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Année
Universitaire
Numéro d'ordre
MEMOIRE
Pour l'obtention de l'UE de stage de Master 2 en Sciences et
Technologies des Aliments de l'Université Nan gui Abrngoua
Optjon : management de la qualité et de la sécurité des aliments
Présenté par
KOUADJO DONGO CESAR
Soutenu publiquement
~{--:10}~
CONSERVATION DES RACINES ET
TUBERCULES A L'AIDE DE BIOPESTICIDES :
CAS DE L'IGNAME (Dioscorea SSP)
Encadreur CNRA :
Dr. Louis BAN-KOFFI (Directeur de recherche, CNRA)
Directeur de mémoire :
Dr. BORAUD ALLOUE MIREILLE (Maître de conférences, UNA)
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016
DEDICACE
A
Mon père KOUADIO KANGA
Qui a toujours cru et qui continue de croire en moi,
Maman Youyou rose,
Toute ma famille,
Ma défunte mère.
Kouadio dongo césar - Mastcr 2/Managcmcnt de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016
REMERCIEMENTS
Au terme de ce travail, il me tient à cœur de remercier tous ceux qui y ont contribué de près
ou de loin.
J'exprime toute ma reconnaissance au Professeur BOHOUA Louis Guichard. Doven de
l'Unité de Formation et de Recherche des Sciences el Technologies des Aliments (UFR-STA)
de l'Université Nangui Abrogoua pour nous avoir acceptés dans son Unité de Formation et de
Recherche.
Je témoigne toute ma reconnaissance et mes sincères remerciements à Madame BORAUD
ALLOUE Mireille, Maître de conférences à l'UFR-STA pour la confiance qu'elJe a placée en
moi en acceptant de diriger ce travail.
Je remercie très sincèrement le Docteur Louis BAN-KOFFI pour m'avoir accepté dans son
laboratoire de microbiologie du CNRA ainsi que monsieur Moussa OUA TI ARA pour
m'avoir guidé durant mes manipulations et de leur parfaite collaboration durant ce stage.
n m'est agréable de remercier le Professeur DJE Koffi Marcellin. Directeur du Laboratoire de
Biotechnologie et de Microbiologie des Aliments.
Mes remerciements vont également à l'endroit de tous les enseignants de l'UFR-STA en
particulier ceux de la filière management de la qualité et de la sécurité des aliments pour la
solide formation qu'ils nous ont donnée et aussi pour les précieux conseils.
Je remercie tous ceux qui m'ont aidé, m'ont conseillé, m'ont ouvert leurs portes avec un
sourire en particulier M. Ouedraogo Daouda, et au doctorant Koffi Yao Fulgence.
Enfin. j'adresse mes sincères remerciements à tous mes amis particulièrement ceux de Mas ter
2 de la filière Management de la qualité et de la sécurité des aliments pour la parfaite et
cordiale entente et à tous ceux qui ont participé à l'élaboration de ce travail.
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des alioicnts/2015-2016 ii
RESUME
La conservation post-récolte des ignames est une étape cruciale, souvent difficile, pour
les producteurs. Pour pallier ce problème, l'utilisation de micro-organismes non pathogènes
pourrait être une des solutions à ce problème. C'est dans ce contexte que Bacillus subtilis
GA 1, Pseudomonas fluorescens Fl 9 (PFl 9) et Pseudomonas CI (PCD ont été utilisés comme
biopesticides dans l'inhibition des germes d'altération des ignames en vue de l'amélioration
de leur durée de conservation. Cinq (5) ignames altérées et 5 autres saines ont servi à isoler la
flore d'altération associée aux ignames. Les propriétés inhibitrices de Bacillus subtilis GA1,
Pseudomonas jluorescens FI 9 et Pseudomonas CI ont été mises en évidence par des
confrontations directes in vivo. Les identifications phénotypiques ont permis d'isoler les
champignons tels que Aspergillus sp., Candida sp. et Rhizopus sp. aussi bien sur les ignames
altérées que les ignames saines. Tous les champignons isolés ont provoqué une altération des
ignames saines. Cependant, l'activité biologique in vivo des différents biopesticides a montré
une forte inhibition de la croissance des champignons vecteurs d'altération de l'igname. B.
subtilis GA 1. Pseudomonas fluorescens Fl 9 et Pseudomonas Cl possèdent des propriétés
antifongiques et pourraient par conséquent être utilisés pour la conservation des ignames en
Côte d'Ivoire.
