UNIVERSITÉ LIBRE DE BRUXELLES École Interfacultaire de Bioingénieurs

Mesure de l'efficacité d'extraits d'algues sur la vigne (Vitis vinifera L.), en conditions contrôlées et au vignoble, validée par la mesure de l'activité photosynthétique et les

analyses chimiques

Travail de fin d’études présenté pour l’obtention du grade d’ingénieur agronome, défendu en septembre 2004 par : JULIEN LOUVIEAUX

Promoteur : Murielle EYLETTERS, Laboratoire d’Agrotechnologies Végétales - ULB Année académique 2003 - 2004

Remerciements

En premier lieu, je tiens à remercier sincèrement Murielle Eyletters, promotrice de ce travail, pour sa disponibilité et ses conseils, ainsi que le personnel du Laboratoire d’Agrotechnologies Végétales de l’ULB (directeur, docteurs, doctorants et techniciens) pour leur soutien technique et leur convivialité.

Mes plus vifs remerciements vont également à la s.a. Goëmar, qui nous a fourni les produits ainsi que les plants de vigne et donné les moyens de réaliser les mesures au vignoble. Pour cela, je voudrais remercier plus particulièrement Jean-Claude Métayer et Jean-Marie Joubert.

Je remercie les habitants de Beaulieu-sur-Layon et Saint-Lambert-du-Lattay (F-49) pour leur hospitalité et leur générosité sans faille, qui m’ont permis d’agrémenter mon séjour. Je voudrais également souligner le savoir-faire des viticulteurs angevins ainsi que les conseils qu’ils m’ont apportés.

Je remercie mes compagnons de promotion pour l’esprit d’entraide et de franche camaraderie développé au cours de nos années d’études.

Finalement, je tiens à remercier toutes les personnes qui échappent à ma mémoire mais qui d’une manière ou d’une autre ont contribué à la réalisation de cette tâche.

TABLE DES MATIERES

RÉSUMÉ ................................................................................................................................................1

1. INTRODUCTION .............................................................................................................................2

1.1. LES EXTRAITS D’ALGUES MARINES EN AGRICULTURE.................................................................2 1.2. BIOLOGIE DE LA VIGNE.................................................................................................................5

1.2.1. Description botanique...........................................................................................................5 1.2.2. Exigences ..............................................................................................................................7 1.2.3. Description morphologique ..................................................................................................8

1.2.3.1. Le système racinaire ......................................................................................................8 1.2.3.2. La tige ............................................................................................................................8 1.2.3.3. La feuille........................................................................................................................9 1.2.3.4. L’inflorescence ............................................................................................................10

1.2.4. Physiologie de la vigne .......................................................................................................11 1.2.4.1. Le cycle végétatif.........................................................................................................11

1.2.4.1.1. Les pleurs .............................................................................................................11 1.2.4.1.2. Débourrement.......................................................................................................11 1.2.4.1.3. Croissance ............................................................................................................12 1.2.4.1.4. Aoûtement ............................................................................................................12 1.2.4.1.5. Chute des feuilles .................................................................................................12 1.2.4.1.6. Evolution des bourgeons ......................................................................................12

1.2.4.2. Le cycle reproducteur ..................................................................................................13 1.2.4.2.1. Floraison et fécondation .......................................................................................13 1.2.4.2.2. Développement des baies .....................................................................................14

1.2.5. Nutrition minérale de la vigne ............................................................................................14 1.2.5.1. Macroéléments.............................................................................................................15 1.2.5.2. Oligoéléments ..............................................................................................................17

1.3. PHOTOSYNTHESE........................................................................................................................18 1.3.1. Généralités ..........................................................................................................................18 1.3.2. Facteurs influençant la photosynthèse de la feuille de vigne..............................................20

1.3.2.1. Facteurs physiques.......................................................................................................20 1.3.2.2. Facteurs biologiques ....................................................................................................21

1.3.3. Facteurs influençant la photosynthèse de la souche...........................................................22 1.3.4. Facteurs influençant le comportement du couvert végétal .................................................23

2. BUT DU TRAVAIL.........................................................................................................................25

3. MATÉRIEL ET MÉTHODES .......................................................................................................26

3.1. CARACTERISTIQUES DES ESSAIS.................................................................................................26 3.2. MATÉRIEL VÉGÉTAL ...................................................................................................................27

3.2.1. En conditions contrôlées.....................................................................................................27 3.2.2. Au vignoble .........................................................................................................................28

3.3. MÉTHODES..................................................................................................................................29 3.3.1. Réflectance foliaire .............................................................................................................30 3.3.2. Fluorimétrie ........................................................................................................................32

3.3.2.1. Présentation de la méthode ..........................................................................................32 3.3.2.2. Développement théorique des indices .........................................................................36

3.3.3. Analyse d’échanges gazeux.................................................................................................40 3.3.4. Dosage des éléments minéraux dans les feuilles.................................................................42

3.3.4.1. Dosage de l’azote.........................................................................................................42 3.3.4.2. Dosage des autres éléments majeurs (P, K, Ca, Mg) ...................................................43

3.3.5. Analyse statistique...............................................................................................................43

3.4. DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL........................................................................................................44 3.4.1. Produits testés .....................................................................................................................44 3.4.2. Dispositif en conditions contrôlées .....................................................................................44 3.4.3. Dispositif au vignoble .........................................................................................................45

3.5. MÉTHODOLOGIE.........................................................................................................................46 3.5.1. En conditions contrôlées.....................................................................................................46

3.5.1.1. Application des produits ..............................................................................................46 3.5.1.2. Mesures........................................................................................................................47

3.5.2. Au vignoble .........................................................................................................................50 3.5.2.1. Application des produits ..............................................................................................50 3.5.2.2. Mesures........................................................................................................................51

3.5.3. Mise au point d’une méthodologie de mesure de la fluorescence chlorophyllienne...........51 3.5.3.1. Âge de la feuille...........................................................................................................51 3.5.3.2. Position sur la feuille ...................................................................................................53 3.5.3.3. Taille des feuilles.........................................................................................................53 3.5.3.4. Orientation des feuilles ................................................................................................54 3.5.3.5. Ensoleillement direct ...................................................................................................56 3.5.3.6. Temps de mise à l’obscurité ........................................................................................57 3.5.3.7. Conclusions..................................................................................................................58

4. RÉSULTATS ET DISCUSSION....................................................................................................59

4.1. QUANTIFICATION DE L’ACTIVITÉ PHYSIOLOGIQUE DE LA VIGNE SUITE À UNE APPLICATION

FOLIAIRE D’EXTRAITS D’ALGUES, EN CONDITIONS CONTRÔLÉES.....................................................59 4.1.1. Effet sur la réflectance foliaire............................................................................................59 4.1.2. Effet sur la cinétique rapide de la fluorescence chlorophyllienne......................................61 4.1.3. Impact sur les échanges gazeux ..........................................................................................66 4.1.4. Analyse minérale des feuilles ..............................................................................................68 4.1.5. Conclusion ..........................................................................................................................70

4.2. VALIDATION DES MESURES, EFFECTUÉES EN CONDITIONS CONTRÔLÉES, AU VIGNOBLE ..........71 4.2.1. Situation 1 : essai SFDR .....................................................................................................71

4.2.1.1. Fluorescence chlorophyllienne ....................................................................................71 4.2.1.2. Analyse minérale des feuilles ......................................................................................74

4.2.2. Situation 2 : essai SFCR .....................................................................................................75 4.2.2.1. Fluorescence chlorophyllienne ....................................................................................75 4.2.2.2. Analyse minérale des feuilles ......................................................................................78

4.2.3. Conclusion ..........................................................................................................................79

5. CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES.........................................................................................80

BIBLIOGRAPHIE ..............................................................................................................................82

ANNEXES ............................................................................................................................................86

RÉSUMÉ

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RÉSUMÉ

L’efficacité de l’application d’extraits d’algues marines a été étudiée sur des plants de vigne (Vitis vinifera L.). Les expérimentations ont été conduites sur des individus cultivés en serre (en conditions contrôlées) et au vignoble (en conditions réelles). L’activité photosynthétique et la composition minérale des feuilles de vigne ont été suivie de manière à quantifier l’effet des produits.

Trois méthodes complémentaires ont été employées in vivo pour mesurer l’activité photosynthétique des feuilles en conditions contrôlées : la réflectance foliaire, la fluorescence chlorophyllienne (cinétique rapide) et l’analyse d’échanges gazeux. Seule la fluorimétrie a été utilisée au vignoble. Préalablement aux mesures de la cinétique rapide de la fluorescence chlorophyllienne, une méthodologie de la mesure a dû être mise en place de manière à obtenir une réponse fiable et répétitive, en éliminant les facteurs perturbateurs.

En conditions contrôlées, nos résultats montrent une meilleure activité photosynthétique des feuilles suite à l’application des produits. Dans ces mêmes conditions, l’analyse chimique des feuilles indique un retard de la sénescence (pour un des deux produits testés).

Au vignoble, nos résultats ne montrent aucun effet statistiquement significatif (α=0,05) suite à l’application des produits, tant au niveau de l’activité photosynthétique que de l’analyse minérale des feuilles. Deux facteurs explicatifs en sont peut-être à l’origine : les conditions météorologiques exceptionnelles rencontrées lors des mesures (août 2003) et l’éloignement dans le temps des mesures par rapport aux applications des produits (environ 90 jours).

Abstract

We studied the effect of applying seaweed extracts on grapevine plants (Vitis vinifera L.). The experiments have been performed either on vines cultivated in glasshouse (under controlled environmental conditions) or in vineyard (under real conditions). The photosynthetic activity and the mineral composition of leaves were determined in order to quantify the products’ effect.

Three complementary methods have been used in vivo to measure the photosynthetic activity of leaves under controlled environmental conditions: foliar reflectance, chlorophyll fluorescence (fast transient rise) and gas exchange analysis. Only chlorophyll fluorescence was used in vineyard. Prior to the measurements of the fluorescence, a methodology of the measure had to be made in order to obtain a reliable and repetitive response, by eliminating disruptive factors.

Under controlled environmental conditions, our results show a better photosynthetic activity of the leaves following the products’ application. Under these conditions, the mineral composition of the leaves indicates a delayed senescence (for one of the two products tested).

In vineyard, our results show no statistically significant effect (α=0,05) following the application of the products, both for photosynthetic activity and for the mineral composition of leaves. Two explicative factors may be the cause of this: the exceptional meteorological conditions encountered during the measuring period (August 2003) and the interval between the measurements and the products’ applications (about 90 days).

INTRODUCTION

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1. INTRODUCTION

Dans cette partie, essentiellement bibliographique, nous développons les principaux thèmes abordés dans ce travail, à savoir :

��Les extraits d’algues marines : leur utilisation, leur composition, leur action, … ��La vigne : ses exigences, sa morphologie, son cycle de développement, la nutrition

minérale, … ��La photosynthèse : un rappel général et les différents facteurs l’influençant.

1.1. Les extraits d’algues marines en agriculture

Depuis longtemps, les algues sont utilisées dans les régions côtières comme fertilisants pour les sols. Leur utilisation est déjà mentionnée au XVI° siècle dans les fermes écossaises proches des côtes, et un peu plus tard en France (Bretagne) où cet amendement prendra le nom de goémon.

Initialement employées entières, sous forme d’amendement organique, les algues sont actuellement de plus en plus utilisées sous forme d’extraits liquides. Les premières pulvérisations foliaires d’extraits d’algues sur les plantes ont eu lieu en 1950, époque où le concept de nutrition des plantes était encore fondé sur le principe que les racines étaient les organes d’absorption des éléments minéraux du sol et les feuilles ceux de l’assimilation carbonée. Bien que la nutrition foliaire soit déjà utilisée à cette époque pour corriger les carences en oligoéléments, elle ne s’est développée dans le cadre de la fertilisation générale des plantes que vers les années 1960, favorisant la vente d’extraits d’algues. Depuis cette époque, de nombreux essais ont été entrepris pour montrer l’efficacité de ces produits. Toutefois, beaucoup d’articles ont été écrits dans un intérêt plus commercial que scientifique, et doivent donc être considérés avec prudence. Divers effets phytoactifs de ces extraits d’algues marines ont cependant pu être mis en évidence malgré des résultats parfois irréguliers. Une synthèse bibliographique des effets observés suite à l’application de ces extraits sur les plantes cultivées a été réalisée par Jolivet et al. (1991). De nombreux effets bénéfiques y sont rapportés, tel l’amélioration du taux de germination, l’augmentation des rendements, l’augmentation de la résistance au froid, à certaines maladies, l’intensification de l’absorption des éléments minéraux du sol ou encore la durée de conservation des fruits.

A l’heure actuelle, les mécanismes d’action de ces extraits ne sont pas connus de façon satisfaisante. Quels que soient leur origine, ou leur mode de préparation, ces extraits sont très complexes et renferment de nombreux éléments minéraux et constituants organiques. Aujourd’hui, on s’accorde à dire que les algues marines contiennent quatre types de composants particulièrement intéressants : (1) colloïdes, (2) acides aminés et éléments minéraux, (3) sucres et (4) phytohormones (New AG International, mars 2004).

Une des caractéristiques des algues (à de rares exceptions près) est d’avoir une matrice polysaccharidique enserrant les cellules des thalles (Bruneton, 1993). Les algues renferment également des polysaccharides de réserve (e.g. laminarine). Ces colloïdes sont principalement destinés à l’industrie agro-alimentaire pour leurs propriétés épaississantes et gélifiantes (acide alginique, agar-agar, alginates, carraghénanes,…). L’acide alginique possède des propriétés chélatantes.

INTRODUCTION

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Le deuxième type de composants, les éléments minéraux et acides aminés, revêt une importance pour la nutrition humaine et la nutrition des plantes (dans le cas d’amendements organiques). En effet, la richesse de ces organismes en oligo-éléments et en vitamines suscite un intérêt grandissant dans les pays occidentaux (Bruneton, 1993). Les bétaïnes, dérivées d’acides aminés, sont des molécules osmo-compatibles dont on a montré les effets bénéfiques lors de leur application sur les plantes pour l’adaptation au stress thermique, hydrique et salin (McNeil et al., 1999 ; Mäkelä et al., 1999 ; Xing et Rajashekar, 2001).

Les sucres simples dominants sont fréquemment des polyols : D-mannitol et le D-sorbitol. Il s’agit souvent de composés osmo-compatibles pour les cellules, résultant d’une adaptation au milieu salin. Le mannitol a également des propriétés chélatantes exploitables pour la nutrition minérale des plantes.

Plusieurs phytohormones ont été identifiées dans des produits obtenus au départ d’algues marines. Ainsi, on trouve la présence d’auxines et cytokynines dans la plupart des extraits. La présence de gibbérellines a aussi été constatée dans les produits frais, mais leur activité chute drastiquement jusqu’à des niveaux négligeables suite au conditionnement. L’acide abscissique a également été identifié dans ces produits.

Bien que le mode d’action des extraits d’algues ne soit pas entièrement élucidé, les effets observés suite à l’application de ces produits proviendraient essentiellement des phytohormones et des polysaccharides. Les phytohormones présentes en faibles quantités (principalement cytokinines) agiraient au niveau du développement des organes, tandis que les polysaccharides seraient impliqués dans la stimulation des réactions de défenses naturelles des plantes (éliciteurs). La présence de mannitol et d’acide alginique contribuerait également à l’absorption et la translocation des éléments minéraux grâce à leur propriété chélatante. Quant aux éléments minéraux présents dans les extraits d’algues, ils ne contribueraient que pour une portion insignifiante aux besoins de la plante traitée, vu la faible quantité de produit appliquée (Jolivet et al., 1991).

Mercier et al. (2001) ont ainsi pu montrer que les carraghénanes (polysaccharides constitutifs des parois cellulaires de diverses algues rouges) avaient un effet identique à celui de l’éliciteur connu de Phytophtora parasitica var. nicotianae sur des plants de tabacs. La laminarine (β-1,3- glucane) s’est avérée être un éliciteur chez le tabac et augmenter la protection des feuilles de tabac envers la bactérie pathogène E. carotovora (Klarzynski et al., 2000). Aziz et al. (2003) ont également pu mettre en évidence la fonction élicitrice de ce polysaccharide de réserve chez la vigne et ont pu montrer l’induction de la protection envers des pathogènes (en particulier Botrytis cinerea et Plasmopara viticola). De par cette fonction élicitrice, les extraits d’algues pourraient devenir un allié important dans la protection des cultures, dans un contexte grandissant de préoccupation de l’environnement.

Les méthodes utilisées pour la préparation de ces extraits d’algues marines sont variées et font souvent l’objet de brevets. Elles ne sont donc décrites dans les publications que de manière sommaire et incomplète. Selon le procédé de fabrication (action de différentes températures, d’un milieu alcalin, de pressions variées) et l’espèce d’algue utilisée, le produit obtenu favorisera l’un ou l’autre des 4 composants principaux, tant en quantité qu’en qualité. En plus de cela, les extraits d’algues peuvent être commercialisés sous forme de mixtures avec des éléments minéraux, acides aminés et acides humiques. Mais ce n’est pas tout : un même produit pourra engendrer un effet différent selon la plante sur laquelle on effectue l’application et selon le stade de développement de la plante au moment de l’application.

INTRODUCTION

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Encadré 1 : les éliciteurs (Lepoivre, 2003)

Définition

Les éliciteurs sont des molécules responsables de l’induction de mécanismes de résistance de la plante vis-à-vis d’un pathogène. La recherche a mis en évidence de nombreuses molécules inductrices non spécifiques. Il s’agit d’éliciteurs abiotiques (UV, détergents, métaux lourds,…) et de molécules d’origine parasitaire (oligomères de chitine, chitosane, glucanes, glycoprotéines, protéines,…). Les éliciteurs peuvent également être libérés de la paroi des cellules végétales sous l’effet d’enzymes du parasite.

Mécanismes de défense

Les différents mécanismes de résistance mis en place peuvent être classés en deux catégories : (1) caractéristiques structurales agissant comme barrière physique à la progression du pathogène et (2) production de substances toxiques pour celui-ci.

� Modification des parois par des appositions de callose, de polyphénols, de protéines, de matières pectiques, de suber, de silice, de calcium et/ou de lignine.

� Production de phytoalexines. Le terme phytoalexine a été défini pour désigner des « molécules dont la synthèse est induite chez les végétaux en réponse à différents facteurs de stress et qui possèdent un pouvoir inhibiteur à l’égard d’un large éventail de microorganismes ». Leur structure chimique est variable (selon la position taxonomique de la plante) et la relation d’incompatibilité entre l’hôte et le pathogène est généralement associée à une synthèse rapide de ces phytoalexines.

� Protéines associées à la résistance. Suite à l’infection par différents pathogènes, on observe une accumulation de nouvelles protéines solubles, très résistantes, appelées protéines PR (Pathogenesis-Related). Ces protéines sont supposées interagir directement avec des composés structuraux ou des enzymes intervenant dans le pouvoir pathogène de l’agresseur. Les deux principales familles étudiées sont la β-1,3-glucanase et la chitinase, ayant comme substrat les constituants majeurs des parois fongiques. On peut aussi trouver des inhibiteurs d’endo-polygalacturonases et des protéines antivirales.

� Réaction d’hypersensibilité. Il s’agit d’une réaction nécrotique se manifestant précocement lors de l’infection par des agents pathogènes. Très souvent, cette résistance n’est pas confinée au voisinage immédiat de la nécrose et s’étend aux autres parties de la plante (suggérant la production d’un signal), on parle alors de résistance systémique acquise (SAR).

Signalisation

Lors du contact entre le récepteur de la plante-hôte et l’éliciteur, on observe le déclenchement de la production d’oxygène actif (H2O2, O2

-, OH-), cette étape est appelée « choc respiratoire ». Cette synthèse provoque une peroxydation des lipides membranaires entraînant des flux transitoires d’électrolytes (influx de Ca2+ et K+) aboutissant à la mise en place des mécanismes de défense. Des messagers secondaires (H2O2, acide salicilique, méthyljasmonate, éthylène,…) interviennent dans la mise en place des réactions de défense aboutissant à la réaction hypersensible et/ou la synthèse de molécules de défense dans les cellules voisines.

INTRODUCTION

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1.2. Biologie de la vigne Des indices (pollen et graines) permettent d’établir la présence de la vigne à l’aire tertiaire en Asie mineure, en Europe orientale et en Amérique. Au cours des glaciations du quaternaire son aire de distribution a reculé dans des zones refuges, épargnées par le froid, telle la Transcaucasie, la Grèce, l’Italie, la France et l’Espagne. La culture de la vigne n’a cependant débuté qu’à partir du refuge se trouvant en Transcaucasie (Reynier, 1991). Les cépages proviennent de la sélection faite par les hommes dans ces populations. Les migrations entreprises par les hommes ont assuré le transport de ces premiers cépages qui ont ensuite pu se croiser avec des espèces locales (cultivées ou non). Ainsi, les cépages actuels proviennent de l’évolution et de la sélection des populations indigènes ainsi que du croisement de ces formes avec les cépages importés. Les cépages orientaux, ayant subi une sélection dirigée par l’homme depuis plus de 6000 ans, sont beaucoup plus éloignés des populations sauvages que les cépages d’Europe occidentale dont la sélection humaine n’a que deux millénaires (Reynier, 1991).

1.2.1. Description botanique La vigne est une plante pérenne ligneuse, de l’ordre des Rhamnales, appartenant à la

famille des Vitacées (≈ 1000 sp.). Cette famille était autrefois appelée Ampélidées ou Ampélidacées. Elle contient des lianes, arbustes à tiges herbacées ou sarmenteuses, parfois à souche tubéreuse, possédant des vrilles opposées aux feuilles.

A l’heure actuelle, quatorze genres ont été déterminés parmi lesquels on retrouve le genre Vitis caractéristique des zones tempérées (présent en Amérique, Europe et Asie). Le genre Vitis se divise lui-même en deux sections (sous-genres) :

��les Muscadinia (3 sp.), que l’on rencontre dans le sud-est des Etats-Unis (dont une espèce, V. roundifolia, cultivée et intéressante car résistante au phylloxéra) ;

��les Euvitis (≈ 30 sp.), qui ont évolué pour donner deux rameaux : un eurasiatique et un américain.

C’est parmi le rameau eurasiatique qu’on retrouve Vitis vinifera L. Il s’agit d’un

arbrisseau grimpant, donnant annuellement des sarments à écorce caduque pourvus de vrilles fourchues. Les inflorescences sont oppositifoliées, en grappe plus ou moins ramifiées (Makaroff, 1999). Il s’agit de la seule espèce présente en Europe et, c’est à l’échelle mondiale l’espèce viticole la plus commune et la plus importante au niveau économique (Hilbert, 2002). On remarquera encore que l’espèce V. vinifera L. se partage en une sous-espèce sauvage (Vitis vinifera sylvestris) que l’on rencontre au Nord des Alpes, et une sous espèce cultivée (Vitis vinifera sativa) qui se divise en milliers de variétés aussi appelées cépages (Simon et al., 1992).

C’est dans le rameau américain des Euvitis que l’on rencontre les espèces les plus intéressantes pour l’amélioration variétale en vue de la résistance au phylloxéra (V. riparia, V. berliandieri, V. rupestris).

INTRODUCTION

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Figure 1 : systématique des vignes (Simon et al., 1992)

La vigne sauvage est une plante dioïque. Les cépages cultivés sont quant à eux

hermaphrodites et ont été obtenus par sélection d’individus monoïques apparus dans les populations sauvages déjà cultivées. A l’heure actuelle, l’amélioration variétale peut se faire par voix asexuée en sélectionnant les individus dans les populations existantes ou par voie sexuée en créant de nouveaux cépages (Reynier, 1991). Galet (1988 b) précise la définition de cépage comme ceci : « Le mot cépage, pour le vigneron, sert à désigner le plant de vigne, utilisé pour préparer son vin ou pour en consommer les fruits. D’un point de vue botanique, le cépage ne peut être considéré comme variété, car il ne se reproduit pas identiquement à lui-même par semis. On ne peut donc que le multiplier par voie végétative.

Le terme de cultivar est également un peu différent puisqu’il correspond à un clone provenant d’un pépin, multiplié ensuite par voie végétative et dont tous les descendants sont donc identiques. Les cépages ne sont donc de vrais cultivars que lorsqu’ils proviennent d’un croisement artificiel.

INTRODUCTION

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La plupart de nos cépages sont en réalité constitués par un ensemble de clones, très proches entre eux, au point d’avoir été confondus sous un même nom. Néanmoins, au cours des siècles, les praticiens ont souvent su distinguer les différences entre ces clones et leur donner des noms particuliers ».

Finalement, on retiendra qu’il s’agit d’un ensemble d’individus ayant des caractères morphologiques et technologiques amenant les viticulteurs à les désigner sous le même nom (Reynier, 1991).

Encadré 2 : les porte-greffes (Reynier, 1991)

L’invasion phylloxérique en Europe au XIX° siècle imposa aux viticulteurs le recours au greffage de la vigne. En effet, les variétés européennes de Vitis vinifera L. sont sensibles aux attaques causées par le phylloxéra, puceron originaire de l’Amérique du Nord. Ces attaques se traduisent par des galles et nécroses au niveau racinaire. La solution consista à utiliser un porte-greffe résistant et y greffer la variété sensible. Le greffage a amené les chercheurs à créer de nombreux porte-greffes parmi lesquels le viticulteur doit choisir. Pour trouver des porte-greffes résistants les chercheurs ont fait appel à des espèces américaines du sous-genre Euvitis (V. riparia et V. rupestris). Ces espèces sont encore utilisées à l’heure actuelle comme porte-greffe mais leur sensibilité à une chlorose sur sol calcaire a amené les chercheurs à développer des hybrides (avec V. berliandieri notamment, d’origine américaine) permettant d’éviter cette sensibilité. D’autres hybrides ont également été obtenus en vue d’une résistance à la sécheresse, l’humidité, la salinité, etc.

