Thème : Mycorhization contrôlée d’une Cistacée pérenne par ...Université d’Oran Es-Senia Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie Département de Biotechnologie Mémoire

Université d’Oran Es-Senia

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie

Département de Biotechnologie

Mémoire de MAGISTER

en Biotechnologie

Option : Intérêt des microorganismes en agriculture et en agroalimentaire

Présenté et soutenu publiquement par :

KERMANI Ismahene

Thème :

Soutenu le 02 / 07 / 2013 devant le jury composé de

Pr. Aoues A. Université d’Oran Président

Pr. Hadjadj Aoul S. Université d’Oran Examinateur

Pr. Bellahcene M. C. U. Ain Temouchent Examinateur

Pr. Fortas Z. Université d’Oran Rapporteur

Mycorhization contrôlée d’une Cistacée pérenne

par les terfez en conditions gnotoxéniques

et essai de transplantation sur le terrain.

Table des matières

Liste des tableaux .........................................................................................................................i

Liste des figures .......................................................................................................................... ii

Introduction ................................................................................................................................. 1

Chapitre 1: Synthèse bibliographique

1. Connaissances sur les terfez .................................................................................................... 3

1.1. Historique des terfez........................................................................................................ 3

1.2. Définition et les noms vernaculaires ............................................................................... 4

1.3. Répartition géographique des terfez ................................................................................ 5

1.4. Ecologie des terfez........................................................................................................... 5

1.4.1. Caractéristiques physico-chimiques du sol............................................................. 5

1.4.2. La pluviométrie...................................................................................................... 10

1.4.3. Partenaires végétaux des terfez.............................................................................. 11

1.5. Position taxonomique des Tirmania............................................................................... 12

1.6. Caractéristiques morphologiques des terfez ................................................................... 15

1.7. Cycle biologique des terfez ............................................................................................ 18

1.8. Ennemies des truffes....................................................................................................... 19

1.9. Cultures mycéliennes des terfez ..................................................................................... 20

1.10. Valeurs alimentaires et propriétés thérapeutiques ........................................................ 21

2. Généralités sur les mycorhizes ............................................................................................... 22

2.1. Historique et définition................................................................................................... 22

2.2. Classification des mycorhizes ............................................................................... 23

2.2.1. Endomycorhizes arbusculaires............................................................................... 24

2.2.2. Mycorhizes des Ericacées ...................................................................................... 26

2.2.3. Mycorhizes des Orchidées ..................................................................................... 27

2.2.4. Ectomycorhizes...................................................................................................... 28

2.2.5. Mycorhizes arbutoïdes ........................................................................................... 29

2.2.6. Ectendomycorhizes ................................................................................................ 29

2.2.7. Les champignons Sébacinacés............................................................................... 29

2.3. Fonction des mycorhizes ................................................................................................ 29

2.3.1. Absorption des éléments minéraux ........................................................................ 30

2.3.2. Absorption de I'eau ................................................................................................ 30

2.3.3. Activités hormonales ............................................................................................. 31

2.3.4. Glomaline et agrégation des sols ........................................................................... 31

2.3.5. Protection contre les organismes pathogènes .......................................................... 31

2.3.6. La tolérance aux métaux lourds et phytoremédiation ............................................ 32

3. La famille des Cistacées ......................................................................................................... 32

3.1. Principales caractéristiques des Cistacées ...................................................................... 32

3.1.1. Distribution géographique et position taxonomique.............................................. 32

3.1.2. Description botanique ............................................................................................ 34

3.2. Le genre Helianthemum.................................................................................................. 36

3.2.1. Répartition géographique....................................................................................... 36

3.2.2. Description botanique ............................................................................................ 36

3.2.3. L’espèce Helianthemum lippii (L.) Pers ................................................................ 38

3.2.3.1. Noms vernaculaires et synonymes ............................................................. 38

3.2.3.2. Répartition géographique et écologie......................................................... 38

3.2.3.3. Description botanique................................................................................. 39

3.3. Importance écologique des Cistacées ............................................................................. 41

3.4. Mycorhizes des Cistacées............................................................................................... 41

3.4.1. Associations mycorhiziennes Cistus / Basidiomycètes ......................................... 41

3.4.2. Associations mycorhiziennes Cistus/ Tuber sp ..................................................... 42

3.4.3. Associations mycorhizienne Cistacées/ terfez ....................................................... 43

3.4.4. Associations mycorhiziennes Cistacées/ diverses espèces fongiques ................... 45

3.5. Micropropagation des Cistacées ..................................................................................... 49

3.6. Propriétés médicinales et intérêt économique et pastoral............................................... 50

3.6.1. Vertus médicinales ou aromatiques des Cistacées................................................. 50

3.6.2. Intérêt économique et pastoral d’H. lippii ............................................................. 51

4. Production et transplantation des plants mycorhizés par la truffe ......................................... 52

Chapitre 2 : Matériel et méthodes

1. Matériel .................................................................................................................................. 55

1.1. Origine du matériel d’étude ............................................................................................ 55

1.2. Localisation géographique et climat de la région de Béchar.......................................... 55

1.3. Matériel fongique ........................................................................................................... 57

1.4. Matériel végétal .............................................................................................................. 58

1.5. Le substrat naturel de culture : la terre ........................................................................... 59

2. Méthodes ................................................................................................................................ 59

2.1. Examens des échantillons d’ascocarpes de deux espèces de terfez................................ 59

2.2. Réalisation des associations mycorhiziennes entre H. lippii et les deux espèces de

Tirmania, en conditions de serre ........................................................................................... 59

2.2.1. Désinfection du substrat naturel de culture............................................................ 59

2.2.2. Désinfection des graines d’Helianthemum lippii.................................................. 60

2.2.3. Préparation de l’inoculum fongique....................................................................... 60

2.2.4. Inoculation des plants d’H. lippii en condition gnotoxéniques ............................. 61

2.3. Méthodes d’étude des mycorhizes obtenue .................................................................... 61

2.3.1. Examens macroscopiques et microscopiques des racines ..................................... 61

2.3.2. Evaluation de l’infection mycorhizienne ............................................................... 62

2.3.3. Evaluation de l’Indice de dépendance mycorhizien (IDMR) ................................ 62

2.3.4. Estimation de la croissance des plants ................................................................... 63

2.3.5. Analyse statistique des résultats ............................................................................ 63

3. Essai de transplantation sur le terrain des plants d’H. lippii mycorhizés par les deux espèces de

Tirmania, en conditions de serre ................................................................................................ 63

4. Essai d'isolement du mycélium de Tirmania pinoyi .............................................................. 64

Chapitre 3 : Résultats et discussion

1. Caractéristiques morphologiques des deux espèces de Tirmania .......................................... 65

2. Associations mycorhiziennes H. lippii / T. nivea et H. lippii / T. pinoyi .............................. 68

2.1. Effets de la mycorhization sur la croissance des plants d’H. lippii inoculés par deux

espèces de terfez .................................................................................................................... 68

2.2. Taux de mycorhization ................................................................................................... 76

2.3. Indice de dépendance mycorhizienne relative (IDMR).................................................. 77

3. Morphologie des mycorhizes ................................................................................................. 79

3.1. Association mycorhizienne entre H. lippii et T. nivea .................................................. 79

3.2. Association mycorhizienne entre H. lippii et T. pinoyi .................................................. 79

3.3. Discussion....................................................................................................................... 80

4. Essai préliminaire d’application de la mycorhization contrôlée au champ............................ 82

5. Caractéristiques de la germination des ascospores de Tirmania pinoyi................................. 92

Conclusion et perspectives ......................................................................................................... 96

Références bibliographiques ...................................................................................................... 98

Annexes

i

Liste des tableaux

Tableau 1: Répartition géographique des différentes espèces de terfez dans le monde. ................ 6

Tableau 2: Diversité des espèces de plantes hôtes naturelles des terfez dans le monde. ...............14

Tableau 3: Caractéristiques morphologiques de Tirmania pinoyi et T. nivea................................17

Tableau 4: Les différents types de mycorhizes.............................................................................. 25

Tableau 5: Caractéristiques botaniques principales et dominantes des Cistacées. ........................ 35

Tableau 6: Répartition géographiques des espèces d’hélianthèmes les plus communes en

Algérie. ............................................................................................................................................ 37

Tableau 7: Répartition géographique d’Helianthemum lippii en Algérie. ..................................... 40

Tableau 8: Diverses Cistacées plantes- hôtes des Ascomycètes hypogés en conditions naturelles

ou expérimentales............................................................................................................................ 46

Tableau 9: Analyse de variance à un facteur de développement (inoculation) pour la variable:

Hauteur de la partie aérienne des plants (cm). ................................................................................ 72


Poids frais de la partie aérienne (g). ................................................................................................ 72


Poids sec de la partie aérienne (g). .................................................................................................. 72


Nombre de feuilles. ......................................................................................................................... 72


Longueur des grandes feuilles (cm). ............................................................................................... 72


Hauteur de la partie aérienne des plants (cm). ................................................................................ 73


Poids frais de la partie aérienne (g). ................................................................................................ 73


Poids sec de la partie aérienne (g). .................................................................................................. 73


Nombre de feuilles. ......................................................................................................................... 73


Longueur des grandes feuilles (cm). ............................................................................................... 73

ii

Liste des figures

Fig. 1: Répartition géographique des Terfez dans le monde....................................................... 8

Fig. 2: Répartition géographique des trois genres de terfez en Algérie. ..................................... 9

Fig. 3: Coupe transversale de l’ascocarpe de Terfezia sp. ......................................................... 13

Fig. 4: Position taxonomique du genre Tirmania dans les classifications ancienne et actuelle des

Pézizales. .................................................................................................................................... 16

Fig. 5: Taille des ascocarpes de terfez. ...................................................................................... 17

Fig. 6: Récolte des ascocarpes de terfez. ................................................................................... 19

Fig. 7: Attaque des ascomes de Terfezia arenaria par deux espèces fongiques. ....................... 20

Fig. 8: Structures caractéristiques des mycorhizes arbusculaires. ............................................. 24

Fig. 9: Comparaison schématique entre les mycorhizes arbusculaires et les

ectomycorhizes........................................................................................................................... 26

Fig. 10: Mycorhizes à pelotons des cellules racinaires d’Erica arborea envahies par le symbiote

fongique éricoïde........................................................................................................................ 26

Fig. 11: Représentation schématique des mycorhizes éricoïdes et des orchidées. .................... 26

Fig. 12: Mycorhize des orchidées. ............................................................................................. 27

Fig. 13: Mycélium blanc de Russula sp., associé aux racines de Pinus sylvestris..................... 28

Fig. 14: Morphologie des ectomycorhizes................................................................................. 28

Fig. 15: Capsules d’Helianthemum apenninum et de Cistus ladanifer...................................... 34

Fig. 16: Description botanique d’Helianthemum lippii. ............................................................ 40

Fig. 17: Caractères morphologiques et anatomiques des ectomycorhizes de Cistus sp. obtenues

par synthèse avec une culture pure............................................................................................. 43

Fig. 18: Coupe transversale d'une racine transformée mycorhizée de C. incanus par T.

melanosporum révélant un réseau de Hartig (RH) et un manteau fongique. ............................. 43

Fig.19: Coupe semi-fine de racine d’H. guttatum mycorhizée avec T. arenaria, en terre de

truffière pauvre en phosphore montrant des ectendomycorhizes sans manteau, avec un réseau de

Hartig (RH) et des hyphes intracellulaires. ................................................................................ 44

Fig. 20: Tissus endophytes de Cytinus hypocistis colonisés par des champignons

mycorhiziens. ............................................................................................................................. 49

iii

Fig. 21: Schéma des méthodes in vivo et in vitro de la production des terfez et la durée

necéssaire pour chacun d'eux. .................................................................................................... 54

Fig. 22: Site à terfez dans la Wilaya de Béchar. ........................................................................ 55

Fig. 23: Situation géographique de la wilaya d’étude (Béchar) (A) localisation des stations à

terfez dans les communes de la Wilaya de Béchar (B). ............................................................. 56

Fig. 24: Chute de neige dans la wilaya de Bechar. ................................................................. 57

Fig. 25: Site à terfez dans la wilaya de Béchar montrant le gîte d’un ascocarpe de Tirmania sp. et

sa plante hôte H. lippii................................................................................................................ 57

Fig. 26: Ascocarpes frais de Tirmania nivea (A) et de Tirmania pinoyi (B)............................. 58

Fig. 27: H. lippii en floraison (2010) dans un site à terfez de la Wilaya de Béchar. ................. 58

Fig. 28: Graines d’Helianthemum lippii (Wilaya de Béchar). ................................................... 60

Fig. 29: Plants d’H. lippii mycorhizés par T. pinoyi (à droite) et T. nivea à gauche transplantés

dans la parcelle expérimentale de l’Université de Béchar le 4/12/2011. ................................... 64

Fig. 30: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. nivea sur la hauteur des plants d’H. lippii, après

6 mois culture en serre. .............................................................................................................. 74

Fig. 31: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. nivea sur le poids frais et le poids sec des parties

aériennes des plants d’H. lippii, après 6 mois culture en serre. ................................................. 74

Fig. 32: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et de T. nivea sur le nombre de feuilles des plants

d’H. lippii , après 6 mois culture en serre. ................................................................................. 75

Fig. 33: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. nivea sur la longueur des feuilles des plants d’H.

lippii, après 6 mois culture en serre............................................................................................ 75

Fig. 34: Taux de mycorhization des plants d’Helianthemum lippii inoculés par T. pinoyi ou T

nivea, après 6 mois de culture en serre...................................................................................... 77

Fig. 35: Indice de dépendance mycorhizienne relative (IDMR) des plants d’H. lippii inoculés par

T. pinoyi ou T. nivea, après 6 mois de culture en serre. ............................................................. 78

Introduction

Introduction

1

La trufficulture ou culture de la truffe d’Europe (champignon prestigieux du genre

Tuber, Ascomycète hypogé comestible), offre l’exemple le plus célèbre d’application de la

mycorhization contrôlée en vraie grandeur de cette méthode de culture d’un champignon

comestible mycorhizien qui est bien maîtrisée en Europe (et récemment appliquée au Maroc)

grâce aux techniques de productions de plants truffiers internationalement commercialisables.

Les terfez objet de ce présent travail, sont des champignons mycorhiziens comestibles

(Ascomycètes) dont les ascocarpes hypogés sont très appréciés surtout par les populations du

Maghreb et du Moyen Orient pour leur valeur alimentaire (richesse en protéines et en lipides,

leur teneur élevée en acides aminés, en minéraux et en vitamines) mais également pour les

propriétés thérapeutiques de leur extrait contre certaines infections oculaires (utilisé depuis

plusieurs siècles en médecine traditionnelle par les arabes) ainsi que leurs activités antivirale,

antioxydante, antimutagène, anticancérigène, hépatoprotectrice, anti-inflamatoire et

immunostimulante.

Ces champignons vivent en association mycorhizienne avec des Cistacées annuelles

ou pérennes surtout du genre Helianthemum.

En Algérie, ils se développent dans les régions littorales (semi-arides), steppiques et

sahariennes; ils sont représentés par trois genres et sept espèces. Tirmania (Terfess labiyadh,

Belhourech): T. pinoyi et T. nivea; Terfezia (Terfess lahmar): T. arenaria, T. claveryi, T.

boudieri, T. leptoderma, et Picoa (Jaouber): P. lefebvrei.

Compte-tenu de l’immensité de l’aire de développement des terfez dans les zones

arides et semi-arides et de leur importance alimentaire et économique, certains pays (Koweit,

Tunisie et Espagne) se sont intéressés à la terfeziculture dans le but de réaliser la culture des

terfez sur le même modèle que celui des truffes du genre Tuber. Cependant, la culture de ces

champignons nécessite la recherche de nombreuses techniques de gestion des terres dans ces

régions pour pouvoir améliorer leur production.

C’est dans cette perspective que nous avons orienté notre recherche.

Notre étude a porté sur la mycorhization d’ Helianthemum lippii (Cistacée pérenne)

avec deux espèces du genre Tirmania (T. pinoyi et T. nivea), en conditions contrôlées avec

Introduction

2

comme perspectives la réalisation d’un essai de transplantation de ces plants mycorhizés sur

le terrain, dans une région saharienne.

Ainsi, le travail que nous nous sommes proposés de réaliser a pour objectif principal de:

Caractériser des deux espèces de Tirmania (T. pinoyi et T. nivea) par des

critères morphologiques.

Réaliser des associations mycorhiziennes entre Helianthemum lippii /

Tirmania pinoyi et entre Helianthemum lippii / T. nivea , en conditions

gnotoxéniques .

Etudier les mycorhizes obtenues par synthèse mycorhizienne: morphologie,

estimation du taux de mycorhization des plants inoculés par le champignon,

estimation de l’indice de dépendance mycorhizien relative (IDMR), analyse

statistique des résultats.

Produire des plants mycorhizés pour l’essai de leur transplantation sur leur

terrain d’origine, en région saharienne (wilaya de Béchar).

Et enfin étudier les différents stades de la germination des ascospores de

Tirmania pinoyi dans le but d’isoler son mycélium et produire ultérieurement

un inoculum.

Chapitre 1

Synthèse

bibliographique

Synthèse bibliographique

3

1. Connaissances sur les terfez

1.1. Historique des terfez:

Les truffes autrefois appelaient «fille de la foudre; miracle de la nature, magnifique mystère»

étaient connues des anciens depuis des millénaires. Théophraste s’occupait des truffes 370 ansavant Jésus-Christ dans son histoire des plantes et surtout des truffes de Mitylène et de la

Cyrénaïque. L’origine longtemps mystérieuse de la truffe a troublé les anciens naturalistes. Laformation de ce tubercule est attribuée à différentes causes, tantôt à l’agglomération «descallosités de la terre altérée», tantôt à l’action de la foudre, de la chaleur, de l’eau. De Valserres asoutenu que la truffe est une galle que portent les racines de l’arbre et qui est due à la piqure d’unemouche (Brunet, 2006). En 1878, Grimblat (in Brunet, 2006) a attribué la formation de la truffe à

une excrétion radiculaire de certains arbres. Plus tard, Tulasne, Bonnet, Chatin et Condamy ont

montré par des travaux que les truffes sont des champignons hypogés non parasites (Brunet,

2006).

Dans la Bible ensuite, où les «pommes d’amour» que Léa, femme de Jacob, disputa à Rachel(deuxième femme de Jacob), vers les années 1700 avant J.C., en vue de sa stérilité pourraient

correspondre à des truffes (Anonyme 1, 2013).

Les terfez appelés aussi «truffes des sables», ou «truffes du Sahara» sont connues au Moyen-

Orient depuis, peut être, 6000 ans. Leurs vertus étaient appréciées par les plus vieilles civilisations

(Mésopotamienne, Sumérienne, Araméenne). Les Babyloniens mentionnaient déjà la truffe sur

leurs tablettes. Il semble que cette truffe soit le terfez qui croît dans le sable (Pegler, 2002).

Dès l'Antiquité, l'excellence de sa saveur relativement rare perçue comme un aliment de

prestige faisaient l’objet d’un important commerce, les Grecs et les Romains les importaientd’Afrique (Carthage et Lybie) en les faisaient transporter dans des jarres serties remplies de sable

(Fortas, 1990; Pegler, 2002; Shavit, 2008; Loizides et al., 2011).

Ces champignons souterrains comestibles étaient très appréciés par les pharaons de

l’ancienne Egypte, il y a plus de 2600 ans avant Jésus-Christ, ils étaient servis sur la table du

pharaon Kheops qui aimait les déguster lorsqu’il recevait les délégations qui venaient l’honorer(Trappe, 1979 in Mandeel et Al-Laith, 2007; in Mohamed-Benkada, 1999; Patel, 2012).

Les truffes du désert ont été également un luxe et d’une importance flamboyante des fêtesextravagantes organisées par le général romain Lucullus, elles agrémentent souvent les plats les

plus raffinés tels que les langues du paon et le foie gras; d'ailleurs la truffe voyage jusque sur le

champ de bataille (Mello et al., 2006; Loizides et al., 2011). Les romains utilisaient les terfez

contrairement aux vraies truffes non pas pour leur parfum mais comme support d'autres

substances plus aromatiques. Il est vrai que la cuisine romaine faisait l'objet d'une véritable

surenchère d'épices et qu'à cet égard, les terfez, qui n'ont aucun goût, peuvent en revanche, dans

certaines préparations, se transformer en réservoirs de saveurs (Moussu et Lauriac, 2008).


4

Ce sont des nomades bédouins arabes du Sahara qui ont remarqué la liaison étroite entre les

terfez et certaines plantes herbacées (Cistacées). Ils estimaient qu’il suffisait d’un automne soithumide, avec des pluies orageuses, pour que les terfez poussent au printemps suivant (Fortas,

1990; Shavit, 2008).

Dans la littérature et selon les régions dans lesquelles on les trouvait, les terfez étaient

désignés par diverses appellations. Jean Leon «Leon l’Africain» en 1561 in Fortas (1990), grâce à

leur odeur distingua les «truffes d’Afrique» ou terfez des vraies truffes. Le philosophe Grec,

Cicéron les surnomma «les enfants de la terre». Le nom « Hydna » réfère au genre Terfezia ou

Tirmania plutôt qu’à des espèces de Tuber. Cette appellation survit à ce jour dans plusieurs parties

de la Grèce et du Chypre (in Fortas, 1990; Loizides et al., 2011).

Tulasne et Tulasne (1851) ont créé le genre Terfezia et rassemblé toutes les «truffes

d’Afrique» sous le vocable de Terfezia leonis Tul. (Fortas, 1990).

A la fin du 18ème siècle, Chatin fait la taxonomie de Terfezia et d’autres genres apparentés

Tirmania et d’autres nouvelles espèces (in Loizides et al., 2011) qui seront ensuite décrites par

d’autres auteurs (Patouillard, 1901; Maire, 1906; Heim, 1934; Trappe, 1971; Malençon, 1973).

Les terfez ont été longtemps utilisés par les arabes de l’ancien temps dans la cuisine pour leurvaleur gastronomique, ainsi que dans la médecine pour leur propriété thérapeutique (Slama, 2009;

Al-Laith, 2010). Son extrait a été utilisé comme un remède oculaire important même le prophète

Mohamed (que Prière et Paix soient sur lui) l’a aussi évoqué.

1.2. Définition et les noms vernaculaires:

Les truffes du désert sont des fructifications souterraines de champignons Ascomycètes qui

vivent en symbiose avec une plante hôte. Il existe plusieurs genres dont les plus connus sont

Balsamia, Delastreopsis, Delastria, Tuber, Leucangium, Mattirolomyces, Terfezia, Picoa,

Tirmania (Gutiérrez et al., 2003; Morte et al., 2009; Navarro-Ródenas et al., 2011).

Ils sont appelés «Terfès, Terfass, Terifass», « Al-Faga’a », «Al-Kamah », «turmas»,

«criadillas», et «tombalak» en Turquie..... Les trois genres les plus répandus dans les pays

méditerranéens sont : Tirmania, Terfezia, Picoa, (Algérie, Maroc, Tunisie, Arabie saoudite, Iraq,

Koweït, Italie, Espagne….)Tirmania est appelé «Terfess labiyadh», «Belhourech», «Benhourache», «Zubaidi»,

«Zubaydiya», «Al- Kame- Al-Baidah», «Terfess abyadh», «Tartufo delle sabbie», «White desert

truffle» (Bouchareb, 1994; Omer et al., 1994; Hussain et Al- Ruqaie, 1999; Iddison, 2000;

Feeney, 2003; Mandeel et Al-Laith, 2007; Hall et al., 2008; Loizides et al., 2011).

Terfezia est appelé «terfess lahmar», «terfess lakhel», «Al-Kame-Al-Souda», «Kholassi»,

«Ikhlassi», «Tartufo giallo» (Pegler, 2002; Mandeel et Al-Laith, 2007; Hall et al., 2008).

"قال رسول هللا محمد صلى هللا علیة وسلم: (الكمأة من المن وماؤھا شفاء للعین) البخاريرواه "


5

Picoa est appelé «Jaouber», «Hoper», «Faga altoyour», «Zouber», «Hoper» (Slama et al.,

2006; Mandeel et Al-Laith, 2007; Sbissi et al., 2010; in Zitouni, 2010).

Cette diversité de noms correspond à la distribution des terfez, dans différents pays ou

territoires (Fortas, 1990; Mandeel et Al-Laith, 2007; Shavit, 2008; Akyüz et al., 2012).

1.3. Répartition géographique des terfez :

Les truffes du désert vivent dans plusieurs continents (Tableau 1) (Díez et al., 2002,

Ferdman et al., 2005; Trappe et al., 2010 a) où ils jouent un rôle de partenaires mycorhiziens des

plantes et leur ascocarpes ont une valeur alimentaire potentiellement importante (Trappe et al.,

2008 a et b).

Leur répartition est influencée par leur écologie et le climat. Ils se développent sur le

pourtour du Bassin méditerranéen en particulier dans les zones semi-arides et arides (Fig. 1),

notamment au Maghreb et dans les pays du Proche et Moyen-Orient (Awameh et Alsheikh, 1980

a et b; Fortas, 1990; Morte et al., 2008, 2009). On les rencontre dans les régions non

méditerranéennes tels que la Chine, l’Afrique du sud et l’Amérique du nord et du sud (Zhang,1992; Taylor et al., 1995; Kovács et al., 2011 a).

En Algérie, ils sont abondants dans les régions steppiques, nord sahariennes et même sur le

littoral (Fig. 2). Ils sont représentés par trois genres: Tirmania, Terfezia et Picoa (Fortas et

Chevalier, 1992 a; Aibéche, 2008; Zitouni, 2010; Dib, 2012; Neggaz et Fortas, 2013).

1.4. Ecologie des terfez:

La relation entre la production des terfez et les conditions climatiques est connue depuis

longtemps par des bédouins et les récolteurs qui scrutent en permanence « le temps qu’il fait »

(Loizides et al., 2011). Trois paramètres sont importants pour la production de ces champignons :

le sol, le climat et la plante hôte (Fortas, 1990, 2009, 2011 a).

