MASTER 2 ECOLOGIE

SPECIALITE FOnctionnement et Gestion des Ecosystèmes Marins

(FOGEM)

Co-habilité entre l’Université des Sciences et Tech nologies de Lille (Lille 1) et l’Université du Littoral Côte d’Opale (ULCO)

Année 2011-2012

Evaluation des ressources exploitables d’Hediste diversicolor et

Carcinus maenas dans les estuaires picards : Somme, Authie

et Canche

Elen Perrot

Encadrant : Thierry Ruellet

Groupe d’Etude des Milieux Estuariens et Littoraux Avec le soutien financier de :

Remerciements

Je remercie l’ensemble de l’équipe du GEMEL pour leur gentillesse et leur accueil et durant ces six mois de stage.

Je vous remercie de m’avoir permis de découvrir et d’utiliser de nouveaux outils (LFDA, Sigma Scan Pro, PRIMER).

Je remercie Thierry, pour sa pédagogie et sa patience tout au long du stage. Je remercie également Antoine et Gaëtan pour leur aide.

Merci à tous pour ces six mois

Sommaire

Présentation de la structure d’accueil ........................................................................................................... 1

Introduction générale ................................................................................................................................... 2

Chapitre I : Evaluation de la ressource en Hediste diversicolor (O.F. Müller, 1776) ......................................... 3 Introduction ............................................................................................................................................. 3

1- Matériel d’étude .......................................................................................................................... 3 1.1- Cycle de vie ............................................................................................................................... 3 1.2- Nutrition ................................................................................................................................... 4 1.3- Niche écologique ....................................................................................................................... 5

2- Méthodologie .............................................................................................................................. 5 2.1-Suivi temporel ............................................................................................................................ 5 2.2- Cartographie ............................................................................................................................. 8

3- Résultats .................................................................................................................................... 10 3.1- Abaques .................................................................................................................................. 10 3.2- Suivi temporel ......................................................................................................................... 11 3.3- Cartographie ........................................................................................................................... 13

Discussion .............................................................................................................................................. 17

Chapitre II : Evaluation de la ressource en Carcinus maenas ........................................................................ 19

Introduction .......................................................................................................................................... 19 1- Matériel d’étude ........................................................................................................................ 19

1.1- Cycle de vie ............................................................................................................................ 19 1-2 Nutrition .................................................................................................................................. 21 1-3 Niche écologique ...................................................................................................................... 21

2- Méthodologie ............................................................................................................................ 22 3- Résultats .................................................................................................................................... 25

Discussion .............................................................................................................................................. 28

Conclusions ................................................................................................................................................. 29 -Annexe 1 : Les abaques S, L3, PF, PS, PSLC ............................................................................................. 30 -Annexe 2: Coordonnées des stations de prélévement de H.diversicolor ................................................. 35 -Annexe 3 Densité totale et coefficient de variation dans les trois baies ................................................. 36 -Annexe 4: Cartes de végétation ............................................................................................................. 37 -Annexe 5 : Coordonnées de l’échantillonnage crabe en baie de Canche et baie d’Authie ........................ 39

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Présentation de la structure d’accueil

Mon stage a commencé le 3 janvier 2012 au GEMEL (Groupe d’Etude des Milieux Estuariens et Littoraux) et se terminera le 30 juin 2012. C’est une association de recherche et d’animation scientifique basée à Saint Valery-sur-Somme (Figure 1). Elle a été fondée en 1981 pour favoriser le dialogue entre les différents usagers des milieux estuariens et littoraux : scientifiques, institutionnels et aménageurs. Cette association a pour objectifs :

- d’enrichir la connaissance des écosystèmes littoraux et estuariens, - de prendre part à la diffusion d’informations scientifiques dans le domaine de

l’écologie littorale, - de permettre un échange entre les scientifiques français et étrangers.

L’équipe se compose de quatre salariés : Antoine Meirland (Directeur), Thierry Ruellet (Chercheur), Jean-Denis Talleux (Assistant ingénieur) et Stéphanie Dorthé (Secrétaire).

Figure 1: Les locaux du GEMEL sont localisés quai Jeanne d’Arc à St Valery-sur-Somme, en Picardie.

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Introduction générale

Mon stage de master 2 a porté sur l’évaluation de ressources marines exploitables dans les estuaires de la Canche, de l’Authie et de la Somme (Figure 2). Il a bénéficié du soutien financier de l’axe 4 du FEP (Fonds Européens pour la Pêche) et du FEDER (Fonds Européens de Développement Régional). L’association reçoit également le soutient financier des régions Picardie et Nord-Pas de Calais ainsi que des départements de la Somme et du Nord-Pas de Calais.

Figure 2: Localisation des trois estuaires picards en France (droite) et positionnement des estuaires su le littoral (gauche) (@Google earth).

Les subventions européennes servent à maintenir et développer les activités de pêches traditionnelles (embarquées et à pieds). Elles subventionnent également des initiatives ou des projets en matière de pêche et d’économie maritime pour une croissance intelligente, durable et solidaire de ce secteur. Les trois estuaires picards font partie des onze territoires français métropolitains soutenus par le FEP. Ils ont été sélectionnés car ils possèdent des zones protégées ainsi que des ressources culturelles et environnementales remarquables. Pour obtenir le financement d’un projet, les acteurs locaux doivent se rassembler pour définir ensemble la stratégie de développement de la zone concernée (Anonyme, 2007). Mon sujet de stage est un exemple de développement du secteur de la pêche à pied. Durant six mois, j’ai étudié deux espèces d’invertébrés, Hediste diversicolor et Carcinus maenas, dans le but de développer leur exploitation. Hediste diversicolor est un polychète utilisé comme appât pour la pêche. La majorité des appâts vient de l’Asie puisqu’à l’heure actuelle, il n’y a pas assez de pêcheurs en France pour répondre à la demande malgré le potentiel de nos baies. Carcinus maenas est un crabe utilisé pour l’alimentation humaine (soupes de poissons et sauces) et animale. Il est également employé comme appât pour la pêche aux bars. L’étude complète de ces deux invertébrés dure 14 mois en tout au niveau des trois estuaires. J’ai participé durant mon stage aux cinq premiers mois de l’étude. J’ai réalisé la cartographie des zones de vie de ces deux espèces et localisé les zones exploitables. J’ai également réalisé la dynamique de population des H. diversicolor durant 5 mois. Le rapport qui va suivre est composé de deux chapitres qui traitent respectivement des Hediste diversicolor puis des Carcinus maenas.

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Chapitre I : Evaluation de la ressource en Hediste diversicolor (O.F. Müller,

1776)

Introduction

Comme de nombreux estuaires, la baie de Somme est caractérisée par un nombre limité d’espèces, présentant des populations très denses. Hediste diversicolor (Figure 3) est une annélide polychète commune de ces milieux estuariens. Elle y creuse des galeries dans les sédiments meubles. Son activité bioturbatrice contribue à l’aération du substrat et à sa reminéralisation (Loquet et Dupont, 1976). Cette annélide est une ressource trophique considérable pour de nombreuses espèces prédatrices (avicoles, piscicoles…). Elle est utilisée par les pêcheurs comme appât de pêche. Malgré l’utilisation de cet appât par les pêcheurs français, les grands distributeurs achètent leur marchandise en Asie. La pêche professionnelle à la verrouille (nom commun) est très peu pratiquée à l’heure actuelle en France malgré le potentiel sur nos côtes.

Une partie du travail qui m’a été confié durant les six mois de stage a été d’évaluer ce potentiel en verrouilles des baies de Canche, Authie et Somme. J’ai suivi la dynamique de population des H. diversicolor sur cinq mois en baie de Somme. J’ai cartographié leur habitat dans les trois estuaires picards dans le but d’estimer la biomasse par estuaires et de localiser les zones de plus forte densité.

1- Matériel d’étude

Figure 3 : Hediste diversicolor du site du Hourdel (© Gaëtan Duponchelle / GEMEL).

Règne : Animalia

Phylum : Annelida

Classe : Polychaeta

Ordre : Phyllodocida

Famille : Nereidiformia

Espèce : Hediste diversicolor

Hediste diversicolor une annélide holobenthique ubiquiste (Scaps, 1992). Sa couleur

évolue avec l’âge des individus (Scaps, 1992). Les jeunes individus (en dessous de 50 segments) sont beiges et translucides. L’opacité et l’intensité de la pigmentation augmentent avec la taille des individus. L’état de maturité sexuelle peut être apprécié par le verdissement des téguments, les mâles devenant vert-olive et les femelles vert-bouteille (Herpin, 1925 ; Dales, 1950 ; Dales et Kennedy, 1954). Sa taille maximale est de 120 segments (Marty, 1993).

