
sœurs de toute la famille Cissé y trouvent mon infinie reconnaissance pour leur soutien moral
et financier.
Mes remerciements vont aussi à l’endroit de mon époux monsieur Sékouba Camara et notre
fils Sékou Camara qui ont priorisé ma formation en me laissant poursuivre mes études au
Canada. Leur patience à supporter mon absence pour les deux ans de ma formation m'a
tellement marqué que je manque de mots pour les remercier. Qu’ils en soient sincèrement
remerciés.
xiii
Avant-propos
La population mondiale ne cesse d’augmenter. Les estimations de l’organisation des Nations
unies (ONU) font état de 9 milliards d’individus à l’horizon de 2050 (Damon, J. 2003). Pour
faire face aux besoins nutritionnels de cette population, la production alimentaire actuelle
devra doubler. Les filières de productions de viandes suscitent aujourd’hui de plus en plus
d’inquiétudes quant à leur impact sur l’environnement et la vie sur terre. Revoir nos façons
de produire et nos habitudes alimentaires s’impose à l’aube de ce millénaire comme le moyen
le plus efficace pour améliorer la sécurité alimentaire. À cet effet, l’utilisation des insectes
comestibles dans l’alimentation des humains et des animaux s’est avérée une franche
opportunité de lier les connaissances antérieures traditionnelles sur les insectes collectés dans
la nature et celles de la science moderne sur la production de masse non seulement dans les
pays en développement, mais aussi ceux développés. Ce programme de recherche sur les
sources alternatives de protéine est né de l’initiative du Prof. Grant W. Vandenberg de la
Faculté des sciences de l’agriculture et de l’alimentation (FSAA) de l’Université Laval a été
réalisé grâce à un financement du programme de soutien à l’Innov’action agroalimentaire,
un programme issu de l’accord du cadre Cultivons l’avenir conclu entre le ministère de
l’Agriculture, des Pêcheries et de l’Alimentation, et Agriculture et Agroalimentaire Canada.
Ce mémoire de maîtrise est issu de cette programmation scientifique. Il comporte une
introduction générale qui en fait la mise en contexte, et quatre chapitres. Le premier chapitre
correspond à la revue de la littérature en rapport avec la production et la transformation des
larves de mouches, les différentes méthodes de transformation et de décontamination des
larves. Le deuxième est structuré comme suit : la problématique, l’hypothèse de recherche,
l’objectif général et les objectifs spécifiques. Le troisième chapitre parle de la transformation
des larves de mouches soldats noires pour l’alimentation animale. Il contient le matériel et
les méthodes utilisés dans la réalisation de ce projet. Viennent ensuite les résultats, la
discussion et une conclusion générale. Ce mémoire jette les bases sur la production et la
transformation des insectes et devrait servir à l’industrialisation de ce nouvel ingrédient à
grande échelle.
1
Introduction
Plusieurs recherches réalisées ces dernières années ont décrit les risques éventuels et les
avantages liés à l’introduction des insectes, en particulier les diptères (mouches domestiques
et mouches soldats noires), dans l'alimentation animale (Van Huis et al., 2013 ; Van Huis et
al., 2015 ; ANSES, 2015). Par exemple, la présence de certains microorganismes dans les
larves de mouches (Escherichia coli, Salmonella, Staphylococcus et les moisissures) pourrait
causer des infections intestinales chez les humains et animaux (Lee et al., 1995) suite à la
consommation de tissus de larves contaminés. Cependant, ces auteurs précisent que leurs
expériences n’ont pas couvert les impacts que ces microorganismes peuvent avoir sur les
performances zootechniques des animaux d’élevage. La préservation de la qualité des
aliments pour le bétail et le maintien palatabilité de même que leurs propriétés fonctionnelles
et nutritionnelles demeurent également des préoccupations majeures de l’industrie
alimentaire (Van Huis, 2013). Rares sont les études qui ont porté sur l’oxydation des lipides
contenus dans les aliments à base d’insectes ou de leurs larves. Dans les années 80, des
travaux américains ont démontré que les procédés thermiques utilisés dans la transformation
des larves peuvent détériorer, à différents degrés, les lipides qui les composent (Frankel,
1980). Ces procédés peuvent à la fois causer l’oxydation des lipides susceptible de changer
leurs odeurs et leurs saveurs, mais aussi de diminuer leur qualité nutritionnelle et leur
innocuité (Frankel, 1980). La nécessité de choisir une technique de transformation optimale
qui réduirait les risques sanitaires et permettrait de contrôler la détérioration des lipides
s’impose (ANSES, 2015). Plusieurs procédés thermiques sont actuellement disponibles dans
l’industrie agroalimentaire, mais certains d’entre eux peuvent affecter la qualité des produits
(Caparros Megido et al., 2015). Parmi les plus prometteurs pour les larves de mouches
mentionnons la pasteurisation à chaud (De Roux, 1994), le séchage par lyophilisation et à
l’air chaud (Vandenweyer et al., 2017). Ceux-ci visent à éliminer l’eau et/ou à réduire la
prolifération microbienne dans les produits pour en permettre la stabilisation et un
entreposage de longue durée (Brochu et al., 1994). Les séchages par lyophilisation et à air
chaud ont été appliqués aux larves de mouches soldats noires dans ce projet de recherche.
2
Chapitre I : Revue de la littérature
1.1. Besoins en aliments alternatifs pour les animaux d’élevage
monogastriques
La production mondiale d’aliments pour animaux était estimée à 870 millions de tonnes en
2011 avec un revenu généré par la fabrication et la commercialisation aux environs de
350 milliards de dollars US (Van Huis et al., 2013). Avec un doublement attendu de la
production de viande (200 millions de tonnes entre 2010 et 2050) en raison de l’augmentation
mondiale de la population et de la demande accrue en protéines, la production d’aliments
devrait augmenter de 70 pour cent afin de couvrir le besoin alimentaire du bétail (volaille,
porc et bœuf) en 2050 (IFIF, 2012). Le secteur de l’élevage utilise principalement les farines
de céréales et animales pour l’alimentation des animaux (Brillant, 2016). L’alimentation
classique des monogastriques est basée sur des sources en protéines végétales, céréalières
(orge, maïs) et animales (farines de poissons et de viande, farine de plumes, farine de sang,
gras de poulet, etc.) de haute qualité (Purschke et al., 2018).
Ces dernières décennies ont été marquées par de fortes flambées des prix des denrées
alimentaires et elles ont entraîné une augmentation du nombre de personnes affligées par la
famine et la malnutrition révélant ainsi la fragilité du système alimentaire mondial. La
pénurie alimentaire constitue une menace planétaire à l’horizon de 2050. Les sources
d’aliments (céréales et végétaux) pour animaux peuvent être redirigées vers l’alimentation
humaine et ouvre la voie à d’autres sources de protéines novatrices dans les aliments pour le
bétail, telles que les produits à base d’insectes moins chers, écoresponsables et durables
(Sauvant, 2005; FAO et IFIF, 2013). Les difficultés liées à l’approvisionnement de ces
produits classiques (farine maïs et de soja), la rareté de la farine de poissons et celle des terres
disponibles pour l’élevage ont engendré une forte demande en protéines animales et justifie
l’intérêt pour l’utilisation d'insectes comme source alternative de protéines dans
l’alimentation des animaux d’élevage (Lee et al., 2003; FayazBhat et al., 2011).
L’introduction des produits à base d’insectes contribue à l’élaboration d’une ration
journalière équilibrée, suffisante en protéines, acides aminés essentiels, lipides et en
micronutriments, vitamines et minéraux, qui répondent aux besoins de croissance du bétail.
3
Elle permettra aussi de réduire les coûts liés à la culture des surfaces fourragères qui constitut
un tiers des terres cultivables (FAO, 2015).
Les insectes ou leurs produits seraient également une source de vitamines, minéraux et autres
nutriments précieux qui peuvent contenir, par exemple, un taux de thiamine variant entre 0,1-
0,4 mg par 100 g de matières sèches (MS) et de riboflavine compris entre 0,11 et 0,8 mg par
100 g de MS, nettement supérieurs à celui des sources classiques de protéines telles que : le
bœuf dont le taux de riboflavine varie entre 0,2-0,3 mg par 100 g, les grains de soja avec 0,2
mg par 100g de MS (Ramos Bukkens, 1997; Elourdy et al., 2002; Finke, 2002; Bukkens et
Paoletti, 2005; Van Huis et al., 2013).
1.2. Le gaspillage alimentaire et la gestion des matières organiques
résiduelles
Les données de la FAO (2013) indiquent que près du tiers des fruits et légumes, viandes et
poissons, céréales, aliments transformés est perdu ou gaspillé. La FAO conclut que ce
gaspillage augmentera la demande mondiale en denrées alimentaires à près de 70% d’ici 35
ans (FAO, 2013). Le Canada n’est pas épargné par ce gaspillage. Au Québec, les denrées
alimentaires perdues dans cette province et qui pourraient être consommées si elles avaient
été mieux valorisées représentent près de 2 Mt (Statistiques Canada, 2015). Cette perte de
denrées pourrait avoir des conséquences environnementales, sociales et économiques. Face
à cette situation, l’entotechnologie reste l’une des solutions idoines de valorisation matières
organiques résiduelles de façon non seulement durable, mais aussi écologique (Sheppard et
al., 1994; Diener et al., 2009). Le choix des insectes dans ce processus s’explique par le fait
qu’ils se nourrissent d’un large éventail de matières organiques et offrent des bioproduits
variés (protéine, huile, compost, chitine, enzymes, antimicrobiens) importants tant pour les
marchés agroalimentaires, médicaux, pharmacologiques qu’énergétiques (MDDELCC,
2016). Dussault, 2017 a montré que la production de masse des mouches soldats noires est
une réelle opportunité pour lutter contre le gaspillage alimentaire et un moyen efficace de
valorisation des matières organiques de manière durable et écoresponsable. Cette espèce est
connue pour son efficacité à réduire des matières organiques résiduelles. Pour environ 2 kg
d'aliments, il est possible de produire 1 kg de larves ou 1 kg d’œufs de mouches soldats noires
4
peut générer en moyenne 10 tonnes de larves vivantes qui permettraient d’éliminer entre 40
à 50 tonnes de déchets alimentaires (Dussault, 2017).
1.3. La mouche soldat noire comme aliment alternatif pour les animaux
Quoique la production d’insectes pour l’alimentation animale soit très ancienne dans
certaines régions du monde, notamment en Afrique et en Asie, elle est récente dans les pays
occidentaux et son utilisation dans l'alimentation du bétail y est en émergence (Van Huis et
al., 2015). Il existerait, potentiellement, près de 2163 espèces d'insectes comestibles tel que
rapporté par la FAO (2013), et sont représentés entre autres par les ordres des diptères
(mouches soldats noires, mouches domestiques), des coléoptères (scarabées et
coccinelles), des lépidoptères (papillons et mites), des hyménoptères (abeilles, guêpes et
fourmis), des orthoptères (sauterelles et grillons), des isoptères (termites), des hémiptères
(punaises), des homoptères (cigales) (FAO, 2013).
Pour le moment, seulement quelques espèces d’insectes (grillons, vers de farine, super vers
et mouches soldats noires) seraient particulièrement intéressantes pour l’élevage de masse en
raison de la maîtrise actuelle du cycle de vie de l'animal, des taux de conversion élevés requis
(aliments/protéines), de la valeur nutritionnelle visée, de leur résistance au stress, de leur taux
de croissance, et de leur capacité à s'alimenter sur des substrats alimentaires variés (Kok,
2012 ; Cabrera et al., 2015). Parmi ces espèces, la mouche soldat noire (Hermetia illucens)
s’avère indéniablement très prometteuse pour répondre aux besoins en protéines et réduire le
gaspillage alimentaire (Van Huis et al., 2014).
1.4. L'espèce
La mouche soldat noire appartient à la famille des Stratiomyidaes, de l'ordre des diptères.
Son apparence physique (Fig. 1.1.) et son comportement lui font ressembler à une guêpe,
mais contrairement à la guêpe, elle n’est pas offensive (ne pique pas, ne mord pas) (Hardouin,
1997; Hardouin et al., 2000; Hardouin et Mahoux, 2003). La mouche soldat noire est
originaire du Sud-Est des États-Unis d’Amérique, mais elle s’est propagée partout dans les
régions tropicales et subtropicales humides du monde où les températures peuvent atteindre
45°C (Planelle, 2014). Comparativement aux mouches domestiques qui supportent les
5
températures basses, les milieux froids ne sont pas propices pour la mouche soldat noire ; à
0 °C elle ne survit pas, ce qui est un atout pour la biosécurité. La mouche soldat noire adulte
est de couleur noire et sa taille varie de 15 à 20 mm de long (Hardouin et al., 2000; Hardouin
et Mahoux, 2003). Le cycle de vie normal de la mouche soldat noire varie entre quatre et
cinq semaines et peut être prolongé jusqu’à quatre mois selon les conditions et la température
du milieu de vie (Hardouin et al., 2000). Contrairement à la mouche domestique qui ne
produit que 100 œufs par ponte ou 500 à 1000 œufs par femelle pour une durée d’éclosion
de 8 à 9 jours (Emond, 2017), la reproduction de la mouche soldat noire est plus rapide, les
femelles peuvent pondre jusqu’à 9000 œufs en forme de chapelets dans les zones les moins
humides du fumier ou du lisier (Emond, 2017). Les œufs qu’elles pondent vont éclore au
bout de quatre jours et donnent des larves qui se développent dans des matières organiques
en décomposition, de grain humide et de fumier (Hardouin et al., 2003, Emond, 2017). Les
larves au dernier stade larvaire peuvent atteindre jusqu'à 27 mm de long et 6 mm de large
pour un poids pouvant atteindre jusqu'à 220 mg (Makkar et al., 2014). Les étapes les plus
importantes sont les stades de prépupe et de nymphe. Pendant les premiers stades larvaires
de prépupe, les larves ne se nourrissent plus et ne se déplacent plus. Elles vident alors leur
tube digestif et développent un corps gras qui fournira l’énergie dont elles ont besoin pour
migrer de son milieu d’éclosion à un autre plus sec et qui facilitera leur passage de prépupe
à l’état adulte. C’est au stade larvaire ou prépupe que peuvent être récoltés les insectes pour
être utilisés dans l’alimentation animale. La migration au dernier stade larvaire et la capacité
des larves de s’entasser les unes sur les autres (jusqu’à 14 kg) automatisent l’élevage et la
récolte (Burtle et al., 2012).
Les larves de mouches soldats noires ont une grande capacité d’adaptation à tous les milieux
de production. Leur capacité à recycler les déchets résoudrait d'ailleurs de nombreux
problèmes environnementaux liés notamment aux fumiers et à d’autres déchets organiques
comme la réduction du volume de fumier, le taux d’humidité et les odeurs nauséabondes et
produirait du matériel alimentaire de valeur pour les animaux (Newton et al., 2005). Les
recherches ont déterminé qu’elles peuvent se développer sur les restes de vertébrés
(Tomberlin et al., 2005), déchets de cuisine, fruits et légumes, poisson cru, foie (Nguyen et
al., 2013, 2015), abats (St-Hilaire et al., 2007), déchets municipaux (Diener et al., 2011) et le
6
fumier de cheptel laitier (Myers et al., 2008). Cette plasticité fait des mouches soldats une
espèce idéale pour la production de masse (Cortes Ortiz et al., 2016).
1.5. Qualité nutritionnelle des larves
1.5.1. Composition proximale
Les animaux d’élevage ont des besoins nutritionnels spécifiques en protéines, lipides,
glucides, vitamines, minéraux et micronutriments pour leur croissance, le fonctionnement de
leur organisme et leur survie. Un apport trop faible de ces nutriments influencerait la ponte
des œufs chez les poules, et la constitution des muscles chez les porcs (Finke, 2012; 2013).
Les larves de mouches soldats noires peuvent fournir environ 35-75 % de protéines de haute
qualité, 35% de matières grasses et 227 kg de chitine, qui ont des vertus comparables à la
farine de poisson et peuvent fournir un apport calorique élevé pour les aliments riches en
énergie (De Foliart, 1992; Bukkens, 1997; Bukkens et Paoletti, 2005; Finke, 2013; Gahukar,
2011).
Les données de Planella (2014) démontrent que les larves de mouches soldats noires ont un
taux élevé de matières grasses et de protéines d’insectes (Tableau 1.1.) pouvant ainsi
substituer les aliments pour le poisson d’élevage et autres animaux (Planella, 2014).
L’expérience de Finke (2013) sur quatre espèces d’insectes (mouche domestique adulte, ver
de soie jaune, les nymphes de cafard du Turkestan et les larves de mouches soldats) révèle
que les larves de mouches constituent un complément alimentaire riche en acides aminés
essentiels bien que certains profils chez le cafard les dépassent légèrement ceux des larves
de mouches (Tableaux 1.2 et 1.3; Finke, 2013). Cette expérience montre également que les
larves de mouches soldats noires sont une source importante d’acides gras essentiels donc les
acides linoléiques et alpha-linoléniques soit 42 % (Bukkens, 1997; Bukkens et Paoletti,
2005). Elles constituent, de ce fait, une contribution calorique plus élevée comparativement
à la diète à base de soja, de maïs (Gahukar, 2011) et un régime complet pour la volaille
(Bondari et Sheppard, 1987; Sheppard et Newton, 2000), les poissons et les animaux
monogastriques (Pimentel et al., 2004; Sheppard et al., 2008). Ces acides gras ne sont pas
produits par ces animaux, ils ne peuvent les assimiler que dans leur nourriture (Bussières,
2016).
7
Une autre expérience montre que les larves de mouches sont riches en lysine et thréonine,
ces deux acides aminés essentiels ne sont pas forcément présents en même temps dans le blé,
le riz, le manioc et les régimes à base de maïs, ce qui constitue une lacune pour l’alimentation
animale parce que les animaux d’élevage ont besoin de ces acides aminés pour leur maintien
et croissance (Foliart, 1992).
Tableau 1.1. Protéines et matières grasses brutes dans différentes sources de protéines.
Sources protéiques Protéine brutes (%) Graisse (%)
Hermetia illucens (mouche noire) 35-75 35
Musca domestica (mouche commune) 43-68 4-32
Tenebrio molitor (ver de farine) 44-69 23-47
Farine de poisson 61-77 11-17
Farine de soja 49-56 3
Tiré de Planella (2014).
Les résultats d’une expérience sur l’évaluation des qualités nutritionnelles des larves dans
l’alimentation de la barbue de rivière et le tilapia bleu ont démontré que les diètes constituées
de larves de mouches soldats séchées contenaient au moins 38-40% de protéines, de matières
grasses dans une proportion de 18-28% et de fibres avec une proportion de 5-7% (Saint-
Hilaire et al., 2007). Sur la base des résultats obtenus, ces auteurs concluent, cependant, que
les larves ne contiennent pas tous les nutriments essentiels à la croissance des animaux
d’élevage, c’est pourquoi elles doivent être complétées par d’autres sources telles que la
farine de poisson. L’expérience de Finke (2013) sur quatre espèces d’insectes (mouche
domestique adulte, Ver de soie jaune, les nymphes de cafard du Turkestan et les larves de
mouches soldats) révèle que les larves de mouches constituent un complément alimentaire
riche en acides aminés essentiels bien que certains profils d’acide chez le cafard les dépassent
légèrement (Tableaux 1.2. et 1.3). (Finke, 2013). Cette expérience montre également que les
larves de mouches soldats noires sont une source importante d’acides gras essentiels donc les
acides linoléiques et alpha-linoléniques (42%, Bukkens, 1997; Bukkens et Paoletti, 2005).
Elles constituent, de ce fait, une contribution calorique plus élevée comparativement à la
8
diète à base de soja, de maïs (Gahukar, 2011) et un régime complet pour la volaille (Bondari
et Sheppard, 1987; Sheppard et Newton, 2000), les poissons et les animaux monogastriques
(Pimentel et al., 2004; Sheppard et al., 2008). Ces acides aminés ne sont pas synthétisés par
ses animaux, ils doivent être apportés par les aliments qui leur sont donnés (Médale et
Kaushik, 2009).
Tableau 1.2. Profil d'acides aminés essentiels de quatre espèces d'insectes et quelques
ingrédients utilisés dans l'alimentation animale.