Mots clés Altération fongique, Igname, Bacillus subtilis GA 1, Pseudomonas fluorescens
Fl9. Pseudomonas CI.
Kouadio dongo césar - Master 2/Managemeot de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 iii
LISTE DES SIGLES ET DES ABREVIATIONS
CDL
CNRA
CWBI
FAO
G
Kj
Mg
N,P, K
PCI
PDA
PF19
PGPR
PHZ
PRN
: Chloramphénicol
: Centre national de recherche agronomique
: Centre Wallon de Biologie Industrielle
: Food and Agriculture Organization
Gramme
: KilojouJe
: Milligramme
: azote, phosphore, potassium
: Pseudomonas côte d'ivoire
: Potato dextrose agar
: Pseudomonasfluorescens 19
: Plant Growth Propomoting Rbyzobacteria
: Phenazines
: Pirrolnitrine
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/20l5-2016 iv
LISTE DES FIGURES ET DES TABLEAUX
Liste des figures
Figure l : Différentes variétés d'igname . . . . .. . .. . .. .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . . .. .. . . .. .. . .. 7
Figure 2 : Igname altérée... . . . . .. .. . . . . .. . .. . .. . . .. .. . . . . . . . . . . . . . .. . .. . . . . .. . . .. . . . .. . .. . . . . .. . .. . . . . . . . ... 23
Figure 3 : Igname saine... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
Figure 4 : Rhizopus sp....... .. . . . . .. ... . . . .. . .. . .. . .. . .. . .. . ... ... .. . . .. .. . .. . .. . .. . .. . . . . . .. .. . ... ... .. . ... 28
Figure 5 : Aspergillus sp... . . . . .. .. . . .. . . . . . . .. . . . . .. . .. . .. . .. . .. . .. . . .. .. . .. . . .. .. . . . . .. . . .. .. . . . . .. . . . . .. . 28
Figure 6: Candida sp... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 28
Figure 7: Igname saine avant inoculation avec Rhizopus sp... ... ... ... ... ... ... .. . ... ... ... ... ... ... 29
Figure 8: Igname altérée après inoculation avecRhizopus sp... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 29
Figure 9 : Igname saine avant inoculation avec Aspergillus sp...... ... . .. . . . . .. ... . . . .. . . .. .. . .. . .. . . 29
Figure 10 : Igname altérée après inoculation avec Aspergillus sp... .. . ... ... .. . . .. .. . ... . .. .. . ... . .. 29
Figure 11 : Igname saine avant inoculation avec Candida sp... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 30
Figure 12 : Igname altérée après inoculation avec Candida sp... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... . 30
Figure 13: Inhibition in vivo de l'action des germes isolés par Bacillus subttlis.: ... ... ... ... ... . 31
Figure 14: lnhibition in. vivo de l'action des germes isolés parpseudomonasjluorescens FI9... 31
Figure 15 : Inhibition in vivo de l'action des germes isolés par Pseudomonas CI.................. 32
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 V
Liste des tableaux
Tableau 1 : Teneur en éléments nutritifs des racines et tubercules alimentaires de base 4
Tableau 2 : Résumé des données de production mondiale de I 'igname 8
Tableau 3 : Résumé de l'enquête 27
Taleuau 4: Observation mascroscopique et microscopique 28
Tableau 5 : Taux moyens d'inhibition (%) des souches de B. subti/is GAI, Peudomonas CI et
dePseudomonasjluorescens Fl9 contre les champignons isolés 32
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 vi
TABLE DES MATIERES
DEDICACE .
REMERCIEMENT... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... .... 11
RESUME ···························· Ill
LISTE DES SIGLES ET DES ABREVIATIONS .