1.1- Cycle de vie

H. diversicolor est une espèce gonochorique et monotélique. Son cycle de vie est résumé à la figure 4. Elle se reproduit l’état atoque au bout de 12 à 42 mois selon les localités. Des regroupements nuptiaux ont lieu entre un mâle mature et plusieurs femelles (Dehorme, 1925 ; Herpin, 1925). La période de ponte peut varier selon la position géographique et la salinité. Bien que possible durant toute l’année, la reproduction a lieu principalement de mi-

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mars à mai sous nos latitudes (Scaps, 1992). L’augmentation de température est un facteur déclenchant la reproduction (Fadlaoui,nd). Il semble qu’un apport d’eau douce tend à allonger la période de ponte.

Les femelles pondent dans leur tube après élévation de la température du milieu extérieur (Marty, 1993). D’après des expérimentations, les œufs éclosent au bout de 4 j (Scaps, 1992). Les premiers stades larvaires ont lieu dans le tube parental. La sortie de ce tube se fait au bout de deux à 28 j (Marty, 1993). Les larves semi-pélagiques rampent sur le sol durant les étales et sont entrainées par les courants tidaux (Scaps, 1992).

La sédentarisation a lieu lorsque la larve atteint trois sétigères, soit au bout de 19 j dans une eau à 12°C (Scaps, 1992). Il y a concomitance entre la transformation morphologique et le comportement d’enfouissement (Marty, 1993). Les juvéniles de 10 ou 11 sétigères adoptent le mode de vie de l’adulte.

Figure 4: Schéma du cycle de vie d’Hediste diversicolor. D’après Cazaux (1970).

La longévité des H. diversicolor est en moyenne de 2 à 3 ans selon la latitude (Scaps, 1992). La mort des polychètes surviendrait durant la reproduction. En effet, l’émission de gamètes serait létale puisqu’elle se ferait par rupture des téguments des géniteurs (Scaps, 1992 ; Marty, 1993). Cependant, l’incubation des œufs par des femelles a déjà été observé. Marty (1993) note la mort des femelles après cette incubation.

1.2- Nutrition

L’espèce est omnivore (Scaps 1992). Ces polychètes peuvent consommer des végétaux halophytes fortement dégradés (Olivier et al., 1995). Ces derniers sont très abondants dans les estuaires picards. Soit l’animal prospecte autour de son terrier sans en sortir complètement, soit il émet un filet de mucus piégeant les particules hors de sa galerie. Il consomme la nourriture sur place ou l’emporte à son terrier pour la consommer ou la stocker (Scaps, 1992 ; Olivier et al., 1995). Il englobe alors l’aliment et forme une boulette (Scaps, 1992).

La sélectivité alimentaire et le comportement d'accumulation ainsi que l'enfouissement de la matière organique particulaire influent sur les processus d'intégration et de reminéralisation des débris végétaux dans le compartiment benthique littoral (Olivier et al.,

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1995). C’est la raison pour laquelle H. diversicolor est qualifiée d’espèce ingénieure des milieux intertidaux.

1.3- Niche écologique

Etant donné qu’H. diversicolor est un fouisseur, la nature du sédiment conditionne son habitat potentiel. vit préférentiellement dans les vases molles mais il peut vivre en zone sableuse (Scaps 1992 ; Lambert, 1992). H.diversicolor ne vit que rarement dans les vases indurées dans les substrats fluides qui sont d’ailleurs bien souvent azoïques. De même, compte-tenu de son régime alimentaire, la composition végétale environnante pourrait influer sur sa répartition et sa croissance. En revanche, c’est une espèce euryhaline et eurytherme qui peut vivre dans des conditions extrêmes d’hypoxie (Lambert et al, 1992). H. diversicolor vit dans les sédiments de l’étage médiolittoral des zones à salinité variable (Olivier et al, 1995). La profondeur de son terrier évolue au cours du temps : de quelques cm pour les jeunes à 30 cm en moyenne pour les plus âgés (Lambert, 1992 ; Marty, 1993).

2- Méthodologie

Des essais de cartographie du gisement d’H. diversicolor réalisés par le GEMEL ont montré qu’il était impossible de traiter suffisamment d’échantillons en une même période de l’année pour établir une cartographie (Tellier, 2011). En sus des prélèvements destinés à cette cartographie, un suivi temporel a donc été réalisé en deux points de la baie de Somme afin de corriger les données acquises au cours de périodes différentes du cycle de vie des vers. L’un est situé au Hourdel dans un substrat vaseux (station SV1) et l’autre au Crotoy dans un substrat sableux (station SS1). Ces points ont été choisis pour leur représentativité des densités moyennes constatées l’an passé dans ces substrats. Le suivi temporel a été réalisé avec un pas de 15 j durant les cinq premiers mois de mon stage. Ce suivi durera à terme 14 mois.

2.1-Suivi temporel

En chaque station, trois carottes de sédiment sont prélevées au TASM de 201 cm2 sur une profondeur de 30 cm et six mini-carottes sont prélevées avec des piluliers de 22 cm2 sur une profondeur de 5 cm (Figure 5). Les coordonnées GPS de chaque prélèvement sont relevées. Un prélèvement supplémentaire est effectué en milieu sableux afin d’obtenir au moins 50 individus. Les carottes de la station SV1 ont été tamisées à l’eau de mer au laboratoire sur un tamis de 500 µm de vide de maille. Les refus de tamis ont été analysés à la loupe binoculaire pour récolter les polychètes. Les carottes de la station SS1 ont été tamisées sur place sur un tamis de 500 µm de vide de maille. Les mini-carottes ont toutes été triées à la loupe binoculaire sans tamisage préalable. Les mini-carottes servent au suivi des plus jeunes individus (< 500 µm de large).

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Figure 5 : Protocole du suivi temporel de la population d’ H. diversicolor.

La région antérieure de chaque H. diversicolor est ensuite photographiée (vers euthanasiés dans de l’alcool à 90°). Compte tenu de la quantité d’échantillons à analyser, certains prélèvements ont été conservés dans du formol avant d’être photographiés. Afin d’établir des abaques taille / nombre de segments / poids, plusieurs séries de mesures ont été effectuées au début du stage sur des vers pour lesquels le dénombrement des segments était possible et qui semblaient intacts (présence des cirres anaux et du prostomium). Ces vers ont été placés 48 h minimum (le temps que les fèces soient évacués) dans de l’eau de mer

~ 7 ~

oxygénée avant d’être euthanasiés. Cette étape vide le tube digestif dans le but de standardiser les pesées. Deux mesures ont donc été prises sur les photographies afin de trouver le paramètre le plus facile à utiliser comme proxy du nombre de segments sétigères. La mesure de la L3 (longueur du prostomium + péristomium + 1er segment sétigère) est la mesure la plus couramment utilisée pour évaluer la taille des vers. Elle a donc a été mesurée. Elle est proportionnelle au nombre de segments chez H. diversicolor (Scaps, 1992). Les annélides étant par définition des vers ronds, il est possible de faire des mesures aussi bien en vue dorsale que latérale. La petite largeur du troisième sétigère a donc également été mesurée (sans les parapodes). Les mesures ont été effectuées à l’aide du logiciel Sigma Scan Pro 5. Des pesées individuelles (et par groupe pour les plus jeunes individus) de poids frais égoutté, de poids sec (60°C pendant 48 h) mais aussi de poids de cendre (465°C pendant 6 h ; pour obtenir le poids sec libre de cendre) ont également été effectuées sur ces mêmes individus. Les abaques ont été réalisés à l’aide du logiciel Table Curve 2D. Pour chaque prélèvement, sont donc connues les abondances, les surfaces prélevées et les fréquences de taille. Il est ainsi possible d’en déduire les densités par classe de taille. Seuls les individus de 500 µm ou plus servent aux calculs pour les échantillons qui ont été tamisés. Seuls les individus de moins de 500 µm servent aux calculs pour les échantillons qui n’ont pas été tamisés. Les densités par classe de taille ont été analysées à l’aide du logiciel LFDA 5 (Length Frequency Distribution Analysis). Ce logiciel a été développé par la communauté halieute. La courbe de croissance non-saisonnière de Von Bertalanffy a été déterminée pour chacune des deux stations via la méthode Elefan (Pauly, 1987). Elle est du type : S(t) = Sinf [1 – exp (-K (t-t0))], avec S(t) le nombre de segments au temps t (en années), Sinf le nombre de segments maximal moyen, K le taux de croissance en an-1, et t0 l’âge théorique (en années) auquel S = 0 (les Hediste diversicolor se fixent à S = 10). Cette équation n’a pas une mais plusieurs solutions possibles. Plus K est petit et plus Sinf est élevé. La méthode Elefan cherche d’abord à optimiser un score calculé sur une grille de Sinf versus K (Figure 6). Les solutions biologiquement crédibles sont d’abord testées pour de larges plages de valeurs de Sinf et de K avec un pas relativement lâche. La partie de la grille donnant les meilleures scores est ensuite affinée avec un pas plus serré. Une fois les valeurs stables de Sinf et K connues, le logiciel en déduit la valeur de t0.

Figure 6 : La grille de score Sinf versus K. Les scores les plus élevés sont en blanc.