Acides
aminés
essentiels g/kg
Mouches
soldats
noires
(larves)
Ver de
soie
jaune
(larves)
Cafard
Turkestan
(Nymphes)
Mouches
domestiques
(Adulte)
Maïs Soja Poissons
Histidine 5,94 4,08 5,49 5,71 3,01 2,62 2,70
Isoleucine 7,62 6,51 7,73 8,14 4,21 5,00 4,95
Lysine 11,9 8,72 12,8 12,8 1,62 6,62 8,13
Méthionine 4.39 3,35 4,79 7,24 2,41 1,40 2,65
Phénylalanine 19,66 13,42 21,97 17,17 6,30 5,30 4,00
Thréonine 7,02 7,88 8,38 6,97 3,01 3,80 4,40
Tryptophane 3,00 1,56 1,66 2,40 3,01 1,60 1,00
Valine 12,9 9,71 12,31 11,00 4,40 5,11 5,30 Tiré de Finke (2013); Donadelli et al., (2018).
Tableau 1.3. Profil d'acides gras de quatre insectes sélectionnés pour l'alimentation des
animaux d'élevage.
Acides gras
essentiels (g/kg)
Mouches soldats
noires (larves)
Ver de
soie jaune
(larves)
Cafard
Turkestan
(nymphes)
Mouches
domestiques
(adultes)
Linoléiques 16,9 6,99 21,6 4,15
Alpha-Linolénique 0,65 0,45 0,71 0,45
Tiré de Finke (2013).
1.6. Production de mouches soldats noires
1.6.1. L'industrie
9
La production industrielle de larves de mouches soldats noires pour nourrir les animaux est
une pratique émergente. En Afrique et en Asie, les entreprises Agri Protein (Afrique du Sud)
et JM Green (Chine) explorent leur production industrielle (Hardouin, 2003 ; Ekonda, 2013).
En Europe, une poignée d'entreprises, dont Ynsect (production de vers de farine) en France
et Protix aux Pays-Bas, expérimentent la production à grande échelle de mouches soldats
noires. Depuis plusieurs années, les États-Unis produisent des larves de mouches soldats dans
le fumier de volaille et de porcs (Cabrera et al., 2015). L’entreprise Enviroflight évolue dans
les techniques d’élevage favorisant une production massive. Elle utilise les coproduits de
brasseries, les déchets alimentaires et d’épicerie pour élever les larves (Burtle et al., 2012).
Au Canada, plusieurs entreprises émergent dans la production et la transformation des
insectes comestibles, telles que : Larvatria à Québec, Entomo Farms en Ontario, Enterra Feed
en Colombie-Britannique, etc. L’entreprise Enterra Feed corporation produit jusqu’à 15
tonnes de larves de mouches soldats par jour nourries de déchets organiques de pré
consommation provenant de fermes, de serres et de commerces d’alimentation de la région
de Vancouver. Les frass servent de fertilisant pour les agriculteurs (Enterra Feed, 2015).
Les mouches soldats noires (Hermetia illucens) peuvent être produites sur des résidus
alimentaires et organiques (fruits et légumes) qui ne sont plus propres à la consommation
provenant de la récupération des fermes, serres, supermarchés, boulangeries, producteurs
agricoles de céréales, transformateurs, grossistes en alimentation, etc. avec un avantage de
réduction de la charge microbienne même sans génération de chaleur pour assurer l’innocuité
du compost larves de mouches ne favorisent pas la survie des bactéries pathogènes, telles que
E. coli, possiblement à cause des interactions entre les invertébrés, les microorganismes et
les conditions physicochimiques dans le substrat d’élevage par rapport au compostage
traditionnel (Van-Huis, 2013; Cabrera et al., 2015, Enterra Feed, 2016a; Hénault-Ethier et
al., 2016d). Deux systèmes s’avèrent prometteurs dans la production de masse des mouches
soldats noires et leurs larves (ANSES, 2015). Le premier système concerne la production
continue qui consiste à inoculer des larves de mouches tous les jours dans les auges
construites avec des murs inclinés dans lesquels les larves sont nourries avec un flux constant
de déchets à faible volume (Cortes Ortiz et al., 2016).
10
1.6.2. Cadre réglementaire et normes de salubrité des aliments
Bien que les mouches soldats noires soient l’une des alternatives les plus durables dans la
valorisation des matières résiduelles et la lutte contre le gaspillage, du fait qu’elles se
nourrissent de matières organiques très variées, elles doivent tout de même respecter les
normes de salubrité avant d’être introduites dans l’alimentation du bétail. En Afrique et en
Asie, la production industrielle doit se conformer à la réglementation internationale sur
l’innocuité des aliments pour animaux. Par contre, les insectes ou leurs larves peuvent être
récoltés dans leur milieu de vie naturel selon les saisons et la biomasse sans aucune législation
spécifique (Hardouin, 2003 ; Ekonda, 2013). En Europe, les farines d’insectes n’étaient
autorisées que dans l’alimentation des animaux de compagnie, c’est tout récemment qu’elles
ont été accréditées pour l'alimentation des poissons d'élevage. Les données de l’Autorité
européenne de sécurité des aliments (EFSA) indiquent qu’en dépit de la modification de la
réglementation européenne n°999/2008 sur les protéines animales transformées pour
l’alimentation du bétail, la production de masse des larves d’insectes et de leurs farines ne se
fera que progressivement (Finke, 2015).
La production de masse d’insectes aux États-Unis est soumise au contrôle du Federal Food,
Drug, and Cosmetic Act (FFDCA). En outre, certains insectes classés dans la catégorie des
additifs et utilisés dans l’alimentation doivent suivre le protocole "348 Food additives" de la
FFDCA qui précise que « Toute personne peut utiliser un additif alimentaire à condition de
déposer auprès du secrétaire une pétition proposant l’émission d’un règlement prescrivant les
conditions dans lesquelles l'additif peut être utilisé en toute sécurité ». En plus, tous les
producteurs d’insectes doivent étiqueter leurs produits en indiquant le nom commun et le
nom scientifique et, s’il y a lieu, un avertissement d’allergie potentielle doit être mis sur
l'emballage du produit conformément aux normes de l’United States Food and Drug
Administration (USFDA; Good Manufacturing Practice GMP, Cabrera et al., 2015). Au
Canada, il existe des standards pour les contaminants chimiques, mais pas de standard
microbien dans l’alimentation des animaux d’élevage en raison de la diversité et de la
variabilité de leur composition (Burtle et al., 2012). Ce qui explique les difficultés qu’a
l’Agence canadienne d’inspection des aliments (ACIA) à prédire les risques pour la santé
que ces aliments nouveaux pourraient représenter pour les humains et pour les animaux. Par
11
ailleurs, les produits d'insectes sont considérés comme de "nouveaux aliments" qui doivent
être soumis à des évaluations par le Bureau des dangers microbiens qui applique un cadre
normatif régissant la salubrité de ces nouveaux aliments (ACIA, 2014). Les sérotypes de
Salmonella étant considérés pathogènes chez l’humain, elles se doivent d’être contrôlées
dans les aliments du bétail et la chaîne alimentaire. L’ACIA met tout en œuvre pour que les
aliments du bétail soient exempts de cette bactérie dans tout le continuum agroalimentaire,
de la production à la mise sur le marché. Les politiques mises en place se basent sur
l’évaluation des produits avant la mise sur le marché et l’approbation ou l'enregistrement des
ingrédients individuels et de tous les aliments mélangés composés d’un ingrédient ou plus.
Elle exige que les renseignements fournis sur les étiquettes des aliments du bétail soient
exacts et conformes aux normes relatives à la forme et à la composition fixée par l’Agence
(ACIA, 2017). À part les éleveurs qui fabriquent des aliments pour nourrir exclusivement
leurs animaux sans ajouter de médicament et autre substance pouvant nuire à la santé ou à
l'environnement, les règlements relatifs aux aliments du bétail s'appliquent à tous les produits
destinés à la vente, à la fabrication et à la mise sur le marché. L’ACIA réalise fréquemment
des inspections auprès des fabricants et détaillants canadiens d'aliments du bétail ainsi que
certaines exploitations agricoles afin de s’assurer de la conformité des produits quant aux
exigences concernant la salubrité, la composition et la qualité des produits (ACIA, 2017).
L’ACIA, l’organisme responsable du suivi des normes établies par Santé Canada (Forge,
2002) administre et met en application la Loi sur l’emballage et l’étiquetage des produits de
consommation, qui s’applique à divers produits alimentaires vendus au Canada. Cette agence
doit également s’acquitter de responsabilités dans le domaine de la santé des animaux en ce
qui concerne l’introduction de tout nouvel aliment dans leur alimentation (Forge, 2002). Par
ailleurs, ces normes ne s’appliquent pas aux aliments nouveaux, comme les produits de
mouches fabriqués dans les établissements de recherche gouvernementale, universitaire et
privée tant qu’ils ne sont pas vendus et que les établissements assument la responsabilité
d’éliminer de façon sécuritaire tous les produits animaux obtenus à partir de ces aliments
(ACIA, 2014). De nos jours, il n’existe aucune norme ni de recommandation sur la
production (élevage, transformation et entreposage) et la commercialisation des insectes
comestibles au Canada. Cela étant dit, les produits d’insectes destinés à l’alimentation
humaine ou animale doivent satisfaire aux mêmes normes d’hygiène et de salubrité que tous
12
les autres aliments vendus ou consommés au Canada (ACIA, 2018; Ministère de la justice
du Canada, 2015). Avec tous les facteurs cités plus haut et leur pertinence pour la population
canadienne, il a été décidé de soumettre tous les insectes comestibles à une étude préliminaire
qui permettra d’obtenir une base sur la salubrité des produits et coproduits. Au cours de cette
étude qui s’est déroulée du 1 er avril 2017 au 30 mars 2018 soit un an, les insectes entiers
séchés et en poudre achetés en ligne et aux détaillants du Canada ont été analysés (ACIA,
2018). Sur les 51 échantillons analysés pour la détection de Salmonella spp. et d’Escherichia
coli, aucun de ces organismes qui donnent des informations des conditions sanitaires sur la
chaîne de production alimentaire, n’a été détecté. Ce résultat permet de dire que les insectes
comestibles soumis à cette étude ont été produits dans des conditions sanitaires acceptables
(ACIA, 2018). Ceci n’exclut pas la réalisation d’autres études en rapport avec la production,
la transformation, la manipulation et l’entreposage des insectes comestibles à fin d’avoir une
assurance sur la qualité des produits d’insectes (ACIA, 2018).
1.6.3. Écologie microbienne associée aux larves d’insectes
Une grande diversité de microorganismes et d’agents pathogènes se retrouve tant dans les
insectes capturés dans la nature que dans ceux élevés dans des conditions standardisées. Ces
microorganismes et agents pathogènes peuvent être présents dans la microflore intestinale,
sur la cuticule ou l'exosquelette des insectes (FAO, 2013). Les mouches soldats noires
partagent les mêmes bactéries que la plupart des insectes notamment les espèces du
genre Staphylococcus, Bacillus, Campylobacter, Pseudomonas, Micrococcus,
Acinetobacter, Proteus, Escherichia et autres entérobactéries de même que certaines
bactéries sporulées (Klunder et al., 2012 ). Belluco et al. (2013) précisent que certaines
toxines d’origine microbienne ne peuvent être neutralisées par traitement thermique minimal
(par exemple celle Staphylococcus aureus) et sont susceptibles d’entraîner de graves
conséquences pour la santé (Belluco et al., 2013).
Les petits crustacés peuvent constituer un point de départ sur le type d’analyse
microbiologique à effectuer afin d’établir la qualité microbiologique et la salubrité des larves
d’insectes. Des études ont révélé que les crevettes crues peuvent être contaminées par des
13
bactéries naturellement présentes dans l’environnement marin d’où elles sont issues, comme
Vibrio spp., Aeromonas spp., Pseudomonas spp., Flavobacterium spp., Serratia spp.,
Shewanella spp. (Hanninen et al., 1997 ; Gopal et al., 2005 ; Jeyasekaran et al., 2006) ou des
bactéries présentes dans leur tube digestif, notamment Carnobacterium, Enterococcus et
Lactobacillus (Gomez-Gil et al., 1998 ; Al-Harbi, 2003). Ces bactéries peuvent se développer
très rapidement sur les crevettes crues et participer à leur altération en raison de leur pH
neutre (pH proche de 7), d’une activité de l’eau élevée 1et de la présence de composés
chimiques de faible poids moléculaire facilement assimilables tels que les acides aminés
(Jeyasekaran et al., 2006). Cependant, la cuisson des crevettes permet de réduire leur charge
bactérienne initiale telle que les bactéries à Gram positif incluant Brochothrix thermosphacta
et des bactéries lactiques (Carnobacterium, Enterococcus et Lactobacillus ; Dalgaard et al.,
2003 ; Mejlholm et al., 2008).
Par ailleurs, une expérience réalisée par Van Huis, (2013) sur les éléments nutritifs contenus
dans les mouches soldats noires a démontré que la chitine produite par ces mouches exerce
une action non négligeable sur la diminution de bactéries intestinales des volailles comme E.
coli ou des espèces du genre Salmonella au profit des Lactobacillus. Ce qui permettrait aux
éleveurs de diminuer l’utilisation d’antibiotique dans la nourriture des animaux pour la
prévention de certaines maladies infectieuses (Caparros-Megido et al., 2015, Lopez, 2015).
1.6.4. Écologie microbienne de l’habitat naturel de la larve de mouche soldat noire et
du substrat de production
Les mouches soldats noires adultes vivent naturellement près de matières organiques en
décomposition, fumier, déchets alimentaires, etc. Elles pondent dans ces substrats où peuvent
vivre une gamme très variée de microorganismes notamment l’E. coli, Pseudomonas
aeruginosa, Salmonella typhimurium, Shigella dysenteriae, S. aureus et Bacillus subtilis
(FAO, 2013). Une étude réalisée par Erickson et al., (2004) confirme que l’élevage des larves
1 aw : se définie par le rapport aw = (p/p') T où p = pression partielle de vapeur d'eau du milieu d’étude et p' =
pression partielle de vapeur d'eau à l'état initial, c'est-à-dire de l'eau pure à la même température.
14
de mouches est facile sur ces substrats, mais leur écologie microbienne peut varier d’un
substrat à l’autre. L’expérience de ces auteurs a prouvé que les fumiers de bétail et de
volailles contiennent naturellement toutes sortes de bactéries, de virus et de protozoaires,
mais les principaux sont E. coli 0157:H7 et Salmonella. Cependant, l’activité métabolique
des larves réduit considérablement ces agents pathogènes dans les fientes de poulet (Erickson
et al., 2004). Une autre étude démontre la présence de salmonelles, Staphylococcus doré,
Clostridium botulinum et perfringens et autres germes anaérobies dans les résidus
alimentaires et les matières organiques putrescibles. Mais les larves les ingèrent et récupèrent
tous les acides aminés et les autres nutriments pour les métaboliser en protéines et en matières
grasses (Erickson et al., 2004; Emond, 2017). Les recherches ont révélé que les larves de
mouches possèdent des propriétés antimicrobiennes qui contribueraient à leur capacité de
digérer les microbes et les substances phytosanitaires contenus dans les végétaux et
réduiraient les risques sanitaires (Enterra Feed, 2016a).
1.6.5. Les larves dans leur habitat nature, en conditions d’élevage
Les substances contenues dans le corps des insectes, notamment des larves de mouches,
peuvent être de nature chimique : anti-nutritionnelles, des résidus de produits vétérinaires
(antibiotiques, vaccins) pour les insectes élevés sur des déchets animaux, des polluants
organiques (pesticides) présents dans l'environnement ou l'alimentation des insectes, etc.
(Finke, 2015). Elles peuvent aussi contenir des parasites, des virus, des bactéries et leurs
toxines qui nécessitent l’établissement de normes spécifiques visant à assurer le contrôle des
risques pour la santé (ANSES, 2015). Un rapport de la FAO précise après une évaluation des
conditions d’élevage des insectes qu’il y eût plus de risques liés à la consommation d’insectes
récoltés dans la nature que ceux élevés dans un milieu standardisé ou contrôlé avec un suivi
régulier des étapes de développement (FAO, 2013).
1.6.6. Risques sanitaires liés à l’introduction de larves d’insectes dans l’alimentation
animale
Des études réalisées par Giaccone (2005) et Belluco et al., (2013) sur les vers de farine géants
(Zophobas morio), des vers de farine (Tenebrio molitor), des chenilles de la fausse teigne
15
(Galleria melonella) et des grillons domestiques (Acheta domesticus) d'élevage et frais ont
conclu que la microflore de ces insectes se composait essentiellement de bactéries à Gram
négatif, dont entre autres les coliformes. La population Gram positive est constituée
principalement de Micrococcus spp., de Lactobacillus spp. (105 ufc/g) et de Staphylococcus
spp. environ 103 ufc/g (Giaccone, 2005; Belluco et al., 2013). Ces travaux n’ont pas révélé la
présence de Salmonella ni de Listeria monocytogenes. Cependant, une étude réalisée sur
d'autres espèces d’insectes, notamment les mouches, a conclu que ces espèces sont des
vecteurs de Salmonella spp. et Campylobacter spp. chez les animaux (Klunder et al., 2012;
Belluco et al., 2013). Certaines données indiquent que les larves de mouches,
particulièrement les mouches soldats noires, se nourrissent de matières organiques qui n’ont
pas déjà été dégradées par des bactéries (Furman et al., 1959; Sheppard et al., 2002; Van Huis
et al., 2013; Schlüter et al., 2016). En raison de leur densité et leur capacité à assimiler les
aliments, les larves traitement rapidement les matières organiques fraîches. Le risque de
croissance des bactéries est ainsi minimisé. Par conséquent, la contamination bactérienne est
réduite et les larves ne sont pas considérées insalubres et vectrices de maladies (Myers et al.,
2008).
Par ailleurs, certaines recherches ont démontré que les larves de mouches soldats noires
peuvent être la cause de myiases2 intestinales chez les humains et chez les animaux (Lee et
al., 2003). Les parasites peuvent être présents dans l’organisme animal et se nourrir des tissus
vivants ou morts de l’hôte ou de la nourriture qu’il ingère. Cependant, ne connaissant pas les
impacts que ces parasites (Diptera) peuvent avoir sur la croissance des animaux d’élevage,
Lee et al., (2003) suggèrent la réalisation de recherches qui pourraient s’intéresser à
l’influence de la présence des parasites Diptera dans l’organisme animal, sur leur croissance
ou leur bien-être (Lee et al., 2003).
2 Les myiases sont des zoonoses causées par l'infestation de l'homme ou des animaux vertébrés par diverses
espèces de larves de diptères des familles Calliphoridae, Sarcophagidae, Cuterebridae, Muscidae, notamment
les mouches (Ajili et al., 2013).
16
En comparant les risques potentiels liés à l’introduction des farines d’insectes dans la diète
animale avec ceux associés aux sources traditionnelles de protéines animales,
l’EFSA ( 2015) a abordé la question du transfert des contaminants avec un profil de risques
qui met en lumière les dangers potentiels de nature biologique et chimique , ainsi que
l'allergénicité et les problèmes environnementaux associés à l’utilisation des larves ou de
leurs farines dans l’alimentation animale (EFSA, 2015). Les résultats de cette recherche ont
précisé que la présence éventuelle de risques biologiques et chimiques dans les produits de
larves peut dépendre de plusieurs facteurs, tels que les méthodes de production,
l’alimentation, le stade du cycle de vie au moment de la récolte et les méthodes de traitement
qu’ils subiront (EFSA, 2015). Cette agence signale que les substances susceptibles de
présenter des risques sanitaires sont souvent des protéines que les mouches semblent partager
avec les autres insectes. Les principales protéines ayant un potentiel allergisant sont les
tropomyosines, l’arginine kinase, les hémocyanines qui respectivement sont utilisées pour le
mouvement, pour le métabolisme énergétique, le transport de l’oxygène.
1.7. Procédés de transformation des larves de mouches soldats noires
1.7.1. Décontamination
Une grande diversité de méthodes modernes de transformation et de conservation des
coproduits de mouches sont actuellement décrites, mais des mesures spécifiques pour
s’assurer de la qualité du produit restent nécessaires, en fonction de leur constitution. Le
choix d’une ou des méthodes optimales de transformation sera un facteur déterminant dans
l’introduction des coproduits de mouches soldats noires dans l’alimentation du bétail (Van
Huis et al., 2013).
17
1.7.2. Blanchiment
Le blanchiment est un prétraitement de conservation qui consiste à chauffer brièvement les
larves de mouches soldats noires jusqu’à 100 °C et les refroidir avant de les sécher (Bazinet,
et Castaigne, 2011). Le but de cette technique est d’inactiver les enzymes microbiennes qui
peuvent agir pendant la conservation réfrigérée et causer l'altération des vitamines et des
qualités sensorielles par oxydation (Bazinet et Castaigne, 2011; Amrouche, 2016). Il permet
de modifier la structure cellulaire des larves en réduisant le volume et en facilitant
l’entreposage (Patras, Tiwari et Brunton, 2011).