1.2.2. Exigences

Température

La température moyenne annuelle ne doit pas descendre en dessous de 9°C, l’optimum se situant entre 11 et 16°C. Pour que la maturité soit suffisante, la température moyenne du mois de juillet doit atteindre 18°C. En terme de somme des températures, on peut estimer qu’une valeur de 2900°C est nécessaire pour la culture de la vigne. La vigne gèle vers –2,5°C en période de végétation. La résistance au gel d’hiver est plus grande, les dégâts commencent vers –12°C pour les bourgeons et –16°C pour le bois. Des températures très élevées, dépassant 42°C, grillent la vigne.

Ensoleillement

Le minimum annuel d’ensoleillement pour la vigne se situe vers 1500 à 1600 heures, dont au moins 1200 heures pendant la période de végétation.

Précipitations

La culture normale de la vigne exige des précipitations annuelles de 600 mm environ. La répartition des pluies et leur rétention par le sol joue un rôle important. Si les précipitations dépassent 900 à 1000 mm, les maladies cryptogamiques (Plasmopara viticola (mildiou) et Botrytis cinerea (pourriture grise) en particulier) deviennent très virulentes.

INTRODUCTION

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Sol

Les sols à vocation viticole sont le plus souvent assez pauvres, peu profonds et bien drainés. En jouant sur la profondeur du sol, la texture et les propriétés chimiques, on rejoint la notion de terroir. En effet, une même vigne plantée sur des combinaisons différentes de ces facteurs aura un comportement différent et donnera lieu à une production différente tant en quantité qu’en qualité.

En général, les sols superficiels et pauvres, dont l’alimentation en eau est un facteur limitant, induisent une faible vigueur des ceps, un arrêt précoce de végétation, une production individuelle limitée et une bonne maturation des baies (teneur en sucres et polyphénols élevée, faible acidité). A l’opposé, les sols profonds et fertiles, sans facteur limitant de l’alimentation en eau, induisent une forte vigueur, un retard des stades phénologiques, une production individuelle importante et une maturation tardive et incomplète (teneur en sucres et polyphénols faible, acidité élevée).

1.2.3. Description morphologique

1.2.3.1. Le système racinaire La majorité des racines d’un pied adulte se déploient latéralement, tandis qu’un faible

nombre se développe verticalement. Les racines colonisent préférentiellement les couches de sol comprises entre 20 et 50 cm. Plusieurs facteurs interviennent sur le développement et la répartition des racines. On constate ainsi une forte influence génétique quant à la direction des racines (traçantes ou pivotantes) et à leur diamètre.

La vigne s’adapte relativement bien à la sécheresse en colonisant les horizons

profonds (jusqu’à 3 ou 4 m dans les sols homogènes). La profondeur de l’établissement du système racinaire dépend des contraintes à la pénétration verticale, tel un rocher, la nappe phréatique ou des concrétions ferrugineuses.

Des facteurs culturaux, comme les travaux préparatoires, la densité, l’enherbement ou

le labour, influent aussi sur le développement racinaire.

1.2.3.2. La tige On peut à la fois dénommer un plant de vigne un cep, un pied ou une souche. Si on abandonne une vigne, elle va se mettre à ramper au niveau du sol jusqu’à trouver un support sur lequel se fixer. Pour la palisser, il est nécessaire de discipliner son allongement en pratiquant une taille sévère. Sur un pied de vigne âgé et taillé depuis au moins quatre ans, on peut distinguer plusieurs éléments (figure 2):

��Le vieux bois, constitué du tronc et des bras. L’écorce s’y détache facilement. ��Le bois de deux ans, taillé l’année précédente. Selon la longueur de ce bois, on

l’appellera courson (taillé court) ou aste (taillé long).

INTRODUCTION

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��Le bois de l’année, qui se développe au cours du printemps et de l’été. Parmi le bois de l’année on distingue encore le bois issu du bois de deux ans (appelé sarment) et le bois issu du vieux bois (appelé gourmand). Des sarments peuvent également partir des entre-cœurs (ramifications).

Le tronc se divise en bras (vieux bois) portant les bois de taille (courson et aste) sur lesquels se développent des rameaux (R), aussi appelés baguettes, se ramifiant en entre-cœur (e). Des gourmands (g) se développent à partir des bourgeons du vieux bois.

Figure 2 : morphologie d’un cep de vigne (Reynier, 1991)

1.2.3.3. La feuille

L’ampélographie, étude des formes culturales de la vigne, a pour objet la description, en vue de la reconnaissance, des espèces et variétés de vignes. La feuille, ayant un caractère propre à chaque variété, joue de fait un rôle important au point de vue ampélographique.

La forme de la feuille est déterminée par les longueurs des nervures ainsi que les angles entre ces nervures. On distinguera ainsi 5 types de forme de feuilles (réniforme, cunéiforme, orbiculaire, tronquée et cordiforme).

La feuille est découpée par un sinus pétiolaire ainsi que par deux sinus latéraux (supérieur et inférieur) (figure 3).

INTRODUCTION

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La forme de la feuille est déterminée par la longueur des nervures (L1, L2, L3, L4) ainsi que les angles entre les nervures (α, β, γ).

La taille de la feuille est déterminée à partir de sa longueur (L) et de sa largeur (l).

On distingue un sinus pétiolaire (SP), un sinus latéral supérieur (SLS) et inférieur (SLI), séparant les lobes (LT, LLS, LLI).

Figure 3 : morphologie d’une feuille de vigne (Reynier, 1991)

1.2.3.4. L’inflorescence Les fleurs sont pentamères de formule florale (5S) + 5P + 5E + 2C (Reynier, 1991).

Elles se trouvent fixées sur une inflorescence en grappe via un pédicelle. La dimension de l’inflorescence ainsi que le nombre de fleurs par inflorescence dépend du cépage, mais varie aussi sur un même cep selon la position sur le rameau et la vigueur.

Globalement, l’inflorescence comprend un axe principal duquel partent des axes

secondaires qui peuvent eux aussi se ramifier pour terminer par un bouquet de 2 à 5 fleurs. L’inflorescence démarre d’un nœud et y est fixée par le pédoncule. La première ramification de l’inflorescence est un peu plus longue et séparée du reste de la grappe, on la dénomme aileron (figure 4).

Figure 4 : morphologie de l’inflorescence de la vigne (Reynier, 1991)

INTRODUCTION

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1.2.4. Physiologie de la vigne

La vigne est une plante pérenne qui peut être cultivée pendant 30 ou 40 ans (voire un siècle) mais qui n’entre pas en production avant 3 ou 4 ans après sa plantation. Sous climat tempéré, on observe une succession de cycles annuels qui sont interdépendants les uns des autres. En effet, les conditions de végétation apparaissant lors d’un cycle peuvent avoir une influence sur les cycles futurs.

En pratique, on décrit les stades phénologiques de la vigne au moyen de stades-repères dont ceux de Baggiolini sont communément utilisés dans la littérature (Reynier, 1991 ; Simon et al., 1992). Cependant, une échelle de plus en plus utilisée par les entreprises est l’échelle BBCH (abréviation pour Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt et CHemische Industrie), basée sur un code décimal fournissant une description universelle des étapes de croissance des cultures (Meier, 2001) (voir annexe 1, page A1).

1.2.4.1. Le cycle végétatif

Ce cycle commence à partir du débourrement des bourgeons. Les organes (racines, rameaux, feuilles, vrilles) entrent en croissance, ensuite à lieu un stockage des réserves et une entrée en dormance des bourgeons.

1.2.4.1.1. Les pleurs Avant même le départ en végétation, le système racinaire marque une reprise d’activité

suite au réchauffement du sol, à la sortie de l’hiver. Il en résulte une poussée radiculaire qui se manifeste au niveau des plaies de taille par un écoulement de liquide.

Les pleurs ont une composition plus riche en sucres et acides (mobilisation des réserves) que la sève brute et moins riche en matières minérales.

Les pleurs peuvent être assez abondants (jusqu’à 5 litres par cep) mais ne nuisent pas au développement de la vigne. Leur arrêt est dû à un développement bactérien obstruant les vaisseaux, ainsi qu’au développement des feuilles qui en transpirant font diminuer les poussée radiculaire.

1.2.4.1.2. Débourrement Le débourrement correspond au moment où le bourgeon commence à gonfler, poussant ses écailles protectrices, laissant apparaître une masse cotonneuse appelée bourre. La température est le principal facteur influençant la date de débourrement, le zéro de végétation se situant autour de 10°C (selon les cépages et les régions).

Le stade repère correspondant au débourrement est le stade B de Baggiolini (ou le stade 07 de l’échelle BBCH). Tous les bourgeons d’une souche ne débourrant pas au même moment, on fixe la date du débourrement quand 50% des bourgeons sont au stade B.

Les bourgeons situés vers le haut de la pousse se mettent à débourrer en premier, ayant comme conséquence de retarder ou d’empêcher le débourrement des bourgeons de rang inférieur. Il s’agit d’un phénomène connu sous le nom d’acrotonie.

INTRODUCTION

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1.2.4.1.3. Croissance

La croissance du rameau n’est pas constante tout au long de la période de végétation. Les courbes de croissance des rameaux ont une allure sigmoïde. D’abord la croissance est lente (les températures sont encore faibles) ensuite elle rentre dans une phase rapide (typiquement de fin mai à mi-juillet) avec un ralentissement au moment de la floraison et enfin une phase de croissance ralentie. L’arrêt de croissance survient environ 120 jours après le débourrement (soit, début août).

Un rameau en croissance comporte trois zones aux activités métaboliques distinctes. Premièrement, on trouve au sommet, des jeunes feuilles en cours de formation (dont la taille est inférieure à la moitié de leur taille « adulte »). Cette zone est déficitaire en produits de la photosynthèse, et a une forte activité respiratoire. Ensuite, on trouve une zone médiane, composée de feuilles adultes. Cette zone est la principale région de production de sucre par la photosynthèse, c’est une zone exportatrice. Enfin, la zone basale comportant les feuilles les plus âgées, ayant une respiration et une photosynthèse plus réduites.

1.2.4.1.4. Aoûtement

L’aoûtement consiste en une accumulation de réserves glucidiques (en particulier de l’amidon) dans les parties ligneuses de la plante. Cette phase de stockage permet à la plante d’assurer sa pérennité.

Cette accumulation commence pendant la maturation des fruits et se poursuit tant que les feuilles sont vivantes et ne sont pas vidées de leurs substances élaborées.

L’aoûtement se traduit visuellement par un changement d’aspect des rameaux. Ceux-ci perdent leur couleur verte et s’imprègnent de lignine.

1.2.4.1.5. Chute des feuilles Suite à l’aoûtement, les feuilles se vident de leur substance. Leur couleur se modifie. Une couche de liège se développe à la base du pétiole et la feuille se détache. A ce moment on peut considérer que la plante est dans une phase de repos végétatif.

1.2.4.1.6. Evolution des bourgeons Les bourgeons latents se trouvant à l’aisselle des feuilles ne se développent pas l’année de leur formation. Ils restent à l’état de repos jusqu’au printemps suivant. On peut décrire cette période de repos en 5 phases (Reynier, 1991).

��Prédormance : les bourgeons ont la faculté potentielle de se développer mais sont inhibés par le bourgeon terminal.

��Entrée en dormance : caractérisée par la perte de leur faculté à débourrer. Cela survient au moment de l’aoûtement.

��Dormance : aucune modification profonde des bourgeons pendant une période allant d’août à novembre.

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��Levée de dormance : sous l’action des basses températures, les bourgeons retrouvent leur faculté à débourrer.

��Postdormance : les bourgeons ont retrouvé leur faculté à débourrer mais demeurent inactifs à cause des basses températures (hiver).

1.2.4.2. Le cycle reproducteur On décrit le cycle reproducteur à partir du moment où les inflorescences apparaissent

hors des bourgeons quelques jours après le débourrement (stade F de Baggiolini ou 53 de BBCH). Le développement des organes reproducteurs commence par l’initiation des inflorescences dans les bourgeons latents de l’année précédente.

1.2.4.2.1. Floraison et fécondation

La floraison correspond à l’ouverture de la corolle de la fleur (capuchon), qui se dessèche et tombe (déhiscence), on parle alors de la « chute des capuchons ». Suite à cette chute, favorisée par l’ensoleillement et la température, les étamines s’écartent et libèrent le pollen.

Figure 5 : fleur de la vigne (Simon et al., 1992)

Elle se produit en moyenne deux mois après le débourrement, soit vers le mois de juin.

Toutes les fleurs d’une grappe ne s’épanouissent pas en même temps, la floraison est donc étalée sur une dizaine de jours.

La fécondation correspond à la formation de l’œuf suite à la pollinisation. Chez les cépages hermaphrodites, l’allogamie permet une meilleure fécondation.

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1.2.4.2.2. Développement des baies

Suite à la fécondation, les ovules vont évoluer en graines (ou pépins) tandis que le reste de l’ovaire va donner le fruit (grains). Sur une inflorescence, seulement un certain nombre de fleurs fécondées vont évoluer en fruit, on dit qu’elles nouent (on parle alors de nouaison), tandis qu’un certain nombre tombent (non pollinisées et fécondées), on dit qu’elles coulent (on parle de coulure).

Le développement des baies se traduit par une évolution des caractères physiques (fermeté, couleur) et chimiques (sucres, acides, composés phénoliques) se décrivant en trois phases :

��Période herbacée : la baie est verte et se comporte comme un organe chlorophyllien en croissance.

��Période de maturation : la baie change de couleur, on dit qu’elle vère (on parle de véraison), elle se comporte comme un organe de stockage (enrichissement en sucres). La véraison a généralement lieu entre mi-août et mi-septembre.

��Période de surmaturation : le raisin se flétrit, sa composition chimique évolue et il peut subir des attaques de champignons (Botrytis cinerea).

1.2.5. Nutrition minérale de la vigne

Comme pour les autres cultures, les éléments fertilisants nécessaires à la vigne se répartissent parmi les macroéléments (N, P, K, Ca, Mg, S) indispensables à la plante en relativement grandes quantités, et les oligoéléments (Fe, Mn, Zn, Cu, B,…) présents en très petites proportions dans la plante mais ayant un rôle fondamental dans le métabolisme.

Des normes de fumure de la vigne existent et sont calculées en fonction des exportations de la vigne, en considérant que les sarments sont restitués (voir annexe 2, page A3). Ces normes doivent évidemment être corrigées en fonction de l’état de fertilité du sol, du volume de terre utile du sol et de son taux de matière organique (Ryser et Spring, 1996). Elles correspondent à la quantité d’engrais à apporter annuellement dans un sol dont l’état de fertilité est satisfaisant (fumure d’entretien).

En fait, le diagnostic foliaire est un bon critère pour situer le niveau de nutrition relatif de plusieurs échantillons. L’évaluation des besoins en éléments minéraux à partir de l’analyse de la plante suppose établie, une teneur optimale de référence. Il est possible de trouver dans la littérature, les valeurs de ces teneurs optimales (tableau 1), ne devant pas être prises comme normes mais seulement comme valeurs moyennes convenables (Loué, 1993 ; Champagnol, 1984).

Les carences les plus fréquemment rencontrées sont celles dues au bore, fer, magnésium, manganèse et potassium. La carence en cuivre est pratiquement inconnue en viticulture, ce sont au contraire des problèmes de toxicité qui sont posés dans certains vignobles en raison des quantités de Cu accumulées dans le sol par les traitements à base de sels de cuivre (bouillie bordelaise) contre le mildiou (Plasmopara viticola).

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Tableau 1 : teneurs optimales moyennes des feuilles de vigne en éléments minéraux selon les auteurs

Champagnol

(1984) Lévy (1964) INRA

Bordeaux* Spring et al. (2003) **

Loué (1993)

Ntotal 2100 2300 – 2500 1800 – 2200 1930 – 2310 P 180 200 – 210 140 – 180 209 – 272 K 1000 – 1300 1210 – 1400 900 – 1100 1240 – 1620 Ca 2000 – 3000 3420 – 4140

mg/100g MS

Mg 200 – 500 200 – 400 209 – 337 K/Mg 3 – 7 1,5 – 10 2 – 5

Fe 110 – 160 Mn 57 – 130 Zn 20 – 60

ppm

B 30 – 50

(*) valeurs pour la véraison (**) valeurs pour le cépage Gamay

1.2.5.1. Macroéléments1

��Azote

C’est un constituant essentiel de la matière vivante. L’azote est à la base des acides aminés, constituants des protéines. D’autres molécules essentielles aux fonctions vitales, en renferment également : les bases puriques et pyrimidiques, les cytochromes, le phytochrome et des pigments photosynthétiques comme la chlorophylle. Il est donc extrêmement important au niveau photosynthétique.

L’azote n’existe pas dans les roches mères. Les ressources en cet élément proviennent de la minéralisation de l’humus, la fixation par les microorganismes du sol, l’apport par les pluies et les orages, et les engrais.

Une carence en cet élément se manifeste par un jaunissement du feuillage, suivi d’une défoliation progressive. La vigne se rabougrit et la croissance des baies cesse. L’azote est facilement mobile dans la plante. Lorsque les feuilles plus âgées jaunissent et meurent, l’azote est mobilisé et exporté vers les feuilles les plus jeunes. En conséquence, la carence apparaît généralement sur les feuilles les plus âgées.

��Phosphore

Il entre dans la composition des acides nucléiques et des phospholipides. De plus, c’est un constituant essentiel des transporteurs d’énergie (ATP, etc.), les composés phosphorylés apparaissant dans le métabolisme général sont innombrables (trioses-phosphates, nucléosides-phosphates,…). Les glucides phosphorylés jouent un rôle extrêmement important dans la photosynthèse.

Le phosphore se rencontre dans les roches mères. Aucune carence en cet élément n’a été décrite au vignoble. En conditions contrôlées, cette carence est possible. On observe alors un rougissement des nervures, une réduction de croissance et l’absence de fructification. Le

1 Références : Hopkins, 2003 ; Laval-Martin et Mazliak, 1995 ; Mengel et Kirkby, 1987.

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phosphore est facilement mobilisé et redistribué dans la plante, provoquant une sénescence rapide puis la mort des feuilles les plus âgées.

��Potassium

L’ion K + joue un rôle important dans l’équilibre osmotique des cellules. Il régule de fait l’ouverture des stomates, la germination des graines, le développement rapide (turgescence plus élevée des jeunes feuilles). Il intervient également comme activateur de diverses enzymes, en particulier celles impliquées dans la photosynthèse et la respiration (amidon-synthétase, fructose-1,6-diphosphate-aldolase, nitrate-réductase, pyruvate-kinase,…). En outre, il exerce une action sur la migration des glucides vers les organes de réserve et leur condensation à l’état de sucre ou d’amidon. Ainsi, la photosynthèse du maïs s’avère être stimulée par l’apport de K+ (Laval-Martin et Mazliak, 1995).

Le potassium est présent dans les roches éruptives (feldspaths, orthose, micas,…). C’est l’action hydrolysante de l’eau qui libère les ions K+.

Les besoins de la vigne en potassium sont importants et les carences se manifestent par un phénomène de brunissure des feuilles. Celle-ci est une protéolyse, au niveau des feuilles, affectant l’organisation des chloroplastes, du cytoplasme et du noyau. Le manque de potassium conduit aussi à un arrêt de la formation d’amidon puis à une interruption de la migration des réserves. Tout comme l’azote ou le phosphore, il est très mobile. Les symptômes apparaissent d’abord sur les vieilles feuilles, présentant des signes de chlorose suivis de lésions nécrotiques sur le bord des feuilles. En effet, les feuilles plus âgées voient souvent leur teneur en potassium diminuer (Mengel et Kirkby, 1987).

��Calcium

Le calcium joue un rôle important dans les cellules en division, à la fois niveau du fuseau mitotique lors de la division et en formant des pectates de calcium dans la lamelle moyenne apparaissant entre les deux cellules filles. N’étant pas transloqué dans le phloème, il s’accumule dans les feuilles au fur et à mesure (Mengel et Kirkby, 1987). Il est aussi nécessaire au maintien de l’intégrité des membranes et considéré comme messager secondaire dans certaines réponses hormonales et environnementales.

La carence calcique affecte surtout les zones méristématiques, là où les cellules sont en division et où de nouvelles parois cellulaires sont en formation. Le calcium est relativement immobile et les symptômes de carence apparaissent typiquement dans les feuilles les plus jeunes.

��Magnésium

Le magnésium est un élément constitutif de la chlorophylle. Il est également nécessaire à la stabilisation de la structure du ribosome et il constitue un activateur de nombreuses enzymes. Ainsi, il est important dans les réactions enzymatiques mettant en jeu l’ATP en intervenant dans la liaison de la molécule d’ATP avec le site actif de l’enzyme. Mg2+ est aussi un activateur de la ribulosebiphosphate carboxylase (RubisCO) et de la phosphoénolpyruvate carboxylase, deux enzymes importantes dans la fixation du carbone.

Le symptôme le plus prononcé qui apparaît en premier lors d’une carence magnésienne, est une chlorose due à la destruction de la chlorophylle dans les régions internervaires. Le magnésium est très mobile, par conséquent les symptômes sont plus prononcés sur les feuilles âgées.

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��Soufre

Le soufre est un constituant de certains acides aminés (cystéine, cystine et méthionine), entrant dans la composition d’innombrables protéines. Il entre également dans la composition de vitamines telles que la thiamine et la biotine, deux cofacteurs importants de nombreuses enzymes (certaines carboxylases notamment), ainsi que du coenzyme A et des ferredoxines.

La carence en soufre n’est pas fréquente, de nombreux microorganismes sont capables d’oxyder les sulfures ou de décomposer les composés organiques soufrés. De plus il est présent dans l’atmosphère de part la consommation de fuel fossile ainsi que des phénomènes naturels (geyser, sources chaudes, volcans). Quand il y a carence, une chlorose générale survient sur les feuilles jeunes, due à la réduction de la synthèse protéique engendrant une diminution de la formation de complexe chlorophylle-protéine stable.

1.2.5.2. Oligoéléments2

��Fer

De tous les oligo-éléments, le fer est celui dont les plantes ont besoin en plus grande quantité. Il intervient comme catalyseur d’oxydoréductions grâce à son changement de valence. On trouve ainsi le fer dans des enzymes importantes, souvent chélaté au sein d’un noyau (cytochromes, peroxydases, ferrédoxine…). Au niveau de la photosynthèse, le fer a un rôle dans la synthèse de la chlorophylle et dans le transport d’électron.

��Manganèse

Du fait de sa faculté à passer de Mn2+ à Mn3+, c’est un régulateur des processus d’oxydoréduction. Il intervient dans le photosystème II au niveau de base de la scission de la molécule d’eau. Il joue également un rôle dans le stade final de la réduction des nitrates.

��Zinc

Il est soit partie, soit cofacteur d’enzymes (anhydrase carbonique, déshydrogénase). Il intervient dans la synthèse des acides nucléiques et des protéines. L’anhydrase carbonique, permet la conversion rapide de HCO3

- en CO2, substrat de la RubisCO.

��Cuivre

Il agit également dans la régulation des oxydoréductions de par son changement de valence. C’est un constituant de nombreuses enzymes (diverses oxydases), il a aussi un rôle dans le métabolisme des parois cellulaires, la fixation de l’azote et la dégradation des protéines. Il intervient également dans la photosynthèse, au niveau de la plastocyanine. Cette dernière participe au flux de transport d’électron, reliant les deux photosystèmes.

��Bore

Les rôles du bore ont surtout été déduits des troubles manifestés en cas de déficience. Un aspect général de la déficience en bore est le mauvais développement des tissus méristématiques. Le bore semble stabiliser la paroi cellulaire nouvellement édifiée des cellules en élongation. Il serait également impliqué dans la synthèse de l’uracile (composant essentiel de l’ARN). Il joue aussi un rôle dans la migration et l’utilisation des glucides, ainsi que dans le métabolisme des auxines. 2 Loué, 1993.

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1.3. Photosynthèse

Le but de ce paragraphe n’est pas de développer le mécanisme de la photosynthèse dans les moindres détails connus à ce jour, mais de présenter rapidement les phases essentielles du phénomène permettant la bonne compréhension des méthodes utilisées dans ce travail, ainsi que de donner un aperçu des facteurs connus pouvant influencer son déroulement.

1.3.1. Généralités Par le processus que nous appelons photosynthèse, les plantes, cyanobactéries et

certaines bactéries, convertissent l’énergie lumineuse en énergie chimique stable. Lors de la photosynthèse il y a fixation de gaz carbonique et libération d’oxygène. On peut décomposer la photosynthèse en deux phases, avec d’une part les réactions lumineuses (phase claire) et d’autre part la phase obscure. Chez les plantes, la photosynthèse a lieu dans des organites cellulaires à double membrane, appelés chloroplastes (figure 6). Ces organites contiennent en plus des deux membranes externes, une troisième membrane, plus interne portant le nom de membrane du thylacoïde délimitant un espace appelé lumière du thylacoïde ou lumen. Cette membrane se plisse en formant des empilements appelés grana. C’est sur cette membrane que s’effectuent les réactions lumineuses de la photosynthèse. La synthèse des sucres a lieu dans le stroma, phase soluble comprise entre la membrane interne et la membrane thylacoïdienne.

Figure 6 : structure d’un chloroplaste (Lodish et al, 1997)

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Lors de la « phase claire », l’énergie véhiculée par les photons est captée par des pigments dont les plus importants sont les chlorophylles (absorbant dans le bleu et le rouge). Ces pigments absorbent l’énergie et la transmettent à un pigment-piège (figure 7). Quand ce dernier est excité, il peut s’oxyder et aboutir à la libération d’un électron. Pour récupérer son électron perdu, la photolyse de l’eau a lieu :

H20 → ½ O2 + 2H+ + 2e- Les protons produits par cette réaction vont alimenter un gradient de pH qui aboutira à la formation d’ATP. Quant à l’électron libéré par le pigment-piège, il va parcourir une chaîne de transport, d’accepteur en accepteur, aboutissant à la réduction du NADP+. Lors de cette chaîne de transport, des protons sont également libérés, servant eux aussi à alimenter le gradient de pH. Cette chaîne de transport est communément appelée « schéma en Z » (figure 8).