En Algérie, de nombreux travaux ont été effectués sur l’écologie des terfez des régions semi-arides et arides. Les résultats de ces études ont permis de localiser et d’identifier les espèces deterfez, d’étudier leurs caractéristiques pédoclimatiques, phytoécologiques (inventaire des

groupements végétaux et les plantes hôtes naturelles de ces champignons) et les mycorhizes

formées par ces champignons (Boucharab, 1994; Tadja, 1996; Aibeche, 2008; Zitouni, 2010;

Fortas et Zitouni, 2010; Dib, 2012).

1.4.1. Caractéristiques physico-chimiques du sol :

Le sol est un milieu en constante évolution sous l’effet du climat, de la végétation et des êtresvivant (Ricard et al., 2003). Son étude est importante pour connaître certaines exigences

édaphiques des terfez (nature du sol, pH, sels minéraux…) qui sont variables selon leur genre. il

constitue un milieu propice pour stimuler les relations symbiotiques et par suite le développement

et la production de ces champignons (Fortas et Chevalier, 1992 b; Slama, 2009; Navarro-Ródenas

et al., 2012).


6

Tableau 1: Répartition géographique des différentes espèces de terfez dans le monde.

Continent Genre et espèce Pays Références

Afr

ique

Tirmania nivea, T. pinoyi, Terfezia arenaria,T. boudieri, T. claveryi, T. leptoderma,Phaeangium lefebvrei (= Picoa lefebvrei)

Algérie

Chatin, 1892; Alsheikh et Trappe, 1983 a et b; Fortas,1980, 1990, 2004, 2011 a et b; Fortas et Chevalier,1988, 1992 a; Chellal, 1995; Tadja, 1996; Mohamed-Benkada, 1999; Dib, 2002; Díez et al., 2002; Ferdmanet al., 2005; Aibeche, 2008; Bissati et Bradai, 2009;Neggez, 2010; Zitouni, 2010; Aibeche et Fortas, 2010;Dib-Bellahouel et Fortas, 2011; Dib, 2012; Neggaz etFortas, 2013.

T. nivea, T. pinoyi, Terfezia arenaria (=T.leonis), T.claveryi, T.boudieri, T.eremita,T.goffartii, T.leonis var. heterospora, T.leptoderma, T.mellerionis, Delastria rosea,Tuber asa, .T. oligospermun, Picoa juniperi.

Maroc

Alsheikh et Trappe, 1983 a et b; Díez et al., 2002;Khabar et al., 2001, 2011; Khabar, 2002; Moreno et al,2002; Chevalier et al, 2004, 2010; Bouziani et al.,2006, 2010; Al-Laith, 2010; Amrani et al., 2010;Abourouh, 2011.

T. nivea, T. pinoyi, T. boudieri, Phaeangiumlefebvrei

LybieAhmed-Ashour et al., 1981; Alsheikh et Trappe, 1983 aet b; Shamekh et al., 1986; Albuzaidi et al., 2008.

T. nivea, T. pinoyi, T. boudieri, T. claveryi,T.arenaria, T. terfezioides, Picoa juniperi,Phaeagium lefebvrei.

TunisieAlsheikh et Trappe, 1983 a et b; Díez et al., 2002;Slama et Neffati, 2004; Slama et al., 2004, 2006, 2008,2009, 2010, 2012; Sbissi et al., 2010, 2011.

T. nivea, T. pinoyi, T. arenaria, .T boudieri, T.claveryi, Picoa Juniperi, Phaeangium lefebvrei

EgypteEl-Kholy et Ali, 1992 a et b; Omer et al., 1994; Pacioniet El-Kholy, 1994.

Eremiomyces echinulatus, Kalaharituberpfeilii, Mattirolomyces austroafricanus

Afriquedu sud

BotswanaNamibie

(Hennings, 1897; Marasas et Trappe 1973 in Ferdmanet al., 2005); Taylor et al., 1995; Kagan-Zur et al.,1999; Roth-Bejerano et al., 2004 a; Ferdman et al.,2005; Trappe et al., 2008 b; Trappe et al., 2010 a et b.

Terfezia decaryi Madagascar Verbeken et Walleyn, 2003 in Laessoe et Hansen, 2007

Asi

e

T. nivea, T. pinoyi, T.boudieri, T. claveryi,Phaeangium lefebvrei.

ArabieSaouditeKoweït

Awameh et Alsheikh, 1980 a et b; Alsheikh et Trappe,1983 a et b; Bokhary et Parvez, 1992, 1993, 1995;Hashem et Al-Obaid, 1996; Hussain et Al-Ruqaie,1999; Al-Ruqaie, 2006; Díez et al., 2002; Ferdman etal., 2005; Al-Laith, 2010.

T.nivea, T. claveryi, Phaeangium lefebvrei.Qatar

Bahreïn

Moubasher, 1993 in Mandeel et Al-Laith, 2007; Al-Thani, 2010; Al-Laith, 2010; Shamekh et Al-Quaradawi, 2011.

T. nivea, T. pinoyi, T. boudieri, T. claveryi, T.hafizi, Phaeangium lefebvrei.

IraqAwameh et Alsheikh, 1980 a et b; Alsheikh et Trappe,1983 a et b; Ewaze et Al-Naama, 1989; Mandeel et Al-Laith, 2007; Janakat et Nassar, 2010

T. pinoyi, T. boudieri, T. claveryi. SyrieAwameh et Alsheikh, 1980 a; Alsheikh et Trappe, 1983a; Bawadikji, 2004.

T. nivea, T. arenaria.Émirats(EAU)

Iddison, 2000; in Barseghyan et Wasser, 2010.

Terfezia claveryi Jordanie Dabbour et Takruri, 2002; Janakat et al., 2004.

Truffe du desert indéterminée Oman Feeney, 2003; in Shavit, 2008.

T. nivea, T. pinoyi, T. claveryi, T.boudieri,Picoa lefebvrei, Picoa juniperi.

Iran

Awameh et Alsheikh, 1980b; Ammarellou, 2007;Ammarellou et Trappe, 2007; Ammarellou et al., 2007;Ammarellou et Saremi, 2008; Al-Laith, 2010;Ammarellou et al., 2011; Jamali et Banihashemi, 2012a et b.


7

Tableau 1 (suite)

Asi

e

T. nivea, T. boudieri, T. arenaria,Phaeangium lefebvrei

Israël

Alsheikh et Trappe, 1983 a; Roth-Bejerano et al., 1990; 2004 aet b; Moreno et al., 2000; Aviram et al., 2004; Ferdman et al.,2005; Zaretsky et al., 2006 a et b; Kagan- Zur et Roth-Bejerano, 2008 ; Ferdman et al., 2009; Barseghyan et Wasser,2010.

T. pinoyi, T.arenaria, T.boudieri, T.leptoderma, Phaeangium lefebvrei.

TurquieAgaoglu et al., 1992; Gücin et Dülger, 1997; Gücin et al.,2010; Akyuz et al., 2010; Sesli et Denchev, 2011; Castellano etTürkoğlu, 2012.

Hydnobolites cerebriformis, Pachyphloeusvirescen,s, T. arenaria, Imaia gigantea

Chine Fortas, 1990; Zhang, 1992; Callot, 1999.

Imaia gigantea Japon Kovács et al., 2008.

Eur

ope

T. arenaria, T. leptoderma Portugal Diez et al., 2002; Anonyme 2, 2009; Anonyme 3, 2012.

T. nivea, T. arenaria, T. boudieri, T.claveryi, T. leptoderma, Picoa lefebvrei,Picoa juniper, Balsamia vulgaris, Terfeziaalsheikhii.

Espagne

Calonge et al., 1977; Maia et al., 1996; (Calonge et al., 1995 inMoreno et al., 2000); Moreno et al., 1986, 2000, 2002; Morteet al., 2000; Díez et al., 2002; Gutiérrez et al., 2003; Murcia etal, 2003; Chevalier et al., 2004; Ferdman et al., 2005;(Moreno-Arroyo et al., 2000 in Comandini et al., 2006); Morteet al., 2009; Kovács et al., 2011 b; Navarro-Ródenas et al.,2011, 2012.

T. boudieri, T. claveryi, Picoa lefebvrei.PéninsuleIbérique

Moreno et al., 2002; Morte et al., 2009.

Delastria rosea, T. boudieri, T. claveryi, T.leptoderma, T. terfezioides, P. lefebvrei

FranceChevalier et al., 1984, 2004; Riousset et al., 1989, 1996 inMoreno et al., 2000; Fortas et Chevalier, 1988; Diez et al.,2002.

T. arenaria Angleterre Hawker, 1953 in Mohamed-Benkada, 1999.

Mattirolomyces terfezioidesHongrieSerbie

Kiraly et Bratek, 1992; Bratek et al., 1996; Díez et al., 2002;Ljiljana et al., 2004; Ferdman et al., 2005; Kovács et al., 2001,2002, 2003, 2007.

Balsamia vulgaris Pologne Percudani et al., 1999.

Mattirolomycesterfezioides, Balsamiavulgaris

GrèceChevalier et al., 2004; Diamandis et Perlerou, 2008; Kaounaset al., 2011.

T. nivea, Mattirolomyces terfezioide, T.arenaria, T. claveryi, T. boudieri,T. leptoderma, T. olbiensis

ItalieBratek et al., 1996; Percudani et al., 1999; Chevalier et al.,2004; Kovács et al., 2001, 2002, 2007.

Am

ériq

ue

Imaia gigantea (ex Terfezia gigantea),Stouffera longii (ex Terfezia longii,)Temperantia tiffanyae (ex Mattirolomycestiffanyae, ) Mattirolomyces spinosus(ex Terfezia spinosa), T. obligospemaMattirolomyces mexicanus

Etats-UnisMexique

Gilkey, 1939 in Mohamed-Benkada, 1999; Gilkey, 1947 inFortas, 1990; Trappe et Sundberg, 1977; Trappe, 1979; Healy,2003; Kovács et al., 2008, 2011 a; Healy et Kovács, 2010.

Stouffera longii (ex Terfezia longii) Argentine Kovács et al., 2011 a.

Aus

tral

ie Elderia arenivaga, Horakiella watarrkanaMattirolomyces mulpu, Mycoclelandiaarenacea, Mycoclelandia bulundari,Reddellomyces westraliensis, Uluruanonparaphysata

Désert del’Australie

centraleTrappe et al., 2008 a, 2010 a.


9

Les truffes du genre Tuber se développent sur des sols calcaires très variés relativement

humifères ou secs bien aérés à 7,5 <pH < 8,5 (Callot, 1999; Ricard et al., 2003; Pomarico et al.,

2007; Ławrynowicz, 2009). Contrairement au Tuber, la majorité des truffes du désert colonisent

des terres sablonneuses bien aérées, pauvres en phosphore à pH basique, acide ou presque neutre

(Fortas et Chevalier, 1992 b; Kiraley et Bratek, 1992; Taylor et al., 1995; Diez et al., 2002;

Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008; Morte et al., 2008, 2009; Kovacs et al., 2011 a).

En effet, les terfez d’Algérie (genres Terfezia et Tirmania) se développent dans des régions

semi-arides et arides sur un sol sablonneux ou sablo-argilo-limoneux à dominance d’argile et dulimon (genre Picoa), calcaire, relativement pauvre en matières organiques, riche en magnésium,

bien pourvu en potassium, pauvre en phospore, à pH alcalin (Fortas, 1990, 2004; Aibeche, 2008;

Zitouni, 2010; Mokaddem, 2013; Aroui, 2013; Bendahou, 2013; Roukbi, 2013).

De nombreux travaux ont montré que les terfez de Hongrie, Botswana, Maroc, Arabie

Saoudite, Koweit (genres Mattirolomyces, Kalaharituber, Terfezia et Tirmania) préfèrent des sols

sablonneux et ceux de Libye et Tunisie des sols sablonneux limoneux (Awameh et Alsheikh, 1979

a; Hussain et Al-Ruqaie, 1999; in Tadja, 1996; Khabar, 2002; Slama et Neffati, 2004; Slama,

2009; Kovács et al., 2007).

Certaines espèces de terfez se développent dans des terrains gypseux, gypseux graveleux ou

gypseux-salins comme Tirmania nivea, Terfezia boudieri et Picoa lefebvrei au Koweit, en

Tunisie et en Espagne (Alsheikh et Trappe, 1983 b; Moreno et al., 2000; Morte et al., 2009;

Slama et al., 2010; 2012).

Les sols calcaires ou même très calcaires sont favorables au développement des truffes des

sable tels que Kalaharituber pfeilii en Afrique du Sud (Taylor et al., 1995); Tirmania pinoyi et T.

nivea en Syrie et au Koweit (Alsheikh et Trappe, 1983 a) ainsi que Terfezia claveryi, Picoa

juniperi et P. lefebvrei en Espagne et au Maroc (Khabar et al., 2002; Morte et al., 2000, 2009).

Des sols acides favorisent aussi le développement de Terfezia arenaria et T. leptoderma en Italie

(Sardaigne) (Janex-Favre et al., 1988) et au Maroc (Khabar, 2002; Chevalier et al., 2010).

1.4.2. La pluviométrie:

Les conditions climatiques ont toujours eu une très grande importance en agriculture: elles

règlent non seulement la quantité de la production mais aussi sa qualité (Callot, 1999; Moussu et

Lauriac, 2008).

En ce qui concerne les terfez, la température (chaleur) intervient dans le développement de

ce champignon (Hussain et Al-Ruqaie, 1999) mais c’est surtout la pluviométrie en particulier, la

quantité des pluies et leur répartition au cours de l’année ainsi que les orages (Feeney, 2003;

Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008; Morte et al., 2008, 2009; Fortas, 2009). Ces champignons se


10

développent sous des climats tropicaux et tempérés humides à été chaud ou sous des climats

méditerranéens semi-arides et arides (Trappe et al., 2008 a et b; Morte et al., 2000, 2008, 2009,

2010; Slama et al., 2010; Fortas, 2011 a) (Fig. 1).

L’influence des précipitations sur la production des terfez a fait l’objet de nombreux travaux

(Awameh et Alsheikh, 1980 a; Khabar, 2002; Morte et al., 2008; Fortas, 2009). Selon Morte et al.

(2008, 2009), les truffes du désert exigent une pluviométrie annuelle de 50 à 380 mm; elle est 70 à

120 mm dans les pays d'Afrique du Nord et de 100 à 350 mm dans les pays du Sud d'Europe.

Au Maghreb, les terfez d’Algérie se développent sous des climats chauds et exigent des

hivers et des printemps pluvieux, leur maturité n’est obtenue qu’à la suite des pluies orageuses de

printemps, suivies d’une période de sécheresse (Fortas, 2009). Tadja (1996) a ajouté que des

précipitations annuelles de l’ordre de 40-50 mm en Octobre et surtout en Novembre s’avèrent

positives pour leur développement et une quantité de pluies de 5 à 15 mm en Mars suivie d’une

période de sécheresse en Avril assure un bon calibre des ascocarpes et une bonne récolte de ces

champignons (Tadja, 1996; Fortas, 2004).

Les terfez du littoral algérien se développent à des températures de 15 à 22,5°C et une

pluviométrie de 26 à 117 mm en Mars et en Mai puis entre Septembre et Février (Aibeche, 2008).

Ceux de la steppe centrale algérienne exigent une température de 11 à 19°C et une pluviométrie

d’environ 340 mm bien distribuée de Septembre à Avril (40 à 75 mm en Septembre et surtout

Octobre) elle diminue ensuite de Décembre à Février puis augmente de Mars à Mai (précipitations

orageuses) pendant la période de maturation des ascocarpes (Zitouni, 2010). Quant aux terfez des

régions sahariennes d’Algérie, ils exigent des températures de 15 à 20°C, des précipitations (≈

80 à 160mm) bien réparties au cours de l’année (sutout mi-septembre, octobre,) suivies par des

périodes de sécheresse qui s’étalent du mois de Février à Mars jusqu’au mois d’Août (Aroui,

2013; Bendahou, 2013; Mokaddem, 2013; Roukbi, 2013).

Les terfez du Maroc exigent une température moyenne de 12.6 à 24 °C et des précipitations

de l’ordre de 240 mm en Novembre, Décembre et Janvier (Khabar, 2002). Ceux de Tunisie

méridionale exigent une pluviométrie de 180 mm à 186 mm surtout en Octobre et Novembre pour

l’hydratation et la germination des spores et des pluies en Janvier et Février pour la fructification

du champignon. Toutefois ces précipitations ne doivent pas dépasser certaines limites ou

descendre au dessous de certains seuils, avec une moyenne de température de 19,9°C (Slama et

Neffati, 2004; Slama, 2009; Sbissi et al., 2010; Slama et al., 2012). En effet, des précipitations

excessives ou mal réparties peuvent pourrir les spores et perturber le cycle biologique des terfez

(Khabar et al., 2001; Feeney, 2003).


11

Au Proche et Moyen Orient, le développement des terfez exige des précipitations de 200 mm

à Bahreïn (Mandeel et Al-Laith, 2007), de 180 mm (d’Octobre à Mars) au Koweit pour la

germination des ascospores et la maturation des ascocarpes (Alsheikh et Trappe, 1983 a), de 70 à

120 mm en Egypte (El-Kholi et Ali, 1991) et plus faibles au Qatar de 47 à 84 mm en Novembre-

Décembre et Février (Moubasher, 1995).

1.4.3. Partenaires végétaux des terfez:

Dans la nature, la plupart des terfez vivent en symbiose avec des plantes herbacées ou

arbustives de la famille des Cistaceae appartenant aux genres Helianthemum et Cistus (Fortas,

1990; 2011a et b; Khabar, 2002; Slama et al., 2006, 2010; Morte et al., 2008, 2009; Fortas et

Zitouni, 2010; Kovacs et al., 2011 a). Ces plantes sont présentées dans le tableau 2.

De nombreuses espèces végétales arborescentes ou arbustives sont également susceptibles

d’être mycorhizées par les truffes du désert ou ont été signalées à proximité de ces champignons(Tableau 2). Ces espèces végétales appartenant à diverses familles de plantes: Pinaceae (Pinus

sp.), Fagaceae (Quercus sp.), Fabaceae (Robinia sp., Acacia sp., Cassia sp., Enterolobium sp.),

Cyperaceae (Kobresia sp.), Grossulariaceae (Ribes sp.), Cucurbitaceae (Citrullus sp.), Poaceae

(Eragrostis sp.), Myrtaceae (Eucalyptus sp.) et même des Asteraceae (Artemisia sp.),

Cupressaceae (Juniperus sp.) et Moraceae (Ficus sp.) (Chevalier et al., 1984; Khabar et al., 2001;

Taylor et al., 1995; Ammarellou et Saremi, 2008; Slama, 2009; Moreno et al., 2000; Kagan-Zur et

Roth-Bejerano, 2008; Trappe et al., 2008 a; Kovacs et al., 2011 a).

1.5. Position taxonomique des Tirmania :

La truffe est un ascomycète hypogé (souterrain) à ascospores enfermées dans des asques

(sacs) (Fig. 3). La classification de ces champignons était traditionnellement basée sur des critères

morphologiques et plusieurs clés de détermination ont été proposées à partir des observations

macro-et microscopiques des ascocarpes, des mycorhizes ou selon les caractères organoleptiques

et des groupements volatils (Callot, 1999; Diez et al., 2002; Ferdman et al., 2005; Laessoe et

Hansen, 2007; in Ammarellou et al., 2011).

La classification des truffes du désert a longtemps été remaniée. Les terfez étaient classés

parmi les Tubéracées à côté du genre Tuber puis transférés dans la famille des Terfeziaceae

(Trappe, 1979). Actuellement, leur classification est complètement modifiée grâce aux techniques

d’analyse moléculaire (PCR-RFLP, PCR- RADP, analyse des séquences ITS de l’ADNr, analyse

des séquences 8S, 18S, 28S de l’ADNr) qui ont mis en évidence la diversité génétique au sein des

genres et espèces des terfez (classiquement identifiés sur des bases morphologiques).


12

Ainsi, la famille des Terfeziaceae a été abandonnée et plusieurs genres qui étaient classés

dans cette famille ont été transférés dans celle des Pézizacées (Pézizales) (Kagan-zur et al., 1999;

Percudani et al., 1999; Diez et al., 2002; Hansen et Pfister, 2006; Laessoe et Hansen, 2007;

Trappe et al., 2010 a; Kovacs et al., 2011 b). Les genres Picoa et Balsamia sont respectivement

classés dans la famille des Pyronemataceae et Helvellaceae (Laessoe et Hansen, 2007; Sbissi et

al., 2010).

Dans cette classification phylogénétique, l’ordre des Pézizales regroupe sept familles:

Pezizaceae, Pyronemataceae, Carbomycetaceae, Tuberaceae, Morchellaceae; Glaziellaceae;

Helvellaceae (Laessoe et Hansen, 2007) (Fig. 4).

Le genre Tirmania a été crée par Chatin (1892) en l’honneur de M. Tirman, gouverneur en

Algérie pendant la colonisation qui lui avait envoyé des échantillons de terfez du sud algérien; il

est communément appelé « terfez blanc ». Actuellement, ce genre appartient à la famille des

Pezizaceae où il est représenté par deux espèces seulement Tirmania pinoyi et Tirmania nivea

(Laessoe et Hansen, 2007) (Fig. 4).

Le mot nivea du latin « niveus » signifie blanc neigeux (couleur de la glèbe et du péridium),

tandis que le mot pinoyi est donné en l’honneur de E. Pinoy ancien collègue de Maire (Alsheikh et

Trappe, 1983 a).

Le genre Tirmania et ses deux espèces ont eu diverses appellations (in Moreno et al., 2000;

in Khabar, 2002):

Tirmania nivea (Desf. : Fr.) Trappe, (1971) = Terfezia africana (Chatin), (1937)Maire et Werner = Tuber niveum Desf., (1823) = Tirmania cambonii Chatin, (1892)= Tirmania ovalispora (Pat.) Pat., (1892) = Tirmania africana Chatin, (1892) =Terfezia ovalispora Pat., (1890).

Tirmania pinoyi (Maire) Malençon, 1973 = Tirmania pinoyi (Maire), 1906.

Le genre Tirmania se différencie du genre Terfezia par des caractères morphologiques et

histochimiques: il possède des ascospores sphériques (T. pinoyi) ou ovoïdes (T. nivea) lisses et

toujours hyalines, tandis que le genre Terfezia a des ascospores sphériques et ornementées; les

Tirmania diffèrent à la fois des Terfezia et des Tuber. Trappe (1979) a également mis en évidence

que, contrairement au genre Terfezia, le genre Tirmania se caractérise par une réaction positive au

réactif de Melzer (asques devenant bleus par suite de la présence d’amidon dans les parois). SelonDiez et al (2002), les deux genres Terfezia et Tirmania ont la même origine monophylétique.


14

Tableau 2: Diversité des espèces de plantes hôtes naturelles des terfez dans le monde.

Terfez Plante hôte naturelle Pays RéférencesFamille Genre et espèce

T. nivea, T. pinoyi

T. arenaria, T. boudieriT. claveryi,T.leptoderma

Cistaceae

PinaceaeFagaceaeCyperaceae

-Helianthemum lippii, H. sessiliflorum, H. ledifolium, H.salicifolium, H. guttatum, H. hirtum, H. lippii var sessiliflorum, ,H. almeriense, H. paniculatum, H. apertum, H. macrosepalum, H.canariense, H. aegyptiacum, H. squamatum, H. kahiricum.

-Cistus salviaefolius, C.monspeliensis, C.alvifolius; C.ladanifer.

-Tuberaria variabilis.

-Pinus halepensis, Pinus radiata- Quercus ilex- Kobresia bellardii

Algérie,Maroc, Tunisie,Koweït, Arabie

Saoudite,Émirats arabes

unis (EAU),Israël, Iran,

Turquie,Espagne,France,

Portugal, Italie

Calonge et al., 1977; Awameh et Alsheikh, 1979 a, 1980 a;Alsheikh et Trappe, 1983 a; Janex- Favre et al., 1988;(Tichomirow, 1896; Rayss, 1959; Alvarez et al., 1993 in Maia etal., 1996); Fortas, 1990, 2011b; Roth-Bejerano et al., 1990;Bokhary et Parvez, 1992; Chellal, 1995; Maia et al., 1996; Gücinet Dülger, 1997; Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Khabar et al., 2001;Khabar, 2002; Diez et al., 2002; Gutierrez et al., 2003; Neffati etal., 2004; Pérez-Gilabert et al., 2004, 2005; Ammarellou et al.,2007; Ammarellou et Saremi, 2008; Morte et al., 2008; Bradai etBissati, 2010; Barseghyan et Wasser, 2010; Sbissi et al., 2010,2011; Slama et al., 2004, 2006, 2010, 2012; Navarro-Ródenas etal., 2011, 2012; Akyüz et al., 2012.

Terfezia alsheikhiiCistaceaePinaceae

Helianthemum salicifolium, Tuberaria lignosaPinus sylvestris

Espagne Kovács et al., 2011 b

Mattirolomycesterfezioides

FabaceaeGrossulariaceae

Robinia pseudoacacia, Acacia cyanophyllaRibes rubrum

Hongrie,Serbie, Tunisie

Kovács et al., 2001, 2003; Diez et al., 2002; Kiraly et Bratek,1992; Ljiljana et al., 2004; Slama, 2009.

Picoa lefebvrei, P.juniperi

Cistaceae

Fagaceae

Helianthemum lippii, H. sessiliflorum, H. almeriense, H.hirtum, H. squamatum, H. kahiricum, H. nummularium, H.apertum, H. guttatum.

Quercus ilex

Algérie,Maroc, Tunisie,

Iran, Arabiesaoudite, Israël,

Espagne,France

Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Moreno et al., 2000; Gutierrez et al.,2003; Neffati et al., 2004; Khabar et al., 2001; Khabar, 2002,2011; Zitouni, 2010; Fortas, 2011b; Ammarellou et al., 2011;Slama et al., 2004, 2006, 2010, 2012.

Balsamia vulgarisCistaceaePinaceaeFagaceae

Cistus creticus; Cistus. albidusPinus halepensisQuercus pubescens, Quercus coccifera, Quercus ithaburensis.

Grèce,Espagne

in Maia et al., 1996; Diamandis et Perlerou, 2008; Kaounas et al.,2011.