Les conditions de blanchiment peuvent varier d’un produit à l’autre. Appliqué habituellement
pour la désactivation des enzymes, le blanchiment doit être réalisé à une température et un
temps qui pourrait détruire toutes les enzymes qui résistent à la chaleur. Ceux-ci doivent être
compris entre 85 et 100 °C et 1 à 10 minutes, respectivement. Pour la plupart des aliments,
il s’effectue entre 2 à 3 minutes à 100 °C avec la possibilité d’augmenter le temps en fonction
des dimensions du produit (Bazinet et Castaigne, 2011). En deçà de ces températures, elles
seront trop basses pour éliminer efficacement les microorganismes dans un temps
raisonnable ; au-dessus, elles risquent de dénaturer le produit. Pour contrôler la prolifération
des microorganismes qui résistent à la chaleur, les produits doivent être soumis à d’autres
traitements notamment le séchage (Patras, Tiwari et Brunton, 2011; Amrouche, 2012).
1.7.3. L'ébouillantage
L’ébouillantage est un prétraitement qui, tout comme le blanchiment, consiste à inactiver les
enzymes responsables du changement de la couleur, la saveur ou la valeur nutritive. Cette
technique précède la congélation, les larves doivent d’abord être ébouillantées pour réduire
les germes aérobies avant d’être congelées (Purschke et al., 2018). L’ébouillantage efficace
se fait à une température minimum avoisinant 65 °C jusqu’à un maximum de 100 °C pour
une durée de 1 à 15 min ((Purschke et al., 2018, Klunder et al., 2012).
18
1.7.4. Procédés de séchage
Le séchage est une opération qui consiste à éliminer l’eau contenue dans un produit (liquide
ou solide) afin de le transformer en produit sec dont l’humidité résiduelle est très faible
(Amrouche, 2010). Plusieurs procédés sont utilisés pour sécher les produits agricoles et
agroalimentaires (Huang et al., 2018; David-Birman et al., 2018; David-Birman et al., 2018 ;
David-Birman et al., 2018). Le séchage permet de convertir des denrées périssables en
produits stabilisés, par abaissement de l’activité de l’eau exprimée sur une échelle de 0 à 1.
Ce paramètre constitut un indicateur de stabilité à la conservation et à l’entreposage. Une
valeur élevée (proche de 1) de l’activité de l’eau d’un produit favorise sa dégradation
accélérée (Bonazzi et Bimbenet, 2003 ; Amrouche, 2010).
1.7.4.1. Lyophilisation
Trois étapes principales et indissociables composent la lyophilisation. La congélation qui
consiste à transformer l’eau libre contenue dans les larves en cristaux, la sublimation qui
permet la dessiccation primaire des cristaux formés et la désorption qui favorise l’élimination
de l’eau non congelée adsorbée à la surface des pores de la matière sèche ou incluse dans la
masse du lyophilisat (René et Marin, 2000 ; Bogdani, 2013). La lyophilisation a pour objet
de préserver les propriétés et la fraîcheur du produit traité et d'éviter son altération chimique
et bactériologique (René et Marin, 2000 ; Bogdani, 2013). Ensuite, le produit placé sous un
vide avoisinant 0,4 mm Hg, apporte de la chaleur avec un profil déterminé afin que la réaction
soit complète. Les régulations d’une lyophilisation doivent être très précises, car elle
conditionne directement la qualité du produit. Pendant ce procédé, lorsque la vapeur d’eau
est captée par un condensateur, la déshydratation du produit se poursuit jusqu’à sublimation
de la plus grande partie de l’eau. Le produit ainsi réchauffé perd environ 80 à 90% de son
eau, ce qui facilite le conditionnement qui doit se faire à l’abri de l’air et de l’humidité, sous
vide ou à température ambiante (Bogdani, 2013).
La congélation permet de limiter les réactions de détérioration des produits à lyophiliser. Le
produit doit être à une température inférieure à la température de fusion de l’eau et à celle du
produit. C’est-à-dire, congelé à une température inférieure à la plus basse température de
19
fusion de chaque élément présent dans le produit (René et Marin, 2000 ; Désage et
Toulemonde, 2016). La deuxième étape est la mise sous vide dont le but est de baisser la
pression dans l’enceinte du lyophilisateur en éliminant l’atmosphère qui s’y trouve au moyen
des pompes à vide ou de groupe de pompage au vide à haut débit pendant environ 10 à
15 min. Une réduction progressive du débit de la pompe assurera le maintien de la basse
pression. La pression initiale étant égale à la pression atmosphérique qui avoisine 1013 Pa
(soit environ 760 mmHg) et la pression finale au début de dessiccation primaire doit se situer
entre 133.3 et 40 Pa (soit 1 et 0,3 mmHg) selon les produits et les appareillages utilisés
(Désage et Toulemonde, 2016). L’étape suivante est la sublimation ou dessiccation initiale
qui est un changement d’état au cours duquel un corps passe de l’état solide à l’état gazeux
sans passer par l’état liquide. L’apport de la chaleur est nécessaire au produit congelé pour
éviter le refroidissement excessif qui pourrait constituer un blocage à la réaction de
sublimation (Jeantet et al., 2006). La désorption est l’étape qui succède à la sublimation. Elle
commence lorsque le produit est totalement décongelé et une partie de l’eau contenue dans
le produit est éliminée. À cette phase, la surface du produit apparaît sèche, mais il a absorbé
une quantité importante d’eau qui doit être éliminée pour éviter qu’elle nuise à la
conservation sécuritaire du produit lyophilisé. Donc, la désorption correspond à une l’étape
d’isotherme pendant laquelle l’eau est éliminée du produit sous forme moléculaire à pression
et température non variables et constantes (Antal et al., 2013 ; Désage et Toulemonde, 2016).
Certains paramètres dont la transition vitreuse (Tg), l’isotherme de sorption, la réhydratation
du produit doivent être maîtrisés pour une lyophilisation réussie (René et Marin, 2000 ; Antal,
Sikolya et Kerekes, 2013). La transition vitreuse est le paramètre repère qui favorise le
maintien du produit à l'état vitreux dans le but de réduire non seulement le risque de
changement de la texture du produit ou de son goût, mais aussi de garder les propriétés
structurelles et organoleptiques des produits lyophilisés (Jeantet et al., 2006; Liu et al., 2006).
Quant à l’isotherme de sorption, il est l’un des paramètres clés de la lyophilisation, qui doit
équilibrer l’activité de l’eau à une certaine température (Khalloufi et al., 2000; René et Marin,
2000). Quant à la réhydratation, elle se caractérise par la reconstitution ou le remplacement
de l'eau perdue dans le produit lors de la déshydratation. Une attention particulière doit être
portée aux traitements effectués sur le produit avant la réhydratation pour éviter tout
20
changement de structure, une réduction des propriétés hydrophiles ou encore une perte
d'intégrité cellulaire. La capacité de réhydratation est une mesure du dommage qu’aura subi
le produit lors du séchage (Krokida et Maroulis, 2001).
1.7.4.2. Séchage à air chaud
Le séchage à l'air chaud est une technique qui consiste à placer un produit humide dans un
courant d'air assez chaud et sec parfaitement maîtrisé : température, humidité, vitesse
(Vazquez-Vila et al., 2009). Il nécessite l’établissement spontané d’un écart de température
et de pression partielle d'eau entre le produit et l'air, permettant non seulement le transfert de
chaleur par convection, qui est dû au gradient de température entre l'air et la surface du
produit, mais aussi le transfert d'eau dû au gradient de pression de vapeur d'eau entre la
surface du produit et celle dans l'air (Vazquez-Vila et al., 2009).
L'air chaud appliqué au produit lui transmet une part de sa chaleur qui développe une pression
partielle en eau à sa surface supérieure à la pression partielle de l'eau dans l'air utilisé pour le
séchage. Ce qui facilite un transfert de matière de la surface du solide vers l'agent séchant.
Au départ, le produit soumis au séchage est humide avec une pression de vapeur faible, d'où
un transfert de masse lent. Cependant, le gradient de température entre l'air chaud et la surface
du produit est très élevé, ce qui occasionne un transfert important de chaleur vers la surface
du produit et une diminution du gradient de température (Mafart, 1991 ; Vazquez-Vila et al.,
2009).
La cinétique du séchage à air est exprimée à partir de la teneur en eau dépendamment du
temps de séchage, la vitesse de séchage en fonction du temps, la vitesse de séchage en
fonction de la teneur en eau (Bonazzi et Bimbenet, 2003). La mesure expérimentale de cette
cinétique permet de caractériser le comportement de séchage d’un produit. S’il s’agit de
soumettre un corps solide au séchage à air chaud, il est nécessaire de le placer dans le courant
d’air chaud et sec, et d’enregistrer l’évolution de son poids par pesée à chaque étape de
l’opération (Bonazzi et Bimbenet, 2003; Grabowski et al., 2003). L’opération de séchage à
l'air chaud doit prendre en compte trois paramètres principaux qui peuvent affecter le taux et
le temps global du séchage. Il s'agit de propriétés physiques du produit (dimension
21
particulaire et géométrie), les propriétés de l'air (la température, l'humidité, la vitesse) et les
caractéristiques de conception de l'appareil de séchage (Bonazzi et Bimbenet, 2003;
Grabowski et al., 2003). Un taux élevé de transfert de chaleur et de matière peut causer un
surchauffage causant des dommages, la dénaturation du produit notamment sans améliorer
considérablement la cinétique de séchage (Raisul et al., 2003). Pour maintenir un flux
thermique conforme au taux d'évaporation, l’air de séchage doit être élevé au début du
séchage puisque la teneur en eau du produit est également élevée. Elle doit être diminuée
graduellement au fur et à mesure que la teneur en eau du produit diminue (Raisul et al., 2003).
Afin d’optimiser le séchage du produit, les paramètres opératoires influençant la qualité du
produit peuvent être étudiés, c’est-à-dire sa teneur en eau, la masse et la nature du produit à
sécher, la vitesse de l’air, la température de l’air et l’humidité initiale du produit à sécher
(Laguerie, 1994, Bonazzi et Bimbenet, 2003). Ces paramètres peuvent être déterminés par
rapport à l’appareil, au produit et aux conditions opératoires (Bonazzi et Bimbenet, 2003).
1.8. Efficacité dans le contrôle des agents pathogènes
1.8.1. Procédés de réduction de charge microbienne
La question de la décontamination initiale des larves d’insectes a été abordée dans certaines
études pour minimiser les risques microbiologiques qui leur sont associés. Une étude réalisée
en Afrique sur les larves de chenilles présente des résultats probants. Trois étapes (une
période de jeûne de 24 h, suivi d’une étape de blanchiment allant de 15 à 30 min et d’un
séchage au soleil de trois jours) ont permis d’identifier plusieurs espèces de bactéries et cinq
genres de moisissures à partir des larves de chenilles traitées. Toutefois, l'ébullition avant le
traitement a réduit la charge bactérienne en dessous de la limite pour la viande hachée fraîche
6,7 log ufc/g (Capparos-Megido et al., 2017). Les résultats d’une étude réalisée sur les
ténébrions ont confirmé qu'une étape d'ébullition réduit le nombre d'Enterobacteriacea et
que la torréfaction diminue la charge en spores bactériennes (Klunder, 2012, Capparos-
Megido et al., 2017).
Une autre étude réalisée par Vandeweyer et al. (2017) sur les effets d'une courte étape de
blanchiment (10 à 40 s) suivie d'un entreposage réfrigéré ou d’un séchage par micro-ondes a
conclu que la conservation des larves de mouches blanchies peut se faire pendant six jours
22
sans croissance microbienne substantielle après réfrigération. Le blanchiment (avec ou sans
séchage par micro-ondes) ne tue pas les spores bactériennes, il détruit les microflores de
façon sélective (Nout et al., 2003 ; Nogani et al., 2006 ; Kelly et Zeece, 2009 ; Zeece et al.,
2009). Le contrôle des microflores sporulées nécessite un traitement thermique plus sévère
qui risque de détruire ou dénaturer les cellules du produit (Vandeweyer et al., 2017).
Rumpold et al., (2014) ont étudié la décontamination de surface et volumétrique de vers
de farine par différentes techniques, dont un traitement thermique de pasteurisation
(Rumpold et al., 2014). Certaines recherches démontrent que le blanchiment de 10 à 15 min
dans un bain d'eau à 90 °C est un prétraitement qui permet de réduire de trois unités
logarithmiques le nombre total de bactéries aérobes mésophiles totaux des larves (Roux,
1994, Amrouche, 2012). Par ailleurs, les résultats d’une étude qui a comparé l’efficacité de
différents traitements des larves d’insectes (pasteurisation, lyophilisation, 200 °C pendant 30
minutes et la cuisson au four micro-ondes avec une fréquence de 2450 MHz durant 15
minutes) sur la microflore des aérobies mésophiles totaux, les levures et moisissures et les
microflores spécifiques (Entérobactéries, E. coli et Clostridium perfringens) de Tenebrio
molitor et d’Acheta domesticus provenant de fermes d’élevage ont prouvé que les larves
ayant subi des traitements thermiques présentent une charge microbienne moins importante
que celle n’ayant subies aucun traitement thermique (Alibas et al., 2005; Caparros Megido
et al., 2015). L’innocuité des larves de mouches ayant subi une pasteurisation et une cuisson
au four à micro-ondes de 15 et 30 minutes peut être assurée. Cependant, les larves fraîches
et lyophilisées présentent une forte charge microbienne puisque la lyophilisation ne fait que
sécher; on conserve les collections de microorganismes par lyophilisation (Caparros-Megido
et al., 2015). Par ailleurs, la réduction de l’aw du produit final contrôle la croissance
microbienne.
L’analyse microbiologique a révélé la présence de plusieurs types de microbes dans les larves
de mouche soldats noires (Hermetia illucens), les entérobactéries notamment dont les
niveaux ont été réduits à moins de 10 ufc/g, le refroidissement des larves blanchies étant
recommandé avant de les soumettre à d’autres traitements (Bessa et al., 2017), il est important
de s’assurer que les larves sont gardées à une condition empêchant la production d’effluents
contaminés (Bazinet et Castaigne, 2011).
23
L’expérience de Klunder et al., (2012) a révélé que le nombre total de germes aérobies et
d'entérobactéries dans les produits ébouillantés est réduit à < 10 ufc/g. L’ébouillantage ne
peut pas cependant inactiver toutes les spores. Selon les conditions, les spores qui résistent à
l’ébouillantage peuvent arriver à germination pendant le processus de transformation et se
multiplier pendant la conservation (Klunder et al., 2012 ; Purschke et al., 2018). Ce procédé
est utilisé pour conserver les souches microbiennes en laboratoire, il n’est pas
particulièrement efficace pour réduire la charge microbienne. En conséquence, les produits
obtenus sont épurés et ont une bonne qualité sanitaire (Bazinet et Castaigne, 2011). La
congélation du produit avant la lyophilisation permet d'arrêter l'activité microbiologique et
son entreposage sans ajout d’agent de conservation (Berry et al., 2009).
1.8.2. Impact sur la qualité des larves
Comme tout traitement à la chaleur, le blanchiment réduit certaines des propriétés
fonctionnelles et nutritionnelles des larves de mouche. Les larves peuvent perdre certains
éléments nutritifs par destruction des composés sensibles à la chaleur telles que les vitamines
B1, B12, etc. (Jensen et al., 2014). La méthode de blanchiment, le temps et la température de
blanchiment ainsi que la méthode de refroidissement peuvent déterminer la quantité de
substances nutritives perdues. Elle peut varier entre 10 à 50%. Le temps de traitement fait de
cette méthode, une technique moins sévère que la pasteurisation (85-100 C) et la stérilisation
(˃ 100 C), en ce sens qu’elle n’affecte pas considérablement la teneur en eau, le profil
lipidique ainsi que la couleur des larves tout en empêchant les réactions enzymatiques (Bessa
et al., 2017).
Quant à l’influence de l’ébouillantage sur la qualité du produit, la température et le temps de
la cuisson jouent un rôle important dans le maintien et la détérioration de la qualité du produit.
L’ébouillantage de longue durée et à une haute température peut contribuer à la perte de
capacité de rétention d'eau, ce qui a pour effet de concentrer les protéines, les graisses et les
cendres dans le produit (Jensen et al., 2014; Momenzadeh et al., 2017). Il peut aussi avoir
des effets délétères sur le contenu vitamines et minéraux essentiels présents dans le produit
(Yu et al., 2017 ; Fereira et al., 2018).
24
1.8.3. Procédés de lyophilisation
La lyophilisation n’est dotée d’aucune valeur stérilisatrice ou pasteurisatrice, donc les
produits qui la subissent ne sont pas stériles (Roux, 1994). L’évaporation refroidit la surface
du produit et ralentit l’atteinte des températures létales (Amrouche, 2014).
Étant donné que le séchage à lui seul n’a pas de pouvoirs stérilisateurs, d’autres traitements,
notamment la pasteurisation et la lyophilisation doivent être associées pour qu’il soit plus
efficace (Roux, 1994). Le suivi de la température de congélation et de déshydratation au
cours de la lyophilisation, ainsi que leur vitesse de progression, sont des facteurs importants
pour la conservation de la structure des produits lyophilisés. Les facteurs à considérer lors de
la déshydratation sont les températures au-dessus desquelles le produit (zone sèche) subit des
dommages thermiques tels que le brunissement non enzymatique des larves. Afin d'éviter
tout changement de couleur et tout brunissement des larves, la température de lyophilisation
doit être maintenue à 50 °C dépendamment des caractéristiques particulières des larves à
lyophiliser (Hammami et René, 1998; Marin et René, 2000), car l’augmentation de la
température du produit peut détruire certaines vitamines, dénaturer les protéines, favoriser
ou inhiber des réactions enzymatiques et affecter les acides gras (Ratti, 2001 ; Bonazzi et
Bimbenet, 2003). Cependant, en raison du fait que les températures doivent être augmentées
progressivement, la lyophilisation est plus longue et ses équipements s’avèrent beaucoup plus
coûteux que d'autres méthodes de déshydratation. L’application de procédés alternatifs, tels
que le séchage à air chaud est nécessaire pour réduire les coûts liés notamment à la
consommation d’énergie et prendre en charge les microorganismes qui ne sont pas détruits
par la lyophilisation (Bonazzi et Bimbenet, 2003). Par rapport aux autres techniques de
séchage, la lyophilisation s’avère la plus efficace pour produire des larves séchées de qualité
en raison de l'utilisation de basses températures et l'absence d'oxygène produit par le vide qui
est appliqué, ce qui minimise la dégradation des nutriments essentiels de l'aliment tels que
les protéines, les lipides et les vitamines (Ratti, 2001)..
Ce type de séchage, selon Shakourzadeh (2002), a un cycle très lent, ce qui permet d’effectuer
facilement l’échange d’humidité entre la suspension (humide) et les bulles (plutôt sèches).
Cependant, cette technique ne chauffe que légèrement le produit, ainsi, ni les enzymes ni les
25
bactéries ne sont totalement détruites. Des étapes de blanchiment et d’ébouillantage sont
indispensables afin d’inactiver les enzymes et les microorganismes qui contaminent le
produit (Bonazzi et Bimbenet, 2003 ; Antonini, 2007).
1.8.4. Influence sur la qualité du produit
Des expériences réalisées par Min et al. (2005) et Alibas et al. (2005) arrivent à la conclusion
que la température et la vitesse de séchage à air chaud sont très élevées. Ainsi, la température
à la surface et à l'intérieur du produit atteint rapidement la température de l'air, ce qui peut
avoir des effets négatifs sur la qualité du produit. Ces auteurs affirment également que le
séchage à l’air chaud à haute température affecte négativement la qualité du produit. Le
maintien de la qualité nutritionnelle et physicochimique des larves déshydratées à l'air chaud
reste problématique (Ratti, 2001). Plusieurs études, dont celles réalisées par Alibas et al.,
(2005), ont montré que le séchage à air chaud influence les caractéristiques qualitatives et
causes des changements chimiques, comme les réactions enzymatiques, le brunissement non
enzymatique, l'oxydation des lipides, de la couleur, et ce pour tout produit déshydraté (Alibas
et al., 2005). Ces changements indésirables peuvent aboutir à une diminution de la qualité
nutritionnelle et physicochimique de même qu’à la valeur commerciale des larves séchées.
Le choix de bonnes conditions de séchage afin d’optimiser le procédé est primordial pour
réduire le risque de détérioration de la qualité des larves tout en conservant les qualités des
nutriments essentiels dans le produit déshydraté (Ratti, 2001; Alibas et al., 2005). De plus,
étant donné que la qualité d’un aliment séché est évaluée à travers sa texture après séchage
et sa capacité à se réhydrater, le couple temps/température du traitement susceptible d’altérer
la valeur nutritionnelle du produit fini doit être maîtrisé (Bonazzi et Bimbenet, 2003 ;
Antonini, 2007).
