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© Marianne Chayer, 2021
Étude de la qualité de l'eau de source et d'abreuvement dans les élevages vache-veau en fonction des
propriétés physicochimiques et bactériologiques
Mémoire
Marianne Chayer
Maîtrise en sciences animales - avec mémoire
Maître ès sciences (M. Sc.)
Québec, Canada
ii
Résumé
Les objectifs de cette étude consistaient à dresser un portrait de la qualité de l'eau
d’abreuvement et de leurs sources dans les élevages vache-veau, dans plusieurs régions du
Québec. Ce portrait a été réalisé par l’examen des propriétés physicochimiques et
bactériologiques de l’eau dans plusieurs fermes, à chacune des saisons de l'année et en
fonction des divers types de bassins d'abreuvement, de leurs matériaux et de leurs conditions
environnementales. Les régions à l'étude étaient la Capitale-Nationale, la Mauricie, la
Chaudière-Appalaches et la Côte-Nord. Ce portrait est basé sur une campagne
d'échantillonnage intensive réalisée pendant un an. La présence d’Escherichia coli dans l'eau
a été analysée en fonction de divers paramètres environnementaux et de la qualité de l'eau.
Des modèles multivariés et univariés ont été développés afin d’établir des relations
significatives entre les variables mesurées. Les modèles obtenus démontrent qu'il existe bel
et bien un problème de contamination à Escherichia coli dans l’eau d’abreuvement des
ruminants et ce problème varie en partie en fonction des saisons et de la température de l’eau.
Il a aussi été démontré que la contamination de ces eaux ne provient pas des sources d’eau,
puisque la majorité des entreprises échantillonnées utilisaient des sources d’eau fiables et
réglementées. Il a par ailleurs été établi que certaines conditions environnementales affectent
significativement la qualité physicochimique et bactériologique de l’eau, notamment la
présence d’algues et l’accumulation de boue près des abreuvoirs, de même que l’utilisation
de certains types d’abreuvoirs qui engendrent une dégradation de la qualité d’eau.
iii
Table des matières
Résumé ................................................................................................................................ ii
Table des matières ............................................................................................................ iii
Liste des tableaux ............................................................................................................. vi
Liste des figures ............................................................................................................... vii
Liste des abréviations ....................................................................................................... ix
Introduction et mise en contexte ...................................................................................... 1 Besoin en eau ............................................................................................................................... 2
Historique et virulence d’Escherichia coli .................................................................................. 3
Portrait de la production bovine au Québec ............................................................................... 5
1. Revue de la documentation scientifique ................................................................... 7
1.1. Qualité de l’eau pour les bovins 7
1.1.1. Le pH ............................................................................................................................. 7
1.1.2. La salinité ...................................................................................................................... 8
1.1.3. La dureté ........................................................................................................................ 8
1.1.4. Nitrates et nitrites .......................................................................................................... 9
1.1.5. Sulfates .......................................................................................................................... 9
1.1.6. Contaminations microbiologiques ............................................................................... 10
1.2. Les pâturages et le ruissellement 10
1.3. Provenance de l’eau 11
1.3.1. Qualité de l’eau au Québec ......................................................................................... 11
1.3.2. Cours d’eau ................................................................................................................. 14
1.3.3. Étang-réservoir ............................................................................................................ 15
1.3.4. Source naturelle ........................................................................................................... 17
1.3.5. Puits de surface et artésien .......................................................................................... 17
1.3.6. Aqueduc ....................................................................................................................... 19
1.3.7. Distribution de l’eau .................................................................................................... 20
1.4. Les abreuvoirs et l’abreuvement des bovins 20
1.5. Performances zootechniques et contamination 23
1.6. L’impact des conditions environnementales sur E. coli 25
1.7. Effets du lavage et de la désinfection des abreuvoirs sur E. coli 26
1.8. Conclusion 28
2. Objectifs et hypothèses ............................................................................................. 29
2.1. Objectifs du projet de recherche 29
2.2. Hypothèse 29
3. Méthodologie ............................................................................................................. 30
iv
3.1. Définition du champ d’études 30
3.2. Description des sites à l’étude 30
3.2.1. Chaudière-Appalaches ................................................................................................ 31
3.2.2. Mauricie ...................................................................................................................... 32
3.2.3. Côte-Nord et Capitale-Nationale................................................................................. 33
3.3. Récolte des premières données 34
3.4. Déroulement et fréquence des échantillonnages 34
3.5. Analyse en laboratoire 36
3.5.1. Mesure du pH .............................................................................................................. 38
3.5.2. Le milieu de culture ..................................................................................................... 38
3.5.3. Filtration ...................................................................................................................... 39
3.5.4. Incubation .................................................................................................................... 41
3.5.5. Lecture des géloses ...................................................................................................... 41
3.5.6. Calculs et expression des résultats .............................................................................. 42
4. Analyses statistiques ................................................................................................. 44
5. Résultats .................................................................................................................... 46
5.1. Source d’eau 46
5.1.1. Contamination dans les sources d’eau et les régions .................................................. 46
5.1.2. Température de l’eau de source .................................................................................. 47
5.1.3. Le pH et la turbidité des sources d’eau ....................................................................... 48
5.2. Système approvisionnement 50
5.3. Abreuvoirs 50
5.3.1. Matériaux des abreuvoirs ............................................................................................ 51
5.3.2. Configuration des abreuvoirs ...................................................................................... 52
5.3.3. Température de l’eau de l’abreuvoir ........................................................................... 55
5.3.4. Le pH et la turbidité de l’eau d’abreuvement .............................................................. 57
5.3.5. Conditions de l’abreuvoir ............................................................................................ 59
5.4. Analyse en composantes principales et importance relative 61
6. Discussion .................................................................................................................. 64
6.1. Sources d’eau 64
6.2. Système d’approvisionnement 65
6.3. Abreuvoirs 66
6.3.1. Matériaux et types d’abreuvoirs .................................................................................. 66
6.3.2. La température ............................................................................................................ 67
6.3.3. pH et condition de l’abreuvoir..................................................................................... 68
Conclusion ........................................................................................................................ 71
Liste des ouvrages cités ................................................................................................... 73
Annexe 1. Calendrier des visites ..................................................................................... 81
v
Annexe 2. Questionnaires aux producteurs .................................................................. 82
Annexe 3. Qualité des échantillons ................................................................................. 84
vi
Liste des tableaux
Tableau 1. Consommation d’eau en litres par jour selon la température et le
stade de vie des bovins (Adapté de Olkowski, 2009, données
tirées du NRC, 1974). ....................................................................................... 2
Tableau 2. Directives pour la salinité chez les bovins (Adapté de NRC, 1974)
.......................................................................................................................... 8
Tableau 3. Système de classification de l’indice de qualité bactériologique et
physicochimique (Adapté de Hébert, 1997) .................................................. 12
Tableau 4. Nombre de prélèvements d’eau par mois selon la population
desservie (Adapté de Légis Québec, 2020a)................................................... 20
Tableau 5. Nombre de sources d’eau échantillonnées et le nombre
d’échantillons pris selon le type de source d’eau durant l’étude .................... 35
Tableau 6. Volume(s) d’échantillon à filtrer selon la provenance de l'eau ...................... 39
Tableau 7. Moyennes des UFC/100ml d’Escherichia coli selon le type de
source d’eau et la région du Québec ............................................................... 47
Tableau 8. pH moyen selon le type de source d’eau et la région du Québec .................... 49
Tableau 9. Moyenne d’E. coli Log10 UFC/100ml et les comptes selon
l’échelle de turbidité ....................................................................................... 59
Tableau 10. Descriptions et moyennes des dénombrements d’Escherichia
coli Log10 UFC/100ml des diverses conditions des abreuvoirs ...................... 59
vii
Liste des figures
Figure 1. Escherichia coli avec coloration de Gram sous microscope (libre
de droits) ........................................................................................................... 5
Figure 2. Répartition des entreprises de production bovine par secteur de
production (Producteurs Bovins du Québec, 2019) .......................................... 6
Figure 3. Qualité de l'eau au Québec entre 2005-2007 selon les cotes IQBP
et IQE (MELCC, 2008) .................................................................................. 13
Figure 4. Tendance des coliformes fécaux dans les cours d'eau du
Québec entre 1988 et 1998 (MDDELCC, 2000) ......................................... 14
Figure 5. L’effet des sources d’eau sur le temps des activités du bétail
(Représentation graphique du tableau 4 de Willms et al., 2002) .................... 17
Figure 6. Résumé visuel des distances séparatrices à respecter pour
l'installation d'un puits artésien (Adapté de MDDELCC, 2015 ) ................... 19
Figure 7. Types d'abreuvoirs rencontrés lors des échantillonnages réalisés
dans l’étude faisant l’objet de ce mémoire (Chayer, 2019) ............................ 21
Figure 8. Sources de contamination à Escherichia coli chez les animaux
d'élevage (Adaptée de Fairbrother et Nadeau, 2006)...................................... 24
Figure 9. Survie d’Escherichia coli 0157 dans différents types de sols ; Sable
(♦), limon (■) et argile (▲) (Adaptée de Fenlon et al., 2000) ........................ 25
Figure 10. Nombre de coliformes fécaux/100ml dans les abreuvoirs exposés
ou non au bétail après avoir été vidés, nettoyés et désinfectés
(Adaptée de Smith et al., 2000) ...................................................................... 27
Figure 11. Répartition géographique des entreprises bovines (Producteurs
Bovins du Québec, 2019) ............................................................................... 31
Figure 12. Qualité de l'eau dans la région de Chaudière-Appalaches
(MELCC, 2001) .............................................................................................. 32
Figure 13. Schéma d'échantillonnage à la ferme (Chayer, 2021) ...................................... 35
Figure 14. Membrane de filtration incubée sur gélose démontrant des
colonies bleues d’Escherichia coli (IRDA, 2021) .......................................... 37
Figure 15. Installation des rampes de filtration et de l'erlenmeyer de déchet
(IRDA, 2020) .................................................................................................. 40
viii
Figure 16. Les composantes du MicroCheck II (partage et utilisation gratuite,
Wikipédia) ...................................................................................................... 40
Figure 17. Sens à suivre lors de la lecture des membranes (IRDA, 2019) ........................ 41
Figure 18. Évolution temporelle du dénombrement d’Escherichia coli (Log10
UFC/100ml) dans les sources d’eau ............................................................... 48
Figure 19. Fréquence des dénombrements d’E. coli Log10 UFC/100ml pour
l’eau d’abreuvement ....................................................................................... 50
Figure 20. Type de matériaux dans les abreuvoirs en fonction du
dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml dans l’eau des
abreuvoirs ....................................................................................................... 52
Figure 21. Type de configuration d’abreuvoirs en fonction du
dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml dans l’eau des
abreuvoirs ....................................................................................................... 53
Figure 22. Quantité d’eau (L) dans les abreuvoirs en fonction du
dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml dans l’eau des
abreuvoirs ....................................................................................................... 54
Figure 23. Évolution temporelle du patron de température de l’eau dans les
abreuvoirs ....................................................................................................... 55
Figure 24. Dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml en fonction de la
température de l’eau d’abreuvement .............................................................. 56
Figure 25. Les saisons 2019 et 2020 en fonction du dénombrement d’E. coli
Log10 UFC/100ml dans l’eau des abreuvoirs ................................................ 57
Figure 26. Dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml en fonction du pH de
l’eau d’abreuvement ....................................................................................... 58
Figure 27. Indice de quantité d’algues en fonction du pH dans l’eau des
abreuvoirs ...................................................................................................... 60
Figure 28. Graphique d’analyse en composantes principales qui représente
les relations entre toutes les variables quantitatives ....................................... 62
Figure 29. Importance relative d'E. coli dans l'eau d'abreuvoir selon la
méthode LMG ................................................................................................. 63
Figure 30. Exemple d’algues dans un abreuvoir (Chayer, 2019) ...................................... 70
ix
Liste des abréviations
BVSM : Bassin Versant Saint-Maurice
BCIG : 5-Bromo-6-chloro-3-indolyl-β-D-glucuronide
CBE : Conseil de bassin de la rivière Etchemin
CBJC : Corporation du bassin de la Jacques-Cartier
ETEC : Entérotoxines
FM : Filtration sur membrane
HGT : Transfert génétique horizontal
IQBP : Indice de qualité bactériologique et physicochimique
IRDA : Institut de recherche en agroenvironnement
NNP : Nombre le plus probable
NRC : National Research Council
MDDELCC : Ministère du Développement durable, de l’Environnement et de la Lutte
contre les changements climatiques
MELCC : Ministère de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
PCA : principal component analysis
SHU : Syndrome hémolytique et urémique
STEC : Shigatoxines
TNC : Trop nombreux pour être comptés
TNI : Trop nombreux pour être identifiés
TM : Fermentation en tubes multiples
UV: Ultraviolet
UFC : unités formant des colonies
x
Remerciements
Je tiens d’abord et avant tout à remercier mon directeur de recherche Dany Cinq-Mars pour
le soutien qu'il m'a apporté durant la réalisation de ce projet. Merci de m’avoir relancée pour
cette belle expérience!
Merci à la Dre Caroline Côté de l’IRDA pour son aide tout au long de ma maîtrise. Je tiens
aussi à remercier chaleureusement toute l’équipe de l’IRDA, mais plus particulièrement
Élodie, Éliane, Mylène et Cathy. Merci pour votre aide, votre travail précieux en laboratoire,
et votre patience envers mon apprentissage. Vous côtoyer lors de mes nombreux allers-
retours a été un réel plaisir.
Merci à Simon Binggeli, pour toujours répondre à mes questions et mes courriels, et pour ta
patience afin de m’expliquer l’art de l’analyse statistique. Sans toi, ce travail aurait été tout
un défi.
Merci à Diane Allard, du ministère de l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation du
Québec, pour tes contacts précieux avec les producteurs et les heures à m’accompagner et à
discuter en voiture.
Ce projet a été rendu possible grâce au financement du programme Innov’Action du
ministère de l’Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation. Il n’aurait pas été possible,
non plus, sans la participation des producteurs. Un immense merci à tous ceux qui ont
participé au projet ; Patrice Filion, Martin Gauthier, Serge Bouchard, Adam Tremblay, Simon
Gagnon, Francis Ménard, Bertrand Bédard, Steve Drouin, François Poirier, Simon-Pier
Lévesque, Sébastien Vachon, Olivier Drouin, Kaven Bégin, Vincent Paquet, Michel Paquet,
Réjean Bédard, Simon Marcotte, Michael Imhof, Louis-René Cossette, Claude Lefèbvre,
Hélène Vallerand et Mario Hamel. Merci pour votre confiance et votre temps, sans vous ce
projet aurait été impossible!
Merci à toute l’équipe du LARSA pour vos encouragements et votre flexibilité.
Enfin, je tiens à remercier mes amis, mes parents, mes grands-parents et mon copain. Vos
encouragements, votre soutien et votre confiance en moi, mon permis d’accomplir ce défi.
1
Introduction et mise en contexte
L’eau est vitale pour tous les organismes de notre planète, il est donc évident qu’elle soit la
base de l’alimentation animale. Cependant, l’eau contient fréquemment diverses impuretés
et particules en suspension qui peuvent influencer son apparence, son odeur, son goût et ses
propriétés physiques et chimiques. Les animaux réagissent souvent à de telles impuretés en
diminuant leur consommation d’eau, et par le fait même, l’apport alimentaire, ce qui diminue
la performance animale. Ainsi, la qualité de l’eau peut avoir un impact sérieux sur la santé et
la performance des animaux. Dans les élevages vache-veau, l’eau est d’autant plus
importante puisque les vaches doivent avoir une bonne production laitière pour la croissance
des veaux et que l’eau est la base du lait. Pour produire 1 kg de lait, la vache doit utiliser
875 g d’eau. La contamination fécale au sein de l’industrie de la production animale est une
des sources les plus importantes d’impureté des eaux d'abreuvement (Olkowski, 2009). Les
risques de contamination avec les déjections animales sont très élevés, que ce soit par
ruissellement, infiltration ou contact direct. Lorsqu’il y a présence d’Escherichia coli dans
l’eau destinée à la consommation humaine, des actions immédiates doivent être prises. Chez
les bovins cependant, le niveau de tolérance à cette bactérie est peu étudié. La détection
d’Escherichia coli dans l’eau est un bon indicateur de contamination fécale peu coûteux,
rapide et facile à obtenir (Santé Canada, 2020). Comme cette entérobactérie provient de la
région de l’intestin des animaux et des humains, cela en fait un excellent indicateur de
contamination fécale car même s’il peut survivre dans l’eau, il est très peu probable qu’il s’y
développe puisque ce n’est pas son environnement naturel (Nataro et al., 2011). Les
avantages d’utiliser une eau de bonne qualité en production animale sont multiples. En plus
d’assurer la bonne santé de l’élevage, une meilleure consommation d’eau est positivement
corrélée avec le gain de poids quotidien et l’apport alimentaire (Brew et al., 2011).
L’augmentation de la production grâce à une meilleure disponibilité et qualité de l’eau
signifie que les animaux peuvent croître plus rapidement et que les producteurs peuvent les
commercialiser plus hâtivement. Ceci pourrait entraîner des réductions potentielles des coûts
d’alimentation, de gestion et de médicaments. Les coûts d’installation de sources d’eau
alternatives peuvent souvent être recouvrés dans un délai de 1 à 5 ans grâce à des gains
économiques associés à une production accrue et à une meilleure efficacité opérationnelle
(Higgins et al., 2016).
2
Besoin en eau
Les besoins en eau des ruminants varient selon le stade de vie, l’alimentation, le poids, mais
aussi de la température ambiante. Les vaches boivent environ 3 à 4 litres d’eau par kg de
matière sèche ingérée (Aseltine, 1992). L’eau permet d’assurer la thermorégulation chez les
animaux, que ce soit par temps froid ou chaud. Lors de température élevée, les vaches en
lactation peuvent consommer jusqu’à 81 litres d’eau par jour (Tableau 1). Pour les veaux
âgés entre 0 et 3 semaines, ceux-ci consomment entre 0,76 et 1,5 litre d’eau via le lait ou le
lait de remplacement (Beede, 1993). Par la suite, l’eau devrait être donnée à volonté puisque
la consommation d’eau s’accélère à mesure que les veaux commencent à ingérer de plus
grandes quantités d’aliments secs. L’accès ad libitum à l’eau potable augmente
considérablement le gain de poids des veaux comparativement à un accès restreint à l’eau
(Kertz et al., 1984).
Tableau 1. Consommation d’eau en litres par jour selon la température et le stade de vie des
bovins (Adapté de Olkowski, 2009, données tirées du NRC, 1974).
Consommation d'eau (l/jour selon la température)
Poids (kg) 4,4°C 10°C 14,4°C 21,1°C 26,6°C 32,2°C
Bouvillons
182 15,1 16,3 18,9 22 25,4 36
277 20,1 22 25 29,5 33,7 48,1
364 23 25,7 29,9 34,8 40,1 56,8
Bovins d'engraissement
273 22,7 24,6 28 32,9 37,9 54,1
364 27,6 29,9 34,4 40,5 46,6 65,9
454 32,9 35,6 40,9 47,7 54,9 78
Vache gestante en période d'hivernage
409 25,4 27,3 31,4 36,7 - -
500 28,7 24,6 28,0 32,9 - -
Vaches en lactation
409 43,1 47,7 54,9 64 67,8 81
3
Les animaux ont des dépenses en eau journalière liées à la régulation de la température, à la
digestion, au métabolisme et aux productions. Les bovins sont sensibles à la déshydratation
puisqu’ils ressentent des symptômes sévères lorsqu’ils perdent seulement 12 % d’eau de leur
masse corporelle (Roussel, 1999 cité par Polsky et von Keyserlingk en 2017). Pour favoriser
la consommation, l’eau d’abreuvement devrait se situer entre 17 et 28°C quelle que soit la
saison (Wilks et al., 1990), être distribuée à volonté et être facilement accessible. Une eau à
10°C améliorera effectivement les performances de l’animal, puisqu’elle permet de diminuer
le taux des respiration et la température corporelle et d’augmenter la consommation
d’aliments et le rendement laitier comparé à une eau à 27°C C (Wilks et al., 1990; Lanham
et al., 1986). Cependant, les ruminants semblent préférer une eau plus chaude (20°C) et
risquent de s’abreuver dans des flaques au sol au lieu de boire une eau trop froide (Wilks et
al., 1990). Dans les pâturages, les bovins ne doivent pas avoir plus de 240 mètres à parcourir
pour avoir accès à l’eau. Les vaches avec de l’eau disponible dans un rayon de 240 mètres
en tout temps boivent 15 % plus d’eau par jour que celles qui ont à voyager plus de 240
mètres pour s’abreuver (Gerrish et Davis, 1999). Si la distance est plus grande, les animaux
se déplaceront moins et se déplaceront en groupe. Il y a donc des risques de dominance
animale et certains ruminants pourraient ne pas consommer assez d’eau. L’endroit où
l’abreuvoir se situe devrait être plat, surélevé de préférence et bien drainé (Morin, 2009).
Pour éviter l’accumulation de boue près de l’abreuvoir, ce dernier devrait être installé sur une
plate-forme en béton. Il est préférable de ne pas adosser l’abreuvoir à une clôture ou à un
mur puisque les animaux ne peuvent pas circuler à leur guise. Il est recommandé de nettoyer
l’abreuvoir aux 10 jours, lorsque les animaux semblent hésiter à boire, lorsqu’il y a des
déjections, lorsqu’il y a des dépôts au fond, ou lorsque les animaux ont des diarrhées
fréquentes (Dudouet, 2017). Les facteurs qui semblent influencer les comportements
d’abreuvement sont les habitudes alimentaires, les températures de l’eau, le format de
l’abreuvoir, le débit dans les abreuvoirs et la dominance (Murphy, 1992).