Delastria rosea Pinaceae Pinus pinaster var.atlantica. Maroc Khabar et al., 2001; Khabar, 2002, 2011; Abourouh, 2011.

Kalaharituber pfeiliiFabaceaeCucurbitaceae

Acacia melifera, Acacia sp.Citrullus vulgaris.

Désert duKalahari

Kiraly et Bratek, 1992 ; Taylor et al., 1995; Kagan-Zur et al.,1999 ; Ferdman et al., 2005 ; Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008 .

Mattirolomyces spinosusMattirolomycesmexicanusStouffera longii

MoraceaeFabaceaeFagaceaeAsteraceaeCupressaceae

Ficus spEnterolobium cyclocarpum, Acacia sp.Quercus spp.Artemisia sp.Juniperus spp.

USA,Mexique,Argentine

Kovacs et al., 2011 a.

Mycoclelandia arenaceaUlurua nonparaphysataMattirolomyces mulpuReddellomyces westraliensis

FabaceaePoaceaeMyrtaceae

Acacia aneura, Acacia ligulata, Cassia spp.Eragrostis sp.Eucalyptus microtheca

Désert del’Australie Trappe et al., 2008 a.


15

1.6. Caractéristiques morphologiques des terfez:

Les ascocarpes ou ascomes du terfez (corps fructifères) mesurent, selon le genre et l’espèce

2 à 8 cm de diamètre (Fig. 5 A) et leur poids varie de 5g (Slama et al., 2006; Slama, 2009) à 1 kg

chez les Tirmania (Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Pegler, 2002, Trappe et al., 2008 a) et parfois

plus (Fig. 5 B).

Ils contiennent une masse interne ou gléba (chair) protégée extérieurement par le péridium

dont la couleur varie selon le genre et la nature du sol truffier allant du blanc, brun marron

jusqu’au noir (Fortas, 1990; Trappe et al., 2010). Selon Jamali et Banihashemi (2012 b) les

Tirmania d’Iran sont plus fréquents dans des sols riches en CaCO3 que les Terfezia et Picoa.

A la surface du péridium des Tirmania, on observe parfois des cristaux de carbonate de

calcium (CaCO3) formant des petites plaques brillantes. Les nomades algériens de la Wilaya de

Béchar donnent le nom de « bribri » aux Tirmania formant cette cristallisation.

Ces cristallisations ont aussi été signalées à la surface du péridium chez les Tuber (Boumaza

et al., 2001; Ricard et al., 2003). Selon ces auteurs, la périphérie immédiate de l’ascocarpe

s’enrichit en éléments minéraux échangeables (Ca+2, Mg+2, K+2, Na+) et des cristallisations de

carbonate de calcium (CaCO3) se forment à la surface du péridium, en prenant l’aspect de petites

plaques calcaires. Ce phénomène ainsi que d’autres protègent progressivement l’ascocarpe de la

dessication et lui donne une excellente résistance à la sécheresse.

La gléba (chair) est blanchâtre ou colorée et peut devenir marbrée en rose comme chez

Terfezia arenaria. Elles est spongieuse à solide comprenant deux structures bien distinctes des

ilots fertiles arrondis en forme de nodules et des veines stériles dessinant un réseau (Janex-Favre

et al., 1988; Aibeche 2008). Une coupe de la chair révèle à maturité, la présence de « marbrures »

ou lignes sinueuses blanches ou roses appelées « veines aérifères» ou « veines stériles » elles

contiennent jamais de spores et leur dessin est variable selon les espèces (Khabar, 2002; Moreno

et al., 2000).

La partie fertile contient des asques qui renferment cinq à huit ascospores. Les asques sont

globuleux ou subglobuleux ovoïdes à ellipsoïdes de taille variable et les ascospores sont

sphériques ou ovoïdes à paroi lisse chez Tirmania et Picoa ou ornementée chez les Terfezia

(Alsheikh et Trappe, 1983 a; Fortas et Chevalier, 1992 a; Zitouni, 2010; Dib, 2012) (Tableau

3).


16

Embranchement: Septomycètes

Classe: Euascomycètes

Sous-classe: DiscomycètesOrdre: Tubérales (Korf, 1973)

Elaphomycetaceae

Geneaceae

Terfeciaceae

Tuberaceae

Elaphomyces

CarbomycesDelastriaMukagomycesParadoxaPicoaTerfezia

Barssia,Balsamia,CaulocarpaChoiromyces,Elderia,FischerulaLespiaultiniaTuber…….

Genea,HydnocystisPetchiomyces

Ordre : Pézizales

Selon Trappe, (1979) Selon Laessoe et Hansen, (2007)

Terfeziaceae

Helvellaceae

Balsamiaceae

Tuberaceae

Carbomycetaceae

Geneaceae

Pyronemataceae

Pezizaceae

GlaziellaceaeChoiromyces, Delastria,Hydnobolites,Pachyphloeus, Terfezia

Hydnotrya, Dingleya,Fischerula

Balsamia, Barssia,Picoa

Paradoxa, Tuber

Geopora cooperi,Hydnocystis,Labyrinthomyces…..Genea, Genabea

Carbomyces

Amylascus, Mycoclelandi,Hydnotryopsis, Peziza spp.

Glaziella

Balsamia, Barssia, Helvellaastieri

Gymnohydnotrya, Hydnotrya,Leucangium……

Choiromyces, Labyrinthomyces,Reddelomyces, Tuber….

Picoa, Sphaerosoma,Genabea…..

Carbomyces

Amylascus, Cazia, Eremiomyces,Hydnobolites, Hydnotryopsis,Kalaharituber, Mattirolomyces,Mycoclelandia, Pachyphloeus,Peziza spp, Ruhlandiella,Sphaerozone, Terfezia.

Sous-embranchement : Ascomycètes.

Helvellaceae

Morchellaceae

Tuberaceae

Pezizaceae

Carbomycetaceae

Pyronemataceae

T. nivea

Tirmania

T. pinoyi

TirmaniaTirmania

T. nivea

T. pinoyi

T. nivea

T. pinoyi

Fig. 4: Position taxonomique du genre Tirmania dans les classificationsancienne et actuelle des Pézizales.


17

Tableau 3: Caractéristiques morphologiques de Tirmania pinoyi et T. nivea (Alsheikh etTrappe, 1983 a; Fortas, 1990; Moreno et al., 2000; Khabar, 2002; Slama et al., 2006; Kagan-Zuret Roth-Bejerano, 2008; Dib-Bellahouel et Fortas, 2011; Jamali et Banihashemi, 2012 b; Dib,2012).

Caractéristiques macroscopiques Tirmania Caractéristiques microscopiques

Ascocarpe: 3< diamètre < 8 cmMaturité: Mars à AvrilPéridium: Subglobuleux lobé decouleur blanc cassé à marron clair decouleur cannelleGléba: spongieuse de couleur peurosée homogène à marbréeOdeur: moyennement intenseComestibilité: comestible crue oucuite

Asque: Asque pédonculé, arrondi ausommet et mesurant 70-100 x 40-55µm

Ascospores : 6 à 8 par asque,sphériques, globuleuses, à contoursfinement chagrinés-réticulés; ellesmesurent 16 à 24µm

Ascocarpe: 10 < diamètre < 20 cmMaturité: Mars à Avril.Péridium: subglobuleux à ovoïde decouleur blanchâtre à pale.Gléba: solide, blanc cassé, blanche àjaune pâle, avec plusieurs veinesstériles,Odeur: adorableComestibilté: très commestible, àgoût agréable, comme le painfraîchement sorti du four

Asque: ovoïde à piriforme;largement claviformeou claviforme à base courte,mesurant 60-80 x 30-50µm.

Ascospores: 4 à 8 par asque,ovoides ou elliptiques hyalinescontenant un globule lipidique,membrane peu épaisse et paroilisse Elles mesurent 16-18 x 12,5-14 µm.

BA

Fig. 5: Taille des ascocarpes de terfez.A: Différents calibres (mm) des ascomes de Terfezia sp. (Anonyme 2, 2009).B: un énorme ascome de Tirmania nivea (Anonyme 6, 2010).

Ascome

Ascospore

T. pinoyi

T. nivea

Ascome

Ascopore


18

1.7. Cycle biologique des terfez:

La reproduction des terfez est complexe et les hypothèses sur certaines étapes proposées par

divers auteurs restent encore obscures et suscitent de nombreuses interrogations (Fortas et

Chevalier, 1992 a; Kagan-Zur et al., 2008). Le cycle de développement des terfez est étroitement

lié au développement de sa plante hôte puisque le terfez est le fruit de l’adéquation entre la vie dela plante et le développement de la mycorhize (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 b; Kagan-

Zur et al., 2008, Fortas, 2011 a).

Le cycle débute par la dispersion des ascospores par des moyens physiques (vent de sable,

pluie…) sur de long parcours vers d’autres sites et ce qui favorise la levée de dormance des sporesavant leur germination (Fortas et Chevalier, 1992 a; Awameh et Alsheikh, 1980 a; Ammarellou et

al., 2011). Quelques insectes (liodés adultes) et animaux (chèvres, lièvres, chameaux..) attirés par

l’odeur intense des ascocarpes participent également à la dispersion des spores (Fortas, 1990;Ammarellou et Saremi, 2008; Trappe et al., 2008 a).

La germination de l’ascospore commence lorsque les conditions climatiques sont favorables(température et pluviométrie) en donnant naissance à un tube germinatif qui développe des

filaments homocaryotiques. Le mycélium dérivant des tubes germinatifs de deux ascospores

pourrait avoir deux destinées distinctes (Kagan-Zur et al., 2008):

-Voie végétative: les filaments homocaryotiques s’étendent dans le sol, ils sont susceptiblesd'infecter les radicelles du symbiote en établissant des mycorhizes. Ces hyphes se ramifient et

divergent dans toutes les directions par plasmogamie en induisant des changements

morphologiques à la racine et pertubent sa physiologie. Ces modifications développent des

primordiums.

-Voie sexuée: Un filament se développe, se ramifie et forme un mycélium primaire. Pour qu'il y

ait reproduction sexuée, il faut qu'un mycélium primaire rencontre un autre mycélium primaire

pour former un mycélium secondaire hétérocaryotique, celui-ci entre en contact avec des racines

de la plante hôte (hélianthème ou autre cistacée) et développe des mycorhizes. L’initiationfructifère débute par la formation du primordium à proximité des racines, chaque peloton évolue

en ascome terfezien qui produit à sa base, à partir d’agrégats d’hyphes lâches présents dans le sol,un pédicule de 2 à 15 cm (Bouchareb, 1994; Kovacs et al ., 2007).

A maturité, les ascocarpes soulèvent la surface de la terre qui se craquèle parfois ils émergent

de leur gîte quand ils sont volumineux surtout les Tirmania (Loizides et al., 2011) (Fig. 6).

Dans les conditions naturelles, les liens précis qu’entretiennent les formes végétatives avec laforme de reproduction sexuée ainsi que l’origine précise du mycélium générateur des jeunesfructifications ne sont pas exactement connus. Après sa formation, le primordium poursuit sa

croissance et sa maturation jusqu'à la période de récolte des ascocarpes. Selon Navarro-Ródenas et

al (2009), l’ascocarpe de Terfezia claveryi, à certains stades de son développement, peut devenir

autonome et indépendant sur le plan nutritionnel de la mycorhization établie avec sa plante- hôte.


19

1.8. Ennemies des truffes:

Les animaux prédateurs des truffes sont attirés par leurs odeurs. Les lapins, les lièvres, les

moutons, wallabies, bilbies, camelins, ovins et caprins... sont de redoutables mycophagistes des

truffes du désert. Ils font parfois des dégâts importants qui les rendent ni consommables, ni

vendables, mais elles participent à la dispersion des spores (Trappe et al., 2008 a).

Certaines espèces de mouches et les liodés ayant un sens olfactif très développé sont très

fréquentes dans les sols truffiers soit au stade de larve, soit au stade adulte. Une truffe de 50 g

peut être complètement consommée en une journée par un liodé. Ce dernier a les mêmes effets

(Trappe et al., 2008 a) sur les truffes du désert notamment Picoa juniperi (Vittadini, 1831 in

Laboulbène, 1864).

Une étude réalisée sur un ascocarpe en décomposition de Terfezia boudieri de Tunisie

montre un développement massif d’une mouche coléoptère ravageur connue sous le nom « Suilla

gigantea ». Cet insecte se développe en phase larvaire à l’intérieur du corps fructifère où il achèvesa croissance puis confectionne une logette dans laquelle il va se nymphoser. Il peut aussi attaquer

les terfez sains et entiers (Slama, 2009).

La quantité importante d’eau dans les ascocarpes frais favorise souvent le développementd’autres espèces fongiques sur leur partie externe. Des prospections effectuées dans des forêts du

Portugal ont montré la présence de deux champignons microscopiques provoquant des pourritures

molles à la surface des ascomes de Terfezia arenaria; un des deux champignons non identifié se

développe superficiellement sans y pénétrer à l’intérieur et libère un arome très agréablesemblable à la noix de coco ce qui améliore les qualités organoleptiques des ascomes (Fig. 7 A).

Tandis que l’autre champignon évolue du péridium vers l’intérieur, envahit la gléba en entrainant

l’apparition des taches noirâtres sur la partie externe des ascomes ce qui les rend nonconsommables (Fig. 7 B), (Anonyme 2, 2009).

A

Fig. 6: Récolte des ascocarpes de terfez (Anonyme 7, 2011; Anonyme 8; Loizides et al., 2011).A: gîtes de terfez montrant le soulèvement et craquèlement du sol.B: Ascocarpes de Tirmania sp. dégagés de leur gîte.C: Ascocarpe volumineux de Tirmania nivea émergeant de son gîte dans un site à terfez à Ghardaia.

B


20

1.9. Cultures mycéliennes des terfez:

La culture pure du mycélium des truffes est difficile à réaliser. De nombreux travaux ont été

effectués pour provoquer la germination des ascospores et cultiver du mycélium mais les résultats

révèlent que la germination des ascospores nécessite l’intervention d’un ou plusieurs facteurs dontla nature demeure encore indéterminée. Il est possible que les petits mammifères, les insectes, la

flore microbienne du sol y jouent un rôle important (Ricard et al., 2003; Murat et al., 2008;

Fortas, 2011 a).

Différentes méthodes d’isolement du mycélium et d’obtention de cultures mycéliennes deTuber melanosporum ont été rapportées dans la littérature et de nombreux traitements spécifiques

(mécanique, thermique, chimique) ont été utilisés pour lever la dormance des ascospores de T.

melanosporum (Chevalier, 1972; Grente et al., 1972; Rouquerol et Payre, 1974-1975; Iotti et al.,

2002).

En ce qui concerne les terfez, les cultures mycéliennes ont été obtenues pour la première fois,

par Awameh et Alsheikh (1979 b, 1980 a et b), à partir de la germination des ascospores de quatre

terfez du Koweit (T. boudieri, T. claveryi, T. pinoyi et T. nivea) sur le milieu K.I.S.R additionné

d’antibiotique (mis au point par le Koweït Institute for Scientific Research). Ce milieu est

préconisé par ces chercheurs comme milieu d’isolement, de conservation et de multiplication desespèces de terfez; sa composition chimique fait l’objet d’une protection.

Plus tard, Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a) ont aussi obtenu les cultures

mycéliennes à partir de la germination des ascospores de trois espèces de terfez d’Algérie: T.

arenaria, T. claveryi et T. pinoyi. Leur étude a montré que la germination des ascospores de terfez

est possible sur différents milieux de culture pour champignons mycorhiziens mais sans

antibiotiques; elle est difficile (à cause de la dormance des ascospores) mais n’exige toutefois pasde traitement spécifique contrairement à celle des ascospores de T. melanosporum dans les

conditions de milieu identique.

A B

Fig. 7: Attaque des ascomes de Terfezia arenaria par deux espèces fongiques (Anonyme 2, 2009).A:développement superficiel d’une espèce fongique sur des ascomes.B: Infection fongique profonde des ascomes modifiant leur aspect externe


21

1.10. Valeur alimentaire et propriétés thérapeutiques :

Les terfez sont consommés depuis trois milles ans (in Chang et Hayes, 1978; Morte et al.,

2008; Trappe et al., 2008 a). Ils sont une excellente source nutritionnelle avec un goût spécifique

(Al Delaimy, 1977; Hussan et Al-Ruqaie, 1999; Morte et al., 2009) et sont habituellement utilisés

dans les préparations culinaires par les originaires du Sahara comme substituant de la viande dans

leur régime (Omer, 1994). Au Maroc par exemple, ils sont incorporés dans des tajines (in Khabar

et al., 2010) et au Koweit, ils sont bouillis dans du lait de chamelle ou de vache ou rôtis dans du

beurre fondu. Des gourmets occidentaux les préparent aussi comme crème dessert (Feeney, 2003).

Les ascocarpes frais contiennent 78 à 81 % d’eau (in Wang et Marcone, 2011). Ils

constituent une bonne source de protéines, vitamines et minéraux (Bokhary et Parvez, 1993;

Ammarelou, 2007; Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008) et aucun composé toxique n’a été détecté

chez les terfez (Ahmed-Ashour et al., 1981).

Ils contiennent 16% protéines (en poids sec total), 28% de glucides, 4% de fibres, 2% de

matières grasses et aussi des minéraux tels que le phosphore, le sodium, le calcium et le

potassium. Cependant, la valeur nutritive varie selon l’espèce, l'âge, la région, le type de sol et les

facteurs climatiques (Sawaya et al., 1985; Bokhary et et Parvez, 1993; Hussan et Al Ruqai, 1999;

Dabbour et Takruri, 2002; Murcia et al., 2003; Kagan-Zur et Roth-Bejenaro, 2008).

Dans les 20% de protéines, 85% seraient très digestibles par l’homme (Kagan-Zur et Roth-

Bejerano, 2008). Ils contiennent des acides aminés indispensables à l’homme (lysine, thréonine,leucine, phénylalanine, tryptophane, isoleucine, méthionine et valine) (in Hussain et Al-Ruqaie,

1999, in Wang et Marcone, 2011; Patel, 2012). 250g de terfez représenteraient 23 à 27% de la

consommation journalière recommandée en protéines (Morte et al., 2008). Certains auteurs

rapportent que leur teneur en protéines et en acides aminées serait comparable à celle des

protéines animales ce qui expliquerait leur consommation par les Bédouins comme substituant de

la viande (Alrawi et Aldin, 1979; Janakat et Nassar, 2010; Akyüz et al., 2012).

Les ascocarpes contiennent divers acides gras et des stérols (surtout le brassicastérol dont la

teneur est > 85% des stérols totaux) (Khabar, 2002; Khabar et al., 2004). Selon Aboud et Rouhm

(2008 in Dib, 2012), l’espèce de terfez brun est plus riche en lipides, en minéraux et plus pauvre

en vitamines C que celle du terfez blanc.

De nombreux composés volatils sont présents dans les ascocarpes: caryophyllène, aldéhydes,

cétones, esters, acides, alcanes, éthers, hétérocycles…(Omer et al., 1994; Chellal, 1995; Chellal et

Lukasova , 1995; Neggaz , 2010; Dib-Bellahouel et Fortas , 2011).

Outre leur valeur nutritionnelle, les terfez possèdent une activité antimicrobienne. Leurs

extraits sont efficaces contre le trachome (maladie de l'œil), la blépharite (inflammation cutanée

des paupières) et la conjonctivite (Mandeel et Al-Laith, 2007; in Kagan-Zur et Roth-Bejerano,

2008; Sbissi et al., 2008). Ils ont également d’autres activités: antivirale, antioxydante,


22

antimutagène, anticancérigène, hépatoprotectrice, anti-inflamatoire et immunostimulante

(Janakart et Nassar, 2010; in Al-laith et al., 2010; Patel, 2012).

Des tests antimicrobiens effectués avec des extraits de Terfezia sp. et de Tirmania sp. ont

révélé leurs effets antibactériens sur différentes espèces bactériennes (Staphylococcus aureus,

Bacillus subtilis, Peudomonas fluorescens, Salmonella typhi….) et antifongiques surtout surCandida albicans et rarement sur des champignons filamenteux (Chellal, 1995; Dennouni, 1996;

Mohamed-Benkada, 1999; Fortas et Bellahouel-Dib, 2007; Sbissi et al., 2008; Akyuz et al., 2010;

Neggez, 2010; Hamza et al., 2010; Dib-Bellahouel et Fortas, 2011; Neggaz et al., 2012; Dib,

2012; Neggaz et Fortas, 2013).

2. Généralités sur les mycorhizes:

2.1. Historique et définition:

L'existence et la nature de la symbiose mycorhizienne (Fortin et al., 2008) ont été mises en

lumière vers la fin du 19e siècle, en Allemagne, par Albert Bernhard Frank et plus tard en France

par Noel Bernard démontrant expérimentalement les relations étroites qui existent entre de

nombreuses essences forestières et une large gamme de champignons supérieurs de la forêt,

surtout des Basidiomycètes, ainsi que quelques Ascomycètes. A cette même époque, A.B. Hatch,

aux Etats-Unis, a mis en évidence le rôle incontestable des champignons ectomycorhiziens dans la

nutrition minérale des arbres forestiers. Il faut cependant attendre le milieu du 20e siècle pour

qu'en Angleterre, John-Laker Harley et son groupe démontrent les mécanismes physiologiques. A

la même époque et dans ce même pays, ce fut au tour de Barbara Mosse de mettre le rôle des

mycorhizes arbusculaires chez une majorité d'espèces végétales du monde, y inclus la presque

totalité des plantes agricoles (Fortin et al., 2008).

Au début des années 1970, on pouvait dire que les mycorhizes constituent un phénomène

fondamental et universel dans le monde vivant. Elles relèvent de l'association d’un organismephotosynthétique, soit une plante verte, et d'un champignon filamenteux; l'ensemble constitue une

autre forme de symbiose végétale (Frank, 1885; Trappe, 2005). D'origine greco-latine, le mot

mycorhize signifie champignon-racine (mukês = champignon, rhiza = racine). Ce rapport

bénéfique permet à la plante d’effectuer la photosynthèse et le champignon approvisionne le

couple en eau et en éléments minéraux à partir de ce substrat (Cooper et Tinker, 1978; Gilroy et

Jones, 2000; Read et al., 2004; Mendoza et al., 2005).

Cette colonisation des racines par les champignons protègent les plantes contre les agents

pathogènes (Borowicz, 2001), le stress salin dans les zones semi-arides et arides (Hildebrandt et

al., 2001; Garcia et Mendoza, 2008; Evelin et al., 2009; Al-Khaliel, 2010), les inondations

périodiques (Escudero et Mendoza, 2005) et à améliorer l'agrégation du sol (Rillig et Mummey,

2006).


23

La presque totalité des plantes vertes terrestres (90%) vivent en symbiose mycorhizienne

(Novero et al., 2008; Brundrett, 2009; Bellgard et Williams, 2011). Seuls des membres de

quelques familles en sont quelques fois dépourvues, par exemple, les crucifères et les

chénopodiacées (Kabir et al., 1996; Brundrett, 2009). Il s'agit donc là d'un phénomène

fondamental et universel chez les plantes vasculaires et les bryophytes (Read et al., 2000;

Kernaghan, 2005; Wang et Qiu, 2006), lequel existe depuis le tout début de la vie terrestre, il y

a plus de 450 millions d'années (Taylor et al., 1995, 2005; Bonfante et Selosse, 2010).

2.2. Classification des mycorhizes:

La biologie des mycorhizes est une fonction partielle de la grande diversité des champignons,

des plantes impliquées, et des différents types du sol où l'association bidirectionnelle interagit,

mais aussi par la variété morphologique de cette dernière (Bellgard et Williams, 2011).

La classification des mycorhizes a commencé avec Frank (1887) qui distinguait déjà deux

types morphologiques radicalement différents, les ectotrophiques et les endotrophiques (y compris

les mycorhizes éricoïdes et des orchidées). La classification remaniée par la suite en 12 sous-types

ectotrophiques (A jusqu'à L) et des mycorhizes endotrophiques (Dominik, 1956). Après un certain

débat sur le suffixe au lieu de trophiques, suggérant-cellulaire (Wilde et Lafond, 1967) et

mycorhizes (Peyronel et al., 1969), une nouvelle classification est proposée (Lewis, 1973)

utilisant les mots vésiculaire, arbusculaire, Ericacées, Orchidées relativent au endomycorhizes ce

qui est proche des types supérieurs adoptés beaucoup plus tard (Brundrett, 2004).

Selon Smith et Read (2008), les mycorhizes sont classées en sept types de rang taxonomique

égal: Arbusculaire (MA), Ectomycorhize (ECM), Ectendo (ECTEN), Arbutoïdes, Ericoïdes,

Monotropoïdes, et Orchidoïdes. Cependant, les MA se sont révélées être beaucoup plus

diversifiées dans les caractéristiques structurelles (Domínguez et Sérsic, 2004; Imhof, 2009), alors

que les distinctions entre les ecto, ectendo-, et les mycorhizes arbutoïdes sont légères (Brundrett,

2004; Smith et Read, 2008).

Selon Fortin et al (2008), on distingue par des critères morphologiques, structuraux et

physiologiques sept types de mycorhizes (Tableau 4):

-Endomycorhizes arbusculaires-Mycorhizes des Ericacées-Mycorhizes des Orchidées-Ectomycorhizes-Ectendomycorhizes-Arbutoïdes-Sebacinoïdes

Le symbiote fongique s’associe avec les racines de la plante-hôte et forme des structures

mycorhiziennes différentes selon le type de mycorhize, le champignon reste confiné dans le cortex

racinaire et ne franchit jamais la barrière endodermique. Les mycorhizes à arbuscules et des


24

ectomycorhizes sont les plus abondantes et répandues dans la nature (Novero et al., 2008; Allen et

al., 2003; Bellgard et Williams, 2011; Dib-Bellahouel et Fortas, 2011).