Figure 7 : piégeage de l’énergie lumineuse par l’antenne et transfert vers le centre réactionnel

(Lodish et al., 1997)

Figure 8 : organisation de la chaîne photosynthétique de transport d’électron dans la membrane

thylacoïdienne (Hopkins, 1999)

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C’est pendant la « phase obscure » qu’a lieu la fixation du CO2 atmosphérique, catalysée par l’enzyme appelée ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase (RubisCO). Le CO2 entre ensuite dans une série de réactions enzymatiques constituant le cycle de Calvin, convertissant celui-ci en hexoses au dépens de l’énergie d’hydrolyse de l’ATP et du pouvoir réducteur de NADPH+H+ (produit notamment lors de la phase claire).

1.3.2. Facteurs influençant la photosynthèse de la feuille de vigne3

Si on se place au niveau d’une feuille isolée, les facteurs pouvant influencer la photosynthèse sont de deux ordres. D’abord des facteurs physiques et ensuite des facteurs biologiques.

1.3.2.1. Facteurs physiques

��������Eclairement

Environ 50% du rayonnement solaire arrivant au sol se situe dans le domaine du visible. La photosynthèse présente un maximum d’activité à chacune des extrémités du spectre visible, correspondant au spectre d’absorption des chlorophylles. Ainsi, souvent on ne considère que la partie visible du spectre alors appelée PAR (Photosynthetically Active Radiation).

On peut déterminer des courbes d’action de la lumière sur la photosynthèse en représentant l’augmentation de photosynthèse nette (diminution de la teneur en CO2 de l’atmosphère) avec l’augmentation de l’éclairement. Ces courbes montrent une saturation et un point de compensation (où l’absorption de CO2 par la photosynthèse équilibre le rejet respiratoire).

L’angle d’incidence conditionne également le rendement photosynthétique. Lorsque le rayonnement solaire est parallèle à la feuille, l’intensité photosynthétique est diminuée de moitié par rapport à ce qu’elle serait si le rayonnement était perpendiculaire. De même, lorsque le soleil est voilé, la proportion de rayonnement diffus est plus importante et entraîne une chute de la photosynthèse.

Des travaux4 ont mis en évidence des valeurs de l’ordre de 30 à 50000 lux pour obtenir une photosynthèse maximale. Sous nos climats, l’éclairement solaire au milieu d’une belle journée d’été est de l’ordre de 90000 lux (soit 1000W/m2).

��������Tension partielle en CO2

La tension superficielle actuelle de l’atmosphère en gaz carbonique (de l’ordre de 300

ppm) est très insuffisante pour permettre à la photosynthèse d’atteindre son maximum. Dans la nature, la diffusion et la turbulence de l’air assurent une concentration constante en CO2. L’activité photosynthétique d’une culture n’a que très peu d’effet sur la modification de ces teneurs. Ainsi, pour une culture de tournesol au milieu d’une belle journée d’été la diminution de la teneur en CO2 au sein du feuillage est de l’ordre de 2% (Champagnol, 1984).

3 Champagnol, 1984. 4 Mortina, 1958 ; Basanko et al., 1964 ; Stoev et al., 1966 ; Kriedemann et al., 1971 in Champagnol, 1984.

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��������Température de l’air

On trouve dans la littérature des optima d’intensité photosynthétique se situant à 24°C

pour les variétés septentrionales et 28°C pour les variétés méridionales. Les températures supérieures à 28°C sont nettement défavorables à la photosynthèse surtout si l’éclairement est important. La photosynthèse atteint des valeurs nulles aux alentours de 40°C. Aux alentours de 10°C la photosynthèse n’est plus qu’à un quart de son activité maximale.

La température, cumulée à une intensité lumineuse élevée en pleine journée peut devenir défavorable à la photosynthèse. De plus, si l’alimentation hydrique ne peut satisfaire les besoins de la transpiration, la température va se mettre à augmenter. Ces facteurs imposent la réduction, voire l’arrêt de la photosynthèse durant le milieu des journées d’été sur les feuilles au soleil (Champagnol, 1984).

��������Disponibilité du sol en eau

Lorsque la demande pour l’évapotranspiration n’est pas comblée, les stomates évoluent vers la fermeture et la photosynthèse diminue et peut même être interrompue chez les feuilles au soleil (« dépression de midi »). Plus la disponibilité en eau du sol diminue, plus la photosynthèse en sera affectée.

��������Hygrométrie

De l’hygrométrie dépend aussi l’intensité photosynthétique. Cette relation rend compte de la liaison entre le degré d’ouverture des stomates et l’hygrométrie. L’humidité relative optimale pour maximiser la photosynthèse se situe entre 60 et 70%.

��������Intensité photosynthétique des feuilles au soleil et des feuilles à l’ombre

Le comportement d’un couvert végétal est notablement différent du comportement d’une feuille isolée. Lorsque la vigne est palissée, 70% de l’activité photosynthétique du couvert est dû à la lumière directe, n’éclairant que 1/5 des feuilles. Les feuilles soumises à un éclairage direct reçoivent davantage d’énergie, mais aux heures chaudes de la journée ces feuilles sont également soumises à des conditions climatiques défavorables (température et hygrométrie) de sorte que, dans ces conditions, leur activité photosynthétique peut être inférieure à celle des feuilles à l’ombre recevant pourtant moins d’énergie. Cette chute, dite « dépression de midi », est compensée au moins partiellement par l’activité accrue des feuilles à l’ombre.

1.3.2.2. Facteurs biologiques

��������Ouverture des stomates

Les échanges de gaz carbonique et d’eau entre la feuille et l’atmosphère sont réalisés à travers les stomates. La régulation des pertes d’eau par le végétal va conditionner l’intensité de la photosynthèse. L’ouverture maximale des stomates n’est possible que lorsque les trois conditions suivantes sont remplies : alimentation en eau non limitante, rayonnement maximal, hygrométrie élevée.

INTRODUCTION

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��������Ecoulement des sucres

L’accumulation des sucres freine la photosynthèse tandis que leur écoulement facile la stimule. On parle de « sink effect ». lorsque le rapport surface foliaire/poids de fruit est faible, l’écoulement rapide des sucres stimule la photosynthèse (Champagnol, 1984).

��������Age des feuilles

L’activité photosynthétique des feuilles est différente selon l’âge des feuilles. Il a pu

être montré que l’activité d’une feuille âgée de 20 jours après son déploiement (donc au voisinage de sa taille définitive) est plus importante que celle d’une feuille âgée de 120 jours après déploiement5. Des valeurs sont disponibles dans la littérature (tableau 2).

Tableau 2 : activité photosynthétique d’une feuille de vigne selon l’âge (Champagnol, 1984)

Éclairement Fort Faible

Feuille âgée (120 jours) 3,66 2,84

Feuille jeune (20 jours) 9,72 6,37

Valeurs en µmolCO2.m-2.s-1

D’autres auteurs6 indiquent que chez la vigne, la photosynthèse est maximale lorsque

les feuilles atteignent 75 à 100% de leur surface définitive et qu’elle se maintient au plus haut pendant une trentaine de jours avant de décroître.

��������Aspect génétique

Toutes les variétés n’ont pas la même potentialité de production (exprimée en kg de sucres des baies/ souche/ an). On est tenté de rapprocher cela à leur intensité photosynthétique respective. Cependant aucune relation claire entre l’activité photosynthétique et une composante génétique n’est exprimée dans la littérature. Toutefois, certains auteurs ont déjà montré que la température optimale pour la photosynthèse différait selon les cépages7.

1.3.3. Facteurs influençant la photosynthèse de la souche8

��������Déploiement successif des feuilles

La poursuite de la croissance engendre de nouvelles feuilles pendant environ quatre

mois. Vers le milieu de l’été, les feuilles de la partie basale du rameau, déjà âgée de trois mois, vont manifester une chute de l’intensité photosynthétique. Sur le rameau, le siège de l’intensité photosynthétique se déplace de la partie basale vers le sommet.

5 Scholefield 1975 in Champagnol 1984. 6 Kriedemann et al. 1970, Alleweldt et al. 1982, Schultz 1989, Intieri et al. 1992, Schubert et Novello 1992, Poni et al. 1994, Schultz et al. 1994 in Zufferey 1999. 7 Zufferey, 2000. 8 Champagnol, 1984.

INTRODUCTION

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A cela, il convient d’ajouter que les feuilles portées par les entre-cœurs sont généralement plus efficaces que la feuille de même rang portée par le rameau principal. Cette activité supérieure est logique puisque les feuilles des entre-cœurs sont plus jeunes que la feuille correspondante du rameau principal. De plus, elles sont reliées d’une manière directe à la grappe (Fournioux et al. 1979 in Champagnol 1984)

��������Évolution de l’activité au cours du cycle végétatif

À partir du débourrement et tant que les feuilles n’ont pas atteint la moitié de leur

surface définitive, leur production photosynthétique ne permet pas d’être autonomes. Jusqu’à la floraison environ, la production photosynthétique de la souche va rester insuffisante pour assurer les besoins de la plante.

Vers la fin juillet, en conditions méridionales, la contrainte hydrique en milieu de journée va réduire la photosynthèse et imposer peu à peu l’arrêt de croissance (fin juillet, début août). À partir de ce moment-là, la production photosynthétique est plus faible que ce qu’elle était un mois plus tôt, avant l’apparition de la contrainte hydrique, et est entièrement consacrée à la maturation des baies et la reconstitution des réserves ainsi qu’à la respiration.

La production photosynthétique va se maintenir jusqu’à la chute des feuilles, avec une diminution progressive due au vieillissement des feuilles et à l’altération du climat.

D’autres auteurs (Zufferey et Murisier, 2000) ont également observé une diminution de l’activité photosynthétique des feuilles adultes des rameaux principaux au cours de la période de végétation, alors que la capacité d’assimilation des feuilles d’entre-cœurs augmente.

��������Défoliations accidentelles Certaines carences (potassium surtout) affectant les feuilles les plus actives et les

mieux éclairées (partie supérieure ou moyenne du rang) peuvent être très néfastes pour l’activité photosynthétique globale de la souche.

Par contre, les défoliations basales (carence en magnésie, passage de la machine à

vendanger) ne revêtent pas beaucoup d’importance.

1.3.4. Facteurs influençant le comportement du couvert végétal9

Pour envisager la productivité synthétique d’une culture on doit considérer le feuillage comme étant un ensemble de feuilles soumises à des conditions différentes.

��������Superposition des feuilles

Les feuilles qui se trouvent face à un rayonnement direct n’ont pas le même comportement que les feuilles situées à l’ombre de celles-ci. Ces dernières reçoivent une quantité d’énergie lumineuse provenant du rayonnement diffus, de la réflexion par le sol ou la végétation elle-même et de la transmission à travers les feuilles éclairées directement.

9 Champagnol, 1984.

INTRODUCTION

Page 24

��������Influence du vent

Dans les conditions extérieures, le vent agite les feuilles supérieures et permet un éclairement bref des feuilles sous-jacentes. Les réactions photochimiques étant plus rapides que les réactions biochimiques, sous un éclairement intermittent l’activité photosynthétique est comparable à celle sous ce même éclairement en continu.

��������Mode de conduite

Lorsque le couvert végétal est homogène (prairie, champ de céréales,…), il permet la réception d’un même éclairement en tout point situé à une même altitude donnée à l’intérieur de la végétation. Une parcelle de vigne à forte densité de plantation se rapproche de cette situation.

Cependant, dans la plupart des vignobles, la vigne est conduite en rangs, constituant des volumes plus ou moins importants de végétation, séparés par des étendues de sol nu ou enherbé. Ce mode de conduite, divise le feuillage en deux parties : une face exposée directement au soleil et une face se trouvant à l’ombre de la première. Les feuilles de ces deux faces vont avoir un comportement photosynthétique différent.

En plus de cela, l’orientation de ces rangs par rapport aux points cardinaux affectera le comportement photosynthétique de leurs 2 faces. Bien que le choix de l’orientation des rangs de vigne repose en premier lieu sur la forme de la parcelle et sur la topographie, on a pu montrer qu’il est préférable d’orienter les rangs dans la direction N-S pour les vignobles se situant sous les climats chauds en condition sèche, et dans la direction E-O pour les vignobles septentrionaux (Champagnol, 1984).

BUT DU TRAVAIL

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2. BUT DU TRAVAIL

De manière générale, l’objet de ce travail consiste en une mesure de l’efficacité de produits appliqués sur la vigne. En particulier, les produits que nous testons proviennent de la s.a. « Goëmar », société basée à Saint-Malo (F-35), fabriquant des extraits d’algues marines à usage agricole. De nombreuses expérimentations ont déjà été établies par cette société afin de mettre en évidence les effets d’applications de ces extraits sur les cultures végétales.

Ainsi, des expériences visant à mesurer l’effet d’extraits d’algues sur la production de biomasse et la photosynthèse ont été menées sur le maïs (Zea mays L.) et l’épinard (Spinacia oleracea L.), en conditions contrôlées (Jeannin et al, 1991 ; Cassan et al., 1992). Ces expériences ont mis en évidence, une augmentation de la production de biomasse sans modification du nombre de feuilles, ni de la hauteur des plantes. Les auteurs n’avaient cependant pas pu mettre en évidence un effet sur l’activité photosynthétique, mais n’écartaient toutefois pas l’hypothèse d’une stimulation de celle-ci, non détectable par leur méthode de mesure.

D’autres observations, effectuées au vignoble par la s.a. « Goëmar », ont pu mettre en évidence une élévation des taux de sucre dans les baies (paramètre déterminant lors de la vendange) suite à l’application d’extraits d’algues marines sur la vigne (Vitis vinifera L.). L’hypothèse explicative de cette augmentation constatée pourrait être une stimulation de la photosynthèse, de même qu’une stimulation de la nutrition minérale (les deux étant liés).

Dès lors, le but de notre travail consiste à réaliser une mesure de l’efficacité de ces produits, en choisissant des paramètres physiologiques quantifiant leurs effets sur la vitalité de la plante, et plus précisément la photosynthèse. D’autre part, des analyses minérales du matériel végétal complètent l’approche physiologique de l’étude.

Les expérimentations sont menées en conditions contrôlées dans les serres du Laboratoire d’Agrotechnologies Végétales de manière à vérifier l’effet des produits sans interférences avec d’autres facteurs du milieu (climat, sol).

Ensuite, une validation est réalisée en conditions réelles, dans les vignobles de la région d’Angers (pays de la Loire).

Préalablement, une méthodologie a été mise au point de manière à obtenir des mesures répétitives et fiables dans le temps.

MATERIEL ET METHODES

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3. MATÉRIEL ET MÉTHODES

Notre travail s’est déroulé à la fois en conditions contrôlées et au vignoble. Le matériel végétal et le dispositif expérimental mis en place seront expliqués pour chacune des deux situations. Les méthodes utilisées sont les mêmes dans les deux cas, si ce n’est qu’en conditions contrôlées nous en avons utilisé davantage.

3.1. Caractéristiques des essais

L’expérience en conditions contrôlées a été menée dans les serres du Laboratoire d’Agrotechnologies Végétales de l’Université Libre de Bruxelles.

Plusieurs expériences ont été menées en conditions réelles (au vignoble), dans des lieux différents, avec des produits différents, des cépages différents,… néanmoins, toutes les parcelles expérimentales se situent en France, dans le département du Maine-et-Loire (F-49).

Un premier dispositif expérimental en conditions réelles est situé dans la localité de St-Jean-des-Mauvrets. Ce dispositif sera nommé SFDR dans le texte, il est situé dans une région où la roche mère est un schiste ardoisier. Le sol est quant à lui argileux, contenant des coquillages de nature carbonatée. Le second dispositif expérimental se trouve dans la localité de Beaulieu-sur-Layon et sera nommé SFCR dans le texte. La roche mère est un schiste (du complèxe de St-Georges-sur-Loire) et le sol est un limon sablo argileux contenant 15 à 35% de cailloux (phtanite en association avec quartz). Les deux situations sont dans la zone d’appellation « Anjou ».

Figure 9 : localisation des parcelles expérimentales10

10 Source : www.maporama.com

MATERIEL ET METHODES

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Les caractéristiques analytiques principales du sol de ces trois situations ont été mesurées au départ d’un prélèvement effectué à 20 cm de profondeur (tableau 3). Dans le cas des essais au vignoble, l’échantillon de terre est le résultat d’un mélange de plusieurs échantillons prélevés aléatoirement, au sein de la parcelle expérimentale, au moyen d’une tarière manuelle (de type Edelman).

Tableau 3 : caractéristiques analytiques du sol des trois situations expérimentales

mg/Kg de terre fine*

N pH NKjel N-NH4 N-NO3 NTotal

P K Ca Mg H2O KCl

ULB 6930,2 158,0 526,5 7456,7 685,2 678,4 4372,3 518,7 7,0 6,9 SFDR 1740,7 496,5 418,1 2158,8 19,1 339,5 (6992,8) (250,7) 8,1 7,4 SFCR 1424,4 291,0 185,2 1609,6 10,6 173,7 803,1 132,1 7,2 6,6

(*) Terre fine = <2mm Les valeurs entre parenthèses sont probablement influencées par une dissolution des carbonates avec la solution d’extraction (Acétate-EDTA, pH 4,65). Pour les méthodes d’extraction et de dosage, voir annexe (page A5).

À titre indicatif, nous pouvons constater que les teneurs en phosphore des situations expérimentales au vignoble sont très faibles. Par contre, les valeurs de K et Mg sont élevées. Nous constatons des valeurs relativement faibles pour les teneurs en calcium de l’essai SFCR (voir tableau d’interprétation des éléments majeurs extraits par la méthode « Cottenie et al. », annexe 3, page A4).

3.2. Matériel végétal

3.2.1. En conditions contrôlées

Pour l’expérience en serre, le matériel utilisé est constitué de 36 plants greffés certifiés (figure 10) se composant d’un porte-greffe (SO4, clone ENTAV-INRA 762) et d’un greffon de Cabernet franc (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc, clone ENTAV-INRA 214). Il s’agit d’un matériel végétal identique à celui utilisé par les viticulteurs lors de l’établissement d’un vignoble. Le choix du Cabernet franc a été fait compte tenu de l’importance de sa culture en Anjou, mais aussi en France de manière plus générale.

Figure 10 : matériel végétal utilisé en conditions contrôlées

MATERIEL ET METHODES

Page 28

Nous avons donc travaillé avec un matériel végétal jeune, en première année de végétation.

��������Porte-greffe

Le SO4 a été obtenu par sélection en Allemagne, un peu avant 1940, à l’école de viticulture d’Oppenheim (Sélection Oppenheim N°4). Il fut introduit en France à partir de 1941. C’est, en France, le premier porte-greffe employé pour la production de plants greffés-soudés certifiés (Galet, 1988 a).

��������Greffon

Le Cabernet franc est un cépage d’origine bordelaise, connu depuis longtemps et largement diffusé. La superficie cultivée en France est d’environ 35.000 ha, lui conférant la 6° place dans l’encépagement français (d’après les chiffres de P. Galet, 2004). La moitié des vignes sont dans le Bordelais et les départements du Sud-ouest : Gironde, Dordogne, Lot-et-Garonne,…Ce plant entre dans presque toutes les AOC11 rouges de ces régions (Médoc, Graves, Saint-émilion, Bergerac,…). La seconde moitié se trouve dans la vallée de la Loire, où l’on compte plus de 10.000 ha de Cabernet franc produisant des vins rouges ou rosés des AOC telles que Bourgueil, Saint-Nicolas-de-Bourgueil, Chinon, Saumur, Anjou, Rosé de Loire, Cabernet d’Anjou, Cheverny, etc. (Galet, 1988 b).

3.2.2. Au vignoble

Comme nous l’avons mentionné précédemment, les mesures en conditions réelles ont été effectuées dans plusieurs situations.

La première situation (SFDR) se trouve dans une plantation de Vitis vinifera cv. Cabernet franc greffé sur le porte-greffe C9952 plantée en 1989. La vigne est conduite en taille Guyot double.

La seconde situation (SFCR) est installée dans une plantation de Vitis vinifera cv. Gamay greffé sur le porte-greffe SO4 plantée en 1985. La vigne y est également conduite en taille Guyot double. Le Gamay occupe, avec environ 35.000 ha de culture, la 7° place dans l’encépagement français (d’après les chiffres de P. Galet, 2004). Il est cultivé dans 6 grandes zones ; (1) le groupe Bourgogne-Beaujolais (23.000 ha), entrant dans les AOC telles que Bourgogne, Mâcon et Beaujolais ; (2) la vallée de la Loire (5.500 ha), entrant dans les AOC telles que Anjou, Touraine, Rosé de Loire ; (3) l’Auvergne (1.800 ha) ; (4) le groupe Savoie-Dauphiné (790 ha) ; le groupe sud-ouest (1.576 ha) ; et enfin le nord-est (90 ha) (Galet, 1988 b).

Tableau 4 : récapitulatif du matériel végétal utilisé dans les différentes situations

Conditions contrôlées SFDR SFCR

Porte-greffe SO4 C9952 SO4

Cépage Cabernet franc Cabernet franc Gamay

Âge <1 an 14 ans 18 ans

11 Appellation d’Origine Contrôlée

MATERIEL ET METHODES

Page 29

3.3. Méthodes

Pour mesurer l’activité photosynthétique nous avons utilisé plusieurs méthodes. Ces méthodes se recoupent et se complètent à la fois. La réflectance foliaire nous renseigne sur la quantité de lumière qui n’est pas utilisée par la plante. La fluorimétrie nous permet de quantifier les réactions photochimiques primaires (première phase de la photosynthèse). Quant à l’analyse des échanges gazeux, elle nous permet d’obtenir des renseignements sur l’efficacité de la deuxième phase de la photosynthèse, à savoir la fixation de CO2. Elles ont toutes été utilisées en conditions contrôlées. Seule la fluorimétrie a été employée lors des mesures au vignoble, car l’appareillage est facilement transportable.

Figure11 : schéma des différentes méthodes utilisées pour la mesure de l’activité photosynthétique des feuilles de vigne (Vitis vinifera L.)

Nous avons complété les mesures d’activité photosynthétique des feuilles par une analyse minérale de celles-ci. Il est à remarquer que les trois premières méthodes peuvent être employées sur des feuilles attachées à la plante (méthodes non destructrices, in vivo et in situ) alors que l’analyse minérale nécessite de les enlever (méthode destructrice).

MATERIEL ET METHODES

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Figure 12 : appareils de mesure utilisés

a) Spectroradiomètre b) Fluorimètre c) Analyseur d’échanges gazeux

GER 1500 (Geophysical & Environmental Research

Corporation)

Plant Efficiency Analyser (Hansatech) CIRAS-I (PP Systems)

3.3.1. Réflectance foliaire

La mesure du spectre de la réflectance foliaire a été faite au moyen d’un spectroradiomètre portable, le GER 1500 de la société Geophysical & Environmental Research Corporation. L’appareil balaie le domaine spectral allant de 350 à 1050 nm avec une résolution de 1,5 nm. Il peut enregistrer 483 courbes en mémoire interne.

Nous avons utilisé l’appareil connecté à un ordinateur de manière à visualiser directement les mesures effectuées et à les stocker sur le PC. Une fibre optique peut être adaptée sur le capteur, permettant de mesurer la réflectance de feuilles isolées plutôt que celle du couvert végétal.

��������Principe

Bien que l’on puisse effectuer la mesure sur les feuilles non détachées, nous avons décidé de le faire sur les feuilles fraîchement détachées, afin de les emmener dans une pièce où l’éclairage est constant. Le principe de la réflectance consiste à mesurer le spectre lumineux réfléchi par le feuillage. Cette mesure repose sur le fait que l’énergie lumineuse arrivant au niveau de la végétation est soit transmise, réfléchie ou absorbée. Dans la partie lumineuse du spectre, l’absorption est dépendante des pigments contenus dans les feuilles, tandis que dans la partie infrarouge elle est dépendante de la structure interne des feuilles. Ainsi, dans le visible, la réflectance nous renseigne sur l’efficacité de l’utilisation de l’énergie lumineuse par la feuille.

MATERIEL ET METHODES

Page 31

��������Appareil de mesure

Figure 13 : représentation schématique du boîtier de commande du GER 1500 (Geophysical & Environmental Research Corporation)

��������Paramètres mesurés et calculés

Le GER 1500 nous fournit une valeur de l’intensité de la lumière réfléchie à une longueur d’onde correspondante. En rapportant celle-ci à la lumière réfléchie par un réflecteur et diffusant parfait (référence) nous obtenons la réflectance de l’objet (exprimée en %). La référence utilisée, remplissant ces conditions, est un disque blanc de cellulose. La représentation graphique de la réflectance en fonction de la longueur d’onde nous permet de visualiser la signature spectrale de l’objet (figure 14).

Figure 14 : signature spectrale typique d’un matériel végétal, exemple de Vitis vinifera L.

NB : on distingue clairement les pics d’absorptions des chlorophylles dans le bleu et le rouge, ainsi qu’une plus forte réflectance dans le vert (550nm)

MATERIEL ET METHODES

Page 32

Au départ des valeurs de réflectance, une série d’indices peut être calculée. La littérature au sujet de ces indices est abondante. Notre choix s’est porté sur le calcul des indices PSNDa et PSNDb (tableau 5), permettant d’estimer les teneurs en chlorophylles a et b.