1.9. L’oxydation des lipides
L’oxydation des lipides est une réaction par laquelle l’oxygène atmosphérique réagit
spontanément avec les acides gras insaturés des lipides. Plusieurs facteurs facilitent les
réactions d’oxydation soit : l’auto-oxydation déclenchée par la température, les ions
métalliques, les radicaux libres ; la photooxydation, provoquée par la lumière en présence de
photosensibilisateurs et l’oxydation enzymatique initiée par la lipoxygénase. Ces
26
mécanismes se déroulent en fonction du milieu et des agents initiateurs (Eymard, 2003).
L’auto-oxydation est un des principaux mécanismes de l’oxydation des lipides dans les
aliments. C’est un enchaînement radicalaire qui se déroule en trois étapes, à savoir
l’initiation, la propagation et la terminaison. L’initiation a lieu lorsqu’il y a formation d’un
radical hydrogène libre à partir de la position allylique de l’acide gras insaturé. De cette
réaction, résulte la formation d’un radical alkyle libre d’acide gras produit en présence
d’initiateurs tel que des métaux ou des hydroperoxydes (Bergeron et al., 2007). Lorsque le
radical alkyle libre réagit avec de l’oxygène pour former un radical peroxyde, commence
alors la phase de propagation qui s’enclenche pour soustraire un atome d’hydrogène et
favoriser la formation d’une molécule d’hydroperoxyde et un nouveau radical alkyle libre
qui à son tour alimentera la réaction en chaîne en réagissant avec l’oxygène pour former à
nouveau un radical pyroxylé. Le radical ainsi formé réagit à nouveau avec un acide gras pour
produire un autre radical alkyle et ainsi de suite (Márquez-Ruiz et al., 2013). La phase de
propagation ne s’arrête qu’à l’étape de la terminaison qui est atteinte lorsqu’une liaison
covalente stable s’établit entre deux radicaux libres. Barriuso et al., (2012) précisent que plus
la quantité de radicaux libres diminue, plus l’oxydation ralentit jusqu’à éventuellement
s’arrêter.
Chacune des réactions impliquées dans le mécanisme d’oxydation produit plusieurs sous-
produits formés de composés primaires tels que les hydroperoxydes relativement instables et
qui se décomposent facilement en sous-produits secondaires comme des aldéhydes, des
cétones, des alcools et des hydrocarbures (Eymard et Genot, 2003). Ces composés sont
responsables des modifications d’odeurs, de saveurs, de couleurs et de textures des aliments.
Pour déterminer l’état d’oxydation des lipides, il faut nécessairement mesurer les quantités
des produits tant primaires que secondaires résultants de cette oxydation des lipides (Velasco
et Dobarganes, 2002).
Une grande variété de méthodes est disponible en fonction de l’information et de la précision
recherchée et du substrat étudié. Dans cette étude, la méthode modifiée du xylénol-orange-
oxydation ferreux (FOX ; Hermas-Lima et al., 1995 ; Grau et al. 2000) et la méthode
modifiée TBARS pour les insectes (Uchiyama et Mihara, 1977; Joanisse et Kenneth, 1998)
ont été utilisées.
27
1.9.1. Méthode du xylénol orange-oxydation ferreux (FOX)
Cette méthode permet de quantifier les produits primaires de l’oxydation des lipides. C’est
une méthode colorimétrique basée sur l’oxydation en milieu acide des ions ferreux (Fe2+) en
ions ferriques (Fe3+) par les hydroperoxydes de l’échantillon. Le complexe coloré bleu-
mauve formé entre les ions ferriques et le xylénol orange possède un maximum d’absorbance
entre 560-600 nm. Simple et rapide, la méthode FOX a une sensibilité élevée et ne nécessite
pas d’extraction de la matière grasse et ainsi minimise la perte des hydroperoxydes pendant
l’étape de l’évaporation des solvants. Cette méthode a déjà été appliquée pour doser les
hydroperoxydes sur des extraits tissulaires de mammifères, de végétaux et du poulet crue et
cuite (Hermas-Lima et al., 1995 ; Grau et al., 2000).
1.9.2. Méthode TBARS
La méthode TBARS (substances réactives à l’acide thiobarbiturique) permet de quantifier les
produits secondaires de l’oxydation des lipides. C’est une méthode colorimétrique qui
mesure le malonaldéhyde (MDA), qui est un produit secondaire de l’oxydation des acides
gras polyinsaturés (Velasco, et Dobarganes, 2002). Cette quantification est favorisée en
milieu acide par l’acide thiobarbiturique (TBA) qui réagit avec le malonaldéhyde pour former
un complexe MDA-TBA de couleur rose quantifiable par spectrophotométrie à 530-535nm
(Uchiyama et Mihara, 1977; Joanisse et Kenneth, 1998). Cependant, des molécules non
oxydatives peuvent interférer sur la mesure. Considérant que les insectes absorbent aussi le
faisceau lumineux à une longueur d’onde de 532 nm, une première mesure de l’échantillon
est réalisée afin de déterminer l’effet d’absorbance de celui-ci et une deuxième mesure est
effectuée à 600 nm qui correspond à l’absorbance du complexe MDA-TBA. La différence
entre l’absorbance à (A532nm - A600nm) donne le résultat TBARS corrigé vis-à-vis de la
turbidité due à l’échantillon (Joanisse et Kenneth, 1998).
En dépit de son manque de spécificité, cette méthode est la plus utilisée pour mesurer la
détérioration oxydative des matières grasses en raison de sa simplicité, sa rapidité et son
caractère de bon indicateur d’oxydation lipidique (Barriuso et al., 2012). L’efficacité de cette
méthode a été prouvée pour mesurer l’effet de suppléments dans l’alimentation des lapins
28
sur le taux d’oxydation (Castellini et al., 1998; Dal Bosco et al., 2014). L’expérience sur les
lapins a révélé qu’en plus de sa simplicité et sa rapidité, cette méthode ne nécessite pas
d’extraction de la matière grasse (Morcuende et al., 2008).
1.10. Couleur
La couleur est un attribut important dans l’appréciation de la qualité et directement
perceptible par les consommateurs. Elle influe sur l’anticipation quant à la saveur, la
fraîcheur, c’est pourquoi une attention particulière doit lui être portée pendant toute la chaîne
de transformation des produits (MacDougall, 2002). Pour la mesurer, des méthodes
objectives et répétables des matières premières à l’origine, des ingrédients jusqu’au produit
final prêt à être consommé doivent être utilisées. Tous les produits alimentaires qui subissent
des traitements sur les matières premières de façon à éviter leurs altérations rapides, comme
la cuisson, la congélation, le séchage, la friture, le rôtissage, etc. nécessitent une analyse
précise et un contrôle adéquat des changements de couleur dans tout le processus
(MacDougall, 2002). Cependant, au cours de ces traitements, interviennent des opérations
qui peuvent provoquer des modifications susceptibles de rendre le produit fini très différent
des matières premières initiales. Ces modifications peuvent être visuelles, par la couleur et
influencer à la fois le goût et les décisions d'achat des consommateurs (Minolta, 2012).
L’utilisation des instruments de mesure, à tous les niveaux de la production, se fait selon les
normes de la Commission internationale de l’éclairage (CIE), et le système (L*, a*, b*) de
mesure de chromacité (Minolta, 2012) permet de s’assurer du maintien de la couleur des
produits finis notamment des produits laitiers, confitures, produits carnés, fruits et légumes
et d'autres produits exposés dans les supers marchés.
1.11. Broyage
En alimentation animale, le broyage est utilisé pour réduire les composants d’un solide (ou
d’un ensemble de matières premières) en particules afin de permettre un mélange plus
homogène et plus stable de même qu’une mise en forme plus aisée (Melcion, 2000; Marcus
et Rollins, 2007). Ce procédé améliore l’uniformité du mélange, accroît l’absorption de la
vapeur et facilite la digestion des aliments. Le broyage comporte toujours deux aspects, l’un
lié à la dimension des particules obtenues, l’autre lié à la modification de la surface de ces
29
particules. La procédure de fragmentation peut aboutir à une augmentation de la surface qui
pourrait augmenter la réactivité physique, chimique ou enzymatique des solides à broyer.
Comme le broyage consiste en une fracturation des structures cellulaires, cette opération peut
accroître la disponibilité de certains composants nutritionnels, tels que les protéines et les
fibres. Cependant l’élévation de température due à l’énergie d’arrachement des molécules
peut modifier certaines caractéristiques physicochimiques des aliments (Melcion, 2000;
Marcus et Rollins, 2007).
1.12. Entreposage
La préparation et la conservation des aliments sont étroitement liées. La richesse des insectes,
en nutriments et leur fort taux d’humidité, font d’eux un milieu favorable au développement
et à la prolifération de microorganismes (Klunder et al., 2012). C’est pourquoi une
manipulation hygiénique est importante pour prévenir les risques de contamination des
produits d’insectes.
Après le broyage des produits, il est primordial de vérifier l’humidité de la pièce
d’entreposage afin d’éviter la prolifération des bactéries et des moisissures ; d’assurer
fréquemment la propreté de l’aire d’entreposage et de maintenir cette propreté jusqu’au
retrait du produit de la pièce (Wibowo et al., 2015). Le maintien de la température est très
important pour la qualité des produits. Cela passe par la vérification des conditions
d’entreposage pour éviter que la pièce soit trop chaude ou trop froide (on vise 21- 23 °C) au
point de détériorer la salubrité et la qualité de la farine de mouche (Wibowo et al., 2015).
L’exposition à la chaleur, la lumière, l'humidité et l'air peut abîmer certains éléments nutritifs
des aliments et occasionner la perte de saveur, de texture et de la valeur nutritionnelle s'ils
sont conservés pendant trop longtemps. Une manipulation et un entreposage inadéquats
soulèvent également le risque d'intoxication alimentaire (Wibowo et al., 2015). Comme
d'autres produits animaux, les insectes sont riches en nutriments avec une teneur en eau
élevée favorable à la croissance des microbes, ce qui les rend sensible à la dégradation. Par
conséquent, les produits et coproduits de ce nouvel ingrédient doivent être traités et
entreposés avec soin (Klunder et al., 2012).
30
Chapitre II : Problématique, hypothèse et objectifs
2.1. Problématique
Le rapport de 2013 publié par l’Organisation des nations unies pour l’alimentation et
l’agriculture (FAO) indique que la population mondiale doublera à l’horizon de 2050 et que
les nouvelles tendances du marché pour les sources classiques d’alimentation des animaux et
des poissons d’élevage impliquent l’intensification des pratiques actuelles pour la production
des protéines animales (FAO, 2013; Gallen et Pantin-Sohier, 2015). L’élevage des insectes
pour assurer la souveraineté alimentaire des neuf milliards de personnes à nourrir sur Terre
en 2050 a interpellé tous les pays occidentaux principalement les É-U, l’Europe et le Canada
(Dobermann, 2017; FAO, 2015).
Fort des préoccupations écologiques et les prévisions de la FAO, l’intérêt du Canada pour la
protéine d’insectes particulièrement la farine de mouche soldat noire pour l’alimentation du
bétail, a pris de l’essor. Au Québec, aux États-Unis, comme en Europe, plusieurs entreprises
d’élevage et de transformation d’insectes ont émergé dans la foulée, déterminées à
développer des aliments écoresponsables et très protéinés, produits dans des conditions de
salubrité acceptables (Dussault, 2017). Les matières organiques résiduelles, incluant les
restes d’aliments, sont propices à ce type de production. En plus de se préparer à la prévision
de la FAO sur la croissance démographique, le Canada est engagé à lutter contre le gaspillage
alimentaire qui représente 40% par an sur toute la chaîne de production (Recyc-Québec,
2015). De cet engagement sont apparues les premières initiatives de production et de
transformation d’insectes au Canada et au Québec. Les acteurs de ce secteur émergent
doivent respecter les normes de l’ACIA en matière d’hygiène et de salubrité (ACIA, 2018).
Le Canada et le Québec sont dans la phase de définition des législations concernant
l’introduction des insectes dans l’alimentation humaine et animale ; le développement des
techniques de production relève de la responsabilité des producteurs. Ceux-ci doivent faire
une demande d’approbation à l’ACIA et attendre la réponse avant d’entamer toute
production, quel que soit le temps que cela prendra. Ce qui de nos jours freine le déploiement
de l’industrie des insectes au Canada et particulièrement au Québec.
2.1.1. Pression réglementaire
31
L’Agence canadienne d’inspection des aliments a par ailleurs approuvé, en 2016, les insectes
destinés à l’alimentation animale dépendamment des demandes faites par les compagnies qui
doivent démontrer la traçabilité des intrants organiques, l’innocuité chimique et biologique
des insectes, ainsi que les qualités nutritionnelles favorables au développement des animaux
d’élevage. Par contre, au Canada et au Québec, aucun procédé industriel n’a officiellement
été approuvé afin de fabriquer des produits stables sans nuire à leurs propriétés nutritionnelles
ou leur potentiel en tant que source durable de protéines de haute qualité pour la croissance
des animaux d’élevage. La production de coproduits de mouches soldats noires qui répondent
aux normes de l’ACIA du point de vue biosécurité environnementale et alimentation du bétail
est problématique. Trois aspects importants doivent être considérés soit la qualité, la sécurité
et la conservation. Plus précisément, on s’attend à un produit∕ coproduit :
1) de haute qualité nutritionnelle dont le contenu en protéine, lipides et l’oxydation des lipides
sont déterminés;
2) l’absence d’organismes pathogènes, plus spécifiquement Salmonella ;
3) sec et stable avec tous les paramètres à contrôler mesurés (pH, couleur, activité de l’eau).
De plus, les larves de mouches soldats noires, malgré l’accréditation par l’ACIA, sont
toujours classées parmi les « aliments nouveaux » qui nécessitent une évaluation de
l’innocuité et doivent être exempts de salmonelles (ACIA, 2014), avec une charge en E
coli inférieure ou égale à 2 log ufc∕ g (MAPAQ, 2019).
2.1.2. Difficultés liées au séchage
Il est important de préciser que les larves de mouches soldats noires (Hermetia illucens) sont
hautement périssables à l’état frais en raison de leur teneur en eau (65%), leur charge
microbienne élevée et variée, leur composition en protéine, lipide et autres nutriments, ainsi
que leur pH élevé proche de la neutralité (Zheng et al., 2012). Pour assurer leur stabilité et
leur conservation, elles doivent être séchées. Plusieurs méthodes de séchages (séchage au
four, séchage au four à micro-onde, lyophilisation, séchage au micro-ondes industriel,
séchage à air chaud) peuvent être utilisées prolonger la durée de vie des coproduits de larves
de mouches soldats noires. Les larves se prêtent mal au séchage à cause d’une couche épaisse
32
de cuticule (50-100 µm) et de cire qui recouvrent leur corps (Boevé et al., 2004). C’est
pourquoi des prétraitements s’avèrent nécessaires pour réduire leur charge microbienne et
développer des techniques de séchage moins coûteuses et moins sévères afin de préserver la
qualité nutritionnelle des protéines et des lipides.
2.2. Hypothèse
Ce mémoire de maîtrise part de l’hypothèse selon laquelle les méthodes de prétraitement et
de séchage ont des effets positifs sur la charge microbienne et la qualité nutritionnelle des
coproduits de larves de mouches soldats noires. Ultimement, la préservation finale du produit
séché variera en fonction de la combinaison de procédés utilisés pour les produire. La
préservation est un concept multifactoriel nécessitant une analyse globale des risques et des
bénéfices.
2.3. Objectif principal
Comparer différents paramètres de transformation pour la production de coproduits de
mouches soldats noires stables à température de la pièce.
2.3.1. Objectifs spécifiques
1- Évaluer l’effet des différentes méthodes de prétraitement (blanchiment,
ébouillantage, perforation) et de séchage sur les larves.
2- Évaluer la charge microbienne des larves au cours des différentes étapes de
transformation (prétraitement, séchage).
3- Évaluer les propriétés physicochimiques et nutritionnelles des larves avant et après
transformation.
33
Chapitre III : Transformation des larves de mouches soldats noires pour
l’alimentation animale
3.1. Matériel et méthodes
3.1.1. Design expérimental
La figure 2.1 décrit le plan expérimental qui a été utilisé pour cette recherche. Les larves ont
été produites dans des conditions contrôlées et similaires tout au long des essais avant d'être
soumises à des procédés de prétraitement et de séchage. Des courbes de séchage ont été
établies pour déterminer le temps minimal de séchage à utiliser pour chaque traitement. Une
fois la courbe de séchage établie pour chaque prétraitement, les larves ont été séchées aux
temps optimaux (air chaud et lyophilisation). Les larves ont été soumises à des analyses
physiques (pH, couleur, activité de l’eau, humidité), des analyses de qualité nutritionnelle
(lipides, cendres, protéines, oxydation des lipides), des dénombrements microbiens, incluant
les levures et les moisissures, tout au long du procédé de transformation et après
l’entreposage.
34
Figure 3.1. Protocole expérimental pour la transformation des larves de mouches
soldats noires.
35
3.2. Matériel biologique
Les larves de mouches soldats noires (Hermetia illucens) ont été produites en continu sur une
période de 12 mois comprise entre le février 2017 et février 2018 au Laboratoire aquatique
de recherche des sciences aquacoles de l’Université Laval (LARSA). Les larves ont été
élevées à la noirceur dans des chaudières en plastique de 5L (IPL-5L, 22.8 x 17,7 cm)
maintenues en conditions contrôlées (27 °C, 67-70% d’humidité) dans des incubateurs
(MLR-350, Sanyo, Osaka, Japon). Dès l’éclosion, les larves ont été alimentées à satiété sur
diète Gainesville (50% son de blé, 20% maïs, 30% luzerne; 70% humidité ; Hogsette, 1992),
avec l’ajout d’un antifongique (0,15%; methyl 4-hydroxybenzoate, Sigma-Aldrich, H5501,
Oakville, ON). Les larves de 10 jours (17 ± 2,2 mm de longueur, 5,2 ± 0,3 mm de largueur,
0,14 ± 0,03 g de poids) ont été récoltées par immersion dans l’eau suivie d'un tamisage (tamis
Retsch inox 200 mm; maille 2,36 mm) sous l'eau courante avant d'être rincées à l'eau stérile,
épongée et emballée sous vide dans des sacs de plastique de 100 g (Sacs transparents en
polyéthylène Éco Vacuum pro, Orved, Musile di Piave, Italie ; perméabilité à l’oxygène
825 cc/100 sq. in. par 24 h à 23 °C ; transmission de la vapeur d’eau 24 g/100 sq. in. par 24 h
à 38 °C et 90% humidité relative). Les larves ont alors été immédiatement transférées sur
glace au Laboratoire de technologie alimentaire de l'Université Laval. Des larves fraîches
ont été utilisées pour estimer la charge microbiologique initiale (voir ci-bas) et celles
emballées sous vide ont été euthanasiées par congélation directe à - 40 °C et maintenues
comme telles avant leur conditionnement et leur séchage.
3.3. Optimisation du procédé de décontamination
Afin de déterminer un procédé de réduction de la charge microbienne efficace, des triplicatas
d'échantillons de 30 g de larves fraîches de bacs différents et de 30 g de larves décongelées
au frigo toute la nuit (à la noirceur) ont été blanchis 40 secondes ou ébouillantés pendant 2,
4, 6 et 8 min par immersion directe dans un bain d’eau à 100 °C dans un chaudron de cuisine,
au Laboratoire du Groupe de Recherche intégré en Physiologie et sciences animales de
l'Université Laval (GRIPHA).
36
3.3.1. Optimisation du procédé de séchage
Afin de déterminer les conditions de séchage optimales, des courbes de séchage par
lyophilisation et à air chaud ont été déterminées selon la méthode proposée par Capparos-
Megido et al., (2017) chez des larves brutes, perforées avec un appareil à aiguilles multiples
(trous de 50 µm), pour faciliter le passage de l’eau à travers la cuticule des larves, ou bien
ébouillantées. Brièvement, cette méthode consiste à suivre le poids des échantillons de larves
à intervalles réguliers par procédé : à toutes les 2h pour le séchoir à air chaud (Model UOP8-
G, Armfield, Hamsphire, England; vitesse de l’air 1,5 m/s; humidité relative 30 %) et à toutes
les 4h dans le lyophilisateur (Freeze mobile 25 L Vir Tis Company, Gardiner, NY, USA) en
fonction du prétraitement.