LISTE DES FIGURES ET DES TABLEAUX................................................... v
TABLE DES MATIERES........................................................................... vu
INTRODUCTION... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . .. 1
REVUE BIBLIOGRPfflQUE... 3
1-Gén éral i tés. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
l -l-Racines et tubercules............................................................................... 3
1-2-Ignrune... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
1-2- l-Botanique et taxonomie......................................................................... 5
1-2-2-Ecologie... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. 6
1-2-3-Composition biochimique et chimique du tubercule......................................... 7
1-2-3-1-Composition biochimique.................................................................... 7
1 -2-3-2-Composition chimique... . . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
1-3-Production mondiale............................................................................... 8
2-Utilisation de l'igname... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . .. 9
Kouadio dongo césar - Maslcr 2/Managcmcnt de la qualité et de la sécurité des alimenls/2015-2016 vii
2-1-Uti]isation thérapeutique... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . .... 9
2-2-Utilisation alimentai.re... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . .. . . . . . . . . . . 9
2-2-1-Produits dérivés de l'igname... . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... . .. . . . . . . .. . . . . . . . . . . . 9
2-2-1-1-Foutou... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... .... ... ... .. 9
2-2-1-2-Bouillie d'igname... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. 10
2-2-1.-3-Foefou... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... .... ... ... .. 10
2-2-1-4-CosseUe d'igname.............................................................................. 10
2-2-1-5-Farine d'igname... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10
3-Causes des pertes post-récollenl......... .. . . . . . . . .. . . . . . .. . . . . . . . .. . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . 11
3-1-Causes... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ..... 11
3-2-Principaux symptômes des maladies post récolte...... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11
3-3-Moyens de lutte...... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... 12
3-3-1-Conservations traditionnelles... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. 12
3-3-2-Conservations traditionnelles améliorées et modernes...... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13
11-Biopesticides... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 14
1-Différentes catégories de biopesticides... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ... 15
1-1-Biopesticides microbiens......................................................................... 15
1-1-1-Bactéries... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 15
1-1-2-Charnpignons... 16
1-2-Biopesticides végétaux............................................................................. 16
Kouadio dongo césar - Master2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 viii
1-3-Biopesticides animaux............................................................................... 17
2-Avantages des biopesticides... ... ... . . . ... ... ... ... ... ... .. . .. . ... . .. ... . .. . .. ... ... . . . ... ... . .. . . . 17
ID-Utilisation des agents de contrôle biologique................................................... 18
I-Modes d'action des agents antagonites... ... . .. ... ... ... . . . ... ... . . . ... ... ... .. . ... ... .. . ... ... ... 18
1-1-Antibiose... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... .. 19
1-2-Mycoparitisme... . . . .. . . . . . . . . . . . .. . . . . . . .. . .. . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . 19
1-3-lnduction de résistance... . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. 19
N -Genres Pseudomonas... . . . .. . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . 20
I-Caractéristiques du genre Pseudamonas.i. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. .. .. .. 20
2-DisLribution écologique.............................................................................. 20
3-Quelques métabolites produits par les rhizobactéries du genre Pseudomonas............ ... 20
3-1-(DAPG)-2,4-Diacétyl ephJoroglucinol... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . .. . .. . . . . . . . . . . . .. 20
3-2-Phénazines... ... ... ... ... ... ... .. . ... ... ... ... ... ... ... ... . .. ... ... ... ... ... .. . ... ... . .. ... ... ... .. . 21
3-3-Pyrrolnitrine...... .. . .. . . . . . .. .. . . .. .. . .. . .. . . .. . . . .. . . .. . . . . .. . . . .. . .. . . . . . .. 21