Historique et virulence d’Escherichia coli
Escherichia coli est une bactérie à bâtonnet gram-négative qui se retrouve seule ou en paire.
Elle fermente le lactose et elle peut vivre de façon aérobique ou anaérobique
4
(Figure 1)(Morabito, 2014). Cette bactérie est hétérotrophe et prototrophe, ce qui signifie
qu’elle n’a besoin d’aucun autre nutriment que le carbone pour vivre (Morabito, 2014). Cette
bactérie est neutrophile, son pH de croissance se situe donc entre 5,5 à 8,0 (Prescott et al.,
2013). Sa plage de croissance de température est de 10 à 45°C, avec une croissance optimale
à 37°C (Prescott et al., 2013). E. coli fait partie du groupe des coliformes thermotolérants
puisqu’il peut se développer à 44,5 °C (Centre d’expertise en analyse environnementale du
Québec, 2016). Il tire son nom du chercheur qui l’a découvert vers la fin du 19e siècle, M.
Theodor Escherich. À cette époque, il l’avait nommé Bacterium coli commune (Morabito,
2014). La bactérie se trouvait dans les échantillons de selles de tous les enfants et même ceux
en santé. C’est pour cette raison qu’il s’est passé presque 50 ans avant qu’on ne l’associe à
plusieurs infections. Après seulement quelques heures de vie chez la plupart des mammifères,
E. coli a déjà colonisé l’iléon et le gros intestin. Cette bactérie est l’organisme anaérobique
qui prédomine dans les fèces (Songer et Post, 2005). C’est une des raisons pourquoi il est un
indicateur idéal de contamination fécale (Santé Canada, 2020). Habituellement, E. coli n’est
pas pathogène chez les humains ou les animaux qui ne sont pas immunodéprimés. Cette
bactérie établit plutôt une relation de bénéfice mutuel avec son hôte, puisqu’elle maintient
un équilibre entre les nombreuses bactéries dans la microflore de l’intestin (Morabito, 2014).
Elle a un étonnant pouvoir d’adaptation puisqu’en plus de son rôle principal dans l’intestin,
elle a aussi développé l’aptitude à causer plusieurs maladies. Physiologiquement, elle
s’adapte grâce à sa plasticité génomique, soit la capacité d’échanger du matériel génétique
avec d’autres espèces de bactéries grâce au transfert génétique horizontal (HGT) (Morabito,
2014). Par exemple, le génome d’Escherichia coli O157 possède 5 millions de paires de base
et sur ces 5 millions, 1 million de paires de base a été acquis de différentes espèces
bactériennes par HGT (Morabito, 2014). Cette bactérie est donc en constante évolution. Il
existe plusieurs souches d’Escherichia coli et certaines sont plus virulentes que d’autres. Ce
microorganisme a une classification bien à lui pour identifier les souches les plus propices
aux maladies intestinales. Deux composantes de sa surface servent le plus souvent pour la
classification, soit l’antigène O du lipopolysaccharide et l’antigène H du flagelle de la
bactérie (Songer et al., 2005). E. coli O157:H7 a causé plusieurs maladies chez les animaux
et les humains. En Ontario en 2000, une éclosion d’infections par la bactérie E. coli O157:H7
a touché plus de 2 300 personnes et causé 7 décès. L’origine de la contamination se trouvait
5
dans un puits municipal où il y aurait eu infiltration de déjections de bovins (O’Connor,
2002). Une personne infectée par E. coli O157:H7 est atteinte d’une maladie intestinale qui
dure en moyenne quatre jours, mais parfois plus longtemps. Après 24 heures, la personne
présente souvent de la diarrhée sanglante, et parfois des douleurs abdominales très graves.
La maladie se résout habituellement sans traitement, autre que la réhydratation et le
remplacement des électrolytes (O’Connor, 2002).
Portrait de la production bovine au Québec
Dans le secteur de la production animale au Québec, la production bovine est la quatrième
en importance avec ses 9 600 entreprises agricoles, après la production laitière, porcine et de
volaille (Producteurs Bovins du Québec, 2019). Chaque année, c’est environ 600 400 bovins
qui sont commercialisés, pour une valeur à la ferme de 566 M$, et 113 280 veaux
d’embouche pour une valeur à la ferme d’environ 132 M$ (Producteurs Bovins du Québec,
2019). Après les bovins laitiers, les éleveurs vache-veau sont les 2e plus importants dans la
répartition des entreprises bovines (Figure 2) avec 4 200 fermes (Producteurs Bovins du
Québec, 2019). Au Québec, on recense une vingtaine de races de bovins de boucherie dans
les fermes de production. Les races les plus utilisées pour leur génétique sont les Angus
noirs\bruns, les Charolais, les Simmentales, les Herefords et les Limousins. Chaque race a
ses particularités propres et certains croisements aident à la complémentarité des races. Les
Figure 1. Escherichia coli avec coloration de Gram sous microscope (libre de droits)
6
principales caractéristiques génétiques recherchées pour les élevages vache-veau sont : la
facilité de vêlage, une excellente production laitière, une croissance rapide, un
développement musculaire supérieur, un poids élevé à l'abattage et une rusticité élevée
pouvant aider lors des hivers froids du Québec (Producteurs Bovins du Québec, 2006).
Figure 2. Répartition des entreprises de production bovine par secteur de production (Producteurs
Bovins du Québec, 2019)
7
1. Revue de la documentation scientifique
1.1. Qualité de l’eau pour les bovins
Comme mentionné précédemment, la qualité physique et physicochimique de l’eau peut
jouer sur les performances des bovins. La qualité de l’eau est basée généralement sur les
propriétés chimiques, les propriétés physiques, les nutriments, les composés toxiques et les
agents microbiologiques. Les propriétés physicochimiques traitent notamment des
paramètres du pH, de la salinité et de la dureté. Le fer et le manganèse ne causent pas de
problème de santé, mais causent un problème de goût lorsque leur concentration dépasse
0,3 mg/l et 0,05 mg/l respectivement (Beede, 2005), ce qui pourrait diminuer la
consommation en eau des bovins.
1.1.1. Le pH
Le pH est une mesure du degré d’acidité ou d’alcalinité, sur une échelle allant de 1 à 14. Le
point de neutralité dépend de la température, le pH neutre se situant à 7,5 à 0 °C et à 6,5 à
60 °C (Santé Canada, 2015). Les eaux naturelles ont habituellement des valeurs de pH qui
varient de 4,0 à 9,0 (Beede, 2005). Cependant, la plupart sont légèrement alcalines en raison
de la présence de bicarbonates, de carbonates et de métaux alcalins et alcalino-terreux (Santé
Canada, 2015). La recommandation de Santé Canada pour le pH de l’eau est une plage de
7,0 à 10,5 pour l’eau potable traitée. Cependant, l’OMS suggère un pH optimal de moins
de 8,0 pour une désinfection efficace au chlore et une plage entre 6,5 et 9,5 (OMS, 2007).
Malgré cela, on sait peu de choses sur les effets de la valeur du pH sur le rendement des
bovins et leur consommation d’eau, c’est pourquoi il est suggéré qu’il soit le même que pour
l’homme. Il semblerait qu’un pH plus acide soit cependant néfaste pour l’excrétion de
Escherichia coli. Une étude effectuée avec des porcelets a examiné l’effet d’un pH abaissé
de l’eau de boisson pour obtenir un pH final de 5 ou 4. La réduction du pH à 4 a entraîné une
diminution de l’excrétion d’E. coli, mais la baisse du pH a également considérablement
diminué la consommation d’eau (De Busser et al., 2011). Le gain de poids quotidien le plus
élevé, le taux de mortalité le plus bas et une diminution d’E. coli dans les fèces ont été
observés dans le groupe recevant de l’eau potable de pH 5 (De Busser et al., 2011). Cette
8
étude indique que l’acidification de l’eau potable à un faible pH peut être utile pour réduire
la charge d’E. coli chez les porcs et peut être utilisée dans les élevages affectés par la diarrhée
post-sevrage. Cependant chez les ruminants, cette technique n’a pas été testée et un pH
inférieur à 5,5 peut causer une acidose chez les bovins, ce qui réduit la consommation et le
rendement des aliments (AAFC, 2020). L’alcalinité excessive peut aussi causer des pertes de
rendement. Des troubles physiologiques et digestifs chez le bétail peuvent se manifester
lorsque l’eau a une alcalinité supérieure à 10 (AAFC, 2020).
1.1.2. La salinité
Les composants associés à la salinité sont le bicarbonate, le sulfate, le calcium, le magnésium
et la silice, ainsi qu’en quantité plus faible le fer, le nitrate, le strontium, le potassium, le
carbonate, le phosphore, le bore et le fluorure (Looper et Walder, 2002, cité par Olkowski,
2009). Des niveaux élevés de salinité dans l’eau des bovins réduisent l’ingestion d’aliments
et d’eau, diminuent les taux de croissance et peuvent causer des diarrhées et des calculs
urinaires (Embry et al., 1959). Dans le cas d’Escherichia coli, pour qu’il y ait une diminution
de sa croissance dans l’eau, il faut une eau de mer (salinité de 35%) où la charge organique
est faible (Tassoula, 1997). Les recommandations pour la salinité de l’eau d’abreuvement des
ruminants est indiqué dans le tableau 2.
Tableau 2. Directives pour la salinité chez les bovins (Adapté de NRC, 1974)
Sels dissous
totaux (mg/L)
<1 000 Idéale, aucun danger pour la consommation
1 000-2 900 Légèrement saline, normalement sans danger pour la consommation,
mais la consommation peut causer des diarrhées légères
3000 - 4 999 Modérément saline, les bovins peuvent refuser la consommation, peut
causer des diarrhées
5 000 - 6 999 Saline, éviter la consommation si les vaches sont en lactation ou gestantes
7 000 - 10 000 Très saline, la consommation va causer des problèmes de santé chez la
majorité des bovins
>10 000 Saumâtre, dangereuse et impropre à la consommation
1.1.3. La dureté
La dureté est généralement exprimée par la somme du calcium et du magnésium rapportée
en quantités équivalentes de carbonate de calcium. D'autres substances, comme le strontium,
9
le fer, le zinc et le manganèse, jouent également un rôle dans la dureté de l'eau (Olkowski,
2009). Une forte concentration de minéraux peut entraîner un dysfonctionnement du système
d'approvisionnement, en raison de l’accumulation de dépôts insolubles de calcium et de
carbonate de magnésium, ce qui peut avoir pour conséquence une privation d'eau. Cependant,
la dureté de l’eau n’aurait pas d’effet sur la performance animale ou la consommation d’eau
(NRC, 2001).
1.1.4. Nitrates et nitrites
L’azote peut se retrouver dans l’eau d’abreuvement sous forme de nitrites ou de nitrates.
Lorsque des niveaux excessifs de nitrates sont présents, les nitrites peuvent s’accumuler dans
le rumen. Les nitrites absorbés dans la circulation sanguine interfèrent avec la capacité de
transport de l’oxygène de l’hémoglobine, interférant ainsi avec la respiration. Dans les cas
graves, l’asphyxie peut se produire (NRC, 2001). Les nitrites sont plus toxiques que les
nitrates, il est donc suggéré de ne pas dépasser 10 mg/l dans l’eau (NRC, 2001). Des niveaux
modérés d’empoisonnement aux nitrates peuvent entraîner un faible taux de croissance, de
l’infertilité, des avortements, et une insuffisance en vitamine A (Davison et al., 1964). La
concentration de nitrates à partir de laquelle une eau pourrait être toxique pour les bovins
serait comprise entre 300 et 2 200 mg/l. On considère généralement que des concentrations
de nitrates inférieures à 132 mg/l dans l'eau d'abreuvement ne devraient pas présenter de
risque pour la santé des animaux (NRC, 2001).
1.1.5. Sulfates
Habituellement, le soufre se trouve dans l'eau d'abreuvement sous forme de sulfates. Pour les
veaux, les concentrations de sulfates devraient être inférieures à 500 mg/l, alors que les
adultes peuvent tolérer jusqu’à 1 000 mg/l (NRC, 2001). Il semble qu’à un niveau de
2 150 mg/l, les bovins ne veulent plus s’y abreuver (Weeth et Capps, 1972). Afin de bien
évaluer le danger lié à la présence de soufre dans l'eau, il faut aussi tenir compte des quantités
totales de soufre ingérées via l'alimentation. Au-delà des niveaux mentionnés précédemment,
on peut s’attendre à une baisse des performances, une baisse de la consommation d’eau, des
diarrhées et une moins bonne assimilation des oligo-éléments due à des interférences
10
métaboliques (Olkowski, 2009). Des concentrations très élevées de souffre dans
l’alimentation et l’eau peuvent causer dans des cas extrêmes des nécroses des tissus
cérébraux, appelées polioencéphalomalacies (Olkowski, 2009).
1.1.6. Contaminations microbiologiques
Les publications recherchées sont contradictoires concernant la recommandation de
contamination maximale en coliformes fécaux dans l’eau avant l’apparition de problèmes de
santé, car ce sujet est peu étudié. Les recommandations pour les veaux sont de
1 coliforme/100ml (Beede, 2005; Wright, 2012 ; Higgins et al., 2008) et pour les bovins
adultes, il semble que les recommandations varient entre 10 et 100 coliformes/100ml (Beede,
2005; Higgins et al., 2008 ; Wright, 2012 ; Olkowski, 2009). Malgré tout, ces valeurs peuvent
être difficiles à atteindre en présence de bovins, puisqu’une des sources les plus importantes
de contamination des eaux d’abreuvement est l’industrie de la production animale elle-même
(Olkowski, 2009). En plus des coliformes fécaux dans l’eau, qui peuvent être difficiles à
gérer, si la charge en éléments nutritifs augmente et que la température de l’eau est élevée,
des proliférations d’algues peuvent se produire. Ces algues peuvent contenir un type de
bactéries photosynthétiques appelées cyanobactéries, ou algues bleu-vert. Ces algues
produisent des toxines, les microcystines, qui peuvent être dangereuses pour la santé des
bovins, et même mortelles (Saker et al., 1999).
1.2. Les pâturages et le ruissellement
Au Québec, l’élevage vache-veau est une des productions qui utilisent le plus les pâturages.
Les jeunes bovins passent les premiers mois de leur vie dans les pâturages en compagnie de
leur mère. Cependant, dans les systèmes de pâturage, les bovins peuvent faire face à un
certain nombre de défis comme les infections parasitaires, l’exposition aux extrêmes
climatiques, l’insuffisance de l’approvisionnement en nutriments et l’insuffisance d’accès à
l’eau potable. De plus, leur présence est synonyme de contamination des eaux à proximité,
par le ruissellement (Fenlon et al., 2000). Pour diminuer la contamination de coliformes
fécaux par ruissellement, plusieurs techniques sont possibles. Lorsque le pâturage est en
rotation et que les parcelles sont divisées, il est recommandé de placer les animaux loin des
11
cours d’eau lorsque le ruissellement est le plus probable, c’est à dire lorsqu’on prévoit de la
pluie. En période plus sèche, les ruminants peuvent alors pâturer plus près des cours d’eau,
tout en respectant la règlementation, ce qui limite le ruissellement. Lorsqu’il y a de la pluie,
mais que l’occupation d’un pâturage s’est produite il y a plus de 2 semaines, les
concentrations d’Escherichia coli diminuent entre 88 et 99 % dans le ruissellement
comparativement à un pâturage actif lors de l’averse (Wagner et al., 2012 ; Fenlon et al.,
2000). Au Québec, il faut conserver une bande minimale de végétation naturelle (sans labour,
ni culture, ni fertilisant) de trois mètres de large de part et d’autre d’un cours d’eau (Goupil,
2015). Cette bande doit inclure au moins un mètre sur le replat du terrain si le haut du talus
se situe à moins de trois mètres de la ligne des hautes eaux (Goupil, 2015). Cette bande
riveraine permet de protéger les cours d’eau à proximité, puisqu’un couvert végétatif de 1 à
25 m réduit de 99 % les coliformes fécaux provenant du ruissellement (Sullivan et al., 2007).
1.3. Provenance de l’eau
Selon l’origine de l’eau d’abreuvement des ruminants, ce ne sont pas toutes les sources
d’approvisionnement qui sont de bonne qualité. Celles-ci peuvent être porteuses de
nombreux contaminants ou d’odeurs qui peuvent affecter l’appétence et donc, la production
des ruminants. Lorsque les bovins boivent une eau de bonne qualité, ceux-ci sont moins
malades, ont un meilleur gain de poids, en consomment plus et produisent plus de lait pour
les veaux (Higgins et al., 2016). La provenance de l’eau compte pour beaucoup dans la
qualité de l’eau. L’eau d’abreuvement sur les fermes peut provenir de cours d’eau (rivières,
ruisseaux, sources naturelles, etc.), d’étangs-réservoirs, de puits (artésien ou de surface) ou
de l’aqueduc.
1.3.1. Qualité de l’eau au Québec
Au Québec, l’indice de qualité bactériologique et physicochimique (IQBP) sert à évaluer la
qualité générale de l’eau des rivières et des petits cours d’eau. Le résultat correspond aux
besoins de qualité de l’eau pour assurer certaines utilisations soit la baignade, les activités
nautiques, l’approvisionnement en eau pour la consommation, la protection contre
l'eutrophisation et la protection de la vie aquatique (Hébert, 1997). L’IQBP se calcule à l’aide
12
de dix indicateurs, soit le phosphore total, les coliformes fécaux, la turbidité, les matières en
suspension, l’azote ammoniacal, les nitrites-nitrates, la chlorophylle a totale, le pH, la
demande biochimique en oxygène sur cinq jours et le pourcentage de saturation en oxygène
dissous (Hébert, 1997). L’IQBP est basé sur les données recueillies mensuellement entre mai
et octobre, et il peut varier entre 0 et 100, ce qui permet de définir cinq classes de
qualité (Tableau 3).
Tableau 3. Système de classification de l’indice de qualité bactériologique et physicochimique
(Adapté de Hébert, 1997)
A (80 - 100) Eau de bonne qualité permettant la pratique de tous
les usages
B (60 - 79) Eau de qualité satisfaisante permettant la plupart des
usages
C (40 - 59) Eau de qualité douteuse, certains usages sont
compromis
D (20 - 39) Eau de mauvaise qualité, la plupart des usages sont
compromis
E (0 - 19) Eau de très mauvaise qualité, tous les usages sont
compromis
De son côté, le Conseil canadien des ministres de l’Environnement (CCME) a élaboré son
propre indice, l’indice de qualité des eaux (IQE). Comparativement à l’ISBP, il est basé sur
les données recueillies mensuellement tout au long de l’année. Les données se réfèrent à six
paramètres : le phosphore, la turbidité, l’azote ammoniacal, les nitrites-nitrates, le pH et la
chlorophylle a totale (MELCC, 2008). Il est possible de voir dans la figure 3 que la qualité
de l’eau, qu’elle soit mesurée par l’ISBP ou le IQE, n’est pas de très bonne qualité dans la
vallée du Saint-Laurent. Plusieurs points (ISBP) et carrés (IQE) rouges, synonymes de très
mauvaise qualité d’eau sont présents près des centres urbains et des régions à hautes activités
agricoles. Plus les prélèvements sont pris en amont de la rivière, meilleurs sont les indices.
Cela reflète en grande partie les impacts de la dégradation de la qualité de l’eau engendrée
par les activités humaines (MELCC, 2008). Les rivières les plus dégradées sont celles qui
traversent des régions avec des activités agricoles importantes. Ainsi, la qualité de l’eau des
rivières Yamaska et L’Assomption est extrêmement dégradée sur une portion importante de
l’aval de la rivière, alors qu’il est possible de voir sur la figure 3 que l’amont est de bonne
qualité (Simard, 2004). Il semble alors que les activités agricoles sont une problématique
13
importante de la qualité des eaux au Québec. Malheureusement, aucune étude récente n’a été
produite, les dernières valeurs accessibles sont de 2007. Les ISBP ont probablement changé
au cours des dernières années dans plusieurs rivières du Québec. Pour le pH de l’eau au
Canada, les données d’une enquête menée dans des usines de traitement entre 2009 et 2010
ont montré que le pH pour l’eau de surface variait de 4,6 à 8,6 dans 93 échantillons d’eau et
de 6,1 à 9,2 dans 36 échantillons pour l’eau souterraine (Santé Canada, 2015).
Heureusement, pour ce qui est des coliformes fécaux, une tendance à la baisse a été observée
entre 1988 et 1998 (MDDELCC, 2000) (Figure 4), ce qui est très encourageant pour les
années présentes. Effectivement, toutes les tendances, à l’exception d’une, affichent une
diminution des concentrations de coliformes. Ceci indique que l’amélioration de
l’assainissement urbain et l’ajout de réglementation face à l’entreposage des fumiers et des
lisiers a porté fruit (MDDELCC, 2000).