2.2.1. Endomycorhizes arbusculaires:

Elles sont présentent chez 90% des espèces végétales vasculaires terrestres actuelles, chez les

mousses et hépatiques (Harrier, 2001; Brundrett, 2002, 2009; Burni et al., 2009; Seddas et al.,

2009, Shabbir et al., 2011), chez les fougères, les lycopodes, plusieurs conifères et la majorité des

plantes à fleurs, mono et dicotylédones (Wang et Qiu, 2006; Rillig et Mummey, 2006; Bonfante et

Genre, 2008). Le terme arbusculaire (Dickson et al., 2007) réfère à une structure microscopique

unique (Fig. 8 B) que développent les champignons dans les cellules corticales des racines (Fig. 8

A). Les hyphes se développent dans le cortex racinaire où ils forment des arbuscules

intracellulaires (Fig. 9) qui sont le lieu de contact et d’échanges d’éléments entre les deux

partenaires (Vierheilig et al., 2005; Bonfante et Genre, 2008).

Le long de ce réseau mycélien se développant partout dans le sol, le champignon forme des

spores, parfois regroupées en grappes ou sporocarpes, destinées à propager et disséminer l'espèce

(Brundrett, 2009; Pringle et al., 2009). On observe des vésicules intercellulaires (Fig. 8 C) chez

certaines espèces, à parois épaisses, remplies de lipides. Ce sont des organes de stockage des

réserves et de propagation du champignon (Fortin et al., 2008).

La surface des mycéliums arbusculaires, sur un mètre carré d’un sol de prairie est estimé àenviron 90 m2 alors que dans un pot d’un litre où pousse un seul plan de poireau, le mycéliumpeut atteindre jusqu’à un kilomètre, envahissant les moindres interstices du substrat (Fortin et al.,

2008).

Les études morphologiques et phylogénétiques récentes ont permis de regrouper toutes les

espèces mycorhiziennes arbusculaires en un nouvel embranchement, les Glomeromycota (4

ordres, 10 familles, 15 genres et ≈200 espèces). Le tout est associé à environ 225 000 espèces

végétales terrestres (Schüßler et al., 2001; Redecker et Raab, 2006; in Shabbir et al., 2011). Le

nombre d’espèces fongiques décrites est passé de 219 espèces (Stockinger et al., 2010) à 231

espèces identifiées (in Shabbir et al., 2011).

Fig. 8: Structures caractéristiques des mycorhizes arbusculaires.(A): Mycélium intercellulaire et arbuscules intracellulaires (Peterson et al., 2004).(B): Arbuscule (Shabbir et al., 2011). (C): Vésicules intercellulaires (Peterson et al., 2004).


25

Tableau 4: Les différents types de mycorhizes (selon Fortin et al., 2008).

Types demycorhizes

Champignonsimpliqués

Plantes hôtes Structures fongiquesStructures de

l’hôteImpacts physiologiques

Arbusculaires (MA)

-ChampignonsmicroscopiquesGloméromycètes~ 200 espèces

-Bryophytes et plantesvasculaires : 70% desespèces actuelles

-Arbuscules et vésiculesintracellulaires-mycélium et sporesextraracinaires

-Peu dechangements -coloration jaune

-Apport en P, Zn-résistance à la sécheresse, auxmaladies, aux insectes, auxprofondes modifications demétabolisme

Ectomycorhizes(ECT)

-Champignonssupérieurs : milliersd’espèces deBasidiomycètes,Ascomycètes

Arbres gymnospermeset Angiospermes : 5%des espèces actuelles

Manchon, mycéliumintercellulaire, rhizomorphes,sclérotes, Ascomes, Basidiomes.Absence de pénétrationintracellulaire

Hypertrophiecorticale,ramificationsdichotomiques ouracémeuses

Accès accru aux minéraux,utilisation de l’azote organique,résistance aux maladies etnématodes, tolérance aux pHacides et aux métaux lourds

Ectendomycorhizes(ECTENDO)

-Quelques espècesDeutéromycètes-Ascomycètes

-Pins, rares-Helianthemum

Manchon mince, mycéliumintercellulaire, pénétrationintracellulaire

Hypertrophiecorticale,ramifications

idem

Arbutoïdes(MARB)

-Quelques espèces deBasidiomycètes

Ericacées : raresManchon mince; pénétrationintracellulaire; Basidiomes.

Hypertrophiecorticale

idem

Ericoïdes(ME)

-Quelques dizainesd’espècesAscomycètes

Ericacées : 5% desespèces actuelles

Mycélium intracellulaire,ascomata

Peu demodifications

Idem

Orchidoïdes(MO)

-Basidiomycètes etmycéliums stérilespeu connus

Orchidées : 10% desespèces actuelles

Mycélium intracellulairepelotonné ; Basidiomycètes

Peu demodifications

Souvent essentiel à lamorphogénèse, nutritionsaprophytique de la plante,protection contre les pathogènes

Sebacinoïdes-Piriformospora

-Quelques espèces deBasidiomycètes

Variées Mycélium intracellulairePeu demodifications

Peu connus


26

Dans l’état actuel des connaissances, la culture pure des CMA est impossible sans le

contact avec une plante vivante. Ce sont des symbiotes obligatoires. Cependant, pour

contourner cette difficulté l’isolement se fait à partir des cultures de racines, en boîtes de Pétri,au laboratoire et depuis peu à l'échelle industrielle (Fortin et al., 2008).

2.2.2. Mycorhizes des Ericacées:

Elles se rencontrent principalement chez la famille des Ericacées par exemple, les bleuets,

les myrtilles, les Rhododendrons et les azalées (Fortin et al., 2008). Leur racines sont très fines et

morphologiquement très simples, comportent généralement qu'une seule couche de cellules

qui constitue à la fois l'epiderme et le cortex (Read, 1996; Briggs et Ashford, 2001; Vohník

et Albrechtová, 2011). Chez ces mycorhizes, le champignon pénètre l'épiderme et forme des

pelotons mycéliens (Figs. 10 et 11). Le réseau dense des hyphes mycorhiziens est étendu

également dans le sol adjacent et aide la plante à obtenir des sels minéraux (principalement

l'eau, le phosphore et l'azote) (Novero et al., 2008).

Le diamètre des racines mycorhizées est ≤ 100 µm (Briggs et Ashford, 2001; Vohník et

Albrechtová, 2011). Les partenaires fongiques sont le plus souvent des Ascomycètes surtout

Hymenoscyphus et Oidiodendron (Read, 1996; Straker, 1996; Perotto et al., 1997; Read et al.,

2000; Johansson, 2001) qui se cultivent facilement au laboratoire (Fortin et al., 2008, Lin et

al., 2010).

Fig. 9: Comparaison schématique entre lesmycorhizes arbusculaires et lesectomycorhizes (Fortin et al., 2008).

Fig. 10: Mycorhizes à pelotons descellules racinaires d’Erica arboreacenvahie par le symbiote fongiqueéricoïdes (Maremmani et al., 2003).

Fig. 11: Représentation schématique desmycorhizes éricoïdes et des orchidées(Fortin et al., 2008).


27

2.2.3. Mycorhizes des Orchidées:

La famille des Orchidacées regroupe des milliers d'espèces (Mc Cormick et al., 2006;

Dearnaley, 2007), la plupart sont photosynthétiques, d’autres sont souterraines et ≈ 200 autres

espèces non chlorophylliennes mycohétérotrophes (Dearnaley, 2007; Merckx et al., 2009 ). Elles

forment des associations avec des champignons dans les premiers stades de leur développement

(Brundrett, 2004, Peterson et Massicotte, 2004; Dearnaley, 2007). Noel Bernard a été le premier

chercheur à travailler sur ces mycorhizes (in Selosse et al., 2011), et a isolé et identifié le

champignon Basidiomycète Rhizoctonia. D'autres genres ont depuis été isolés (Dodelin et Selosse,

2011).

Les champignons endomycorhiziens "à pelotons" d’orchidées (Figs. 12 A et B) sont les

partenaires indispensables des Orchidaceae qui sont toutes, à une phase de leur vie, dépendantes

d’une source externe de carbone (Motomura et al., 2010). L'infection par le champignon des

semences (extrêmement petites et presque dépourvues de réserves nutritives) est essentielle en

milieu naturel pour assurer leur germination et leur développement en plants (Selosse et al.,

2002), alors qu'à la phase adulte, d'autres champignons symbiotiques prennent la relève. Il

arrive que la symbiose demeure essentielle pour la jeune plante pendant une période et qu'elle

puisse s'en passer une fois à l'âge adulte (Dodelin et Selosse, 2011), contrairement aux espèces

non-chlorophyliennes qui sont ainsi dépendantes de leur symbionte pendant toute leur vie, c'est le

cas par exemple du Gastrodia elata.

Il a été démontré que diverses espèces de Tuber (truffes) sont également capables de former

des endomycorrhizes à pelotons lorsqu'ils sont associés avec quelques orchidées exemple du

genre Epipactis (Selosse et al., 2004; Ouanphanivanh et al., 2008).

Chez les mycorhizes éricoïdes, les racines n'ont qu'une ou deux rangées de cellules corticales

pouvant abriter des pelotons de mycéliums (Fig. 11) alors que chez les mycorhizes des orchidées

(Figs. 11, 12 A et B), la zone corticale, composée de plusieurs rangées de cellules, forme un

réseau beaucoup plus complexe de pelotons de mycéliums (Fortin et al., 2008).


28

2.2.4. Ectomycorhizes:

Les ectomycorhizes se rencontrent chez 5 % des végétaux vasculaires: espèces ligneuses

principalement les arbres et arbustes surtout Pinaceae (pins, sapins…), Betulaceae (aulnes ,

noisetiers…), Fagaceae (chênes, châtaigners…), Salicaceae (saules), Myrtiaceae (girofliers,

piments..) et même chez certaines Cistaceae (Cistus, Helianthemum…); quelques espèces

herbacées (Kobresia, Polygonum) et 7750 espèces de champignons supérieurs sont

ectomycorhiziens (Comandini et al., 2006; Fortin et al., 2008; Rinaldi et al., 2008; Águeda et al.,

2008; Brundrett, 2009; Tedersoo et al., 2010; Acioli-Santos et al., 2011; Douhan et al., 2011).

Les partenaires fongiques sont des ascomycètes formant des carpophores hypogés (terfez et

truffes) et surtout des basidiomycètes épigés (amanites, les chanterelles, les bolets, les lactaires),

quelques Zygomycota (Endogonales) (in Fortas, 1990; Cairney, 2000; De Roman et al., 2005;

Agerer, 2006; Rinaldi et al., 2008; Smith et Pfister, 2009; Flores et al., 2012).Certains d'entre eux

sont comestibles et recherchés par les gastronomes (Wasser, 2002; Bao, 2004; De Roman et al.,

2006; Patel, 2012).

Les ectomycorhizes sont aisément détectables à l'oeil nu (Figs. 13 et 14). Cette association

(Fig. 9) est caractérisée par la présence de 3 composantes structurales (Brundrett, 2004, 2009):

-Un réseau d'hyphes extramatriciels en se propageant dans le milieu extérieur le sol et assurant

le rôle d’exploration et d’absorption ;

-Un manteau de cellules fongiques (amas d'hyphes) qui entoure la racine, et qui joue un rôle

protecteur contre des organismes pathogènes ;

-Un réseau de Hartig constitué d'hyphes qui s'allongent vers le centre de la racine entre les

cellules de l'épiderme et les cellules corticales sans jamais pénétrer à l'intérieur de ces cellules, et

c’est au niveau de ce réseau que se font les échanges d’éléments nutritifs entre les deux symbiotes

(Agerer, 2001; Wang et Qiu, 2006).

La plupart des champignons ectomycorhiziens sont disponibles en culture pure et

parviennent à croître au laboratoire en absence d'un hôte tels que les bolets, amanites, terfez

(Fortas et Chevalier, 1992 a; Iotti et al., 2005, Álvarez-Lafuente et al., 2011) contrairement aux

champignons formant des mycorhizes arbusculaires qui ne peuvent pas être cultivés en axénique

(Fortin et al., 2008).


29

2.2.5. Mycorhizes arbutoïdes:

Elles se rencontrent chez les Arbutoïdées et Pyrolacées et les partenaires fongiques sont des

Basidiomycètes (Das et Varma, 2009). Elles forment un fin manteau, un réseau de Hartig et des

hyphes à l'intérieur des cellules de l'épiderme (Massicotte et al., 1993; Peterson et Massicotte,

2004, García et al., 2011).

2.2.6. Ectendomycorhizes:

Ce sont des formes d'associations intermédiaires; elles ont des caractères propres aux

ectomycorhizes et aux endomycorhizes, coexistence d'un manchon fongique autour des racines

(peu épais ou parfois absent) et la présence d'un réseau de Hartig intercellulaire et des hyphes

intracellulaires dans les cellules corticales (Peterson et Massicotte, 2004).

Elles se rencontrent chez les Pinaceae, Araucariaceae, Pyrolaceae., Salicaceae, Fabaceae,

Betulaceae et les Cistaceae (Wang et Qiu, 2006). Les partenaires fongiques sont des Ascomycètes

(Pezizales) appartenant aux genres Wilcoxina ou Terfezia et Tirmania ainsi que quelques

Hyphomycètes (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 b; Yu et al., 2001, Gutiérrez et al., 2003;

Siddiqui et Pichtel, 2008).

2.2.7. Les champignons Sébacinacés:

C’est un groupe de Basidiomycètes aux propriétes symbiotiques qui permet de les assimiler

aux champignons mycorhiziens (Verma et al., 1998). L’exemple de Piriformospora indica,

(Fortin et al., 2008; Oelmüller et al., 2009) qui possède un potential mycorhizien exceptionnel par

sa capacité à croitre en culture pure et à promouvoir la croissance des plantes (Varma et al., 1999;

Pham et al., 2004; Das et Varma, 2009), mono et dicotylédones, y compris les crucifères (Weiss

et al., 2004; Fortin et al., 2008). Quelques espèces sebacinoïdes (Selosse et al., 2002) formeraient

des ectomycorhizes.

L’inoculum industriel de Piriformospora indica en vente sur le marché est utilisé en

horticulture et en agriculture; il améliore la production de la biomasse totale de nombreuses

plantes y compris les légumineuses, les plantes médicinales (Fortin et al., 2008; Prasad et al.,

2008; Oelmüller et al., 2009; Achatz et al., 2010).

2.3. Fonction des mycorhizes:

La présence des mycorhizes modifie plusieurs aspects de la physiologie de la plante

hôte. Leur avantages ont permis l'installation, la conservation et leur diversification au cours

de l'évolution. C'est également ce qui a encouragé, la sélection naturelle aidant leur


30

distribution universelle dans tous les écosystèmes du monde (Nouaim et Chaussod, 1996; Selosse,

2001; Plenchette, 2003; Fortin et al., 2008; Dominínguez-Núñez et al, 2008; Lambers et al.,

2009). Elles améliorent l’absorption des éléments minéraux, l'absorption de l'eau, les activitéshormonales, l'agrégation des sols, la protection contre les organismes pathogènes et la

résistance aux stress environnementaux (Fortin et al., 2008).

2.3.1. Absorption des éléments minéraux:

Grâce à l'augmentation de la surface de contact entre le mycélium fongique et le sol (Jin

et al., 2005; Fortin et al., 2008; Hodge et al., 2009; Neumann et George, 2010), elles facilitent aux

plantes l'absorption des éléments peu mobiles du sol, comme le phosphore, le zinc, l'azote, le

potassium (Allen et al., 2003; Barea et al., 2008; Lee et al., 2012, Slama et al., 2012), le cuivre

(Koide, 1991; Thompson,1994; Nouaim et al., 1994; Selosse, 2001; Béreau et al., 2003) ainsi que

le fer, le calcium, le manganèse et le magnésium (Nouaim et Chaussod, 1996, 2002; Gosling et

al., 2006; in Pringle et al., 2009).

Les champignons mycorhiziens sont capables de capter l'azote directement à partir des

sources organiques chez les endomycorhizes, (Hodge et al., 2001; Lee et al., 2012) et chez les

ectomycorhizes (Emmerton et al., 2001; Kranabetter et al., 2009).

Selon certains auteurs, le mycélium fongique intervient seul, ou en synergie avec des

microorganismes du sol dans la décomposition de la matière organique, donnant ainsi accès à

des éléments minéraux emprisonnés dans les résidus végétaux ou animaux. C’est ainsi que lesectomycorhizes et les endomycorhizes éricoïdes interviennent de façon importante dans la

nutrition azotée des plantes (Read et al., 2004; Fortin et al., 2008; Pritsch et Garbaye, 2011).

D’autres travaux ont montré que les champignons ectomycorhiziens parviennent à dégrader

des roches riches en potassium pour les rendre immédiatement disponibles à l'arbre hôte

(Rosling et al., 2004; Fortin et al., 2008).

2.3.2. Absorption de l'eau:

Les plantes pourvues de mycorhizes ont une meilleure absorption de l'eau (Ruis-Lozano et

Azcón, 1995). Les MA résistent beaucoup plus longtemps à la sécheresse que celles qui en

sont dépourvues (Fortin et al., 2008; Manoharan et al., 2010).

Des résultats analogues ont été rapportés par Morte et al (2000 et 2010) sur des plants

Helianthemum almeriense mycorhizés (par T. claveryi) soumis à un stress hydrique et qui ont

manifesté un taux de survie et un potentiel d’eau supérieur aux plants non mycorhizés. D’autresauteurs ont évalué la capacité de deux truffes de désert Terfezia claveryi et Picoa lefebvrei à

tolérer le stress hydrique in vitro en culture pure, le mycélium de P. lefebvrei tolère sensiblement

la sécheresse que T. claveryi (Navarro-Ródenas et al., 2011).


31

2.3.3. Activités hormonales:

Les hormones végétales (phytohormones) participent à la régulation de la croissance et du

développement des plantes, en réponse notamment aux facteurs environnementaux et ce sont des

moyens de communication existant entre le champignon et sa plante-hôte tels que la cytokynine,

l’éthylène, l'acide jasmonique et l'auxine (Barker et Tagu, 2000).

L’auxine est produite par la quasi-totalité des champignons ectomycorhiziens (Karabaghli et

al., 1997; Zaretsky et al., 2006 b) et les plantes ligneuses; elle joue un rôle important à faibles

doses transformant ainsi la morphologie des racines (Egli et Brunner, 2002; Fortin et al.,

2008). Chez les Pinaceae, les racines primaires colonisées montrent un cortex hypertrophié

et des ramifications dichotomiques caractéristiques, liées aux quantités d'auxine que le

champignon libère dans les tissus racinaires (Gea et al., 1994; Fortin et al., 2008; Hodge et al.,

2009).

L'acide jasmonique (Hause et al., 2007; Hause et Schaarschmidt, 2009; Haneef Khan et al.,

2010), ainsi que l'éthylène (Gutierrez et al., 2009) protègent la plantes contre des attaques

par des pathogènes, interviennent dans le processus de colonisation par les champignons

arbusculaires et entrainent des modifications biochimiques dans toutes les parties de la plante.

2.3.4. Glomaline et agrégation des sols:

Le réseau mycélien développé dans le sol par la mycorhize arbusculaire ne constitue

pas seulement un organe efficace d'absorption des éléments minéraux et de l'eau, mais c'est

aussi une structure dynamique qui se développe dans le sol (mycorhizosphère) à raison de

quelques millimètres par jour (Fortin et al., 2008).

Les hyphes extramatriciels prennent en masse les particules du sol et favorisent la formation

des agrégats stables (Beare et al., 1997; Rillig, 2004) qui protègent le sol contre l’érosion(Bethlenfalvay, 1992; González-Chávez et al., 2004). Ils excrètent aussi une glycoprotéine, la

glomaline (Wright et Upadhyaya, 1998; Borie et al., 2008) qui influe sur la stabilité du sol. C’estune protéine de réponse au stress (Rillig et Steinberg, 2002; Rillig et Mummey, 2006). Elle

participe à la formation des agrégats jouant un rôle fondamental pour la fertilité des sols, en

retenant l'eau et les éléments minéraux et favorisant les échanges gazeux, donc l'aération


2.3.5. Protection contre les organismes pathogènes:

Dans la nature, les plantes sont continuellement attaquées par des bactéries, des

champignons, des nématodes, et des insectes (Borowicz, 2001; Thygesen et al., 2004; Fortin et

al., 2008). Les mécanismes de cette bioprotection sont divers et variés protégeant les racines dans

la rhizosphère et dans les tissus racinaires. Le manteau fongique des ectomycorhizes constitue

une barrière mécanique efficace contre les pathogènes (Brundrett, 2004).


32

La symbiose MA protège la plante des dégâts causés aux racines par des nématodes (Elsen et

al., 2003), par diverses bactéries pathogènes (Filion et al., 1999) mais aussi par des champignons

pathogènes tels que les agents de la fusariose chez la tomate, les exsudats produits par Glomus

intraradices réduisent la croissance et la germination des conidies chez Fusarium oxysporum


2.3.6. La tolérance aux métaux lourds et phytoremédiation:

La contamination des sols par divers polluants, constitue un autre stress abiotique qui peut

être atténué par la symbiose mycorhizienne c’est le cas du plomb que l’on retrouve en abondanceen bordure des voies de circulation, du Cadmium (Cd) très toxique pour les plantes mais aussi

pour l’homme, du Nickel (Ni), du Mercure (Hg) et du Chrome (Cr), Césium (Cs)….. sont capturéset accumulés par les mycéliums (Meharg, 2003; Fomina et al., 2005, 2008; Bothe et al., 2010;

Gherghel et Krause, 2012).

La tolérance des plantes mycorhizées résulte d'une forte rétention de ces éléments dans les

tissus du champignon de sorte qu'ils ne parviennent à la plante qu'en quantités infimes

(Rajapaksha et al., 2004). De nombreux travaux ont montré que les plantes mycorhizées ont une

croissance supérieure par rapport aux non mycorhizées sur des sols contaminés par des métaux,

l’accumulation de métaux (Fe, Ni et Zn) est plus importante dans les cellules corticales de maïscontenant des arbuscules que dans les cellules des plantes non mycorhizées (Kaldorf et al., 1999).

La mycorhization in vitro des racines transformées par Glomus intraradices a permis aussi

de réduire l’inhibition de la croissance racinaire par le Cadmium (Janoušková et Vosátka, 2005).

Les résultats des différents travaux ont aboutit à la phytoremédiation des sols. C'est une

option avantageuse pour diminuer la pression exercée sur l’environnement et éliminer lespolluants industriels qui contaminent le cycle biogéochimique des substances naturelles (Baum et

al., 2006; Ryszka et Turnau, 2007; Bissonnette et al., 2010; Urban et al., 2011; Mrnka et al.,

2012).

3. La famille des Cistacées:

3.1. Principales caractéristiques des Cistacées:

3.1.1. Distribution géographique et position taxonomique:

Les Cistacées est une famille de plantes dicotylédones originaire du Bassin méditerranéen,

d'Asie occidentale, d'Afrique du nord, et secondairement des Amériques. Elle était classée dans

l'ordre des Violales puis dans celui des Malvales (Allen et Hiscock, 2008) qui regroupe 8 genres

(≈200 espèces): Helianthemum, Cistus, Crocanthemum, Fumana, Halimium, Hudsonia, Lechea,

Tuberaria (Arrington et Kubitzki, 2003; Guzmán et Varga, 2009 a et b).


33

-Helianthemum (≈110 espèces) est distribué surtout en Europe centrale et méridionale, Russie,

Asie centrale, Afrique du Nord (Algérie, Maroc, Tunisie, Lybie..) et peu en Amérique (Quezel et

Santa, 1963; in Stevanović et al., 2009; Guzmán et Vargas, 2009 b; Sánchez-Gómez et al., 2011).

-Cistus (≈ 21 espèces) se rencontre en Europe méridionale principalement dans les régions

méditerranéennes, en Afrique du Nord (Ellul et al., 2002; Guzmán et Vargas, 2005, 2009 a et b;

El Alaoui-Faris et al., 2009)

-Fumana (≈ 9 espèces) est présent dans toute l'Europe méridionale et les régions

méditerranéennes (Güemes, 1999; Guzmán et Vargas, 2009 b; Toth et Révay, 2011).

-Halimium (≈ 8 espèces) se rencontre en Europe méridionale, Afrique du Nord et

principalement dans la région méditerranéenne occidentale (Zunzunegui et al., 1999; Guzmán et

Vargas, 2009 b; Zaiter et al., 2012).

-Hudsonia (≈ 2 espèces) est présent en Amérique du Nord (Guzmán et Vargas, 2009 b;

Massicotte et al, 2010; Civeyrel et al., 2011).

-Lechea (environ 17 espèces) se rencontre en Amérique du Nord (Guzmán et Vargas, 2009 b;

Civeyrel et al., 2011).

-Tuberaria (=Xolantha) (≈ 12 espèces) est réparti en Europe occidentale et méridionale du

Nord, et principalement dans les régions méditerranéennes (Gallego et Aparicio, 1993; Herrera,

2004; Castro et al., 2007; Guzmán et Vargas, 2009 b).

-Crocanthemum (environ 20 espèces) est présent sur la côte atlantique des deux Amériques,

Californie, Mexique (Guzmán et Vargas, 2009 b; Civeyrel et al., 2011).

On peut trouver à l'état spontané et en horticulture des hybrides de Cistus, d’Helianthemum,

d’Halimium à fleur et couleur diverse et même entre les deux taxons Cistus et Halimium qui sont

placés dans le genre hybride Halimiocistus (Brizicky, 1964; Demoly, 1996; Beauvais et al., 2010).

La position taxonomique des Cistacées est la suivante (Guignard, 2001)

Embranchement: SpermaphytesSous-embranchement: AngiospermesClasse: Eudicots ou EudicotylédonesSous-classe: Rosidées (Eurosidées п)Ordre: MalvalesFamille: CistacéesGenres: Helianthemum, Cistus, Fumana, Halimium, Tuberaria, Hudsonia, Lechea,Crocanthemum.Espèces: sp.


34

3.1.2. Description botanique:

La famille des Cistacées est l’une des plus difficiles à étudier. Leur nom provient de celui desCistes donné à ces plantes par Joseph Pitton de Tournefort du mot grec:« kisthos » signifiant

capsule (Baillon, 1872; Achille et al., 1876).