3.4. Mesure de la teneur en eau
La teneur en eau a été calculée en utilisant les valeurs de masse sèche déterminées par la
méthode du four sous vide. Les échantillons de larves de mouches ont été placés dans un four
sous vide en présence d’un agent asséchant. La température du four (vacuum oven model
6273, Thermo Scientific, Haverhill, Massachusetts, USA) était à 60 °C à une pression de 25
mmHg. Les échantillons ont été séchés pendant 48 heures et sortis du four, refroidis dans un
dessiccateur à température pièce et pesés sur une balance de précision (±0,001g ; Arias-Farias
et al., 2011).
A l’aide du poids des larves mesurées, les teneurs en eau en base sèche pour chaque
échantillon ont été calculées selon les formules suivantes :
X0 = P0 −MS
MS
Où X0 = teneur en eau initiale sur base sèche (g d’eau/g de matière sèche)
P0 : poids initial du produit (g)
MS : matière sèche (poids final du produit après four sous vide (g)
37
X = Pf −MS
MS
Avec X = teneur en eau en base sèche (g d’eau/g de matière sèche)
Pf : poids du produit après séchage (g)
MS : matière sèche (poids final du produit après four sous vide (g).
Pour suivre l’évolution et la cinétique de séchage, les courbes de variation de la teneur en
eau X/X0 en fonction du temps (t) de séchage pour chaque échantillon ont été tracées.
3.5. Paramètre de lyophilisation
Les larves congelées à - 40 °C ont été lyophilisées, selon la procédure décrite par Ratti (2011),
à une température constante de tablette de 40 °C, sous un vide de 30 mTorr avec un
lyophilisateur de laboratoire (Freeze mobile 25 L Vir Tis Company, Gardiner, NY). Les
courbes de séchage ont été obtenues par pesées périodiques des échantillons de larves en
fonction du temps de lyophilisation soit 14, 24, 48 et 72 h, respectivement, pour les larves
ébouillantées 8 min, perforées, blanchies 40 s et brutes (témoin non traitées).
3.6. Paramètres de séchage à air chaud
Des échantillons de larves de 30 g pour chaque traitement en triplicata ont été séchés dans
un séchoir à air chaud avec plateau (Model UOP8-G, Armfield, Hamsphire, England) à
température constante (60 °C), à une vitesse de l’air de 1,5 m/s et une humidité du séchoir de
30% selon la procédure décrite par Arias-Farias et al., (2011) pendant (4, 6, 10, 12 et 14 h)
pour les larves ébouillantées 2, 4, 6 et 8 min, les trouées, les blanchies 40 s et les brutes. Les
larves ont été placées en couches minces (15 cm d’épaisseur) dans des grillages en fer (8 cm
de long sur 4 cm de large) confectionnée manuellement, de maille 2,36 mm.
3.7. Préparation des farines d'insectes
Après l’étape de séchage, les larves ont été boyées (Magic Bullet, Model MB1001,
Taylorsville, Kentucky, USA) et entreposées à – 20 °C jusqu'aux analyses sur la qualité des
larves. Sur tous les échantillons de larves séchées, la teneur en eau, le pH, la charge
38
microbienne, la couleur des larves entières séchées ont été déterminés à la fin du séchage
pour chaque échantillon.
Pour l’analyse de la qualité du produit, les échantillons de larves broyées ont été analysés en
triplicata pour l’oxydation des lipides, l’activité de l'eau, le contenu en matières sèches, les
cendres, les teneurs en protéines brutes et en lipides bruts.
3.8. Mesure de la couleur
Afin d'évaluer le changement de couleur dû aux différents procédés de prétraitements et de
séchages, la couleur des échantillons a été mesurée à la température de la pièce (21 °C) à
l'aide d'un colorimètre Minolta CR-300 (Konica Minolta Sensing Inc., Osaka, Japon) selon
l'échelle CIELAB. L’analyse de la couleur a été effectuée sur chaque échantillon en triplicata.
La différence de couleur (ΔE*Lab) a été déterminée en utilisant la formule ci-bas (équation 1)
en utilisant les larves brutes décongelées et non traitées comme référence pour les
prétraitements et les larves brutes séchées comme références pour les larves séchées (Bubler
et al., 2015 ; Joubran et al., 2015 ; Puschke et al., 2018).
ΔE= [(L*réf.-L
*traitées)
2 +(a*réf.-a
*traitées)
2 +(b*réf-b
*traitées)
2]1/2
Où L* = Clarté ou luminance (de 0-100)
a* = Écart chromatique rouge -vert (de +60 à -60)
b* = Écart chromatique jaune-bleu (de +60 à -60)
∆E*= Différence totale de couleur.
3.9. Activité de l’eau (aW)
Pour valider la stabilité du produit à l’entreposage, l’activité de l’eau (aW) des échantillons
(3 g) de larves broyées a été mesurée à l'aide d'un analyseur d’humidité halogène (Mettler
Toledo HR73; AQUA LAB, Guelph, ON).
3.10. Mesure du pH
Des échantillons de 1 g de larves entières ont été dilués dans 10 mL d’eau distillée et
maintenus sur glace pour être homogénéisés (VWR, VDI 25 S41, Radnor, PA) pendant 40 s
39
à puissance 3. Le pH de la solution a été mesuré immédiatement après homogénéisation à
l'aide d'un pH-mètre (AB15 pH meter, Accumet BASIC, Thermo Fisher Scientific, , MA),
combiné une sonde de température (928 007UMD, micro-sondes ATC, Waltham, MA ;
Koniecko, 1984).
3.11. Matières sèches analytiques et cendres
Le contenu en matières sèches analytiques (%) a été obtenu après séchage des échantillons
dans un four à vide (Vaccuum Oven LAB-LINE, model 230F, Thermo Fisher Scientific,
Waltham, MA) à 98 °C (AOAC, 934.01; 2016). L’incinération pour la détermination du
contenu en cendre a été effectuée à 600 °C selon la méthode de l’AOAC 942.05 ; 1998
(Lindberg/Blue M LGO, model BF518, Box Furnace, Thermo Scientific, Asheville, NY).
Les analyses ont été réalisées en triplicata pour chaque échantillon de larves brutes,
prétraitées et séchées entières et broyées.
3.12. Analyse des lipides et protéines brutes
La teneur en protéines brutes a été déterminée sur 0,1 g d’échantillon de farine de larves par
la méthode de Dumas (AOAC 934.01, 2016); grains et oléagineux (AOAC 992.05, 1998)
avec l’appareil (TruSpec N Leco, St. Joseph, Michigan). Le facteur de conversion de l’azote
en protéine Kp = 4.76 a été utilisé pour les calculs selon Jansen et al. (2017).
La teneur en lipides bruts de la farine de larves a été analysée sur 0,5 g d’échantillon dans
des sacs filtrants XTA (méthode 1 02-10-09; Ankom Technology, NY). De la terre diatomée
(0,5 g) a été ajoutée aux échantillons, car leur teneur en lipides était plus élevée que 20 %
ainsi cela a permis de mieux extraire les lipides (Ankom Technology, 2018). Une étape
d’hydrolyse a été effectuée avec un hydrolyseur (Ankom HCl instrument, Ankom
Technology, NY) en présence de 500 ml de l’acide chlorhydrique (HCl), pendant deux heures
à 90°C. Une fois la digestion acide terminée, les sacs ont été pressés sur des papiers essuie-
tout pendant deux minutes à l’aide du buvard Ankom. Ils ont ensuite été séchés pendant deux
heures à 110°C dans un séchoir à air pulvérisé (ANKOM RD drayer, Ankom Technology,
NY) et par la suite placés toute la nuit dans un four à 100°C avant d’être pesés. Les lipides
des échantillons hydrolysés ont été ensuite extraits avec l’appareil XT15 (ANKOM
Technology, NY) à une température de 90 ± 2,0 °C pour deux heures en présence d'éther
40
éthylique. Les échantillons ont été évaporés sous la hotte et placés pendant la nuit (16 heures)
dans un four à 100 °C, puis gardés au dessiccateur une demi-heure avant d’être pesés. Le
pourcentage de lipides a été ensuite déterminé par la formule ci-dessous :
Lipides bruts = 100 x ((W2-(W3 + (W blanc initial-W blanc final)) /W1
où:
W1 = poids initial de l'échantillon
W2 = poids de l'échantillon et du sac après hydrolyse
W3 = poids de l'échantillon et du sac après extraction
W blanc initial = poids du sac initial
W blanc final = poids du sac sans échantillon après extraction.
3.13. Oxydation des lipides
L’analyse des composés primaires de l’oxydation des lipides a été déterminée par une
méthode modifiée de xylénol orange oxydation ferreux (FOX) pour les larves de mouches
soldats noires qui permet de quantifier les hydroperoxydes (Herma-Lima et al., 1995; Grau
et al., 2000). L’analyse des composés secondaires de l’oxydation des lipides a été réalisée
par la méthode TBARS (Thiobarbituric Acid Reactive Substances) mise au point par Yagi
en 1976, mais adaptée pour les insectes (Joanisse et Storey, 1998), qui permet de doser le
malonaldéhyde (MDA).
Brièvement 3,5 g de larves humides ou 1,0 g de farine de larves séchées ont été homogénéisés
(VDI 25, VWR, Radnor, PA) sur glace (45 s ou 1 min à puissance 3 pour la farine de larves
et les larves fraîches, respectivement) dans un tube conique de 50 ml contenant 5 ml de
méthanol de grade HPLC (1:5 m/v). L’homogénat a été centrifugé à 3000 g, 10 min à 4 °C
(Sorvall legend XTR, Thermo Scientific, Waltham, MA). Le surnageant a été transféré dans
des tubes coniques de 15 ml, centrifugé (3000 g, 5 min à 4 °C) et conservé sur glace à la
noirceur. Dans de nouveaux tubes, les réactifs suivants ont été ajoutés en respectant cet
41
ordre et homogénéisés par la suite : 250 μl d’une solution aqueuse de (NH4)2 Fe (SO4)2,
100 μl de 25 mM H2SO4 dans du méthanol, 100 µl d'une solution de 0,1 mM d’xylenol
orange dans du méthanol, 450 μl de méthanol et 100 μl de surnageant. (Herma-Lima et al.,
1995; Grau et al., 2000). Une courbe standard a été faite à partir d’une solution mère
d'hydroperoxyde de cumène (HPC) 1 mM et le méthanol a été utilisé comme blanc. Après
cette étape tous les tubes ont été vortexés (5 Multi-tube vortexer VX-2500, VWR, Radnor,
PA) et incubés (60 min) à la noirceur à température ambiante (21 °C) pour que la réaction
atteigne un point final stable. Ensuite, 200 μl de chaque tube ont été transférés en triplicata
dans une plaque de 96 puits et l’absorbance a été lue au spectrophotomètre (Varioskan;
Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA) à une longueur d’onde de 580 nm. À partir des
absorbances corrigées pour le blanc (Aéchantillon- Ablanc), la concentration des hydroperoxydes
lipidiques des échantillons a été calculée en utilisant l’équation de la régression linéaire de la
courbe standard de HPC. Les résultats ont été exprimés en équivalents nmoles de HPC par g
de larves.
3.13.1. Méthode TBARS
Les échantillons de larves fraîches (3,5 g/analyse) et de larves séchées (1,0 g/analyse) ont été
homogénéisés (VDI 25, VWR; puissance maximale de 3, 1 min ou 40 s, respectivement)
dans des tubes coniques de 50 ml placés dans un bain de glace avec 10 ml d’une solution
d'acide phosphorique 1,15%. Après centrifugation (3000 g, 10 min à 4 °C ; Sorvall Legend
XTR, Thermo Fisher Scientific), le surnageant a été transféré dans des tubes coniques de 15
ml, centrifugé (3000 g, 5 min à 4 °C) et conservé sur glace à la noirceur. Dans les tubes de
verre témoins négatifs, 400 μl de l’échantillon à analyser et 400 µl de HCl 3 mM ont été
ajoutés. Dans les tubes pour les échantillons à doser, 400 µl de surnageant ont été mélangés
à 400 µl de la solution de TBA (acide thiobarbiturique 1% et hydroxytoluène butylé 0,1 mM
dans une solution de NaOH 0,05 M). Dans tous les tubes, 200 µL d’une solution d'acide
phosphorique 7 % a été ajoutée puis vortexés. Une courbe standard a été faite à partir d’une
solution mère de MDA 25 µM. Les tubes ont été mis dans un bain-marie à 100 °C durant
15 min et pour ensuite être refroidis à température ambiante. Le complexe TBA-aldéhyde a
été extrait avec 1,5 ml de n-butanol. Les tubes ont été vortexés 1 min et centrifugés (2000
42
g, 5 min à 4 °C). Un aliquote de 200 µl de la phase supérieure a été transféré en triplicata
dans une plaque de 96 puits et l'absorbance a été mesurée à 532 nm et à 600 nm au
spectrophotomètre (Varioskan, Thermo Fisher Scientific). À partir des absorbances corrigées
pour le blanc (AMDA=A532-A600), la concentration de TBARS des échantillons a été calculée
en utilisant l’équation de la régression linéaire de la courbe standard de MDA. Les résultats
ont été exprimés en nmoles de MDA par g de larves.
3.14. Analyses microbiologiques
Une procédure semblable à celle décrite par Vandeweyer et al. (2017) pour les ténébrions a
été suivie pour le dénombrement microbien des larves. Chaque échantillon de larves séchées
(2 g) a été homogénéisé dans 18 ml d’eau peptonée (Difco., Becton Dickinson, Franklin
Lakes, NJ), pendant 60 s à 230 RPM à l’aide d’un Stomacher® 400C (Seward Laboratory
Systems Inc., London, UK); pour les larves décongelées, les larves vivantes ont été
homogénéisées au mélangeur domestique (25 g dans 225 mL d’eau peptonée 0,1%;
Conair™ Waring™ Laboratory Blenders: Single Speed, Fisher Scientific, Ottawa, ON), car
elles demeurent vivantes avec le Stomacher®.
Des dilutions successives (1 :10) ont été réalisées dans de l’eau peptonée (0,1%) pour le
dénombrement sur gélose (Saucier et al., 2000). Les comptes des aérobies mésophiles totaux
(AMT) ont été effectués sur le milieu Plate Count Agar (PCA; Difco Laboratories Inc.) après
incubation à 35 °C pendant 48 h (MFHPB-18 ; Santé Canada, 2001). Conformément à la
procédure décrite par Saucier et al., (2000), les bactéries lactiques présomptives (LAB) ont
été dénombrées sur gélose de Man, Rogosa et Sharp (MRS ; Difco Laboratories Inc. ; Saucier
et al., 2000) après incubation à 25 °C pendant 48 h dans des jarres anaérobiques
(AnaeroGen™ 2.5 L, AN0025A, Oxoid Company Nepean, ON). Les Pseudomonas
présomptifs ont été dénombrés sur gélose Heart Infusion Broth Agar (Difco Laboratories
Inc.) après avoir ajouté un supplément de Cétrimide-Fucidin-Céphalosporine-CFC (Oxoid,
No.SR0103E, Thermo Scientific), les plaques ont été incubées à 25 °C pendant 48 h (Koné
et al., 2018). Les Enterobacteriacea ont été dénombrés sur gélose Violet Red Bile Glucose
Agar (VRBG, DifcoTM Laboratories Inc), incubée à 37 °C pendant 24 h. Les coliformes ont
été dénombrés sur gélose Violet Red Bile Agar (VRBA, DifcoTM Laboratories Inc), les
43
plaques ont été incubées à 37 °C pendant 24 h. Le compte de Listeria spp. a été réalisé sur
gélose PALCAM (Milipore Sigma, St. Louis, MO). Le dénombrement des E. coli a été
effectué à l’aide de plaques 3M Petrifilm™ (3M Food Safety, London, ON) après incubation
à 37 °C pendant 18-24 h (MFHPB-34 ; Santé Canada, 2013). Les levures et moisissures ont
été dénombrées sur gélose Rose Bengal Agar (DifcoTM Laboratories Inc.) après ajout de 0,05
g de chloramphenicol dilué dans 2 ml d'éthanol à 95% (Xi'an Henrikang Biotech Co., Ltd.
GA13183, Shaanxi, Chine).
et incubation en conditions aérobies à 25 °C pendant sept jours. Le compte de Clostridium
spp. a été réalisé sur gélose Reinforced Clostrial Broth (HiMedia Laboratories, Mumbai,
Inde) incubée à 36°C pendant 48 h (MFHPB-01, Santé Canada, 2018), dans des jarres
anaérobiques (AnaeroGen™ 2.5 L, AN0025A, Oxoid). Toutes les analyses microbiologiques
ont été effectuées en duplicata sur un minimum de trois échantillons pour les larves séchées,
9 pour les fraîches décongelées et les unités formant une colonie (ufc) ont été transformées
en logarithme en base10 par g de poids de larves (log10 ufc/g ; Gill, 2000).
3.15. Entreposage
Après l’application des différentes méthodes de prétraitements et de séchages à différents
temps, les larves ébouillantées pendant 4 min à 100°C suivies d'un séchage à air chaud à
60°C pendant 6 h ont été soumises à un test d’entreposage. Treize échantillons de larves
entières séchées de 22 g chacun ont été emballés (Whirl-pak, Nasco, Fort Atkinson, WI) et
entreposés pendant 30 jours à la noirceur dans un incubateur (model 1320, VWR
Manufacturing, Inc., Sheldon, OR) à température pièce (21,6 ± 0,4°C). Des analyses
physicochimiques, nutritionnelles et microbiologiques ont été réalisées au jour zéro en
triplicata pour les témoins et en quintupla au jour 15 et au jour 30 pour les larves entreposées
(Klunder et al., 2012).
44
3.16 Analyse statistique
Pour déterminer l’effet des prétraitements et les méthodes de séchage sur la charge
microbienne, les dénombrements ont d’abord été transformés en logarithme. Ces résultats,
de même que ceux sur la qualité du produit, ont été soumis à une analyse de variance
(ANOVA) à deux facteurs pour voir l’interaction entre les prétraitements et le séchage, une
ANOVA à un facteur pour les méthodes de séchage (air chaud, lyophilisation) avec le logiciel
R Studio (R version 3.5.1 (2018-07-02), suivie d’un test de Tukey HSD pour comparer les
différents prétraitements en fonction des méthodes de séchage. Les Tests de Shapiro et de
Bartlett ont été utilisés pour vérifier respectivement la normalité des résidus et l’homogénéité
des variances. Les transformations : logarithmiques ont été réalisées sur les paramètres
(couleur L*, a*, b*, matières sèches, lipides, protéines, aw, cendre) n’ayant pas respectés les
postulats. Le temps (J0, J15 et J30) a été pris en considération pour le test d’entreposage.
Tous les paramètres ont été analysés en trois répétitions (prétraitements et séchages), en cinq
répétitions pour le test d’entreposage et les résultats exprimés en moyenne ± écart type. Les
différences significatives ont été considérées à P < 0,05.
3.17 Résultats
3.17.1. Caractérisation initiale (avant déshydratation) des larves de mouches soldats
noires
3.17.1.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Les résultats des propriétés physicochimiques des larves brutes et après différents
prétraitements sont présentés au tableau 3.1. Les larves brutes ont montré des pH proches de
la neutralité (6,5 à 6,8). Cependant, lorsque blanchi et ébouillanté, le pH des larves a
augmenté (pH = 8,5 à 8,9) comparativement aux larves brutes. À l'opposé, plus le
prétraitement d'ébouillantage des larves était prolongé, plus les teneurs en MS étaient faibles
(MS = 21,5% vs. 18,6% pour les larves blanchies 40s et ébouillantées 8 min, respectivement).
45
En ce qui concerne l’oxydation lipidique, bien qu’on observe une diminution des FOX et de
TBARS avec les traitements thermiques, la différence n’est pas significative entre les
différents traitements ; seulement le blanchiment et l’ébouillantage à 6 et 8 min sont
significativement différents des larves brutes. La teneur en cendres des larves prétraitées est
comparable à celles des larves brutes (10,4%). Les prétraitements utilisés dans ce projet ont
influencé la couleur. Les valeurs les plus élevées de la valeur L*, qui représente la luminosité,
ont été obtenues chez les larves fraîches décongelées (49,15 ± 0,11; Tableau 3.1), de même
que pour la valeur a* (3,71 ± 0.10) et b* (20,06 ± 0,22) tandis que des valeurs plus basses
ont été observées chez les larves prétraitées. Enfin, tous les paramètres de couleurs mesurés
(L*, a*, b*, ∆E) sur les larves ont été affectés par les types de prétraitement (P ˂ 0,001). La
valeur a* diminue significativement avec la sévérité du traitement thermique (P < 0,05)
indiquant que l’intensité du rouge s’atténue. Les prétraitements ont affecté de façon
significative (P <0,001) tous les paramètres mesurés sur les larves de mouches. Les méthodes
de séchages n'ont pas eu d'impact sur la composition proximale des larves (MS, cendres,
protéines et lipides), mais ont affecté de façon significative la qualité physique des farines
(pH, aw, couleur) ainsi que le niveau d'oxydation des lipides.