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Le taux de mortalité (Z) est ensuite déterminé pour chaque station à partir d’une droite de régression réalisée sur la courbe d’évolution des densités :

� ��� � ����� ���������

Sachant que la droite doit être décroissante, il y a suppression de points aberrants. Il y a donc une certaine forme de subjectivité dans le choix des points à inclure dans la régression.

2.2- Cartographie

La cartographie des populations d’H. diversicolor a été réalisée selon un plan d’échantillonnage stratifié en fonction de :

- la nature du sédiment (sable ou filandre de vase), - la position dans la baie (entrée ou fond), - la fréquence d’immersion.

Toutes les combinaisons de ces facteurs ne sont pas faisables. La fréquence d’immersion a été déterminée à l’aide de la zonation de la végétation environnante dominante (aster, chiendent, obione ou puccinelie) pour les baies de Canche (Dupochelle, en cours), d’Authie (Dobroniak, 2000) et de Somme (Meirland, com. pers ; annexe 4). Nous nous sommes également appuyés sur la topographie réalisée par le CG80 en 2008 pour la baie de Somme. Les surfaces de chacune ont été déterminées sous ArcGis.

Onze stations ont été prospectées en baie de Canche (Figure 7), 10 stations en baie d’Authie (Figure 8), et 10 en baie de Somme (Figure 9). A chaque station, au moins trois carottes de sédiment (cinq pour certaines stations de sable si les trois premières carottes s’avéraient exsangues d’H. diversicolor) ont été prélevées sur 30 cm de profondeur à l’aide d’un TASM de 201 cm2. Les prélèvements effectués en milieu sableux ont été tamisés (500 µm) sur place tandis que ceux réalisés dans la vase ont été tamisés au laboratoire (toujours 500 µm de vide de maille). Les positions GPS de chaque prélèvement ont été relevées (annexe 2).

Figure 7 : Positionnement des points d’échantillonnages en baie de Canche.

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Figure 8 : Positionnement des points d’échantillonnages en baie d’Authie.

Figure 9: Positionnement des points d’échantillonnage en baie de Somme.

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Les échantillons ont été traités de la même façon que pour le suivi temporel (Figure 5).

L’échantillonnage pour la cartographie a débuté le 16 janvier 2012, c’est poursuivi

toutes les 2 semaines et s’est achevé le 23 mai 2012. Les données acquises lors du suivi temporel ont permis de tenir compte du recrutement, de la croissance et de la mortalité intervenus durant ce laps de temps en rapportant toutes les données à la date du 23 mai 2012 (dernière date du suivi temporel utilisé dans ce mémoire). En ce qui concerne la croissance, les corrections sont apportées par les équations de Von Bertalanffy. Dans un premier temps, l’âge de l’individu est estimé à partir du nombre de segments théoriques grâce aux abaques. Puis cet âge est augmenté d’autant de jours pour atteindre le 23 mai. Désormais nous avons l’âge théorique qu’aurait dû avoir chaque vers au 23 mai 2012. En ce qui concerne l’effectif, il peut être modifié selon le recrutement et/ou la mortalité. Le jour du prélèvement, chaque individu prélevé représente un individu. Après les corrections ce n’est plus le cas. Les corrections apportées sont différentes selon les dates de prélèvements.

Les densités par classe de taille corrigées à la date du 23 mai 2012 ont ensuite été entrées dans le logiciel PRIMER 6 afin de calculer l’indice de similarité de Bray Curtis entre les stations. Les dendrogrammes correspondants ont été réalisés selon la méthode du groupement moyen afin d’estimer quel(s) facteur(s) parmi ceux choisis pour le plan d’échantillonnage étaient discriminants.

3- Résultats

Pour réaliser l’extraction des vers (tamisage et trie à la loupe binoculaire) 2 à 3 h selon la nature du sédiment. Pour photographier une centaine de vers, il faut une demi-journée et l’équivalent pour réaliser le traitement des photographies.

3.1- Abaques

Les abaques ont été réalisée sur 180 vers. La relation entre le nombre de segments et L3 est fiable (r2 = 0,7915). Pour un effectif de 180 vers le coefficient de régression est significatif à 1%. Il semble que la mesure de L3 soit biaisée par le fait que les vers peuvent invaginer ou dévaginer une partie de leur tête.

La relation entre le nombre de segments et la largeur du 3ème segment est également fiable (r2 = 0,8826 ; Figure 10). Pour un effectif de 180 vers le coefficient de régression est significatif à 1%. Elle peut se résumer par l’équation suivante : S = -174,12755 + 33,893795 ln (L) avec S le nombre de segments et L la largeur du 3ème segment en µm (sans les parapodes). Le coefficient de régression de cette relation étant meilleur, c’est cette relation qui a donc été utilisée par la suite pour mesurer les vers qui n’étaient pas entiers.

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Figure 10 : Abaque S (nombre de segments) / L (largeur du 3ème segment).

Les biométries ont également permis de définir les relations liant le nombre de segments et la largeur des vers aux poids frais (PF en g), secs (PS en g) et libres de cendres (PSLC en g) :

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Un tableau précisant les valeurs de L (µm), PF (g), PS (g) et PSLC (g) des vers compris entre 10 et 105 segments est fourni en annexe 1.

3.2- Suivi temporel

Le suivie temporel a été réalisé sur 3602 H. diversicolor dont 625 provenant de la station SS1 et 2977 provenant de la station SV1. Il y a eu 70 carottes tamisées sur un tamis de 500 µm et 120 mini carottes de triées. Densités

Les densités à la station SV1 sont en moyenne 22 fois supérieures à celles de la station SS1 (Figure 11). A la fin du suivi, le 23 mai 2012, elles étaient respectivement de 4344 et 249 ind.m-2 (valeurs proches de celles de mi-janvier). Le pic de recrutement a été observé aux deux stations fin janvier (Tableaux 1 et 2). S’en est suivi une phase de mortalité plus importante que celle du recrutement jusqu’au 20 mars, date à partir de laquelle les effectifs sont restés stables aux deux stations. Au début du mois de février, les températures extérieures étaient faibles (-10 à -15°C). Lors de l’échantillonnage, nous avons constaté que les vers étaient enfouis plus profondément dans le sédiment.

0

20

40

60

80

100

120

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 4000

No

mb

re d

e s

eg

me

nts

Petite largeur sans parapode en µm

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Figure 11 : Evolution des densités (moyenne et IC1 à 80 %) des populations d’Hediste diversicolor à la station SV1 (à gauche) et à la station SS1 (à droite).

Le coefficient de variation des mini carottes de vases est plus élevée que celui des mini carottes de sable. Il y a plus de variations entre les mini carottes de vase que de sable.

Tableau 1 : Densités à la station SS1, CV (coefficient de variation), ect (écart type).

Station-temps

moyenne de la densité

ect de la densité (ind l<500 µm.m-

2)

IC 80 % de la densité (ind l<500 µm.m-2)

CV moyenne de la densité

(ind l>=500 µm.m-2)

ect de la densité (ind

l>=500 µm.m-2)

IC 80 % de la densité

(ind l>=500 µm.m-2)

CV

(ind l<500 µm.m-2)

SS1t01 0 0 0 265,26 103,53 76,6 0,39

SS1t02 0 0 0 431,04 28,72 21,25 0,07

SS1t03 0 0 0 198,94 179,33 132,68 0,9

SS1t04 0 0 0 165,79 103,53 76,6 0,62

SS1t05 0 0 0 116,05 114,86 84,99 0,99

SS1t06 0 0 0 165,79 103,53 76,6 0,62

SS1t07 0 0 0 49,74 49,74 36,8 1

SS1t08 0 0 0 198,94 49,74 36,8 0,25

SS1t09 0 0 0 215,52 207,07 153,21 0,96

SS1t10 0 0 0 248,68 149,21 110,4 0,6

Tableau 2 : Densités à la station SV1, CV (coefficient de variation), ect (écart type).

Station-temps

moyenne de la densité

ect de la densité (ind l<500 µm/m-

2)

IC 80 % de la densité (ind l<500 µm.m-2)

CV moyenne de la densité

(ind l>=500 µm.m-2)

ect de la densité (ind

l>=500 µm.m-2)

IC 80 % de la densité

(ind l>=500 µm.m-2)

CV

(ind l<500 µm.m-2)

SV1t01 151,09 234,068378 122,46 1,55 4161,24 1264,44 935,56 0,3

SV1t02 755,45 1020,280405 533,8 1,35 6150,68 1622,59 1200,56 0,26

SV1t03 75,55 185,0473006 96,82 2,45 4642,02 1272,24 941,34 0,27

SV1t04 0 0 0 4144,66 1697,11 1255,7 0,41

SV1t05 151,09 370,0946013 193,63 2,45 4708,33 744,93 551,18 0,16

SV1t06 75,55 185,0473006 96,82 2,45 4161,24 1108,04 819,85 0,27

SV1t07 75,55 185,0473006 96,82 2,45 3647,3 1108,04 819,85 0,3

SV1t08 0 0 0 3498,09 1306,77 966,89 0,37

SV1t09 0 0 0 3746,77 554,58 410,34 0,15

SV1t10 0 0 0 4343,6 531,81 393,49 0,12

1 IC = Intervalle de confiance

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Croissance

Les taux de croissance calculés pour les stations SV1 et SS1 sont du même ordre de grandeur : respectivement 2,5 et 2,4. Les nombres maximaux de segments (Sinf) sont également proches l’un de l’autre : respectivement 120 et 112. Les valeurs de t0 sont en revanche différentes. Les équations de croissance obtenues sont les suivantes (Figure 12) : S = 120 x(1-exp(-2,5 x (t+0,18)) pour la station SV1, S = 112 x(1-exp(-2,4 x (t+0,26)) pour la station SS1.