Elles sont arbustives ou herbacées pérennes ou annuelles poilues ou velues, avec un

réceptacle en forme de cône surbaissé, portant de bas en haut périanthe, l'androcée et le gynécée

(Tableau 5). Portant des feuilles (Baillon, 1872, Herrera, 1992) souvent opposées, entières, ou

ordinairement stipulées; des fleurs axillaires ou terminales, solitaires, en épis ou arrangées en

cymes (inflorescence simple partant du même point) racémiformes ou paniculiformes. Leur calice

(enveloppe extérieure de la fleur) est à trois ou cinq divisions très profondes, tantôt égales tantôt

inégales, à préfloraison contournée; leur corolle (enveloppe intérieure de la fleur) à cinq pétales

libres très caduques et très délicates, étalées en rose et sessiles, également contournées, mais

généralement en sens inverse du calice (Raynaud, 1987; Brizicky, 1964; Güemes, 1999; Arrington

et Kubitzki, 2003).

Les fleurs sont généralement hermaphrodites= bisexuées (Guzmán et Vargas, 2009 b).

Les étamines (organe reproducteur mâle contenu dans la fleur) sont nombreuses libres et

hypogynes, et sont parfois nulles Chez Lechea et Hudsonia (Guzmán et Vargas, 2009 b).

L’ovaire est supère glanduleux, rarement uniloculaire, il est composé de trois (chez

Helianthemum), cinq (Cistus) ou 10 carpelles soudés. Chaque loge renferme deux ou plusieurs

ovules orthotropes, le style est simple à stigmate globuleux ou ramifié (Markova, 1975).

Le fruit est une capsule globuleuse coriace ou ligneuse enveloppée dans le calice qui est

persistant offrant une, trois, cinq à douze loges et s’ouvrant en trois comme chez les hélianthèmes(Fig. 15 A et B), cinq ou dix valves. Il renferme de nombreuses graines munies d'un albumen

poudreux ou cartilagineux, et d'un embryon courbé ou circiné, avec des cotylédons étroits. Leur

nombre est de 500 à 1000 graines par capsule (Delgado et al., 2008; Guzmán et Vargas, 2009 a)

chez Cistus ladanifer (Fig. 15 C).

B CA

Fig. 15: Capsules d’Helianthemum apenninum (Anonyme 10) et de Cistus ladanifer (Guzmán et Vargas,2009 a). (A) Capsules subglobuleuses d’H. apenninum à 3 loges (B) contenant de nombreuses grainesgranuleuses. (C) Capsule mature ouverte de C.ladanifer contenant ≈ 1000 graines.


35

Tableau 5: Caractéristiques botanique principales et dominantes des Cistacées (Baillon, 1872; Brizicky, 1964; Nandi, 1998 a et b; Güemes, 1999;Mazerolle et Blaney, 2008; Guzmán et Vargas, 2005, 2009 a et b).

Genres

CaractéristiquesHelianthemum Cistus Crocanthemum Fumana Halimium Hudsonia Lechea Tuberaria

Nombre des sépales 5 3 à 5 5 5 3 à 5 5 5 5

Nombre des pétales 5 5 5 5 5 5 3 5

Couleur des pétales Jaune, blanche,rouge

Blanc, violet Jaune Jaune Blanc, Jaune JauneRougefoncée

Jaune

Nombre descarpelles

3 5 à 12 2 à 3 3 3 3 3 3

Nombre desétamines

quelques-unes àplusieurs (7–100)

Trèsimportante(50–200)

quelques-unesMoins

nombreux(26–40)

Moinsnombreuses à

plusieurs (20-100)

Moinsnombreuses

(10–30)

Moinsnombreuses

(3–25)

Moinsnombreuses

(10–50)

Nombre desstigmates

1 1 1 1 1 1 3 1

Longuer du style allongéSessile, petit,

allongéepetit allongé

Sessilepetit

allongé Sessile Sessile, petit

Arrangements desfeuilles

Stipulées,exstipulées

exstipulées exstipuléesStipulées,

exstipuléesexstipulées exstipulées exstipulées

Stipulées,exstipulées

Disposition desfeuilles sur un axe

Opposées Opposées AlternesOpposées,Alternes

Opposées, Alternes AlternesOpposées,Alternes

Appareil végétatif

(Arbustes,Sous-arbrisseaux,

herbacées) pérenneet annuelle

ArbustesPérenne etannuelle

Arbustes Arbrisseaux ArbustesArbuste

poussant auras du sol

Herbacéespérennes

Herbacéespérenne etannuelles


36

La pollinisation est assurée par des insectes; on trouve parfois quelques cas de cléïstogamie

(Herrera, 1992; Ukraintseva, 1993; Talavera et al., 1993; Perveen et Qaiser, 1998; Aragón et

Escudero, 2008; Silberfeld, 2011).

3.2. Le genre Helianthemum:

3.2.1. Répartition géographique:

Les hélianthèmes (nommés aussi fleurs du soleil, Herbe d’or ou Hyssope de garrigue) sont

des petits arbustes, sous- arbrisseaux ou herbacées pérennes ou annuelles. Leur nom vient du grec

« helios » qui veut dire soleil et « anthos » signifiant fleur. Les hélianthèmes sont également des

plantes du soleil par leur milieu de vie et ce n'est qu'en pleine lumière que leurs fleurs s'ouvrent

(Lagrange, 1794; Laguesse, 1877; Brizicky, 1964).

Selon Quezel et Santa (1963), les espèces d’hélianthèmes vivaces sont appelées aussi «

Ergiga », «Fegga », «Serd », «Zefzel» et les espèces annuelles «Qecis el terfas », « Oum el

terfas». Environ 40 espèces sont présentes en Algérie, les plus communes sont indiquées dans le

tableau 6.

Le genre Helianthemum Miller comprend ≈110 espèces ligneuses, chaméphytiques (in

Stevanovic et al., 2009), réparties surtout dans le Bassin méditerranéen (Arrington et Kubitzki,

2003; Aragón et Escudero, 2008) souvent de façon grégaire dans des prairies basiques, chaudes et

même sèches ou sur des sols sablonneux, rocailleux dans les montagnes. Toutefois, certaines

espèces ont une distribution plus excentrique, les unes vers l'Asie centrale (H. songoricum), les

autres vers le nord de l'Europe: H. nummularium, H. oelandicum, au nord de l’Afrique et àl’Ouest de l’Asie H. lippii, au Canada H. canadense (Newell, 2007; Ihsanullah, 2012).

3.2.2. Description botanique:

Le genre Helianthemum, a un aspect qui le rapproche des cistes: les feuilles non dentées

pouvant être stipulées ou non, un calice à 5 sépales. Les fleurs à 5 pétales jaunes, blanches ou

rouges à aspect assez chiffonné comme de la soie fripée moins fugaces et plus fragiles que celles

des cistes, elles ne durent au maximum que huit à dix heures. Les sépales, sont persistants et

restent quelquefois pendant toute la mauvaise saison. La floraison est souvent estivale mais peut-

être parfois plus précoce et démarre en Avril. Etamines nombreuses, toutes fertiles (Quezel et

Santa, 1963; Raynaud, 1987; Ghazanfar, 2002; Brullo et al., 2007; Beauvais et al., 2010).

Le fruit est une capsule à trois valves (Fig. 15 A et B) libérant plusieurs graines (ex: 1 à 7

chez H. squamatum; 11 à 15 chez H. sinuspersicum) bitégumentées, le tégument externe est orné

de crêtes et de tubercules, il est plus ou moins transparent. Au contact de l'humidité, le tégument

se gonfle et confère à la graine un aspect gélatino-visqueux, la rendant ainsi plus adhésive. Le

tégument interne est simple brun ou brun rosé (Raynaud, 1987; Arrington et Kubitzki, 2003;

Gholamian et Ghahremaninejad, 2007; Aragón et Escudero, 2008).


37

Tableau 6: Répartition géographiques des espèces d’hélianthèmes les plus communes en Algérie.

Espèces Localisation Références

Helianthemum guttatumRégions semi-arides d’Algérie, Saheloranais; la Grande et petite Kabylie

Quezel et Santa, 1963; Fortas,1990; Fortas et Chevalier,1992 b; Medjahdi et al., 2009

H. squamatum Tell constantinois, Oran

Quezel et Santa, 1963

H. hirtumSteppes pierreuses des Hauts plateauxet du Sahara (Naama, El Bayadh…)

H. aegyptiacum, H. racemosum Tell algérien

H. salicifoliumSecteurs algérois, oranais et du Saharaseptentrional (Biskra…)

H. lippii Sahara septentrional et central

H. kahiricumSahara septentrional (Pâturagerocailleux désertiques)

H. pilosum, H. origanifolium Sahel d’Oran

H. sanguineum Tell constantinois, Atlas tellienalgérois, Sahel Oranais

Quezel et Santa, 1963;Bouazza et al., 2000

H. polyanthum Atlas tellien algérois et oranais

H. viscarium Terrains arides du littoral

H. cinereumGrande Kabylie, Sahel, Hauts-Plateaux, et l'Atlas saharien oranais,Hauts-Plataux algérois

H. ledifolium Clairières des forêts, champs incultes,pâturages (Mostaganem, Oran…)

Hadjadj-Aoul, 1991; Aibeche,2008; Zitouni, 2010

H. apertumAtlas saharien oranais (sud deTlemcen, Naama…) Hauts-Platauxalgérois

Quezel et Santa, 1963;Aboura, 2006; Ghezlaoui etal., 2011

H. virgatum Secteur oranaisQuezel et Santa, 1963;Bouazza et al., 2000; Aboura,2006

H. ellipticum Sahara septentrional et centralQuezel et Santa, 1963, Sahki etSahki, 2004

H. pomeridianum Sahel d’Oran Quezel et Santa, 1963;Medjahdi et al., 2009

H. helianthemoidesPetite Kabylie, Atlas tellien oranais,Hauts Plateaux algérois

Quezel et Santa, 1963;Medjahdi et al., 2009; Bounabet al., 2010; Felidj et al., 2010

Les hélianthèmes appréciés pour leur abondante floraison, ont de nombreux hybrides issus de

croisements de variétés sauvages, tel que: « Anjou » est une variété vigoureuse à fleurs rose clair

et au feuillage gris, « Cerise Queen » possède des fleurs doubles rouge clair, « Fire Dragon »

présente des fleurs orange foncé et un feuillage gris, « Miss Mould » affiche des fleurs d’un beaucoloris rose saumon (Beauvais et al., 2010).


38

Ils tolèrent le gel (jusqu'à -15°C) c’est le cas des H. apenninum, H. virgatum (Beauvais et al.,

2010). Certaines espèces peuvent être attaquées par des champignons lorsque la terre demeure

trop humide en hiver (Beauvais et al., 2010). Des insectes, lépidoptères du genre Mompha

miscella attaquent parfois les feuilles d’H. apenninum et H. nummularium (Anonyme 11, 2011).

3.4. Mycorhizes des Cistacées:

Les Cistacées se développent dans les pays du Bassin méditerréen, en régions tempérées de

l'Europe et également sur le continent américain (López González, 2001 in Águeda et al., 2008).

Certaines espèces sont des partenaires symbiotiques avec des espèces de truffes (Terfez, Tuber)

tandis que d’autres constituent des plantes pionnières importantes dans les endroits perturbés etpour la stabilisation des sols (Massicotte et al., 2010).

Selon certains auteurs une même lignée de Cistacées peut présenter divers types

d’associations mycorhiziennes (Endomycorhize, Ectomycorhize, ou Ectendomycorhize) (Harley

et Harley, 1987; Wang et Qiu, 2006; Brundrett, 2002, 2009).

La plupart des travaux effectuées sur les mycorhizes des Cistacées portent principalement sur

les genres Cistus et Helianthemum (Comandini et al., 2006; Wang et Qiu, 2006).

3.4.1. Associations mycorhiziennes Cistus / Basidiomycètes:

Certains basidiomycètes forment avec de nombreuses espèces de Cistus des ectomycorhizes:

C. salviaefolius/ Hebeloma (huits espèces étudiées) (Bruchet, 1973 in Fortas 1990; Rosell, 1981 in

Fortas, 1990); C. Ladanifer / Laccaria laccata et Boletus rhodoxanthus (Torres et al., 1995; Hahn,

2001); Cistus sp. / Lactarius tesquoru (Nuytinck et al., 2004) et Cistus sp. / Boletus edulis

(Águeda et al., 2006, 2008) ou Lactarius cistophilus Bon et Trimbach (Comandini et Rinaldi,

2008) (Fig. 17 A et B).

D’autres genres de basidiomycètes forment aussi des ectomycorhizes avec Cistus tels que

Cortinarius (≈ 29 espèces) et Russula (28) qui sont dominants, suivis des Inocybe (≈ 23 espèces),

Amanita (≈ 22), Hygrophorus (≈ 13), Lactarius (≈ 12) Hebeloma (12), Boletus (10), Tricholoma

(10) et d’autre genres peu nombreux: Paxillus, Scleroderma, Leccinum…. (Maremmani et al.,

2003; Águeda et al., 2006, 2008; Oria-De-Rueda et al., 2008, Eberhardt et al., 2009; Loizides et

Kyriakou, 2010).

Cette capacité de certains carpophores épigés à former des mycorhizes avec les Cistacées

permet de faciliter les inoculations d'arbustes dans des conditions contrôlées et améliorer la

production de champignons comestibles mycorhiziens des forêts (Martínez-Peña et al., 2007 in

Águeda et al., 2008; Savoie et Largeteau, 2011).


39

3.4.2. Associations mycorhiziennes Cistus/ Tuber sp. :

Des Ascomycètes hypogés du genre Tuber forment dans les conditions naturelles des

ectomycorhizes (Tableau 8): C. laurifolius/ T. melanosporum, Cistus sp. / T. puberulum Berk. et

Br. en Espagne et entre C. monspeliensis / T. melanosporum en Italie produisant des ascocarpes et

développent des petits brûlés (Minutoli, 1992; Calonge et al., 1996 in Comandini et al., 2006;

García-Montero et al., 2007a et b, 2008, 2009).

Des associations ectomycorhizienne entre les Cistes et les Tuber ont aussi été obtenues en

conditions contrôlée entre C. salviaefolius, Fumana procumbens et T. melanosporum, T.brumale

et T. aestivum (Chevalier et al., 1975), C. incanus spp. /T. melanosporum (Fontana et Giovannetti

1978, 1979 in Fortas, 1990), C. incanus spp. incanus/ six espèces de Tuber (T. aestivum Vitt., T.

brumale Vitt., T. macrosporum Vitt., T. mesentericum Vitt., T. albidum Pico. et T. rufum Pico. et

cinq autres espèces de Cistes (Cistus albidus L., C. laurifolius L., C. salvifolius L., C. crispus L.,

et C. monspeliensis L.) avec T. melanosporum (Giovannetti et Fontana, 1982).

D’autres travaux ont montré que T. melanosporum associée in vitro à des clones de racines

transformées de C. incanus sur milieu liquide forme des ectomycorhizes typiques avec manteau

(Wenkart et al., 2001; Roth-Bejerano et al., 2003 in Coughlan et Piché, 2005; Ventura et al.,

2006; Coughlan et Piché, 2005; Alvarado et Manjón, 2008) (Fig. 18).

Figueroa et al (2011) ont obtenu en conditions axéniques des ectomycorhizes typiques chez

C. albidus inoculé in vitro par le mycélium de T. melanosporum.

Contrairement au genre Cistus (Comandini et al., 2006), aucune association mycorhizienne

n'a été signalée entre Helianthemum et Tuber.

Fig. 17: Caractères morphologiques et anatomiques desectomycorhizes de Cistus sp. obtenues par synthèse avec une culturepure. (A): Ectomycorhizes et rhizomorphes de Boletus aereus et C.ladanifer. (B): Ectomycorhizes et rhizomorphes de Boletus edulisavec C. albidus (Águeda et al., 2008).

Fig. 18: Coupe transversale d'uneracine transformée mycorhizée de C.incanus par T. melanosporum révélantun réseau de Hartig (RH) et unmanteau fongique (MF). (Wenkart etal., 2001).


40

3.4.3. Associations mycorhizienne Cistacées/ terfez:

Tous les terfez sont des champignons mycorhiziens vivant en symbiose surtout avec des

plantes annuelles ou pérennes de la famille des Cistacées (Tableau 8) (Fortas, 1990; Fortas, 2004;

Morte et al., 2009; Trappe et al., 2008 a et b, 2010 a; Dib-Bellahouel et Fortas, 2011; Slama et al.,

2012). D’autres plantes hôtes autres que les Cistacées ont également été signalées (Binyamini,

1980 in Kagan-Zur et al., 2008; Kiraly et Bratek, 1992; Kovács et al., 2003, 2011 a et b).

Diverses méthodes de synthèse mycorhizienne ont été développées en conditions

gnotoxéniques, axéniques ou par micropropagation pour décrire les associations mycorhiziennes

entre les terfez et leur plante hôte (Fortas et Chevalier, 1992 b; Khabar, 2002; Zaretsky et al.,

2006 a).

En conditions gnotoxéniques, les associations entre H. salicifolium, H.ledifolium et T.

claveryi, T. boudieri, T. pinoyi, T. nivea, ont été décrites pour la première fois au Koweit par

Awameh et al (1979); Awameh, (1981) qui ont obtenu des endomycorhizes. Des résultats

analogues ont été obtenus par Ravolanirina (1986) avec H. salicifolium, H. apenninum/ T.

claveryi, T. boudieri, T. pinoyi du Koweit.

Des ectomycorhizes avec un réseau de Hartig puissant et sans manteau ont été obtenues par

Chevalier et al (1984) avec T. leptoderma associé à diverses Cistacées (Helianthemum

salicifolium, H. guttatum, H. apenninum, Cistus albidus, C. salviaefolius, C. monspeliensis,

Fumana procumbens) et à H. salicifolium, C. albidus, C. salviaefolius par Dexheimer et al (1985)

et Leduc et al (1986). Ces derniers auteurs ont obtenu des endomycorhizes dans l’association

mycorhizienne entre H. salicifolium/ T. claveryi.

La formation d’ectomycorhizes sans manteau avec un réseau de Hartig bien différencié entre

H. guttatum et quatre espèces de terfez du Maroc (Tirmania pinoyi, T. claveryi, T. arenaria, T.

leptoderma) a aussi été rapportéé par Khabar (2002).

Des endomycorhizes à pelotons ont été obtenues par Aïbeche (2008) avec H. ledifolium/ T.

boudieri et Slama et al (2008, 2010, 2012) avec H. sessiliflorum/ T. boudieri en conditions

gnotoxéniques sur deux types du sol (sol sablo-limoneux et sol gypseux).

Fortas, (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a) ont montré que trois espèces de terfez

d’Algérie (Terfezia arenaria, T. claveryi et Tirmania pinoyi) associés à H. guttatum forment des

ectomycorhizes sans manteau sur des substrats riches en phosphore et des ectendomycorhizes

également sans manteau avec un réseau de Hartig et des sortes de pelotons sur des substrats

carencés en phosphore (Fig. 19).

Les travaux réalisés par Gutiérrez et al (2003) ont également montré qu’ H. almeriense

associé à T. claveryi ou Picoa lefebvei forment quatre types d'associations: des ectomycorhizes


41

avec manteau typique et un réseau de Hartig en culture in vitro, des ectomycorhizes et des

ectendomycorhizes en culture en pot, des endomycorhizes sur substat naturel.

Certains auteurs ont obtenu in vitro des ectomycorhizes sans manteau entre H. lippii var.

sessiliflorum et T. arenaria (Roth-Bejerano et al., 1990), entre H. sessifolium et T. arenaria

obtenu in vitro sur un milieu de croissance à faibles doses de phosphate et renforcé avec de faible

concentration de fer (Kagan-Zur et al., 1994).

L’association H. almeriense / T.claveryi en présence ou en absence de différentes sources de

phosphore (Navarro-Ródenas et al., 2012) a conduit à la formation des ectomycorhizes,

ectendomycorhizes et des endomycorhizes. Cette influence des formes de phosphore sur le type

de colonisation inter et intracellulaire a été définie par ces auteurs comme une ectendomycorhize

continuum, le terme approprié pour cette symbiose.

Les associations Robinia pseudoacacia et H. ovatum / T. terfezioides réalisées in vitro par

Kovács et al (2002, 2003) ont conduit à la formation des ectendomycorhizes sans manteau dont

le taux de colonisation fongique des racines augmente avec la concentration de phosphate dans le

milieu pour les deux espèces de plantes, mais il est plus faible chez R. pseudoacacia.

Des plantules micropropagés d’H. almeriense mycorhizées par Terfezia claveryi ont conduit

à la formation des ectendomycorhizes (Morte et al., 2000, 2008, 2010).

Selon Turgeman et al (2011), l'association ectomycorhizienne entre H. sessiliflorum/ T.

boudieri a un effet sur la physiologie de la plante mycorhizée puisqu’elle améliore le taux

d'activité phothosynthétique et de transpiration par rapport aux plants non mycorhizés.

Certaines espèces de terfez (T. claveryi et T. nivea) peuvent former des endomycorhizes

avec des céréales (blé, orge, maïs) (Tadja, 1996), d’autres (T. terfezoides) avec une Fabacée

Robinia pseudoacacia (Bratek et al., 1996). D’autres encore (T. pinoyi) peuvent former avec P.

halepensis des ectomycorhizes sans manteau (Chafi et al., 2004).

Fig.19: Coupe semi-fine de racine d’H.guttatum mycorhizée avec T. arenaria, en terre de truffière pauvre en

phosphore montrant des ectendomycorhizes sans manteau, avec un réseau de Hartig (RH) et des hyphes

intracellulaires (Fortas, 1990;Fortas et Chevalier, 1992b). CC:cylindre central, CH:cellules corticales de l’hote.


42

Des associations mycorhiziennes entre sept espèces végétales (H.ledifolium, H. lippii,

Fumana procumbens, Cistus albidus, C. incanus, C. salvifolius, P. halepensis) et quatre espèces

de Terfez (T. boudieri, T. claveryi, Picoa lefebvrei, T. leptoderma) ont abouti à la formation des

endomycorhizes terfezioïdes typiques chez les Cistacées annuelles et vivaces (Helianthemum et

Fumana) et des ectomycorhizes sans manteau chez les Cistacées arbustives (cistes) et les plantes

ligneuses (pins). Ces résultats ont révélé que le caractère ecto- ou endomycorhizien des terfez

pourrait être déterminé par la plante (Zitouni, 2010).

Quatres Cistacées vivaces (H. Kahiricum, H. lippii, C. albidus, Fumana procumbens) et deux

Cistacées annuelles (H. ledifolium, H. salicifolium) inoculées in vitro par du mycélium de quatre

espèces de terfez (T.boudieri, T. claveryi, Tirmania nivea et T. pinoyi) ont permis d’observer deshyphes intercellulaires et un manteau fongique sauf celles de F. procumbens (Alsheikh, 1998). Ce

même auteur suggère que les cultures mycéliennes des Terfez pourraient être utilisées pour

inoculer les Cistacées pérennes du désert afin d'améliorer leur productivité.

Des clones de racines transformées de C. incanus inoculés par cinq isolats de T. boudieri

sous des conditions de culture limitée en phosphore et en auxine (Zaretsky et al., 2006 a) ont

conduit à des ectomycorhizes à l’exception d'un clone associé à deux isolats qui a formé une ecto

et une endomycorhize

L’association entre des racines transformées de C. ladanifer et H. almeriense /T. claveryi in

vitro cultivées dans deux milieux de culture différents ont conduit à la formation

d'ectomycorhizes (Figueroa et al., 2011).

3.4.4. Associations mycorhiziennes Cistacées/ diverses espèces fongiques:

Certains basidiomycètes peuvent s’associer avec Helianthemum sp. et former des

ectomycorhizes: H. bicknelli Fern., H. canadense L. Michx, H. scoparium Nutt. Var. scoparium

(Malloch et Thorn, 1985 in Fortas, 1990); H. obscurum (Fellner et Biber, 1989); et H. bicknellii

(Dickie et al., 2004). Cette dernière espèce a été identifiée par des méthodes moléculaires

(séquences ITS de ses mycorhizes).

Des basidiomycètes épigés s’associent aussi avec d’autres Cistacées comme Boletus edulis,

B. aereus avec Halimium lasianthum (Oria-De-Rueda et al., 2008), Hebeloma ammophilum

Bohus avec Fumana procumbens (Jakucs et al., 1999 in Massicotte et al., 2010). D’autres avecHudsonia en Amérique du nord (Hudsonia ericoides L., H. tomentosa Nutt.) et Lechia (Lechia

intermedia Legg., L. villosa Ell.) (Malloch et Thorn, 1984 in Fortas, 1990).

Des mycorhizes arbusculaires naturelles ont aussi été décrites chez les Cistacées (Wang et

Qiu, 2006; in Fortas, 1990), Fumana thymifolia (Puppi et Tartaglini, 1991 in Wang et Qiu, 2006),

H. apenninum, H. canum, H. nummularium (Harley et Harley, 1987), H. polifolium (Harley et

Smith, 1983 in Fortas, 1990). Des ectendomycorhizes ont été obtenues chez H. chamaecistus


43

associé à Cenococcum geophilum (=C. graniforme) (Kianmehr, 1978). Ce même champignon

ascomycète forme des ectomycorhizes avec Helianthemum sp., H. chamaecistus, Cistus sp.

(Read et al., 1977 in Fortas ,1990; Read et Haselwandter, 1981), H. bicknellii (Dickie et al.,

2004), et C. incanus (Maremmani et al., 2003).

Bien que la plupart des espèces de plantes présentent qu'un seul type d'association chez la

même famille. L'association entre H. chamaecistus et C. graniforme présente un double statut

ectomycorhizien et endomycorhizien (VA) sur la même racine selon le stade de maturité (Read et

al., 1977 in Fortas, 1990). Des résultats analogues mycorhiziens ont été obtenus avec H.

stipulatum en Turquie (Çakan et Karataş, 2006).

Plusieurs champignons mycorhiziens sont présents chez Hudsonia sp. (H. ericoides L. et H.

tomentosa Nutt.) (Massicotte et al., 2010). Toutes les mycorhizes montrent un manteau fongique à

plusieurs couches et des hyphes du réseau de Hartig confinées aux cellules épidermiques sans

pénétration intracellulaire (Massicotte et al., 2010).