V-Généralités sur Bacillus suhtilis... . .. 21
I-Bacillus subtilis et son environnement...... . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
MAIBRIEL ET METHODES........................................................................ 23
]-Matériel................................................................................................ 23
1-1-Matériel biologique...... . . . . .. . .. .. . . . . ... . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . .. . . . . .. . . . . .. . .. . . . . . . . .. . . .. . . . ... 23
2-Métbodes... .. . .. . .. . 23
Kouadio dongo césar - Master2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 ix
2-1-Enquête... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... 23
2-1-1-Réalisation de l'enquête........................................................................ 23
2-2-Taille de l'échantillon............................................................................. 24
2-3-lsolement et identification phénotypique des microorganismes... .. . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . .. 24
2-3-1-Prélèvement de l'échantillon.................................................................. 24
2-3-2-'lsolement des levures et moisissures.......................................................... 24
2-3-3-Jdentification des levures et moisissures..................................................... 24
2-3-3-1-Etude macroscopique des levures et moisissures.......................................... 24
2-3-3-2-Etude microscopique des levures et moisissures.......................................... 25
2-3-4-Test de pathogénicité du champignon isolé.................................................... 25
2-3-5-Test d'antagonisme... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . .. . .. . .. . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . ... 25
2-3-5-1-Test d'antagonisme fongique in vivo...................................................... 25
RESULTATS ET DISCUSSION..................................................................... 27
!-Résultats............................................................................................... 27
I-l-Résultars des enquêtes............................................................................... 27
1-2-Champignons isolés... . . . . . . . .. . . . .. . . . . . . . .. . .. . . .. . .. .. . . .. . . . .. . .. . .. . .. . .. . . . . .. . . . . .. . 27
1-3-Aspect macroscopique et microscopique des champignons isolés... .. . .. . . .. . . . . .. . . . . . . 28
1-4-Efficacité in vivo de Bisubtilts, P jluorescens F 19 et de Pseudomonas CI vis-à-vis des 30 gennes isolés .
2-Discussion...... . . . . .. .. . . .. . .. .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. .. . . . . . .. .. . .. . .. . .. . ... 33
Kouadio dongo césar - Master 2/Managemenl de la qualité et de la sécurité des alirnents/2015-2016 X
1
CONCLUSION ET PESPECTIVES.... .. .. . . . . . .. .. . . . . .. . . .. .. . .. . .. . .. . .. . .. . .. . 36
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES............................................................ 37
ANNEXE................................................................................................ 48
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 xi
INTRODUCTION
L'igname (Dioscorea spp.) est une plante alimentaire de première importance dans de
nombreux pays tropicaux, qu'ils soient situés en Asie, en Amérique du Sud, en Afrique ou
plus particulièrement en Afrique de l'Ouest. Le tubercule d'igname est riche en amidon, et
assure un approvisionnement de base en énergie (Babaleye, 2003). Cette fonction nutritive ne
peut être remplie que si sa disponibilité est garantie par une conservation adaptée pour une
longue période (Coursey et Booth, 1977; Lancaster et Coursey, 1984; Asiedu, 1986). Le
cycle végétatif de l'igname ne permet en principe qu'une seule mise en culture par année et
les variétés précoces peuvent être consommées environ quatre mois avant les tardives
(Babaleye, 2003 ).
En Côte d'Ivoire, la production d'igname se partage entre l'espèce Disocorea alata (60%)
qui représente la quasi-totalité de la consommation familiale et Disocorea cayenensis (40%)
plutôt destinée à la commercialisation (Anonyme, 1991). La production annuelle d'igname
dépasse les 200 kg par habitant, ce qui la place au premier rang des cultures vivrières du pays.
Dans ces conditions, les pertes post récolte constituent un sérieux manque à gagner pour
l'agriculture ivoirienne.
La durée minimale de conservation, afin d'assurer une couverture annuelle des besoins est
de huit mois. D'autre part, il est connu que l'igname, de même que d'autres racines et
tubercuJes comme le manioc et le taro, subit des pertes post-récoltes élevées qui fluctuent
entre 25% et 60% (Asiedu, 1986; Booth et Coursey, 1977; Coursey et Lancaster, 1984).