Tableau 5 : paramètres calculés au départ de la signature spectrale (Colon, 2001)

Indice Acronyme Formule Paramètre estimé Source

Pigment Specific Normalised Difference PSNDa

680800

680800

RRRR

+−

Chl a Blackburn

(1998)

Pigment Specific Normalised Difference PSNDb

635800

635800

RRRR

+−

Chl b Blackburn

(1998)

3.3.2. Fluorimétrie

3.3.2.1. Présentation de la méthode

Nous avons mesuré la fluorescence rapide de la chlorophylle (< 1 sec.) au moyen d’un fluorimètre, le Plant Efficiency Analyser (PEA) de la société Hansatech. Les données sont stockées dans l’appareil de mesure et ensuite transférées vers un ordinateur pour leur traitement. La capacité de stockage de l’appareil est de 82 mesures.

��������Principe

Lors de la phase claire de la photosynthèse, le transfert d’énergie au niveau des pigments ne se fait pas à 100%. En effet, l’énergie solaire absorbée a plusieurs destins. Une grande partie de cette énergie sert à alimenter les réactions chimiques de la photosynthèse. Le reste est dissipé sous différentes formes dont les principales sont l’émission de chaleur et l’émission de fluorescence. Toutes ces voies de désexcitation sont interdépendantes. Ainsi, si un processus de désexcitation est rendu impossible ou est diminué pour quelque raison que ce soit, les trois autres seront augmentés.

Dès lors, une augmentation de l’émission de fluorescence indiquera une diminution plus ou moins marquée de la photochimie. Les caractéristiques de la fluorescence émise sont fondamentalement déterminées par les pigments absorbants de l’antenne pigmentaire du PSII (LHCII) (Hall et al., 1994), le transfert d’énergie d’excitation et la nature et l’orientation des pigments. Cependant, la fluorescence est aussi affectée par l’état redox des centres réactionnels et des donneurs et accepteurs du photosystème II (Strasser et al., 2000). La première mise en évidence d’une relation entre les réactions primaires de la photosynthèse et la fluorescence de la Chl a est due à Kautsky et Hirsh, en 1931.

Lorsqu’on illumine avec une lumière saturante un échantillon photosynthétique, préalablement adapté au noir, on peut observer une émission de fluorescence. Cette émission montre une croissance rapide jusqu’à un maximum, suivi par un déclin pour enfin atteindre une valeur stable, c’est l’effet Kautsky (figure 15). L’adaptation préalable au noir permet de vider la chaîne de transport des électrons. L’accepteur primaire d’électrons (une quinone, QA) est alors sous sa forme oxydée et les centres réactionnels sont dits « ouverts ». La rapide augmentation d’émission de fluorescence correspond à la réduction de QA en QA

-, commençant avec tous les centres réactionnels ouverts (Guissé et al., 1995).

MATERIEL ET METHODES

Page 33

Figure 15 : courbe typique d’émission de fluorescence d’un échantillon

photosynthétique in vivo, l’ « effet Kautsky » (Strasser et al., 2000)

Les mesures sont effectuées sur les feuilles attachées. L’opération consiste à envoyer un flash lumineux d’intensité saturante constante, de longueur d’onde � = 650 nm, sur des feuilles préalablement adaptées à l’obscurité. Ce flash lumineux est une source d’excitation pour la chlorophylle. Cette dernière relaxe une partie de son énergie d’excitation sous forme de fluorescence. L’appareil mesure la rapide montée de fluorescence à une longueur d’onde de � = 730 nm. On observe ainsi l’effet Kautsky.

��������Appareil de mesure

Le PEA est un fluorimètre portable permettant de mesurer la fluorescence avec une résolution de 10 �sec. L’appareil est constitué d’une boîte de contrôle et d’une unité de mesure.

Le boîtier de commande contient une batterie permettant une autonomie d’une journée de mesures au moins. Il contient également une mémoire permettant de stocker 82 mesures. On y trouve des sorties permettant des connexions vers un ordinateur, le courant du secteur et l’unité de mesure.

L’unité de mesure est constituée d’une source lumineuse d’excitation et d’une cellule de mesure de la fluorescence émise par la chlorophylle. Le rôle de source lumineuse est rempli par 6 LED (light emitting diodes) produisant un flash lumineux d’excitation (de longueur d’onde � = 650 nm) d’intensité réglable (% de 600 W.m-2). La cellule de mesure de la fluorescence est constituée d’une photodiode et d’un circuit d’amplification.

Figure 16 : boîtier de commande et unité de mesure du PEA (Hansatech, 1999)

MATERIEL ET METHODES

Page 34

��������Les clips

De manière à placer la feuille à l’obscurité, des clips sont positionnés au moins 30 minutes avant la mesure. Il s’agit de pinces, dont la partie se trouvant en contact avec la face supérieure de la feuille comporte une fenêtre de lecture pouvant être obstruée au moyen d’une plaque métallique coulissante. L’unité de mesure du PEA vient se positionner sur le clip, la plaque métallique est tirée et la mesure peut être exécutée.

Figure 17 : schéma d’un clip de mise à l’obscurité (Hansatech, 1999)

��������Paramètres mesurés

Le logiciel « Biolyzer », permet une visualisation des courbes de fluorescence et le calcul de certains indices via le JIP-test. En effet, les paramètres mesurés sont à la base du calcul d’un certain nombre d’expressions biophysiques et phénoménologiques conduisant à la description dynamique d’un échantillon photosynthétique à un état physiologique donné (Strasser 1998 in Hermans 1999). Les indices sont exprimés sur base d’unités arbitraires d’absorbance relative.

Tableau 6 : paramètres mesurés par le Plant Efficiency Analyser

F0 Fluorescence minimale, extrapolée à partir de la valeur de F50�sec. Elle correspond à la valeur de fluorescence émise au début de l’illumination.

FM Valeur de fluorescence maximale. Cette valeur est atteinte quand la chaîne de transport d’électron est complètement saturée et que l’accepteur d’électrons QA est complètement réduit.

FV Fluorescence variable maximale. FV = FM – F0.

FV / FM Ce rapport est proportionnel au rendement quantique de photochimie, il montre un degré de corrélation élevé avec le rendement quantique de la photosynthèse nette.

Tfmax Temps écoulé entre le début de l’éclairage et le maximum de fluorescence.

Area Surface au-dessus de la courbe de fluorescence, entre Ft et FM.

Area/FV = SM Paramètre exprimant l’énergie nécessaire pour fermer tous les centres réactionnels.

F50����sec F100����sec F300����sec F2msec F30msec

Valeurs correspondant aux points singuliers de la courbe (paliers pendant la montée de fluorescence).

MATERIEL ET METHODES

Page 35

Afin de comprendre les expressions calculées par le logiciel, on se basera sur un modèle schématique des flux d’énergie dans un appareil photosynthétique. Par souci de simplification, on considérera les composantes suivantes du PSII (Strasser et al., 2000):

��Pigments antennes (principalement Chl) ��Centre réactionnel ��Accepteur primaire d’électron (QA) ��Transfert d’électron au-delà de QA

On peut alors définir plusieurs flux d’énergie (figure 18) :

��Un flux de photons absorbé par les pigments de l’antenne (ABS)

��Un flux de dissipation (DI ) représentant la somme de toutes les voies de désexcitation, à l’exception de la photochimie. Ce flux inclut l’émission de fluorescence (F)

��Un flux d’énergie d’excitation atteignant le centre réactionnel et y étant piégé, aboutissant à la réduction de QA (TR) en QA

-

��Un flux d’énergie correspondant au transport d’électron après QA- (ET)

Figure 18 : flux d’énergie dans un appareil photosynthétique (d’après Strasser et al., 2000)

Ces flux permettent d’établir des rendements au niveau de chaque étape :

��������ϕϕϕϕPo, le rendement quantique maximum, représentant la probabilité qu’un photon absorbé par les antennes serve effectivement à une séparation de charge au niveau du centre réactionnel.

��������ψψψψo, l’efficacité avec laquelle l’énergie piégée va permettre de déplacer un électron plus loin que QA

-. Autrement dit, cela représente la probabilité qu’un photon ayant servi à la séparation de charge, déplace un électron au-delà de QA

-.

��������ϕϕϕϕEo, la probabilité qu’un photon absorbé déplace un électron dans la chaîne de transport

MATERIEL ET METHODES

Page 36

3.3.2.2. Développement théorique des indices

�� Rendements quantiques

Le rendement quantique est défini comme étant le rapport d’un flux sortant au flux entrant. Le flux étant défini comme le produit d’une concentration et d’une constante cinétique. Différents rendements peuvent ainsi être calculés.

Calculons à présent le rendement quantique de photochimie ;

[ ] [ ][ ] [ ] [ ] [ ] �

=×+×+×+×

×=�

×==k

k

kChlkChlkChlkChl

kChlFlux

kChlABSTR P

PTDF

PP

P

****

**ϕ

où : kF = constante de fluorescence (s-1) kD = constante de désactivation non radiative kP = constante de photochimie kT = constante de transfert

Figure 19 : schéma des flux énergétiques entrant et sortants

Nous pouvons également calculer le rendement quantique d’émission de fluorescence :

[ ] [ ][ ] [ ] [ ] [ ] �

=×+×+×+×

×=�

×==k

k

kChlkChlkChlkChl

kChlFlux

kChlABS

FLUO F

PTDF

FF

F

****

**ϕ

Un photosystème est dit ouvert quand il est susceptible de réduire QA en QA

-, on admettra qu’il aura une émission de fluorescence faible. À l’inverse, lorsqu’il sera fermé, il aura une émission de fluorescence importante.

MATERIEL ET METHODES

Page 37

Lorsque tous les centres réactionnels sont ouverts, on aura :

[ ][ ] ABS

Fkkkk

k

kkkkChl

kChlPTDF

F

PTDF

FOPENF

0

)()(*

* =+++=+++×

×=ϕ

� En mesurant F0 on dispose donc d’informations concernant les constantes cinétiques photochimiques et non photochimiques.

Lorsque tous les centres réactionnels sont fermés, nous aurons :

ABSF

kkkk M

TDF

FCLOSEDF =+++=

)0(ϕ

� En mesurant FM nous disposons donc d’informations concernant uniquement les constantes non photochimiques.

Calculons à présent le rapport F0/FM :

ϕϕϕ

POPP

PF

FCLOSEDF

OPENF

M kk

kkk

kkkkk

FF −=

�−=

�−�=−�

�== 11)/(

/0

FF

FFF

FF

M

V

M

M

MP =−=−= 00

0 1ϕ

En observant la courbe de fluorescence, on peut définir l’équation de la fluorescence

variable, permettant de décrire la montée de fluorescence, comme suit : FFFF

VM

tt

0

0

−−=

La pente à l’origine de cette fonction représente le taux d’accumulation de centres réactionnels qui se ferment. Cette accumulation est augmentée par le piégeage (TR) et diminuée par le transfert d’électron (ET) au niveau des centres réactionnels (RC). Lorsque l’on empêche QA

- de se réoxyder (grâce au DCMU12 par exemple), cette accumulation est alors directement proportionnelle au piégeage par centre réactionnel. Mais lorsque cette réoxydation se fait normalement, la pente doit être normalisée par la valeur de VJ afin de représenter le piégeage par RC (Strasser et Strasser, 1995).

( )µsM

µsµs

FFFF

RCET

RCTR

MdtdV

50

50300000

04 −

−⋅≅−==

VM

RCTR

J

00=

On en arrive donc à l’expression suivante :

)1()1( 000

00

00 VRCTRV

VMM

VMMRC

TRRCET

JJJJ

−×=−×=−=−=

12 3-(3,4-dichlorophenyl)-1,1-dimethylurea

MATERIEL ET METHODES

Page 38

Ce qui nous mène à l’expression des rendements suivants :

VTRET

J−== 10

00ψ

ψϕϕ 000

0000 ×=×== PE TR

ETABSTR

ABSET

�� Flux spécifiques et phénoménologiques

Concernant l’expression de ABS/RC et de ET/RC :

RCABS

RCABS

ABSTR

RCTR

P ×=×= ϕ 000

FFV

MRCTR

RCABS

M

JP 0

0

0

0

1

11

−×=×= ϕ

JPJE V

MVM

RCABS

ABSET

RCET 0

00

00

00 1 ×=××=×= ψϕϕ

Pour les flux phénoménologiques (par unité de surface), lorsque que l’on considère des échantillons comparables, on peut supposer que F0 ou FM sont proportionnels à la quantité de chlorophylle qui émet de la fluorescence par unité de surface. Ces deux valeurs ont donc été proposées pour servir de mesure (en unités arbitraires) au flux phénoménologique d’absorption ABS/CS (Strasser et Strasser, 1995). TR0/CS et ET0/CS peuvent ainsi être calculés avec les mêmes unités arbitraires :

00

FCSABS=

000

0

0

0 FCSABS

ABSTR

CSTR

P ×=×= ϕ

000

0

0

0 FCSABS

ABSET

CSET

E ×=×= ϕ

�� Indices de vitalité

Le produit de trois paramètres indépendants RC/ABS, ψ0, ϕP0 a été utilisé dans une

expression représentant un indice combinant des critères structuraux et fonctionnels, dès lors appelé Structure Function Index (Strasser et al., 1999). Un premier indice pondérant les paramètres liés à la photochimie est dénommé SFIPO, le second pondérant des paramètres liés à la dissipation (non-photochimique) est dénommé SFINO. ABSTOT se réfère à l’absorption totale incluant l’absorption directe par les RC eux-mêmes. En considérant que les RC sont beaucoup moins nombreux que les molécules de l’antenne, on peut l’approximer par ABS. Ces indices peuvent également être exprimés par unité de surface au départ de ABS/CS (donné par F0 ou FM).

POPTOT

SFIABSRC

TRET

ABSTR

ABSRC =××≅×× 00 ψϕ

NOPPTOT

SFIABS

RC =−×−×≅−×−×− )1()1(1)1()1()1( 0000 ψϕψϕ

MATERIEL ET METHODES

Page 39

Un indice de performance (PI) étant le produit d’une expression de la forme (pi/(1-pi)), où pi est une probabilité ou une fraction. Ces expressions sont connues en chimie, où pi représente par exemple la fraction réduite d’une molécule et (1-pi) la fraction oxydée, dans quel cas log[pi/(1-pi)] exprime le potentiel ou la force conductrice de la réaction d’oxydoréduction correspondante (équation de Nernst).

)1()1()(

0

0

0

0

ψψ

ϕϕ

−×−×==P

P

NO

PO

ABSRC

SFISFIabsPI

Tableau 7 : résumé des formules du JIP-test, utilisant les données extraites de la courbe de fluorescence rapide (adapté de Strasser et al., 2000)

Paramètres extraits de la fluorescence :

F0 = F50µs, intensité de fluorescence à 50 µs F150 = intensité de fluorescence à 150 µs F300 = intensité de fluorescence à 300 µs FJ = intensité de fluorescence au point J (2 ms) FM = intensité maximale de fluorescence tfmax = temps mis pour atteindre FM, en ms VJ = (F2ms – F0) / (FM – F0)

Area = � −max

0).(

tf

tM dtFF = aire entre la courbe de fluorescence et FM

(dV/dt)0 ou M0 = 4.(F300-F0)/(FM-F0), pente de la courbe de fluorescence variable, correspondant au taux d’accumulation de RC fermés

Sm = Area/(FM-F0), exprime une intégrale de travail, autrement dit l’énergie nécessaire pour fermer tous les RC

Bav = 1 – (Sm/tfmax) N = Sm.M0.(1/VJ), nombre de turn-over de QA

Rendements quantiques :

ϕP0 ou TR0/ABS = FV/FM ϕE0 ou ET0/ABS = (1- F0/FM). ψ0 ψ0 ou ET0/TR0 = 1 – VJ

Flux spécifiques, ou activités spécifiques :

ABS/RC = M0.(1/VJ).(1/ϕP0) TR0/RC = M0.(1/VJ) ET0/RC = M0.(1/VJ). ψ0 DI0/RC = (ABS/RC) – (TR0/RC)

Flux phénoménologiques, ou activités phénoménologiques : ABS/CS0 = F0

(*) TR0/CS0 = ϕP0.(ABS/CS0) ET0/CS0 = ϕP0. ψ0.(ABS/CS0) DI0/CS0 = (ABS/CS0) – (TR0/CS0) RC/CS0 = ϕP0.(VJ/M0).F0

(*)

Indices de vitalité :

SFIPO = (RC/ABS). ϕP0. ψ0 SFINO = (1-ϕP0).(1-ψ0) PIABS = SFIPO/SFINO

(*) F0 est remplacé par FM lorsque les flux sont exprimés par CSM

MATERIEL ET METHODES

Page 40

3.3.3. Analyse d’échanges gazeux La mesure des échanges gazeux a été faite au moyen d’un analyseur de gaz à

infrarouge, le CIRAS-I, de la société PP-Systems. Bien qu’il puisse fonctionner de manière autonome, nous avons préféré commander l’appareil via un ordinateur, où les données sont enregistrées. En effet, ce mode de fonctionnement permet à la fois la visualisation en direct, sur écran, des paramètres mesurés et un stockage des données sur l’ordinateur.

��������Principe

Les mesures sont effectuées sur des feuilles attachées à la plante. L’opération consiste à isoler la feuille dans une chambre étanche, la soumettre à une intensité lumineuse et une humidité relative connue (correspondant aux conditions de culture) et à mesurer le flux de CO2 piégé par unité de surface.

��������Appareil de mesure

L’appareil est composé d’un boîtier de commande et d’une cellule de mesure (cuvette). Le boîtier de commande contient une réserve de gaz carbonique sous pression (cartouche) ainsi qu’un dispositif permettant d’analyser les concentrations en CO2 et H2O des flux d’entrée et de sortie dans la cellule de mesure. L’analyse de ces concentrations est permise grâce à des absorptiomètres, sur base de la loi de Beer-Lambert. L’eau et le gaz carbonique absorbant tous deux dans l’infrarouge, un dispositif mettant en jeu des dessiccateurs permet de dissocier les deux gaz.

La cuvette de mesure fournit de l’air d’une concentration en dioxyde de carbone, comprise entre 0 et 2000 ppm, et une humidité fixée par l’utilisateur. Le contrôle de la température foliaire et du PAR13 est également exercé par l’utilisateur. La surface maximale de la feuille dans la cuvette est de 2,5 cm2.

Figure 20 : représentation schématique du boîtier de commande du CIRAS-I (PP Systems)

13 Photosynthetically Active Radiation

MATERIEL ET METHODES

Page 41

Figure 21 : représentation schématique de l’unité lumineuse automatique et de la cuvette (PP-

Systems)

��������Paramètres mesurés et calculés par le CIRAS-I

Un logiciel fonctionnant sous DOS est fourni avec l’appareil. Il permet de visualiser en temps réel l’évolution de la photosynthèse nette, de la conductance stomatique, de la concentration interne en CO2 ainsi que la température foliaire de l’échantillon placé dans la cuvette. La prise mesure prend environ 10 minutes par échantillon (jusqu'à stabilisation des paramètres).

Tableau 8 : paramètres mesurés par le CIRAS-I (Buntinx, 1998)

V Débit d’air sec dans la cuvette [cm³.s-1] a Surface de la feuille [cm2] rb Résistance de la couche limite à la vapeur d’eau [m2.s.mol-1] P Pression atmosphérique [bar]

V20 Débit d’air dans la cuvette à 20°C et 1 bar [cm³.s-1] Q Densité de flux de photons [µmol.m-2.s-1] tc Température de l’air dans la cuvette [°C]

Paramètres calculés

W Flux massique d’air sec par unité de surface foliaire [mol.m-2.s-1] ein Pression de vapeur de l’eau de l’air dans la cuvette [bar] eout Pression de vapeur de l’eau de l’air de la cuvette [bar] es Pression de vapeur saturée à la t° de l’air de la cuvette [bar]

eleaf Pression de vapeur saturée à la t° de la feuille [bar] tleaf Température de la feuille [°C] H Radiation absorbée par la feuille [W.m-2] �t Différence de température entre l’air et la feuille [°C] Cin Concentration en CO2 de l’air dans la cuvette [µmol.mol-1] Cout Concentration en CO2 de l’air de la cuvette [µmol.mol-1] Cleaf Concentration en CO2 de la chambre sous-stomatique [µmol.mol-1] rs Résistance stomatique à la vapeur d’eau [m2.s.mol-1] gs Conductance stomatique à la vapeur d’eau [mol.m-2.s-1] gc Conductance totale au transfert de CO2 [mol.m-2.s-1] A Taux d’échange de CO2 dans la cuvette (photosynthèse

nette) [µmol.m-2.s-1]

E Taux de transpiration [mol.m-2.s-1]

MATERIEL ET METHODES

Page 42

3.3.4. Dosage des éléments minéraux dans les feuilles

Préalablement aux analyses minérales, les échantillons de végétaux ont été séchés à 60°C jusqu’à poids constant et ensuite broyés au moyen d’un broyeur planétaire de manière à obtenir une mouture très fine. Le mode opératoire complet des différentes manipulations nécessaires au dosage des éléments est disponible en annexe (annexe 4, page A5) .

3.3.4.1. Dosage de l’azote

Le dosage de l’azote contenu dans les feuilles a été fait au moyen de la méthode de Kjeldahl. Il s’agit d’une méthode universelle s’appliquant à bon nombre de matières (sol, eau, plantes, tissus animaux).

��������Principe

Cette méthode consiste à transformer l’azote organique en azote ammoniacal par minéralisation avec de l’acide sulfurique et un catalyseur ; l’azote se trouvant sous forme nitrique reste inchangé. Après minéralisation, la solution est rendue alcaline par addition de soude permettant une libération de NH3 volatil. L’ammoniaque peut ensuite être dosé par méthode titrimétrique après distillation (Pauwels et al., 1992). L’azote minéral peut, quant à lui, être dosé sans passer par l’étape de minéralisation.

amonorgKjel NNN +=

nitrKjelTotal NNN +=

nitramonéral NNN +=min

��������Appareillage

Nous avons utilisé le Kjeldahltherm (minéralisation) et le Vapodest 30 (distillation) de la société Gerhardt (figure 22).

Figure 22 : photographies du matériel utilisé pour le dosage de l’azote

a) Minéralisation sous hotte b) Distillation

MATERIEL ET METHODES

Page 43

3.3.4.2. Dosage des autres éléments majeurs (P, K, Ca, Mg)

Afin de doser ces éléments minéraux avec les moyens classiques d’analyse (spectrophotométrie, colorimétrie) il nous a fallu les solubiliser. La méthode utilisée dans ce but consiste en une destruction des composés organiques par calcination (3h à 500°C) suivie d’une solubilisation des éléments par une attaque avec un acide minéral fort, en l’occurrence HNO3 (Pauwels et al., 1992).

��������Phosphore

Le dosage du phosphore a été obtenu par méthode de colorimétrie. Le principe est d’ajouter au phosphore présent dans l’extrait, sous forme d’ortho-phosphate, des ions vanadate et molybdate formant un complexe phospho-vanado-molybdate de couleur jaune. Ce complexe coloré est ensuite mesurable par colorimétrie à 430 nm (Pauwels et al., 1992).

��������K, Ca, Mg

Nous avons dosé les K, Ca et Mg obtenus dans l’extrait minéralisé au moyen d’un spectrophotomètre d’absorption atomique (figure 23).

Figure 23 : photographie du spectrophotomètre utilisé pour le

dosage de K, Ca et Mg

3.3.5. Analyse statistique

L’analyse statistique de nos résultats a été faite au moyen du logiciel STAT-ITCF (4° version, 1988) de l’Institut Technique des Céréales et des Fourrages français. Pour comparer nos résultats, nous avons utilisé l’analyse de variance, associée au test de Newman-Keuls répartissant les moyennes dans des groupes homogènes. Les tests ont été effectués au niveau de confiance � = 0,05.

MATERIEL ET METHODES

Page 44

3.4. Dispositif expérimental

Deux expériences ont été mises en place. D’une part une expérience en conditions contrôlées et d’autre part une expérience au vignoble, dans l’optique de pouvoir confirmer en conditions réelles ce que l’on observerait en serre.

3.4.1. Produits testés

Nous avons testé des produits provenant de la s.a. Goëmar. Tous sont fabriqués à base d’algues marines cryobroyées. Ils sont conditionnés sous forme liquide, à diluer.

Tableau 9 : caractéristiques des produits utilisés lors des expériences

CL 143 Crème d'algue de laquelle ont été supprimés les polyphénols, les alginates insolubles dans l'eau et la cellulose. Ce produit n’est pas encore totalement caractérisé et il reste encore probablement beaucoup d’autres éléments non identifiés.

AH 13305 laminarine (chaîne de β-1,3- D glucane)

REF Il s’agit du produit commercialisé sous le nom de Vitiflo. Il contient la crème d’algue GA 14 (brevet Goëmar) élaborée à partir de l’algue brune Ascophyllum nodosum, enrichie en bore (26,6 g/l) et molybdène (0,30 g/l).

Tableau 10 : récapitulatif des produits testés dans les différentes situations

Conditions contrôlées SFDR SFCR

AH 13305 � CL 143 � � � REF � �

3.4.2. Dispositif en conditions contrôlées

Nous avons utilisé un bac de culture de 4,5 m sur 1 m, d’une profondeur de 25 cm. Le substrat de culture est constitué de fibres de coco décomposées. Le bac a été divisé en 3 parties sur sa longueur. Ces 3 parties, contenant chacune 12 plants de vigne, constituent les objets expérimentaux (figure 24). Le matériel végétal a été planté le 20 novembre 2003 dans les serres du Laboratoire d’Agrotechnologies Végétales de l’ULB (T°= 21°C, lumière = 15h de jour à intensité 500 µE.m-2.s-1).