3.17.1.2. Aspects microbiologiques avant déshydratation
Les résultats concernant les charges microbiennes avant et après prétraitements sont
présentés au tableau 3.2. La charge microbienne des larves fraîches décongelées en aérobes
mésophiles totaux (8,28 ± 0,01 log ufc/g) a diminué significativement en fonction des
prétraitements P ˂ 0,001). Pour l’ensemble des dénombrements microbiens, les réductions
logarithmiques les plus importantes ont été obtenues par ébouillantage et ont atteint 3,03 log
ufc/g pour les Pseudomonas spp. chez les larves ébouillantées 8 min. Pour toutes les bactéries
à l’étude, une réduction supérieure à 1 log a été observée avec des prétraitements par
ébouillantage sauf pour les larves ébouillantées 2 min qui ont donné une réduction
logarithmique en Pseudomonas spp. inférieure à 1 log (0,80 ufc/g). Le traitement par
blanchiment (40 s) n’a pas été suffisant pour réduire la charge microbienne d’au moins 1 log,
par rapport aux larves de référence (témoin non traités, décongelées), pour toutes les
bactéries, sauf les AMT où la réduction a atteint 1,06 log.
46
Tableau 3.1. Propriétés physicochimiques des larves de mouches soldats noires après prétraitement1.
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2
Brutes
fraîches3
40 s
2 min 4 min 6 min 8 min
pH 6,47 ± 0,07e 8,64 ± 0,12b 8,87 ± 0,03a 8,79 ± 0,17a 8,49 ± 0,09c 8,54 ± 0,08c
MS% 22,09 ± 0,14b 21,47 ± 0,42b 20,99 ± 0,33bc 19,99 ± 0,21cd 19,78 ± 0,11d 18,57 ± 0,72e
Cendres, % 10,35 ± 0,06a 10,22 ± 0,06a 10,34 ± 0,34a 10,44 ± 0,30a 9,86 ± 0,66a 10,39 ± 0,28a
FOX (nmol eq. HPC/g) 198,44±30,25ab 152,01 ±5,80b 210,36±39,60ab 175,03±36,18ab 158,16±53,72b 148,63± 15,75b
TBARS (nmol MDA/g) 58,88 ± 4,09b 46,01±3,65c 53,33 ± 1,46bc 49,74 ± 4,88c 46,07 ± 0,40c 44,47 ± 2,50c
L* 49,15 ± 0,11a 37,51± 0,40b 31,38 ± 1,21d 31,54 ± 0,03d 38,36 ± 0,06b 33,80 ± 0,17c
a* 3,71 ± 0,10a 2,78 ± 0,13b 1,03 ± 0,17d 1,68 ± 0,03c 1,39 ± 0,02c 1,44 ± 0,02c
b* 20,06 ± 0,22a 13,49 ± 0,04bc 7,95 ± 0,33d 7,08 ± 0,05e 8,47 ± 0,05c 8,27 ± 0,12cd
ΔE4 0,00 ± 0,00f 13,08 ± 0,04d 21,64 ± 1,12a 21,93 ± 0,02a 15,92 ± 0,06c 19,44 ± 0,16b
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n= 6. Sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne sont pas différentes
significativement (p < 0,05). 2 FOX = xylénol orange- oxydation ferreux; TBARS = Thiobarbituric Acid Reactive Substances (substances réactives à l'acide thiobarbiturique); eq. = équivalent;
HPC = hydroperoxide de cumène; MDA= malonaldéhyde; les résultats sont exprimés sur base sèche. 3 Larves fraîches décongelées avant séchage. 4 ΔE= [(L*
réf.-L*traitées)2 (a*
réf-a*traitées)2 (b*
réf-b*traitées)2]1/2, indique la différence de couleur par rapport aux larves fraîches décongelées.
47
Tableau 3.2. Dénombrement microbien (log ufc/g) des larves de mouches soldats noires non traitées et après prétraitement1.
Avant Séchage
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2 Brutes
Fraîches BH3
Brutes
Fraîches BS3
Perforées
BS
40 s
BS
2 min
BS
4 min
BS
6 min
BS
8 min
BS
AMT 8,28 ± 0,015 8,96 ± 0,01a 8,38 ± 0,00b
(0,58)4
7,90 ± 0,02c
(1,06)
7,78 ± 0,01d
(1,18)
7,27 ± 0,02e
(1,39)
6,92 ± 0,01f
(2,04)
6,72 ± 0,05g
(2,24)
Pseudomonas spp. 7,81 ± 0,10 8,42 ± 0,01a 8,03 ± 0,01b
(0,39)
7,71 ± 0,02c
(0,71)
7,62 ± 0,02d
(0,80)
7,24 ± 0,04e
(1,18)
6,96 ± 0,02f
(1,46)
5,39 ± 0,05g
(3,03)
LAB 7,71 ± 0,15 8,26 ± 0,01a 7,80 ± 0,00b
(0,46)
7,54 ± 0,03c
(0,72)
7,07 ± 0,06d
(1,19)
6,76 ± 0,06e
(1,50)
5,85 ± 0,05f
(2,41)
5,50 ± 0,05g
(2,76)
Enterobacteriaceae 6,56 ± 0,23 6,92 ± 0,03a 6,40 ± 0,02c
(0,52)
6,47 ± 0,01b
(0,45)
5,85 ± 0,02d
(1,07)
5,71 ± 0,03e
(1,21)
5,40 ± 0,09f
(1,52)
5,30 ± 0,01g
(1,62)
Coliformes 6,59 ± 0,26 6,92 ± 0,00b 7,09 ± 0,01a
(-0,17)
6,43 ± 0,02c
(0,49)
5,89 ± 0,06d
(1,03)
5,73 ± 0,04e
(1,19)
5,53 ± 0,04f
(1,39)
5,00 ± 0,04g
(1,92) Listeria spp. 6,49 ± 0,07 7,49 ± 0,01a 7,06 ± 0,16b
(0,43)
6,83 ± 0,04c
(0,66)
6,24 ± 0,07d
(1,25)
5,85 ± 0,05e
(1,64)
5,54 ± 0,12f
(1,95)
5,62 ± 0,07g
(1,87)
Escherichia coli 6,19 ± 0,01 7,52 ± 0,47a 7,39 ± 0,03b
(0,13)
ND ND ND ND ND
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types en base humide, n = 9, ND= Non déterminé. Sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne
sont pas différentes significativement (p < 0,05). 2 AMT= aérobes mésophiles totaux, LAB= bactéries lactiques. 3 BH= Base humide, BS= base sèche. Les résultats pour les larves brutes fraîches décongelées exprimés sur base humide ne font pas partie des comparaisons
multiples, elles nous donnent une idée de la contamination initiale de la matière première. Tous les autres résultats sont exprimés en base sèche pour faciliter la
comparaison avec le produit final séché. 4 Les résultats entre parenthèses représentent les réductions logarithmiques entre les larves brutes fraîches et celles prétraitées sur base sèche. Les réductions > 1
Log sont en caractère gras. 5 Contamination initiale des larves fraîches décongelées non traitées (témoin).
48
3.17.2. Courbes de séchage
La diminution de la teneur en eau en fonction du temps est présentée à la figure 3.1 pour le
séchage à air chaud et à la figure 3.2, pour la lyophilisation. Les prétraitements ont eu une
incidence sur le temps de séchage. Par exemple, lors des essais de séchage à air chaud (figure
3.1), et pour une teneur en eau de 0,1g d’eau/g de matières sèches, seulement 4 h ont été
nécessaire pour sécher des larves ébouillantées durant 8 min, tandis qu’il a fallu 12 h pour
les larves brutes non traitées.
Le séchage des larves par lyophilisation à 40°C de température de tablette (14-72h) a été très
lent comparé au séchage à air chaud à 60°C (4-12h). Par exemple, lors des essais de
lyophilisation, une teneur en eau de 0.1 g d’eau/g de matières sèche n’a été atteinte qu’après
14 h chez les larves ébouillantées 8 min et plus de 72 h, pour les brutes (témoin, sans
prétraitement). L’effet du prétraitement sur la réduction de la teneur en eau résiduelle est
significatif par rapport aux échantillons non-traités et ce pour les deux méthodes de séchage
étudiées (air chaud et lyophilisation).
Les temps optimaux de séchage, la réduction de temps de séchage grâce aux prétraitements
et la teneur en eau résiduelle des larves BSF sont résumés dans le tableau 3.3. Il faut de 2 à
6 fois plus de temps pour sécher les larves par lyophilisation comparativement au séchage au
four à 60 °C.
49
Figure 3.1. Courbe de séchage à air chaud (60 ℃) des larves d mouches soldats noires
selon les prétraitements appliqués. Ébouil. = ébouillantées.
Figure 1.2. Courbe de séchage par lyophilisation des larves de mouches soldats noires
selon les prétraitements.
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 2 4 6 8 10 12
X/X
0
Temps (h)
Brutes séchées
Perforées
Blanchies 40 s
Ébouil. 2 min
Ébouil. 4 min
Ébouil. 6 min
Ébouil. 8 min
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 20 40 60 80
X/X
0
Temps (h)
Brutes séchées
Perforées
Blanchies 40 s
Ébouil. 8 min
50
Tableau 3.3. Temps optimaux de séchage, réduction du temps de séchage et teneur en
eau des larves selon la méthode de séchage.
Traitements
Temps de séchage (h)
Pour obtenir un niveau
de 10% X∕X0 dans tous
les échantillons (n= 3)
Réduction du temps
de séchage (%)
Teneur en eau x/x0
(g d’eau/ g de MS)
Air chaud
Brutes (témoin) 12 --- 0,03 ± 0,01b
Perforées 10 16,7 0,02 ± 0,01
Blanchies 40s 8 33,3 0,02 ± 0,00
Ébouila. 2 min 6 50,0 0,02 ± 0,00
Ébouila. 4 min 6 50,0 0,02 ± 0,00
Ébouila. 6 min 6 50,0 0,02 ± 0,00
Ébouila. 8 min 4 66,7 0,01 ± 0,03
Lyophilisation
Brutes (témoin) 72 --- 0,05 ± 0,02
Perforées 24 66,7 0,03 ± 0,02
Blanchies 40s 48 33,3 0,03 ± 0,01
Ébouila. 8 min 14 80,6 0,03 ± 0,01
a Ébouillantées ; b ± écart type.
51
3.17.3. Qualité des larves après la déshydratation
3.17.3.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Après séchage à air chaud ou lyophilisation, les larves ont été soumises à l’analyse des
propriétés physicochimiques les résultats ont été reportés dans les Tableaux 3.4 et 3.5,
respectivement.
Comme après l'étape de prétraitements, les pH des larves brutes et perforées étaient
faiblement acides comparés aux larves blanchies et ébouillantées qui étaient faiblement
basiques et ce, quelle que soit la méthode de séchage utilisée (air chaud, lyophilisation). De
la même façon, des teneurs plus élevées en MS chez les ébouillantées (tous les temps
compris) comparées aux larves brutes ont été observées. De plus, les teneurs en MS étaient
plus faibles chez les larves perforées comparées aux larves brutes lorsque séchées à air chaud
(tableau 3.4) ; elles étaient légèrement supérieures à la suite des essais de lyophilisation
(perforée = 89,7%) comparativement à celles des larves brutes, sans prétraitement (85,8%;
tableau 3.5).
Les valeurs de l’activité de l’eau obtenues pour les différents prétraitements étaient
significativement différentes et diminuaient pour les larves ayant subi un temps
d’ébouillantage plus long (6 et 8 min). Aussi, les taux en matières sèches, étaient
significativement différents (P ˂ 0,05), plus élevés chez les larves prétraitées par rapport au
témoin (brutes). Les teneurs en lipides et en protéines ont montré des différences
significatives avec un P ˂ 0,01 pour tous les prétraitements. Les larves perforées ont donné
des valeurs plus faibles en teneur en lipide.
Les résultats pour les cendres à la suite de la lyophilisation et au séchage à air chaud semblent
être contradictoires. Avec la sévérité du traitement thermique (> 4 min), les teneurs en
cendres diminuent chez les larves séchées à air chaud alors que l'inverse a été observé lors
des essais de lyophilisation.
À la suite du séchage à air chaud, les larves brutes, perforées et ébouillantées 8 min
présentaient des indices d’oxydation primaire des lipides plus élevés que les autres
52
prétraitements (Tableau 3.4), alors que des signes d'oxydation secondaires n'étaient observés
que chez les larves brutes et perforées. À l'opposé, après la lyophilisation (Tableau 3.5), ce
sont les larves ébouillantées 8 min qui ont eu des valeurs en FOX inférieures aux autres
traitements et aucune différence significative des indices d'oxydation secondaires (TBARS)
n'a été observée pour le séchage à air chaud ou pour la lyophilisation également.
Tout comme après l'étape des prétraitements, tous les paramètres de couleurs mesurés (L, a,
b, ∆E) sur les larves ont été affectés par les types de prétraitement et de séchage (P ˂ 0,001).
Alors que les larves brutes et perforées (L = 25,3 et 22,9, respectivement) étaient plus foncées
que les larves des autres traitements (L = 32,4 à 40,8 pour les larves ébouillantées) après
séchage à air chaud, ce sont les larves brutes et blanchies 40s qui l'ont été après les essais de
lyophilisation (Voir Annexe).
3.17.3.2. Qualité microbiologique des larves après séchage
La charge microbienne après chaque procédé de séchage est présentée aux Tableaux 3.6 et
3.7. Les résultats montrent que les méthodes de séchage à elles seules ont réduit la charge
microbienne des larves de l'ordre de 3,56 à 4,35 log ufc/g pour le séchage à air chaud (tableau
3.6) et de 1,51 à 2,69 log ufc/g pour le séchage par lyophilisation (tableau 3.7). Ainsi, on
observe une différence significative (p ˂ 0,001) entre les larves brutes séchées, blanchies et
ébouillantées. Les réductions logarithmiques (3 à 4 log ufc/g) les plus élevées ont été
obtenues à partir du blanchiment 40s et tous les temps d’ébouillantage pour tous les microbes.
Les charges microbiennes des larves brutes séchées et trouées sont restées pratiquement les
mêmes pour tous les types de microbes (Tableau 3.6). Des réductions de l’ordre de 3 à 4 log
ont été obtenues seulement avec les larves prétraitées (40s, 8 min) indépendamment de la
méthode de séchage, pour tous microbes avec des différences significatives observées à
P ˂ 0,001. Les charges bactériennes des larves brutes et trouées n’ont été réduites que de 1
à 2 log même après lyophilisation (Tableau 3.7).
3.17.3.3. Impact global de la transformation sur la qualité et l'innocuité des larves
Les valeurs p des ANOVAs à 2 facteurs obtenus pour les différents paramètres
physicochimiques et nutritionnels chez les larves prétraitées et séchées aux temps optimaux
53
sont présentées au tableau 3.8. Pour tous les paramètres mesurés, une interaction entre les
prétraitements et les méthodes de séchage (P x S) a été observée.
Les valeurs p des ANOVAs à 2 facteurs obtenus pour les différents dénombrements
bactériens chez les larves prétraitées et séchées aux temps optimaux sont données au tableau
3.9. Les interactions entre les prétraitements, les méthodes de séchage (P x S) ainsi que l’effet
des prétraitements et des méthodes de séchage étaient significativement différentes (p ˂
0,001) pour tous les dénombrements effectués sur les larves. Seule l’interaction entre les
prétraitements et les méthodes de séchage (P x S) pour les levures et moisissures n’était pas
significative (P > 0,05).
54
Tableau 3.4. Propriétés physicochimique et nutritionnelles des larves de mouches soldats noires après séchage à air chaud (60 ℃;
X/X0 < 0,1)1.
Séchage à air chaud
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2 Brutes
Séchées3 Perforées 40 s
2 min 4 min 6 min 8 min
pH 6,69 ± 0,16d 6,49 ± 0,04d 8,41 ± 0,02b 8,03 ± 0,10c 8,84 ± 0,02a 8,11 ± 0,07bc 8,36 ± 0,23b
aw 0,35 ± 0,01a 0,34 ± 0,01ab 0,24 ± 0,01c 0,37 ± 0,05a 0,31 ± 0,01ab 0,29 ± 0,01b 0,29 ± 0,01b
MS % 88,07 ± 1,11e 82,02 ± 3,28f 94,63 ± 0,21ab 91,72 ± 0,73cd 95,10 ± 0,16a 93,26 ± 0,18abc 90,81 ± 1,50cd
Cendres, % 10,35 ± 0,06a 10,05 ± 0,44a 9,20 ± 0,03ab 9,07 ± 0,05ab 8,16 ± 0,11b 8,70 ± 0,09b 8,99 ± 0,40b
Protéines, % 39,99 ± 1,06a 38,69 ± 1,00ab 36,50 ± 0,32cd 37,73 ± 0,61abc 35,43±0,04d 38,03 ± 0,32abc 37,50 ± 1,22bc
Lipides, % 24,27 ± 0,40b 18,67 ± 2,22c 25,03 ± 0,34ab
23,75 ± 1,02b 29,06 ± 0,35a 24,44 ± 0,53b 25,85 ± 3,53a
FOX (nmol eq.
HPC/g) 1427,7 ±48,1b 1412,7 ± 103,3b
488,89 ± 14,38cd
473,1 ± 40,03d 368,53 ±30,41d 603,89 ± 41,71c
1934,90 ± 178,7a
TBARS (nmol
MDA/g) 142,24 ±3,83a 132,54 ± 7,83a 54,34 ± 2,05cd
61,35 ± 7,48c 43,00 ± 1,06d 66,16 ± 5,15c 91,28 ± 2,84b
L* 25,29 ±4,88bc 22,85 ± 1,72c 40,77 ± 1,06a 28,43 ± 4,78bc 32,40 ± 3,28ab 35,23 ± 3,25ab 34,11 ± 2,28ab
a* 3,62 ± 0,15b 3,99 ± 0,59a 3,70 ± 0,64b 3,66 ± 0,63b 3,79 ± 0,31c 3,08 ± 0,26c 2,38 ± 0,32d
b* 5,22 ± 0,23e 19,10 ± 0,87a 14,01 ± 0,54b 14,00 ± 0,54c 13,40 ± 0,24c 13,89 ± 1,20c 10,81 ± 1,34d
ΔE4 Référence5 6,00 ± 3,21c 19,13 ± 2,50a 14,35 ± 5,01b 16,30 ± 3,62b 16,52 ± 3,61ab 15,71 ± 4,01b
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n= 3 sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne sont pas différentes significativement (p < 0,05). 2 aw = Activité de l’eau, MS = matières sèches, FOX = xylénol orange- oxydation ferreux, TBARS= Thiobarbituric Acid Reactive Substances (substances réactives à l'acide
thiobarbiturique),
eq = équivalent, HPC = hydroperoxide de cumène, MDA = Malonaldéhyde; les résultats sont exprimés sur base sèche. 3 Larves séchées sans traitement préalable. 4 ΔE = [(L*
réf-L*traitées)2 (a*
réf-a*traitées)2 (b*
réf-b*traitées)2]1/2, indique la différence de couleur par rapport aux laves fraîches décongelées.
5 couleur initiale.
55
Tableau 3.5. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles (%, base sèche) des larves de mouches soldats noires après séchage
par lyophilisation (40 °C; X/X0 < 0,1)1.