Une association tripartite a été décrite dans les conditions naturelles entre Cytinus hypocistis

(Cytinacées) (plante holoparasite non chlorophylienne) (Fig. 20 A), Cistus ou Halimium

(Cistacée) et un champignon endomycorhizien (DeVega et al., 2010, 2011). Ce même symbiote

endophyte se développe avec des fréquences élevées de colonisation intercellulaire pénétrant dans

les cellules parenchymatiques formant des endomycorhizes à pelotons ou à arbuscules (Figs. 20 B

et C) et vésicules (DeVega et al., 2010, 2011).

La plupart des plantes holoparasites étaient considérées comme non mycorhiziennes

(Brundrett, 2009), cependant les conclusions sur le statut mycorhizien de ce groupe de plantes

parasites restent à confirmer.

3.5. Micropropagation des Cistacées:

La multiplication végétative par culture in vitro ou micropropagation est fréquemment

utilisée dans la conservation des espèces végétales menacées (Sarasan et al., 2006) d’où la grande

Fig. 20: Tissus endophytes de Cytinus hypocistis colonisés par des champignons mycorhiziens.(A): Inflorescence d'une plante parasite Cytinus hypocistis poussant sur les racines d'un Ciste:Cistus salviifolius. (B): arbuscule intracellulaire, coloration au bleu de trypan. (C): hyphes àpeloton colonisant les cellules corticales, coloration au bleu de trypan (DeVega et al., 2010, 2011).


44

diversité des plantes commercialisées (Gianinazzi et al., 2010). Elle a facilité la multiplication de

certaines Cistacées chez lesquelles les semences sont rares et présentent des difficultés de

germination et dont les techniques de bouturage sont inapplicables.

Les genres Cistus et Helianthemum sont les plus étudiés et cultivés in vitro; ils jouent un rôle

important dans l’amélioration des performances agronomiques ou horticoles des plantes cultivéessurtout pour leur mycorhization par les truffes du désert et les Tuber (Madesis et al., 2011).

Les Cistus font l’objet de nombreux travaux en particulier C. incanus (Wenkart et al., 2001;

in Giomaro et al., 2005, Zaretsky et al., 2006 a et b; Ventura et al., 2006; Alvarado et Manjón,

2008); C. albidus (in Coughlan et Piché, 2005, Figueroa et al., 2011); C. ladanifer (Figueroa et

al., 2011); C. creticus (Madesis et al., 2011).

Certains Helianthemum ont pu être micropropagés comme H. almeriense (Morte et

Honrubia, 1992; Morte et al., 2000, Gutiérrez et al., 2003; Morte et al., 2008, 2009, 2010;

Figueroa et al., 2011; Navarro-Ródenas et al., 2012), H. violaceum (Zamora et al., 2006 in Morte

et al., 2009), H. guttatum (Khabar, 2002); H. polygonoides (Iriondo et al., 1995), H.

bystropogophyllum et H. inaguae (Santana et al., 2004, 2006), et récemment en Espagne H.

hirtum (Torrente et al., 2011), H. marminorense (Serrano-Martínez et al., 2012), et en Tunisie

Helianthemum lippii (Hamza et al., 2012).

3.6. Propriétés médicinales et intérêt économique et pastoral:

3.6.1. Vertus médicinales ou aromatiques des Cistacées:

Toutes les Cistacées (surtout Cistus) sont fréquemment employées en médecine traditionnelle

pour leurs propriétés analgésique, antimicrobienne, antitumorale, antivirale, anti-inflammatoire,

antifongique, anti-ulcéreuse, antioxydante, neurotonique et régulatrice du système nerveux

parasympathique (Başlar et al., 2002; in Ustun et al., 2004; Madesis et al., 2011).

Certaines espèces secrètent à la surface des feuilles et des rameaux des huiles essentielles

(Baillon, 1872) comme le ladanun ou labdanum, substance résineuse, balsamique, à odeur forte,

plus ou moins analogue à celle de l'ambre gris, à saveur un peu amère et aromatique, jadis utilisée

en médecine considérée comme un remède puissant, stimulant, résolutif, Cicatrisant, antiulcéreux,

anticatarrhal, emménagogue (Baillon, 1872; Hywood, 1996; Deforce, 2006).

Le ladanun était primitivement récoltait à l'île de Crète en peignant la barbe des chèvres qui

broutaient les feuilles des Cistus ensuite la récolte se faisait en utilisant une sorte de martinet,

formé de lanières de cuir disposées au sommet d'un manche commun, à la façon des dents d'un

râteau ou d'un peigne. Ces lanières sont ensuite raclées avec un couteau, et la résine est renfermée

dans des vessies, où sa consistance augmente. Aujourd’hui, le labdanum est utilisé en parfumerie

pour ses propriétés odorantes et comme stabilisant dans les parfums et grâce à son action anti-

vieillissement, cette huile essentielle de ciste contribue à ralentir l’apparition des rides. Elle aaussi des propriétés excellentes pour une régénération rapide des cellules de la peau. Les espèces


45

les plus utilisé sont C. ladanifer, C. monspeliensis, C. creticus (Baillon, 1872; Demetzos et al.,

2002; Deforce, 2006).

En Algérie et à Rabat, les feuilles de C. albidus L. sont utilisées comme agent digestif et sont

consommées sous forme de tisanes (Aït Youssef, 2006).

A Marrakech, les graines de quelques espèces de Cistus sont apprêtées avec des épices et

s’emploient comme aliment apéritif. On les prescrit aussi comme aphrodisiaque (Bellakhdar,

1997).

Les graines pilées de la plupart des cistes sont consommées dans les campagnes marocaines,

comme amuse-gueule et utilisées comme chapelure dans la préparation des gâteaux (Aït Youssef,

2006). Le bétail apprécie aussi les pousses de Cistus salvifolius (Bellakhdar, 1997).

Les extraits foliaires de C. villosus présentent une activité antimicrobienne plus intéressante

que ceux de C. monspeliensis sur Staphylococcus aureus et Candida glabrata (Bouamama et al.,

2006).

Au Mexique, diverses espèces d’hélianthèmes sont employées pour traiter la diarrhée desulcères peptiques, la dysenterie et la giardiose. Des extraits foliaires méthanoliques

d’Helianthemum glomeratum testés sur des souris femelles allaitantes infectées

expérimentalement par Giardia lamblia ont une activité antigiardial (Barbosa et al., 2006). Selon

ces auteurs, ces résultats ouvrent des perspectives de développement de nouvelle phytothérapie

antigiardiale.

En Allemagne, des préparations d’extraits des feuilles de C. creticus administrées à des

patients atteints de borréliose semblent avoir un effet antibactérien (Hutschenreuther et al., 2010).

En Turquie, les feuilles de C. salviafolius sont digérées sous forme d’infusion pour combatre lecancer (in Başlar et al., 2002).

En Espagne, les infusions de feuilles et de fleurs de C. ladanifer sont un remède pour les

maux d'estomac, la diarrhée, l'inflammation, et pour nettoyer les blessures. Les extrais foliaires de

C. clusii sont utilisés pour renforcer les cheveux (Crespo Martín et al., 2009). En artisanat, les

branches dures de C. ladanifer sont utilisées dans la fabrication d'outils ou de pièces de

menuiserie (tabourets,… etc.) et également comme bois de chauffage.

Les Hélianthèmes, notamment H. vulgare ont comme propriété d`assainir la peau, de

resserrer les pores, ils assèchent les imperfections et même unifient le teint (Ballion, 1872). Au

Canada, H. canadense est utilisé pour ses vertus médicinales comme astringent et tonique.

Historiquement, il été utilisé pour traiter la tuberculose, la diarrhée, la dysenterie et la syphilis

(Newell, 2007).

H. polygonoides représente en hiver un aliment potentiel des fourmis en Espagne dans des

zones semi-arides mais pour les chercheurs ceci menace la disparition et le taux de la viabilité de

cette cistacée (Martınez-Duro et al., 2010).


46

Les fleurs et les feuilles d’Halimium halimifolium sont utilisées en médecine traditionnelle

comme tisane pour calmer les contractions chez la femme enceinte et traiter les douleurs gastro-

intestinales (Zaiter et al., 2012).

4. Production et transplantation des plants mycorhizés par la truffe:

L’application des mycorhizes nécessite la maîtrise des techniques destinées à provoquer la

symbiose entre un jeune plant et une souche donnée d'un champignon et à produire des plantes

biologiquement améliorées par optimisation de l'établissement de la symbiose (Garbaye et

Wilhelm, 1985; Tagliaferro, 1996; Fortin et al., 2008; Savoie et Largeteau, 2011).

Les méthodes de culture des champignons ectomycorhiziens et de production d'inoculum ont

beaucoup progressé (Savoie et Largeteau, 2011) en particulier en trufficulture surtout en France

où la mycorhization en conditions contrôlées des plants de noisetiers, de chênes, de pins ou de

Cistes …. par les truffes du genre Tuber est réellement développée et appliquée sur le terrain

(Grente et Chevalier, 1980; Chevalier et Frochot, 1997; Callot, 1999; Ricard et al., 2003; Sourzat,

2011). Elle est aussi appliquée dans plusieurs pays d’Europe (Nouvelle Zélande, Espagne, Etats

Unis d’Amérique, Australie……) (Chevalier et Frochot, 1997; Zambonelli et al., 2002 in Benucci

et al., 2012; Hall et al., 2003; Chevalier et al., 2008; Samils et al., 2008; Reyna-Domenech et

García-Barreda, 2009; in Olivera et al., 2011; Oliach et al., 2011; Chevalier et Sourzat, 2012) et

même au Maroc par Laqbaqbi et al ( 2011).

Les terfez peuvent aussi être cultivés comme les truffes. Les premiers essais de culture ont

été réalisés par les chercheurs du K.I.S.R (Koweït Institute of Scientific Research), Awameh et

Alsheikh à la fin des années 70, qui ont introduit des plants mycorhizés dans le désert. Selon

Chevalier et al. (2010), les cultures des terfez peuvent être réalisées de deux manières: « Culture

indirecte », consistant à compléter la pluviométrie naturelle par l’irrigation des zones naturelles

productrices de terfez (comme ce qui est réalisé en France avec le cèpe) ou par « Culture

directe », comme celle pratiquée depuis plus de 30 ans avec les truffes, et consistant à

« ensemenser » le sol avec des plants mycorhizés de différentes plantes hôtes (Hélianthèmes

annuels, Hélianthèmes pérennes, Chênes vert, pins…). Ce type de culture a montré son efficacité

au Koweït et en Espagne.

Des essais de transplantation sur le terrain des plants de Citrullus lanatus (pastèque)

mycorhizés avec T. pfeilii en utilisant deux espèces d’Acacia comme hôte primaire pour la

multiplication du mycélium de T. pfeilii avant le semis de Citrullus lanatus ont été testés par

Kagan-Zur et Roth-Bejerano (2006).


47

En Espagne, des plants d' Helianthemum almeriense issus de la germination des graines ou

micropropagés sont inoculés avec des ascospores ou une suspension mycélienne de T .claveryi

obtenue par fermentation dans un bioréacteur (Morte et Honrubia, 1992; Morte et al., 2008),

élevés en chambre de culture ou en serre puis transplantés sur le terrain.

Après leur plantation, une irrigation est assurée surtout pendant les périodes de sécheresse et

au début de la saison de fructification (Janvier/ Février) lorsque les conditions climatiques sont

moins bonnes (Morte et al., 2009) (Fig. 21). L’obtention des plants d’ H. almeriense

micropropagés et leur inoculation est assez rapide (multiplication, élongation, enracinement) que

celle des plants issus de la germination des graines (environ 9 mois) mais le protocole est plus

couteux. Cependant, les deux méthodes peuvent être utilisées mais il serait préférable d'utiliser

plutôt la micropropagation (Morte et al., 2008). Cette culture permis de récolter 600 Kg

d’ascocarpes /ha/an (Morte et al., 2008, 2009).

En Tunisie, deux essais d’application sur le terrain de plants d'H. sessiliflorum mycorhizés

par T. boudieri ont été réalisés l’un consiste à transplanter des plants mycorhizés en conditions

gnotoxéniques et l’autre à inoculer directement des semis dans le terrain expérimental. Un seul

ascocarpe a été récolté après une année, à proximité des plantes transplantées dans le sol gypseux

et deux autres se sont développés l’année suivante dans les sols gypseux et sablo-limoneux à

proximité des plantes issus de l’inoculation directe des graines. Trois ans après les essais, deux

ascocarpes se sont développés dans les deux types du sol (Slama et al., 2010).

De nombreux essais de transplantations de plants mycorhizés par les terfez ont été réalisés

dans trois pays différents: Espagne, Israël et Emirats Arabes Unis (Morte, 201


54

Plants d'H. almeriense mycorhizés

IN VITROIN VIVO

7 mois

7 mois

5 mois9 mois

Spores matures

Inoculation in vivoInoculation in vitro

Ascocarpes de Terfezia claveryi

Graines d'Helianthemum almeriense

Cultures mycéliennesde T. claveryi

Plants micropropagés

Production mycélienne en massedans un bioréacteur

Semis

(1)

(2) (3)

(4)

(5)

(7) (6)

Fig. 21: Schéma des méthodes in vivo et in vitro de la production des terfez et la durée necéssaire pour chacuned'elle. (1): plants inoculés par des spores matures. (2) semis inoculés par la suspension mycélienne obtenue parfermentation dans un bioréacteur. (3): les vitroplants inoculés par la suspension sporale. (4): Plantsmicopropagés inoculés par des implants du mycélium ou suspension mycélienne (5). (6): Application au champ:Plants mycorhizés (H. almeriense/ T. claveryi) âgés d’un mois. (7): Ascocarpe de T. claveryi obtenu l’annéeaprès la plantation (Morte et al., 2008, 2009).

Transplantation sur terrain

Chapitre 2

Matérielet

Méthodes

Matériel et Méthodes

55

1. Matériel :

1.1. Origine du matériel d’étude :

Les ascocarpes de terfez, les graines d’Helianthemum lippii et la terre utilisés proviennent de

sites à terfez de la région de Béchar (Fig. 22).

1.2. Localisation géographique et climat de la région de Béchar:

La wilaya de Bechar dispose d’un ensemble d’écosystèmes et une diversité biologique

(Kabour et al., 2011). Elle est située au sud-ouest algérien (Fig. 23 A et B) en plein désert

saharien, elle est limitée à l’est par la wilaya d’El Bayadh, à l’ouest par le royaume du Maroc sur

une bande frontalière de 600 Km, au Nord par la wilaya de Nâama et au sud par les wilayas

d’Adrar et Tindouf. La population totale de la wilaya est estimée selon le dernier recensement à

273 208 habitants et la superficie totale de la wilaya est de 162 200 km2 et se compose de 21

communes (Anonyme 18, 2009).

La Wilaya de Béchar est caractérisée par un climat de type désertique continental.

On distingue deux zones:

- La zone de transition délimitée par Béni Ounif au nord et le parallèle d’Igli au sud: très

chaude en été (+ 45°C) et froide rude en hiver (2 à 3°C). Les précipitations sont de l’ordre de 60

mm/an. Les vents de sable sont fréquents et souvent violents (100 km/h).

- La zone désertique qui s’étend au-delà de Béni Abbès. Les précipitations sont de l’ordre

de 40 mm/an. Les vents de sable sont très fréquents. Citons Djebel Antar (1953 m), Djebel Grouz

(1.835 m) et Djebel Béchar (1206 m).

En 2012, la wilaya de Bechar et d’autres régions du sud ouest algérien ont enregistré une

vague de froid provoquée par des chutes de neige importantes et exceptionnelles accompagnées

de vents violents dépassant parfois les 35 km /h (Fig. 24 A et B).

Cette neige est particulièrement bénéfique pour les nappes phréatiques de Béchar qui

n’offrent pas toujours de l’eau en abondance, elle sert aussi à tuer les insectes qui attaquent les

palmiers mais certaines plantes herbacées n’ont pas survécu à l’épaisseur de cette neige

(Anonyme 19, 2012).


56

1.3. Matériel fongique:

Les ascocarpes de Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et Tirmania nivea (Desf.) Trappe

utilisés ont été récoltés en 2010 dans des sites à terfez de la Wilaya de Béchar (Fig. 25). Ils ont été

déterminés au Laboratoire de Biologie des Micro-organismes et de Biotechnologie (LBMB) de

l’Université d’Oran.

Ces ascocarpes (Fig. 26) ont été nettoyés pour éliminer les particules de terre, flambés à

l’alcool puis desséchés au soleil et conservés à la température ambiante.

1.4. Matériel végétal:

Nous avons utilisé Helianthemum lippii (Cistacée vivace), plante hôte naturelle des deux

espèces de Tirmania (Fig. 27).

Les graines d’H. lippii utilisées proviennent d’un site à terfez de la wilaya de Bechar

productrice de terfez. Elles ont été récoltées en Mai 2009 par le Professeur FORTAS et

conservées à la température ambiante.

1.5. Le substrat naturel de culture: la terre

La terre utilisée provient d’une station à terfez de la Wilaya de Béchar. Les échantillons de

terre ont été prélevés à une profondeur de 10 - 30 cm de la surface du sol.

Les analyses physico-chimiques de la terre ont été effectuées au Laboratoire régional des

analyses du sol et eau d’Adrar (INSID) et au Laboratoire d'analyse et étude technique et contrôle

des bâtiments et travaux publics de Béchar par quatre étudiants en Magister encadrés par le Pr.

FORTAS.

Fig. 24: Chute de neige à la wilaya de Bechar (Anonyme 22, 23, 2012).

A B


57

Les résultats des analyses physico-chimiques ont montré que les sols des sites à terfez de la

Wilaya de Béchar sont sablonneux légèrement limoneux, à pH alcalin (entre 7.5 et 8.7), non salés,

calcaires, pauvres en matières organiques, en phosphore, en potassium et assez bien pourvus en

magnésium.

2. Méthodes:

2.1. Examens des échantillons d’ascocarpes de deux espèces de terfez:

Pour confirmer l’identification de Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et Tirmania nivea

(Desf.) Trappe, récoltés en 2010 dans des sites à terfez de la Wilaya de Béchar, nous avons étudié

les caractéristiques macroscopiques de leurs ascomes et microscopiques des asques, des

ascospores (forme, ornementation, taille….).

Des petits fragments prélevés de la glèbe ont été observés entre lame et lamelle dans une

goutte de réactif de Melzer (Annexe 1) pour confirmer le genre de terfez (Awameh et Alsheikh,

1979 b, 1980 b; Alsheikh et Trappe, 1983 a).

Les dimensions des asques et des ascospores sont mesurées à l’aide d’un micromètre

étalonné muni d’une échelle micrométrique.

2.2. Réalisation des associations mycorhiziennes entre H. lippii et les deux espèces de

Tirmania, en conditions de serre:

2.2.1. Désinfection du substrat naturel de culture:

La terre prélevée dans une station à terfez de la Wilaya de Béchar a été tamisée à l’aide d’un

tamis de 2 mm de diamètre pour éliminer les cailloux et les débris végétaux puis désinfectée dans

des seaux métalliques à 120°C à l’autoclave pendant 60 min afin d'éliminer la microflore

naturelle. Les seaux ont ensuite été conservés puis ouverts pendant une semaine pour éliminer les

toxines volatiles (Fortas, 1990).

Une quantité de gravier est autoclavée 1 h à 120°C et une quantité de vermiculite (substrat

inerte) est stérilisée au four Pasteur pendant 3 h à 180°C.


58

2.2.2. Désinfection des graines d’Helianthemum lippii :

Les graines d’H. lippii (graines minuscules d’environ 0.5 à 1 mm) sont scarifiées par

frottement à l’aide du papier émeri pour augmenter le pourcentage de leur germination (Fig. 28).

Elles sont ensuite désinfectées par trempage dans de l’eau oxygénée à 33 volumes, pendant 15

min (Fortas, 1990).

2.2.3. Préparation de l’inoculum fongique :

Les ascocarpes desséchés de T. pinoyi et T. nivea sont désinfectés par flambage à l’alcool,

réhydratés pendant 24 h dans l’eau distillée stérile puis broyés jusqu’à l’obtention d’une

suspension sporale homogène.

L’inoculum est préparé à partir de cette suspension sporale mélangée à 2/3 (v/v) de terre

désinfectée et à 1/3 (v/v) de vermiculite désinfectée suivant la technique utilisée à l’INRA de

Clermont Ferrand (France) pour la production de plants de chênes mycorhizés par la truffe noire

du Périgord (Tuber melanosporum).

2.2.4. Inoculation des plants d’H. lippii, en condition gnotoxéniques :

Les cultures sont réalisées en pots ouverts de 400 ml préalablement désinfectés à

l’hypochlorite de sodium à 13° chlorométriques et rincés à l’eau.

Les pots sont tapissés par une couche de gravier stérilisé pour le drainage des eaux

d’arrosage puis remplis au 2/3 de son volume de terre désinfectée. L’inoculation a été effectuée

selon la méthode utilisée par Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 b). Les graines

désinfectées sont déposées directement dans les substrats inoculés à raison de 10 graines par pots

puis recouvertes par de la terre désinfectée.

Nous avons inoculé :

- T. pinoyi à H. lippii

- T. nivea à H. lippii

Nous avons préparé 300 pots: 125 pots pour les plants inoculés et 50 pour les témoins pour

chaque association mycorhizienne.


59

Les cultures en pots sont placées en serre non climatisée et les plants sont arrosés

périodiquement à l’eau du robinet.

2.3. Méthodes d’étude des mycorhizes obtenues :

2.3.1. Examens macroscopiques et microscopiques des racines :

- Examens macroscopiques sous la loupe stéréoscopique

Les plants d’H. lippii / T. pinoyi et ceux inoculées par T. nivea âgés de 6 mois élevés en

serre ainsi que les témoins sont délicatement retirés de leurs pots respectifs avec leur motte de

terre sans endommager les racines. Leurs systèmes racinaires sont soigneusement lavés à l’eau du

robinet pour éliminer les particules de terre puis examinés à l’état frais sous la loupe

stéréoscopique pour détecter la présence du mycélium frangeant et observer la morphologie et la

couleur des racines. Un lot de racines est conservé dans le fixateur (F.A.A) composé d’un

mélange: Alcool (éthanol)-Acide acétique-Formol (Annexe 2).

- Examens microscopiques après coloration des racines au bleu de trypan:

Les observations microscopiques sont effectuées sur des fragments de racines d’H. lippii de

1 cm de longueur préparés selon la méthode de Wubet et al (2003) avec quelques variantes et

colorés au bleu de trypan (Annexe 3).

La méthode consiste à immerger les fragments racinaires dans une solution de KOH à 10% à

90°C pendant 1h. Après élimination du KOH, les racines sont rincées à l’eau distillée puis mises

dans l’eau oxygénée à 10% pendant 3 min. Après plusieurs lavages à l’eau distillée, les racines

sont ensuite acidifiées pendant 1 à 3 min par l’HCl à 10 % et colorées avec une solution de bleu

de trypan au lactophénol à 90°C (Annexe 3).

Après un lavage soigneux, les fragments de racines traitées sont montés entre lame et lamelle

dans une goutte de lactoglycérol (v/v) et examinés au microscope photonique.


60

psM+: poids secs des parties aériennes des plants mycorhizés

psM-: poids secs des parties aériennes des plants non mycorhizés

2.3.2. Evaluation de l’infection mycorhizienne:

La méthode consiste à prélever au hasard de chaque plante mycorhizée 50 fragments de

racines d’environ 1 cm, après leur coloration au bleu de trypan. Les fragments sont ensuite montés

entre lame et lamelle dans une goutte de lactoglycérol (v/v) à raison de 10 fragments par lame et

observés au microscope photonique (Trouvelot et al., 1986).

Le taux d’infection mycorhizienne T est exprimé selon la formule suivante:

2.3.3. Evaluation de l’Indice de dépendance mycorhizien relative (IDMR):

L’indice de dépendance mycorhizienne relative (IDMR) est calculé à partir des moyennes

des biomasses aériennes selon la formule suivante (Plenchette et al., 1983 in Echairi et al., 2008):

2.3.4. Estimation de la croissance des plants:

La croissance des plants est estimée par les mesures de la hauteur, du poids frais, du poids

sec des parties aériennes, la longueur des feuilles et leur nombre chez les plants inoculés et

témoins.

N: nombre de fragments observés.

N0: nombre de fragments non mycorhizés.

T%= 100 (N- N0) / N

IDMR= 100 (psM+ - psM-) / psM+


61

Le séchage des parties aériennes des plants d’H. lippii a été effectué dans une étuve à 60°C

pendant 24h.

2.3.5. Analyse statistique des résultats:

Les résultats de la mesure de la croissance des plants sont soumis à des analyses de variance

(ANOVA) et à des comparaisons de moyennes à l’aide du logiciel Statistica.

3. Essai de transplantation sur le terrain des plants d’H. lippii mycorhizés par

les deux espèces de Tirmania, en conditions de serre:

Un essai préliminaire de transplantation des plants d’H. lippii mycorhizés par les deux

espèces de Tirmania, en conditions de serre est mis en place dans une parcelle expérimentale non

productrice de terfez, située à l’intérieur de l’Université de Bechar et à environ 100 Km d’un site

à terfez le plus proche.

Les plants en pots d’H. lippii mycorhizés par T. pinoyi et T. nivea et âgés d’une année ont

été transportés à Béchar par voie terrestre et transplantés sur la parcelle expérimentale

préalablement aménagée à cet effet.

Nous avons transplanté 88 plants d’H.lippii mycorhizés dont 38 plants associés à T. pinoyi et

50 plants à T. nivea (Fig. 29).

4. Essai d'isolement du mycélium de Tirmania pinoyi :

Nous avons essayé d’isoler le mycélium à partir d’ascospores issues d’ascocarpes de

Tirmania pinoyi récoltés dans les sites à terfez de la Wilaya de Béchar en utilisant la méthode

décrite par Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a).