Figure 3. Qualité de l'eau au Québec entre 2005-2007 selon les cotes IQBP et IQE (MELCC, 2008)
Amont
Amont
14
Figure 4. Tendance des coliformes fécaux dans les cours d'eau du Québec entre 1988 et 1998
(MDDELCC, 2000)
1.3.2. Cours d’eau
L’utilisation des cours d’eau est simple, pour l’approvisionnement de l’eau au pâturage,
puisqu’ils sont déjà existants et sans frais comparativement à l’installation d’un puits. Au
Québec, il est néanmoins interdit de donner aux animaux un accès direct aux cours d’eau et
aux plans d’eau ainsi qu’à leur bande riveraine, sauf dans le cas de traverse à gué (Légis
Québec, 2020b). Il est toutefois possible d’installer une pompe et quelques tuyaux pour
amener l’eau du cours d’eau aux bassins. De plus, les bassins peuvent être situés près des
cours d’eau évitant ainsi l’installation de longs tuyaux de distribution en polyéthylène qui
peuvent chauffer l’eau, lorsqu’ils sont noirs et à la surface du sol. Il ne serait pourtant pas
conseillé d’utiliser cette eau (sans traitement) pour l’abreuvement des animaux, puisque les
polluants des cours d’eau les plus communs proviennent du ruissellement en zone agricole
(sédiments, pesticides, fertilisant, fumier) (Patoine et D’Auteuil-Potvin, 2015). Les cours
15
d’eau en milieu agricole au Québec ont été l’objet d’un suivi des coliformes fécaux, et
l’analyse des données de 51 stations montrait que les concentrations de coliformes fécaux
lors de la saison estivale dépassent souvent les critères de qualité de l’eau pour les activités
agricoles. En plus, les concentrations moyennes annuelles dépassaient le critère de qualité
pour l’eau destinée à l’approvisionnement en eau potable (Patoine et al., 2015). En hiver,
l’eau est généralement moins contaminée, ce qui suggère un impact moindre des activités
agricoles à cette période de l’année. Une baisse significative des concentrations en coliformes
avait été notée en période estivale lors de la mise en place d’interventions d’assainissement
agricole. Malheureusement, malgré l’ajout d’aires d’entreposage étanches des déjections
animales et le retrait du bétail des cours d’eau, seulement 6 stations sur 17 ont montré une
baisse significative des taux de coliformes (Patoine et al., 2015). Ces résultats indiquent en
outre que la qualité bactériologique des cours d’eau en milieu agricole ne pourra s’améliorer
sans que des efforts supplémentaires soient réalisés (Patoine et D’Auteuil-Potvin, 2015).
Selon la concentration, ces polluants causent une eau potable de mauvaise qualité et peuvent
avoir des répercussions sur la santé des ruminants. Habituellement, la quantité de bactéries
comprise dans l'eau de surface dépend du nombre d’animaux domestiques et sauvages qui
vivent à proximité de cette eau. Lorsqu’il y a présence d’animaux sauvages dans la région,
les comptes d'E. coli sont de 20 à 100 coliformes/100ml. Cependant, lorsqu'il y a du
ruissellement direct de bovins, les comptes peuvent atteindre jusqu'à
10 000 coliformes/100ml, lors de très forte densité d’élevage (Olkowski, 2009). Pour que les
producteurs utilisent un cours d’eau pour l’abreuvement des animaux, une analyse de la
qualité de l’eau devrait être effectuée.
1.3.3. Étang-réservoir
Les étangs ou petits lacs peuvent se retrouver sur les fermes et peuvent être, pour les mêmes
raisons que les cours d’eau, avantageux à utiliser pour les producteurs. Pour éviter que les
animaux pataugent dans ces plans d’eau, des clôtures peuvent être installées autour de
l’étang. Le risque de contamination est plus élevé dans les eaux de surface (réservoirs de
retenue, lacs, étangs-réservoirs, etc.) qui sont directement accessibles aux animaux, où dans
lesquelles s'écoulent les déjections des exploitations d'élevage (Olkowski, 2009). Des
observations sur des génisses ont démontré qu’elles avaient eu un meilleur gain de poids
16
lorsqu’elles avaient accès à de l’eau saine en comparaison avec l’eau d’un étang-réservoir où
elles pouvaient aller se promener (Willms et al., 2002). Quand les animaux vont s’abreuver
directement dans l’étang, ceux-ci peuvent déféquer et déplacer les sédiments du sol, ce qui
entraîne une eau de moindre qualité. Lorsque des bovins ont le choix entre l’eau contaminée
avec du fumier et l’eau saine, ils évitent de boire l’eau contaminée. Cependant, ils ne
réduiront pas la consommation d’eau contaminée tant que le fumier n’aura pas dépassé une
concentration de 0,25 % dans l’eau (AAFC, 2020). Les animaux qui boivent de l’eau sans
contamination fécale passent plus de temps à pâturer et moins de temps à se reposer que les
animaux qui boivent directement de l’étang ou que ceux qui boivent de l’eau pompée
directement de cet étang (Figure 5). Des veaux dont les mères ont bu une eau d’abreuvement
propre ont fait des gains de 9 % de plus que les veaux des vaches qui ont consommé de l’eau
directement de l’étang (direct ou par pompage) (Willms et al., 2002). Des taures ayant accès
à de l’eau d’abreuvement propre avaient des gains de 23 % de plus que les taures avec accès
direct aux étangs ou à l’eau pompée des étangs (Willms et al., 2002). Ceci va en accord avec
Lardner et al. (2005), qui ont déterminé que le bétail avait un léger progrès au niveau du gain
de poids s’il boit l’eau pompée de l’étang-réservoir, au lieu de s’y abreuver directement. Une
plus grande amélioration de poids (9-10 %) était notable avec l’utilisation d’un système
d’aération ou de coagulation avant la consommation de l’eau dans les abreuvoirs (Lardner et
al., 2005). Tout comme dans les cours d’eau, une analyse de la qualité de l’eau de l’étang
devrait être effectuée avant d’être utilisée comme source d’abreuvement.
17
Figure 5. L’effet des sources d’eau sur le temps des activités du bétail (Représentation
graphique du tableau 4 de Willms et al., 2002)
1.3.4. Source naturelle
Les sources naturelles sont des endroits où les eaux souterraines émergent. Habituellement,
ces sources ont un faible volume d’eau qui peut toutefois être accumulé et conservé. Les
sources peuvent être intéressantes puisqu’elles ont une température stable durant l’année et
restent fraîches (Higgins et al., 2016). Puisque les sources naturelles proviennent de la nappe
d’eau du sol, elles tendent à être moins contaminées. En revanche, selon l’endroit où l’eau
est collectée, des contaminations bactériologiques peuvent avoir lieu. Une analyse de la
qualité de l’eau devrait toujours être effectuée avant la consommation par les animaux.
1.3.5. Puits de surface et artésien
Les puits sont très fréquents au Québec, puisque le réseau d’aqueduc n’est souvent pas
présent dans les régions rurales. Ils servent d’approvisionnement en eau potable pour les
familles des producteurs et leurs animaux. Lorsque la réglementation est respectée, les puits
sont un très bon moyen d’acheminer de l’eau saine aux animaux. Le puits artésien est le type
le plus répandu au Québec et est aménagé par forage (MDDELCC, 2015). Il est généralement
utilisé lorsque le roc est près de la surface, ou lorsque les dépôts meubles ne sont pas
18
structurellement intéressants pour que l’usage d’un puits de surface soit envisageable. Le
puits artésien a généralement un petit diamètre (15 cm) comparé au puits de surface (60 cm)
et il est aussi le plus profond, avec une moyenne de 45 mètres. Le puits artésien est le plus
sécuritaire relativement aux risques de contamination de l’eau souterraine et aussi le plus
sécuritaire en termes d’approvisionnement (MDDELCC, 2015). Le puits de surface est utilisé
en présence d’épais dépôts de sable ou de gravier, lorsque la nappe phréatique est peu
profonde, et est aménagé à l’aide d’une rétrocaveuse (MDDELCC, 2015). En effet, le puits
de surface est beaucoup plus à risque de s’assécher et d’être contaminé étant donné sa faible
profondeur et son aménagement près de sols sableux. Dans l’objectif de donner suffisamment
de temps au sol pour filtrer les bactéries transportées par l’eau souterraine avant qu’elles
atteignent le puits, une distance de 30 mètres ou plus (Figure 6) de tout système non étanche
de traitement des eaux usées, d’une aire de compostage, d’une cour d’exercice, d’une
installation d’élevage, d’un ouvrage de stockage de déjections animales, d’une parcelle et
d’un pâturage doit être respectée (MDDELCC, 2015). Malgré tout, un puits peut quand même
se retrouver contaminé. Il est alors important de trouver la source de la contamination et de
la régler. Les contaminations peuvent provenir d’un mauvais aménagement du puits, d’une
pente inadéquate du sol qui ne prévient pas le ruissellement, d’une installation septique
défectueuse ou de l’épandage de fumier à proximité (MDDELCC, 2015). Pour éviter de boire
de l’eau contaminée, le MELCC suggère de faire une analyse des microorganismes dans l’eau
de puits au moins deux fois par année, au printemps et à l’automne. De plus, des analyses
supplémentaires devraient être réalisées lorsqu’il y a des changements soudains du goût, de
l’odeur ou de l’apparence de l’eau, ou que des modifications sont apportées au puits ou au
sol environnant (inondation, épandage, excavation, etc.) (MELCC, 2020).
19
Figure 6. Résumé visuel des distances séparatrices à respecter pour l'installation d'un puits
artésien (Adapté de MDDELCC, 2015 )
1.3.6. Aqueduc
Lorsqu’elle est disponible, l’eau de l’aqueduc est probablement la plus sûre et la plus simple
à utiliser pour les exploitants agricoles. Au Québec, l’eau de l’aqueduc est soumise à des
traitements de filtration et de désinfection lorsqu’elle provient en totalité ou en partie d’eaux
de surface, ou d’eaux souterraines dont la qualité microbiologique est susceptible d’être
altérée par des eaux de surface (Légis Québec, 2020a). Le traitement effectué sur l’eau avant
qu’elle soit distribuée doit permettre l’élimination d’au moins 99,99 % des virus, 99,9 % des
kystes de Giardia et de 99,9 % des oocytes de Cryptosporidium (Légis Québec, 2020a). De
plus, le responsable du système de distribution de l’eau potable doit, pour des fins de contrôle
des bactéries coliformes totales ainsi que des bactéries Escherichia coli, faire prélever des
échantillons des eaux distribuées selon la population desservie (Tableau 4). L’eau de
l’aqueduc est donc probablement le meilleur des choix, puisque l’eau est testée en continu.
Effectivement, il semble que les niveaux de chlore généralement maintenus dans les systèmes
d’approvisionnement en eau sont suffisants pour inactiver Escherichia coli (Rice et al.,
20
1999). Les souches pathogènes et non pathogènes ont été significativement réduites dans les
minutes qui suivirent l’exposition au chlore.
Tableau 4. Nombre de prélèvements d’eau par mois selon la population desservie (Adapté de
Légis Québec, 2020a)
Population desservie Nombre minimal d’échantillons par mois
21 à 1 000 2
1 001 à 8 000 8
8 001 à 100 000 1 par 1 000 personnes
100 001 et plus 100 + 1 par tranche de 10 000 personnes
1.3.7. Distribution de l’eau
Lorsque la source de l’eau est exempte de bactéries, il semble que les conduits d’eau ne
causent pas la propagation d’Escherichia coli. Effectivement, la détection d’E. coli dans les
systèmes de distribution de l’eau est rare et est plus susceptible de se produire lorsque
l’intégrité d’un tuyau est en cause (McMath et Holt, 2000). Il n’y a aucune évidence que cette
bactérie peut croître dans les systèmes de distribution de l’eau, que ce soit au stade
planctonique ou dans les biofilms (O'Neill et al., 1997 cité par McMath et Holt, 2000),, c’est
aussi pour cette raison qu’Escherichia coli est un indicateur précieux de contamination
fécale.
1.4. Les abreuvoirs et l’abreuvement des bovins
Il existe deux catégories d’abreuvoirs : les abreuvoirs individuels et les collectifs. Les
abreuvoirs individuels sont ceux où un seul animal peut s’abreuver à la fois. Il peut s’agir de
bols à poussoir ou à autoremplissage. Pour ce qui est des abreuvoirs collectifs, on en retrouve
de toutes sortes, il peut s’agir par exemple de bassins d’abreuvement à remplissage
automatique de différentes grosseurs qui peuvent être aménagés par les producteurs avec des
réservoirs d’eau, des baignoires ou même avec des pneus de tracteurs (Figure 7). Les
abreuvoirs collectifs ou individuels peuvent être isothermes ou chauffants pour éviter le gel
des hivers québécois. Dans le cas d’une étude de Lejeune et al., les abreuvoirs chauffants
utilisés l’hiver n’avaient pas d’impacts significatifs sur les comptes d’E. coli et de coliformes
fécaux, puisque les concentrations étaient similaires entre les abreuvoirs chauffants et non-
chauffants (LeJeune et al., 2001). Il semble cependant que les matériaux utilisés pour les
21
abreuvoirs aient un impact significatif sur les comptes d’E. coli; on comptait moins d’E. coli
dans les abreuvoirs en métal comparativement aux installations en plastique et en béton.
(LeJeune et al., 2001).
Figure 7. Types d'abreuvoirs rencontrés lors des échantillonnages réalisés dans l’étude faisant
l’objet de ce mémoire (Chayer, 2019)
Les abreuvoirs doivent satisfaire quelques particularités pour être adéquats aux bovins. Ils
doivent fournir un débit suffisant (15 à 30 l/min), avoir une réserve d’eau appropriée selon le
nombre du troupeau, être facilement accessibles, avoir une température optimale, être
facilement et complètement vidangeables pour être nettoyés (Dudouet, 2017). Des débits
d'eau plus élevés (12 l/min) permettent une augmentation significative de la consommation
d'eau en moins de fréquence comparativement à des débits plus faibles (2 et 7 l/min)
(Andersson et al., 1984). Certaines recherches ont été effectuées pour déterminer les
caractéristiques et les qualités qu’un abreuvoir doit posséder pour que les ruminants aient une
productivité et une alimentation en eau optimales. Une étude sur des vaches laitières a
démontré que la couleur des abreuvoirs n’avait pas d’impact majeur lorsque les vaches
choisissaient l’abreuvoir où boire. Ceci était une question légitime puisque Dabrowska et al.,
avaient déjà déterminé en 1981 que les vaches pouvaient voir le rouge, le vert, le jaune, le
rose et le violet. Les animaux préféraient boire 33,3 % du temps dans un abreuvoir de couleur
verte, 39,0 % du temps dans le gris et 27,7 % du temps dans le rouge et lorsqu’elles avaient
22
choisi une couleur, 95 % du temps elles gardaient la même pour s’abreuver les fois suivantes
(Lemos Teixeira et al., 2017). Toutefois, lorsque les vaches choisissaient l’abreuvoir rouge,
elles passaient moins de temps à boire et prenaient moins de lampées, ce qui suggère que
rouge n’est pas une couleur optimale pour les abreuvoirs des ruminants (Lemos Teixeira et
al., 2017). Il semble aussi que les bœufs au pâturage préfèrent s’abreuver dans des réservoirs
ronds en chlorure de polyvinyle (PVC) plutôt que dans des auges rectangulaires en béton
(Coimbra et al., 2010). Les animaux se sont abreuvés plus souvent, plus longtemps et en plus
grandes quantités dans les abreuvoirs en PVC. Finalement, il s’avère que la hauteur et la
largeur des abreuvoirs sont aussi importantes pour une consommation d’eau optimale. Les
vaches laitières ont bu 23,9 % plus d’eau avec des abreuvoirs plus grands et plus hauts
comparativement à lorsqu’elles buvaient dans les abreuvoirs plus petits et plus bas (Pinheiro
Machado Filho et al., 2004). La taille la plus appréciée était à 60 cm de hauteur par 139 cm
de long et 95 cm de large comparé à un abreuvoir situé à une hauteur de 30 cm et une longueur
de 126 cm et une largeur de 68 cm.
Il semblerait aussi que le climat du Canada permettrait aux ruminants de boire à partir de la
neige lorsque l’accès à l’eau n’est pas optimal. Une étude a été réalisée durant l’hiver en
Alberta, sur l’impact de l’abreuvement avec seulement de la neige dans des élevages vache-
veau. Aucune différence quant au rendement laitier ou au taux de croissance des veaux n'a
été observée entre un groupe qui s’abreuve l’été, avec de l’eau liquide, que celui qui
s’abreuve l’hiver avec seulement la neige. Ce qui indique que la neige a été une source
suffisante d’eau et que les animaux n'ont eu besoin d'aucune énergie supplémentaire pour
faire fondre la neige et l'amener à la température du corps (Degen et Young, 1990). On peut
conclure que la consommation de neige ne produit aucun effet néfaste chez les vaches
gestantes et que ces dernières peuvent utiliser la neige comme source unique d'eau pendant
de longues périodes durant l'hiver. Cependant, la neige et la glace réduisent l'absorption
d'eau, le volume du rumen et la quantité de matière sèche (Degen et Youg, 1984). De plus,
la neige dans ces deux dernières études était apportée aux animaux, elle était donc fraîche et
sans impuretés. La réalité dans les parcs d’hivernage est tout autre. La neige est piétinée,
souillée et donc en plus faible quantité. Elle n’est donc pas suffisante pour l’abreuvement des
animaux.
23
1.5. Performances zootechniques et contamination
Habituellement, Escherichia coli ne cause pas d’affections pour les ruminants, mais peut
parfois causer des diarrhées liquides et des colites hémorragiques, surtout chez les veaux. Les
maladies les plus dommageables pour l’industrie bovine sont causées lorsqu’E. coli est
entérotoxinogène (ETEC), ce qui cause de sévères diarrhées chez les bovins et lorsqu’E. coli
est producteur de shigatoxines (STEC), puisqu’il est zoonotique (Fairbrother et Nadeau,
2006). La diarrhée causée par ETEC est une maladie bactérienne infectieuse qui survient au
cours des premiers jours de la vie. Les ETEC qui causent la maladie possèdent des attributs
spéciaux de virulence qui leur permettent de coloniser l’intestin grêle et de produire une
entérotoxine qui provoque une hypersécrétion du liquide dans le lumen intestinal (Acres,
1985). Pour le STEC, parfois il peut causer de la dysenterie chez les jeunes veaux (Fairbrother
et al., 2006). Le réservoir du STEC est l’animal, mais il est transmis à l’humain par la
consommation d’aliments contaminés, tels que le bœuf haché et les produits laitiers non
pasteurisés (Songer et al., 2005). L’infection à STEC chez l’humain peut se compliquer en
un syndrome hémolytique et urémique (SHU) surtout chez les enfants et les personnes
âgées. Le STEC comprend des souches d’Escherichia coli O157:H7 (Fairbrother et al.,
2006). Les souches STEC se retrouvent dans le tractus intestinal d’une variété d’animaux et
sont sécrétées dans les fèces. Les ruminants sont toutefois le réservoir le plus important de
cette zoonose (Fairbrother et al., 2006). Effectivement, E. coli O157:H7 n’est pas pathogène
chez les veaux sevrés, puisqu’il ne semble pas coloniser les surfaces muqueuses pendant de
longues périodes (Brown et al., 1997). Cependant, la bactérie persiste dans le contenu ruminal
et dans le côlon comme source d’excrétion fécale (Brown et al., 1997). Les principales
sources de contamination à des souches d’Escherichia coli infectieuses chez les ruminants
se retrouvent lors de l’alimentation, de l’abreuvement de l’animal et dans l’environnement
de l’animal (Figure 8). La transmission dans l’environnement peut se produire par les vaches
elles-mêmes, mais aussi par la cohabitation d’autres animaux de la ferme, par des animaux
sauvages, par le ruissellement d’un pâturage contaminé ou la contamination de l’eau de
surface et même de l’eau souterraine. La transmission par l’abreuvement peut se faire
directement dans les abreuvoirs par l’exposition à des matières fécales ou une contamination
orale due aux amygdales (Fairbrother et al., 2006) et aussi lorsque l’eau d’approvisionnement
est elle-même contaminée. La contamination par l’alimentation peut se produire à la source
24
de l’aliment (dans les champs de culture) après le ruissellement de l’eau contaminée, par
l’application du fumier et des boues comme source de fertilisant ou par l’intermédiaire
d’oiseaux sauvages ou de fèces de mammifères (Fairbrother et al., 2006). Les grains peuvent
aussi être contaminés lors du transport ou directement dans les auges, comme les abreuvoirs.
Il semble en effet que la qualité générale de l’enclos a un impact significatif sur la croissance
d’Escherichia coli dans l’organisme des ruminants. Un plus haut pourcentage de la bactérie
était excrété lorsque les animaux se trouvaient dans des enclos considérés comme boueux
comparé à des enclos considérés normaux (Smith et al., 2001).
Figure 8. Sources de contamination à Escherichia coli chez les animaux d'élevage (Adaptée de
Fairbrother et Nadeau, 2006)
25
1.6. L’impact des conditions environnementales sur E. coli
De nombreux facteurs influencent la vitesse à laquelle les niveaux d’Escherichia coli dans le
sol diminuent, y compris le type de sol, les précipitations, le rayonnement UV, la température,
la présence animale, la prédation dans le sol par d’autres microorganismes, l’état
physiologique des organismes et la variabilité des souches (Avery et al., 2004). Après avoir
été excrété par des ruminants, E. coli peut survivre jusqu’à 162 jours dans le sol (Avery et
al., 2004). Les sols sableux semblent les moins propices à la survie d’E. coli O157. En effet,
une étude a contaminé des types de sol avec une boue liquide (5% de matière sèche)
comprenant environ 106 UFC/g de sol et a démontré que le nombre de bactéries y avait
diminué en 8 semaines dans les sols sableux comparativement à leur présence dans les sols
limoneux et argileux qui a persisté jusqu’à 25 semaines (Figure 9) (Fenlon et al., 2000). Cette
étude avait été faite en laboratoire, en milieu contrôlé, elle a donc ses limites. Il serait
intéressant de voir des résultats de cette situation dans des conditions extérieurs avec les
éléments de la nature.
Figure 9. Survie d’Escherichia coli 0157 dans différents types de sols ; Sable (♦), limon (■) et
argile (▲) (Adaptée de Fenlon et al., 2000)
Pour ce qui est d’Escherichia coli dans un milieu aqueux, il semble que cette bactérie peut
survivre de 1 à 3 mois dans une eau naturelle non traitée entre 15-18°C (Edberg et al., 2000).