Figure 12 : Croissance d’Hediste diversicolor.

3.3- Cartographie

Pour réaliser la cartographie des estuaires, 130 carottes ont été tamisées sur un tamis de 500 µm de vide de maille et 60 mini carottes ont été triée (annexe 3). Facteurs structurants : L’analyse de similarité réalisée pour la baie de Canche révèle trois groupes de stations (Figure 13) :

(i) un à forte densité d’H. diversicolor (1431 ind.m-2) représenté par les stations de vase souvent immergées (CV2, CV3 et CV4),

(ii) un à faible densité d’H. diversicolor (170 ind.m-2) représenté par les stations de vase rarement immergées (CV1, CV5 et CV6) et les stations de sable stable (CS2, CS4 et CS5),

(iii) un à très faible densité d’H. diversicolor (<10 ind.m-2) représenté par les stations de sable mobile (CS1 et CS3).

0

20

40

60

80

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0 3 6 9 12 15 18 21 24

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âge en mois

Sable

Vase

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Figure 13 : Dendrogramme réalisé entre les stations de la baie de Canche à partir des densités de vers par classes de taille rapportées au 23 mai 2012.

L’analyse de similarité réalisée pour la baie d’Authie révèle trois groupes de stations (Figure 14) :

(i) un à forte densité d’H. diversicolor (1306 ind.m-2) représenté par les stations de vase,

(ii) un à faible densité d’H. diversicolor (117 ind.m-2) représenté par les stations de sable abrité en fond de baie (AS1 et AS2),

(iii) un à très faible densité d’H. diversicolor (0 ind collecté) représenté par les stations de sable battu en entrée de baie (AS3, AS4 et AS5).

Figure 14 : Dendrogramme réalisé entre les stations de la baie d’Authie à partir des densités de vers par classes de taille rapportées au 23 mai 2012.

~ 15 ~

L’analyse de similarité réalisée pour la baie de Somme révèle trois groupes de stations (Figure 15) :

(i) un à forte densité d’H. diversicolor (4804 ind.m-2) représenté par les stations de vase souvent immergées (SV1, SV2 et SV4),

(ii) un à faible densité d’H. diversicolor (365 ind.m-2) représenté par les stations de sable stable (SS1, SS2, SS4 et SS5),

(iii) un à très faible densité d’H. diversicolor (0 ind collecté) représenté par les stations de sable mobile et de vase rarement immergées (SS3, SV3 et SV5).

Figure 15 : Dendrogramme réalisé entre les stations de la baie d’Authie à partir des densités de vers par classes de taille rapportées au 23 mai 2012.Quantités exploitables

Les zones exploitables correspondent aux filandres de vase souvent immergées. Ces dernières couvrent une superficie de 37’845 m2 en baie de Canche (Figure 16), 223’196m2 en baie d’Authie (Figure 17) et 1'870’233m2 en baie de Somme (Figure 18). Dans ces zones, seuls les vers de plus de sept mois sont considérés comme exploitables de par leur taille ce qui correspond a des individus de plus de 80 segments. Ils représentent 72% des vers présents. Compte-tenu de la relation taille-poids établit précédemment, les biomasses exploitables sont de 33 t en baie de Canche, 970 t en baie d’Authie et 6365 t en baie de Somme.

~ 16 ~

Figure 16 : Cartographie des zones exploitables en baie de Canche.

Figure 17 : Cartographie des zones exploitables en baie d’Authie.

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Figure 18 : Cartographie des zones exploitables en baie de Somme.

Discussion

Les abaques ont été réalisés au début du stage pendant la période hivernale. Les conditions environnementales (températures, abondance de la nourriture…) sont moins favorables en hiver qu’en été. Les individus sont probablement plus maigres que durant la période estivale. Il serait judicieux de concevoir un nouvel abaque durant la période estivale pour pouvoir comparer les résultats et corriger les biais éventuels. Les individus des classes de tailles les plus grandes sont rarement entiers. Il y a plusieurs explications possibles. Durant la phase d’extraction, les vers les plus gros ont été amputés de leur partie terminale. Les individus les plus gros sont les plus vieux, de ce fait, ils ont plus de probabilité d’être blessés. Il serait intéressant de trouver de gros individus entiers pour perfectionner l’abaque.

La plus grande largeur mesurée durant le stage correspond d’après les abaques à 105 segments. Ces résultats coïncident avec les individus les plus gros retrouvés par Scaps (1992) qui mesurent une centaine de segments. Les individus mesurés par Scaps (1992) viennent Bretagne (au niveau de l’Aber-Benoit, Finistère Nord). Les équations Les résultats sont donc comparables entre les sites de la Somme et de Aber-Benoit. La technique d’échantillonnage pour les petites classes de tailles est à améliorer. Le coefficient de variation des mini carottes de vases est plus élevée que celui des mini carottes de sable. Il y a plus de variations entre les mini carottes de vase que celle de sable. Durant le mois de février, il a été observé une légère mortalité dans les prélèvements aussi bien sur les gros individus que les petits. Cette mortalité peut s’expliquer par une vague de froid pendant la période d’échantillonnage. Le sol était gelé. Nous avons constaté d’ailleurs que les galeries étaient plus profondes. Les vers se sont probablement enfouis plus profondément dans le sédiment pour se protéger du froid.

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Pour la partie cartographique, l’échantillon SV4 a probablement sa densité de sous estimée puisque l’échantillonnage au eu lieu pendant la même période de froid. Une fois les vers extrait du sédiment, les vers peuvent être conservés dans le formol. Or d’après Gillet (1990), la fixation dans le formol entraine une contraction qui diminue la L3 des individus d’un facteur de 1,27 par rapport aux mesures réalisées sur le matériel vivant. Lambert (1986) indique que la granulométrie est un facteur structurant la population. La différence de densité entre les milieux sableux et vaseux attestent que la granulométrie est bien un facteur conditionnant l’installation des Hediste diversicolor. Le sédiment vaseux peut être préféré au sédiment sableux à cause du comportement galéricole (Lambert, 1986). Les H. diversicolor se nourrissent en émettant un filet de mucus (Scaps, 1992). Plus le temps d’immersion est grand plus ils peuvent se nourrir. Les vers sont retrouvés dans les zones les plus basses à l’entrée de la baie où le temps d’immersion est plus important. La densité moyenne pour l’année 1987 est de 1708 ind.m-2 pour une biomasse moyenne de 6,8g. m-2 dans l’estuaire de la Loire (Gillet, 1990) et seulement 140 à 920 ind.m-2

pour la baie d’Authie (Amiard-Triquet et Rainbow, 2009). Les densités estimées dans ce mémoire en baie d’Authie (108 à 3500 ind.m-2) sont similaires aux densités estimées en 2009 dans cette même baie. C’est en baie de Somme que la biomasse la plus élevée est estimée. Ces vers sont une source de nourriture pour beaucoup d’espèces piscicoles et avicoles. Les estuaires sont une zone de reproduction et de nourricerie pour ces espèces. Un effondrement de la population des verrouilles seraient lourd de conséquences. Une estimation de l’effort de pêche serait une étude complémentaire intéressante.

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Chapitre II : Evaluation de la ressource en Carcinus maenas

Introduction

Le crabe vert est une espèce originaire de la mer du Nord et des côtes atlantiques européennes et nord-africaines (de la Norvège à la Mauritanie) avec des populations aux îles Féroé et en Islande. Cependant, il a été introduit et prolifère aujourd’hui dans plusieurs régions côtières du monde (Paille et al., 2006). Dans les baies de la Picardie et du Nord Pas de Calais, Carcinus maenas (Figure 19) est trouvé dans des terriers qu’il creuse le long des filandres. Cet habitat est bien loin des estrans rocheux où il est couramment observé. Il est la proie de nombreuses espèces comme les poissons (plies ou anguilles), les oiseaux (hérons, cormorans, canards…) et même les phoques communs (Paille et al., 2006). L’Homme est également un consommateur de ce petit crabe. En période de mue, il est tendre et très apprécié durant les apéritifs méditerranéens. Mais généralement, il sert d’ingrédient pour l’alimentation humaine et animale. Le travail présenté dans cette deuxième partie de rapport est une cartographie de l’aire de répartition des crabes au sein des trois estuaires picards en vue d’exploiter l’espèce.

1- Matériel d’étude

1.1- Cycle de vie

Figure 19 : Carcinus maenas.