Un arrosage par irrigation goutte-à-goutte a été installé dans le bac. Une dose de N-P-K correspondant aux besoins annuels de la vigne a été apportée sous forme d’engrais solide 9-7-14 et incorporée dans le substrat, ainsi qu’une solution d’oligo-éléments.

MATERIEL ET METHODES

Page 45

Figure 24 : vue et schéma du dispositif expérimental mis en place en conditions contrôlées

3.4.3. Dispositif au vignoble Les essais sont localisés dans le département du Maine-et-Loire (F-49). Le dispositif

expérimental mis en place au vignoble a été établi par la s.a. Goëmar. Il s’agit d’un plan bloc complet randomisé à quatre répétitions. Chaque objet expérimental est constitué de 10 ceps homogènes entourés de 2 ceps dit de « garde ». Ces derniers ne sont pas mesurés, ils servent de « tampon » entre les différents objets (figure 25). Les répétitions sont agencées sur des lignes différentes séparées par une ligne non traitée. La densité de plantation est de 4.000 à 5.000 plants/ha.

Figure 25 : schéma d’un exemple de dispositif mis en place au vignoble

NB : chaque répétition est constituée d’objets expérimentaux alignés sur un même rang. Les répétitions sont espacées par un rang.

MATERIEL ET METHODES

Page 46

Figure26 : photographie de la parcelle d’essai SFDR (août 2003)

3.5. Méthodologie

3.5.1. En conditions contrôlées

3.5.1.1. Application des produits

Deux extraits d’algues ont été testés en serre (CL 143 et AH 13305). Nous avons décidé d’appliquer les produits dès que les feuilles présentent un développement suffisamment important (maturité physiologique) que pour pouvoir effectuer les mesures.

Les produits ont été appliqués au moyen d’un brumisateur manuel, en séparant les objets expérimentaux par une bâche en plastique. Le témoin a simplement été traité avec de l’eau de ville. Les produits ont été appliqués sur la face inférieure et sur la face supérieure des feuilles.

La dose de produit à apporter a été calculée sur base des applications au champ conseillées par le fabricant, c’est à dire 1 et 2 L/ha respectivement pour les produits AH 13305 et CL 143. Cette dose a été rapportée par plant en tenant compte de la densité de plantation. Il y a eu 3 apports de produits, effectués à 1 semaine d’intervalle. L’application de la première dose de produit a eu lieu au stade 13 feuilles étalées, soit 72 jours après le débourrement, dans notre cas.

MATERIEL ET METHODES

Page 47

3.5.1.2. Mesures

Pour les mesures de l’activité photosynthétique des feuilles (fluorimétrie, échanges gazeux, réflectance), nous avons mesuré les 3° et 4° feuilles formées sur chaque plant (en partant de la base, figure 27). Les mesures ont été reconduites sur ces feuilles jusqu’à la fin de l’expérience, après quoi elles ont été prélevées (limbes et pétioles) pour les analyses chimiques. Nous avons donc mesuré l’activité de ces mêmes feuilles pendant toute la durée de l’expérience. Seuls les mesures et prélèvements effectués avant les applications ont été faits sur les 2° feuilles formées.

Figure 27 : localisation des mesures sur les plants de vigne (Vitis vinifera

L cv. Cabernet franc) en conditions contrôlées

MATERIEL ET METHODES

Page 48

Figure 28 : positionnement des clips sur les 3° et 4° feuilles, permettant la mesure de fluorescence chlorophyllienne

Figure 29 : photographie de l’essai en conditions contrôlées, prise lors de la mesure des

échanges gazeux des feuilles

NB : on voit ici le dispositif mis en place pour permettre la mesure des échanges gazeux. Nous voyons la feuille positionnée dans la cuvette (alimentée par une batterie 12V), reliée au boîtier de commande, lui-même raccordé à un ordinateur portable.

MATERIEL ET METHODES

Page 49

Figure 30 : photographie prise lors de la mesure de réflectance foliaire

NB : On voit ici la feuille placée sous la fibre optique du GER 1500. On peut également remarquer la source lumineuse incidente constante.

Tableau 11 : récapitulatif des mesures, applications de produits et prélèvements foliaires effectués lors de l’expérience en conditions contrôlées

Mesures effectuées Jours après le débourrement

Application des produits PEA CIRAS-I GER 1500 Prélèvement

69 � 72 (T0) 1° dose (**) � �(*) �(*) � (*) 74 � 76 � 77 � 78 � 79 (T+7) 2° dose (**) � 80 � 83 � 85 (T+13) 3° dose (**) � � 87 � 90 � 92 � 94 � 97 �

104 � 108 (T+36) � �

(*) : mesures effectuées sur la 2° feuille formée depuis la base. Toutes les autres mesures ont été réalisées sur les 3° et 4° feuilles formées (**) : les produits ont été appliqués après les mesures effectuées à la même date

MATERIEL ET METHODES

Page 50

Tableau 12 : récapitulatif du nombre de mesures effectuées en fonction de la méthode utilisée

Nombre de feuilles mesurées par objet

expérimental

Nombre de mesures par feuille

Nombre de mesures par objet

expérimental

PEA 24 (2/plant) 2 48 CIRAS-I 12 (1/plant) 1 12 GER 1500 24 (2/plant) * 5 120 Prélèvements 24 (2/plant) *

* : sauf pour les mesures effectuées avant les applications. Dans ce dernier cas, une feuille par plant a été mesurée ou prélevée

Nous avons donc effectué, au total, 2304 mesures de fluorescence chlorophyllienne (3 objets x 48 mesures x 16), 72 mesures d’échanges gazeux (3 objets x 12 mesures x 2) et 540 mesures de réflectance foliaires (3 objets x 60 mesures + 3 objets x 120 mesures).

3.5.2. Au vignoble

3.5.2.1. Application des produits

Deux produits ont été testés au vignoble (CL 143 et REF). Les dates d’application des produits ont lieu aux alentours de la floraison de la vigne (sur base de l’échelle BBCH, disponible à l’annexe 1, page A1), ce qui constitue une différence avec le protocole mis en place en conditions contrôlées, où la floraison n’a pas eu lieu. Dans l’essai SFCR, le produit CL 143 a été appliqué à des dates différentes selon les objets expérimentaux, de manière à étudier l’impact des cadences d’application.

Les produits ont été appliqués à l’aide d’un atomiseur (pulvérisation à jet portée).

Tableau 13 : récapitulatif des traitements effectués sur les parcelles expérimentales au vignoble

Essai Traitement (modalité) Dose (l/ha)

Stade culture

Date correspondant

SFDR CL 143 2 57 13 mai 2003 2 61 4 juin 2003 2 69 11 juin 2003 REF 3 57 13 mai 2003 3 61 4 juin 2003 3 69 11 juin 2003 SFCR CL 143 A 2 57 14 mai 2003 CL 143 B 2 61 6 juin 2003 CL 143 C 2 69 13 juin 2003 CL 143 ABC 2 57 14 mai 2003 2 61 6 juin 2003 2 69 13 juin 2003 REF 3 57 14 mai 2003 3 61 6 juin 2003 3 69 13 juin 2003

MATERIEL ET METHODES

Page 51

3.5.2.2. Mesures

Seules les mesures de fluorescence chlorophyllienne ont été effectuées au vignoble. Pour ce faire, nous avons mesuré 2 feuilles sur chaque cep afin d’obtenir 20 mesures par objet expérimental (un objet expérimental étant constitué de 10 ceps homogènes). Les mesures ont été réalisées le 11 août 2003 sur l’essai SFDR, soit 90 jours après la première application des produits, et le 13 août 2003 sur l’essai SFCR, soit 91 jours après la première application.

Les feuilles ayant servi à la mesure de fluorescence ont été prélevées (limbes et pétioles) et conservées afin de servir ultérieurement aux analyses chimiques.

Nous avons donc effectué, au total, 240 mesures de fluorescence chlorophyllienne sur l’essai SFDR (3 objets x 4 répétitions x 20mesures) et 480 (6 objets x 4 répétitions x 20 mesures) sur l’essai SFCR.

3.5.3. Mise au point d’une méthodologie de mesure de la fluorescence chlorophyllienne

La fluorescence chlorophyllienne étant une méthode très sensible, une mise au point de la méthodologie permettant d’effectuer correctement la mesure, en éliminant les facteurs perturbateurs éventuels, était nécessaire. Une liste de ces différents facteurs n’étant pas disponible dans la littérature, nous avons du réaliser nous-même quelques expériences préliminaires afin de déterminer les facteurs ayant une influence sur la mesure de fluorescence chlorophyllienne. C’est ce que nous présentons dans les paragraphes suivants (les résultats complets des analyses statistiques sont disponibles à l’annexe 5, p A8).

3.5.3.1. Âge de la feuille

Sur un rameau en croissance, nous avons des feuilles d’âges différents, ayant un comportement photosynthétique différent (voir « 1.3.2. Facteurs influençant la photosynthèse de la feuille de vigne », p 22). Au sommet du rameau se trouvent des feuilles jeunes, en formation, tandis qu’à la base se trouvent des feuilles plus âgées.

Les feuilles de 5 rameaux, ces derniers portant le même nombre de feuilles, ont été mesurées par fluorimétrie (les rameaux mesurés sont ceux des plants poussant en conditions contrôlées). Une analyse de la variance des résultats suivie d’un test de Newman-Keuls (α=0,05) permettent de dégager deux groupes homogènes de feuilles : un groupe comprenant les 5 plus jeunes feuilles sorties et un groupe comprenant les feuilles plus âgées que la sixième feuille sortie. Cette dernière étant intermédiaire aux deux groupes.

MATERIEL ET METHODES

Page 52

0

2

4

6

8

10

12

14

16

F3 F4 F5 F6 F7 F8 F9 F10 F11 F12 F13 F14

Feuille développée depuis l'apex

PI(a

bs)

Figure 31 : mesure du PI(abs) en fonction du développement de la feuille de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

F3 F4 F5 F6 F7 F8 F9 F10 F11 F12 F13 F14

Feuille développée depuis l'apex

CV

(%)

Figure 32 : évolution du coefficient de variation du PI(abs) en fonction du développement de la feuille de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc)

Nous remarquons une meilleure activité des feuilles à partir de la septième développée

(figure 31). De plus, sur ces feuilles, la mesure est beaucoup plus stable (faible coefficient de variation de la mesure) (figure 32). Suite à ces résultats, nous avons décidé d’effectuer les mesures de fluorescence à partir de la 7° feuille développée.

MATERIEL ET METHODES

Page 53

3.5.3.2. Position sur la feuille

Deux positionnements des clips pour la mesure de fluorescence ont été comparés. Une première mesure a été effectuée dans les sinus et l’autre à l’extrémité des lobes (voir « 1.1.3.3. Description morphologique des feuilles », p 9). 22 feuilles ont été mesurées en ces deux positions, au même moment, au vignoble (Beaulieu-sur-Layon F-49) sur le cépage Cabernet franc, le 22 juillet 2003.

La figure ci-dessous nous montre en graphique les résultats obtenus. Pour une meilleure visualisation des résultats, les valeurs ont été rapportées aux lobes (pour ces derniers la valeur des indices = 1). L’indice de performance se montre nettement plus élevé dans la région du sinus qu’à l’extrémité des lobes (p<0,05). Cela est principalement expliqué par un meilleur transport des électrons dans la chaîne de transfert (figure 33).

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4PI(ABS)

ABS/RC

TRO/RC

ETO/RC

DIO /RC

RC/CSO

Lobe

Sinus

Figure 33 : influence du positionnement de la mesure de fluorescence chlorophyllienne sur la feuille de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc)

La feuille de vigne ne présente donc pas une homogénéité de l’activité photosynthétique sur toute sa surface. Par la suite, nous avons décidé d’effectuer les mesures uniquement dans la région des sinus.

3.5.3.3. Taille des feuilles

Parmi les feuilles « adultes » (au-delà de la 7° feuille formée) nous pouvions distinguer visuellement des feuilles de tailles différentes. Nous avons donc voulu savoir si la taille des feuilles avait une influence sur le comportement de la mesure de fluorescence.

Nous avons effectué des mesures sur des feuilles se répartissant dans 2 catégories selon la longueur de la nervure centrale (LT). Ce que nous appelions les « petites feuilles » avaient une nervure centrale inférieure à 10,5 cm et ce que nous appelions les

MATERIEL ET METHODES

Page 54

« grandes feuilles » avaient une nervure centrale supérieure à 12 cm. 20 feuilles de chaque catégorie ont été mesurées au même moment, au vignoble (Beaulieu-sur-Layon F-49) sur Cabernet franc, le 18 juillet 2003.

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2PI(abs)

ABS/RC

TRo/RC

ETo/RC

DIo/RC

RC/CSo

Petites

Grandes

Figure 34 : comparaison de la mesure de fluorescence chlorophyllienne sur des feuilles adultes de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc), selon leur taille

Le graphique nous montre les valeurs de quelques indices, rapportées aux petites feuilles pour une meilleure visualisation (figure 34). L’analyse statistique ne relève aucune différence significative (pour �=0,05) entre les deux catégories de feuilles. Nous en avons conclu que la mesure de fluorescence pouvait être faite sur les feuilles de vigne adultes sans distinction de leur taille.

3.5.3.4. Orientation des feuilles

Le mode de conduite en rang de la vigne a pour conséquence la répartition du feuillage selon deux orientations opposées. Ces deux orientations sont exposées de façon totalement différente par rapport à la lumière solaire.

Nous avons suivi l’évolution de la fluorescence chlorophyllienne de 20 feuilles situées de chaque côté du rang, durant une journée entière. L’observation a été menée, au vignoble (Beaulieu-sur-Layon F-49), sur le cépage Cabernet franc le 17 juillet 2003. Il s’agissait d’une journée particulièrement chaude et ensoleillée (T°max relevée à l’ombre: 29°C). Les rangs étant implantés dans la direction nord-sud, répartissant le feuillage en une face orientée vers l’est et une face orientée vers l’ouest.

MATERIEL ET METHODES

Page 55

8H

10

H

12

H

14

H

16

H

18

H

20

H

Est

05

10

1520

25

30

35

40

45

50

PI(

abs

)

Est

Ouest

Figure 35 : évolution de l’indice de performance (PI abs) durant la journée, chez des

feuilles de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc) orientées vers l’est et vers l’ouest

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

8H 9H 10H 11H 12H 13H 14H 15H 16H 17H 18H 19H 20H 21H

DI/R

C

Est

Ouest

Figure 36 : évolution de la dissipation d’énergie au niveau des centres réactionnels, durant la journée, chez des feuilles de Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc) orientées vers l’est et

vers l’ouest

Nous avons observé, chez les feuilles orientées vers l’est, une chute de l’indice de performance pendant les heures les plus chaudes de la journée (figure 35). Cette chute de l’indice est principalement expliquée par la remarquable augmentation de la dissipation d’énergie au niveau des centres réactionnels, qui pourrait être due à la déstabilisation du photosystème aux hautes températures subies par les feuilles lors rayonnement direct (figure 36). D’un point de vue statistique, les différences sont significatives (p<0,05) entre 10h et 15h pour le paramètre de dissipation d’énergie, et entre 11h et 18h pour l’indice de performance.

MATERIEL ET METHODES

Page 56

En effet, ces feuilles subissent le rayonnement solaire direct dès le début de la journée alors que les feuilles orientées vers l’ouest restent à l’ombre jusqu’au midi solaire. Cette chute brutale de l’activité photosynthétique est rapportée par certains auteurs sous le nom de « dépression du midi » (Champagnol, 1984).

Du fait de la plus grande stabilité de la mesure du côté non exposé directement aux rayons solaires, nous avons préféré effectuer les mesures de fluorescence sur ce dernier.

Toutefois, vu la variation de la mesure de fluorescence au cours de la journée, nous avons décidé de mesurer au même moment tous les objets au sein d’une même répétition, plutôt que de mesurer un traitement à la fois et réitérer la mesure l’heure suivante (nécessité de l’adaptation au noir) sur un autre traitement, risquant ainsi de mesurer une différence due aux conditions changeantes plutôt qu’un effet dû au traitement.

3.5.3.5. Ensoleillement direct

Bien que nous nous trouvions du même côté d’un rang pour effectuer les mesures, il se peut que certaines feuilles soient en contact direct avec le rayonnement solaire alors que d’autres soient à l’ombre du feuillage.

9 feuilles se trouvant à l’ombre du feuillage et 9 feuilles se trouvant exposées au rayonnement direct ont été mesurées au vignoble (Beaulieu-sur-Layon F-49) sur cépage Cabernet franc le 22 juillet 2003. La température à l’intérieur du feuillage était de 24°C, pendant toute la durée de la mesure, alors que la température en plein soleil était de 36°C.

-0,4

0,1

0,6

1,1

1,6PI(ABS)

ABS/RC

TRO/RC

ETO/RC

DIO/RC

RC/CSO

Ombre

Soleil

Figure 37 : influence de l’ensoleillement direct de la feuille de Vitis vinifera L. (cv.

Cabernet franc) sur la mesure de fluorescence chlorophyllienne

Nous observons une chute brutale de l’indice de performance (PIabs) pour les feuilles

exposées au rayonnement direct (figure 37). Cette chute est principalement due à une augmentation de l’énergie dissipée par centre réactionnel (DIo/RC). D’un point de vue statistique, les différences sont toutes significatives (p<0,05) pour les 6 paramètres du graphique sauf pour le transfert d’électron (ETo/RC).

MATERIEL ET METHODES

Page 57

3.5.3.6. Temps de mise à l’obscurité

Le temps de mise à l’obscurité de l’échantillon foliaire à mesurer, nécessaire pour l’observation de l’effet Kautsky, que l’on trouve dans la littérature est de l’ordre d’une trentaine de minutes. Nous avons voulu déterminer quel était le temps de mise à l’obscurité nécessaire, dans les conditions du vignoble, pour vider la chaîne de transfert d’électron.

10 feuilles ont été mesurées, au vignoble (Beaulieu-sur-Layon, F-49), sur Cabernet franc le 22 juillet 2003. Nous avons placé simultanément 4 clips dans les sinus de chaque feuille au temps 0. Les mesures de fluorescence ont été faites sur un des clips tous les ¼ d’heure, les autres étant laissés fermés jusqu’à la prochaine mesure. Nous avons ainsi obtenu une mesure de la fluorescence après 15, 30, 45 et 60 minutes de mise à l’obscurité.

1200

1300

1400

1500

1600

1700

1800

1900

2000

15' 30' 45' 60'

Temps de mise à l'obscurité (min.)

Fm

ax

Figure 38 : évolution de la fluorescence maximale en fonction du temps de mise à l’obscurité, chez Vitis

vinifera L. (cv. Cabernet franc)

La figure 36 nous montre une stabilisation de la fluorescence maximale après 45 minutes. Statistiquement, les valeurs obtenues après 45 et 60 minutes de mise à l’obscurité se trouvent dans un même groupe homogène. Les valeurs obtenues après 15 et 30 minutes se trouvent quant à elles dans des groupes différents, de moyenne inférieure (les résultats de l’analyse statistique sont disponibles en annexe, page A11).

Le paramètre Fmax reflète la quantité de centres réactionnels ayant fonctionnés et se trouvant dans un état fermé, n’étant plus disponibles pour un autre transfert. En cas de mise à l’obscurité correcte, ce paramètre sera à sa valeur maximale. Si la période de mise à l’obscurité n’est pas suffisante, il sera plus petit. Nous en concluons qu’il faut laisser l’échantillon photosynthétique au minimum 45 minutes à l’obscurité.

MATERIEL ET METHODES

Page 58

3.5.3.7. Conclusions

Ces observations nous ont permis de constater que la mesure de fluorescence chlorophyllienne est effectivement sensible à bon nombre de paramètres. La méthodologie de mesure de la fluorescence doit donc tenir compte de tous ceux-ci afin d’éliminer les sources de variabilité possible, sorte de bruit parasite sur le signal, de manière à obtenir une mesure fiable et répétitive.

Par la suite, dans nos différentes situations expérimentales, la mesure de fluorescence chlorophyllienne a été réalisée en considérant les conclusions de ces observations préliminaires (tableau 14).

Tableau 14 : paramètres à prendre en considération lors de la mesure de fluorescence

chlorophyllienne sur Vitis vinifera L.

��Age de la feuille Mesurer à partir de la 7° feuille développée

��Position sur la feuille Effectuer la mesure dans la région des sinus

��Orientation et exposition Eviter d’effectuer les mesures sur des feuilles exposées au rayonnement solaire direct, préférer les feuilles orientées vers l’ouest

��Mise à l’obscurité Minimum 45 minutes

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 59

4. RÉSULTATS ET DISCUSSION

4.1. Quantification de l’activité physiologique de la vigne suite à une application foliaire d’extraits d’algues, en conditions contrôlées

Dans ce chapitre, nous présentons les résultats obtenus pour l’expérience en conditions contrôlées. Les résultats complets des analyses statistiques sont disponibles en annexe (annexe 6, p A12). Pour rappel, lors de cette expérience nous avons effectué des mesures de réflectance foliaire, de fluorescence chlorophyllienne, d’échanges gazeux, ainsi qu’un prélèvement et une analyse chimique des feuilles des différentes modalités (voir « 3.5.1. Méthodologie en conditions contrôlées », p 46) .

4.1.1. Effet sur la réflectance foliaire Avant l’application des produits, nous remarquons que les indices calculés au départ

du spectre de réflectance des feuilles sont statistiquement identiques (p>0,05) (figure 39).

0,82

0,83

0,84

0,85

0,86

0,87

0,88

PSNDA PSNDB

Témoin

CL 143

AH 13305

Figure 39 : indices de réflectance foliaire des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc)

en conditions contrôlées, 1 jour avant la première application d’extraits d’algues

36 jours après la première application d’extraits d’algues, nous avons à nouveau

réalisé une mesure de réflectance sur les 3 unités expérimentales. Les indices calculés sont statistiquement supérieurs pour les unités expérimentales traitées (figure 40 et tableau 15).

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 60

0,85

0,86

0,87

0,88

0,89

0,90

0,91

PSNDA PSNDB

Témoin

CL 143

AH 13305

Figure 40 : indices de réflectance foliaire de feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc) en

conditions contrôlées, 36 jours après la première application d’extraits d’algues

Tableau 15 : résumé de l’analyse statistique des indices de réflectance foliaire mesurés sur la vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc), en conditions contrôlées

PSNDA PSNDB Avant applications P (α=0,05) 0,9474 0,9547

Newman- Keuls

Témoin 0,8491 0,8637 CL 0,8501 0,8643 Moyennes AH 0,8497 0,8644

36 jours après P (α=0,05) 0,0161 0,0127 Témoin B B CL A A

Newman- Keuls

AH A A Témoin 0,8825 0,8943 CL 0,8878 0,8998 Moyennes AH 0,8872 0,8980

Le comportement spectral des feuilles de vigne traitées avec les extraits d’algues est

différent du témoin. Les indices estimant les teneurs en chlorophylles a et b sont tous les deux supérieurs pour les vignes traitées, indiquant une meilleure absorption de l’énergie incidente reçue.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 61

4.1.2. Effet sur la cinétique rapide de la fluorescence chlorophyllienne

Pour les différents indices, nous avons porté en graphiques nos résultats, en fonction du temps suite à l’application des produits. Ainsi, le temps zéro (T0) correspond au moment de la première application. Les valeurs des indices pour les parcelles traitées ont été exprimées relativement au témoin. Ce dernier prend donc la valeur unitaire.

Pour des raisons de clarté, nous n’avons pas inséré les résultats de l’analyse statistique dans le texte. Nous invitons le lecteur à les trouver en annexe (annexe 6, p A12) . Pour les mêmes raisons, nous n’avons pas représenté les barres d’erreurs sur nos graphiques. Rendement photosynthétique primaire

En observant le rendement global de conversion d’un photon absorbé en un transfert d’électron (ϕEo), on peut remarquer que celui-ci se détache des valeurs du témoin suite à l’application des produits (figure 41).

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

PH

I(E

o) (

rel.)

.

Témoin

CL 143AH 13305

Figure 41 : évolution du rendement de conversion global d’un photon au niveau du PSII (ϕEo) suite à l’application d’extraits d’algues sur Vitis vinifera L. (cv. Cabernet

franc), en conditions contrôlées

NB : les flèches sur le graphique correspondent au moment de l’application des produits

Ce rendement global peut être décomposé en un rendement d’absorption et un rendement de transfert. Cette décomposition nous permet de voir que c’est au niveau du transfert d’électron depuis le centre réactionnel vers la chaîne de transport que le rendement est modifié (figure 42).

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 62

Figure 42 : évolution des composantes d’absorption (ϕPo) et de transfert (ψo) du rendement global du PSII suite à l’application d’extraits d’algues sur Vitis vinifera L.

(cv. Cabernet franc), en conditions contrôlées

a) Evolution de ϕPo

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35Jours après première application

PH

I(P

o)

(rel

.)TémoinCL 143AH 13305

b) Evolution de ψo

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35Jours après première application

PS

Io (

rel.)

TémoinCL 143AH 13305

NB : les flèches sur les graphiques correspondent au moment de l’application des produits

L’effet des extraits d’algues que nous avons testés se manifeste, au niveau des rendements de conversion d’énergie, par une amélioration de l’efficacité avec laquelle l’énergie piégée au niveau des centres réactionnels va permettre de déplacer un électron dans la chaîne de transport.

Cette augmentation est statistiquement significative (p<0,05) 4 jours après la première application pour le produit CL, et 5 jours après la première application pour le produit AH. Globalement, les 2 produits se comportent de la même façon par rapport au témoin, le produit CL ayant une efficacité plus constante au cours du temps que le produit AH.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 63

Flux au niveau des centres réactionnels

Comme nous l’avons vu précédemment (voir « 3.3.2. Fluorimétrie » dans matériel et méthodes, p 35), on peut distinguer des flux d’énergie au niveau des centres réactionnels. Nous pouvons ainsi observer au niveau des centres réactionnels quels sont les paramètres qui sont affectés ou qui se compensent de même que le nombre de centres réactionnels présents par unité de surface. Nous avons représenté la variation de ces flux au cours du temps suite à l’application d’extraits d’algues, relativement aux valeurs obtenues pour l’unité expérimentale témoin (figure 43).