La présence de substances humiques dans l’eau douce permette à E. coli de survivre plus
Log
10 U
FC
/g s
ol
26
longtemps, puisque ces substances protègent la bactérie des rayons UV (Davies et Evison,
1991). Les stress environnementaux tels que les saisons et la température ambiante semblent
aussi avoir des impacts sur cette bactérie dans l’eau. Effectivement, il y a une variabilité
saisonnière dans la concentration de bactéries dans les bassins versants. Cette variabilité peut
s’expliquer par le fait que la croissance bactérienne est dominante pendant la saison estivale,
tandis que les bactéries sont inactivées ou mortes en hiver dans les eaux souterraines et de
surface (Cho et al., 2016). Comme vu précédemment, lorsqu’E. coli est plus présent dans
l’environnement, les chances de contamination augmentent pour le bétail. Ce qui expliquerait
une étude de Van Dankersgoed et al., en 2001, qui indiquait une situation semblable dans
des parcs à veaux. En effet, la prévalence d'E. coli O157 dans les abreuvoirs des enclos des
veaux était significativement associée au jour, au mois, à la température climatique maximale
et à la précipitation totale dans la semaine précédant la collecte d'échantillons. Une autre
étude semble aussi indiquer que les saisons ont un impact sur la prolifération d’Escherichia
coli. Les comptes d’E. coli et de coliformes totaux étaient significativement plus élevés en
été qu’en hiver et même qu’au printemps (LeJeune et al., 2001). L’exposition directe des
bassins au soleil semble aussi être une condition environnementale ayant un effet significatif
sur la diminution des coliformes fécaux (LeJeune et al., 2001). Une étude réalisée au Kenya
semble révéler des résultats comparables. Des échantillons de 2 litres d’eau fortement
contaminée par E. coli ont été exposés aux rayons UV naturels et à des températures de 50,
55 et 59,5°C. L’étude a démontré qu’il n’y avait plus d’E. coli viable dans les échantillons
après une exposition de 7 heures (Joyce et al., 1996). Cette étude a toutefois ses limites dans
le cas de la production bovine; les bovins préfèrent une eau à température modérée plutôt
qu’à des températures extrêmes. De plus, il faudrait que les bovins ne s’abreuvent pas
pendant 7 heures et plus pour ne pas recontaminer l’eau. Cependant, la création d’un bassin
de rétention interdit aux animaux pourrait être une possibilité, mais l’eau devrait être refroidit
avant d’être distribué aux animaux.
1.7. Effets du lavage et de la désinfection des abreuvoirs sur E. coli
Le lavage des abreuvoirs ne semble pas la solution à une contamination de l’eau. Une étude
a échantillonné plusieurs abreuvoirs qui avaient été nettoyés il y a 12 mois, entre 6 à 12 mois,
27
entre 2 à 6 mois et il y a moins de 2 mois. Les abreuvoirs nettoyés moins de 2 mois avant le
prélèvement de l’échantillon avaient un plus haut taux de coliformes (P < 0,05) comparé aux
abreuvoirs nettoyés il y a 6 mois (LeJeune et al., 2001). Cependant, le temps écoulé depuis
le nettoyage n’a pas d’effet sur les concentrations d’E. coli dans l’eau (P = 0,41) (LeJeune et
al., 2001). Ces résultats pourraient être expliqués par l’étude de Smith et al., en 2000. Cette
dernière étude comparait sur une période de 96 heures des abreuvoirs nettoyés et désinfectés
au chlore avec la présence ou non de ruminants. Ils ont signalé une importante réduction des
bactéries coliformes lorsque les réservoirs d'eau étaient vidés, nettoyés et désinfectés au
chlore. Toutefois, le compte de coliformes revenait au niveau de prétraitement dans les
48 heures suivant l’accès du bétail aux auges d’eau (Figure 10). Par conséquent, il y a
recontamination rapide des abreuvoirs après le nettoyage. Les pratiques d'hygiène de base
des abreuvoirs ne constituent donc pas un moyen de contrôle de la contamination bactérienne
de l'eau (Smith et al., 2000). La contamination peut se produire aussi par l’environnement ou
une recrudescence bactérienne après le lavage, puisque le nombre de coliformes remontait
même sans que les animaux aient accès aux abreuvoirs. Cependant, le nettoyage des
abreuvoirs empêche la propagation d’algues.
Figure 10. Nombre de coliformes fécaux/100ml dans les abreuvoirs exposés ou non au bétail
après avoir été vidés, nettoyés et désinfectés (Adaptée de Smith et al., 2000)
28
1.8. Conclusion
En raison de l’ampleur de la production bovine au Québec, il est important de se questionner
sur l’impact d’une mauvaise qualité de l’eau sur la productivité des animaux. Les risques de
contamination de l’eau d’abreuvement par le ruissellement et par l’environnement sont
importants et la recontamination de l’animal par l’animal est plus que probable. Dans ce
contexte, cette étude est un outil contribuant au développement de nouvelles connaissances
de la qualité des eaux d’abreuvement pour bovins de boucherie au Québec. Il est donc
essentiel de réaliser l’analyse des sources d’eau et des abreuvoirs pour avoir un portrait de
leur qualité à travers le Québec, et ainsi définir, s’il y a lieu, les actions prioritaires en ce qui
les concerne. Par la suite, de nouvelles technologies pourront être étudiées et développées
dans le but d’améliorer la qualité de l’eau d’abreuvement, qui est le nutriment le plus essentiel
pour les êtres vivants.
29
2. Objectifs et hypothèses
2.1. Objectifs du projet de recherche
Dans cette étude, Escherichia coli est utilisé pour déterminer la contamination fécale,
puisque cette bactérie est un bon indicateur, peu coûteux, rapide et facile (Santé Canada,
2020). Ceci permettra l’obtention de résultats quantitatifs à partir desquels il sera possible
de décrire la distribution des bactéries d’origine fécale et de faire des liens statistiques avec
les propriétés des matériaux, les propriétés physicochimiques de l’eau et les conditions
environnementales.
Objectifs :
• Évaluer la qualité de l'eau d’abreuvement et de source à l’aide des propriétés
physicochimiques et bactériologiques dans plusieurs fermes, à chacune des saisons
de l'année et en fonction des divers types de bassins d'abreuvement et de leurs
matériaux.
• Identifier les problématiques de contamination à Escherichia coli selon les données
consignées.
• Déterminer s’il existe des relations entre le niveau de contamination et les conditions
environnementales et les diverses sources d’eau.
• Diminuer les impacts des élevages extérieurs sur la qualité de l'eau, en réduisant les
agents bactériologiques pouvant se propager jusque dans la chaîne alimentaire.
2.2. Hypothèse
Par nos études préliminaires et par le rapport discuté dans la section revue de la
documentation scientifique, nous pouvons émettre l’hypothèse suivante :
L’eau d’abreuvement des bovins en élevage vache-veau extérieur ne rencontre pas les normes
physicochimiques et bactériologiques en fonction principalement de la source d’eau, de
l’environnement et de la conception de l’abreuvoir.
30
3. Méthodologie
3.1. Définition du champ d’études
Cette étude est un portrait de la qualité de l’eau dans les abreuvoirs et de leurs sources d’eau
respectives ; il n’y a donc pas de design expérimental. Vingt-deux producteurs se sont portés
volontaires pour cette expérience. Ces vingt-deux producteurs étaient propriétaires de vingt-
neuf sources d’eau différentes qui ont été échantillonnées. La sélection de sources d’eau
(aqueduc, puits artésien, puits de surface, ruisseaux, sources naturelles, etc.) a permis de
discerner s’il existait des différences physicochimiques et bactériologiques entre les sources
d’approvisionnement en eau dans le contexte de l’étude. Les sites étaient visités une fois par
mois et trois échantillons d’eau étaient prélevés à chaque fois. Par la suite, les échantillons
étaient acheminés et analysés en moins de 48 heures à l’Institut de Recherche et de
Développement en Agroenvironnement (IRDA). Les analyses effectuées par filtration et par
incubation sur gélose sélective ont permis l’obtention de résultats quantitatifs ensuite
compilés et analysés à l’aide du logiciel statistique R.
Il est aussi important de souligner une problématique majeure survenue au cours de
l’année 2020. La pandémie mondiale du Covid-19, qui est devenue problématique en mars
2020, a eu un impact sur les échantillonnages et les analyses. En effet, l’échantillonnage du
mois d’avril 2019 n’a pas pu être réalisé puisque les règles sanitaires du gouvernement
interdisaient les déplacements entre les régions et que les activités de laboratoire étaient
suspendues. Avec l’accord des producteurs et la reprise des activités scientifiques à
l’Université Laval et à l’IRDA, les échantillonnages et les analyses ont repris en mai 2020.
C’est pour cette raison qu’un autre échantillonnage a eu lieu au mois de juillet 2020, dans le
but d’obtenir un total de 12 mois de données.
3.2. Description des sites à l’étude
Comme il est possible de le voir sur la figure 11, la production bovine est présente dans toutes
les régions du Québec, mais plus particulièrement en Estrie, au Centre-du-Québec,
Chaudière-Appalaches-Nord (MRC de Bellechasse, L'Islet, Lotbinière et Montmagny) et
31
Chaudière-Appalaches-Sud (MRC de Beauce-Sartigan, Appalaches, Etchemins, Nouvelle-
Beauce et Robert-Cliche). Pour des raisons logistiques, les régions de Chaudière-Appalaches,
de la Mauricie et de la Capitale-Nationale-Côte-Nord ont été sélectionnées pour les
échantillonnages de terrain.
Figure 11. Répartition géographique des entreprises bovines (Producteurs Bovins du Québec,
2019)
3.2.1. Chaudière-Appalaches
La région de la Chaudière-Appalaches se situe au centre-sud du Québec et les secteurs
primaires de son économie sont l’agriculture, l’industrie forestière et l’industrie minière
(MELCC, 2001). L’espace dédié à l’agriculture équivaut à 34 % de son territoire. Comme
mentionné précédemment, les risques de contamination des eaux de surface découlant des
épandages en territoire agricole, via le ruissellement ou les drains, augmentent les possibilités
d’une mauvaise qualité d’eau. Les principales rivières de la région sont les rivières
Chaudière, Etchemin, Boyer et la rivière du Sud. Les IQBP de ces rivières ont été compilés
sur la figure 12 et ceux-ci ne sont pas exemplaires puisque les principaux polluants de ces
rivières seraient d’origine agricole (MELCC, 2001). En 2010, les résultats ne se sont pas
vraiment améliorés puisque le secteur de la rivière Etchemin passe d’un état mauvais en
32
amont à très mauvais en aval, ce qui est semblable pour des rivières de plus petite envergure
(CBE, 2014). Contrairement aux eaux de surface, la qualité des eaux souterraines est
considérée bonne pour l’ensemble du territoire de la région de Chaudière-Appalaches. L’eau
souterraine de la région est principalement de type bicarbonaté calcique, possédant donc un
bon pouvoir tampon (CBE, 2014).
Figure 12. Qualité de l'eau dans la région de Chaudière-Appalaches (MELCC, 2001)
3.2.2. Mauricie
La région du bassin versant de Batiscan présente principalement des activités agricoles
(56 %), récréatives (22 %) et forestières (20 %) (SAMBBA, 2015). Entre 2000 et 2002, la
rivière Batiscan présentait des niveaux de coliformes fécaux similaires près des municipalités
de Saint-Stanislas et Sainte-Geneviève-de-Batiscan, soit un niveau inférieur à
200 UFC/100 ml (SAMBBA, 2015). En Mauricie, une étude sur la conformité des puits a été
réalisée en 2018 et ce sont 18 % des puits échantillonnés qui présentent une non-conformité
pour l’un ou l’autre des trois premiers paramètres bactériologiques (bactéries atypiques,
coliformes totaux ou E. coli) (BVSM, 2018). Escherichia coli était présent dans 9 % des
puits. Parmi les 250 participants au projet, 76 % n’avaient jamais fait analyser l’eau de leur
33
puits et 23 % avaient fait une analyse remontant à plus de 5 ans ou ne savaient pas à quand
remontait la dernière analyse (BVSM, 2018). Il est donc possible qu’au Québec, la majorité
des propriétaires de puits ne font pas adéquatement leur analyse d’eau et que ce résultat est
très loin de ce que le MELCC suggère pour l’analyse des microorganismes. Il est
recommandé de faire une analyse de l’eau de puits au moins deux fois par année, au
printemps et à l’automne (MELCC, 2020).
3.2.3. Côte-Nord et Capitale-Nationale
La région échantillonnée, située dans le bassin versant de la rivière du Gouffre, a déjà eu des
problèmes de mauvaise qualité d’eau au milieu des années 1980 en raison des rejets d’eaux
usées non traitées et des activités agricoles. Par endroits, l’eau était turbide, contaminée
jusqu’à 500 fois de plus que le seuil d’acceptabilité pour les coliformes et des mauvaises
odeurs en émanaient (OBV Charlevoix-Montmorency, 2014). Les données de 2010 et 2011
montrent que la qualité de l’eau s’est améliorée et les résultats de l’IQBP donnaient une eau
de qualité satisfaisante. La grande quantité de matières en suspension est toujours l’élément
limitant pour la qualité de l’eau en 2014, probablement en raison des nombreux sites où les
berges subissent une importante érosion (OBV Charlevoix-Montmorency, 2014). La ville de
Baie-Saint-Paul ainsi que les municipalités de Saint-Urbain et de Notre-Dame-des-Monts
s’approvisionnent en eau souterraine. Il y a ajout de chlore dans l’eau de Baie-Saint-Paul et
de Saint-Urbain et celle-ci est considérée comme excellente (OBV Charlevoix-
Montmorency, 2014). Cependant, il y a certains problèmes de contamination de puits privés
dans la municipalité de Baie-Saint-Paul. Certaines résidences puisent une eau avec une odeur
sulfureuse et des problèmes de contamination aux coliformes ont été signalés dans les zones
plus montagneuses de la région.
La rivière Jacques-Cartier est une rivière importante dans la région agricole de la Capitale-
Nationale. La rivière Jacques-Cartier passe d’une zone forestière quasiment sans contrainte
à une zone urbaine et agricole où l’empreinte humaine est beaucoup plus forte. C’est pour
ces raisons qu’il y a une augmentation des taux de coliformes fécaux entre 2001 et 2012
(CBJC, 2013). Pour les tributaires de la rivière Jacques-Cartier, la majorité des cas de
déclassement étaient les coliformes fécaux et les nitrates-nitrites. Les eaux de surface de la
34
région de la Capitale-Nationale peuvent donc être sujettes à Escherichia coli. Pour ce qui est
de la qualité des eaux souterraines présentes dans la région de la Capitale-Nationale et de la
MRC de Portneuf, elle est considérée comme appréciable.
3.3. Récolte des premières données
À l’aide du recrutement d’une employée du MAPAQ, madame Diane Allard, agronome,
vingt-deux producteurs vache-veau des régions sélectionnées ont accepté de participer
bénévolement à ce projet. Chaque producteur a rempli un questionnaire avant la première
collecte d’échantillons. Cela permettait de savoir quelles étaient les sources d’eau dans
chaque ferme respective, le nombre d’animaux présents, s’il y avait des problèmes
zootechniques dans l’élevage, les techniques de pâturage, les types d’abreuvoirs sur place et
les techniques d’entretien des abreuvoirs (Annexe 1).
3.4. Déroulement et fréquence des échantillonnages
La fréquence d’échantillonnage était établie à une journée par semaine par région. Les visites
se faisaient habituellement les lundis des trois premières semaines du mois sur une période
d’un an. Les prélèvements dans les régions de la Capitale-Nationale et de la Mauricie étaient
effectués la même journée. Trois échantillons d’eau étaient collectés à chaque site. Le
premier était prélevé directement dans l’abreuvoir où s’abreuvaient les animaux, le
deuxième, à la source d’eau d’où provenait l’eau des abreuvoirs et le dernier, dans le système
d’acheminement de l’eau (Figure 13).
35
Figure 13. Schéma d'échantillonnage à la ferme (Chayer, 2021)
La source d’eau se définit par : le robinet de l’aqueduc ou du puits artésien, ou le prélèvement
direct du ruisseau, d’une source naturelle, d’un puits de surface ou d’une fosse de drainage.
Les fosses de drainage sont des zones de lixiviation créées par le producteur, où l’eau pour
abreuver les animaux est récoltée à l’aide d’une pompe et une source naturelle se définit par
des endroits où les eaux souterraines émergent. Les sources d’eau ont été échantillonnées
303 fois. Cependant, de se nombre les mêmes sources ont été collectées à répétition sur la
durée de l’étude. Le tableau 5 exprime le nombre de source et le nombre d’échantillons de
ces sources. Certaines sources, comme les fosses de drainage et les ruisseaux, ont été
collectées seulement l’été, ce qui explique le faible nombre d’échantillon.
Tableau 5. Nombre de sources d’eau échantillonnées et le nombre d’échantillons pris selon le
type de source d’eau durant l’étude
Type de source d’eau Nombre individuel Échantillons
Aqueduc 9 100
Puits de surface 9 81
Puits artésiens 8 82
Source naturelle 1 11
Ruisseau 2 14
Fosses de drainage 2 15
Puits de surface
Échantillon #2
Système d’approvisionnement
Échantillon #3
Abreuvoir
Échantillon #1
36
Les échantillons étaient collectés aux trois sites de prélèvement avec des gants de nitrile et à
l’aide de bouteilles de 500 ml de polypropylène préalablement stérilisées. Il était important
de ne pas remplir les bouteilles à leur pleine capacité afin de pouvoir agiter efficacement
l’échantillon pour l’homogénéiser avant la filtration (Centre d’expertise en analyse
environnementale du Québec, 2016). Pour certains échantillons, une perche était utilisée,
désinfectée et rincée entre chaque utilisation. Pour tous les échantillons d’eau, la température
était prise sur place à l’aide d’un thermomètre électronique ayant une précision de ± 0,1°C.
Entre chaque prise de température, le thermomètre était désinfecté à l’aide d’une lingette
désinfectante. Les bouteilles d’échantillons étaient identifiées avec un numéro unique selon
l’endroit échantillonné. Celles-ci étaient mises au frais à une température entre 2 et 8°C à
l’aide de glacières et de cryosacs jusqu’à ce qu’elles soient traitées à l’IRDA. La filtration et
l’incubation des échantillons étaient effectuées en moins de 48 heures. Lors de la prise
d’échantillons, des données environnementales, en plus de la température, étaient notées sur
une feuille de données propre à chaque site de récolte (Annexe 3). Les données recueillies
étaient : l’exposition au soleil de l’abreuvoir, l’exposition à la pluie de l’abreuvoir, la
présence et le degré de boue autour de l’abreuvoir et la température ambiante au moment de
la prise de l’échantillon. Les paramètres d’observations physiques compilés (débris, algues
et boue autour des abreuvoirs) étaient notés et observés, toujours par la même personne, avec
une échelle de gradation de 0 à 3.
3.5. Analyse en laboratoire
Deux méthodes sont très utilisées pour déterminer la présence de coliformes fécaux de l’eau
dans les laboratoires du Québec : la fermentation en tubes multiples (TM) et la filtration sur
membrane (FM). La technique TM est utilisée depuis plus de 80 ans et consiste à inoculer
une série de tubes avec des dilutions de l’échantillon d’eau (Rompré et al., 2002). La
production de gaz, d’acide ou une croissance abondante dans les tubes indique une réaction
positive du test. Même si cette technique est très utilisée, elle n’est cependant pas optimale
pour obtenir des résultats quantitatifs, puisque ceux-ci sont exprimés en nombre le plus
probable (NPP) d’organismes présents (Rompré et al., 2002). La technique FM consiste à
filtrer un échantillon d'eau au travers une membrane stérile de 0,45 μm de porosité permettant
37
de retenir les bactéries (Rompré et al., 2002). Par la suite, le filtre est incubé sur une gélose
et les colonies sont comptées. Cette méthode est plus appropriée à des fins statistiques
puisque les résultats sont quantitatifs. Elle permet d’analyser de plus grands volumes d’eau
et de réaliser beaucoup d’échantillons en une journée grâce à sa facilité et à sa rapidité
d’utilisation. Cependant, le principal problème de la technique est son incapacité à récupérer
les coliformes stressés ou blessés. En effet, le traitement de l’eau potable (la chloration) peut
causer des blessures sublétales aux coliformes et ceux-ci seront moins sujets à développer
des colonies sur des milieux. Plus particulièrement, ces coliformes blessés auraient une
sensibilité accrue aux sels biliaires (Rompré et al., 2002). Heureusement, l’utilisation de la
technique FM couplée avec une méthode de détection enzymatique semble régler ce
problème. L’utilisation du milieu sélectif mFC-BCIG permet d’améliorer la sensibilité de
détection des coliformes stressés et blessés (Rompré et al., 2002). L’utilisation d’une
composante chromatique le 5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-glucuronique (BCIG) permet
une activité enzymatique spécifique pour identifier E. coli, puisque les colonies prennent une
coloration bleue lors de leur croissance (Figure 14)(Watkins et al., 1988). Cette technique est
fiable puisque selon une étude réalisée en 1998, seulement 1 % des analyses avec le BCIG
étaient des faux négatifs et 5 % étaient des faux positifs (Watkins et al., 1988).
Figure 14. Membrane de filtration incubée sur gélose démontrant des colonies bleues
d’Escherichia coli (IRDA, 2021)
La méthode d’analyse utilisée au laboratoire de l’IRDA reproduit la méthode provinciale
officielle qui s’applique au dénombrement d’Escherichia coli thermotolérants dans les
échantillons d’eau. Cette technique est la technique FM utilisant le milieu mFc-BCIG. La
38
technique utilise aussi une filtration sur membrane stérile de 0,45 μm de porosité. Cette
méthode ne permet pas la mise en évidence des sérotypes pathogènes d’E. coli. Les étapes
de filtration et d’incubation sont effectuées dans un laboratoire de niveau de confinement 2.