(© Gaëtan Duponchelle / GEMEL)

Règne : Animalia Embranchement : Arthropoda Sous-embranchement : Crustacea Famille : Portunidae Espèce : Carcinus maenas

Carcinus maenas est appelé couramment crabe vert. Son cycle de vie est résumé à la figure 20. Malgré sont nom commun, la couleur de la carapace ne peut être considérée comme un critère distinctif. Elle peut varier du brun foncé au vert foncé. La face ventrale peut également prendre différentes teintes. Elle est verte en début d’inter mue et devient orange ou rouge brunâtre lorsque l’inter mue se prolonge. Les principales caractéristiques distinctives du crabe vert sont les cinq larges épines triangulaires de chaque côté des yeux ainsi que les trois petits lobes situés entre les yeux. La taille adulte maximale se situe entre 60 et 100 mm de largeur mais varie selon les lieux (Paille et al., 2006). Carcinus maenas se reproduit à des températures comprises entre 10-18 à 26°C et une une salinité minimale de 13. L’accouplement a lieu entre juillet et septembre. Les femelles peuvent conserver le sperme dans des spermathèques entre 10 mois et 1 an. La ponte a lieu entre janvier et avril. Si les conditions environnementales sont favorables, il peut y avoir plusieurs pontes par an (Rice et Ingle, 1975 ; Paille et al., 2006).

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Juste avant la phase de reproduction, les femelles muent. En phase de mue, elles sont vulnérables. Simultanément, elles sécrètent des phéromones qui signalent aux mâles qu’elles sont prêtes pour l’accouplement. Les phéromones attirent les mâles et génèrent un comportement agressif. L’intensité et la durée des combats sont proportionnelles à la quantité de phéromones émise. Les femelles choisissent les partenaires sexuels les plus grands car ils gagnent les combats et surtout ils seront de meilleurs défenseurs. Durant leur phase de vulnérabilité, elles sont protégées par leur partenaire (Sneddon et al., 2002). Au moment de la ponte, les œufs sont accrochés aux pléopodes et constituent une masse jaune-orangée. Les œufs virent progressivement au gris à cause du développement des yeux noirs de l’embryon (Crothers al., 1968 ; Paille et al., 2006). La survie et le développement des œufs demandent une température de 6 à 25°C et une salinité de 17 à 39. La femelle fait circuler de l’eau de mer entre les œufs. Lorsque les embryons sont complètement développés, la femelle agite les œufs et le processus d’éclosion s’amorce (Paille et al., 2006). L’embryogénèse dure entre 8 et 10 j (Paille et al., 2006). Suite à l’éclosion, le crabe est sous forme larvaire. La survie et le développement des larves nécessitent une température minimale supérieure de 6°C et une salinité minimale de 17-19 (Paille et al., 2006). Une fois que la larve megalope à trouver un habitat propice, elle s’y établit et mue. Elle atteint alors le premier stade benthique qui ressemble à la forme adulte. Le crabe mesure alors environ 1,3 à 1,7 mm de large (Paille et al., 2006). Sur nos côtes, les juvéniles arrivent entre juillet et août (Crothers, 1967). Le froid ralenti la croissance jusqu’au printemps suivant. Le crabe vert mesure alors entre 3 et 10 mm de largeur de carapace (en moyenne 5,5mm ce qui correspond à 5 mues ; (Paille et al., 2006). L’ensemble du développement larvaire, de l’éclosion au stade juvénile I, dure environ 60 j à 12 °C (Rice et Ingle, 1975; Crothers, 1968). Le crabe vert croît par une succession de mues. L’abondance de nourriture et la température influent sur la mue des crabes. L’exosquelette se rompt pour laisser l’animal sortir. Le nouveau squelette se forme sur l’animal en quelques jours (Crothers, 1968, Paille et al., 2006). Sur les côtes de l’Amérique du Nord (Maine), la croissance du crabe s’effectue entre les mois de mai et novembre. Il n’y a pratiquement aucune croissance durant l’hiver. Lorsque le crabe atteint sa maturité sexuelle, la fréquence de mue diminue à une fois par année et avec l’âge, la fréquence de mue diminue à moins d’une fois par année (Paille et al., 2006).

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Figure 20 : Cycle de vie des Carcinus maenas d’après Klein Breteler (1975), Rice et Ingle (1975), Sneddon et al. (2003) et Crothers (1968).

L’espérance de vie moyenne d’un crabe est de quatre à six ans. Les conditions environnementales jouent un rôle sur la longévité (Paille et al., 2006). Les petits crabes (< 30mm) se tiennent principalement dans la zone intertidale. Les gros crabes (>30-35mm) sont plus fréquemment observés dans la zone subtidale. Ils peuvent migrer dans la zone intertidale durant la marée haute pour se nourrir (Paille et al., 2006). Il y a une migration vers les eaux profondes à l’automne lorsque les températures diminuent et une migration vers le schorre à partir de février lorsque les températures remontent (Paille et al., 2006).

1-2 Nutrition

Aux stades benthiques, les larves se nourrissent de plancton, de bactéries et de particules détritiques. Aux stades pélagiques, le crabe est un prédateur sélectif, bien qu’omnivore. Il se nourrit principalement de mollusques bivalves mais aussi d’annélides (Hediste diversicolor), de gastéropodes, de petits arthropodes (isopodes, amphipodes) et même des poissons (pleuronectidés). Il se nourrit également de végétaux comme la spartine (Spartina sp) (Paille et al., 2006).

1-3 Niche écologique

Les juvéniles préfèrent les bancs de mollusques où le couvert végétal est moindre. Au stade adulte, C. maenas occupe divers habitats. Il affectionne les zones marines abritées et les estuaires mais évite les zones turbulentes. Il est trouvé sur les fonds rocheux, sablonneux, vaseux, et les prés salés. Il occupe généralement la zone intertidale et subtidale peu profonde où il est observé à des profondeurs de 5 à 12 m. Il est cependant possible de l’observer de

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façon occasionnelle à des profondeurs plus grandes de 20 à 30 m voire jusqu’à 200m durant les périodes hivernales (Rice et Ingle, 1975; Paille et al., 2006).

2- Méthodologie

La cartographie d’habitat a été réalisée au niveau des trois estuaires picards. Celle de la baie de Somme a été réalisée l’an dernier (Pareige, 2011). Au cours de mon stage, j’ai travaillé sur les populations des baies de Canche et d’Authie. La cartographie des populations de C. maenas a été réalisée selon un plan d’échantillonnage stratifié en fonction de :

- la position dans la baie (entrée ou fond), - la végétation environnante dominante (aster, chiendent, obione ou puccinelie). La

végétation peut servir d’abri et/ou de source d’alimentation. - Les apports, les conditions hydrodynamiques, l’exposition, les temps d’exondation

sont en effet différents selon la localisation dans la baie. Les surfaces de chacune des zones végétales ont été déterminées par sous ArcGis à l’aide des cartes de végétation dominante pour les baies de Canche (Duponchelle, en cours), d’Authie (Dobroniak, 2000) et de Somme Meirland, com. pers ; annexe 4).

Sept secteurs ont été échantillonnés en baie de Canche (Figure 21) et 10 stations en baie d’Authie (Figure 22). A chaque station, trois quadrats ont été réalisés sur un mètre linéaire, la végétation retirée et le bord de la filandre creusée pour en extraire les crabes. Les positions GPS de chaque prélèvement ont été relevées.

Figure 21 : Carte d’échantillonnage de la baie de Canche.

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Figure 22 : Carte d’échantillonnage de la baie d’Authie.

Echantillonnage Pour chaque secteur, trois répliquats ont été réalisés. Pour chaque répliquat, un mètre linéaire est mesuré sur le bord de la filandre (Figure 23). La végétation de cette zone est retirée. Le mètre linéaire est creusé progressivement pour atteindre les terriers des crabes. Les recherches se prolongent jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de galeries et donc plus de crabes. Les crabes récoltés sont conditionnés pour être analysés en laboratoire. Les coordonnées GPS de chaque répliquat ont été relevées.

Figure 23 : Un mètre linéaire de filandre est mesuré (à gauche). La végétation est retirée dans le mètre de filandre (au milieu). Les terriers sont mis au jour (à droite).

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Traitement des échantillons au laboratoire Au laboratoire, les crabes sont tous sexés. Au niveau de l’abdomen, les organes sont protégés par le pléopode (pièce de chitine triangulaire). Le sexage est réalisé par l’observation des organes génitaux. La forme du pléopode, triangulaire, est différente chez le mâle et la femelle (Figure 24). Le sommet du triangle est bien pointu pour les mâles. Le sommet du triangle est arrondi, de plus, la base est plus large. Ces critères sont subtils pour les individus de petites tailles. Il est donc préférable d’observer directement les organes génitaux.

Figure 24 : Observation de la face ventrale de Carcinus maenas. A gauche, la pièce de chitine est de forme triangulaire; il s’agit d’un mâle. A droite, la pièce de chitine est plus large et le triangle plus aplati : il

s’agit d’une femelle.