Figure 43 : évolution des flux d’énergie au niveau des centres réactionnels chez Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc) suite à l’application d’extraits d’algues, en conditions contrôlées

a) Evolution de l’absorption d’énergie par centre réactionnel

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

AB

S/R

C (

rel.)

TémoinCL 143AH 13305

b) Evolution du piégeage d’énergie par centre réactionnel

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35Jours après première application

TR

o/R

C (

rel.)

TémoinCL 143AH 13305

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 64

c) Evolution du transfert d’énergie par centre réactionnel

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

ETo

/RC

(re

l.)

TémoinCL 143AH 13305

d) Evolution de la dissipation d’énergie par centre réactionnel

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

DIo

/RC

(re

l.)

TémoinCL 143AH 13305

e) Evolution du nombre de centres réactionnels par unité de surface (CS0 = cross section)

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

RC

/CS

o (

rel.)

TémoinCL 143AH 13305

NB : les flèches sur les graphiques correspondent au moment de l’application des produits

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 65

De ces graphiques il ressort que deux paramètres sont particulièrement influencés par les produits testés.

Premièrement, on observe une amélioration (de l’ordre de 10%) du transfert d’électron au niveau des centres réactionnels. Cette amélioration est significative (p<0,05) dès le 5° jour après la première application de produit, et cela pour les deux produits. Cette amélioration est encore constatée en fin d’expérience, soit 32 jours après les premières applications. Les deux produits ne se distinguent pas entre eux, sauf à quelques dates (voir résultats de l’analyse statistique en annexe, page A13).

Deuxièmement, on observe une diminution (de l’ordre de 5%) de l’énergie dissipée au niveau des centres réactionnels. Cette diminution n’est significative que 13 jours après la première application, pour les deux produits testés. Là aussi, le comportement des deux produits est identique. Cette diminution n’est plus observée en fin d’expérience, en effet les différences ne sont plus significatives au-delà du 22° jour.

Les autres paramètres présentent également des différences significatives, mais les moyennes ne diffèrent que de 1 à 2%. Ainsi, concernant l’absorption d’énergie par les centres réactionnels, on observe une augmentation significative (p<0,05) de l’ordre de 1 à 4%, entre le 2° et le 11° jour, en faveur du produit AH. De même, on observe une différence significative, toujours en faveur du produit AH, entre le 2° et le 11° jour, pour le piégeage par centre réactionnel (de l’ordre de 1 à 5%). Le nombre de centres réactionnels par unité de surface est, quant à lui, plus élevé dans notre parcelle témoin entre le 5° et le 18° jour suivant la première application (de l’ordre de 1 à 3%).

Indice de performance

L’indice de performance nous permet d’obtenir une appréciation globale du fonctionnement de la photochimie primaire de l’échantillon photosynthétique.

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

-5 0 5 10 15 20 25 30 35

Jours après première application

PI(

abs

) (re

l.)

témoinCL 143AH 13305

Figure 44 : évolution de l’indice de performance (PI(abs)) chez Vitis vinifera L. (cv. Cabernet franc) suite à l’application d’extraits d’algues, en conditions contrôlées

NB : les flèches sur le graphique correspondent au moment de l’application des produits

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 66

La représentation graphique des valeurs de l’indice de performance permet de constater une augmentation de l’ordre de 15 à 20% en faveur des produits testés (figure 44). Cette augmentation, significative (p<0,05) dès le 4° jour pour le produit CL et dès le 5° jour pour le produit AH, se maintient encore 32 jours après l’application de la première dose des produits.

4.1.3. Impact sur les échanges gazeux

La première mesure a été effectuée 1 jour avant l’application des produits sur l’essai (figure 45). Les résultats ne montrent pas de différence significative entre les unités expérimentales (p=0,8317). La moyenne des valeurs obtenue se situe entre 2,5 et 3 µmolCO2.m

-2.s-1. Cette valeur correspond avec ce que l’on trouve dans la littérature pour des éclairements faibles (voir « 1.3.2. Facteurs influençant la photosynthèse de la feuille de vigne », p 22), ce qui est notre cas puisque les mesures ont été faites fin février - début mars.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

Témoin CL 143 AH 13305

Ph

oto

syn

thè

se n

ette

(µ

mo

lC

O2.

m- ².

s-1)

Figure 45 : mesure de la photosynthèse nette des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc) en conditions contrôlées,1 jour avant l’application d’extraits d’algues

Lorsque l’on analyse les résultats obtenus 13 jours après la première application d’extraits d’algues, on constate une augmentation significative (p<0,05) de la photosynthèse nette pour un des produits (AH) (figure 46 et tableau 16). Cette augmentation est de l’ordre de 30%.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 67

0

1

2

3

4

5

6

Témoin CL 143 AH 13305

Ph

oto

syn

thè

se n

ette

(µ

mo

lC

O2.

m-2.s

-1)

Figure 46 : mesure de la photosynthèse nette des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet

franc) en conditions contrôlées,13 jours après la première application d’extraits d’algues

Tableau 16 : résumé de l’analyse statistique des paramètres mesurés par l’analyse des échanges gazeux des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc), en conditions contrôlées

Photosynthèse nette

[µmolCO2.m-2.s-1]

Taux de transpiration

[mol.m-2.s-1]

Conductance stomatique [mol.m-2.s-1]

[CO2sous stomatale] calculée

[µmol.mol-1]

Avant application P (α=0,05) 0,8317 0,4838 0,4454 0,9316

Newman- Keuls

Témoin 2,79 1,61 64,00 166,75 CL 2,83 1,61 62,92 164,75 Moyennes AH 2,99 1,88 75,58 166,58

13 jours après P (α=0,05) 0,0005 0,1362 0,1319 0,006 Témoin B A CL B B

Newman- Keuls

AH A B Témoin 3,16 1,90 78,92 179,33 CL 3,50 1,78 72,83 163,92 Moyennes AH 4,26 2,18 91,25 161,67

L’analyse des échanges gazeux au niveau des feuilles nous permet de mettre en évidence une amélioration de la photosynthèse nette pour un des deux produits testés (AH 13305) alors que la fluorescence chlorophyllienne nous indique une amélioration dans les deux cas.

La plus forte concentration en CO2 de la chambre sous stomatique indique également que le gaz carbonique est moins bien assimilé par l’unité expérimentale témoin.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 68

4.1.4. Analyse minérale des feuilles

Nous pouvons remarquer que les résultats obtenus sont du même ordre de grandeur que ceux que l’on peut retrouver dans la littérature (voir le paragraphe « 1.2.5. Nutrition de la vigne », p 15).

Tableau 17 : analyse statistique des teneurs en éléments minéraux des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc), en conditions contrôlées, 36 jours après traitement

Nkjeldahl P K Ca Mg

T+36 P (α=0,05) 0,0921 0,0521 0,0146 0,0027 0,0330 Témoin A-B A B CL B A A

Newman- Keuls

AH A B A Témoin 2937 454 1499 3963 402 CL 2872 354 1329 4028 451 Moyennes AH 2872 492 1639 3595 457

NB : valeurs exprimées en mg/100g de MS

Figure 47 : teneur moyenne des feuilles de vignes (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc) en azote (Nkjeldahl), phosphore, potassium, calcium et magnésium, 36 jours après l’application d’extraits d’algues, en

conditions contrôlées

2000

2200

2400

2600

2800

3000

3200

Témoin CL AH

N K

jeld

ahl

(m

g/1

00

g M

S)

0

100

200

300

400

500

600

700

Témoin CL AH

P (

mg

/10

0g

MS

)

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

Témoin CL AH

K (

mg

/10

0g

MS

)

3000

3200

3400

3600

3800

4000

4200

4400

Témoin CL AH

Ca

(m

g/1

00

g M

S)

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 69

0

100

200

300

400

500

600

Témoin CL AH

Mg

(m

g/1

00

g M

S)

Les résultats de la figure 47 et du tableau 17 nous indiquent une plus faible concentration en calcium et de plus hautes teneurs en potassium et magnésium suite à l’application du produit AH. Cela semble indiquer que les feuilles de vigne traitées avec ce produit se trouvent dans un état physiologique plus jeune (Mengel et Kirkby, 1987).

Les indices de réflectance nous indiquent une meilleure efficacité de l’absorption de lumière par les chlorophylles. Il est tentant de corréler ces données avec le dosage d’azote et de magnésium des feuilles, puisque la chlorophylle contient ces deux éléments dans sa structure. Cependant lorsque l’on porte les indices de réflectance en fonction de la teneur en éléments de ces mêmes feuilles (figures 48 et 49), nous n’obtenons aucune corrélation satisfaisante. Pour expliquer cela, il ne faut pas oublier que la fraction totale de magnésium associé à la chlorophylle est relativement petite (15 à 20% du magnésium total), la majorité (70%) étant sous une forme libre et associée avec des anions inorganiques et organiques (Mengel et Kirkby, 1987). De même pour l’azote, la fraction protéique étant la plus large (80 à 85% de l’azote total).

Les indices de réflectance que nous avons utilisés ne nous permettent donc pas de prédire les concentrations en éléments minéraux des feuilles.

R2 = 0,2592

R2 = 0,159

0,825

0,830

0,835

0,840

0,845

0,850

0,855

0,860

2800 2850 2900 2950 3000

Teneur en Nkjel (mg/100g MS)

PSNDA

PSNDB

Figure 48 : corrélation entre les indices de réflectance foliaire (PSNDA, PSNDB) et la teneur en azote

des feuilles des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc), en conditions contrôlées

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 70

R2 = 0,0752

R2 = 0,0976

0,830

0,835

0,840

0,845

0,850

0,855

0,860

350 400 450 500

Teneur en Mg (mg/100g MS)

PSNDA

PSNDB

Figure 49 : corrélation entre les indices de réflectance foliaire (PSNDA, PSNDB) et la teneur en magnésium des feuilles des feuilles de vigne (Vitis vinifera L. cv. Cabernet franc), en conditions

contrôlées

4.1.5. Conclusion

Tout d’abord, les mesures de réflectance foliaire nous indiquent une meilleure absorption de l’énergie incidente au niveau des chlorophylles, par le feuillage des vignes traitées avec les extraits d’algues.

La fluorescence chlorophyllienne nous indique quant à elle que le rendement photochimique primaire est amélioré par les deux produits, et que cette amélioration se situe principalement au niveau du transfert d’électrons au-delà du photosystème II.

En aval du système photosynthétique, l’analyse des échanges gazeux des feuilles montre une meilleure fixation du CO2 (photosynthèse nette) par unité de surface, mais pour un seul des deux produits (AH 13305).

Les trois méthodes concourent à confirmer une amélioration de l’efficacité photosynthétique des feuilles traitées avec les extraits d’algues. Quant aux analyses minérales des feuilles, elles semblent nous indiquer un retard de la sénescence pour le produit AH 13305. Ces observations seront validées en conditions réelles dans le chapitre suivant.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 71

4.2. Validation des mesures, effectuées en conditions contrôlées, au vignoble

Suite aux résultats obtenus en conditions contrôlées, nous présentons les résultats obtenus pour les essais établis en conditions réelles, c’est-à-dire au vignoble. Les résultats complets des analyses statistiques sont disponibles en annexe (annexe 7, p A17). Pour rappel, les mesures effectuées au vignoble consistent en des mesures de fluorescence chlorophyllienne ainsi qu’un prélèvement et une analyse chimique des feuilles des différentes unités expérimentales (voir « 3.5.2. Méthodologie au vignoble », p 50).

4.2.1. Situation 1 : essai SFDR

L’essai SFDR est implanté dans une parcelle de Cabernet franc plantée en 1989 (même cépage qu’en conditions contrôlées). 2 produits ont été testés aux mêmes dates d’application : CL 143 et REF. Les mesures ont été effectuées le 11 août 2003, soit 90 jours après la première application des produits.

4.2.1.1. Fluorescence chlorophyllienne Les résultats que nous avons obtenus concernant les rendements quantiques de

fluorescence montrent des moyennes plus élevées (de l’ordre de 2%) pour les objets expérimentaux traités (figure 50). Cependant, ces valeurs ne sont pas statistiquement différentes (pour α=0,05). Dans les graphiques, nous les avons représentées de façon relative, rapportées au témoin, celui-ci prend donc la valeur unitaire.

0,88

0,90

0,92

0,94

0,96

0,98

1,00

1,02

1,04

1,06

1,08

1,10

PHI(Po) PSIo PHI(Eo)

Témoin

CL 143

REF

Figure 50 : valeurs des rendements quantiques de fluorescence chlorophyllienne pour l’essai SFDR,

le 11 août 2003 (unités relatives)

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 72

Tableau 18 : résumé de l’analyse statistique des rendements quantiques de fluorescence chlorophyllienne pour l’essai SFDR, le 11 août 2003

PHI(Po) PSIo PHI(Eo)

P (α=0,05) 0,3023 0,2447 0,1520

Témoin CL 143

Newman- Keuls

REF

Témoin 0,7974 0,6118 0,4878 CL 143 0,8037 0,6300 0,5071 Moyennes REF 0,8032 0,6200 0,4989

Bien que sur la figure 51 nous observions des moyennes plus élevées de l’indice de performance pour les vignes traitées (de l’ordre de 10%), principalement expliqué par une plus faible dissipation par centre réactionnel, il faut remarquer que ces valeurs ne sont de nouveau pas statistiquement différentes (p>0,05).

Tableau 19 : résumé de l’analyse statistique des flux spécifiques et de l’indice de performance pour l’essai SFDR, le 11 août 2003

PI(abs) ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo P(α=0,05) 0,1855 0,6004 0,7592 0,4177 0,3850 0,2598

Témoin CL 143

Newman - Keuls

REF

Témoin 50,67 1,2747 1,0152 0,6219 0,2595 261,29 CL 143 58,23 1,2546 1,0077 0,6374 0,2469 267,10 Moyennes REF 56,38 1,2484 1,0019 0,6228 0,2465 272,00

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 73

Figure 51 : représentation graphique des valeurs des flux spécifiques et de l’indice de vitalité pour l’essai SFDR, le 11 août 2003 (unités relatives)

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

1,4

PI(abs) ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo

Témoin

CL 143

REF

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2PI(abs)

ABS/RC

TRo/RC

ETo/RC

DIo/RC

RC/CSo

Témoin

CL 143

REF

NB : la représentation en histogrammes permet de visualiser les écarts types alors que la représentation en « spider-plot » permet de visualiser plus directement les fluctuations relatives des indices.

Il faut tout de même souligner que la période à laquelle nous avons effectué les mesures s’est avérée être l’une des plus chaudes et ensoleillée jamais enregistrée dans la région (voir annexe 8, p A24). Dans de telles conditions, il est fort probable que la photosynthèse ait été ralentie, gommant ainsi les différences (potentielles) entre les produits.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 74

4.2.1.2. Analyse minérale des feuilles Les résultats de l’analyse minérale des feuilles ne montrent aucune différence statistiquement significative (figure 52).

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

Nkjel P K Ca Mg

mg

/10

0g

MS

Témoin

CL 143

REF

Figure 52 : teneurs moyennes en éléments minéraux des feuilles de vigne pour l’essai SFDR, le 11

août 2003

Tableau 20 : résumé de l’analyse statistique de l’analyse minérale des feuilles pour l’essai SFDR, le 11 août 2003 (moyennes en mg/100g MS)

NKjel P K Ca Mg

P(α=0,05) 0,9007 0,8573 0,4050 0,7210 0,5352 Témoin CL 143

Newman - Keuls

REF

Témoin 1871,6 276,2 1251,4 2684,3 358,6 CL 143 1868,2 280,2 1286,9 2734,8 360,1 Moyennes REF 1892,8 286,4 1323,6 2734,2 334,0

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 75

4.2.2. Situation 2 : essai SFCR

L’essai SFCR est implanté dans une parcelle de Gamay plantée en 1985. 2 produits ont été testés à différentes dates d’application : CL 143 et REF. Les mesures ont été effectuées le 13 août 2003, soit 91 jours après la première application des produits.

4.2.2.1. Fluorescence chlorophyllienne

Lorsque l’on s’intéresse aux rendements quantiques, on remarque sur la figure 53, au niveau du rendement de conversion global (ϕEo), des moyennes plus élevées pour les objets expérimentaux ayant reçu une application de CL 143 au stade C (= 69 BBCH) et plus particulièrement pour les objets expérimentaux ayant reçu trois applications de CL 143 aux stades ABC (= 57, 61 et 69 BBCH).

L’augmentation du rendement global pour ces deux modalités se situant principalement à l’étape de conversion de l’énergie piégée en transport d’électron dans la chaîne (ψo).

Cependant, ces observations ne sont pas statistiquement significatives au niveau de confiance α = 0,05 (tableau 21).

0,85

0,90

0,95

1,00

1,05

1,10

PHI(Po) PSIo PHI(Eo)

Témoin

CL 143 A

CL 143 B

CL 143 C

CL 143 ABC

REF

Figure 53 : valeurs des rendements quantiques de fluorescence chlorophyllienne pour l’essai SFCR, le 13

août 2003 (unités relatives)

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 76

Tableau 21 : résumé de l’analyse statistique des rendements quantiques de fluorescence chlorophyllienne pour l’essai SFCR, le 13 août 2003

PHI(Po) PSIo PHI(Eo) P(α=0,05) 0,0883 0,2041 0,2275

Témoin 0,8071 0,5154 0,4162 CL (A) 0,8078 0,5069 0,4097 CL (B) 0,8098 0,5076 0,4111 CL (C) 0,8117 0,5201 0,4223 CL (ABC) 0,8100 0,5309 0,4301

Moyennes

REF 0,8119 0,5030 0,4094

En ce qui concerne les flux spécifiques au niveau des centres réactionnels, nous

observons globalement que tous les indices, à l’exception du nombre de centres réactionnels par unités de surface, sont inférieurs à la modalité témoin (figure 54). Plus particulièrement, les moyennes sont plus faibles au niveau de la dissipation d’énergie par centre réactionnel (DIo/RC) pour tous les traitements (environ –5%). Cela semble un peu moins marqué pour les objets expérimentaux ayant reçu une application de CL 143 au stade A (= 57 BBCH).

La traduction de tout cela en terme d’indice de performance nous montre une augmentation de l’ordre de 10% pour la modalité ayant reçu le CL 143 à trois reprises (ABC) et de l’ordre de 6% pour la modalité ayant reçu le traitement CL 143 au stade C (= 69 BBCH).

Néanmoins, nous ne pouvons affirmer avec certitude aucun des effets décrits ci-dessus puisque, de nouveau, notre analyse statistique ne distingue aucune différence significative (tableau 22).

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 77

Figure 54 : représentation graphique des valeurs des flux spécifiques et de l’indice de vitalité pour l’essai SFCR, le 13 août 2003 (unités relatives)

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

1,3

1,4

PI(abs) ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo

Témoin

CL 143 A

CL 143 B

CL 143 C

CL 143 ABC

REF

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2PI(abs)

ABS/RC

TRo/RC

ETo/RC

DIo/RC

RC/CSo

Témoin

CL 143 A

CL 143 B

CL 143 C

CL 143 ABC

REF

NB : la représentation en histogrammes permet de visualiser les écarts types alors que la représentation en « spider-plot » permet de visualiser plus directement les fluctuations relatives des indices.

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 78

Tableau 22 : résumé de l’analyse statistique des flux spécifiques et de l’indice de performance pour l’essai SFCR, le 13 août 2003

PI(abs) ABS/RC Tro/RC Eto/RC Dio/RC RC/CSo

P(α=0,05) 0,3335 0,1844 0,2164 0,0591 0,1227 0,1974

Témoin 41,02 1,1324 0,9131 0,4711 0,2193 284,48 CL (A) 40,72 1,1068 0,8938 0,4526 0,2130 287,52 CL (B) 41,70 1,0864 0,8796 0,4461 0,2068 294,68 CL (C) 43,95 1,0989 0,8918 0,4639 0,2071 287,05 CL (ABC) 45,55 1,0928 0,8850 0,4714 0,2078 287,91

Moyennes

REF 41,79 1,0901 0,8846 0,4453 0,2055 290,98

À nouveau, nous devons attirer l’attention du lecteur sur le fait que la période à

laquelle les mesures de fluorescence ont été réalisées correspond à une période extrêmement chaude et ensoleillée (voir annexe 8, p A24). De telles conditions ayant probablement ralenti l’activité photosynthétique et de ce fait estompé les différences (potentielles).

4.2.2.2. Analyse minérale des feuilles

Les analyses minérales des feuilles que nous avons effectuées ne font ressortir aucune différence significative dans la composition minérale de ces dernières suite à l’application des traitements (figure 55).

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

4500

Nkjel P K Ca Mg

mg

/10

0g

MS

Témoin

CL 143 (A)

CL 143 (B)

CL 143 (C)

CL 143 (ABC)

REF

Figure 55 : teneurs moyennes en éléments minéraux des feuilles de vigne pour l’essai SFCR, le 13 août

2003

RESULTATS ET DISCUSSION

Page 79

Tableau 23 : résumé de l’analyse statistique de l’analyse minérale des feuilles pour l’essai SFCR, le 13 août 2003 (moyennes en mg/100g MS)

NKjel P K Ca Mg

P(α=0,05) 0,5555 0,7498 0,5737 0,6931 0,3875

Témoin 2031,4 231,7 1188,6 3241,7 408,2 CL (A) 2001,9 221,0 1184,7 3353,2 419,6 CL (B) 2025,0 225,2 1235,5 3400,3 326,5 CL (C) 1992,3 225,7 1296,7 3308,1 377,4 CL (ABC) 1982,8 224,9 1181,6 3229,1 392,0

Moyennes

REF 1947,2 229,8 1224,5 3490,3 369,9

4.2.3. Conclusion

Bien que lors de l’expérience en conditions contrôlées, une quantification de l’augmentation de l’activité photosynthétique ait pu être mise en évidence, il en est tout autrement en conditions réelles. Des tendances semblent toutefois ressortir dans nos résultats, mais elles ne sont jamais significatives au niveau statistique (p>0,05). Néanmoins, si l’on se base sur ces tendances, on pourra dégager deux pistes.

Premièrement, les modalités ayant été traitées au stade C (le plus récent par rapport à la mesure de fluorescence) montrent les moyennes les plus élevées au niveau des indices de rendement (PHIEo) et de performance photochimique (PIabs), ceci dans toutes les situations. Si les effets des extraits d’algues ne perdurent pas dans le temps, nos observations pourraient suggérer que l’époque de mesure de la fluorescence chlorophyllienne est trop éloignée de la première application de produit (stade A). En effet, dans les deux cas les mesures ont été effectuées 90 jours environ après le premier traitement, alors qu’en conditions contrôlées les mesures ont été réalisées dans les 30 jours après le premier traitement. Ce décalage ne s’explique que par le calendrier académique qui ne permettait pas des mesures en juin (période d’examens).

Deuxièmement, la valeur des moyennes de l’indice de performance photochimique (qui rappelons le est un index global), bien que plus élevées, ne semblent pas s’expliquer par une augmentation du transfert d’électron (ETo/RC) comme en conditions contrôlées, mais par une diminution de l’énergie dissipée au niveau des centres réactionnels (DIo/RC).

D’autre part, l’analyse minérale des feuilles n’a pas donné de valeurs statistiquement différentes entre les plantes témoins et traitées. L’explication pourrait venir des conditions climatiques extrêmes rencontrées durant l’été 2003 qui pourraient avoir influencé la distribution des éléments nutritifs dans les plantes.

Il en va de même pour l’absence de différences significatives au niveau des paramètres de fluorescence chlorophyllienne.

CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

Page 80

5. CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

Les résultats que nous obtenons en conditions contrôlées nous indiquent globalement

une meilleure efficacité photosynthétique des feuilles traitées avec les extraits d’algues marines.

Afin de quantifier cette amélioration, 3 techniques complémentaires ont été utilisées de manière à fournir des paramètres au niveau de l’énergie lumineuse réfléchie (réflectance foliaire), au niveau des réactions photochimiques primaires (fluorescence chlorophyllienne) ainsi qu’au niveau des échanges gazeux et principalement de la fixation du CO2.

Tout d’abord, nous constatons une meilleure absorption de l’énergie lumineuse au niveau des chlorophylles par les feuilles des plants traités avec les produits CL 143 et AH 13305. Nous avons pu valider cela par les indices de réflectance foliaire (PSNDA et PSNDB).

D’autre part, la fluorescence chlorophyllienne nous montre une augmentation du rendement des réactions photochimiques primaires (première étape de la photosynthèse) principalement expliquée par une meilleure efficacité du transfert d’électrons vers la chaîne de transport. Les deux produits augmentent cette première étape de la photosynthèse. Cette augmentation est significative environ 5 jours après l’application de produits, et est toujours mesurable 32 jours après la première application.

A la vue de nos résultats, il semblerait qu’une deuxième application de produit soit nécessaire pour voir perdurer l’effet dans le temps. Cependant, il faudrait mettre en place une expérience dans ce but afin de pouvoir l’affirmer.

Cette méthode (fluorescence chlorophyllienne) est intéressante de par le nombre important de répétitions pouvant être réalisées par unité de temps ainsi que la quantité d’informations fournie par le signal. Elle nous a permis de réaliser un monitoring, pratiquement au jour le jour, suite à l’application des produits. Toutefois, le point faible de la méthode étant une grande sensibilité aux variables environnementales (exposition solaire, température, …).