3.5.1. Mesure du pH
Avant la période de filtration et d’incubation, lors de l’arrivée des bouteilles d’échantillons
au laboratoire, le pH de l’eau est mesuré en plus de l’observation de la turbidité, avec une
échelle visuelle subjective. L’échantillon est bien agité en effectuant des inversions
complètes pendant 10 secondes et ensuite, un sous-échantillon de 30 ml est récolté pour
mesurer du pH. Ce sous-échantillon est laissé à tempérer jusqu’à obtention de la température
ambiante avant de prendre la lecture avec le pH-mètre AB15 Accumet Basic.
3.5.2. Le milieu de culture
Une des particularités du milieu de culture mFc-BCIG est qu’il contient des sels biliaires
dans la gélose, cela fait en sorte que la majorité des bactéries Gram positives n’y croîtront
pas (Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec, 2016). Le second élément
important du type de gélose utilisé est le BCIG (5-Bromo-6-chloro-3-indolyl-β-D-
glucuronide) puisqu’il permet d’identifier E. coli lors de la lecture des boîtes de Pétri. Le
milieu de culture mFc-BCIG est disponible à l’achat sous forme déshydratée. Il est utilisé à
raison de 39,6 g/l et il est composé de tryptose, de protéose peptone, d’extrait de levure, de
sels biliaires No 3, de chlorure de sodium, d’acide 5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-
glucuronique (BCIG) et d’agar (Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec,
2016). Le milieu est réhydraté au laboratoire de l’IRDA. Par la suite, le milieu est déposé
dans l’incubateur à 44,5 °C pour qu’il reste malléable. Il est ensuite réparti, en le pipettant
sous une hotte stérile à flux laminaire, dans des boîtes de Pétri adaptées à la grosseur de la
membrane de filtration. Le pH final du milieu doit être de 7,1 ± 0,2 lorsque mesuré à une
température de 25 °C (Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec, 2016). Le
milieu est conservé, en attendant les échantillons à filtrer, dans un réfrigérateur à 4 °C dans
l’obscurité pendant un maximum deux semaines.
39
3.5.3. Filtration
Plusieurs échantillons d’eau sont prélevés dans des abreuvoirs utilisés par les ruminants, il y
a donc une forte possibilité qu’il y ait des matières en suspension (débris, foin, substances
terreuses, etc.). Ces matières en suspension peuvent nuire à la filtration en colmatant la
membrane ou en nuisant à l’observation des colonies en masquant ou en inhibant la
croissance d’E. coli lors de la lecture des géloses. Lorsqu’il y a présence de débris ou que la
turbidité de l’échantillon est élevée, l’utilisation de plusieurs membranes est alors suggérée
pour filtrer le volume d’échantillon requis. La filtration doit s’effectuer de façon stérile dans
le rayon de la flamme du brûleur avec bec Bunsen (30 cm de rayon). Les volumes de filtration
des échantillons d’eau sont préétablis selon le tableau 6 avant le début des filtrations. À noter
que le volume choisi de l’échantillon du système d’approvisionnement de l’eau dépendait de
la provenance de la source d’eau, puisque si celle-ci était contaminée le système
d’approvisionnement le serait aussi. Par exemple, un seul volume est filtré pour la source
d’eau et l’eau d’approvisionnement si l’eau provient de l’aqueduc. En revanche, si l’eau
provient d’une eau de surface ou des abreuvoirs quatre volumes seront filtrés avec quatre
système MicroCheck II® différent.
Tableau 6. Volume(s) d’échantillon à filtrer selon la provenance de l'eau
Provenance de l’eau Volume (ml)
- Eaux réputées propres (aqueduc)
- Eaux souterraines (puits ou source
naturelle)
250 ml
- Eaux de surface (rivières, lacs,
ruisseaux) 250, 50, 20 et 1 ml
- Lixiviats de sites d’hivernage, de
champs ou de sites d’enfouissement
- Abreuvoirs
250, 50, 20 et 1 ml
Lorsque les volumes sont déterminés, les rampes de filtration avec tubulures et l’erlenmeyer
pour les déchets de filtration (Figure 15), sont mis en fonction près de la flamme pour garder
la stérilité. Un système central sous vide est disponible à l’IRDA pour effectuer la pression
négative nécessaire pour les filtrations, alors une pompe à vide n’était pas nécessaire. Pour
40
chaque volume d’échantillon, un système de MicroCheck II® de filtration unique comprenant
une membrane stérile de 0,45 μm de porosité était utilisée (Figure 16). Lorsque le volume est
filtré selon le protocole de laboratoire, la membrane est prélevée avec des pinces stérilisées
à la flamme et déposée sur une gélose mFC-BCIG.
Figure 15. Installation des rampes de filtration et de l'erlenmeyer de déchet (IRDA, 2020)
Figure 16. Les composantes du MicroCheck II (partage et utilisation gratuite, Wikipédia)
MicroCheck II ®
41
3.5.4. Incubation
Pour s’assurer de la croissance d’Escherichia coli lors de l’incubation, une température
supérieure à 40°C est utilisée, car seuls les coliformes fécaux thermotolérants peuvent croître
à cette température (Rompré et al., 2002). Grâce aux rampes de filtration utilisées à l’IRDA,
il est possible de filtrer jusqu’à six échantillons en même temps. Lorsque les six membranes
ont été déposées sur leur gélose mFc-BCIG respective, il est important de rapidement placer
les boîtes de Pétri dans un sac en polyéthylène et de le fermer hermétiquement. Ensuite, ce
sac est placé en position inversée dans un incubateur de type bain-marie pendant 24 ± 2 h à
44,5 ± 0,5°C. Le modèle de l’incubateur était le Precision Reciprocal Shaking Bath
Model 50. L’inversion des boîtes de Pétri empêche la condensation d’eau sur les membranes
(Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec, 2016).
3.5.5. Lecture des géloses
Le dénombrement des colonies pour chacun des volumes filtrés s’effectue sous conditions
stériles à la flamme et à l’aide d’une loupe à fond noir. Comme mentionné précédemment,
les colonies de couleur bleue sur le milieu sélectif mFc-BCIG sont considérées et comptées
comme étant des bactéries Escherichia coli. Pour que la lecture de la boîte de Pétri soit valide,
il doit y avoir entre 20 à 80 colonies d’E. coli (Centre d’expertise en analyse
environnementale du Québec, 2016) et un nombre maximal de 200 colonies typiques et
atypiques (beiges) par membrane (Rompré et al., 2002). La lecture de la boîte de Pétri se fait
en partant du haut gauche en se déplaçant latéralement vers la droite. Lorsqu’arrivé à
l’extrémité droite de la boîte de Pétri, la lecture repart vers la gauche (Figure 17). La zone
circulaire interne de la membrane définit la zone adéquate pour le dénombrement.
Figure 17. Sens à suivre lors de la lecture des membranes (IRDA, 2019)
42
3.5.6. Calculs et expression des résultats
L’avantage d’avoir choisi plusieurs volumes de filtration est qu’il est possible de sélectionner
une membrane qui respecte les limites de dénombrement de la méthode, soit entre 20 à 80
colonies, et d’exprimer le résultat en unités formant des colonies (UFC) par 100 ml selon
l’équation suivante provenant du Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec.
𝑈𝐹𝐶/100 𝑚𝑙 = 𝑁𝑜𝑚𝑏𝑟𝑒 𝑑𝑒 𝑐𝑜𝑙𝑜𝑛𝑖𝑒𝑠 𝑑′𝐸. 𝑐𝑜𝑙𝑖 𝑥 100
𝑉𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒 𝑑′é𝑐ℎ𝑎𝑛𝑡𝑖𝑙𝑙𝑜𝑛 𝑎𝑛𝑎𝑙𝑦𝑠é 𝑒𝑛 𝑚𝑙
Il est possible d’additionner les colonies de plusieurs membranes si, dans les volumes filtrés,
plusieurs membranes présentent un dénombrement entre 20 et 80 colonies. Il faut alors
également additionner les volumes correspondant dans la formule. Parfois, il arrive que le
volume de filtration ne soit pas adéquat et que la proportion d’E. coli soit trop nombreuse
pour être comptée, ce résultat se nomme TNC. Il se peut aussi que le nombre de colonies
atypiques (beiges) soit trop nombreux pour identifier des colonies bleues, ce résultat se
nomme TNI (trop nombreuses pour être identifiées). Lorsqu’un TNI ou un TNC se produisait
dans la présente étude, un volume plus petit était filtré pour obtenir un résultat valide.
Dans certains cas, lorsque le dénombrement des colonies pour plusieurs volumes d’un même
échantillon est à l’extérieur des limites de dénombrement pour moins de 20 colonies typiques,
il faut additionner toutes les colonies sur l’ensemble des membranes, tout en tenant compte
des volumes filtrés de l’échantillon (Centre d’expertise en analyse environnementale du
Québec, 2016). Par exemple, si des volumes de 1 ml, 20 ml et 50 ml filtrés à partir d’un
échantillon produisent respectivement des dénombrements de 0,5 et 12 colonies :
(0 + 5 + 12)𝑈𝐹𝐶 𝑥 100
(1 + 20 + 50) 𝑚𝑙= 22 𝑈𝐹𝐶/100 𝑚𝑙
Lorsque le dénombrement des colonies pour plusieurs volumes d’un même échantillon est à
l’extérieur des limites de dénombrement pour plus de 80 colonies typiques, il faut calculer le
résultat à l’aide de la limite de quantification (80 colonies) et du plus faible volume
43
d’échantillon filtré (Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec, 2016).
Cependant, lorsque le dénombrement des colonies pour plusieurs volumes d’un même
échantillon ne comporte aucune colonie, il faut calculer le résultat comme s’il y a une colonie
sur le plus grand volume filtré (Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec,
2016). Le seuil de détection indiqué est donc <1 UFC/100ml d’E. coli. Les résultats étaient
ensuite compilés sur des feuilles de travail et inscrits dans un tableau, avec les autres résultats
physicochimiques et les résultats d’observations lors des échantillonnages.
44
4. Analyses statistiques
Au cours de l’année d’échantillonnage, la date de prélèvement, la région, la ferme, la
température ambiante, et les conditions de l’enclos étaient notées dans le questionnaire
qualité des échantillons (Annexe 3). Les données par rapport à l’eau y étaient aussi
consignées. Ensuite, les données étaient compilées dans un tableau. Dans ce fichier, le pH,
la turbidité et les UFC/100ml étaient aussi répertoriés selon la provenance de l’échantillon et
de la date. C’est à partir de ce chiffrier que les analyses statistiques ont été effectuées. Dans
le tableau, les dénombrements ajustés d’Escherichia coli ont été normalisés en subissant une
transformation logarithmique (Log10 UFC/100ml), pour la majorité des résultats. Les
résultats des moyennes selon les régions et les types de sources d’eau sont toutefois restés en
UFC/100ml vu leur faible valeur.
Étant donné la présence de nombreuses variables ordinales et numériques dans le tableau,
des corrélations simples de Pearson auraient été inefficaces. Toutefois, il existe le
progiciel (package) pshyc dans le logiciel R qui permet, avec la fonction mixed.cor, l’analyse
par corrélation de variables continues (pH et Log10 UFC/100ml) avec des variables
graduelles et binaires (présence de boue, d’algue et de débris). Ce type de corrélation, appelée
polyserial, permet les liens entre ces différents types de variables par une approche de
vraisemblance maximale (Revelle, 2020). Ce traitement de données permet de discerner s’il
y avait interactions entre les variables.
Des modèles univariés ont été utilisés pour préciser la relation entre deux variables par
exemple, Log10 UFC/100ml d’E. coli présent dans l’eau d’approvisionnement en fonction de
Log10 UFC/100ml d’E. coli présent dans l’eau d’abreuvement. Dans ces cas-ci, la ferme d’où
provenaient les échantillons d’eau était incluse comme variable aléatoire. Les modèles
univariés étaient validés avec le test de Tukey à l’aide de la fonction cld des progiciels
emmeans et multcompView. Le niveau de confiance utilisé pour les tests de Tukey était de
0,95. À l’aide des modèles univariés, des figures de type boxplot ont été conçu pour bien
visualiser les résultats. Sur les figures, la médiane, la moyenne, le nombre, l’écart-type et le
résultat du test de Tukey étaient indiqués.
45
Par la suite, l’utilisation du modèle pas à pas (stepwise) a été effectuée à l’aide de la
fonction step du progiciel lmerTest de R (Kuznetsova et al., 2020). La régression linéaire
multiple avec la sélection du modèle pas à pas a été exécutée sur les variables dépendantes
(Log10 UFC/100ml d’E. coli de l’eau des abreuvoirs). Les variables fixes mises dans le
modèle étaient la température, le pH, la turbidité et la quantité de litres d’eau, la présence de
boue, de débris et d’algues, le type d’abreuvoir, sa configuration et sa composition matérielle,
et finalement les Log10 UFC/100ml d’E. coli présent dans l’eau de source. La ferme d’où
provenaient les échantillons d’eau était incluse comme variable aléatoire. La fonction step du
modèle consiste à ajouter et à supprimer, avec la direction both , des valeurs dans le modèle
prédictif afin de trouver le sous-ensemble de variables dans l'ensemble de données le plus
performant (Kuznetsova et al., 2020). C’est un modèle qui réduit l'erreur de prédiction. Pour
déterminer les valeurs de P des modèles, la méthode Satterthwaite's était utilisée (Kuznetsova
et al., 2020).
Finalement, l’utilisation de la fonction principal du progiciel PSHYC (Revelle, 2020) a
permis d’effectuer une analyse en composantes principales, ou « principal component
analysis » (PCA) en anglais. Le PCA restreint l’information provenant d’un grand nombre
de variables à un plus petit nombre de facteurs ou de composants, ce plus petit ensemble
contenant encore la plupart des informations essentielles (Cozzolino et al., 2019). Cet outil a
rendu possible l’analyse et la visualisation du jeu de données contenant plusieurs variables
quantitatives. Il a permis de valider ou d’invalider les résultats du modèle step et des modèles
univariés.
46
5. Résultats
5.1. Source d’eau
5.1.1. Contamination dans les sources d’eau et les régions
La grande majorité des échantillons de source d’eau ne sont pas contaminés à
Escherichia coli puisque 91,5 % des spécimens étaient sous les seuils de détection
(<1 UFC/100ml). La moyenne (µ) de toutes les sources d’eau est de 19,0 ±
184,9 UFC/100ml.
Dans le tableau 7, il est possible d’observer que les problématiques majeures de
contamination à Escherichia coli proviennent des fosses de drainage. Sinon, il y a quelques
contaminations périodiques dans les puits artésiens et les puits de surface, et de faibles
contaminations dans les ruisseaux et les sources naturelles. Celles-ci étaient
significativement plus enclines à être contaminées à Escherichia coli (p < 0,001). Le test de
Tukey valide ces résultats puisque l’aqueduc n’est pas différent des puits artésiens, des puits
de surface, des sources naturelles, ni des ruisseaux, mais qu’ils sont tous différents des fosses
de drainage. L’aqueduc, les ruisseaux, les sources naturelles, les puits de surface et artésiens
semblent donc être préférables comme source d’eau potable.
Pour les puits de surface et les fosses de drainage, la neige a apporté une problématique.
Ceux-ci n’étant plus accessibles l’hiver, leur robinet respectif a donc été échantillonné. Il est
important de souligner qu’il y a seulement 10, 11 et 13 échantillons pour les sources
naturelles, les ruisseaux et les fosses de drainage respectivement. De ces échantillons, deux
ruisseaux différents ont été échantillonnés, deux puits de drainage et une source naturelle.
47
Tableau 7. Moyennes des UFC/100ml d’Escherichia coli selon le type de source d’eau et la région
du Québec
µ ± sd signification n
Type de source d’eau < 0,001***
Aqueduc <1,0 ± 0,0 a 100
Puits de surface 1,1 ± 0,6 a 81
Puits artésiens 5,0 ± 18,53 a 82
Source naturelle 63,6 ± 207,7 a 11
Ruisseau 22,1 ± 39,0 a 14
Fosses de drainage 276,0 ± 791,1 b 15
Régions 0,247
Capitale-Nationale <1,0 ± 0,0 a 40
Côte-Nord 55,4 ± 329,9 a 94
Chaudière-Appalaches 4,4 ± 16,9 a 99
Mauricie 1,1 ± 0,3 a 70
ab : Les moyennes et écarts-types suivis d’une lettre différente sont différentes significativement (p < 0,05)
Avec l’utilisation du modèle univarié entre le nombre d’Escherichia coli UFC/100ml dans les
sources d’eau et les régions échantillonnées, il est possible de dire qu’il n’y a aucune
différence significative entre la contamination des sources d’eau selon les régions (p > 0,1).
Les seules différences numériques dans les moyennes (Tableau 7) s’expliquent par le fait
qu’il y avait des sources naturelles, des rivières et des fosses de drainage dans la région de la
Côte-Nord comparé aux autres régions échantillonnées. Ceci a été validé avec le test de
Tukey qui ne détectait aucune différence entre les régions.
5.1.2. Température de l’eau de source
L’analyse des résultats révèle que c'est pendant l'été, donc pendant la période chaude, que les
concentrations en Escherichia coli sont significativement plus élevées dans les sources d’eau
(p = 0,03) selon le modèle univarié, comparé aux autres saisons. La figure 18 démontre les
résultats obtenus d’E. coli en Log10 UFC/100ml des sources d’eau échantillonnées au cours
de l’année. Les teneurs sont faibles et moins ponctuées pendant l'hiver. Ceci est confirmé par
le test de Tukey qui indique que l’été est différent du printemps et de l’hiver, mais n’est pas
48
différent de l’automne. Les saisons ont été considérées dans le logiciel R selon des dates
précises. L’été était entre le 2019-06-21 et le 2019-09-20, l’automne était entre le 2019-09-
21 et le 2019-12-20, l’hiver était entre le 2019-12-21 et le 2020-03-20. Finalement, le
printemps était considéré entre le 2020-03-21 et le 2020-06-20. Il y a eu aussi une courte
période d’été supplémentaire en 2020 entre le 2020-06-21 et le 2020-07-20. Dans le même
sens, il y a une relation significative (p < 0,001) entre la température de l’eau et les E. coli
dans les sources d’eau : plus l’eau est chaude, plus il y a des E. coli. La température moyenne
au cours de l’année était de 9,3 ± 4,2 °C. La température de l’eau de source et la température
ambiante sont fortement corrélées (r =0,60), mais redondantes puisque la plupart des
installations sont à l’extérieur.
Figure 18. Évolution temporelle du dénombrement d’Escherichia coli (Log10 UFC/100ml) dans
les sources d’eau
5.1.3. Le pH et la turbidité des sources d’eau
Le pH moyen des eaux de source était de 7,7 ± 0,6 avec une plage allant de 6,4 à 9,1. Entre
les régions, le pH moyen reste stable entre 7,6 et 7,8. Le pH varie entre 7,3 et 8,1, selon les
types d’installation pour les sources d’eau. Il y a une relation significative entre l’eau des
puits artésiens et le pH de l’eau, elle a tendance à être plus basique. Ceci est confirmé par le
49
test de Tukey (Tableau 8) qui démontre une différence entre l’eau de l’aqueduc et les puits
artésiens. Dans le tableau 8, la différence entre la moyenne du modèle univarié et la moyenne
observée par groupe est liée à l’effet aléatoire, due au fait que certaines fermes ont plus d’une
source d’eau. Pour les différences significatives entre l’aqueduc et le puits artésien dans le
modèle, les différences proviennent des SE (Standard Error), qui dépendent du nombre de
données par source et de l’écart-type.
Avec l’utilisation du modèle univarié entre le pH de l’eau de source et les régions
échantillonnées, il est possible de dire qu’il n’y ait aucune différence significative entre les
régions (p > 0,1). Ceci a été validé avec le test de Tukey qui ne détectait aucune différence
entre les régions. Il n’y a pas d’effet significatif ni de tangente entre le pH de l’eau de source
et les E. coli dans le modèle univarié.
Tableau 8. pH moyen selon le type de source d’eau et la région du Québec
µ ± sd signification n
Type de source d’eau < 0,007**
Aqueduc 7,7 ± 0,5 a 100
Puits de surface 7,3 ± 0,5 ab 81
Puits artésiens 7,9 ± 0,5 b 82
Source naturelle 8,0 ± 0,2 ab 11
Ruisseau 8,1 ± 0,3 ab 14
Fosses de drainage 7,6 ± 0,4 ab 15
Régions 0,928
Capitale-Nationale 7,8 ± 0,5 a 40
Côte-Nord 7,7 ± 0,5 a 94
Chaudière-Appalaches 7,6 ± 0,7 a 99
Mauricie 7,7 ± 0,5 a 70
ab : Les moyennes et écarts-types suivis d’une lettre différente sont différentes significativement (p < 0,05)
Il n’y a pas non plus d’effet significatif entre la turbidité de l’eau et les E. coli (p = 0,422).
Cela pourrait s’expliquer par le manque de données de turbidité élevée (0) et moyenne (5),
comparé à la turbidité faible (298) ou par l’utilisation d’une échelle subjective et non
50
objective. La moyenne des comptes d’E. coli pour la turbidité moyenne était de 16,0 ± 33,5
UFC/100ml et la faible de 19,0 ± 186,4 UFC/100ml.
5.2. Système d’approvisionnement
Avec les temps froids de l’hiver, il devenait difficile d’avoir accès au système
d’approvisionnement de l’eau, puisqu’il fallait souvent que les producteurs dévissent les
tuyaux d’acheminement. Cette donnée a alors cessé d’être récoltée. Avec les données de l’été
et de l’automne 2019, il a été évident qu’il y avait un effet significatif (p < 0,001) entre les
données des sources d’eau et celles des systèmes d’approvisionnement avec l’utilisation du
modèle univarié. De plus, le coefficient de corrélation de Pearson s’élevait à 0,93 pour
l’interaction des deux variables.