Cette méthode consiste à prélever aseptiquement des fragments de gléba d’ascocarpes

desséchés préalablement désinfectés à l’alcool, les réhydrater dans de l’eau distillée stérile puis les

broyer à l’ultra-turrax à faible vitesse (11000 tours/min) pendant quelques secondes pour obtenir

une suspension homogène d'ascospores.

Une goutte de cette suspension sporale est étalée sur milieu malt gélosé dans des boîtes de

Pétri (Annexe 4) qui sont ensuite scellées avec un ruban adhésif (pour éviter le dessèchement du

milieu) et placées dans l'étuve à 25°C.


62

Les ascospores sont régulièrement examinées au microscope photonique afin d’observer les

premiers stades de leur germination.

Chapitre 3

Résultats et

discussion

Résultats et discussion

65

1. Caractéristiques morphologiques des deux espèces de Tirmania:

Nous avons identifié les deux espèces du genre Tirmania en étudiant les caractéristiques

macroscopiques de leurs ascomes et microscopiques de leurs asques et ascospores (forme,

présence ou non des ornementations, dimension).

Le genre Tirmania, communément appelé « Terfess labiyadh » et surnommé « Belhourech »

par les nomades, regroupe deux espèces Tirmania pinoyi et T. nivea. Ces deux espèces ont été

récoltées dans des sites à terfez de la Wilaya de Béchar au voisinage de leur plante hôte naturelle

Helianthemum lippii.

Tirmania pinoyi (Maire) Malençon:

Ses ascomes sont subarrondis de 3 à 7 cm de diamètre, de forme irrégulière. Leur péridium

est lisse de couleur brun rouge à l’état frais devenant plus foncé après séchage (Planche 1, Fig. 1).

L’ensemble de ces caractéristiques correspondent à celles de Tirmania pinoyi décrit par

Awameh et Alsheikh (1979 a et b); Alsheikh et Trappe (1983a); Fortas (1990); Fortas et Chevalier

(1992 b); Slama et al (2006); Dib-Bellahouel et Fortas (2011), Jamali et Banihashemi (2012 b).

Tirmania nivea (Desf.) Trappe:

Les ascomes sont de forme sphérique subglobuleux à ovoïde. Leur péridium est de couleur

blanchâtre (Planche 2, Fig. 1).

Ces caractéristiques morphologiques sont celles de Tirmania nivea décrit par de

nombreux auteurs (Alsheikh et Trappe, 1983 a; Moreno et al., 2000; Slama et al., 2006; Slama,

2009; Jamali et Banihashemi, 2012 b; Dib, 2012).

2. Associations mycorhiziennes H. lippii / T. nivea et H. lippii / T. pinoyi :

2.1. Effets de la mycorhization sur la croissance des plants d’H. lippii inoculés pardeux espèces de terfez:

La germination des graines d’H. lippii inoculés ou non en pots et en conditions de serre était

difficile à obtenir, le temps de germination étant long et le nombre de graines capables de germer


66

était faible malgré leur scarification mécanique; la dormance physique est causée par le tégument

qui est imperméable.

Ce problème de dormance et de pourcentage de germination des graines des hélianthèmes

ont été signalés chez diverses espèces d’hélianthèmes (H. almeriense, H. appeninum, H.

cinereum, H. hirtum, H. squamatum). Malgré leur scarification manuelle, leur traitement avec

l’eau bouillante, l’eau chaude, la chaleur sèche et l'acide sulfurique….etc, les taux de germination

des graines étaient de 50 % (Pérez-García et González-Benito, 2006).

Par ailleurs, nous avons remarqué que certaines plantules d’H. lippii élevées en serre étaient

attaquées par la fonte des semis causée par des champignons microscopiques filamenteux ce qui a

provoqué la perte des plantules et la réduction de leur nombre initial.

Nous avons également constaté que le nombre de plants inoculés avec les deux espèces de

Tirmania (T. pinoyi et T. nivea) et qui ont survécu était plus important que celui des plants

témoins.

Selon Morte et al (2009, 2010), 50% des plants d’H. almeriense non mycorhizés en pépinière

meurent après 4 à 6 semaines ce qui montre la dépendance mycorhizienne de ces plantes pour leur

croissance. Après leur plantation sur le terrain, 90% des plants inoculés d’H. almeriense par

Terfezia claveryi ont survécu tandis que 100 % des plants non mycorhizés meurent quelques mois

après leur plantation.

Cependant, les champignons mycorhiziens sont incapables de photosynthèse et sont

complètement dépendants pour les substances carbonées de la plante qu’ils colonisent. Dans les

zones arides et semi-arides, les sols sont souvent pauvres en éléments nutritifs et la période sèche

peut se prolonger pendant plusieurs mois, la croissance des plantes dépend fortement de la

symbiose mycorhizienne. Les champignons fournissent en retour de l’azote, du phosphore et

d’autres substances minérales qu’ils sont capables de mobiliser grâce à leurs connexions hyphales

avec le sol. De ce fait, la symbiose mycorhizienne a des effets bénéfiques sur la croissance des

plantes (Fortas, 1990; Nouaim et Chaussod, 1996; Béreau et al., 2003; Fortin et al., 2008; Slama

et al., 2012).

Les résultats des associations mycorhiziennes H. lippii / T. nivea et H. lippii / T. pinoyi

réalisées en conditions gnotoxéniques ont montré que l’inoculation d’ H. lippii avec les deux

espèces de Tirmania améliore significativement la croissance des plants (hauteur, nombre et

longueur des feuilles, la biomasse fraiche et sèche de la partie aérienne) par rapport aux témoins

dont leur développement reste constant à partir de trois mois (Tableaux 9 à 18).


67

La croissance en hauteur et la biomasse sont plus importantes chez les plants d’H. lippii

inoculés avec T. nivea que chez ceux avec T. pinoyi (Planche 3, Figs. 1 et 2); ces derniers ont

formé des fleurs et des capsules avec graines au début du mois de juin (Planche 4, Figs. 2, 3 et 4).

Ces résultats sont analogues à ceux rapportés dans des associations mycorhiziennes entre

différentes espèces d’hélianthèmes et de terfez des genres Terfezia et Tirmania (Ravolanirina,

1986; Chevalier et al., 1984; Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 b; Khabar, 2002; Aibeche,

2008; Slama, 2009; Zitouni, 2010; Slama et al., 2012; Dib, 2012).

Hauteur de la partie aérienne des plantes:

Les analyses de variance montrent des effets significatifs de la mycorhization sur la hauteur

des plants d’H. lippii inoculés par les deux espèces de Tirmania (T. pinoyi et T. nivea)

comparativement à celle des plants témoins (Tableaux 9 et 14, Annexe 5).

Poids frais et le poids sec de la partie aérienne:

L’analyse de variance (ANOVA) a montré un effet significatif de l’inoculation sur la

biomasse aérienne des plants inoculés par les deux espèces de terfez par rapport à celle des

témoins (Tableaux 10, 11 et 15, 16; Annexe 5). Cet effet varie sensiblement en fonction de

l’espèce fongique inoculée; la biomasse fraiche et sèche des plants inoculés par T. nivea est

double de celle des plants inoculés par T. pinoyi (Fig. 31).

Nombre et la longueur des feuilles:

Les résultats des analyses des mesures relatives à la longueur et le nombre de feuilles des

plants inoculés et témoins ont montré que les plants inoculés sont toujours plus développés que

ceux des témoins quelle que soit l’espèce fongique (Tableaux 12, 13, 17 et 18; Annexe 5).

Le nombre de feuilles des plants inoculés par T. nivea est supérieur à celui des plants

inoculés par T. pinoyi (Figs. 32 et 33; Planche 4, Fig. 1 et Planche 6, Figs. 1 et 2).

Ces résultats rejoignent ceux de certains auteurs qui ont signalé que la mycorhization

améliore la croissance et la biomasse des plants hélianthèmes inoculés par des terfez. Selon

Awameh (1981), les plants d’H. salicifolium et H. ledifolium mycorhizés par T. boudieri

présentaient des feuilles plus larges et plus nombreuses que les témoins. Des résultats analogues

ont également été décrits chez H. lippii inoculés soit par T. claveryi ou par Picoa lefebvrei

(Zitouni, 2010).


68

La mycorhization améliore la croissance de nombreuses espèces végétales comme le pin

inoculé par Tuber melanosporum (truffes noire) ou par des cultures mycéliennes de Boletus

granulatus (Plassard, 1996), le pin maritime inoculé par deux basidiomycètes Hebeloma

cylindrosporum et Pisolithus tinctorius sur trois types de sol (Mousain et al., 1997), l’arganier

(Argania spinosa) inoculé par Glomus intraradices (augmentation de la biomasse aérienne de 93

% , biomasse racinaire de 41 %, hauteur de 40 % ) (Echairi et al., 2008).

La mycorhization in vitro des plants Tilia platyphyllos inoculé par Tuber borchii a également

des effets positifs sur la croissance des plants (augmentation du poids sec des feuilles des tiges et

du système racinaire (Sisti et al., 2003).

De nombreux travaux ont démontré que l’augmentation de la biomasse aérienne des plants

mycorhizés est due à l’amélioration des processus physiologiques par la mycorhization.

Turgeman et al., (2011) a montré les niveaux de photosynthèse (35 %), de transpiration (18

%) et de respiration (49 %) étaient plus élevés chez les plants d’ H. sessiliflorum mycorhizés par

Terfezia boudieri que les plants témoins.

La mycorhization favorise également l’absorption de l’eau, les plants mycorhizées résistent

mieux au stress hydrique que les témoins. En effet, Morte et al (2000 et 2010) ont montré que des

plants d’H. almeriense mycorhizés par T. claveryi et soumis à un stress hydrique pendant trois

semaines ont un taux de survie et un potentiel d’eau supérieur aux plants non mycorhizés. Dans

ces conditions de stress, la transpiration est plus élevée (92 %) ainsi que la conductance

stomatique (45 %) et la photosynthèse (88%) par rapport aux non inoculés. Ces plants mycorhizés

confrontés à ce stress accumulent plus d’azote (N), du phosphore (P) et du potassium (K). Ceci

explique l'intérêt de la mycorhization dans les régions arides.

D’autres travaux ont aussi montré que la mycorhization augmente la capacité d’absorption

d’eau en modifiant la régularité de l’ouverture des stomates des plantes mycorhizées et un

ajustement osmotique (Callot, 1999; Fortin et al., 2008). La résistance accrue à la sécheresse

chez le blé mycorhizé par exemple peut limiter l'épiaison prématurée et augmenter les

rendements (Fortin et al., 2008). Des observations similaires ont été signalées chez les plantes

pourvues de mycorhizes arbusculaires (Manoharan et al., 2010).

Navarro-Ródenas et al (2011) ont évalué in vitro la capacité des mycéliums en culture pure

de Terfezia claveryi et Picoa lefebvrei à tolérer le stress hydrique. Les résultats obtenus montrent

que le mycélium de P. lefebvrei est plus tolérant à la sécheresse du milieu que celui de T. claveryi.


69

2.2. Taux de mycorhization:

Ces taux de mycorhization indiquent que les deux espèces de Tirmania inoculées à H. lippii

possèdent un bon pouvoir mycorhizogène sensiblement le même leur permettant d’envahir

facilement les cellules corticales des racines de leurs plantes hôte et de s’y installer fortement.

Ces résultats rejoignent ceux de nombreux auteurs qui ont obtenu des taux de mycorhization

de 95,8 à 98,6% dans l’association mycorhizienne H. guttatum/ T. arenaria, T. claveryi, T. pinoyi

sur des sols pauvres en phosphore (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 b), de 92% dans celle

H. guttatum/ T. arenaria, T. pinoyi en chambre climatisée (Khabar, 2002) et de 78% dans celle H.

guttatum/ T. arenaria, en serre (Aibeche, 2008).

Des taux de mycorhization de 64 à 98% ont été obtenus dans les associations (H. lippii/

Picoa lefebvrei; H. ledifolium/ T. leptoderma; Fumana procumbens/ T. leptoderma, P. lefebvrei;

Cistus salvifolius/ T. leptoderma; C. albidus/ T. boudieri; C. incanus/ T. claveryi) et un taux plus

faible chez H. lippii inoculé par T. claveryi (Zitouni, 2010).

Cependant, selon Plenchette et Fardeau (1988 in Bousselmame et al., 2002), le taux de

mycorhization est variable selon l’hôte utilisé, le pouvoir infectieux du champignon

mycorhizogène et le substrat de culture. En effet, Slama (2009) et Slama et al (2012) ont montré

que le taux d’infection varie avec le type de sol à terfez utilisé pour réaliser les synthèses

mycorhiziennes entre H. sessiliflorum / T. boudieri; il est de 90% sur un sol sablo-limoneux et de

52% sur sol gypseux. Des observations similaires ont été mentionnées dans le cas des synthèses

mycorhiziennes entre diverses espèces de terfez d’Algérie et des Cistacées réalisées en serre sur

trois substrat naturels (Aibeche, 2008; Zitouni, 2010).

Selon Morte et al (2010), le stress hydrique affecte également le pourcentage de colonisation

mycorhizienne (H. almeriense/ T. claveryi) qui est de 70% chez les plants mycorhizés non irrigués

et de 48% chez ceux arrosés régulièrement.

Les études quantitatives des mycorhizes en serre, en pépinière sont importantes, elles

permettent de connaître le type de mycorhizes obtenu mais aussi sélectionner les espèces ou les

souches de champignons mycorhiziennes les plus infectieuses et les plus compétitives (Abourouh,

1996).


70

2.3. Indice de dépendance mycorhizienne relative (IDMR):

La dépendance mycorhizienne a été définie par Gerdemann (1975) (in Nouaim et Chaussod,

2002) comme le degré auquel une plante dépend de l'état mycorhizien pour produire son

maximum de croissance ou des poids secs dans des conditions de fertilité données. Nous l’avons

estimé par l'indice de dépendance mycorhizienne relatif (IDMR) calculé à partir des moyennes

des biomasses aériennes représentant le poids sec des plants mycorhizés et non mycorhizés

(Plenchette et al., 1983 in Echairi et al., 2008).

Ces valeurs de L’IDMR se rapprochent de celles obtenues par Zitouni (2010) dans les

associations H. lippii / Picoa lefebvrei (90,9%), H.lippii / T. claveryi (77,77%), F. procumbens /

P. lefebvrei ou T. leptoderma (80,55%, 70,37%), C. incanus / T. claveryi (77,14%), C. salvifolius /

T. leptoderma (80,64%).

On constate que l’IDMR est variable selon le type d’association mycorhizienne. Selon

certains auteurs, il varie en fonction de la teneur du phosphore présent dans le sol et de la capacité

de la plante à l’assimiler; sa valeur élevée implique que le phosphore présent dans le sol est très

faible (Nouaim et Chaussod, 2002; Echairi et al., 2008) ce qui rejoint nos résultats puisque le sol à

terfez de la région saharienne (W. de Béchar) que nous avons utilisé est pauvre en phosphore.

Cependant, la teneur en phosphore semble ne pas être le facteur déterminant des IDMR

puisque des valeurs élevées d’IDMR ont été obtenues dans diverses associations mycorhiziennes

entre les hélianthèmes et les terfez réalisées sur des sols bien pourvus ou pauvres en phosphore

(Zitouni, 2010).

3. Morphologie des mycorhizes:

Les systèmes racinaires des plants d’H. lippii inoculés avec T. pinoyi et T. nivea sur le sol de

Bechar, montrent la présence de nombreuses racines courte fines plus ramifiées que chez les

témoins (Planche 5, Fig. 1; Planche 6, Fig.2) ce qui traduit la différence de croissance en hauteur

et des biomasses des plants inoculés.


71

3.1. Association mycorhizienne entre H. lippii et T. nivea:

Les systèmes racinaires des plants d’H. lippii mycorhizées apparaissent sous la loupe

stéréoscopique enveloppés d’une masse mycéliennes très dense de couleur beige (Planche 5, Fig.

2).

La présence des hyphes extramatriciels entourant les racines d’hélianthème inoculés par des

terfez, en conditions de serre, a aussi été observée par Gutiérrez et al., (2003) chez H. almeriense

mycorhizé par T. claveryi et P. lefebvrei.

Les observations microscopiques des fragments racinaires des plantules d’H. lippii inoculées

et âgées de 6 mois ont décelé la présence de nombreux hyphes intracellulaires colonisant les

cellules corticales des racines fines de la plante sans jamais atteindre le cylindre central (Planche

5, Figs. 3 et 7).

Les plants témoins ne montrent aucune infection fongique (Planche 5, Fig. 6).

3.2. Association mycorhizienne entre H. lippii et T. pinoyi:

Les systèmes racinaires des plants d’H. lippii inoculés avec T. pinoyi sont bien mycorhizés

(Planche 6, Fig. 2). L’examen direct des racines sous la loupe stéréoscopique révèle la présence

d’un réseau d’hyphes extramatriciels formant des masses fongiques peu compactes de couleur

blanchâtre (Planche 6, Fig. 3). Après coloration au bleu de trypan, on observe qu’elles sont

envahies par des hyphes intracellulaires (Planche 6, Fig. 4)

Ces masses fongiques ont aussi été signalées par Awameh (1981) dans les associations H.

ledifolium et H. salicifolium / T. boudieri, qui les considèrent comme étant une caractéristique des

mycorhizes «hélianthemoides» des terfez. Elles ont été aussi observées dans l’association H.

almeriense / T. claveryi (Morte et al., 2008).

Aucune infection n’est observée chez les plants témoins (Planche 7, Fig. 5).

3.3. Discussion:

Les associations H. lippii / T. nivea et H. lippii / T. pinoyi que nous avons étudiées en

conditions gnotoxéniques sur sol à terfez de la région de Béchar ont révélé la présence des

endomycorhizes à pelotons typiques des terfez.


72

Nos résultats rejoignent ceux de Zitouni (2010) qui a montré que les terfez forment avec H.

lippii, dans les conditions naturelles, des endomycorhizes à pelotons (terfezoïdes). Ce type de

mycorhize est aussi observé, en conditions gnotoxéniques, dans les associations mycorhiziennes

entre trois Cistacées (H. lippii, H. ledifolium, Fumana. procumbens) et trois espèces de terfez

(T. claveryi, T. leptoderma et Picoa lefebvrei).

Des endomycorhizes à pelotons ont aussi été obtenues par Ravolanirina (1986) dans

l’association mycorhizienne entre T. pinoyi et H. salicifolium, H. apenninum. Slama et al (2008,

2010, 2012) les ont également obtenu dans l’association H. sessiliflorum / T. boudieri en

conditions gnotoxéniques sur deux types du sol (sol sablo-limoneux et sol gypseux).

De nombreux travaux ont également décrit ce type de mycorhizes dans diverses associations

mycorhiziennes entre des Cistacées annuelles ou pérennes du genre Helianthemun et différentes

espèces de terfez des genres Terfezia et Tirmania.

Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 b) ont montré que H. guttatum forment des

endomycorhizes terfezoïdes avec 3 espèces de terfez d’Algérie (T. arenaria, T. claveryi et T.

pinoyi). Aibeche (2008) les a décrit dans l’association H. ledifolium/ T. boudieri.

Awameh et al (1979) et Awameh (1981) ont aussi observés des endomycorhizes à pelotons

dans les associations: Helianthemum salicifolium, H. ledifolium / T. nivea ou T. claveryi du

Koweït. Elles ont été qualifiées ensuite par Alsheikh (1984) de « mycorhizes hélianthémoïdes ».

Ravolanirina, (1986) les a obtenues dans les associations mycorhiziennes entre T. claveryi, T.

boudieri, et H. salicifolium, H. apenninum ainsi que Dexheimer et al (1985) et Leduc et al.,

(1986) dans celle d’ H. salicifolium / T. claveryi.

Des endomycorhizes à pelotons ont été décrites dans les associations mycorhiziennes H.

almeriense / T. claveryi ou Picoa lefebvei (Gutiérrez et al., 2003). Leur présence a aussi été

signalée chez des espèces céréalières (blé, orge, maïs) associées à T. nivea (Tadja, 1996) sur des

substrats naturels et dans l'association in vitro entre Robinia pseudoacacia (Fabacée) et Terfezia

terfezioides (Bratek et al., 1996).

Par ailleurs, les terfez peuvent aussi former des ectomycorhizes sans manteau chez H. lippii

inoculé in vitro avec T. arenaria (Roth-Bejerano et al., 1990) et dans des racines transformées de

C. incanus inoculées avec T. boudieri (Zaretsky et al., 2006 a). T. pinoyi d’Algérie peut former

des ectomycorhizes avec Pinus halepensis, en conditions gnotoxéniques (Chafi et al., 2004).

De nombreuses études ont signalé que le caractère ecto- ou endomycorhizien des terfez

dépend des conditions de culture (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 b). Ces derniers ont


73

montré que T. pinoyi forme avec H. guttatum des ectomycorhizes sans manteau sur des substrats

de culture riches en phosphore et des ectendomycorhizes sans manteau avec un réseau de Hartig

et des hyphes intracellulaires en pelotons dans des substrats carencés en phosphore. Gutiérrez et al

(2003) ont aussi confirmé que le caractère ecto- ou endomycorhizien des terfez peut être

déterminé par les conditions de culture. Ces mêmes auteurs ont montré que T. claveryi et P.

lefebvrei forment avec H. almeriense des ectomycorhizes et des ectendomycorhizes sans manteau

en culture en pot et des ectomycorhizes avec un manteau typique et un réseau de Hartig en culture

in vitro. Des résultats similaires ont été signalés dans l’association H. almeriense / T. claveryi

dans laquelle les formes de phosphore dans le milieu influence le type de colonisation inter et

intracellulaire (Navarro-Ródenas et al., 2012).

Kovacs et al (2002, 2003) ont aussi associé Robinia pseudoacacia / T. terfezioides et H.

ovatum / T. terfezioides sur des milieux à différentes concentrations en phosphore. Ils ont obtenu

des ectendomycorhizes sans manteau.

Morte et al (2000, 2008, 2009, 2010) ont obtenu des ectendomycorhizes en inoculant des

plants d’H. almeriense micropropagés par T. claveryi.

Zaretsky et al (2006 a) ont associé T. boudieri à des clones de racines transformées de C.

incanus, ils ont observé des ectomycorhizes dans la majorité des clones et deux types de

mycorhizes (ecto - et endomycorhize) dans un clone associé à deux isolats de T. boudieri. Ces

types de mycorhizes semblent être influencés par la teneur en phosphate et en auxines dans le

milieu de culture. Kagan-Zur et al (1994) par contre, ont montré que la mycorhization in vitro d’

Helianthemum sessifolium avec T. arenaria est inhibée à des faibles doses de phosphate dans un

milieu de croissance et renforcée à des faibles concentrations de fer.

Khabar (2002) a associé H. guattum avec quatre espèces de terfez marocaines (Tirmania

pinoyi, Terfezia claveryi, T. arenaria, T. leptoderma), en conditions axéniques et gnotoxéniques;

il a obtenu des ectomycorhizes sans manteau avec un réseau de Hartig bien différencié avec les

trois premières espèces de terfez et des ectomycorhizes avec un véritable manteau avec T.

leptoderma en conditions axéniques. Selon cet auteur, la morphologie des mycorhizes ne dépend

pas des conditions de culture.

Chevalier et al (1984) ont associé T. leptoderma à diverses Cistacées annuelles et pérennes

(Helianthemum salicifolium, H guttatum, H. apenninum, Cistus albidus, C. salviaefolius, C.

monspeliensis, Fumana procumbens) en conditions gnotoxéniques; ils ont obtenu des

ectomycorhizes sans manteau avec un réseau de Hartig bien développé. Ces mêmes auteurs ont

émis l’hypothèse que les mycorhizes de T. leptoderma pourraient constituer une forme


74

intermédiaire entre les endomycorhizes à pelotons des terfez et les ectomycorhizes typiques des

Tubéracées.

Les travaux de Zitouni (2010) ont révélé que le caractère ecto- ou endomycorhizien des

terfez peut être aussi déterminé par la plante hôte puisque trois espèces de terfez d’Algérie (T.

boudieri, T. claveryi, Picoa lefebvrei) ainsi que T. leptoderma (du Sud de la France) forment avec

des Cistacées annuelles et vivaces (Helianthemum ledifolium, H. lippii, Fumana procumbens) des

endomycorhizes terfézoïdes et avec des Cistacées arbustives du genre Cistus (Cistus albidus, C.

incanus, C. salvifolius) et une Pinacée (Pinus halepensis) des ectomycorhizes sans manteau.

En conclusion, H. lippii est une espèce végétale qui a un intérêt écologique considérable dans

les régions sahariennes d’Algérie où elle occupe de grandes superficies en association avec les

deux espèces de Tirmania (T. pinoyi et T. nivea) qui sont très appréciés par les populations du Sud

et même du Nord du pays.

4. Essai préliminaire d’application de la mycorhization contrôlée au champ:

La trufficulture ou culture de la truffe d’Europe (champignon prestigieux du genre Tuber),

offre l’exemple le plus célèbre d’application de la mycorhization contrôlée en vraie grandeur de

cette méthode de culture d’un champignon comestible mycorhizien qui est bien maîtrisée en

Europe grâce aux techniques de productions de plants truffiers internationalement

commercialisables (Chevalier et al., 1973; Grente et Chevalier, 1973, 1980; Grente et Delmas,

1974; Chevalier, 1983; Chevalier et Frochot, 1997; Reyna, 2000; Diette et Lauriac, 2004; Bonet et

al., 2006; Chevalier et al., 2008; Savoie et Largeteau, 2011; Chevalier et Sourzat, 2012). La

trufficulture a aussi été développée récemment au Maroc par Laqbaqbi et al (2011).

Quant à la terfeziculture ou la culture de terfez, elle intéresse de nombreux pays situés dans

des régions semi-arides et arides (Moyen Orient, Maghreb, Sud de l’Europe) où ces champignons

se développent dans les conditions naturelles. La recherche de nouvelles techniques de gestion des

terres dans ces régions pourrait probablement améliorer la production de ces champignons (Morte,

2011; Diouf et al., 2011). C’est dans ce cadre que nous avons entrepris l’essai d’application au

champ de la mycorhization contrôlée des plants d’H. lippii par les terfez.