Finalement, l’analyse des échanges gazeux, effectuée 13 jours après la première application, nous montre quant à elle une amélioration de la fixation de CO2 par unité de surface et de temps (photosynthèse nette) pour les feuilles des plants traités avec le produit AH 13305. Cette méthode nous a donc permis de mettre en évidence un effet des extraits d’algues marines sur la deuxième phase de la photosynthèse et probablement sur une meilleure activité de l’enzyme RubisCO.

En ce qui concerne les analyses minérales, les feuilles des plants traités avec le produit AH 13305 semblent se trouver dans un état physiologique plus jeune, de par leur teneur en Ca plus faible et leur teneur en K plus élevée.

Ces différences entre les plantes témoins et les plantes traitées n’ont pas pu être validées au vignoble au moyen de la fluorimétrie et des analyses minérales foliaires. Comme nous l’avons déjà mentionné auparavant dans le travail, il pourrait s’agir du fait que nous ayons rencontré des conditions climatiques exceptionnelles durant la période de mesure (canicule du mois d’août 2003) ainsi que l’éloignement temporel important par rapport à l’application des produits (environ 90 jours).

CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

Page 81

Au terme de ce travail, en guise de perspectives, des questions se posent toujours :

��������Combien de temps perdure l’effet des produits ? ��������Combien de doses sont nécessaires pour voir cet effet perdurer ? ��������Peut-on observer ces résultats en conditions réelles (au vignoble) ? ��������L’augmentation de l’efficacité photosynthétique se répercute-t-elle au niveau de la

biomasse et/ou de la concentration en sucre des baies ? ��������Comment fonctionnent ces produits ? ��������…

Néanmoins, s’il s’avère par la suite qu’on puisse démontrer de manière rigoureuse une stimulation de la photosynthèse en conditions réelles (aboutissant à des teneurs en sucre plus élevées) par la l’application d’extraits d’algues, ces produits pourraient devenir en quelque sorte une « assurance qualité » de la vendange pour les viticulteurs lors de conditions difficiles.

BIBLIOGRAPHIE

Page 82

BIBLIOGRAPHIE

�� Ouvrages consultés :

ANONYME, 2003. Guide de la fertilisation raisonnée, vignobles de la vallée du Rhône. Institut Rhodanien, Orange, 40p.

BRUNETON J. 1993. Pharmacognosie Phytochimie Plantes médicinales. pp 41-54. 2° édition, Lavoisier, Paris.

BUNTINX B., 1998. Méthodes non-destructives d’estimation de la vitalité des arbres urbains. Travail de Fin d’Etude, Université Libre de Bruxelles, Ecole Interfacultaire de Bioingénieurs.

CHAMPAGNOL F. , 1984. Éléments de Physiologie de la vigne et de viticulture générale. Saint-Gely-du-Fesc, France.

COLON C., 2001. Effet d’un apport de magnésium sous forme de dolomie sur les effets de la fumure azotée du ray-gras italien (Lollium multiflorum). Travail de Fin d’Etude, Université Catholique de Louvain, Faculté des Sciences Agronomiques.

COTTENIE A., VERLOO M., KIEKENS L., VELGHE G., CAMERLYNCK R ., 1982. Chemical analysis of plants and soils. Laboratory of Analytical and Agrochemistry State University, Ghent, Belgium.

GALET P. , 1988 (a). Cépages et vignobles de France. Tome I : Les vignes américaines. 2° édition, Montpellier.

GALET P. , 1988 (b). Cépages et vignobles de France. Tome II : L’ampélographie française. 2° édition, Montpellier.

GALET P. , 1993. Précis de viticulture. Ed. Dehan, Montpellier.

GALET P. , 2004. Cépages et vignobles de France. Tome III : Les vignobles de France (Vol. 1). 2° édition, Montpellier.

GEOPHYSICAL & ENVIRONMENTAL RESEARCH CORPORATION, . GER 1500, user’s manual.

GUISSÉ B., SRIVASTAVA A., STRASSER R.J., 1995. The polyphasic rise of the chlorophyll a fluorescence (OKJIP) in heat-stressed leaves. Archs Sci. Genève 48 (2) : 147-160.

HALL D.O., RAO K.K. , 1994. Photosynthesis. Fifth edition. University Press, Cambridge (Great Britain).

HANSATECH INSTRUMENT LTD., 1999. Operating Instructions for Plant Efficiency Analyser. Hansatech Instruments Ltd, Norfolk, England.

HERMANS C., 1999. Diagnostic précoce de la carence en bore chez Beta vulgaris L. Aspects biophysiques et biochimiques de la carence. Travail de Fin d’Etude, Université Libre de Bruxelles, Ecole Interfacultaire de Bioingénieurs.

BIBLIOGRAPHIE

Page 83

HILBERT G. , 2002. Effets de la nutrition azotée et du stress hydrique sur la maturation et la composition en anthocyanes des baies de Vitis vinifera L. au vignoble et en conditions contrôlées. Thèse de doctorat, Université Bordeaux 2.

HOPKINS W., 1999. Introduction to plant physiology. 2°ed, Wiley &sons, USA.

HOPKINS W., 2003. Physiologie végétale. De Boeck, Bruxelles.

LAVAL-MARTIN D., MAZLIAK P., 1995. Physiologie végétale I : nutrition et métabolisme. Ed. Hermann, Paris.

LEPOIVRE P. , 2003. Phytopathologie. Pp : 161-180. De Boeck, Bruxelles.

LODISH, BALTIMORE, BERK, ZIPURSKY, MATSUDAIRA, DARNELL, 1997. Biologie moléculaire de la cellule. Pp : 779-805. De Boeck, Bruxelles.

LOUÉ A., 1993. Oligo-éléments en agriculture. Ed. Nathan.

MAKAROFF N. , 1999. Etude physiologique de la problématique des vignes enherbées dans la compétition pour la nutrition minérale. Travail de Fin d’Etude, Université Libre de Bruxelles, Ecole Interfacultaire de Bioingénieurs.

MEIER U. , 2001. Stades phénologiques des mono et dicotylédones cultivées. BBCH Monographie. Biologische Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft (BBA).

MENGEL K., KIRKBY E., 1987. Principles of plant nutrition. 4° ed. International Potash Institute, Bern, Suisse.

PAUWELS J.M., VAN RANST E., VERLOO M., MVONDO ZE A. , 1992. Manuel de Laboratoire de Pédologie. Méthodes d’analyses de sols et de plantes, équipement, gestion de stocks de verrerie et de produits chimiques. Publications Agricoles – 28. Administration Générale de la Coopération au Développement (AGCD), Bruxelles.

PP SYSTEMS. CIRAS-I, operator’s manual. England.

REYNIER A. , 1991. Manuel de viticulture. pp 360. 6° éd., Lavoisier, Paris.

SIMON J-L., EGGENBERGER W., KOBLET W., MISCHLER M., SCHWARZENBA CH J., 1992. Viticulture. Editions Payot, Lausanne.

SMEYERS M., 1999. Caractérisation de l’état de vitalité des plantations d’arbres d’alignement en ville. Travail de Fin d’Etude. Université Libre de Bruxelles, Ecole Interfacultaire de Bioingénieurs.

WALKER D . 1992. Energy, Plants and Man. Pp 38-42. Oxygraphics Limited, Brighton.

BIBLIOGRAPHIE

Page 84

�� Articles :

ANONYME , 2004. Are all seaweed based products the same?. New Ag International, March 2004.

AZIZ A., POINSSOT B., DAIRE X., ADRIAN M., BEZIER A., LAMBERT B., JOUBERT J-M., PUGIN A., 2003. Laminarin elicits defence responses in grapevine and induces protection against Botrytis cinerea and Plasmospora viticola. Molecular Plant-Microbe Interactions, 16 (12) : 1118-1128.

BLACKBURN G., 1998. Quantifying chlorophylls and carotenoïds at leaf and canopy scales: an evaluation of some hyperspectral approaches. Remote Sens. Envir. 66 : 273-285.

CASSAN L., JEANNIN I., LAMAZE T., MOROT-GAUDRY J-F. , 1992. The effect of the Ascophyllum nodosum extract Goëmar GA 14 on the growth of spinach. Botanica Marina, 35 (5) : 437-439.

JEANNIN I., LESCURE J-C, MOROT-GAUDRY J-F. , 1991. The effects of aqueous seaweed sprays on the growth of maize. Botanica Marina, 34 (6) : 469-473.

JOLIVET E., LANGLAIS-JEANNIN I., MOROT-GAUDRY J-F. , 1991. Les extraits d’algues marines : propriétés phytoactives et intérêt agronomique. Année Biologique, 30 : 109-126.

KLARZYNSKI O., PLESSE B., JOUBERT J-M., YVIN J-C., KOPP M., KLOA REG B, FRITIG B. , 2000. Linear β-1,3 glucans are elicitors of defence response in tobacco. Plant Physiology 124 : 1027-1037.

McNEIL S., NUCCIO M., HANSON A. , 1999. Betaines and related osmoprotectants. Targets for metabolic engineering of stress resistance. Plant Physiology, 120 : 945-949.

MÄKELÄ P., KONTTURI M., PEHU E., SOMERSALO S. , 1999. Photosynthetic response of drought- and salt-stressed tomato and turnip rape plants to foliar-applied glycinebetaine. Physiologia Plantarum, 105 : 45-50.

MERCIER L., LAFITTE C., BORDERIES G., BRIAND X., ESQUERRÉ-T UGAYÉ M-T., FOURNIER J. 2001. The algal polysaccharide carrageenans can act as an elicitor of plant defence. New Phytologist, 149 : 43-51.

RYSER J-P., SPRING J-L., 1996. Fumure de la vigne. Revue suisse Vitic. Arboric. Hortic. 28 : 67-72.

SPRING J-L., RYSER J-P., SCHWARZ J-J., BASLER P., BERTSCHINGER L., HÄSELI A., 2003. Données de base pour la fumure en viticulture. Revue suisse Vitic. Arboric. Hortic. Vol 35 (4).

STRASSER B.J., STRASSER R.J. 1995. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP-Test. In Photosynthesis: from light to Biosphere, V: 977-980, Mathis P. (ed.), Netherlands.

STRASSER R.J., SRIVASTAVA A., TSIMILLI-MICHAEL M. , 1999. Screening the vitality and photosynthetic activity of plants by the fluorescence transient. In: Crop Improvement for Food Security, 72-115; Behl R.K., Punia M.S., Lather B.P.S. (ed.), Hisar, India.

BIBLIOGRAPHIE

Page 85

STRASSER R.J., SRIVASTAVA A., TSIMILLI-MICHAEL M. , 2000. The fluorescent transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples. In Probing photosynthesis, pp. 445-483, Taylor & Francis ed., London.

XING W., RAJASHEKAR C. , 2001. Glycine betaine involvement in freezing tolerance and water stress in Arabidopsis thaliana. Evironmental and Experimental Botany, 46 : 21-28.

ZUFFEREY V., MURISIER F., AERNY J., GINDROZ V. , 1999. Bilans journaliers de photosynthèse nette chez la vigne (cv. Chasselas) avec des rangs orientés nord-sud et est-ouest. Revue suisse Vitic. Arboric. Hortic. 31 : 247-252.

ZUFFEREY V., MURISIER F. , 2000. Photosynthèse des feuilles de vigne (cv. Chasselas), I. Influence de la lumière et de la température. Revue suisse Vitic. Arboric. Hortic. 32 : 341-346.

�� Entretiens : Communication avec Madame Marie-Odile Boissenot, de l’Office International de la Vigne et du Vin (OIV). Communication avec le professeur Serge Delrot, directeur de l’UMR-CNRS 6161 « Transport des assimilats », Université de Poitiers. Communications avec Monsieur Jean-Marie Joubert, responsable des programmes agronomiques chez Goëmar. Communications avec Monsieur Olivier Klarzynski, phytopathologiste chez Goëmar. Communications avec Monsieur Jean-Claude Métayer, responsable de la station d’expérimentation Goëmar de Beaulieu-sur-Layon (F-49). Communication avec Monsieur Jean-François Morot-Gaudry, de l’Unité de Nutrition Azotée des Plantes de l’INRA Versailles.

�� Sites Internet consultés : Goëmar : http://www.goemar.com/ International Fertilizer Industry Association (IFA) : http://www.fertilizer.org Maporama (cartes routières) : http://www.maporama.com Météo France : http://www.meteofrance.com

ANNEXES

Page 86

ANNEXES

Annexe 1 : Echelles des stades phénologiques de la vigne Page A1

Annexe 2 : Normes de fumure annuelles de la vigne (Vitis vinifera L.) Page A3

Annexe 3 : Tableau d’interprétation du statut en éléments majeurs des sols arables après extraction à l’ammonium-EDTA pH 4,65.

Page A4

Annexe 4 : Modes opératoires des dosages d’éléments minéraux Page A5

Annexe 5 : Résultats de l’analyse statistique (ANOVA) des expériences nécessaires à la mise en place de la méthodologie de mesure de la fluorescence chlorophyllienne

Page A8

Annexe 6 : Résultats des analyses statistiques (ANOVA) des différents paramètres mesurés lors de l’expérience en conditions contrôlées

Page A12

Annexe 7 : Résultats de l’analyse statistique (ANOVA) pour les essais au vignoble

Page A17

Annexe 8 : Relevé des températures de la région d’Angers pour les mois de juillet et août 2003

Page A24

ANNEXES

A 1

Annexe 1 : échelles des stades phénologiques de la vigne (Vitis vinifera L.)

Échelle BBCH des stades phénologiques de la vigne (Lorenz et al., 1994 in Meier 2001) (Vitis vinifera L. ssp. vinifera)

Code Définition Stade principal 0: bourgeonnement ou débourrement

00 dormance: les bourgeons d’hiver sont pointus à arrondis, suivant la variété ils sont brun clair à foncé et les écailles sont plus ou moins appliquées aux bourgeons

01 début du gonflement des bourgeons: les bourgeons s’allongent à l’intérieur des écailles 03 fin du gonflement des bourgeons, les bourgeons ne sont pas encore verts 05 «stade de la bourre»: une protection cotonneuse est nettement visible 07 début de l’éclatement des bourgeons (débourrement): l’extrémité verte de la jeune pousse est juste

visible 09 débourrement: l’extrémité verte de la jeune pousse est nettement visible

Stade principal 1: développement des feuilles 11 première feuille étalée et écartée de la pousse 12 2 feuilles étalées 13 3 feuilles étalées 1... et ainsi de suite... 19 9 ou davantage de feuilles sont étalées

Stade principal 5: apparition des inflorescences 53 les grappes (inflorescences) sont nettement visibles 55 les grappes augmentent de taille, les boutons floraux sont agglomérés 57 les grappes sont bien développées, les fleurs se séparent

Stade principal 6: la floraison 60 les premiers capuchons floraux se séparent du réceptacle 61 début de la floraison: 10% des capuchons floraux sont tombés 62 20% des capuchons floraux sont tombés 63 floraison partielle: 30% des capuchons floraux sont tombés 64 40% des capuchons floraux sont tombés 65 mi-floraison: 50% des capuchons floraux sont tombés 66 60% des capuchons floraux sont tombés 67 70% des capuchons floraux sont tombés 68 la floraison s’achève: 80% des capuchons floraux sont tombés 69 fin de la floraison

Stade principal 7: développement des fruits 71 nouaison: début du développement des fruits, toutes les pièces florales sont tombées 73 les fruits (baies) ont la grosseur de plombs de chasse, les grappes commencent à s’incliner vers le bas 75 les baies ont la grosseur de petit pois, les grappes sont en position verticale 77 début de la fermeture de la grappe (les baies commencent à se toucher) 79 la fermeture de la grappe est complète, les fruits ont fini de grossir

Stade principal 8: maturation des baies 81 début de la maturation: les baies commencent à s’éclaircir et/ou à changer de couleur 83 éclaircissement et/ou changement de couleur en cours 85 véraison: les baies deviennent molles au toucher 89 les baies sont mûres pour la vendange

Stade principal 9: sénescence ou début du repos végétatif 91 après la vendange: l’aoûtement du bois est terminé 92 début de la coloration des feuilles 93 début de la chute des feuilles 95 50% des feuilles sont tombées 97 fin de la chute des feuilles 99 baies mûres en phase de conservation

ANNEXES

A 2

Stades phénologiques de la vigne selon Baggiolini

A – « Bourgeon d’hiver » B – « Bourgeon dans le coton » C – « Pointe verte » D – « Sortie des feuilles » E – « Feuilles étalées »

F – « Grappes visibles » G – « Grappes séparées » H – « Boutons floraux séparés » I – « Floraison » J – « Nouaison »

ANNEXES

A 3

Annexe 2 : normes de fumure annuelles de la vigne (Vitis vinifera L.)

Normes de fumure de la vigne (Vitis vinifera L.) selon les auteurs

Spring et al. (2003)1 International Fertilizer Industry Association

(2004)3

Macroéléments (kg.ha-1.an-1) N 502 22 – 84 P2O5 20 5 – 35 K2O 75 41 – 148 CaO 28 – 204 MgO 25 6 – 25

Oligoéléments (g.ha-1.an-1) Fe 292 – 1121 B 37 – 228 Mn 49 – 787 Zn 110 – 585 Cu 64 – 910

1 – Les normes ont été établies sur la base des exportations et doivent être corrigées sur base de la fertilité pour P, K et Mg. 2 – La norme de fumure est corrigée en fonction de l’observation de la plante 3 – Auteur pour la vigne : J. Delas (INRA Bordeaux)

ANNEXES

A 4

Annexe 3 : tableau d’interprétation du statut en éléments majeurs des sols arables après extraction à l’ammonium-EDTA pH 4,65

D’après Cottenie et al. 1982

Texture CEC (meq/100g)

Level mg/kg

Ca Mg K

Light ± 5 Very high >800 >60 >100 High 500 – 800 24 – 60 60 – 100 Medium 200 – 500 12 – 24 30 – 60 Low 100 – 200 6 – 12 15 – 30 Very low <100 <6 <15 Medium ± 15 Very high >2400 >140 >240 High 1600 – 2400 100 – 140 160 – 240 Medium 1000 – 1600 60 – 100 80 – 160 Low 500 – 1000 30 – 60 40 – 80 Very low <500 <30 <40 Heavy ± 25 Very high >4000 >240 >400 High 3000 – 4000 180 – 240 240 – 400 Medium 2000 – 3000 120 – 180 160 – 240 Low 1000 – 2000 60 – 120 80 – 160 Very low <1000 <60 <80

Level P (mg/kg)

Very high >175 High 90 – 175 Medium 50 – 90 Low 25 – 50 Very low <25

ANNEXES

A 5

Annexe 4 : modes opératoires des dosages d’éléments minéraux

A. Analyses foliaires

Les feuilles sont préalablement séchées à l’étuve puis broyées

i) Dosage de l’azote par la méthode Kjeldahl

L’azote organique est transformé en ammonium par minéralisation à chaud en présence d’acide sulfurique et de catalyseurs. L’ammonium produit est ensuite transformé en NH4OH en présence d’une base forte. Le NH4OH est entraîné à la vapeur dans un distillateur où il se dissocie et se condense. De l’acide borique est ajouté au distillat.

NH3 + H3BO3 � NH4+ + H2BO3

-

Le H3BO3 est de couleur violette alors que le H2BO3- est de couleur verte. La titration est

effectuée à l’aide d’HCl :

HCl + NH4+ + H2BO3

- � H3BO3 + NH4Cl

Mode opératoire : Environ 500 mg de feuilles séchées et broyées sont introduits dans un tube. Une dose de quelques grammes de catalyseur est ajoutée (composition du catalyseur : Na2SO4, CuSO4.5H2O, poudre de Se) ainsi que 10 ml d’H2SO4 concentré et quelques billes de verres (permettant l’agitation du liquide). La minéralisation s’effectue en 30 minutes à 450°C. Après refroidissement, environ 40ml de NaOH (40%) sont ajoutés. Une distillation à la vapeur d’eau est ensuite effectuée et le distillat est titré à l’HCl N/100 (1 ml HCl N/10 neutralise 1,4 mg de N).

Teneur en azote dans la MS = )(4,1)(

mgprisemlHCl ×

ii) Minéralisation par voie sèche

1 g de matière sèche est disposé dans un creuset qui est mis au four, à 500°C, pendant 4 heures. Après calcination, les cendres sont digérées à l’aide de 5 ml d’acide nitrique (HNO3 7N). Le produit est recueilli dans un ballon de 100 ml, mis au trait à l’eau distillée.

iii) Dosage du phosphore par la méthode de Jackson

Le phosphore donne, en présence de nitro-vanado-molybdate d’ammonium, un complexe jaune dont la densité optique peut être mesurée par colorimétrie

Réactif :

Solution A : 5 ml de NH4OH sont ajoutés à 50g de molybdate d’ammoniac. La solution est placée dans un ballon de 500 ml. La mise à trait s’effectue à l’eau distillée.

Solution B : 1,175g de métavanadate d’ammonium sont dissous dans 200 ml d’eau distillée bouillante. 3,5 ml de HNO3 pur (densité 1,38) sont ajoutés. Le volume est porté à 500 ml.

ANNEXES

A 6

Le réactif est constitué d’un mélange de 100 ml de solution A, 100 ml de solution B, 67 ml d’acide nitrique pur et d’eau distillée jusqu’à un volume de 500 ml.

Mode opératoire :

1 ml de réactif, 1 ml de solution échantillon et 6 ml d’eau sont mélangés dans un tube à essai. Après 1 heure, la mesure colorimétrique est effectuée à une longueur d’onde λ = 430 nm. Une courbe d’étalonnage est préalablement réalisée.

iv) Dosage de K, Ca et Mg par spectrométrie d’absorption atomique

L’échantillon est nébulisé dans un mélange d’air et d’acétylène. Le dosage de l’élément s’effectue par la mesure de l’absorption de lumière, émise à une longueur d’onde définie pour chaque élément. Une courbe d’étalonnage est préalablement réalisée. Le calcul de la concentration s’effectue automatiquement et les résultats sont fournis en mg/l.

B. Analyses de sols

Les sols sont séchés à l’air libre, seule la fraction inférieure à 2 mm est conservée pour les analyses.

i) Mesure de pH

L’acidité actuelle est obtenue à l’aide de la mesure du pH eau, exprimant la concentration en protons (H+) de la solution obtenue par suspension du sol dans l’eau. L’acidité d’échange résulte quant à elle de l’échange des ions adsorbés par le complexe adsorbant du sol avec un cation présent en excès (K+ par exemple).

pH eau

10 g de sol sont mélangés avec 50 ml d’eau distillée. Après 30 min d’agitation, on laisse reposé la suspension. La mesure est effectuée avec un pH-mètre préalablement étalonné.

pH KCl

La solution d’échange est une solution de KCl 1 molaire. Le mode opératoire est identique à celui pour le pH eau, à l’exception du fait que 50 ml de solution de KCl sont ajoutés à la place de l’eau

ii) Dosage de l’azote par la méthode Kjeldahl

Le mode opératoire est le même que pour les analyses foliaires, mais on ajoute 1 à 2 g de sol au lieu de 500 mg de matière végétale.

iii) Extraction à l’acétate d’ammonium-EDTA (méthode Cottenie)

Cette méthode permet de doser les éléments minéraux échangeables du sol et est fréquemment utilisée pour déterminer le degré de fertilité d’un sol. Le principe est de chasser les cations biogènes adsorbés du sol par une saturation du sol avec les ions NH4

+.

ANNEXES

A 7

Réactif :

La solution d’extraction est composée d’un mélange 77 g d’acétate d’ammonium (dissout dans 500 ml d’eau distillée), de 50 ml d’acide acétique concentré et de 11,7 g d’EDTA. Ce mélange est amené à 2 l à l’aide d’eau distillée.

Mode opératoire :

10 g de sol sont ajoutés à 100 ml de solution extractante. Après 30 minutes d’agitation, le mélange est filtré. Le filtrat sert de base au dosage de K, Ca, Mg et P.

iv) Dosage du phosphore par la méthode de Scheel

Cette méthode est beaucoup plus sensible que celle au métavandate d’ammonium. Elle est donc plus indiquée pour le dosage des sols, qui contiennent peu de phosphore. Le principe est le dosage colorimétrique du phosphomolybdate d’ammonium obtenu par réaction du phosphore avec l’acide sulfurique et du molybdate d’ammonium.

Réactifs :

Scheel 1 : 1 g de méthol (monométhyl-para-amino-phénol sulfate), 5 g de Na2SO3.7H2O et 150 g de NaHSO3 sont dissous dan 1 l d’eau distillée. Scheel 2 : 50 g de molybdate d’ammonium (dissout dans de l’eau) sont mélangés à 140 ml d’acide sulfurique concentré. Le mélange est porté à 1 l à l’aide d’eau distillée. Scheel 3 : 340 g de CH3COONa.3H2O sont dissous dans 1 l d’eau distillée.

Mode opératoire :

5 ml de solution échantillon sont introduits dans un ballon jaugé de 50 ml. On y ajoute 15 ml d’eau, 5 ml de Sheel 1 et 5 ml de Scheel 2. La solution est mélangée et réagit pendant 15 minutes. 10 ml de Scheel 3 sont ensuite ajoutés et la mise au trait s’effectue à l’eau distillée. Au bout de 15 minutes, la densité optique du mélange est mesurée à une longueur d’onde λ = 700 nm. Une courbe d’étalonnage est préalablement réalisée.

v) Dosage de K, Ca et Mg par spectrométrie d’absorption atomique

La même méthode que pour les échantillons de feuilles est employée.