5.3. Abreuvoirs
Contrairement aux échantillons des sources d’eau, ceux des abreuvoirs étaient beaucoup plus
contaminés à Escherichia coli. Effectivement, 72,25 % des échantillons de l’eau dans les
abreuvoirs (Figure 19) étaient au-dessus du seuil de détection et la moyenne de contamination
Figure 19. Fréquence des dénombrements d’E. coli Log10 UFC/100ml pour
l’eau d’abreuvement
51
dans tous les abreuvoirs était de 1,21 ± 0,87 Log10 UFC/100ml (Figure 19 : ligne bleu). De
plus, il existe une relation significative dans le modèle pas à pas (p < 0,001) et une corrélation
de Pearson intéressante (r = 0,159) entre le dénombrement d’Escherichia coli dans les
sources d’eau et le dénombrement d’Escherichia coli dans les abreuvoirs. Ce qui est cohérent
puisque si l’eau est contaminée à la source, l’eau des abreuvoirs le sera aussi. Il n’y avait pas
d’effet significatif (p = 0,840) entre la taille du troupeau et les E. coli dans l’eau
d’abreuvement. Par conséquent, un plus grand nombre d’animaux qui s’abreuvent n’aurait
pas d’effet de hausse d’E. coli.
5.3.1. Matériaux des abreuvoirs
Il n’y a pas de différence significative entre les types de matériaux (acier inoxydable,
polyéthylène, acier émaillé et fer) utilisés dans le modèle pas à pas pour la conception des
abreuvoirs (p > 0,1). Cependant, dans l’anova du modèle univarié, il y a un effet significatif
(p = 0,014). L’acier inoxydable dans ce modèle dénote une tendance (p = 0,144). Le matériel
N/A (Figure 20) est l’absence de matériel, c’est lorsque les animaux s’abreuvent directement
au sol. La différence de résultats dans les deux modèles peut s’expliquer puisque le résultat
N/A est majeur dans le modèle univarié, mais il n’est pas considéré pas dans le modèle pas à
pas. Ce modèle oblige l’utilisation de la fonction na.omit qui retire toutes les valeurs qui
n’ont pas de résultats dans une ligne du tableau. Le matériel N/A est donc retiré
automatiquement, puisqu’il ne contient pas les informations sur les algues et les débris,
puisque l’animal s’abreuve directement au sol. Les résultats du test de Tukey (Figure 20)
indiquent que l’acier inoxydable n’est pas différent du plastique, de l’acier émaillé, ni du fer,
mais qu’il est différent du N/A. Cependant, N/A n’est pas différent de fer, de l’acier émaillé,
ni du plastique, mais il est différent de l’acier inoxydable. L’acier inoxydable est donc
préférable que l’utilisation d’aucun matériel (N/A) puisqu’il obtient un taux moins élevé
d’Escherichia coli dans l’étude.
52
Figure 20. Type de matériaux dans les abreuvoirs en fonction du dénombrement d’E. coli
Log10 UFC/100ml dans l’eau des abreuvoirs
5.3.2. Configuration des abreuvoirs
Dans le modèle pas à pas, celui-ci exprimait des différences significatives entre les types
d’abreuvoirs (p < 0,001). Pour confirmer l’effet significatif entre les types d’abreuvoirs et les
taux d’E. coli, le modèle univarié indique une valeur de P significative de 0,031 pour les
modèles d’abreuvoirs isothermes et de 0,004 pour l’abreuvement direct au sol. Les résultats
du test de Tukey (Figure 21) indiquent que l’abreuvoir à niveau constant n’est pas différent
des collectifs, des bols ou des isothermes, mais qu’il est différent de l’abreuvement direct au
sol. Cependant, l’abreuvement direct au sol n’est pas différent des abreuvoirs isothermes, des
bols ou des collectifs, mais il est différent des abreuvoirs à niveau constant. Les abreuvoirs à
niveau constant sont donc préférables que de laisser les animaux s’abreuver au sol. Dans la
ab : Les moyennes suivies d’une lettre différente sont différentes significativement (p < 0,05)
53
figure 21, on peut observer que les abreuvoirs isothermes et l’abreuvement direct au sol
semblent en effet, être plus enclins à la contamination à Escherichia coli. Les abreuvoirs
isothermes sont des bassins fermés sans aucune relation avec les éléments environnementaux
à l’exception des animaux. Effectivement, les abreuvoirs couverts (abreuvoir isotherme,
couvert ou à l’intérieur) étaient significativement plus enclins à avoir plus d’E. coli dans le
modèle pas à pas (p < 0,001). Cependant, l’anova du modèle univarié n’était pas
significative, mais il y avait une tendance (p = 0,088). Les abreuvoirs à l’abri avaient 0,3
Log10 UFC/100ml en moyenne de plus que les abreuvoirs ayant accès aux conditions
environnementales (rayons UV et pluie). Quant à la température des bassins, les modèles
d’abreuvoirs collectifs ont significativement (p < 0,001) une température d’eau moyenne de
bassin plus élevée (14,5±6,3°C), mais ils sont aussi plus utilisés l’été, tandis que les
abreuvoirs isothermes sont plus froids (8,9 ± 4,7°C) que les autres types d’abreuvoirs.
Figure 21. Type de configuration d’abreuvoirs en fonction du dénombrement d’E. coli Log10
UFC/100ml dans l’eau des abreuvoirs
ab : Les moyennes suivies d’une lettre différente sont différentes significativement (p < 0,05)
54
Les quantités d’eau présentes dans les abreuvoirs ont été classées en quatre catégories. Les
bassins avec moins de 49 litres, entre 50 et 99 litres, entre 100 et 499 litres et 500 litres et
plus. Dans la figure 22, les abreuvoirs de type moyen (entre 50 et 99 litres, entre 100 et 499
litres) semblent plus enclins à avoir un plus haut compte d’E. coli. Dans le modèle pas à pas,
les quantités de litres ont des différences significatives (p = 0,0014). Cependant, le modèle
univarié ne l’était pas, mais il y avait une tendance (p = 0,078). C’est probablement pour
cette raison que le test de Tukey n’était pas significatif. Ce sont les abreuvoirs entre 50 et 99
litres qui ont la plus haute moyenne (1,7 Log10 UFC/100ml) en E. coli, ce sont effectivement
les isothermes qui entrent dans cette catégorie.
Figure 22. Quantité d’eau (L) dans les abreuvoirs en fonction du dénombrement d’E. coli
Log10 UFC/100ml dans l’eau des abreuvoirs
55
5.3.3. Température de l’eau de l’abreuvoir
La figure 23 indique que la température de l’eau des abreuvoirs fluctue avec les saisons. Ceci
est validé avec le test de Tukey qui donne quatre catégories de température selon les saisons,
ce qui indique qu’elles sont différentes l’une de l’autre. La moyenne de la température de
l’eau pendant l’année était de 11,68 ± 6,01°C. La figure 23 indique toutes les données de
température de l’eau des abreuvoirs récoltés lors de l’année.
Figure 23. Évolution temporelle du patron de température de l’eau dans les abreuvoirs
Il y a une relation significative (p < 0,001) dans le modèle pas à pas entre la température de
l’eau de l’abreuvoir et les Log10 UFC/100ml d’E. coli (Figure 24). Le modèle univarié avait
aussi un effet significatif (p < 0,001). Cependant, le R2 ajusté de cette fonction vaut 0,01297
ce qui est vraiment peu. La valeur de P qui est basse démontre tout de même que le modèle
établit une relation pertinente entre la température de l’eau de l’abreuvoir et les
Log10 UFC/100ml d’E. coli.
56
Il existe aussi une relation significative avec les abreuvoirs chauffants et les Escherichia coli
dans les abreuvoirs (p < 0,001) dans le modèle univarié. Cependant, cette relation n’existe
pas dans le modèle pas à pas, puisque les abreuvoirs chauffants sont corrélés avec la
température de l’eau (r =0,27) et cette corrélation est plus forte que celle avec les E. coli, ce
qui la fait disparaître du modèle pas à pas.
Figure 24. Dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml en fonction de la température de l’eau
d’abreuvement
Le modèle univarié entre les saisons et E. coli dans l’eau des abreuvoirs va aussi dans la
même direction que les températures, il y a une relation significative (p = 0,018) entre l’été
57
et les comptes d’E. coli en comparaison avec l’hiver, l’automne et le printemps (Figure 25).
Selon le test de Tukey, l’été est différent de l’hiver et du printemps, mais pas différent de
l’automne.
Figure 25. Les saisons 2019 et 2020 en fonction du dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml
dans l’eau des abreuvoirs
5.3.4. Le pH et la turbidité de l’eau d’abreuvement
Le pH moyen des abreuvoirs était de 7,7 ± 0,5 avec une plage allant de 6,5 à 9,6. Il n’y a pas
de relation entre Escherichia coli et le pH de l’eau dans les abreuvoirs (p = 0,623) dans le
modèle univarié. Cependant, dans le modèle pas à pas, il y a une relation significative
(p = 0,002) et le R2 ajusté de cette fonction vaut -0,00245 ce qui est vraiment peu et qui donne
la légère droite négative sur la figure 26. Le pH est peut-être un facteur complémentaire et
ab : Les moyennes suivies d’une lettre différente sont différentes significativement (p < 0,05)
58
non majeur qui entre en interaction avec d’autres facteurs dans le modèle pas à pas, ce qui le
ferait ressortir dans ce modèle, mais pas dans le modèle univarié.
Figure 26. Dénombrement d’E. coli Log10 UFC/100ml en fonction du pH de l’eau
d’abreuvement
La turbidité n’avait pas d’impact significatif sur le pH (p =0,267), mais avait un impact sur
les E. coli dans l’eau (p = 0,005) dans le modèle univarié. Plus l’eau est turbide, plus il y a
des Log10 UFC/100ml d’E. coli. Cependant, ce résultat ne se répétait pas dans le modèle pas
à pas et c’est probablement parce que les nombres de répétitions sont faibles dans les
turbidités moyennes et élevées (Tableau 9).
59
Tableau 9. Moyenne d’E. coli Log10 UFC/100ml et les comptes selon l’échelle de turbidité
Turbidité µ ± sd n
Faible 1,3 ± 1,1 296
Moyenne 2,0 ± 1,7 10
Élevée 2,1 ± 1,8 5
5.3.5. Conditions de l’abreuvoir
En plus des paramètres physicochimiques de l’eau, des paramètres d’observations physiques
étaient compilés (débris, algues et boue autour des abreuvoirs). Les trois données étaient
notées et observées, toujours par la même personne, avec une échelle de gradation de
0 à 3 (Tableau 10).
Tableau 10. Descriptions et moyennes des dénombrements d’Escherichia coli Log10 UFC/100ml
des diverses conditions des abreuvoirs
Échelle Description µ ± sd n
Boue
0 Aucune boue 1,1 ± 1,1 149
1 Petit cercle de boue autour du bassin 1,5 ± 1,2 77
2 Grand cercle, peu profond 1,5 ± 1,3 53
3 Grand cercle et boue à la moitié des onglons
des vaches
1,5 ± 1,3 24
Débris
0 Aucun débris 1,2 ± 1,2 71
1 Léger dépôt au fond 1,3 ± 1,2 152
2 Dépôts qui couvrent le fond 1,4 ± 1,3 58
3 Dépôts qui couvrent le fond et matières en
suspension
1,6 ± 1,1 22
Algue
0 Aucune algue 1,2 ± 1,2 160
1 Un peu d'algues 1,3 ± 1,1 90
2 Algues qui couvrent le fond 1,8 ± 1,2 33
3 Couvrent le fond, sur les côtés et poussent
vers le haut
1,4 ± 1,0 21
60
Dans le modèle pas à pas, il n’y avait pas de relation significative avec les diverses conditions
physiques et les E. coli dans l’eau d’abreuvement. Dans les modèles univariés, il y avait une
relation significative avec la boue. Dès qu’il y a de la boue autour des abreuvoirs, il y a un
plus haut compte d’E. coli (p = 0,0012). Il y avait une corrélation (r = 0,23) entre la boue et
la température de l’eau, ce qui peut expliquer sa disparition du modèle pas à pas. Pour les
débris (p = 0,229) et les algues (p = 0,391), il n’y a pas de tendance évidente.
Il y avait aussi un effet significatif entre le pH de l’eau d’abreuvement et les algues dans les
abreuvoirs dans les modèles univarié (p = 0,003) et pas à pas (p = 0,008). Dans cette relation,
plus il y a d’algues, plus le pH augmente (Figure 27).
Figure 27. Indice de quantité d’algues en fonction du pH dans l’eau des abreuvoirs
61
5.4. Analyse en composantes principales et importance relative
Le graphique d’analyse en composantes principales (PCA) montre les relations entre toutes
les variables quantitatives. Il divise les échantillons selon leurs ressemblances et différences
à partir des variables entrées. Il permet ainsi l’extraction du poids des variables selon leur
importance dans la distinction des données individuelles. Les variables groupées ayant des
poids similaires sont ainsi corrélées positivement, et les variables ayant des effets
antagonistes sont corrélées négativement. Les variables représentées dans la figure 28 sont :
la température de l’eau de l’abreuvoir (T_eau_abrev), le pH de l’abreuvoir
(pH_abrev), la quantité d’eau (L) dans les abreuvoirs (Qte_cat), l’échelle de boue près
des abreuvoirs (Boue), l’échelle d’algue dans les abreuvoirs (Algue), les débris dans
les abreuvoirs (Debris), si l’abreuvoir était couvert (Abris), la présence d’E. coli dans
les sources d’eau en log (Ecoli_sour_log) et la présence d’E. coli dans les abreuvoirs
en log (Ecoli_abrev_log). Puisque les variables positivement corrélées sont regroupées, on
peut voir que la température ambiante et la température de l’eau (Figure 28 en bleu) sont
fortement corrélées et qu’E. coli dans l’abreuvoir et qu’E. coli dans les sources d’eau le sont
aussi (Figure 28 en jaune). Les variables négativement corrélées sont positionnées sur les
côtés opposés de l’origine du graphique, comme le pH de l’eau de l’abreuvoir et E. coli dans
l’abreuvoir. Les variables qui sont loin de l’origine sont bien représentées par le PCA.
62
Figure 28. Graphique d’analyse en composantes principales qui représente les relations entre
toutes les variables quantitatives
Le R2 dans le graphique de l’importance relative des variables (figure 29) représente la
proportion de variances expliquées par l’ensemble des neuf variables exprimé dans le
graphique ; soit la température de l’eau de l’abreuvoir (T_ea), le pH de l’abreuvoir
(pH_a), la quantité d’eau (L) dans les abreuvoirs (Qte_), l’échelle de boue près des
abreuvoirs (Boue), l’échelle d’algue dans les abreuvoirs (Algu), les débris dans les
abreuvoirs (Debr), si l’abreuvoir était couvert (Abri) et la présence d’E. coli dans la
source d’eau en log (Ecol). Ces variables sont mises en relation avec Escherichia coli
63
en log dans les abreuvoirs. Le modèle explique que la proportion totale de la variance
expliquée par les neuf variables est de 12,8 %. Cela implique que 87,2 % de la variance est
encore inconnue. La variable avec le plus grand R2 est la plus importante pour expliquer
le résultat. Pour le graphique de l’importance relative des variables en rapport avec
Escherichia coli dans l’eau des abreuvoirs, il est possible de confirmer ce que disait le PCA.
Sur la figure 29, le pH a un très faible pourcentage de R2, puisqu’ils sont négativement
corrélés. Les débris n’ont pas non plus beaucoup d’importance selon la contamination à
Escherichia coli dans les abreuvoirs. Les deux variables avec le plus d’importance sont la
température de l’eau d’abreuvement et les Escherichia coli dans l’eau de source, ce qui va
en accord avec les résultats du PCA.
Figure 29. Importance relative d'E. coli dans l'eau d'abreuvoir selon la méthode LMG
R2 = 12,8%
64
6. Discussion
6.1. Sources d’eau
De l’étude sur les sources d’eau des régions échantillonnées, il ressort de cela que c'est
pendant la période estivale que les concentrations en Escherichia coli sont les plus élevées,
donc pendant la période chaude. Selon la documentation scientifique, c’est pendant l’été que
la concentration en E. coli (Freeman et al., 2009) et de coliformes fécaux (Patoine et
D’Auteuil-Potvin, 2015) est la plus élevée dans les eaux de surfaces. Pendant cette saison, la
température de l’eau favorise la multiplication d’E. coli, bien que l’exposition aux rayons
UV est à son maximum annuel, ce qui peut nuire aux bactéries (Whitman et al., 2008). Malgré
cette exposition, les E. coli peuvent s’en protéger par la turbidité de l’eau ou par les matières
en suspension captant les rayons UV (Häder et al., 2015). La problématique d’E. coli dans
l’eau des abreuvoirs ne semble pas provenir des sources d’eau puisque la majorité des
producteurs utilisent des sources d’eau fiables et réglementées (puits artésiens, puits de
surface et aqueduc), et que 91,5 % des spécimens de sources d’eau étaient sous les seuils de
détection (<1 UFC/100ml).
En ce sens, il aurait été intéressant de trouver plus de producteurs avec des sources d’eau
alternatives pour l’abreuvement des animaux (ruisseaux, sources naturelles, fosses de
drainage), puisque les nombres de celles-ci sont faibles dans la présente étude (Tableau 5).
Avec les données récoltées, on peut en déduire que ces sources alternatives sont plus
contaminées que les sources d’eau considérées fiables. Effectivement, le risque de
contamination est plus élevé dans les eaux de surface (ruisseaux, fosses de drainages, lacs,
étangs-réservoirs, etc.) dans lesquelles peuvent s'écouler des déchets des exploitations
d'élevage (Olkowski, 2009). Pour l’aqueduc, les résultats confirment que les tests, la filtration
et la chloration obligatoires au Québec (Légis Québec, 2020a) et effectués
hebdomadairement par les stations de distribution des municipalités sont efficaces puisqu’il
n’y avait aucune contamination au-dessus du seuil de détection.
Les puits de surface et les puits artésiens sont habituellement non contaminés, lorsqu’ils sont
bien aménagés puisque la filtration du sol évite la contamination bactérienne (MDDELCC,
65
2015). Pour tous les puits de surface et artésiens, c’est 6,75 % qui dépassaient le seuil de
détection pour E. coli. Ces résultats sont moindres que ceux obtenus en Mauricie en 2018 qui
indiquaient que 9 % des puits échantillonnés présentent une non-conformité à E. coli (BVSM,
2018). Cette différence de résultat peut s’expliquer puisque dans l’étude du BVSM c’est
250 puits qui ont été échantillonnés, tandis que la présente étude, c’est 17 puits différents
( 8 puits artésien et 9 puits de surface) qui ont été échantillonnés plusieurs fois. Bien que les
contaminations étaient ciblées, périodiques et peu fréquentes, les résultats des puits de
surface et artésiens confirment que les utilisateurs de ces puits doivent effectuer des tests
pour s’assurer de la qualité de leur eau, mais qu’ils sont généralement non contaminés. Ce
qu’indiquait la BVSM en 2018 est que sur 250 participants au projet, 76 % n’avaient jamais
fait analyser l’eau de leur puits. Les propriétaires de puits individuels devraient être plus
rigoureux sur les tests de leur eau puisque le MELCC suggère, pour l’analyse des
microorganismes, de faire une analyse de l’eau de puits au moins deux fois par année, au
printemps et à l’automne (MELCC, 2020).
Le pH moyen des eaux de source était de 7,7 ± 0,6. Entre les régions, le pH moyen reste
stable entre 7,6 et 7,8, ce qui est dans la marge de pH acceptable pour l’eau potable (OMS,
2007). La moyenne du pH des puits artésiens est de 7,9 ± 0,5. C’est la seule provenance de
l’eau qui est significativement plus alcaline que les autres. Ceci peut s’expliquer par le fait
que l'eau des aquifères présente dans les puits artésiens traverse plus souvent des formations
de silt et d’argile vestiges de la mer de Champlain. Cette eau est plus minéralisée à cause du
temps de résidence plus long dans les nappes phréatiques profondes, son pH est donc plus
alcalin (MELCC, 2000).
6.2. Système d’approvisionnement
Dans l’étude, il a été évident qu’il y avait un effet significatif (p < 0,001) entre les données
des sources d’eau et celles des systèmes d’approvisionnement avec l’utilisation du modèle
univarié. Puisque la corrélation est forte (0,93), que l’effet est linéaire et que le coefficient
d’estimation est de 0,98 dans l’anova, il est possible de dire que ces deux variables vont dans
le même sens et qu’elles ont presque un ratio un pour un. Ici, l’effet significatif affecte la
66
prédiction de modèle linéaire. Cette corrélation va avec les dires d’O’Neill et al. (1997) cités
par McMath et Holt (2000) qu’il n’y a aucune évidence qu’Escherichia coli peut croître dans
les systèmes de distribution de l’eau, que ce soit au stade planctonique ou dans les biofilms.
Alors, s’il y a contamination dans le système d’approvisionnement, c’est fort probablement
parce qu’il y a contamination à la source ou une rupture dans le système de distribution.
6.3. Abreuvoirs
Dans la portion étudiée sur les abreuvoirs, il en ressort que leur contamination à
Escherichia coli est bel et bien présente puisque 72,25 % des échantillons avaient une
contamination en haut du seuil de détection (<1 UFC/100ml) et que la moyenne de
contamination est de 1,21 ± 0,87 Log10 UFC/100ml. Les résultats sont plus élevés que les
recommandations pour les veaux qui sont de 1 coliforme/100ml (Beede, 2005; Wright, 2012
; Higgins et al., 2008 ) et que celles pour les bovins adultes, qui sont entre 10 et 100
coliformes/100ml (Beede, 2005; Higgins et al., 2008 ; Wright, 2012 ; Olkowski, 2009).