Lyophilisation
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2 Brutes séchées
3 Perforées 40 s 8 min
pH 6,18 ± 0,07c 6,79 ± 0,08b 8,08 ± 0,38a 8,58 ± 0,36a
aw 0,37 ± 0,02a 0,28 ± 0,01c 0,26 ± 0,01c 0,33 ± 0,01b
MS % 85,83 ± 1,53c 89,74 ± 0,91b 92,62 ± 0,76a 91,30 ± 0,51a
Cendres, % 8,76 ± 0,12d 9,40 ± 0,09b 10,02 ± 0,10a 9,06 ± 0,06c
Protéines (Kp = 4.76), % 38,46 ± 0,48a 37,10 ± 0,30b 37,33 ± 0,17b 38,62 ± 0,50a
Lipides, % 23,25 ± 0,50a 18,74 ± 0,47b 20,69 ± 1,90ab 21,72 ± 0,78a
FOX (nmol eq HPC/g) 1937,67 ± 132,14a 1213,76 ± 36,25b 1162,73 ± 89,48b 596,87 ± 56,91c TBARS (nmol MDA/g) 62,16 ± 4,82b 80,01 ± 4,37a 65,82 ± 13,93b 58,77 ± 11,03b
L* 43,44 ± 1,94b 56,08 ± 0,59a 47,04 ± 2,71b 59,82 ± 5,30a
a* 3,88 ± 0,49a 1,81 ± 0,02c 2,97 ± 0,16b 3,86 ± 0,03a
b* 17,71 ± 0,21a 16,71 ± 0,01ab 14,88 ± 1,39bc 13,46 ± 0,07c
ΔE4 0,00 ± 0,00b 12,24 ± 0,51b 16,12 ± 0,02b 18,71 ± 0,04a
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n = 3, ND= Non déterminé. Sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne sont pas
différentes significativement (p < 0,05). 2 aw = Activité de l’eau, MS = matières sèches, FOX = xylénol orange- oxydation ferreux, TBARS = Thiobarbituric Acid Reactive Substances (substances réactives
à l'acide thiobarbiturique),
Eq = équivalent, HPC = hydroperoxyde de cumène, MDA = Malonaldéhyde, Kp = Facteur de conversion; les résultats sont exprimés sur base sèche. 3 Larves séchées sans traitement préalable. 4 ΔE = [(L*
ref-L*traitées)2 (a*
ref-a*traitées)2 (b*
ref-b*traitées)2]1/2, indique la différence de couleur par rapport aux larves fraîches décongelées.
56
Tableau 3.6. Dénombrement microbien (log ufc/ g des larves de mouches soldats noires prétraitées après séchage à air chaud1.
Après séchage
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2 Brutes
Fraîches BS3
Brutes
Séchées
Perforées 40 s 2 min 4 min 6 min 8 min
AMT 8,95 ± 0,01 5,39 ±0,01ab
(3,56)4
5,47±0,00a
(3,48)
5,29±0,01ab
(3,66)
5,18 ± 0,01b
(3,77)
4,92 ± 0,01c
(4,00)
4,52± 0,02d
(4,43)
4,21±0,08e
(4,74)
Pseudomonas spp. 8,41 ± 0,02 4,98 ± 0,01b
(3,43)
5,08 ± 0,01a
(3,33)
5,11 ± 0,01a
(3,30)
4,87 ± 0,04c
(3,54)
4,72 ± 0,02d
(3,69)
4,33 ± 0,02f
(4,08)
3,47± 0,05e
(4,94)
LAB 8,25 ± 0,03 4,50 ± 0,12ab
(3,75)
4,74 ± 0,04a
(3,51)
4,64 ± 0,21a
(3,61)
4,58± 0,02ab
(3,67)
4,35± 0,05bc
(3,90)
4,12± 0,06c
(4,13)
3,46± 0,05d
(4,79)
Enterobacteriacea 6,94 ± 0,04 3,31 ± 0,02a
(3,63)
3,69 ±0,05a
(3,25)
3,78 ± 0,01a
(3,16)
3,37± 0,01ab
(3,57)
3,24± 0,02ab
(3,69)
2,83± 0,03b
(4,11)
2,71 ±0,05b
(4,23)
Coliformes 6,92 ± 0,04 3,25±0,02c
(3,67)
3,52±0,07b
(3,40)
3,71 ± 0,03a
(3,21)
3,20 ±0,00c
(3,72)
3,17±0,01c
(3,75)
2,84±0,05d
(4,08)
2,56± 0,08e
(4,36) Listeria spp. 7,48 ± 0,03 3,55 ± 0,03bc
(3,93)
4,12 ± 0,01a
(3,36)
4,10 ± 0,01a
(3,38)
3,55 ±0,07bc
(3,93)
3,64 ± 0,11b
(3,84)
3,40 ±0,07c
(4,08)
2,92± 0,03d
(4,56)
Escherichia coli 7,19 ± 0,50 2,84 ± 0,04cd
(4,35)
3,49 ±0,02b
(3,70)
3,65 ± 0,02a
(3,54)
3,27±0,02c
(3,92)
2,79 ± 0,08d
(4,40)
2,61± 0,02e
(4,58)
2,36 ± 0,10f
(4,83)
Clostridium spp. 5 ND 5,19 ± 0,01a 5,04 ±0,00b 4,88 ± 0,00c 4,69 ±0,01d 4,50 ± 0,01e 4,30 ±0,02f 4,11 ±0,02g
Levures et moisissures5 ND 4,83 ± 0,00a 4,67±0,04b 4,46 ± 0,03c 4,36 ± 0,03c 4,09 ± 0,03d 3,41± 0,07e 2,92 ± 0,07f
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types, n= 9 pour les larves fraîches et n= 3 pour les séchées, ND= Non déterminé. Sur une même ligne, les valeurs
ayant une lettre identique ne sont pas significativement différentes (p < 0,05). 2 AMT= aérobes mésophiles totaux, LAB= bactéries lactiques. 3 BS = Base sèche 4 Les valeurs entre parenthèses représentent les réductions logarithmiques entre les larves brutes fraîches décongelées et celles sèches, sur base sèche. 5 Les analyses ont été effectuées seulement sur les larves séchées. Les réductions > 1 log sont en caractère gras.
57
Tableau 3.7. Dénombrement microbien (log ufc/ g) des larves de mouches soldats noires prétraitées après lyophilisation1.
Après lyophilisation
Blanchiment Ébouillantage
Paramètres2 Brutes
Fraîches BS3
Brutes
Séchées
Perforées 40 s séchées 8 min séchées
AMT 8,97 ± 0,01
7,46 ± 0,00a (1,51)4
7,47 ± 0,01a (1,50)
5,29 ± 0,01b (3,68)
4,96 ± 0,01c (4,01)
Pseudomonas spp. 8,43 ± 0,01 7,30 ± 0,01a
(1,13)
7,17 ± 0,01b
(1,26)
5,26 ± 0,01c
(3,17)
4,94 ± 0,01d
(3,49) LAB 8,26 ± 0,00 6,97 ± 0,01a
(1,29)
6,72 ± 0,03b
(1,54)
4,58 ± 0,04c
(3,68)
4,55 ± 0,02c
(3,71)
Enterobacteriaceae 6,90 ± 0,01 5,35 ± 0,05a (1,55)
5,44 ± 0,07a (1,46)
3,21 ± 0,05b (3,69)
3,03 ± 0,02c (3,87)
Coliformes 6,92 ± 0,02 5,24 ± 0,05a
(1,68)
5,33 ± 0,07a
(1,59)
3,11 ± 0,04b
(3,81)
3,03 ± 0,02b
(3,89)
Listeria spp. 7,49 ± 0,04 6,34 ± 0,01a (1,15)
6,16 ± 0,03b (1,33)
4,06 ± 0,06c (3,43)
3,41 ± 0,06d (4,08)
Escherichia coli 7,86 ± 0,02 5,17 ± 0,04a
(2,69)
5,36 ± 0,02b
(2,50)
3,13 ± 0,02c
(4,73)
2,91 ± 0,03d
(4,95) Clostridium spp.
5 ND 5,02 ± 0,01a 4,95 ± 0,01b 4,90 ± 0,01c 4,20 ± 0,03d
Levures et moisissures5 ND 4,90 ± 0,01a 4,71 ± 0,03b 4,49 ± 0,01c 3,03 ± 0,05d
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n= 3, ND= Non déterminé. Sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne sont pas
différentes significativement (p < 0,05). 2 AMT = aérobes mésophiles totaux, LAB= bactéries lactiques. 3 BS = Base sèche. 4 Les valeurs représentent les réductions logarithmiques entre les larves fraîches et celles séchées, sur base sèche. 5 Les analyses ont été effectuées seulement sur les larves séchées. Les réductions > 1 log sont en caractère gras.
58
Tableau 3.8. Différentes valeur-p1 entre le prétraitement (P) et le séchage (S) des larves
de mouches soldats noires prétraitées et séchées pour les propriétés physicochimiques
et nutritionnelles.
1 *, ** et *** pour les valeurs de p ˂ 0,05, p ˂ 0,01 et p ˂ 0,001, respectivement. NS = Non significatif.
2 aw = Activité de l’eau, MS = Matières sèches, FOX = xylénol orange- oxydation ferreux, TBARS = Thiobarbituric Acid Reactive Substances
(substances réactives à l'acide thiobarbiturique), eq = équivalent, CHP= cumène hydroperoxyde, MDA= malonaldéhyde; les résultats sont
exprimés sur base sèche.
3 Prétraitement = larves blanchies 40 s, larves ébouillantées 2, 4, 6 et 8 min/100 °C et les larves trouées.
4 Séchage= séchage à air chaud et lyophilisation.
5 P*S = Interaction prétraitement-séchage (air chaud et lyophilisation).
6 ΔE= [(L*ref-L*
traitées)2 (a*ref-a*
traitées)2 (b*ref-b*
traitées)2]1/2, indique la différence de couleur par rapport aux larves fraîches.
Tableau 3.9. Différentes valeur-p1 entre les prétraitements (P) et le séchage (S) des
larves de mouches soldats noires prétraitées et séchées pour les comptes microbiens.
Paramètres2 Prétraitement3 Séchage4 P*S5
AMT *** *** ***
Pseudomonas spp. *** *** ***
LAB *** *** ***
Enterobacteriacea *** *** ***
Coliformes *** *** ***
Listeria spp. *** *** ***
Escherichia coli *** *** ***
Clostridium présomptif spp. *** *** ***
Levures et moisissures *** *** NS
1 *, ** et *** avec les valeurs de p ˂ 0,05, p ˂ 0,01 et p ˂ 0,001, respectivement; NS = Non significatif. 2 AMT = aérobes mésophiles totaux, LAB= bactéries lactiques. 3 Prétraitement = larves blanchies 40 s, larves ébouillantées 2, 4, 6 et 8 min/100 °C et les larves perforées. 4 Séchage = séchage à air chaud et lyophilisation. 5 P*S= Interaction prétraitement-séchage (air chaud et lyophilisation).
Paramètres2 Prétraitement3 Séchage4 P*S5
pH *** *** ***
aw *** NS **
MS % *** NS ***
Cendres, % *** NS ***
Protéines, % *** NS **
Lipides, % *** *** *
FOX (nmol eq HP/g) *** *** ***
TBARS (nmol MDA/g) *** *** ***
L* *** *** ***
a* *** NS *
b* *** *** ***
ΔE6 *** *** ***
59
3.18. Entreposage
3.18.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Les propriétés physicochimiques et nutritionnelles des larves de mouches soldats noires
ébouillantées 4 min et séchées à l'air chaud (60 °C) après 30 jours d’entreposage à
température pièce (21 °C) sont présentées au tableau 3.10. Ces résultats montrent que le pH
a diminué significativement au cours de l’entreposage entre le jour zéro et 15
comparativement au jour 30 (P ˂ 0,001). L’activité de l’eau reste stable durant l’entreposage.
L’évolution de l’oxydation primaire et secondaire des lipides a été progressive pendant
l’entreposage avec une différence significative entre chaque temps d’entreposage
(P ˂ 0,001). En ce qui concerne le changement de couleur au cours de l’entreposage, il n’y
pas eu de différence significative pour les paramètres L*, a*, b*, mais ΔE augmente
significativement avec le temps (P < 0,05). Les résultats de l’analyse des propriétés
physicochimiques et nutritionnelles des larves ébouillantées 4 min à 100 °C, séchées à air
chaud pendant 6 h et entreposées pendant un mois à température pièce (21 °C) montrent une
diminution du pH durant l’entreposage avec des valeurs de 7,67, 7,63 et 7,38, respectivement,
pour les j0, j15 et j30.
Tableau 3.10. Propriétés physicochimiques des larves de mouches soldats noires
décongelées, ébouillantées 4 min et séchées à air chaud (60 °C) après 30 jours
d'entreposage à température pièce (21 °C)1.
Paramètre2 Temps d’entreposage
j0 j15 j30
pH 7,67 ± 0,04a 7,63 ± 0,06a 7,38 ± 0,05b
aw 0,33 ± 0,00a 0,32 ± 0,00a 0,34 ± 0,01a
FOX (nmol eq. HPC/g) 554,83 ± 28,23a 768,38 ± 45,83b 861,15 ± 61,08b
TBARS (nmol MDA/g) 59,52 ± 4,27a 66,41 ± 4,07b 72,72 ± 1,32c
L* 32,14 ± 1,28a 31,1 ± 2,70a 31,7 ± 2,11a
a* 3,54 ± 0,21a 3,60 ± 0,02a 3,33 ± 0,20a
b* 13,42± 0,71a 13,53 ± 1,03a 12,20 ± 1,01a
ΔE3 --- 9,88 ± 1,30a 12,47 ± 2,79b
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n= 5. Sur une même ligne, les valeurs ayant une lettre identique ne sont pas différentes
significativement (p < 0,05). 2 aw = Activité de l’eau, FOX = xylénol orange- oxydation ferreux, TBARS = Thiobarbituric Acid Reactive Substances (substances réactives à l'acide
thiobarbiturique), eq. = Équivalent, HPC= hydroperoxyde de Cumène, MDA= malonaldéhyde; les résultats sont exprimés sur base sèche. 3 ΔE = [(L*
ref-L*traitées)2 (a*
ref-a*traitées)2 (b*
ref-b*traitées)2]1/2, indique la différence de couleur par rapport aux larves non entreposées (J0).
60
3.18.1.2. Qualité microbiologique des larves de mouches soldats noires ébouillantées
4 min et séchées à air chaud (60 °C) après 15 et 30 jours d’entreposage à température
pièce
Les dénombrements microbiens pendant la durée de l’entreposage sont résumés dans le
tableau 3.11. Les résultats montrent une diminution de la charge en AMT en fonction du
temps d’entreposage avec une différence significative (P ˂ 0,001) entre le jour zéro et le jour
15 et 30, mais avec une réduction logarithmique de seulement 0.09 à 0,14 log. Entre les
valeurs des jours 15 et 30 jours aucune différence significative n’a été constatée par contre.
Les comptes de Pseudomonas spp. et LAB ont aussi diminué durant l’entreposage avec une
différence significative (P ˂ 0,001) entre chaque temps d’entreposage, mais sans atteindre 1
log de réduction logarithmique. Les dénombrements de levures et moisissures sont demeurés
stables pendant l’entreposage. Les différences logarithmiques entre la concentration initiale
et après 15 et 30 jours d’entreposage sont toutes inférieures à une unité logarithmique. Les
comptes de salmonelles étaient sous le seuil de détection à tous les temps d’échantillonnage
(1,70 log ufc/g).
61
Tableau 3.11. Dénombrement microbien (log ufc/ g) sur les larves de mouches soldats
noires décongelées, ébouillantées 4 min et séchées à l'air chaud (60 °C) pendant un
entreposage à température pièce (21 °C) de 30 jours1.
1 Les valeurs représentent les moyennes ± écarts types pour n = 5. Sur une même ligne, les valeurs ayant une
lettre identique ne sont pas significativement différentes (p < 0,05). 2 AMT= aérobes mésophiles totaux, LAB= Bactéries lactiques. 3 SSD = sous le seuil de détection qui est de 1,70 log ufc/g. L’absence de salmonelles a été confirmée par
enrichissement dans un laboratoire externe avec la méthode MFHPB-20 de Santé Canada (2009).
Paramètres2 Temps d’entreposage
j0 j15 j30
AMT 4,94 ± 0,01a 4,83 ± 0,02b 4,80 ± 0,01b
Pseudomonas spp. 4,78 ± 0,02a 4,52 ± 0,04b 4,36 ± 0,06c
LAB 4,33 ± 0,04a 4,16 ± 0,08b 4,06 ± 0,04c
Enterobacteriacea 3,24 ± 0,04a 3,03 ± 0,03b 3,27 ± 0,49a
Coliformes 3,14 ± 0,02a 3,08 ± 0,04b 3,02 ± 0,02b
Listeria spp. 3,53 ± 0,12a 3,13 ± 0,13b 3,09 ± 0,09b
Escherichia coli 2,83 ± 0,13a 2,51 ± 0,15a 2,43 ± 0,13a
Clostridium présomptif spp. 4,55 ± 0,03a 4,45 ± 0,07ab 4,40 ± 0,04bc
Levures et moisissures 4,03 ± 0,02a 4,04 ± 0,01a 4,05 ± 0,01a
Salmonelles SSD3 SSD SSD
62
3.16. Discussion
3.18.1. Caractérisation initiale (avant déshydratation) de larves de mouches soldats
noires
3.18.1.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Les propriétés physicochimiques d’un produit font référence à son pH, son aw, sa couleur et
celles nutritionnelles à sa teneur en lipides, protéines, en cendres, l’oxydation primaire et
secondaire de ses constituants en éléments nutritifs (Van Huis et Tomberlin, 2017). Nous
avons déterminé toutes ces propriétés sus mentionnées. La teneur en matières sèches des
larves brutes est plus élevée (22,09%), comparativement aux larves blanchies, trouées et
ébouillantées (Tableau 3.1). Le blanchiment et l’ébouillantage à l’eau utilisés dans ce projet
peuvent lors du lessivage causer la perte des substances solubles telles que les minéraux, les
glucides, les protéines et les vitamines solubles (Bazinet et Castaigne, 2011).
La déstructuration de la cuticule externe des larves par les traitements thermiques pourrait
favoriser la dissolution des constituants dans l’eau de traitement. Ceci pourrait être attribué
à l’augmentation du pH des larves à cause des traitements par chaleur. Il est bien connu
qu’une augmentation de pH par rapport au point isoélectrique d’un composé protéique,
produira un incrément d’eau liée et de la capacité de ce matériau à retenir de l’eau, réduisant
ainsi l'humidité totale du produit immergé dans l’eau bouillante (Hamm et Deatherage, 1960;
Erdogdu et al., 2004).
L’impact des différents prétraitements thermiques dans la diminution des indices d’oxydation
lipidique pourrait s’expliquer par l’inactivation des certaines enzymes qui favoriseraient ces
réactions d’oxydation (Cillard et Cillard, 2006). Étant donné qu’il n’y a pas de différence
significative entre les différents temps d’ébouillantage, une valeur moyenne de 172,75 nmol
eq HPC/ g et de 48,40 nmol MDA/g pour les FOX et TBARS, respectivement, sera utilisée
dans l’interprétation des données de séchage.
Dans l’industrie agroalimentaire, la couleur des produits joue un rôle important dans
l’acceptabilité des aliments en général, mais aussi pour les aliments nouveaux comme les
63
produits d’insectes incorporés à la diète (Tan et coll., 2015). Les variations de couleur
observées après prétraitement de blanchiment et d’ébouillantage (tableau 3.1) pourrait être
dues à des réactions de brunissement non enzymatiques (Pathare et al., 2013). La cuisson des
viandes est responsable de changements de couleur, avec une réduction des paramètres a* et
b* (Choi et al., 2009).
3.18.1.2. Qualité microbiologique
Capparos-Megido et al. (2017) ont suggéré que la charge en AMT pour les insectes
comestibles avant traitement devrait être similaire à celle de la viande hachée fraîche (6,7 log
ufc/g). Dans le même ordre d’idée, selon un plan d’échantillonnage à trois classes du
MAPAQ (2019) établit que pour 5 échantillons analysés (n = 5) seulement deux échantillons
(c = 2) peuvent se situer entre la concentration acceptable m de 6 log ufc/g sans jamais
dépasser la concentration inacceptable M de 7 log ufc/g pour les AMT dans la viande fraîche.
Les larves fraîches décongelées avaient des comptes supérieurs à 8 log ufc/g sur base humide
pour les AMT ; ce qui est bien au-dessus de la limite pour la viande fraîche. Ainsi, la matrice
de départ est particulièrement contaminée et nécessite des interventions robustes pour assurer
le contrôle microbien. Comme l’indiquent Klunder et al., (2012), une étape de prétraitement
est nécessaire pour pallier ou réduire les risques associés à la consommation des insectes en
général. Les prétraitements ont été efficaces pour réduire les AMT en dessous de 5 log ufc/g
en fonction des temps de prétraitement. Les conclusions de la recherche de Vandenweyer et
al. (2017) sur l’effet du blanchiment à différents temps (10, 20 et 40 s) sur les vers de farine
corroborent avec nos résultats. Selon ces auteurs, la charge en AMT diminuait
considérablement en fonction du temps de blanchiment (3,5 ; 1,8 ; 2,0 log ufc/ g,
respectivement) par rapport aux larves non blanchies (7,9 log ufc/ g). Nos résultats sont aussi
en accord avec ceux de Capparos-Megido et al. (2018) qui ont réduit la charge en AMT des
larves de ténébrion après 1 min d’ébouillantage à 100 °C de 1,6 log ufc/g alors qu’elle était
initialement de 8,5 log ufc/g pour les non prétraités.