ANNEXES

A 8

Annexe 5 : résultats de l’analyse statistique des expériences nécessaires à la mise en place de la méthodologie de mesure de la fluorescence chlorophyllienne

��Age de la feuille ========================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : PI ABS (PI) ========================================= ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 788.18 59 13.36 VAR.FACTEUR 1 578.82 11 52.62 12.06 0.0000 VAR.RESIDUELLE 1 209.35 48 4.36 2.09 22.8% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 9.15 ---------------- test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 6 F8 12.30 A 12 F14 11.96 A 8 F10 11.47 A B 7 F9 11.19 A B 11 F13 11.09 A B 10 F12 11.02 A B 5 F7 10.67 A B 9 F11 10.04 A B 4 F6 7.58 B C 3 F5 4.98 C D 2 F4 3.97 D 1 F3 3.55 D

Tableau résumé de l’analyse statistique des indices de rendement et de flux spécifiques en fonction de l’âge des feuilles de vigne

PHI(Po) PSIo PHI(Eo) ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC /CSo

P(α=0,05) 0.0002 0.0002 0.0000 0.0034 0.0000 0.3794 0.0192 0.0000

N-K F3 BC D B A A A D F4 C CD B A ABC A CD F5 BC BCD B A AB A C F6 ABC ABCD A A BCD A BC F7 ABC A A A CD A AB F8 ABC A A A D A A F9 ABC AB A A CD A A F10 AB ABC A A CD A A F11 AB ABCD A A BCD A A F12 A ABCD A A BCD A A F13 A ABCD A A BCD A A F14 A ABC A A BCD A A

Moyennes F3 0.65 0.32 0.21 3.29 2.08 0.65 1.21 275.03 F4 0.63 0.34 0.22 3.16 1.90 0.62 1.26 306.29 F5 0.64 0.34 0.23 3.27 1.95 0.64 1.33 319.42 F6 0.69 0.43 0.30 2.48 1.68 0.72 0.81 341.69 F7 0.72 0.47 0.34 2.17 1.57 0.74 0.61 362.19 F8 0.74 0.47 0.35 2.04 1.51 0.71 0.53 388.18 F9 0.74 0.46 0.34 2.14 1.58 0.72 0.56 392.76 F10 0.75 0.44 0.33 2.09 1.56 0.70 0.52 410.60 F11 0.75 0.42 0.32 2.21 1.66 0.70 0.56 409.92 F12 0.76 0.43 0.33 2.18 1.65 0.71 0.53 406.12 F13 0.76 0.43 0.33 2.19 1.68 0.71 0.52 408.68 F14 0.77 0.44 0.34 2.17 1.68 0.74 0.50 407.77

ANNEXES

A 9

��Position sur la feuille

CRX = creux = sinus PTE = pointe = lobe ============================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : PI(ABS) (PI(AB) ============================================= ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 10295.56 43 239.43 VAR.FACTEUR 1 1248.71 1 1248.71 5.80 0.0196 VAR.RESIDUELLE 1 9046.85 42 215.40 14.68 42.3% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : POSITION --------------------------- NOMBRE DE MOYENNES 2 VALEURS DES PPAS 8.93 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 2 CRX 39.99 A 1 PTE 29.34 B

Tableau résumé de l’analyse statistique des flux spécifiques pour la position de la mesure de fluorescence sur les feuilles de vignes

ABS/RC Tro/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo P(α=0,05) 0.0265 0.0082 0.0000 0.1452 0.0032

N-K PTE B B B A CRX A A A B

Moyennes PTE 1.35 1.06 0.52 0.29 289.32 CRX 1.44 1.14 0.67 0.31 262.01

��Taille des feuilles PTE = petites GDE = grandes ============================================ ANALYSE DE LA 21e VARIABLE : PI(AB (PI(AB) ============================================ ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 1820.37 39 46.68 VAR.FACTEUR 1 2.24 1 2.24 0.05 0.8246 VAR.RESIDUELLE 1 1818.13 38 47.85 6.92 32.8%

Tableau résumé de l’analyse statistique des flux spécifiques pour des feuilles de vignes adultes de taille différente

ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo P( α=0,05) 0.8911 0.4765 0.7501 0.4871 0.4814

N-K PTE

GDE

Moyennes PTE 1.35 1.05 0.46 0.30 272.74 GDE 1.35 1.03 0.45 0.32 279.47

ANNEXES

A 10

��Orientation des feuilles

Tableau résumé de l’analyse statistique du paramètre de dissipation d’énergie au niveau du centre réactionnel (DIo/RC) pour les feuilles de vigne orientées vers l’est et vers l’ouest, en fonction de l’heure dans la journée

8H 10H 11H 12H 13H 14H 15H 16H 17H 18H 19H 20H 21H

P(α=0,05) 0.4577 0.0002 0.0000 0.0000 0.0000 0.0000 0.0001 0.1577 0.3892 0.3065 0.0897 0.1479 0.2005

N-K

Est A A A A A A Ouest B B B B B B

Moyennes

Est 0,31 0,355 0,4 0,44 0,56 0,54 0,47 0,39 0,34 0,39 0,38 0,31 0,32 Ouest 0,29 0,29 0,29 0,25 0,29 0,28 0,29 0,27 0,3 0,36 0,34 0,38 0,29

Tableau résumé de l’analyse statistique de l’indice de performance (PIabs) pour les feuilles de vigne orientées vers l’est et vers l’ouest, en fonction de l’heure dans la journée

8H 10H 11H 12H 13H 14H 15H 16H 17H 18H 19H 20H 21H

P(α=0,05) 0.1022 0.1022 0.0000 0.0000 0.0002 0.0001 0.0000 0.0108 0.0060 0.0002 0.7615 0.0005 0.5216

N-K

Est B B B B B B B B B Ouest A A A A A A A A A

Moyennes

Est 20,84 26,6 32,36 18,95 9,9 12,56 14,88 19,8 29,74 21,16 17,75 27,19 21,49 Ouest 26,86 30,23 33,6 46,77 37,96 40,21 34,04 39,83 39,73 38,31 40,11 28,79 41,15

��Ensoleillement direct de la feuille ============================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : PI(ABS) (PI(AB) ============================================= ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 8437.54 17 496.33 VAR.FACTEUR 1 3802.79 1 3802.79 13.13 0.0023 VAR.RESIDUELLE 1 4634.74 16 289.67 17.02 50.0% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : EXPOSITION ----------------------------- NOMBRE DE MOYENNES 2 VALEURS DES PPAS 17.02 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 1 OMB 48.56 A 2 SOL 19.49 B

ANNEXES

A 11

Tableau résumé de l’analyse statistique des flux spécifiques pour les feuilles de vignes exposées directement ou non au rayonnement solaire

ABS/RC ETo/RC Tro/RC DIo/RC RC/CSo

P(α=0,05) 0.0030 0.2636 0.0366 0.0001 0.0022

N-K Ombre B B B A Soleil A A A B

Moyennes Ombre 1.46 0.71 1.16 0.30 266.11 Soleil 1.71 0.66 1.26 0.45 232.24

��Temps de mise à l’obscurité ========================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : FMAX (FMAX) ========================================= RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 839754.44 39 21532.17 VAR.FACTEUR 1 504982.75 3 168327.58 18.10 0.0000 VAR.RESIDUELLE 1 334771.69 36 9299.21 96.43 5.8% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : TEMPS AU NOIR -------------------------------- NOMBRE DE MOYENNES 2 3 4 VALEURS DES PPAS 87.48 105.40 11 6.14 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 4 60' 1796.30 A 3 45' 1761.60 A 2 30' 1617.80 B 1 15' 1516.80 C

Tableau résumé de l’analyse statistique de quelques indices de fluorescence chlorophyllienne en fonction du temps de mise à l’obscurité de l’échantillon

PI(abs) ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo

P(α=0,05) 0.0017 0.0145 0.1839 0.0277 0.0002 0.0008

N-K 15’ B A B A B 30’ B A AB A B 45’ A AB AB B A 60’ A B A B A

Moyennes 15’ 18.94 1.39 1.05 0.47 0.35 269.87 30’ 20.66 1.37 1.05 0.48 0.33 279.09 45’ 33.09 1.29 1.01 0.51 0.28 292.92 60’ 37.71 1.25 0.99 0.52 0.26 294.58

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4903

0,

5108

0,

5534

0,

6270

0,

4860

0,

5935

0,

5839

A

H

0,48

45

0,52

37

0,50

19

0,51

97

0,51

72

0,54

07

0,52

64

0,52

59

0,51

86

0,48

82

0,50

55

0,52

47

0,61

18

0,48

21

0,58

95

0,57

63

RC

/CS

o

P (

0,0

5)

0,2

404

0,3

289

0,0

012

0,0

488

0,0

205

0,0

000

0,0

006

0,0

059

0,0

007

0,

0002

0,4

851

0,0

005

0,0

008

0,3

420

0,1

865

0,0

244

N

ew

ma

n-

Te

m

A

A

A

A

A

A

A

A

A

B

A

K

eul

s C

L

A

A

B

B

B

B

B

B

B

B

A-B

A

H

B

A

B

B

B

B

B

C

B

A

B

moy

enn

es

Te

m

425,

50

385,

20

414,

05

388,

74

400,

97

400,

09

426,

58

427,

29

408,

97

443,

06

436,

73

409,

76

340,

45

428,

97

413,

02

406,

73

CL

426,

71

385,

44

410,

98

381,

40

392,

22

383,

76

415,

44

419,

21

402,

17

437,

65

433,

94

402,

90

335,

56

425,

87

406,

50

403,

68

AH

42

2,52

39

0,80

40

1,88

37

9,57

39

2,20

38

6,61

42

0,76

42

0,37

39

5,48

43

1,61

43

4,38

39

9,18

35

0,51

42

3,71

40

7,41

39

8,94

ANNEXES

A 14

��Analyse des échanges gazeux A : AVANT TRAITEMENTS (T 0): ================================================== ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : PHOTOSYNTHESE N (PN) = photosynthèse nette ================================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 24.58 35 0.70 VAR.FACTEUR 1 0.28 2 0.14 0.19 0.8317 VAR.RESIDUELLE 1 24.30 33 0.74 0.86 29.9% =================================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : TRANSPIRATION (TRANS) = taux de transpiration =================================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 12.88 35 0.37 VAR.FACTEUR 1 0.56 2 0.28 0.75 0.4838 VAR.RESIDUELLE 1 12.32 33 0.37 0.61 36.0% =================================================== === ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : CONDUCTANCE STOM (CONDU) = conductance stomatique =================================================== === ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 24521.00 35 700.60 VAR.FACTEUR 1 1183.17 2 591.58 0.84 0.4454 VAR.RESIDUELLE 1 23337.83 33 707.21 26.59 39.4% =================================================== = ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : CONC CO2 SS STOM (CO2) = concentration en CO 2 ss stomatale =================================================== = ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 6948.97 35 198.54 VAR.FACTEUR 1 29.56 2 14.78 0.07 0.9316 VAR.RESIDUELLE 1 6919.42 33 209.68 14.48 8.7% B : SUITE AUX TRAITEMENTS (T+13) : =========================================== ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : TRANS (TRANS) = taux de transpiration =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 8.59 35 0.25 VAR.FACTEUR 1 0.97 2 0.49 2.10 0.1362 VAR.RESIDUELLE 1 7.62 33 0.23 0.48 24.6% =========================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : CONDU (CONDU) = conductance stomatique =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 18418.00 35 526.23 VAR.FACTEUR 1 2113.17 2 1056.58 2.14 0.1319 VAR.RESIDUELLE 1 16304.83 33 494.09 22.23 27.4%

ANNEXES

A 15

===================================== ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : PN (PN) = photosynthèse nette ===================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 20.21 35 0.58 VAR.FACTEUR 1 7.61 2 3.80 9.96 0.0005 VAR.RESIDUELLE 1 12.60 33 0.38 0.62 17.0% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : TRAITEMENTS ------------------------------ NOMBRE DE MOYENNES 2 3 VALEURS DES PPAS 0.51 0.62 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 3 AH 4.26 A 2 CM 3.50 B 1 TEM 3.16 B ========================================= ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : STOM (STOM) = concentration en CO 2 ss stomatale ========================================= ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 8309.64 35 237.42 VAR.FACTEUR 1 2219.39 2 1109.69 6.01 0.0060 VAR.RESIDUELLE 1 6090.25 33 184.55 13.59 8.1% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : TRAITEMENTS ------------------------------ NOMBRE DE MOYENNES 2 3 VALEURS DES PPAS 11.29 13.61 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 1 TEM 179.33 A 2 CM 163.92 B 3 AH 161.67 B

��Indices de réflectance foliaire A : AVANT TRAITEMENTS (T 0): =========================================== ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : PSNDA (PSNDA) =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 0.00 35 0.00 VAR.FACTEUR 1 0.00 2 0.00 0.26 0.7747 VAR.RESIDUELLE 1 0.00 33 0.00 0.01 1.5%

ANNEXES

A 16

=========================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : PSNDB (PSNDB) =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 0.00 35 0.00 VAR.FACTEUR 1 0.00 2 0.00 0.14 0.8667 VAR.RESIDUELLE 1 0.00 33 0.00 0.01 1.5% B : SUITE AUX TRAITEMENTS (T+36) : =========================================== ANALYSE DE LA 1e VARIABLE : PSNDA (PSNDA) =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 0.00 71 0.00 VAR.FACTEUR 1 0.00 2 0.00 4.38 0.0161 VAR.RESIDUELLE 1 0.00 69 0.00 0.01 1.4% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : TRAITEMENTS ------------------------------ NOMBRE DE MOYENNES 2 3 VALEURS DES PPAS 0.00 0.00 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 2 CL 0.85 A 3 AH 0.85 A 1 TEM 0.85 B =========================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : PSNDB (PSNDB) =========================================== ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 0.00 71 0.00 VAR.FACTEUR 1 0.00 2 0.00 4.66 0.0127 VAR.RESIDUELLE 1 0.00 69 0.00 0.01 1.6% test de NEWMAN-KEULS - seuil = 5% ================================= FACTEUR 1 : TRAITEMENTS ------------------------------ NOMBRE DE MOYENNES 2 3 VALEURS DES PPAS 0.00 0.00 F1 LIBELLES MOYENNES GROUPES HOMOGENES 2 CL 0.84 A 3 AH 0.84 A 1 TEM 0.83 B

ANNEXES

A 17

Annexe 7 : résultats de l’analyse statistique pour les essais au vignoble A : essai SFDR

��Fluorescence chlorophyllienne =========================================== ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : PHI(E (PHI(E) =========================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 3679.67 11 334.52 VAR.FACTEUR 1 754.70 2 377.35 2.61 0.1520 VAR.BLOCS 2059.05 3 686.35 4.76 0.0505 VAR.RESIDUELLE 1 865.91 6 144.32 12.01 2.4% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 0,4979 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 0,4878 0,5071 0,4989 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 0,4892 0,5127 0,5086 0,4813 =========================================== ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : PI(AB (PI(AB) =========================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 620.93 11 56.45 VAR.FACTEUR 1 124.13 2 62.06 2.26 0.1855 VAR.BLOCS 331.71 3 110.57 4.02 0.0698 VAR.RESIDUELLE 1 165.10 6 27.52 5.25 9.5% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 55.10 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 50.67 58.23 56.38 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 57.05 61.55 54.75 47.03

ANNEXES

A 18

Tableau résumé de l’analyse statistique des indices de rendement et de flux spécifiques pour l’essai SFDR

PHI(Po) PSIo ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo

P(α=0,05) 0,3023 0,2447 0,1520 0,1855 0,6004 0,7592 0,4177

N-K Témoin CL 143 REF

Moyennes Témoin 0,7974 0,6118 1,2747 1,0152 0,6219 0,2595 261,29 CL 143 0,8037 0,6300 1,2546 1,0077 0,6374 0,2469 267,10 REF 0,8032 0,6200 1,2484 1,0019 0,6228 0,2465 272,00

��Analyse minérale des feuilles ======================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : NKJ (NKJ) ======================================= RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 77590.35 11 7053.67 VAR.FACTEUR 1 1427.43 2 713.71 0.11 0.9007 VAR.BLOCS 35665.47 3 11888.49 1.76 0.2539 VAR.RESIDUELLE 1 40497.45 6 6749.58 82.16 4.4% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 1877.53 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 1871.55 1868.20 1892.83 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 1908.36 1819.74 1830.85 1951.15 =================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : P (P) =================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 4667.21 11 424.29 VAR.FACTEUR 1 205.37 2 102.69 0.16 0.8573 VAR.BLOCS 560.12 3 186.71 0.29 0.8341 VAR.RESIDUELLE 1 3901.72 6 650.29 25.50 9.1%

ANNEXES

A 19

TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 280.97 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 276.28 280.28 286.35 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 289.79 284.99 272.30 276.79 =================================== ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : K (K) =================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 93815.49 11 8528.68 VAR.FACTEUR 1 10428.72 2 5214.36 1.06 0.4050 VAR.BLOCS 53872.98 3 17957.66 3.65 0.0832 VAR.RESIDUELLE 1 29513.79 6 4918.96 70.14 5.4% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 1287.27 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 1251.36 1286.87 1323.57 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 1299.60 1387.59 1257.37 1204.52 ===================================== ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : CA (CA) ===================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 174400.11 11 15854.56 VAR.FACTEUR 1 6730.61 2 3365.30 0.35 0.7210 VAR.BLOCS 109912.70 3 36637.57 3.81 0.0771 VAR.RESIDUELLE 1 57756.80 6 9626.13 98.11 3.6% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 2717.76 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 2684.27 2734.84 2734.18 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 2812.04 2731.32 2559.56 2768.14

ANNEXES

A 20

===================================== ANALYSE DE LA 5e VARIABLE : MG (MG) ===================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 31540.40 11 2867.31 VAR.FACTEUR 1 1715.55 2 857.78 0.70 0.5352 VAR.BLOCS 22492.02 3 7497.34 6.13 0.0301 VAR.RESIDUELLE 1 7332.83 6 1222.14 34.96 10.0% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 350.89 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (CL) 3 (REF) 358.59 360.08 334.00 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 345.02 313.85 423.19 321.49

B : essai SFCR

�� Fluorescence chlorophyllienne =========================================== ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : PHI(E (PHI(E) =========================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 5200.79 23 226.12 VAR.FACTEUR 1 1376.06 5 275.21 1.57 0.2275 VAR.BLOCS 1196.47 3 398.82 2.28 0.1206 VAR.RESIDUELLE 1 2628.26 15 175.22 13.24 3.2% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 0,4165 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 0,4162 0,4097 0,4111 0,4223 0,4301 0,4094 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 0,4147 0,4190 0,4259 0,4064

ANNEXES

A 21

=========================================== ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : PI(AB (PI(AB) =========================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 465.60 23 20.24 VAR.FACTEUR 1 71.45 5 14.29 1.25 0.3335 VAR.BLOCS 223.21 3 74.40 6.53 0.0049 VAR.RESIDUELLE 1 170.94 15 11.40 3.38 8.0% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 42.46 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 41.02 40.72 41.70 43.95 45.54 41.79 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 43.29 43.12 45.89 37.53

Tableau résumé de l’analyse statistique des indices de rendement et de flux spécifiques pour l’essai SFCR

PHI(Po) PSIo ABS/RC TRo/RC ETo/RC DIo/RC RC/CSo P(α=0,05) 0,0883 0,2041 0,1844 0,2164 0,0591 0,1227 0,1974

N-K Témoin

CL 143 (A) CL 143 (B) CL 143 (C) CL 143 (ABC) REF

Moyennes Témoin 0,8071 0,5154 1,1324 0,9131 0,4711 0,2193 284,48 CL 143 (A) 0,8078 0,5069 1,1068 0,8938 0,4526 0,2130 287,52 CL 143 (B) 0,8098 0,5076 1,0864 0,8796 0,4461 0,2068 294,68 CL 143 (C) 0,8117 0,5201 1,0989 0,8918 0,4639 0,2071 287,05 CL 143 (ABC) 0,8100 0,5309 1,0928 0,8850 0,4714 0,2078 287,91 REF 0,8119 0,5030 1,0901 0,8846 0,4453 0,2055 290,98

�� Analyse minérale des feuilles ======================================= ANALYSE DE LA 1re VARIABLE : NKJ (NKJ) ======================================= RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 128120.96 23 5570.48 VAR.FACTEUR 1 18777.25 5 3755.45 0.82 0.5555 VAR.BLOCS 40642.10 3 13547.37 2.96 0.0656 VAR.RESIDUELLE 1 68701.61 15 4580.11 67.68 3.4%

ANNEXES

A 22

TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 1996.79 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 2031.44 2001.93 2025.02 1992.28 1982.84 1947.23 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 2003.39 1995.51 1936.19 2052.07 =================================== ANALYSE DE LA 2e VARIABLE : P (P) =================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 8141.35 23 353.97 VAR.FACTEUR 1 289.56 5 57.91 0.53 0.7498 VAR.BLOCS 6221.30 3 2073.77 19.08 0.0000 VAR.RESIDUELLE 1 1630.49 15 108.70 10.43 4.6% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 226.37 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 231.66 221.01 225.19 225.72 224.87 229.77 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 252.73 226.15 212.94 213.65 =================================== ANALYSE DE LA 3e VARIABLE : K (K) =================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 370857.62 23 16124.24 VAR.FACTEUR 1 39339.63 5 7867.92 0.79 0.5737 VAR.BLOCS 182333.23 3 60777.75 6.11 0.0064 VAR.RESIDUELLE 1 149184.77 15 9945.65 99.73 8.2% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 1218.59 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 1188.55 1184.71 1235.52 1296.66 1181.60 1224.51 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 1079.23 1249.26 1227.56 1318.33

ANNEXES

A 23

===================================== ANALYSE DE LA 4e VARIABLE : CA (CA) ===================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 1265384.25 23 55016.71 VAR.FACTEUR 1 197298.13 5 39459.63 0.61 0.6931 VAR.BLOCS 102981.00 3 34327.00 0.53 0.6694 VAR.RESIDUELLE 1 965105.12 15 64340.34 253.65 7.6% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 3337.11 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 3241.65 3353.20 3400.33 3308.10 3229.12 3490.25 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 3233.58 3327.85 3393.63 3393.37 ===================================== ANALYSE DE LA 5e VARIABLE : MG (MG) ===================================== RESIDUS SUSPECTS (mthode de GRUBBS) ------------------------------------- NEANT ANALYSE DE VARIANCE =================== S.C.E. DDL CARRES MOY ENS TEST F PROBA E.T. C.V. VAR.TOTALE 119557.27 23 5198.14 VAR.FACTEUR 1 21754.01 5 4350.80 1.13 0.3875 VAR.BLOCS 40005.43 3 13335.14 3.46 0.0430 VAR.RESIDUELLE 1 57797.84 15 3853.19 62.07 16.2% TABLEAU DES MOYENNES ==================== MOYENNE GENERALE = 382.27 ---------------- MOYENNES FACTEUR 1 = TRAITEMENTS ------------------------- F 1 : 1 (TEM) 2 (A) 3 (B) 4 (C) 5 (ABC) 6 (REF) 408.18 419.56 326.53 377.44 391.96 369.92 MOYENNES BLOCS = REPETITIONS ------------------------- F 2 : 1 (B1) 2 (B2) 3 (B3) 4 (B4) 445.66 390.26 350.92 342.23

ANNEXES

A 24

Annexe 8 : relevé des températures de la région d’Angers (F-49) pour les mois de juillet et août 2003

��Juillet 2003

Températures minimales (Tn), maximales (Tx), moyennes (Tm) et normales mensuelles (norm) de la région d'Angers pour le mois de juillet 2003

0

5

10

15

20

25

30

35

40

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 3031

Juillet 2003

Tem

pér

atu

re q

uot

idie

nn

e (°

C)

Tn

Tn norm

Tx

Tx norm

Tm

Tm norm

NB : températures relevées à la station météorologique de Saint-Aubin-de-Luigné (F-49)

D’après Météo France, il s’agit d’un mois caractérisé par une grande pluviosité par rapport à la normale (entre +140 et +300% sur l’ensemble du département), des vents chauds et des orages violents. Les précipitations ont été réparties de façon très inégale dans le temps (environ 100mm à la station de St Aubin de Luigné). Trois épisodes pluvieux ont marqué l’Anjou. Un premier entre le 1 et le 3, un deuxième beaucoup plus violent dans la nuit du 15 au 16 (accompagné d’orages) et un troisième les 26 et 27.

Les températures sont chaudes mais la moyenne ne dépasse que de 1°C la normale saisonnière. Une période particulièrement chaude a lieu du 8 au 20 (malgré une accalmie temporaire le 16).

L’ensoleillement mensuel n’est excédentaire que de 3%, la couverture nuageuse du début et de la fin du mois limitant les apparitions du soleil sur l’Anjou.

ANNEXES

A 25

��Août 2003

Températures minimales (Tn), maximales (Tx), moyennes (Tm) et normales mensuelles (norm) de la région d'Angers pour le mois d’ août 2003

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 3031

Août 2003

Tem

péra

ture

quo

tidie

nne

(°C

)

Tn

Tn norm

Tx

Tx norm

Tm

Tm norm

NB : températures relevées à la station météorologique de Saint-Aubin-de-Luigné (F-49)

D’après Météo France, il s’agit du mois le plus chaud et le plus ensoleillé depuis 1946 à Angers, avec seulement 4 jours de précipitations souvent sous forme d’orage (3 jours de précipitations et 10 mm au total sur le mois à Saint-Aubin-de-Luigné). Environ 90% des précipitations du mois ont eu lieu le 28, sous forme d’orage.

Du point de vue des températures, il s’agit d’un mois exceptionnel en raison de la canicule (plus de 35°C) qui a sévi du 3 au 13 (presque 10°C d’écart par rapport à la moyenne maximale mensuelle). Les minimales sont aussi exceptionnelles avec un plateau supérieur à 18°C du 4 au 17 (environ 5°C d’écart par rapport à la moyenne mensuelle).

En ce qui concerne les heures d’ensoleillement, il s’agit d’un record absolu depuis 1950 (36% de plus que la moyenne mensuelle). 11 jours d’insolation continue du 1 au 11 et de nouveau 3 du 21 au 23 ont été enregistrés. Les journées les moins ensoleillées étant uniquement les 16 et 28.