Cependant, nos résultats sont moins élevés que l’étude de LeJeune et al. (2001), qui étaient
de 0,98 ± 1,06 Log10 UFC/ml.
6.3.1. Matériaux et types d’abreuvoirs
L’utilisation de matériaux tels que l’acier inoxydable ne diffère pas significativement du
plastique, de l’acier émaillé ou du fer, mais a une tendance à être préférable lorsqu’on
compare les taux d’Escherichia coli. Ceci irait en accord avec l’étude de
LeJeune et al. (2001), où il indiquait que les installations en métal avaient significativement
moins de comptes d’E. coli en comparaison avec des installations en plastique et en béton
(LeJeune et al., 2001). Les différences entre les deux études pourraient être expliquées par le
fait que l’étude de LeJeune regroupait tous les types de métaux ensemble, tandis que dans la
présente étude, ils étaient différenciés (acier inoxydable, fer et acier émaillé). Dans l’étude
actuelle, il en ressort qu’il faut utiliser au moins un matériel pour l’abreuvement des animaux.
Lorsque ceux-ci s’abreuvent directement au sol, le taux d’E. coli dans les échantillons est
significativement plus élevé. Ceci s’explique par le fait que les ruminants excrètent
Escherichia coli dans leurs fèces, près de l’endroit où ils s’abreuvent. Escherichia coli peut
67
survivre jusqu’à 162 jours dans le sol (Avery et al., 2004) et se retrouver dans l’eau par le
ruissellement (Fairbrother et Nadeau, 2006; Avery et al., 2004; Fenlon et al., 2000).
Dans ce même ordre d’idées, il est préférable que les animaux boivent dans un abreuvoir à
niveau constant plutôt que directement au sol, selon le test de Tukey. Un effet significatif
était présent entre le type d’abreuvoir isotherme et un plus haut compte d’E. coli. Ces
abreuvoirs sont fabriqués de plastique et contiennent environ 85 litres. Cette quantité d’eau
se trouve dans le groupe d’abreuvoirs contenant entre 50 et 99 litres, soit ceux qui ont la plus
haute moyenne en E. coli et qui sont significativement plus enclins à avoir un compte plus
élevé. Les isothermes sont aussi un modèle d’abreuvoir couvert pour éviter le gel. Selon
LeJeune 2001, ce type d’abreuvoir fermé a un nombre d’E. coli qui a tendance à être plus
faible que ceux ouverts. Dans l’étude présente, c’est plutôt le contraire. En effet, les
abreuvoirs à l’abri de la pluie (abreuvoir isotherme, couvert ou à l’intérieur) étaient
significativement plus enclins à avoir plus d’E. coli (p < 0,001). Ceci pourrait s’expliquer par
leur plus grande stabilité de température et le fait qu’ils sont à l’abri des rayons UV. La
température des isothermes (8,9 ± 4,7°C) est plus froide que les autres types d’abreuvoirs, ce
qui pourrait expliquer la persistance d’E. coli puisque l’eau froide permet aux bactéries de
vivre plus longtemps (Edberg et al., 2000 ; Wang et Doyle, 1998). De plus, les abreuvoirs à
l’abri des rayons UV n’ont pas l’effet du rayonnement solaire qui peut nuire aux bactéries
(Whitman et al., 2008 ; Joyce et al., 1996).
6.3.2. La température
Il y a une relation significative (p = 0,018), confirmée avec le test de Tukey, entre la saison
de l’été et les comptes d’E. coli dans les abreuvoirs en comparaison avec l’hiver et le
printemps. Ces résultats viennent en accord avec les résultats de LeJeune et al. (2001) et de
Van Dankersgoed et al. (2001), qui viennent eux aussi confirmer qu’il y a une hausse
d’E. coli dans l’eau des abreuvoirs l’été. Ceci vient valider qu’il existe une relation avec le
taux de contamination et la hausse de la température de l’eau. La plage de température de
croissance d’E. coli est de 10 à 45°C, avec une croissance optimale à 37°C (Prescott et al.,
2013). La moyenne de la température de l’eau obtenue pendant l’année était de 11,68 ±
6,01°C, ce qui est dans la plage de croissance d’Escherichia coli. Même si la température de
68
l’eau est en moyenne fraîche, la persistance d’E. coli peut s’expliquer par le fait que l’eau
froide permet aux bactéries de vivre plus longtemps (Edberg et al., 2000; Wang et Doyle,
1998). Il est important de faire la distinction entre persistance et multiplication. La
persistance va permettre aux bactéries de survivre plus longtemps dans une eau froide, tandis
qu’une température plus chaude va permettre à celles-ci d’avoir un meilleur taux de
multiplication. Comme mentionné dans les résultats obtenus, il y a relation significative avec
les abreuvoirs chauffants et Escherichia coli dans les abreuvoirs (p < 0,001). Cependant,
cette relation n’était pas significativement associée aux abreuvoirs chauffants dans l’étude de
(LeJeune et al., 2001). Cette discordance de résultats pourrait s’expliquer par le fait que
l’étude de LeJeune s’est déroulée dans les états de Washington, de l’Oregon et de l’Idaho
aux États-Unis. Ces états ont des températures hivernales moyennes entre 8 et -7°C au mois
de janvier (NOAA, 2010). Leur climat est donc plus chaud en hiver comparé au Québec. Les
abreuvoirs chauffants n’augmentaient peut-être pas autant, ni aussi souvent, la température
et causeraient moins de prolifération d’E. coli comparé aux abreuvoirs utilisés au Québec.
6.3.3. pH et condition de l’abreuvoir
Le pH dans cette étude se situe parfaitement dans la plage de croissance d’Escherichia coli
(entre 5,5 et 8,0 (Prescott et al., 2013)), avec un pH moyen dans les abreuvoirs de 7,7 ± 0,5.
Ceci permet à E. coli de croître sans contraintes. La plage des pH rencontrés dans les
abreuvoirs était de 6,5 à 9,6 ce qui la situe dans les normes de Santé Canada (entre 7,0 et
10,5) et de l’OMS (entre 6,5 et 9,5) pour l’eau potable traitée. Dans l’étude de De Busser et
al., (2011), l’obtention d’un pH de 5 avait entraîné une diminution d’E. coli dans les fèces et
aucun effet secondaire négatif sur le gain de poids chez le porcelet. Le pH minimal obtenu
dans l’étude actuelle était de 6,5. Si la gamme de pH avait été plus grande en se rapprochant
du 5,5, un meilleur effet aurait peut-être été obtenu dans le modèle univarié. Cependant, un
pH inférieur à 5,5 peut causer une acidose chez les bovins, ce qui réduit la consommation et
le rendement des aliments (AAFC, 2020).
Il y a un effet significatif entre le pH de l’eau des abreuvoirs et les algues dans les deux
modèles utilisés; plus il y a des algues, plus le pH augmente. Effectivement, l’augmentation
du pH est attribuée aux algues (Ansa et al., 2011). Il semblerait aussi qu’une augmentation
69
contrôlée des algues et donc du pH ait un effet d’inactivation et de diminution significatif sur
les coliformes fécaux et sur E. coli puisque les algues consomment l’oxygène dissous dans
l’eau (Ansa et al., 2011). Cet effet n’a pas pu être démontré dans la présente étude puisque la
moyenne de pH se situait à 7,7 et qu’il n’y a pas eu assez de répétitions à un pH plus élevé.
C’est probablement pour cette raison que le modèle pas à pas a déterminé une relation
significative et qu’il y avait une droite négative sur la figure 26 : plus le pH augmentait, plus
il y avait des algues, moins il y avait des E. coli. Le PCA (Figure 28) démontrait aussi que
ces deux variables étaient négativement corrélées vu leur opposition linéaire sur le graphique.
La non-relation dans la présente étude entre E. coli et les algues pourrait s’expliquer par les
différents types d’abreuvoirs utilisés, plusieurs n’étaient pas propices aux algues vu leur petit
volume d’eau. Une étude en carré latin pourrait être réalisée avec seulement des abreuvoirs
collectifs, un pH plus élevé, mais acceptable pour l’abreuvement des bovins, et la propagation
contrôlée d’algues non nocives pour les ruminants. Cependant, la propagation d’algues non
nocives est difficile à contrôler dans des situations comme celles des abreuvoirs. L’ajout de
phosphore et d’azote dans l’eau d’abreuvement, associé à une contamination de fèces ou
d’urine d’animaux, est plus propice à la propagation des algues bleu-vert (Constable et al.,
2017; Brew et al., 2008) qui libèrent des toxines (microcystines) dangereuses pour les
animaux d’élevage (Constable et al., 2017). Une étude a démontré que les algues bleu-vert
étaient présentes dans chacun des sites de prélèvement de l’étude et que les autres genres
d’algues non toxiques étaient également présents, mais dans des concentrations inférieures à
celles détectées pour les algues toxiques (Willms et al., 2002). Habituellement, ce type
d’algues s’accumule le long du rivage, où les animaux peuvent s’abreuver et où l’eau est peu
profonde et plus stagnante. Dans les réservoirs, lorsque ces algues toxiques sont présentes,
l’eau de surface est souvent recouverte d’une couche verte d’organismes gélatineux
(Figure 30), alors les animaux sont incapables de boire sans les ingérer (Constable et al.,
2017). Les bovins qui boivent uniquement de petites quantités d’eau contenant des
microcystines peuvent ne pas en mourir, mais peuvent présenter une série de symptômes
(Ingram et Prescott, 1954). Les symptômes chez les ruminants sont la faiblesse, la diminution
du rendement laitier, l’hyperthermie, une réactivité réduite, l’anorexie, et la mort (Willms et
al., 2002). Ces symptômes sont plus graves que ceux provoqués par Escherichia coli.
70
Figure 30. Exemple d’algues dans un abreuvoir (Chayer, 2019)
Il y avait aussi une relation significative entre la boue autour des abreuvoirs et le compte
d’E. coli (p = 0,0012). Il semble en effet qu’un plus haut pourcentage de la bactérie était
excrété lorsque les animaux étaient dans des enclos considérés comme boueux comparé à des
enclos considérés normaux (Smith et al., 2001). Il serait donc plausible qu’on retrouve un
plus haut compte d’Escherichia coli dans l’eau des abreuvoirs avec de la boue aux alentours.
71
Conclusion
Grâce aux échantillonnages sur les fermes participantes et à l’analyse en laboratoire
effectuée, nous avons été en mesure d’atteindre nos objectifs et de répondre à notre hypothèse
de départ. Cette étude a permis d’évaluer certaines propriétés physicochimiques et
bactériologiques des sources d’eau et de l’eau d’abreuvement dans des fermes d’élevage
vache-veau. Il a été démontré qu'il existe bel et bien un problème de contamination à
Escherichia coli dans l’eau d’abreuvement des ruminants, et ce, principalement l’été
puisqu’il y a un effet significatif avec la température de l’eau, mais également au cours des
trois autres saisons. Heureusement, il a été prouvé que la contamination de ces eaux ne
provient pas des sources d’eau, lorsque les producteurs utilisaient des sources d’eau fiables
et réglementées. Il a été démontré qu’il n’y avait aucune différence entre les contaminations
des sources d’eau à Escherichia coli et les régions du Québec échantillonnées. Il a aussi été
établi que certaines conditions environnementales ont un impact significatif sur la qualité
physicochimique et bactériologique de l’eau, comme les algues et l’accumulation de boue
près des abreuvoirs. Certains types de matériaux et types d’abreuvoirs seraient aussi
préférables à utiliser, mais des recherches plus poussées devraient être effectuées pour
s’assurer de leurs impacts.
Une partie de l’hypothèse de départ s’est avérée exacte puisque l’eau d’abreuvement des
bovins en élevage extérieur ne rencontre pas les normes de qualité bactériologiques. Bien
que la plupart des Escherichia coli ne sont pas pathogènes, plusieurs souches plus virulentes
peuvent conduire à différents types d’infections chez les animaux à sang chaud, tels que les
E. coli O157:H7 producteurs de shigatoxines. Plus il y a présence d’Escherichia coli dans
l’eau des abreuvoirs, plus il y a de chance de contamination par des souches dangereuses.
Cependant, pour ce qui est des normes physicochimiques, les normes de pH et de la turbidité
étaient majoritairement rencontrées. La plage des pH rencontrés dans les abreuvoirs était de
6,5 à 9,6 ce qui la situe dans les normes de Santé Canada (entre 7,0 et 10,5) et de l’OMS
(entre 6,5 et 9,5) et 95,2 % des échantillons avaient une turbidité faible.
Malgré l’avancement réalisé par cette étude, il en reste beaucoup à découvrir sur la
propagation d’Escherichia coli dans l’eau d’abreuvement des ruminants. Le modèle
72
d’importance relative d'E. coli dans l'eau d'abreuvoir selon la méthode LMG explique que la
proportion totale de la variance est de seulement 12,7 %. Cela implique que 87,3 % de la
variance est encore inconnue. Certaines variables factorielles comme les types d’abreuvoirs
et les matériaux peuvent expliquer une partie de la variance inconnue, puisque ce modèle ne
tient pas compte des variables non numériques. Cependant, le modèle prouve qu’il y a encore
des avenues à explorer.
En dernier lieu, cette étude en était une d’observation. Il serait peut-être judicieux de vraiment
tester l’effet des différentes variables sur Escherichia coli dans l’eau d’abreuvement des
ruminants par la réalisation d’une étude en milieu contrôlé et en carré latin. Une telle étude
pourrait se dérouler avec les types d’abreuvoirs les plus problématiques (isothermes et
abreuvoirs chauffants), un nombre d’animaux constant, des pH plus acides ou plus alcalins.
En ce sens, il serait intéressant de refaire ce projet avec plus de sources d’eau alternatives
pour l’abreuvement des animaux (ruisseaux, sources naturelles, fosse de drainage) et d’autres
régions du Québec.
En terminant, les résultats de l’étude serviront au projet commun entre l’IRDA et
l’Université Laval ayant pour objectif de réduire l’impact des élevages extérieurs sur la
qualité de l'eau en réduisant les agents bactériologiques pouvant se propager dans la chaîne
alimentaire. Le projet servira à trouver un concept concret à mettre en application dans les
fermes pour diminuer les Escherichia coli dans l’eau d’abreuvement des ruminants.
73
Liste des ouvrages cités
Acres, S. D. (1985). Enterotoxigenic Escherichia coli Infections in Newborn Calves: A
Review. Journal of Dairy Science. 10.3168/jds.S0022-0302(85)80814-6
Agriculture and Agri-Food Canada (AAFC). (2020). Water quality impacts on livestock.
https://www.agr.gc.ca/eng/agriculture-and-the-environment/agricultural-
practices/agriculture-and-water/livestock-watering/water-quality-impacts-on-
livestock/?id=1370621201553
Andersson, M., Schaar, J. et Wiktorsson, H. (1984). Effects of drinking water flow rates and
social rank on performance and drinking behaviour of tied-up dairy cows. Livestock
Production Science, 11(6), 599‑610. 10.1016/0301-6226(84)90074-5
Ansa, E. D. O., Lubberding, H. J., Ampofo, J. A. et Gijzen, H. J. (2011). The role of algae in
the removal of Escherichia coli in a tropical eutrophic lake. Ecological Engineering,
37(2), 317‑324. 10.1016/j.ecoleng.2010.11.023
Aseltine, M. (1992). Maintenance of high-quality water assures good dairy cattle health.
Feedstuffs, 28, 14. https://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US9317165
Avery, S. M., Moore, A. et Hutchison, M. L. (2004). Fate of Escherichia coli originating
from livestock faeces deposited directly onto pasture. Letters in Applied Microbiology,
38(5), 355‑359. 10.1111/j.1472-765X.2004.01501.x
Bassin versant Saint-Maurice (BVSM). (2018). Qualité de l’eau des puits privés de la
Mauricie. Bilan du projet. https://f038f990-64eb-40d0-9b56-
2b3076aaf8bb.filesusr.com/ugd/91abbd_d7de832151974e8ba8eaa3a1b4180170.pdf
Beede, David K. (1993). Water Nutrition And Quality For Dairy Cattle.
http://wdmc.org/1993/ybeede.pdf
Beede, D. K. (2005). The Most Essential Essential Nutrient: Water. Western Dairy
Management, 23.
https://www.researchgate.net/publication/228393898_The_Most_Essential_Essential_
Nutrient_Water
Brew, M. N., Carter, J. et Maddox, M. K. (2008). The Impact of Water Quality on Beef Cattle
Health and Performance. Dans The Institute of Food and Agricultural Science (dir.),
Animal Science (p. 1‑4).
Brew, M. N., Myer, R. O., Hersom, M. J., Carter, J. N., Elzo, M. A., Hansen, G. R. et Riley,
D. G. (2011). Water intake and factors affecting water intake of growing beef cattle.
Livestock Science, 140(1‑3), 297‑300. 10.1016/j.livsci.2011.03.030
Brown, C. A., Harmon, B. G., Zhao, T. et Doyle, M. P. (1997). Experimental Escherichia
coli O157:H7 Carriage in Calves. Applied and Environmental Microbiology (vol. 63).
http://aem.asm.org/
74
Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec. (2016). Recherche et
dénombrement d’Escherichia coli thermotolérants dans l’eau : méthode par filtration sur
membrane utilisant le milieu de culture mFC-BCIG. Dans Ministère du Développement
durable de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques (dir.), (p.
17). http://www.ceaeq.gouv.qc.ca/methodes/pdf/MA700EcBCIG10.pdf
Cho, K. H., Pachepsky, Y. A., Kim, M., Pyo, J. C., Park, M. H., Kim, Y. M., Kim, J. W. et
Kim, J. H. (2016). Modeling seasonal variability of fecal coliform in natural surface
waters using the modified SWAT. Journal of Hydrology, 535, 377‑385.
10.1016/j.jhydrol.2016.01.084
Coimbra, P. A. D., Pinheiro Machado Filho, L. C., Nunes, P. A., Htzel, M. J., De Oliveira,
A. G. L. et Cecato, U. (2010). Effect of water trough type on the drinking behaviour of
pasture-based beef heifers. Animal, 4(1), 116‑121. 10.1017/S1751731109990930
Conseil de bassin de la rivière Etchemin (CBE). (2014). Plan directeur de l’eau des bassins
versants des secteurs d’intervention de la Zone Etchemin- version finale.
https://cbetchemin.qc.ca/wp-
content/uploads/2016/03/CBE_PDE_Final_mars2016_Portrait_Diag_Levis-Est.pdf
Constable, P. D., Hinchcliff, K. W., Done, S. H. et Grünberg, W. (dir.). (2017). General
Systemic States. Veterinary Medicine, 43‑112. 10.1016/B978-0-7020-5246-0.00004-8
Corporation du bassin de la Jacques-Cartier (CBJC). (2013). Plan directeur de l’eau de la
zone de gestion intégrée de l’eau de la Jacques-Cartier. https://www.cbjc.org/wp-
content/uploads/2019/11/PDE_CBJC_MaJ.pdf
Cozzolino, D., Power, A. et Chapman, J. (2019). Interpreting and Reporting Principal
Component Analysis in Food Science Analysis and Beyond. Food Analytical Methods,
12(11), 2469‑2473. 10.1007/s12161-019-01605-5
Dabrowska, B., Harmata, W., Lenkiewicz, Z., Schiffer, Z. et Wojtusiak, R. J. (1981). Colour
perception in cows. Behavioural Processes, 6(1), 1‑10. 10.1016/0376-6357(81)90011-
5
Davies, C. M. et Evison, L. M. (1991). Sunlight and the survival of enteric bacteria in natural
waters. Journal of Applied Bacteriology, 70(3), 265‑274. 10.1111/j.1365-
2672.1991.tb02935.x
Davison, K. L., Hansel, W. M., Krook, L., McEntee, K. et Wright, M. J. (1964). Nitrate
Toxicity in Dairy Heifers. Effects on Reproduction, Growth, Lactation, and Vitamin A
Nutrition. Journal of Dairy Science, 47(10), 1065‑1073. 10.3168/jds.S0022-
0302(64)88847-0
De Busser, E. V, Dewulf, J., Zutter, L. De, Haesebrouck, F., Callens, J., Meyns, T., Maes,
W. et Maes, D. (2011). Effect of administration of organic acids in drinking water on
faecal shedding of E. coli, performance parameters and health in nursery pigs.
Veterinary Journal, 188(2), 184‑188. 10.1016/j.tvjl.2010.04.006
75
Degen, A. A. et Youg, B. A. (1984). Effects of ingestion of warm, cold and frozen water on
heat balance in cattle. Canadian Journal of Animal Science, 64(1), 73‑80.
10.4141/cjas84-010
Degen, A. A. et Young, B. A. (1990). the Performance of Pregnant Beef Cows Relying on
Snow As a Water Source. Canadian Journal of Animal Science, 70(2), 507‑515.
10.4141/cjas90-062
Dudouet, C. (2017). L’abreuvement des bovins, des ovins et des équins (France Agr).
Edberg, S. C., Rice, E. W., Karlin, R. J. et Allen, M. J. (2000). Escherichia coli: the best
biological drinking water indicator for public health protection. Journal of Applied
Microbiology, 88, 106‑116. 10.1111/j.1365-2672.2000.tb05338.x
Embry, L. B., Hoelscher, M. A., Wahlstrom, R. C. et Carlson, C. W. (1959). Salinity and
livestock water quality. http://openprairie.sdstate.edu/agexperimentsta_bulletins/481
Fairbrother, J. M. et Nadeau, É. (2006). Escherichia coli: On-farm contamination of animals.
Scientific and Technical Review of the Office International des Epizooties.