Les pertes post-récoltes sont généralement dues aux insectes, aux nématodes, aux rongeurs
aux pertes d'eau par évaporation et au,'( microorganismes (Coursey, 1967; lkotun, 1986). Les
pourritures dues aux champignons occasionnent les plus grosses pertes de stockage (Jeger et
Otusanya, 1996). En Côte d'Ivoire, ce sont surtout Jes variétés du complexe Dioscorea
cayenensis-rotundata, qui sont à haut risque pour les pourritures (Girardin, 1996;
Tscbanneo, 2003). Les champignons du genre Penicilliwn sont selon Noon (1978), Ricci et
al. (1979) et Foua-Bi et a/.(1979), les agents pathogènes qui globalement causent les dégâts
les plus importants. Pour lutter contre les champignons des tubercules d'igname, différents
Kouodio dongo césar - Moster 2/Managemeat de la qualité et de la sécurité des a.liments/2015-2016 1
types de traitements sont utilisés. JI s'agit entre autre de fongicides tels que le Bénorrrvl el le
Captan (Ogundana, 1981) ainsi que le Thiabendazole (Foua-Bi et al, 1979) qui ont prouvé
leur efficacité. Cependant, la lutte chimique présente de nombreux inconvénients tels que le
coût élevé. la persistance des résidus sur les tubercules traités, l'apparition de souches
résistantes aux fongicides utilisés et l'impact négatif des traitements chimiques sur Ja santé et
sur l'environnement (Ogundana, 1981).
Au vu de ce qui précède, Ces dernières années, une attention particulière est accordée aux
méthodes de lutte non chimique. La lutte biologique utilisant des microorganismes non
pathogènes dans la lutte contre les pathologies post récoltes est une alternative prometteuse
(Welter et al, 2002). Ces microorganismes sont capables d'inhiber la croissance de ces
pathogènes (Jung et Kim, 2005). U s'agit entre autre de levures telles que Candida oleophila
(Lima et al, 1997) et des bactéries telles que Pseudomonas syringae (Northover et Zhou,
2002). Les agents de contrôle biologique (ou agent de biocontrôle) exercent une activité
antagoniste vis-à-vis des microorganismes phytopathogènes. Cette activité antagoniste peut
sexprimer à travers un ou plusieurs mécanismes d'action dont les plus couramment cités sont
la compétition pour l'espace et pour les éléments nutritifs, le mycoparasitisme (la production
d'enzymes lytiques), l'antibiose el l'induction de résistance chez la plante hôte (Zhao et al.,
2008).
Cette étude s'inscrit dans le cadre de la lutte biologique contre les microorganismes responsables des altérations post-récoltes.
Ainsi, l'objectif de ce travail est d'utiliser un ensemble de biopesticides (Pseudomonas
fluorescens Fl9, Bacillus subtilis GAI, Pseudomonas CI) en vue de palier aux problèmes
d'altérations microbiennes de l'igname.
Spécifiquement ce travail consistera à:
- isoler et identifier phénotypiquement les microorganismes responsables de l'altération de
J'igname au cours de son stockage:
-réaliser des tests de pathogénicité à partir des germes isolés;
-réaliser des tests de contrôle biologique à partir de Pseudomonas fluorescens F19, Bacillus
subtilis GAL Pseudomonas CI vis à vis des germes isolés.
Kouadio dongo césar- Master 2/Managemenl de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 2
REVUE BIBLIOGRAPIDQUE
1. Généralités
1.1. Racines et tubercules
Les racines et les tubercules, parmi lesquelles :figurent le manioc, la patate douce, la
pomme de terre et l'igname, représentent les principales cultures alimentaires destinées à la
consommation humaine en Afrique (Nteranya et Adiel, 2015). Elles sont cultivées dans des
environnements agro-écologiques et selon des systèmes de production variés, qui vont des
zones de haute altitude densément peuplées à des zones de plaine plus sèches, sujettes au"
sécheresses ou aux inondations. Ces quatre cultures représentent environ 95% de la
production totale de racines et de tubercules en Afrique et produisent plus de 240 millions de
tonnes par an pour une superficie de 23 millions d'hectares (Nteranya et Adiel, 2015).