La partie triangulaire est soulevée à l’aide d’un scalpel. Le mâle présente deux hémi-pénis (Figure 25). La femelle présente deux orifices génitaux situés au milieu de l’abdomen.

Figure 25 : Observation des organes génitaux mâle (gauche) et femelle (droite). Le mâle a deux hémi-pénis. La femelle a deux orifices génitaux.

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La plus grande largeur de la carapace entre les dents est ensuite mesurée (Figure 26).

Figure 26 : Mesure de la largeur d’un Carcinus maenas au pied à coulisse.

Analyses des données Parmi les crabes récoltés, certains n’ont pu être sexés, faute d’une taille suffisante ou d’un état de conservation favorable. Ils sont malgré tout pris en compte pour les calculs des densités en leur appliquant le sexe ratio calculé à partir des individus sexés. La fréquence puis la densité par classes de tailles ont été déterminées. Elles ont été calculées pour chaque sexe et par secteur. Les valeurs de densités totales par classes de taille ont été entrées dans le logiciel PRIMER 6 afin de calculer l’indice de similarité de Bray-Curtis entre les secteurs. Un dendrogramme a été réalisé par groupement moyen pou chaque baie. Simultanément, on peut estimer la biomasse par classe de taille pour chaque secteur via une relation (Figure 27) établi en baie de Somme (Pareige, 2011) : L = 0.4747+0.0003087 x PF2,900 avec L la largeur de la carapace (mm) et PF le poids frais (g).

Figure 27 : Abaque L (largeur) / PF (poids frais) d’après Pareige (2011).

3- Résultats

Le nombre total de crabe échantillonnés dans l’estuaire de la Canche est de 2219 sur les 21 quadrats et 659 sur les 30 quadrats réalisés en baie de d’Authie. Les mâles sont plus représentés que les femelles dans les quadrat (10% de mâles en plus). Trois quadrats en baie de Canche présentent la situation inverse (deux du secteur deux et un du secteur trois).

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Poid frais (g)

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L’analyse de similarité réalisée pour la baie de Canche révèle trois groupes de secteurs (Figure 28) :

(i) un à forte densité en C. maenas (140 ind.m-2) situé à l’entrée de la baie, (secteurs 3, 4, 6, 7) où l’obione prédomine.

(ii) un à faible densité en C. maenas (97 ind.m-2) (secteurs 5, 2) situé en milieu de la baie, loin du chenal de la Canche où le chiendent prédomine,

(iii) un à densité nul en C. maenas (<10 ind.m-2) représenté par un secteur (1) très en amont de l’entrée de la baie.

Figure 28: Dendrogramme réalisé à partir des densités des crabes par classes de taille dans différents secteurs de la baie de Canche.

L’analyse de similarité réalisée pour la baie d’Authie révèle trois groupes de stations (Figure 29) :

(i) un à forte densité de C. maenas (50 ind.m-2) situé à l’entrée de la baie (secteurs 2 et 6), dans le fond de la baie mais à proximité du chenal de l’Authie (secteur 10) et dans une filandre de taille important (secteur 4). L’obione est la végétation dominante de ces secteurs à l’exception d’un secteur riche en atriplex (graminée ; secteur 10),

(ii) un à faible densité de C. maenas (12 ind.m-2) situé à l’entrée de la baie à proximité du chenal de l’Authie (secteur 3 et 8) et dans une grande filandre (secteur 9).L’obione est la végétation dominante des secteurs 3 et 8. L’atriplex est la végétation dominante du secteur 9,

(iii) un à très faible densité de C. maenas (<10 ind.m-2) situé à l’entrée de la baie mais éloigné du chenal (secteur 1), dans une grande filandre (secteur 5) et en fond de baie à proximité du chenal (secteur 7). Les végétations sont différentes selon les secteurs chiendent (secteur 1), aster (secteur 5) et atriplex (secteur 7).

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Figure 29: Dendrogramme réalisé à partir des densités des crabes par classes de taille dans différents secteurs de la baie d’Authie.

Estimation de la biomasse dans les baies

Les zones où les crabes sont trouvés en grande quantité correspondent aux secteurs riches en obione à l’entrée de la baie ou à proximité d’une grande filandre. Ces derniers couvrent une superficie de 107316 mètres linéaires en baie de Canche (Figure 30), 87 149 mètres linéaires en baie d’Authie (Figure 31). Compte-tenu de la relation taille-poids établit précédemment, les biomasses sont de 673 t en baie de Canche, 198 t en baie d’Authie. Cette biomasse avait été estimée l’an dernier à 208 t en baie de Somme (Pareige, 2011).

Figure 30 : Cartographie des zones exploitables en baie de Canche.

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Figure 31 : Cartographie des zones exploitables en baie d’Authie.

Discussion

Les densités les plus importantes de crabes sont trouvées dans les entrées de baie ou à proximité des chenaux. A l’automne, les individus migrent vers le large et reviennent au printemps (Rice et Ingle, 1975 ; Paille et al., 2006). Il n’est donc pas surprenant d’avoir un gradient décroissant de l’entrée vers le fond de baie et de l’entrée (chenal) au fond des filandres. La répartition des densités s’explique par la répartition de l’obione dans les chenaux des baies. Cette plante recouvre les bords des filandres. Les crabes sont ainsi partiellement protégés des prédateurs et probablement des courants de flot et de jusant. Les filandres sont des milieux hétérogènes. Il y a des variations de la végétation dans un petit périmètre ce qui peut expliquer les variations d’effectif entre les quadrats d’un même secteur. La pêche au Carcinus maenas est pratiquée par chalutage. Dans le milieu estuarien, elle n’est pas pratiquée. Cependant, l’exploitation du crabe en milieu estuarien nécessite le développement d’une technique de pêche moins destructrice que celle employée durant le stage. La pêche au casier pourrait être une solution alternative bien que les essais réalisés au Gemel l’année dernière n’aient pas été fructueux (Pareige, 2011). Les estuaires sont les zones de nourricerie pour ces crabes. Il est donc important pour le maintien de cette espèce de préserver l’intégrité du milieu. Sans compter qu’il sert de nourriture pour beaucoup d’autres espèces en baie mais aussi au large (sous forme planctonique ou sous forme adulte). L’exploitation au large semble l’alternative la plus judicieuse pour l’intégralité des estuaires et la préservation de l’espèce.

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Conclusions

Les zones exploitables doivent présenter suffisamment d’individus par mètre carré pour justifier l’ouverture de la pêche. En effet, l’ouverture d’une zone de faible densité serait nuisible à l’espèce comme à l’activité du pêcheur. La cartographie réalisée dans les trois estuaires picards a permis d’estimer les facteurs qui influencent la répartition de H. diversicolor et d’estimer la biomasse des vers. Il y a 33 t en baie de Canche, 970 t en baie d’Authie et 6365 t en baie de Somme. Les vers sont vendus aux fournisseurs à environ 10 € le kg. Selon les déclarations d’un pêcheur de vers en baie de Somme, il estime sa pêche à 2 kg de vers, à l’hiver et 5 à 6 kg à l’été vers par marée. Pour un salaire brut de 2000 € par mois, il faut pêcher 20 kg de vers en une journée. Pour pêcher la quantité nécessaire, il faudrait améliorer la technique de pêche. Actuellement, la pêche à la verouille (H. diversicolor) est un revenu complémentaire pour les pêcheurs. La cartographie réalisée dans les trois estuaires picards a permis d’identifier les deux facteurs structurants la répartition des crabes, de connaitre les densités et la biomasse totale. Il y a en C.maenas 673 t en baie de Canche, 197 t en baie d’Authie et 208 t en baie de Somme (Pareige, 2011). Le crabe vert est vendu entre 0,70 et 1,00 € le kg. Pour un salaire brut de 2000 € par mois, il faut pêcher 2 t de crabes en une journée pour avoir une activité rentable. L’exploitation des crabes au large semble l’alternative la plus judicieuse pour l’intégralité des estuaires et la préservation de l’espèce.