10.20506/rst.25.2.1682
Fenlon, D. R., Ogden, I. D., Vinten, A. et Svoboda, I. (2000). The fate of Escherichia coli
and E. coli O157 in cattle slurry after application to land. Journal of Applied
Microbiology, 88(S1), 149‑156. 10.1111/j.1365-2672.2000.tb05343.x
Freeman, J. T., Anderson, D. J. et Sexton, D. J. (2009). Seasonal peaks in Escherichia coli
infections: Possible explanations and implications. Clinical Microbiology and Infection,
15(10), 951‑953. 10.1111/j.1469-0691.2009.02866.x
Gerrish, J. et Davis, M. (1999). Water availability and distribution. Dans J. Gerrish and C.
Roberts (dir.), Missouri Grazing Manual (p. 81‑88). University of Missouri Extension.
Goupil, J.-Y. (2015). Politique de protection des rives, du littoral et des plaines inondables.
https://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/rives/guide-interpretationPPRLPI.pdf
Häder, D. P., Williamson, C. E., Wängberg, S. Å., Rautio, M., Rose, K. C., Gao, K., Helbling,
E. W., Sinha, R. P. et Worrest, R. (2015). Effects of UV radiation on aquatic ecosystems
and interactions with other environmental factors. Photochemical and Photobiological
Sciences, 14(1), 108‑126. 10.1039/c4pp90035a
Hébert, S. (1997). Développement d’un indice de la qualité bactériologique et physico-
chimique de l’eau pour les rivières du Québec.
http://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/eco_aqua/rivieres/indice/IQBP.pdf
Higgins, S. F., Agouridis, C. T., Engineering, A., Gumbert, A. A. et Programs, A. (2008).
Drinking Water Quality Guidelines for Cattle. Agriculture and Natural Resources
Publications, 1‑4. http://www2.ca.uky.edu/agcomm/pubs/id/id170/id170.pdf
76
Higgins, S. F., Moser, L. et Laurent, K. (2016). Providing Water for Beef Cattle in Rotational
Grazing Systems. Agriculture and Natural Resources Publications , 114.
https://uknowledge.uky.edu/anr_reports/114
Ingram, W. M. et Prescott, G. W. (1954). Toxic Fresh-water Algae. The American Midland
Naturalist, 52(I), 75‑87. http://www.nativefishlab.net/library/textpdf/14366.pdf
Joyce, T. M., McGuigan, K. G., Elmore-Meegan, M. et Conroy, R. M. (1996). Inactivation
of fecal bacteria in drinking water by solar heating. Applied and Environmental
Microbiology, 62(2), 399‑402.
Kertz, A. F., Reutzel, L. F. et Mahoney, J. H. (1984). Ad Libitum Water Intake by Neonatal
Calves and Its Relationship to Calf Starter Intake, Weight Gain, Feces Score, and
Season. Journal of Dairy Science, 67(12), 2964‑2969. 10.3168/jds.S0022-
0302(84)81660-4
Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Bojesen Christensen, R. H. et Pødenphant Jensen, S.
(2020). Tests in Linear Mixed Effects Models. Package for R, 31. 10.18637/jss.v082.i13
Lanham, J. K., Coppock, C. E., Milam, K. Z., Labore, J. M., Nave, D. H., Stermer, R. A. et
Brasington, C. F. (1986). Effects of Drinking Water Temperature on Physiological
Responses of Lactating Holstein Cows in Summer. Journal of Dairy Science, 69(4),
1004‑1012. 10.3168/jds.S0022-0302(86)80495-7
Lardner, H. A., Kirychuk, B. D., Braul, L., Willms, W. D. et Yarotski, J. (2005). The effect
of water quality on cattle performance on pasture. Australian Journal of Agricultural
Research, 56(1), 97‑104. 10.1071/AR04086
Légis Québec. (2020a). Règlement sur la qualité de l’eau potable. Ministère du Travail, de
l’Emploi et de la Solidarité sociale. http://legisquebec.gouv.qc.ca/fr/showdoc/cr/Q-2, r.
40
Légis Québec. (2020b). Règlement sur les exploitations agricoles. Ministère du Travail, de
l’Emploi et de la Solidarité sociale. http://legisquebec.gouv.qc.ca/fr/showdoc/cr/q-2, r.
26#
LeJeune, J. T., Besser, T. E., Merrill, N. L., Rice, D. H. et Hancock, D. D. (2001). Livestock
Drinking Water Microbiology and the Factors Influencing the Quality of Drinking
Water Offered to Cattle. Journal of Dairy Science, 84(8), 1856‑1862.
10.3168/jds.s0022-0302(01)74626-7
Lemos Teixeira, D., Hötzel, M. J., Pinheiro Machado Filho, L. C., Cazale, J. D. et Enríquez-
Hidalgo, D. (2017). Designing Better Water Troughs: Does Trough Color Influence
Dairy Cows’ Preference? Journal of Applied Animal Welfare Science, 20(2), 192‑197.
10.1080/10888705.2017.1283621
McMath, S. M. et Holt, D. M. (2000). The fate of Escherichia coli through water treatment
and in distribution. Journal of Applied Microbiology, 88, 117‑123. 10.1111/j.1365-
77
2672.2000.tb05339.x
Ministère de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques (MELCC).
(2000). Portrait régional de l’eau - Capitale-Nationale.
https://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/regions/region03/03-capitale(suite).htm#4
Ministère de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques (MELCC).
(2001). Portrait régional de l’eau - Chaudière-Appalaches.
http://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/regions/region12/12-chaudiere.htm
Ministère de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques (MELCC).
(2008). Comparaison entre l’indice de la qualité générale de l’eau du Québec (IQBP)
et l’indice de qualité de l’eau (IQE) utilisé dans le cadre du rapport sur les indicateurs
canadiens de durabilité de l’environnement. MELCC.
http://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/flrivlac/iqe-iqbp.htm
Ministère de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques (MELCC).
(2020). L’eau de mon puits, pour ma santé et celle de mes proches, je la fais tester !
Ministère du Développement durable de l’Environnement et de la Lutte contre les
changements climatiques (MDDELCC). (2000). Portrait global de la qualité des eaux
au Québec. http://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/sys-image/global/global2.htm
Ministère du Développement durable de l’Environnement et de la Lutte contre les
changements climatiques (MDDELCC). (2015). Guide technique – Prélèvements d’eau
soumis à l’autorisation municipale.
http://www.environnement.gouv.qc.ca/eau/souterraines/guide.pdf
Morabito, S. (2014). Pathogenic Escherichia Coli: Molecular and Cellular Microbiology.
Caister Academic Press.
Morin, A. (2009). MAPAQ - Bétail, hors des cours d’eau!
https://www.mapaq.gouv.qc.ca/fr/Regions/chaudiereappalaches/journalvisionagricole/
autresarticles/productionbovine/Pages/betail.aspx
Murphy, M. R. (1992). Water Metabolism of Dairy Cattle. Journal of Dairy Science, 75(1),
326‑333. 10.3168/jds.S0022-0302(92)77768-6
Nataro, J. P., Bopp, C. A., Fields, P. I., Kaper, J. B. et Strockbine, N. A. (2011). Escherichia,
Shigella,. Dans Manual of Clinical Microbiology. 10.1128/9781555816728
National Centers for Environmental Information (NOAA). (2010). Data Tools : 1981-2010
Normals . https://www.ncdc.noaa.gov/cdo-web/datatools/normals
National Reseach Council. (1974). Nutrients and Toxics Substances in Water for Livestock
and Poultry (édité par National Academy of Sciences).
National Research Council. (2001). Chapter 8 : Water. Dans The National Academies Press
78
(dir.), Nutrient Requirements of Dairy Cattle (7e éditon, p. 178). 10.17226/9825
O’Connor, D. R. (2002). Report of the Walkerton Inquiry: The Events of May 2000 and
Related Issues. www.publications.gov.on.ca.
OBV Charlevoix-Montmorency. (2014). Plan directeur de l’eau de la zone hydrique
Charlevoix-Montmorency. Chapitre 5. Bassin versant de la rivière du Gouffre.
https://drive.google.com/file/d/1bscrG23D7hP33IAgWF3tZuYeapzsFQSQ/view
Olkowski, A. A. (2009). La qualité de l’eau d’abreuvement du bétail. Guide de terrain relatif
aux bovins, aux chevaux, à la volaille et aux porcs, 185.
http://www5.agr.gc.ca/resources/prod/doc/terr/pdf/lwq_guide_f.pdf
Organisation Mondiale de la Santé. (2007). pH in Drinking-water.
https://www.who.int/water_sanitation_health/dwq/chemicals/ph_revised_2007_clean_
version.pdf
Patoine, M. et D’Auteuil-Potvin, F. (2015). Contamination bactériologique des petits cours
d’eau en milieu agricole : état et tendances (édité par Ministère du Développement
durable, de l’Environnement et de la Lutte contre les changements climatiques).
https://www.environnement.gouv.qc.ca/milieu_agri/agricole/synthese-
info/rapport_agricole.htm
Pinheiro Machado Filho, L. C., Lemos Teixeira, D. L., Weary, D. M., Keyserlingk, M. A. G.
V. et Hötzel, M. J. (2004). Designing better water troughs: Dairy cows prefer and drink
more from larger troughs. Applied Animal Behaviour Science, 89(3‑4), 185‑193.
10.1016/j.applanim.2004.07.002
Polsky, L. et von Keyserlingk, M. A. G. (2017). Invited review: Effects of heat stress on
dairy cattle welfare. Journal of Dairy Science, 100(11), 8645‑8657. 10.3168/jds.2017-
12651
Prescott, L. M., Harley, J. P., Klein, D. A., Willey, J. M., Sherwood, L., Woolverton, C. J.,
Coyette, J. et Mergeay, M. (2013). Microbiologie (4e édition). De Boeck.
Producteurs Bovins du Québec. (2006). Les races de bovins de boucherie.
http://bovin.qc.ca/wp-content/uploads/2016/03/Les-races-de-bovins-de-boucherie-
2006.pdf
Producteurs Bovins du Québec. (2019). Portrait statistique. https://bovin.qc.ca/la-
production/portrait-global/portrait-statistique/
Revelle, W. (2020). Procedures for Psychological, Psychometric, and Personality Research.
Package for R. https://cran.r-project.org/web/packages/psych/psych.pdf
Rice, E. W., Clark, R. M. et Johnson, C. H. (1999). Chlorine inactivation of Escherichia coli
O157:H7. Emerging Infectious Diseases, 5(3), 461‑463. 10.3201/eid0503.990322
79
Rompré, A., Laurent, P. et Servais, P. (2002). Détection et énumération des coliformes dans
l’eau potable : une revue des méthodes. Vecteur environnement, 35(3), 58‑66.
https://www.oieau.org/eaudoc/system/files/documents/35/178305/178305_doc.pdf
Saker, M. L., Thomas, A. D. et Norton, J. H. (1999). Cattle mortality attributed to the toxic
cyanobacteriumCylindrospermopsis raciborskii in an outback region of North
Queensland. Environmental Toxicology, 14(1), 179‑182. 10.1002/(SICI)1522-
7278(199902)14:1<179::AID-TOX23>3.0.CO;2-G
Santé Canada. (2015). Recommandations pour la qualité de l’eau potable au Canada :
document technique - Le pH (édité par Bureau de la qualité de l’eau et de l’air Direction
générale de la santé environnementale et de la sécurité des consommateurs).
https://www.canada.ca/content/dam/hc-sc/documents/services/publications/healthy-
living/guidelines-canadian-drinking-water-quality-guideline-technical-document-ph-
fra.pdf
Santé Canada. (2020). Recommandations pour la qualité de l’eau potable au Canada :
document technique – Escherichia coli. https://www.canada.ca/fr/sante-
canada/services/publications/vie-saine/recommandations-pour-qualite-eau-potable-
canada-document-technique-escherichia-coli.html
Simard, A. (2004). Portrait global de la qualité de l’eau des principales rivières du Québec.
ministère de l’Environnement du gouvernement du Québec.
www.mddelcc.gouv.qc.ca/eau/bassinversant/global-2004/index.htm.
Smith, D. R., Blackford, M., Younts, S., Moxley, R., Gray, J., Hungerford, L., Milton, T. et
Klopfenstein, T. (2001). Ecological Relationships between the Prevalence of Cattle
Shedding Escherichia coli O157:H7 and Characteristics of the Cattle or Conditions of
the Feedlot Pen †. Journal of Food Protection (vol. 64).
https://jfoodprotection.org/doi/pdf/10.4315/0362-028X-64.12.1899
Smith, D. R., Milton, T., Moxley, R. A., Gray, J., Hungerford, L., Smith, D. R. ;, Milton, T. ;,
Moxley, R. A. ;, Gray, J. ;, Hungerford, L. ;, Bailey, D. ;, Scott, T. ; et Klopfenstein, T.
J. (2000). Cleaning Coliform Bacteria from Feedlot Water Tanks (vol. 392).
http://digitalcommons.unl.edu/animalscinbcrhttp://digitalcommons.unl.edu/animalscin
bcr/392
Société d’aménagement et de mise en valeur du bassin de la Batiscan (SAMBBA). (2015).
Plan directeur de l’eau : Portrait du bassin versant de la rivière Batiscan.
http://sambba.qc.ca/wp-
content/uploads/2015/06/SAMBBA_BATISCAN_PDEfinal.pdf
Songer, J. G. et Post, K. W. (2005). The Genera Escherichia and Shigella. Dans Veterinary
Microbiology (p. 113‑120). Elsevier Saunders.
Sullivan, T. J., Moore, J. A., Thomas, D. R., Mallery, E., Snyder, K. U., Wustenberg, M.,
Wustenberg, J., Mackey, S. D. et Moore, D. L. (2007). Efficacy of vegetated buffers in
preventing transport of fecal coliform bacteria from pasturelands. Environmental
80
Management, 40(6), 958‑965. 10.1007/s00267-007-9012-3
Tassoula, E. A. (1997). Growth possibilities of E.Coli in natural waters. International
Journal of Environmental Studies, 52, 67‑73. 10.1080/00207239708711096
Van Dankersgoed, J., Berg, J., Potter, A., Hancock, D., Besser, T., Rice, D., LeJeune, J. et
Klashinsky, S. (2001). Environmental sources and transmission of Escherichia coli
O157 in feedlot cattle. Canadian Veterinary Journal, 42(9), 714‑720.
Wagner, K. L., Redmon, L. A., Gentry, T. J. et Harmel, R. D. (2012). Assessment of cattle
grazing effects on E. coli runoff. Transactions of the ASABE, 55(6), 2111‑2122.
https://elibrary-asabe-
org.acces.bibl.ulaval.ca/pdfviewer.asp?param1=s:/8y9u8/q8qu/tq9q/5tv/J/9IGHI/LL/
M/imPLML.5tv¶m2=H/J/IGIH¶m3=HJI.IGJ.IIN.MH¶m4=42503
Wang, G. et Doyle, M. P. (1998). Survival of enterohemmorhagic Escherichia coli O157:H7
in water. Journal of Food Protection, 61(6), 662‑667. 10.4315/0362-028X-61.6.662
Watkins, W. D., Rippey, S. R., Clavet, C. R., Kelley-Reitz, D. J. et Burkhardt III, W. (1988).
Novel compound for identifying Escherichia coli. Applied and Environmental
Microbiology, 54(7), 1874‑1875. 10.1128/aem.54.7.1874-1875.1988
Weeth, H. J. et Capps, D. L. (1972). Tolerance of Growing Cattle for Sulfate-Water. Journal
of Animal Science, 34(2), 256‑260. 10.2527/jas1972.342256x
Whitman, R. L., Przybyla-Kelly, K., Shively, D. A., Nevers, M. B. et Byappanahalli, M. N.
(2008). Sunlight, season, snowmelt, storm, and source affect E. coli populations in an
artificially ponded stream. Science of the Total Environment, 390(2‑3), 448‑455.
10.1016/j.scitotenv.2007.10.014
Wilks, D. L., Coppock, C. E., Lanham, J. K., Brooks, K. N., Baker, C. C., Bryson, W. L.,
Elmore, R. G. et Stermer, R. A. (1990). Responses of Lactating Holstein Cows to
Chilled Drinking Water in High Ambient Temperatures. Journal of Dairy Science,
73(4), 1091‑1099. 10.3168/jds.S0022-0302(90)78768-1
Willms, W. D., Kenzie, O. R., McAllister, T. A., Colwell, D., Veira, D., Wilmshurst, J. F.,
Entz, T. et Olson, M. E. (2002). Effects of water quality on cattle performance. Journal
of Range Management, 55(5). 10.2458/azu_jrm_v55i5_willms
Wright, T. (2012). Water Quality for Dairy Cattle. Ontario Ministry of Agriculture, Food
and Rural Affairs (OMAFRA).
http://www.omafra.gov.on.ca/english/livestock/dairy/facts/03-085.htm
81
Annexe 1. Calendrier des visites
Projet sur l’eau d’abreuvement des élevages vache-veau
Calendrier 2019
Juillet 2019 Août 2019 Septembre 2019 Octobre 2019 Novembre 2019 Décembre 2019
L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D
1 2 3 4 5 6 7 1 2 3 4 1 1 2 3 4 5 6 1 2 3 1 8 9 10 11 12 13 14 5 6 7 8 9 10 11 2 3 4 5 6 7 8 7 8 9 10 11 12 13 4 5 6 7 8 9 10 2 3 4 5 6 7 8
15 16 17 18 19 20 21 12 13 14 15 16 17 18 9 10 11 12 13 14 15 14 15 16 17 18 19 20 11 12 13 14 15 16 17 9 10 11 12 13 14 15 22 23 24 25 26 27 28 19 20 21 22 23 24 25 16 17 18 19 20 21 22 21 22 23 24 25 26 27 18 19 20 21 22 23 24 16 17 18 19 20 21 22 29 30 31 26 27 28 29 30 31 23 24 25 26 27 28 29 28 29 30 31 25 26 27 28 29 30 23 24 25 26 27 28 29
30 30 31
Calendrier 2020
Janvier 2020 Février 2020 Mars 2020 Avril 2020 Mai 2020 Juin 2020
L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D L M M J V S D
1 2 3 4 5 1 2 1 1 2 3 4 5 1 2 3 1 2 3 4 5 6 7
6 7 8 9 10 11 12 3 4 5 6 7 8 9 2 3 4 5 6 7 8 6 7 8 9 10 11 12 4 5 6 7 8 9 10 2 9 10 11 12 13 14 13 14 15 16 17 18 19 10 11 12 13 14 15 16 9 10 11 12 13 14 15 13 14 15 16 17 18 19 11 12 13 14 15 16 17 9 16 17 18 19 20 21 20 21 22 23 24 25 26 17 18 19 20 21 22 23 16 17 18 19 20 21 22 20 21 22 23 24 25 26 18 19 20 21 22 23 24 16 23 24 25 26 27 28 27 28 29 30 31 24 25 26 27 28 29 23 24 25 26 27 28 29 27 28 29 30 25 26 27 28 29 30 31 29 30 30 31
Juillet 2020 *si nécessaire
L M M J V S D
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31
Merci beaucoup de votre participation au
projet !
Marianne Chayer
Étudiante à la maîtrise en science animale
Université Laval
Cell : (819)690-1604
Adresse courriel : [email protected]
Charlevoix
Chaudière-Appalache / Beauce
Capitale-Nationale / Mauricie
82
Annexe 2. Questionnaires aux producteurs
Visite de ferme vache-veau
Nom du
producteur:
Numéro de
téléphone:
Nom de la ferme : Adresse :
1. Performances zootechniques
1) Quelle est la taille du troupeau : .
2) Est-ce qu’il y a des problèmes de santé dans l’élevage :
a) Présence de diarrhée chez les veaux?
b) Traitement pour la diarrhée?
c) Mortalité à la suite de diarrhée?
d) Présence de pneumonies chez les veaux?
e) Traitement pour la pneumonie?
f) Mortalités à la suite de la pneumonie?
Commentaires :
3) Quel est le nombre de veaux nés et sevrés par vache sur l’entreprise : .
4) Quel est l’âge moyen au premier vêlage : .
5) Quels sont les intervalles de vêlage en jours : .
6) Quel est le poids des veaux à la naissance, au sevrage et à la vente ( si disponible, les
joindre en annexe)
7) L’hiver, les animaux sont en enclos d’hivernage ou à l’étable (en stabulation libre ou
entravée )
8) Quelle est la fréquence de rotation de vos pâturages (Exemple au 4 jours):
83
1. Propriété des sources d’eau
1) Type de source d’eau
Aqueduc Puits (Artésien ou surface) Eau de surface (Rivière,
ruisseau, lacs ou étang)
2) Avez-vous déjà fait des analyses de l’eau ? si oui, à quelles fréquences et sont-elles
disponibles ? (si disponible, les joindre en annexe) : .
3) Traitez-vous de quelconque façon l’eau donnée aux animaux ? Si oui quel est le
traitement utilisé ? (ex. : Chloration) : .
4) Utilisez-vous des bassins, des buvettes ou les deux : .
5)
6) Quelle est la fréquence de nettoyage des bassins : .
7) Quelle est la méthode de nettoyage des bassins : .
8) Utilisez-vous un désinfectant lors du nettoyage des bassins
(si oui lequel): .
9) Quelle est la distance entre le bassin d’abreuvement et les mangeoires ou distance la plus
longue entre le pâturage et le bassin : .
10) De quels matériaux des est composé les bassins (métal, plastique, béton) :
11) Quels sont les dimensions et le volume d’eau des bassins (si disponible) :
84
Annexe 3. Qualité des échantillons
![L'eau, ça ne coule pas de source...[Journée du SEL 1996]](https://img.pdfslide.fr/doc/110x75/55be2570bb61ebd31f8b46e8/leau-ca-ne-coule-pas-de-sourcejournee-du-sel-1996.jpg)