Par ailleurs, le pH des larves prétraitées, des larves prétraitées et séchées à l’air chaud de
même que celles ébouillantées 8 min et lyophilisées est plus élevé comparativement aux
larves fraîches décongelées. Ces pHs élevés se comparent au pH du blanc de l’œuf
64
nouvellement pondu qui est alcalin (8,0) et reconnu pour son pouvoir antimicrobien (Heath,
1977). De fait, en s’éloignant de la neutralité, les pH acides ou alcalins sont moins favorables
à la croissance microbienne (MAPAQ, 2018) notamment pour E. coli à pH élevé (Geveke,
2008). Cette augmentation du pH pourrait être due au déploiement de l'imidazolium,
conduisant à une exposition du groupe basique R de l’acide aminé histidine durant le
chauffage ou à des réactions de décarboxylation (Choi et al., 2009 ; Marshall et Bal’a, 2001).
3.18.2. Courbes de séchage
Aux figures 3.2 et 3.3, les courbes de séchage présentent la tendance caractéristique de la
perte en eau par déshydratation soit de forme exponentielle négative avec une diminution
importante de la teneur en eau au début du procédé, suivi d’un ralentissement indiquant que
l’eau à enlever est de plus en plus liée à la matrice soumise au séchage. Vers la fin de la
déshydratation, un plateau est atteint signalant l’équilibre de transfert de matière entre le
produit et l’environnement sans possibilité de sécher davantage dans les conditions
expérimentales utilisées; c’est la fin de séchage (Ratti, 2011; Azzollini et al., 2017).
Tel qu’anticipé, le séchage par lyophilisation (Figure 3.3), même en opérant à une
température de tablette élevée (40 °C), est très lent comparé au séchage à air chaud à 60 °C
(Figure 3.2). La perte en eau contrôlée par la diffusion de la vapeur dans un milieu poreux
constitue un processus limitant, donc réalisé par une cinétique particulièrement lente selon
un « front de cinétique progressive » (Ratti, 2011). Purschke et al., (2018) ont étudié le
séchage des larves de Tenebrio monitor L. blanchies, lequel a pris 24 h dans un four ventilé
à 60C, et 48 h au lyophilisateur, allant ainsi dans la même direction que les méthodes de
déshydratation utilisées ici.
Les résultats obtenus lors des essais de séchage à air chaud et de lyophilisation des larves de
mouches soldats noires brutes non prétraitées montrent qu’elles sèchent lentement, 12 heures
pour le séchage à air chaud et 72h pour la lyophilisation comparativement aux larves
prétraitées qui elles sèchent 3 à 5 fois plus vite (Tableau 3.3). Ce phénomène a été déjà
observé dans la déshydratation de petits fruits entiers où la cuticule des fruits, constituée
d’une couche de cire sur leur surface, empêchait la sortie de l’eau en raison de son caractère
65
hydrophobe (Araya-Farias et al., 2014; Ketata et al., 2013). Après observations
microscopiques, ces recherches ont démontré que l’épaisseur des cuticules et la présence de
cire diminuent après différents prétraitements, facilitant le séchage. Dans le cas des larves
d’insectes, une couche de cire cristalline déposée sur leur cuticule a déjà été signalée dans la
littérature (Boevé et al., 2004; 2011), ce qui peut expliquer un temps de séchage
significativement plus long pour les larves sans prétraitement. Ainsi, le fait de percer la
surface ou bien de retirer la cire par ébouillantage a permis d’accélérer le procédé et de
réduire de 15 à 66% le temps de déshydratation par perforation et de 60 à 80% de réduction
par fusion de la cire cuticulaire superficielle durant l’ébouillantage 8 min, pour le séchage et
la lyophilisation (Tableau 3.4). Les résultats de cette étude révèlent que les techniques
d'ébouillantage et de perforation des larves pourraient être en mesure de fissurer
l'exosquelette (cuticule) et/ou de retirer les cires présentes sur la surface des larves et
favoriser le séchage de celles-ci.
3.18.3. Qualité des larves après la déshydratation
3.18.3.1 Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Le principal but de l’application du séchage sur les produits est d’empêcher ou de ralentir le
développement microbien, les activités enzymatiques et les réactions de brunissement
(Khalloufi, Giasson, et Ratti, 2000; Vandeweyer et al., 2017). Si l’activité de l’eau demeure
élevée, le traitement appliqué est insuffisant et favorise la résistance des microorganismes à
la chaleur. Les valeurs de l’activité de l’eau obtenues dans cette étude sont celles
normalement obtenues pour des aliments secs (˂0,6 ; MAPAQ, 2018). En dessous de cette
valeur de 0,6, le développement microbien est contrôlé, tandis qu’une activité de l’eau allant
de 0,2 à 0,4 réduit les activités enzymatiques et les réactions de brunissement (Rahman,
2007). Ainsi, les traitements appliqués sur nos larves seraient efficaces pour contrôler la
croissance microbienne des larves une fois séchées.
Nous avons déterminé la teneur en protéine de nos échantillons en fonction de la teneur totale
en azote avec 4,76 comme facteur de conversion azote-protéine (Jansen et al. 2017). La
concentration des protéines dans nos larves variait de 35,43 à 39,92% sur base sèche en
66
fonction des prétraitements pour le séchage à air chaud et de 37,10 à 38,62% sur base sèche
pour les larves lyophilisées. Ces résultats sont supérieurs à ceux rapportés dans l’article de
revue de Nowak et al. (2016) où la concentration en protéines était en moyenne de 17,85
(min = 13,68; max = 22,32) g/100g de portion comestible d’insectes (sauterelles, cricket,
mouches, papillons, etc.) soit 21 % en moyenne sur base sèche (min = 25 %; max = 31 %).
Nos résultats sont proches de ceux obtenus par Huang et al. (2018) sur la même espèce de
larves dans une étude de l’impact de la méthode de séchage sur la valeur nutritive (42,0% de
protéines brutes en base sèche). Nos larves ainsi séchées peuvent être classées parmi les
aliments riches en protéines, car leur teneur dépasse le barème protéique établi par l’OMS et
la FAO (2007) soit 5 g/100 g minimum – 10 g/100 g maximum. Les différences observées
dans la teneur en protéines entre les temps d’ébouillantage pourraient être liées à la perte de
fraction des protéines solubles dans les eaux d'ébouillantage. Les résultats de la présente
étude rejoignent également ceux des travaux de Purschke et al. (2018) qui ont montré que la
teneur en protéine des larves de vers de farine diminuait après blanchiment en fonction des
méthodes de séchage (séchage au four, lyophilisation; 65,5, 55,0%, respectivement). La
teneur en lipides plus élevée a été obtenue chez les larves ébouillantées 4 min (29,06%) et la
plus faible avec les larves perforées (18,67%), ce qui pourrait être dû à la perte de lipides lors
de la perforation.
La figure 3.3 montre une compilation des résultats d’oxydation secondaire des lipides. Tel
qu’indiqué déjà, le prétraitement par ébouillantage provoque une diminution de l’oxydation
par rapport aux larves brutes non traitées. Cette diminution pourrait bien être due à
l’inactivation des enzymes catalysant les réactions d’oxydation. Toutefois, l’indice
d’oxydation a augmenté de 141% entre les larves brutes avant et après séchage à cause du
temps de séchage (12 heures) qui permet un contact prolongé de l’échantillon avec l’oxygène.
Le prétraitement par ébouillantage permet une réduction de l’oxydation des larves séchées,
ce qui pourrait être expliqué par l’inactivation des enzymes par la chaleur, mais aussi à cause
de la réduction du temps de séchage (Figure 3.3). Cependant, lorsque l’on compare les temps
d’ébouillantage entre eux, on observe un impact négatif sur l’oxydation du temps de
traitement probablement dû à l’enlèvement de la cire recouvrant la surface des larves qui
protège les lipides contre l’oxydation comme observé chez les petits fruits (Araya-Farias et
67
al., 2014 ; Ketata et al., 2013). Ainsi, bien que l’ébouillantage soit bénéfique pour la
réduction du temps de séchage à air chaud, il peut cependant nuire à la qualité du produit en
favorisant son oxydation. Les larves brutes lyophilisées présentent un niveau d’oxydation
semblable à celui des larves brutes initiales à cause de l’absence de l’oxygène durant le
procédé. Le prétraitement par ébouillantage 8 min avant la lyophilisation a permis de réduire
le temps de lyophilisation de 80,6% (Tableau 3.3), mais aussi de préserver le produit contre
l’oxydation (figure 3.3). Finalement, malgré l’inactivation des enzymes responsables des
réactions d’oxydation par les traitements thermiques, l’impact sur la cuticule externe pourrait
expliquer l’influence négativement sur l’oxydation.
Figure 3.3. Impact global du prétraitement et du séchage sur l'oxydation secondaire des
larves.
La figure 3.4 montre le changement de couleur total des larves prétraitées et séchées par
rapport aux larves brutes initiales qui constituent notre référence. Les différences de couleur
peuvent être classées en fonction des valeurs de ΔE. Si ΔE > 3, la différence est très visible,
et si ΔE est compris entre 1,5 < ΔE < 3 cela signifie que la différence est visible et si
ΔE < 1.5, la différence est considérée minime (Purschke et al., 2018 ; Adekunte et al., 2010).
Comme observé à partir de la figure 3.4, tous les traitements étudiés (prétraitement et
séchage) ont provoqué un changement de couleur majeur des larves. En comparant les
68
données sur l’oxydation de la figure 3.3 avec celles du changement de couleur présenté à la
figure 3.4, nous observons un lien entre les deux variables (oxydation des lipides et
changement de couleur. Avec la viande, le changement de couleur peut être fonction du taux
d’oxydation de la myoglobine en metmyoglobine causé par le contact avec l’oxygène ou
l’exposition à la lumière (Yin et Faustman, 1993). Chez les insectes, on note la présence
d’hémoglobine monomère, une molécule dont la structure est proche de celle de la
myoglobine (Huber et al., 1971). Cette molécule peut s’oxyder au contact de l’air et
provoquer un changement de couleur. Le changement de couleur peut aussi être expliqué par
la réflexion de la lumière sur les larves, car la lumière est mieux réfléchie sur les larves brutes
dont sa capacité d’absorption est limitée grâce à son contenu en eau extra cellulaire élevé
(Faustman et al., 1989).
Figure 3.4. Changement de couleur des larves selon le prétraitement et les méthodes de
séchage.
Dans le cas de séchage à air chaud, les larves brutes séchées ont montré le changement de
couleur le plus important avec l'oxydation des lipides la plus importante. De la même
manière, l’augmentation du changement de couleur des larves séchées en fonction du temps
d’ébouillantage a été observée conjointement à l’oxydation des lipides (Figure 3.3).
69
La lyophilisation n'a pas occasionné de changements significatifs de la couleur des larves.
Ces résultats sont semblables à ceux de Purschke et al. (2018) qui ont montré que les larves
blanchies et lyophilisées ont gardé leur couleur initiale, tandis que les larves blanchies et
séchées au four à 80 °C avaient une différence de couleur plus marquée.
3.18.3.2 Qualité microbiologique après séchage
Bien que les larves utilisées dans ce projet soient produites en conditions standardisées, la
charge microbienne des larves brutes est restée élevée (8,95 et 8,96 log ufc/g sur base sèche
pour les AMT ; Tableau 3.6 et 3.7) et font en sorte qu’on ne peut les consommer directement
à l’état frais. La présence d’une gamme importante de microorganismes dans le tractus
digestif des insectes pourrait être contributoire à ce niveau de contamination élevée puisque
les larves sont traitées entières sans éviscération en raison de leur petite taille (Klunder et al.,
2012). Afin d’évaluer la salubrité et l’innocuité du produit, différents dénombrements
bactériens ont été effectués. Les prétraitements à eux seuls sont en mesure de réduire les
différentes microflores dénombrées jusqu’à une valeur maximale de 2,76 log selon le
microorganisme à l’étude et la sévérité du traitement (Tableau 3,2). Avec le séchage, cette
réduction logarithmique peut attendre 4,83 et 4,95 log pour un traitement à air chaud (60 °C)
et de lyophilisation, respectivement, selon les organismes analysés (Tableaux 3.6 et 3.7). Les
concentrations en AMT optimales ont été obtenues par un séchage précédé d’un
ébouillantage de 8 min et atteignaient 4,21 ± 0,08 log ufc/g pour le séchage à air chaud
(60 °C) et 4,96 ± 0,01 log ufc/g pour la lyophilisation. La lyophilisation à elle seule n’est pas
aussi efficace que le séchage à air chaud (60 °C) pour réduire la charge microbienne. Elle
n’est généralement pas reconnue comme une méthode efficace pour réduire la charge
microbienne, parce qu’elle préserve les microbes (Capparos-Megido, et al., 2015). Elle n’est
rendue efficace que par le prétraitement, d’où l’interaction significative entre le prétraitement
et la méthode de séchage (Tableau 3.9). De fait, les réductions logarithmiques avec la
lyophilisation sans prétraitement varient de 1,15 à 2, 29 log, selon les microorganismes
énumérés, alors qu’elles varient de 3,43 à 4,35 pour le séchage à air chaud (60 °C). Pour
qu’une réduction des dénombrements microbiens soit reconnue comme ayant une valeur
pratique industrielle valable, elle doit être ≥ 1 log (FDA, 1999).
70
Les normes établies par le Ministère de l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation du
Québec (MAPAQ, 2019) pour les œufs en poudre et les petites crevettes cuites sont celles
qui se rapprochent le plus des conditions retrouvées dans nos larves séchées. Selon un plan
d’échantillonnage à deux classes, il a été établi qu’aucun échantillon (c = 0) ne peut avoir
une concentration dépassant 5,70 log ufc/g pour les AMT. Tous les traitements étudiés,
incluant la perforation des larves, permettent de rencontrer cette norme pour le séchage à air
chaud (60 °C ; Tableau 3.6) alors que pour la lyophilisation, seulement les larves prétraitées
par traitement thermique rencontrent cette cible (Tableau 3.7). Pour les coliformes toutefois,
seules les larves ébouillantées 8 min et séchées à air chaud (60 °C) se rapprochent de la norme
de 2,70 log ufc/g alors que pour les levures et moisissures, aucun des traitements ne rencontre
la norme de 2,70 log ufc/g. Dans son rapport sur les Bactéries pathogènes dans les insectes
comestibles, l’ACIA (2018) est très claire quant à la norme à respecter pour E. coli et
l’absence des Salmonelles. Pour une évaluation satisfaisante du produit, sa charge en E. coli
doit être inférieure à 2 log ufc/g et une valeur supérieure à 3 log ufc/g est jugée insatisfaisante.
Ainsi, aucun des traitements analysés ne permet de rencontrer ces normes, car même les plus
efficaces sont > 2 log ufc/g. Ainsi, des traitements antimicrobiens plus sévères seront
nécessaires pour atteindre ces cibles. L’utilisation de barrières microbiologiques multiples
pourrait s’avérer nécessaire afin d’obtenir une meilleure qualité microbiologique. Les larves
obtenues dans ce projet étant exemptent de Salmonelles, pourraient être utilisées comme
ingrédient dans l’alimentation animale.
71
3.19. Essai d’entreposage
3.19.1. Propriétés physicochimiques et nutritionnelles
Les valeurs de l’activité de l'eau (0,33, 0,32 et 0,34 pour j0, j15 et j30, respectivement) sont
inférieures à 0,60. En dessous de cette valeur, la croissance bactérienne est contrôlée
(Bonazzi et Dumoulin, 2011). Nos résultats sont semblables à ceux de Lenaerts et al. (2018)
qui ont obtenu 0,36 comme valeur de l’activité de l’eau des larves de Tenebrio molitor
séchées aux micro-ondes. L’oxydation primaire et secondaire a augmenté au cours de la
période d’entreposage avec des différences significatives entre le j0, j15 et j30 (p ˂ 0,001).
Pour l’oxydation aussi, nos résultats sont similaires à ceux de Lenaerts et al. (2018). Pour les
paramètres de couleur L*, a* et b*, tous les échantillons se sont demeurés constants durant
toute la période d’entreposage. Pour le ΔE, qui constitue la différence de couleur entre les
échantillons au j0 et les ceux entreposés (j15 et j30), une variation entre les jours d’entreposage
(j15 et j30) a été observée (9,88 et 12,47, respectivement). Les valeurs obtenues pour le ΔE
sont supérieures à 0,6, la différence de couleur serait donc visible par les consommateurs
(Wibowo et al., 2015). Ces résultats sont en accord avec la littérature, la couleur des larves
séchées change avec le temps d’entreposage (Lenaerts et al., 2018).
3.19.1.2. Qualité microbiologique après 30 jours d’entreposage à température pièce
Bien que l'analyse statistique révèle des différences significatives pour les comptes
microbiens sur les larves de mouches soldats noires séchées et ébouillantées 4 min à 100 °C
pendant un entreposage de 30 jours à température pièce (21 °C), les variations sont toutes
inférieures à 1 log indiquant qu’en pratique, l’effet est limité. L’absence de croissance
microbienne durant la période d’entreposage est en accord avec les résultats de Klunder et
al. (2012) qui ont montré que les larves de Tenebrio molitor séchés et deux espèces de cricket
prétraitées par ébouillantage sont restées stables à l’entreposage à température ambiante sans
croissance bactérienne (˂ 1,7 et ˂ 1 pour les AMT et les Enterobacteriacea, respectivement).
Les résultats de cette expérience présentés au tableau 3.10 montrent qu'il n'y a pas eu de
croissance microbienne. Le séchage de larves prétraitées à l’eau bouillante constitue une
approche efficace pour réduire la charge microbienne puisque les Enterobacteriacea
72
subissent une réduction logarithmique de l’ordre de 3 log et que les dénombrements de
salmonelles à l’entreposage sont demeurés sous le seuil de détection (1,70 log ufc/g).
Pour valider l’absence de salmonelles dans les larves produites dans ce projet, des analyses
microbiologiques supplémentaires ont été effectuées dans un laboratoire externe (Microbios
Analytique Inc.), sur des larves ébouillantées 4 minutes et entreposées pendant 1 mois à
température pièce (21 ℃). Les Salmonella spp. étaient absentes dans tous les échantillons
analysés.
73
Conclusion générale
Dans cette étude, les propriétés physicochimiques, nutritionnelles et microbiologiques des
larves avant prétraitement après prétraitement sur la base des deux méthodes de séchage ont
été analysées. Toutes les méthodes de prétraitement et tous les procédés de séchage utilisés
dans ce projet ont eu des effets non seulement sur la qualité, mais aussi sur la charge
microbienne des larves. Les larves prétraitées et séchées ont donné des valeurs en AMT et
en LAB inférieures aux normes établit par le MAPAQ (≤ 6 log). Au fur et à mesure que le
temps d’ébouillantage augmente, le séchage devient efficace et la charge microbienne réduit
de façon considérable. Les échantillons ébouillantés et blanchis ont augmenté de pH par
rapport aux larves décongelées non traitées. Il a été démontré dans cette étude que le
blanchiment 40s et 4min d’ébouillantage permettent d'éviter l'oxydation des lipides et que
l’augmentation du temps d’ébouillantage au-delà de 4 min augmente l'oxydation des lipides.
Ce qui nous a permis de dire que l’ébouillantage pendant 4 min à 100 °C suivis d'un séchage
à l'air chaud à 60 °C pendant 6 h s’est avéré être les paramètres de traitements optimaux,
appropriés pour la transformation industrielle des larves de mouches et pourrait plus
préserver les nutriments. Certains avantages du séchage à air chaud (temps de séchage et
coût) par rapport à la lyophilisation, font que le séchage à air chaud est préférable à la
lyophilisation pour le séchage des larves de mouches soldats noires.
Les larves de mouches soldats noires utilisées dans ce projet de maîtrise semblent être
produites dans des conditions sanitaires acceptables et qu’il est possible de les entreposer à
température pièce à 21 °C sans croissance bactérienne. Néanmoins il serait important de faire
d’autres études pour déterminer le temps optimal d’entreposage pour garantir la durée de vie
des larves de mouches soldats noires transformées et s’assurer que le produit obtenu soit de
qualité. Par conséquent, comme tout autre produit alimentaire, il est recommandable aux
producteurs, et aux consommateurs une manipulation hygiénique.
74
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92
Annexe
A. Néonates. B. Larves ébouillantées 4 min. C. Larves brutes séchées à air chaud. D. Larves
brutes lyophilisées. E. Farines de larves ébouillantées (2, 4, 6 et 8 min) séchées à air chaud.
F. farine de larves brutes lyophilisées.
A. B.
C. D.
E. F.