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~ 32 ~

-Annexe 1 Les abaques S, L3, PF, PS, PSLC – Correspondance entre S (nombre de segments), L3, petite largeur sans parapodes, poids frais (PF), poids

sec (PS), poids sec libre de cendre (PSLC)

S

Nombre de segments sétigères

L3 (µm) Petite largeur (µm) sans parapodes PF (cg) PS (mg) PSLC (g)

10,0000 309,8491 229,0000 0,3197 0,3932 0,3271

11,0000 314,5982 236,0000 0,3261 0,4012 0,3336

12,0000 319,3473 243,0000 0,3327 0,4092 0,3403

13,0000 324,0963 250,0000 0,3393 0,4173 0,3471

14,0000 329,1846 257,5000 0,3465 0,4262 0,3545

15,0000 334,6121 265,5000 0,3544 0,4359 0,3625

16,0000 340,0396 273,5000 0,3624 0,4457 0,3707

17,0000 345,4671 281,5000 0,3705 0,4557 0,3790

18,0000 350,8946 289,5000 0,3788 0,4659 0,3875

19,0000 356,6613 298,0000 0,3877 0,4769 0,3967

20,0000 362,7672 307,0000 0,3974 0,4888 0,4066

21,0000 369,2124 316,5000 0,4078 0,5016 0,4172

22,0000 375,6576 326,0000 0,4185 0,5147 0,4281

23,0000 382,1027 335,5000 0,4294 0,5281 0,4393

24,0000 388,8871 345,5000 0,4411 0,5425 0,4512

25,0000 396,0107 356,0000 0,4537 0,5580 0,4641

26,0000 403,4735 367,0000 0,4672 0,5746 0,4779

27,0000 410,9363 378,0000 0,4810 0,5917 0,4921

28,0000 418,3991 389,0000 0,4952 0,6091 0,5066

29,0000 426,2011 400,5000 0,5104 0,6278 0,5222

30,0000 434,3424 412,5000 0,5267 0,6479 0,5388

31,0000 442,8229 425,0000 0,5442 0,6694 0,5567

32,0000 451,6425 438,0000 0,5629 0,6923 0,5758

33,0000 460,4622 451,0000 0,5821 0,7160 0,5955

34,0000 469,6211 464,5000 0,6027 0,7413 0,6165

35,0000 479,1193 478,5000 0,6247 0,7683 0,6390

36,0000 488,6174 492,5000 0,6474 0,7963 0,6623

37,0000 498,4547 507,0000 0,6717 0,8261 0,6871

38,0000 508,9705 522,5000 0,6985 0,8592 0,7146

39,0000 519,8255 538,5000 0,7272 0,8944 0,7439

40,0000 530,6805 554,5000 0,7569 0,9310 0,7743

~ 33 ~

S Nombre de segments sétigères

L3 (µm) Petite largeur (µm) sans parapodes PF (cg) PS (mg) PSLC (g)

41,0000 541,8747 571,0000 0,7887 0,9702 0,8069

42,0000 553,4081 588,0000 0,8228 1,0120 0,8417

43,0000 565,2808 605,5000 0,8592 1,0568 0,8789

44,0000 577,4927 623,5000 0,8981 1,1047 0,9188

45,0000 590,0438 642,0000 0,9398 1,1560 0,9614

46,0000 603,2733 661,5000 0,9856 1,2124 1,0083

47,0000 616,8420 681,5000 1,0348 1,2728 1,0586

48,0000 630,7500 702,0000 1,0875 1,3376 1,1125

49,0000 644,9972 723,0000 1,1440 1,4071 1,1703

50,0000 659,5836 744,5000 1,2046 1,4817 1,2323

51,0000 674,8484 767,0000 1,2713 1,5637 1,3005

52,0000 690,4525 790,0000 1,3429 1,6518 1,3738

53,0000 706,3958 813,5000 1,4200 1,7466 1,4526

54,0000 723,0175 838,0000 1,5047 1,8508 1,5393

55,0000 739,9784 863,0000 1,5960 1,9630 1,6327

56,0000 757,2786 888,5000 1,6944 2,0841 1,7334

57,0000 775,2572 915,0000 1,8027 2,2173 1,8442

58,0000 793,9142 942,5000 1,9219 2,3640 1,9661

59,0000 813,2497 971,0000 2,0533 2,5256 2,1005

60,0000 832,9244 1000,0000 2,1956 2,7006 2,2461

61,0000 853,2775 1030,0000 2,3526 2,8937 2,4067

62,0000 874,3090 1061,0000 2,5259 3,1068 2,5840

63,0000 895,6798 1092,5000 2,7143 3,3386 2,7767

64,0000 917,7290 1125,0000 2,9225 3,5947 2,9897

65,0000 940,7959 1159,0000 3,1565 3,8825 3,2291

66,0000 964,5412 1194,0000 3,4156 4,2012 3,4942

67,0000 988,6257 1229,5000 3,6990 4,5497 3,7841

68,0000 1013,3887 1266,0000 4,0133 4,9363 4,1056

69,0000 1039,1693 1304,0000 4,3672 5,3716 4,4676

70,0000 1065,9676 1343,5000 4,7658 5,8620 4,8755

71,0000 1093,1051 1383,5000 5,2040 6,4009 5,3237

72,0000 1120,9210 1424,5000 5,6921 7,0013 5,8231

73,0000 1150,0938 1467,5000 6,2495 7,6869 6,3933

74,0000 1179,9451 1511,5000 6,8715 8,4520 7,0296

~ 34 ~

S Nombre de segments sétigères

L3 (µm) Petite largeur (µm) sans parapodes PF (cg) PS (mg) PSLC (g)

75,0000 1210,4748 1556,5000 7,5664 9,3067 7,7404

76,0000 1242,3613 1603,5000 8,3601 10,2829 8,5524

77,0000 1274,9263 1651,5000 9,2474 11,3743 9,4601

78,0000 1308,1697 1700,5000 10,2397 12,5949 10,4753

79,0000 1342,7700 1751,5000 11,3717 13,9871 11,6332

80,0000 1378,3880 1804,0000 12,6493 15,5587 12,9403

81,0000 1415,0236 1858,0000 14,0905 17,3313 14,4146

82,0000 1453,0161 1914,0000 15,7286 19,3462 16,0904

83,0000 1492,0263 1971,5000 17,5701 21,6112 17,9742

84,0000 1532,0541 2030,5000 19,6347 24,1507 20,0863

85,0000 1573,0995 2091,0000 21,9407 26,9870 22,4453

86,0000 1615,5019 2153,5000 24,5271 30,1683 25,0912

87,0000 1659,2611 2218,0000 27,4114 33,7160 28,0419

88,0000 1704,3772 2284,5000 30,6081 37,6480 31,3121

89,0000 1750,8501 2353,0000 34,1222 41,9703 34,9070

90,0000 1798,6800 2423,5000 37,9505 46,6792 38,8234

91,0000 1847,8667 2496,0000 42,0756 51,7530 43,0434

92,0000 1898,4103 2570,5000 46,4670 57,1544 47,5357

93,0000 1950,6499 2647,5000 51,1076 62,8624 52,2831

94,0000 2004,5857 2727,0000 55,9356 68,8008 57,2221

95,0000 2059,8784 2808,5000 60,8432 74,8371 62,2426

96,0000 2116,8671 2892,5000 65,7714 80,8989 67,2842

97,0000 2175,8912 2979,5000 70,6535 86,9038 72,2785

98,0000 2236,2721 3068,5000 75,3386 92,6665 77,0714

99,0000 2298,3491 3160,0000 79,7695 98,1165 81,6042

100,0000 2362,8006 3255,0000 83,9166 103,2175 85,8467

101,0000 2428,9483 3352,5000 87,6787 107,8447 89,6953

102,0000 2496,7920 3452,5000 91,0230 111,9583 93,1166

103,0000 2567,0103 3556,0000 93,9690 115,5819 96,1303

104,0000 2639,2639 3662,5000 96,5021 118,6976 98,7217

105,0000 2704,3939 3758,5000 98,4091 121,0432 100,6725

~ 35 ~

-Annexe 2 : Coordonnées des stations de prélèvement des H. diversicolor.-

Tableau récapitulatif du site, de la position dans la baie, du substrat, de la végétation pour les stations d’échantillonnage d’H. diversicolor. Les stations SS1 et SV sont les stations de suivi temporelles.

Station

Site

Entrée / fond

de baie

Substrat Végétation XL1 théorique

(m)

YL1 théorique

(m)

SS1 Somme fond Sable Aucune 550645 1278905

SS2 Somme entrée Sable vaseux Aucune 548120 1277405

SS3 Somme fond Sable mobile Aucune 551055 1276365

SS4 Somme entrée Sable vaseux Aucune 546185 1279000

SS5 Somme entrée Sable vaseux Aucune 547925 1280405

SV1 Somme

Entrée

Vase Obione 544680 1279170

SV2 Somme

Entrée Vase Puccinelie (++) et Obione (+)

548120 1277275

SV3 Somme Fond Vase Chiendent (+++), Puccinelie (++) et Obione (+)

551245 1279690

SV4 Somme Entrée Vase Aster 549170 1278755

SV5 Somme Fond Vase sableuse Chiendent 551745 1275890

AS1 Authie Fond Sable Aucune 548770 1297010

AS2 Authie Fond Sable Aucune 547490 1297035

AS3 Authie Entrée Sable Aucune 545485 1297995

AS4 Authie Entrée Sable Aucune 544450 1297445

AS5 Authie Entrée Sable Aucune 544595 1299760

AV1 Authie Entrée Sable vaseux Peu ou pas végétalisée

546600 1297425

AV2 Authie Fond Vase Type aster 549005 1296955

AV3 Authie Fond Vase Type chiendent

548970 1296415

AV4 Authie Fond Vase Obione 548330 1296515

AV5 Authie Fond Vase Puccinelie, Obione et Aster

546950 1296245

CS1 Canche Entrée Sable Aucune 547805 1315430

CS2 Canche Entrée Sable vaseux Aucune 547980 1315795

CS3 Canche Entrée Sable Aucune 548220 1315350

CS4 Canche Fond Sable Aucune 550400 1312745

CS5 Canche Fond Sable vaseux Aucune 549210 1314200

CV1 Canche Entrée Vase Chiendent 547470 1315105

CV2 Canche Entrée Vase Puccinelie(+++), Aster (++) et Obione (+)