L’objectif principal de notre essai est de transplanter dans les régions sahariennes des plants

d’ H. lippii mycorhizés par les deux espèces de Tirmania (T. pinoyi et T. nivea) obtenus, en

conditions contrôlées dans le but de:

- préserver ces espèces fongiques et leurs plantes hôtes naturelles.


75

- lutter contre la désertification.

- et enfin exploiter les terrains infertiles en vue d’une terfeziculture durable puisque de

nombreux essais d’introduction des plants d’hélianthèmes mycorhizés par les terfez ont

été entrepris avec succès par les espagnols (Morte et al., 2008, 2009) et par les

tunisiens avec notre collaboration (Slama et al., 2010).

Ainsi, pour réaliser cet essai sur le terrain expérimental, nous avons produit 88 plants d’H.

lippii mycorhizés par les deux espèces de Tirmania et âgés de 12 mois (Planche 8, Fig. 1). Ces

plants cultivés en pots ouverts sur de la terre à terfez et élevés en conditions de serre ont été

transportés à Béchar par voie terrestre puis transplantés en Décembre 2011 dans une parcelle

expérimentale non productrice de terfez préalablement aménagée à cet effet (Planche 8, Fig. 2).

Après un mois de culture des plants d’H. lippii, la parcelle expérimentale a été exposée

pendant 24 h à une vague de froid accompagnée d’importantes chutes de neiges et de pluies et de

vents violent dépassant parfois les 35 km /h. Ces brusques changements climatiques survenus

dans la wilaya de Béchar ont détruit 100% des plants transplantés.

L’échec de notre essai serait probablement dû à la mauvaise période de transplantation des

plants d’H. lippii inoculés car la durée trop courte de leur adaptation dans l’environnement

extérieur ne leur a permis de résister aux chutes de neige qui étaient exceptionnelles dans cette

région saharienne. Pourtant cette Cistacée pérenne s’adapte bien aux conditions écologiques

sévères et surtout à la sécheresse et aux conditions de froid (Hamza et al., 2012). Elle résiste à un

hiver froid puisque la région de Béchar est connue pour son climat hivernal froid (2 °C à 3°C).

Selon certains auteurs, la capacité d'une plante ligneuse à survivre aux hivers froids dépend

en grande partie des espèces, de leurs origines géographiques et de leur résistance au froid acquise

avant la fin de la saison de croissance (Beauvais et al., 2010).

Quant à la méthode de production des plants mycorhizés que nous avons transplantés, elle

n’est probablement pas la cause de l’échec de notre essai expérimental puisque Morte et al (2008,

2009, 2010) ont réussi à cultiver T. claveryi associé à un hélianthème pérenne (H. almeriense)

dans plusieurs plantations situées dans différents endroits d’Espagne durant la période 1999-2009.

Ces mêmes auteurs ont confirmé que la transplantation des plants d’hélianthèmes mycorhizés par

les terfez est plus rentable que l’inoculation directe des graines d’hélianthèmes par les terfez que

Slama et al (2010) ont testé au champ (graines d’Helianthemum sessiliflorum inoculées avec T.

boudieri) en raison de la compétition exercée par les organismes parasites contenus dans le sol qui

pourraient dégrader les ascospores des terfez. Une telle compétition n'existe pas dans les cas où

l’association mycorhizienne est préalablement établie sur un sol stérilisé.


76

Ces auteurs ont d’ailleurs récolté le premier ascocarpe de T. claveryi en 2001, 23 mois après

plantation. Cette période a été réduite à 12 mois après une gestion agricole adéquate des

terfezières, ce qui a conduit à une récolte d’ascocarpes atteignant 600 Kg/ha/an et en 2004 à

1147,6 Kg/ha/an et qui ne cesse d’augmenter.

Cependant, les travaux d’implantation d’une terfézière en Espagne ont permis aux chercheurs

de prendre en compte de nombreux facteurs susceptibles de favoriser la production des terfez

(Morte et al., 2008; Morte, 2011 ) comme:

la disponibilité d’une parcelle de terre (cadre de petite plantation de préférence)

présentant un maximum de « critères favorables » pour les terfez (sol).

Les techniques culturales qui consistent surtout à favoriser l’installation des plants

mycorhizés par les terfez sont : le désherbage (enlever les mauvaises herbes) et le travail du sol à

proximité des plants sans l’emploi de fertilisants.

Le type de symbiote n’est pas indifférent et de nombreux essais ont également

montré que la nature de l’associé fongique pouvait avoir un rôle important sur la survie des

plants, sur la durée de la crise de transplantation et sur la performance des plants longtemps après

la plantation (Morte et al., 2009).

La qualité des plants mycorhizés permet d’ensemencer le terrain avec les terfez.

Une identification de la morphologie des mycorhizes ainsi une évaluation du taux de

mycorhization est indispensable avant transplantation au champ.

Le bon choix de l’essence végétale est important. La règle est de planter une espèce

adaptée aux conditions locales, choisies selon les conditions pédoclimatiques et la végétation

naturelle (Morte et al., 2009; Morte 2011).

L’exposition de la parcelle est également primordiale. Les terfez étant un

champignon thermophile, il faut éviter les terrains trop ombragés qui ne verraient pas assez le

soleil et dont les sols pourraient demeurer gelés pendant de longues périodes lors des vagues de

froid hivernales (Morte et al., 2008, 2010; Morte, 2011).

Après avoir testé pendant toutes les saisons de l'année, ces auteurs ont choisi le printemps

(Mars au mois de Mai) pour mettre en place une plantation en raison de ses températures


77

modérées, l'abondance des précipitations et de la photopériode longue. La plantation au mois de

Janvier s’est virée en échec et aucune production n’a été obtenue. La dépendance des pluies

nécessaires à la fructification des truffes du désert est l'un des facteurs les plus influents à prendre

en considération pour une culture réussie. Dans la région de Murcia (Espagne), après de

nombreuses années et avec une pluviométrie de 350 à 400 mm, la production des terfez varie

entre 50 et 170 kg. Un système d'irrigation de la plantation n'est pas nécessaire lorsque les

précipitations sont disponibles parce que l'association mycorhizienne est bien adaptée aux climats

arides et semi-arides et supporte mieux le manque d'eau pendant les périodes estivales (Morte et

al., 2000; 2009).

D’autres essais de transplantation au champ de boutures d’olivier inoculés avec Tirmania

nivea et T. pinoyi et élevées en serre (conditions contrôlées) ont été testés en Arabie saoudite par

Khanaqa (2006). Selon cet auteur, la production a été de 14 kg/ha de terfez.

En conclusion, la culture des deux espèces de Tirmania associées à H. lippii dans les régions

sahariennes par des méthodes biotechnologiques, serait intéressante cependant, celle-ci ne se

réduit pas seulement au succès de la réalisation de l’association symbiotique entre la plante et le

champignon mais aussi à la maîtrise des méthodes de mycorhization contrôlée.

Notre essai préliminaire montre que la réussite de l’application de mycorhization contrôlée

sur le terrain et la production de ces champignons dépend de nombreux facteurs que nous devons

prendre en considération avant et après la plantation dans nos futurs essais qui sont en cours.

5. Caractéristiques de la germination des ascospores de Tirmania pinoyi:

Nous avons obtenu difficilement la germination des ascospores de Tirmania pinoyi (Maire)

Malençon issus d’ascocarpes desséchés sur le milieu malt gélosé (Planche 9, Fig. 1).

En effet, comme l’ont montré les travaux de Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a), la

germination des ascospores et la croissance mycélienne des champignons des genres Terfezia,

Tirmania sont plus difficiles à obtenir car on ne connait aucun milieu véritablement favorable. De

plus, les ascospores de ces champignons sont caractérisées par une phase de latence d’origine

inconnue et de durée variable.

Nous avons constaté que la phase de latence qui précède la germination des ascospores de

Tirmania pinoyi est de 12 à 20 jours.


78

Des résultats analogues ont été obtenus par Awameh et Alsheikh, (1979 b, 1980 a et b) qui

ont montré que la durée de la phase de latence est variable selon le milieu de culture et l’espèce de

terfez: elle est de 14 à 47 jours pour Terfezia claveryi, de 7 à 43 jours pour T. boudieri, de 8 à 15

jours pour Tirmania pinoyi et de 21 à 34 jours pour Tirmania nivea sur le milieu K.I.S.R

additionné de nutriments et de deux antibiotiques (streptomycine et pénicilline).

Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a) ont également montré que la durée de la phase

de latence est variable: elle est de 5 à l0 jours chez T. arenaria, de 7 à 16 jours chez T. claveryi, et

de 14 à 15 jours chez Tirmania pinoyi. Cette durée peut être de 3 mois chez T. claveryi

(Mohamed-Benkada, 1999) ou même dépasse largement toutes les durées rapportées (Dib, 2002)

chez T. pinoyi (6 mois).

Au début de la germination, nous avons observé la libération de globules lipidiques

réfringents et le gonflement des ascospores de Tirmania pinoyi qui doublent presque de volume

même à l’intérieur de l’asque (Planche 9, Figs. 2 et 3). Cette libération des globules lipidiques

avant la germination des ascospores constitue selon Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a)

un indice de la capacité des spores viables à germer.

De nombreux auteurs ont montré qu’il n’y a pas de point de sortie spécifique du tube

germinatif ou l’existence d’un pore germinatif chez les ascospores des terfez et des Tuber

(Awameh et Alsheikh, 1979 b, 1980 a et b; Grente et al., 1972; Rouquerol et Payre,1974-1975;

Fortas,1990; Fortas et Chevalier,1992 a).

Sur le milieu malt, le mycélium en culture isolée est aérien à aspect cotonneux blanchâtre

plus au moins dense au centre au point d’ensemencement (Planche 9, Fig. 8) et devenant rare et

intramatriciel à la périphérie. Sa croissance est lente, il envahit le milieu nutritif en boîte de Pétri

après deux mois de culture. Selon Fontana (1968), ce ralentissement de la croissance est normal

pour un champignon hypogé.

Des essais d’isolement du mycélium de terfez à partir de fragments de gléba ont été effectués

par d’autres chercheurs (Kagan-zur et al., 1994; Gutiérrez et al., 1995; Morte et al., 1994, 2000;

Bratek et al., 1996) pour les espèces Terfezia claveryi et T. leonis, T. terfezioides. Ces mêmes

auteurs confirment que l’obtention des cultures mycéliennes est effectivement difficile.

Khabar (2002) a pu lui aussi obtenir des cultures pures de mycélium de trois espèces de

truffes, Tuber oligospermum, Terfezia leptoderma, T. arenaria. L’un des mycéliums est aérophile

blanc duveteux et recouvre rapidement les fragments de la glèbe et l’autre est intra-gélosé de

couleur brun roux.


79

Le mycélium obtenu à partir des fragments de la glèbe des carpophores blancs (Tirmania sp.)

et noirs (Terfezia boudieri) et cultivé sur trois milieux de culture différents prolifère très lentement

sur un des milieux tandis que sa vitesse de croissance est améliorée sur les deux autres (Bouziani

et al., 2010).

Des études sur la physiologie du mycélium de quelques espèces de terfez (Ravolanirina,

1986; Dib, 2002) ont montré les différences des exigences nutritives et du comportement des

mycéliums des genres Terfezia et de Tirmania en culture pure.

D’autres travaux ont ensuite montré que le mycélium de T. claveryi (Gutiérrez et al., 1995)

peut se développer sur milieu gélosé MMN (Melin Norkans Modifié) de Marx (1969) et sur le

même milieu sans extrait de malt ainsi que celui de Picoa lefebvrei (Morte et al., 2000, 2008;

Navarro- Ródenas et al., 2011, 2012). Kagan-zur et al (1999) ainsi que Zaretsky et al (2006 a et b)

ont cultivé le mycélium de T. boudieri sur les milieux Fontana- Bonfante et Fontana (1973) et

celui de Becard et Fortin (1988).

En conclusion, nous pouvons dire que l’obtention du mycélium à partir de la germination des

ascospores des terfez est difficile mais elle peut être obtenue in vitro sur un milieu de culture

gélosé ce qui n’est pas le cas pour les Tuber où les cultures mycéliennes issues de la germination

des ascospores ont été obtenues qu’une seule et unique fois par Rouquerol et Payre (1974 -1975).

Il est important de rappeler que les ascospores des Tuber et des terfez possèdent un

phénomène de dormance qui pourrait être d’origine constitutive (imperméabilité: épaisseur de la

paroi sporale, empêchant la pénétration des éléments nutritifs) ou exogène (absence de certains

facteurs de croissance dans le milieu). Il est vraisemblable qu’une combinaison complexe de

plusieurs conditions naturelles favorables réunies soit nécessaire et indispensable pour permettre,

stimuler et déclencher leur germination (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 a).

Ainsi, l’isolement du mycélium de Tuber n’est obtenu seulement à partir de fragments de

gléba issus d’ascocarpes ou à partir des mycorhizes (Grente et al., 1972; Chevalier, 1972;

Mischiati et Fontana, 1993; Iotti et al., 2002; in Rubini et al., 2007).

Des mycéliums de Tuber magnatum ont aussi été obtenues en culture pure à partir des

mycorhizes de Tilia cordata, Quercus robur et Corylus avellana sur milieu MNK solide et liquide

à pH= 6. Le pouvoir mycorhizogène de ces mycéliums a été testé avec Populus alba (Mischiati et

Fontana, 1993). Cette méthode d’isolement présente aussi de nombreuses difficultés pour

l’obtention de culture pure à cause de la présence des microorganismes contaminants puisque les


80

mycorhizes se développent dans le sol et les méthodes de désinfections utilisées virent vers

l’échec.

Conclusionet

perspectives

Conclusion et perspectives

96

Le travail de ce mémoire avait pour objectif principal l’étude des associations

mycorhiziennes obtenues en conditions contrôlées après inoculation d’Helianthemum lippii

(Cistacée pérenne) avec deux espèces de Tirmania (Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et

Tirmania nivea (Desf.) Trappe), Ascomycètes hypogés comestibles récoltés dans la Wilaya de

Béchar.

L’étude des caractéristiques morphologiques des ascocarpes et microscopiques des

asques et ascospores nous a permis de confirmer l’identification des deux espèces de

Tirmania ( Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et Tirmania nivea (Desf.) Trappe).

Les synthèses mycorhiziennes entre T. pinoyi et T. nivea et leur plante hôte naturelle

H. lippii ont été réalisées en conditions gnotoxéniques sur sol désinfecté provenant d’une

station à terfez de la Wilaya de Béchar. Après 6 mois de culture en serre, les résultats révèlent

que la croissance des plants d’ H. lippii inoculés avec les deux espèces de Tirmania est

significativement améliorée par rapport aux témoins. Elle est estimée statistiquement par leur

hauteur, le poids frais et sec de leurs parties aériennes ainsi que leur longueur et le nombre de

leurs feuilles.

La fréquence d’infection mycorhizienne des plants est évaluée par le taux de

mycorhization: il est de chez les plants d’H. lippii associés à T. nivea, et de chez ceux associés

à T. pinoyi. Ces résultats indiquent que les deux espèces inoculées à H. lippii possèdent un

bon pouvoir mycorhizogène leur permettant d’envahir facilement les cellules corticales des

racines de la plante hôte et de s’y installer fortement.

La valeur de l’indice de dépendance mycorhizienne ou IDMR est élevée: il est de chez

les plants d’H. lippii inoculés par T. nivea et chez ceux inoculés par T. pinoyi. Ces résultats

indiquent que les plants répondent favorablement à la mycorhization, ce qui explique

l’importance de leur biomasse.

Les examens microscopiques des racines d’H. lippii inoculées par le champignon

révèlent que les deux espèces fongiques forment avec leur plante hôte des endomycorhizes

(avec des hyphes intracellulaires colonisant les cellules corticales) dont la morphologie est

caractéristique des mycorhizes terfézoïdes; elle est également analogue à celle des

mycorhizes naturelles d’H. lippii formées par les terfez.

L’étude de quelques caractéristiques de la germination des ascospores issues

d’ascocarpes de Tirmania pinoyi desséchés a montré que le pourcentage de germination des

ascospores est toujours faible à cause d’un phénomène de dormance exogène de nature

Conclusion et perspectives

97

inconnue ou endogène qui serait lié, selon certains auteurs, à l’imperméabilité des enveloppes

sporales. Après une phase de latence de durée variable, elles germent sur milieu malt à 1% et

donnent naissance à un mycélium cotonneux blanchâtre plus au moins dense au centre mais à

croissance lente (environ deux mois).

Nous avons essayé de transplanter en Décembre 2011 des plants d’H. lippii

mycorhizés par les deux espèces de Tirmania dans une parcelle expérimentale aménagée à cet

effet dans l’enceinte de l’Université de Béchar mais notre première tentative a échoué à cause

de la mauvaise période de transplantation qui n’était pas favorable au développement des

plants. Tous les plants transplantés ont été détruits par les chutes de neige importantes et

exceptionnelles accompagnées de vents violents dépassant parfois les 35 km /h qui ont eu lieu

en fin de Janvier 2012 dans la région de Béchar.

En perspectives, il serait intéressant de:

- De poursuivre l’étude des associations mycorhiziennes entre H. lippii et les 2 espèces

de Tirmania pour optimiser la production des plants mycorhizés issus de graines, en

conditions de serre.

- Mettre au point un milieu de culture favorable à la croissance mycélienne de

Tirmania sp. afin d’obtenir une biomasse fongique pour l’inoculation des plants

axéniques issus de la germination des graines ou obtenus par micropropagation et

pour l’étude de certaines étapes du cycle biologique des terfez qui restent encore

inconnues.

- Comparer la morphologie des mycorhizes d’ H. lippii / Tirmania sp. obtenues en

conditions axéniques, gnotoxéniques et par micropropagation ainsi que les taux

d’infection mycorhizienne.

- Caractériser les mycorhizes à terfez par des études cytologiques, ultructurales et

moléculaires.

- Poursuivre les essais d’application des plants d’H. lippii mycorhizés ou

l’introduction de semis direct de la plante sur le terrain dans les régions sahariennes

car cette espèce végétale est une plante hôte naturelle de Tirmania sp. bien adaptée à

ces régions. De plus, elle est pérenne ce qui assure la conservation du mycélium

fongique dans le sol sans l’apport d'inoculum.

La réussite de ces essais permettra d’envisager l’application de la terfeziculture en région

saharienne sur le même modèle que celui de la trufficulture.

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Annexes

Annexe 1: Réactif de Melzer (in Langeron, 1952)

Hydrate de chlorale ...................................................................100gIodine........................................................................................ 1.5gPotassium iodide.......................................................................... 5gEau distillée ........................................................................... 100mL

Réactif de Melzer: est un réactif chimique utilisé pour distinguer les parois « amyloïdes » desspores se colorant en bleu ou noirâtre (signale généralement la présence d’amidon), des paroisnon amyloïdes restant incolores dans le Melzer (se teintent de jaune-brunâtre, qui est la couleurdu réactif), des parois «dextrinoides» (Heinemann, 2004).

Annexe 2: FAA : mélange Formol-Acide acétique-Alcool (éthanol)(Phillips et Hayman, 1970)

Formol à 37 % ................................................................... 5 mLAcide acétique glacial ........................................................ 5 mLAlcool éthylique 70° .......................................................... 90 mL

Annexe 3: Lactophénol (Langeron, 1952)

Acide phénique cristallisé chimiquement pur .................... 1 gAcide lactique .................................................................... 1 gGlycérine ........................................................................... 2 gEau distillée ........................................................................ 1 g

Les liquides doivent être pesés et non mesurés. Lorsqu’ils sont complètement mélangés, onajoute l’acide phénique

Annexe 4: Milieu gélosé à l’extrait de malt (in Fortas, 1990)

Extrait de malt ................................................................... 10 gEau distillée ....................................................................... 1000 mLAgar-agar ........................................................................... 15 gpH 6.

Résumé:

Notre travail porte sur les associations mycorhiziennes entre deux espèces de terfez

(Ascomycètes hypogés comestibles) de la Wilaya de Béchar Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et

Tirmania nivea (Desf.) Trappe et leur plante hôte naturelle Helianthemum lippii (Cistacée pérenne).

Des synthèses mycorhiziennes entre ces 2 espèces fongiques et leur plante hôte ont été

réalisées en conditions gnotoxéniques, sur un substrat naturel provenant d’un site à terfez de cette

même wilaya. Après 6 mois de culture en serre, les résultats ont montré que l’inoculation d’ H. lippii

avec les deux espèces de Tirmania améliore significativement la croissance des plants. L’estimationdu taux de mycorhization et de l'indice de dépendance mycorhizienne relative indique que les deux

espèces de Tirmania inoculées à H. lippii possèdent un bon pouvoir mycorhizogène et forment des

endomycorhizes caractéristiques des terfez.

Les essais de germination des ascospores de T. pinoyi nous ont permis de suivre quelques

étapes de la germination des ascospores et d’isoler le mycélium de cette espèce fongique.Les résultats négatifs des essais préliminaires de transplantation des plants d’H. lippii

mycorhizés par T. pinoyi et T. nivea dans une parcelle expérimentale à Béchar ont orienté

différemment les essais en cours.

Mots clés : Terfez, Tirmania, Helianthemum lippii, mycorhization, germination des ascospores,

essai de transplantation.

Abstract:

Our work focuses on mycorrhizal associations between two desert truffles species (edible

hypogeous Ascomycota) of the wilaya of Bechar (Tirmania pinoyi (Maire) Malençon and Tirmania

nivea (Desf.) Trappe) with their natural host plant Helianthemum lippii (a perennial Cistaceae).

Mycorrhizal synthesis between these two fungal species and their host plants were conducted

under gnotobiotic conditions on a natural substrate coming from desert truffles area of the same

wilaya. After 6 months maintained in greenhouse, results showed that inoculation of H. lippii with

both Tirmania species improve plants growth significantly. The estimation of mycorhization rate and

the relative mycorrhizal dependency Index indicates also that both Tirmania species mycorrhized to

H. lippii plant have a strong mycorrhizal power and form endomycorrhizae type, typical of desert

truffles.

Germination trials of T. pinoyi ascospores enabled us to establish some stages of spore

germination and isolating the mycelium of this fungal specie.

The Negative result of preliminary tests transplantation obtained using mycorrhized H. lippii

seedlings by T. pinoyi and T. nivea in experimental field in Bechar help us to manage and supervice

our current assays.

Keywords: Desert truffles, Tirmania, Helianthemum lippi, mycorrhization, ascospores germination,transplantation assay.

ملخص:

تضمن ھذا البحث على دراسة التعایش المیكوریزي بین نوعین من الترفاس (الفطریات الزقیة

) من والیة بشارالغدائیة

Helianthemumاتھا العائل الطبیعي نبمع lippii)Cistacéeالدائمة.(

اتھا العائل تحت نببین ھذین النوعین من فطر الترفاس والمیكوریزيأجریت محاولة التعایش

بعد .ظروف تجریبیة غیر معقمة على نفس التربة التي تنمو فیھا ھذه الكمأة الصحراویة لھذه المنطقة

تؤديیزي تحت ظروف الدفیئة، أظھرت النتائج أن محاولة التعایش المیكورمرور ستة أشھر من النمو

.Hإلى تحسین نمو نبات lippii .بشكل كبیر من طرف الترفاس المستعمل

یبین أن ھذین ،) المحصل علیھIDMRن معدل التعایش المیكوریزي ومؤشر التبعیة المیكوریزیة (إ

ى تكوین میكوریز داخلي باإلضافة إل;سلطة میكوریزیة قویةتملك Tirmaniaالنوعین من

)endomycorhize( .الذي ھو نموذج التعایش المیكوریزي المعتاد تكوینیة عند معظم أنواع الترفاس

.Tإن محاوالت انتاش األبواغ الزقیة األسكیة لنوع ( pinoyiعلى لتعرف و ا) سمح لنا بمتابعة

.) من جھة أخرىMycéliumبعض خطوات ھذا االنتاش من جھة والحصول على الخیوط الفطریة (

مع یا) المرتبطة میكوریزH.lippiiالسلبیة للمحاوالت األولیة لزراعة نباتات (أدت النتائج

(T. pinoyi - T. nivea) على قطعة أرض تجریبیة في والیة بشار على اتخاذ إجراءات

.محكمة ومالئمة للتجارب الجاریة حالیا لنفس الھدف

الكلمات المفتاحية:

Helianthemumترفاس، lippii, Tirmania،،األبواغ الزقیة األسكیة، انتاش تعایش میكوریزي

اختبار الزرع.

(Tirmania pinoyi (Maire) Malençon ; Tirmania nivea (Desf.) Trappe)

Résumé

Notre travail porte sur les associations mycorhiziennes entre deux espèces de terfez(Ascomycètes hypogés comestibles) de la Wilaya de Béchar Tirmania pinoyi (Maire)Malençon et Tirmania nivea (Desf.) Trappe et leur plante hôte naturelle Helianthemum lippii(Cistacée pérenne). Des synthèses mycorhiziennes entre ces 2 espèces fongiques et leur plantehôte ont été réalisées en conditions gnotoxéniques, sur un substrat naturel provenant d’un siteà terfez de cette même wilaya. Après 6 mois de culture en serre, les résultats ont montré quel’inoculation d’ H. lippii avec les deux espèces de Tirmania améliore significativement lacroissance des plants. L’estimation du taux de mycorhization et de l'indice de dépendancemycorhizienne relative indique que les deux espèces de Tirmania inoculées à H. lippiipossèdent un bon pouvoir mycorhizogène et forment des endomycorhizes caractéristiques desterfez. Les essais de germination des ascospores de T. pinoyi nous ont permis de suivrequelques étapes de la germination des ascospores et d’isoler le mycélium de cette espècefongique. Les résultats négatifs des essais préliminaires de transplantation des plants d’H.lippii mycorhizés par T. pinoyi et T. nivea dans une parcelle expérimentale à Béchar ontorienté différemment les essais en cours.

Mots clés :

Terfez; Tirmania Pinoyi; Tirmania Nivea; Cistacée Pérenne; Helianthemum Lippii;Mycorhization; Germination Des Ascospores; Mycélium; Essai De Transplantation; RégionAride.

Documents

Thème : Mycorhization contrôlée d’une Cistacée pérenne par ...Université d’Oran Es-Senia Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie Département de Biotechnologie Mémoire