548870 1314350

CV3 Canche Entrée Vase Puccinelie(+++), Obione (++) et Aster (+)

549085 1314780

CV4 Canche Fond Vase Aucune 549775 1313495

CV5 Canche fond Vase Puccinelie et Obione à proximité mais vase nue en sortie de la STEP

549865 1313265

CV6 Canche Vase Aucune 547770 1315345

~ 36 ~

-Annexe 3 Densité totale et coefficient de variation dans les trois baies-

Densité totale en Hediste diversicolor, IC=interval de confiance, ect = écart type, CV= coefficient de variation, l = petite largeur

Station-

temps

Moyenne de la

densité (ind l<500 µm/m

2)

ect de la densité (ind l<500 µm/m

2)

IC 80 % de la densité (ind l<500 µm/m2)

CV Moyenne de la densité (ind l>=500

µm/m2)

ect de la densité (ind l>=500 µm/m2)

IC 80 % de la densité (ind l>=500 µm/m2)

CV

AS1 nm nm nm 215,52 75,97 56,21 0,35

AS2 nm nm nm 139,26 88,97 50,99 0,64

AS3 nm nm nm 0,00 0,00 0,00

AS4 nm nm nm 0,00 0,00 0,00

AS5 nm nm nm 0,00 0,00 0,00

AV1 nm nm nm 712,88 125,17 92,61 0,18

AV2 nm nm nm 862,09 576,45 426,52 0,67

AV3 nm nm nm 1011,30 245,34 181,53 0,24

AV4 nm nm nm 1127,35 1069,42 791,27 0,95

AV5 nm nm nm 2818,37 428,81 317,28 0,15

CS1 nm nm nm 0,00 0,00 0,00

CS2 nm nm nm 215,52 373,30 276,20 1,73

CS3 nm nm nm 9,95 22,24 12,75 2,24

CS4 nm nm nm 314,99 188,30 139,32 0,60

CS5 nm nm nm 232,10 103,53 76,60 0,45

CV1 nm nm nm 82,89 103,53 76,60 1,25

CV2 nm nm nm 2072,33 1776,86 1314,70 0,86

CV3 nm nm nm 1127,35 995,13 736,30 0,88

CV4 nm nm nm 1094,19 1027,74 760,43 0,94

CV5 nm nm nm 232,10 402,01 297,45 1,73

CV6 nm nm nm 99,47 99,47 73,60 1,00

SS1t01 0,00 0,00 0,00 265,26 103,53 76,60 0,39

SS1t02 0,00 0,00 0,00 431,04 28,72 21,25 0,07

SS1t03 0,00 0,00 0,00 198,94 179,33 132,68 0,90

SS1t04 0,00 0,00 0,00 165,79 103,53 76,60 0,62

SS1t05 0,00 0,00 0,00 116,05 114,86 84,99 0,99

SS1t06 0,00 0,00 0,00 165,79 103,53 76,60 0,62

SS1t07 0,00 0,00 0,00 49,74 49,74 36,80 1,00

SS1t08 0,00 0,00 0,00 198,94 49,74 36,80 0,25

SS1t09 0,00 0,00 0,00 215,52 207,07 153,21 0,96

SS1t10 0,00 0,00 0,00 248,68 149,21 110,40 0,60

SS2 0,00 0,00 0,00 248,68 99,47 73,60 0,40

SS3 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

SS4 0,00 0,00 0,00 779,20 1050,75 777,46 1,35

SS5 0,00 0,00 0,00 66,31 75,97 56,21 1,15

SV1t01 151,09 234,07 122,46 1,55 4161,24 1264,44 935,56 0,30

SV1t02 755,45 1020,28 533,80 1,35 6150,68 1622,59 1200,56 0,26

SV1t03 75,55 185,05 96,82 2,45 4642,02 1272,24 941,34 0,27

SV1t04 0,00 0,00 0,00 4144,66 1697,11 1255,70 0,41

SV1t05 151,09 370,09 193,63 2,45 4708,33 744,93 551,18 0,16

SV1t06 75,55 185,05 96,82 2,45 4161,24 1108,04 819,85 0,27

SV1t07 75,55 185,05 96,82 2,45 3647,30 1108,04 819,85 0,30

SV1t08 0,00 0,00 0,00 3498,09 1306,77 966,89 0,37

SV1t09 0,00 0,00 0,00 3746,77 554,58 410,34 0,15

SV1t10 0,00 0,00 0,00 4343,60 531,81 393,49 0,12

SV2 377,73 341,21 178,52 0,90 4210,61 3378,11 2499,48 0,80

SV3 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

SV4 608,14 933,36 488,33 1,53 4874,12 621,20 459,63 0,13

SV5 0,00 0,00 0,00 232,10 159,88 118,29 0,69

~ 37 ~

-Annexe 4: Cartes de végétation-

Répartition de l’Obione (Halimionetum portacolides) dans la baie de Canche d’après Gaëtan Duponchelle.

Cartographie de la végétation de la baie d’Authie, d’après Dobroniak (2000).

~ 38 ~

Topographie de la baie de Somme réalisée en 2008 par le conseil régional de la Somme. L’altitude a été prise tous les 20 m.

Répartition de l’Obione dans la baie de Somme d’après Dobroniak (2000).

~ 39 ~

-Annexe 5 : Coordonnées de l’échantillonnage crabe en baie de Canche et baie d’Authie-

Récapitulatif des Coordonnées des secteurs échantillonnés en baie de Canche, du positionnement entrée / fond de baie et de la végétation dominante

Secteur X Prélèvement (L1) Y Prélèvement (L1) Position

dans la

baie

Végétation dominante

1 550419 1312798 Fond

2 549768 1313503 Fond Obione

3 549251 1314577 Entrée chiendent +++, obione ++, aster +

4 548580 1314688 Entrée puccinelie et aster

5 548627 1314373 Fond chiendent +++, aster ++, obione + , point haut

6 548507 1315433 Entrée obione +++, chiendent ++, aster +

7 547708 1315202 Entrée obione (+++), puccinelie (++), salicorne (++)

Récapitulatif des Coordonnées des secteurs échantillonnés en baie de Canche, du positionnement entrée / fond de baie et de la végétation dominante

Secteur X Prélèvement (L1) Y Prélèvement (L1) Position

dans la

baie

Végétation dominante

1 545610 1295913 Entrée chiendent et obione ; point haut

2 546177 1296475 Entrée obione ; point haut

3 547643 1296677 Entrée obione

4 547698 1296040 Fond Atriplex, aster et plante avec ligule

5 547666 1296603 Entrée Aster et salicorne

6 547484 1297370 Entrée obione et aster

7 549582 1296700 Fond chiendent (+++), Atriplex et aster

8 549499 1297023 Fond obione, chiendent, aster et Atriplex

9 548379 1296550 Fond puccinelie dominante

10 549018 1296909 Fond Obione, pucinelie, aster, chiendent

Within the framework of the European Fisheries Fund, the resources in Hediste diversicolor

and Carcinus maenas were evaluated in the estuaries of Picardie – Somme, Authie and Canche.

Five months after the beginning of the study, there are 33 tons of available biomass

of Hediste diversicolor in the Canche estuary, 970 tons in the Authie estuary and 6,366 tons

in the Somme estuary.

673 tons of Carcinus maenas biomass are available in the Canche estuary, 198 tons in

the Authie estuary and 208 tons in the Somme estuary. The biomass is based on the

youngest individuals.

The techniques used to collect Carcinus maenas in the bay are yet to be improved. Currently,

allowing crab fishing has not been considered in the bays. The biomass estimate is made for

trawling.

Concerning the Hediste diversicolor, growth parameters were determined for muddy

and sandy sediments. Graphs relating the number of segments with the age and the fresh

weight, dry weight and ash-free dry weight were made.

Cinq mois après le début de l’étude, la biomasse disponible en Hediste diversicolor

est de 33 t en Canche, 970 t en Authie et 6366 t en Somme.

La biomasse disponible en Carcinus maenas est de 673 t en Canche, 198 t en Authie

et de 208 t en Somme. La biomasse repose sur les individus les plus jeunes.

Les techniques de récoltes de Carcinus maenas en baie sont encore à améliorer. Il n'est pas

envisagé pour le moment d'ouvrir la pêche aux crabes dans les baies. L'estimation de la

biomasse est réalisée pour le chalutage.

Pour chaque type sédimentaire (sable et vase), les paramètres de croissance ont été

déterminés pour l’espèce H. diversicolor. Les abaques mettant en relation le nombre de

segments avec l’âge, et le poids frais, le poids sec et le poids sec libre de cendre ont été

réalisés.