La valeur agrégée de l'igname, du manioc, de la pomme de terre et de la patate douce
dépasse celle de toutes les autres cultures vivrières africaines, et est largement supérieure à la
aleur totale des cultures céréalières. Nutritionnellement, l'igname est une source essentielle
d'hydrates de carbone pour les consommateurs, en particulier dans les régions tropicales et
subtropicales (Coursey ,1967) Tel que présenté dans le tableau 1.
Il existe de nombreuses raisons impérieuses d'encourager la culture de ces racines et
tubercules aux fins d'une production alimentaire durable en Afrique. Ce sont des aliments de
base polyvalents permettant d'assurer la sécurité alimentaire de millions de personnes et de
produire de plus grandes quantités de nourriture par unité de surface de terres agricoles.
Kouadio dongo césar - Master 2/Maoagement de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 3
Tableau 1: Teneur en éléments nutritifs des racines et tubercules alimentaires de base
Composants (par portion de 1 OOg) Igname Patate douce Manioc
Eau (g) 70 79 60
Energie (kJ) 494 322 670
Protéine (g) 1.5 2 1.4
Hvdrates de carbone (g) 28 17 38
Fibre (g) 4.1 2.2 1.8
Sucre (g) 0.5 0.78 1.7
Calcium (mg) 17 12 L6
Magnésium (mg) 21 23 21
Phosphore (mg) 55 57 27
Potassium (mg) 816 421 271
Sodium (mg) 9 6 14
Zinc (mg) 0,24 0,29 0.34
Vitamine C (mg) 17, 1 19,7 20,6
Vitamine 86 (mg) 0,29 0,3 0,09
Source: librairie nationale de l'agriculture (2014).
1.2. Igname
L'igname (Dioscorea spp.) joue un rôle très important dans la sécurité alimentaire et les
systèmes de subsistance pour au moins 60 millions de personnes en Afrique de l'Ouest
(Nteranya et Adiel, 2015). Environ 57 millions de tonnes d'ignames (soit environ 93% de la
production mondiale) sont produites annuellement sur 4,7 millions d'hectares dans cette sous
région, principalement dans cinq pays, à savoir le Bénin, la Côte d'Ivoire, le Ghana, le
Nigeria et le Togo. L'igname est la plus importante source de calories en Côte d'Ivoire et
compte parmi les trois premiers contributeurs au Bénin et au Ghana (Nteranya et Adiel,
2015). Cette culture apporte également une contribution substantielle en termes de protéines
Kouadio dongo césar - Mastcr 2/Managcmcnt de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 4
dans l'alimentation, en se classanl à la troisième place des sources d'approvisionnement en
protéines, c'est-à-dire bien avant le manioc, pourtant plus largement cultivé, et même avant
les sources de protéines animales (Nter·anya et Adiel, 2015). L'igname a donc une
signification qui va bien au-delà de celle d'autres cultures de la région. Alors que la
productivité, et même la production totale, stagnent, voire diminuent dans certaines régions, la
quantité des récoltes et des terres boisées consacrées à cette culture est encore en croissance
rapide. Au niveau régional, l'igname représente dans tous les pays concernés un bien
économique de premier ordre. À mesure que les revenus augmentent, les consommateurs
passent du manioc à l'igname (Nteranya et Adiel, 2015). Ce fait est partiellement lié aux
valeurs culturelles et aux préférences des consommateurs de ces régions. La production
d'igname se heurte à de nombreuses contraintes, dont les plus importantes sont la rareté des
semences de haute qualité de variétés locales populaires ou améliorées d'igname. les niveaux
élevés de pertes post-récoltes (près de 40%), (Nteranya et Adiel, 2015)
1.2.l. Botanique et taxonomie
L'igname est une plante annuelle dont le cycle végétatif est lié au cvcle saisonnier.
Elle se reproduit essentiellement par clonage et présente un système végétatif en trois points :
l'appareil racinaire, l'appareil caulinaire aérien et le tubercule (Savary, 1992). Le tubercule
est vivace. pluriannuel et peut prendre des proportions considérables (Coursey, 1967 ;
Degras, 1986). Le nombre des espèces de Dioscorea est estimé à plus de 600. Il est difficile
d'affirmer s'il s'agit simplement d'une espèce ou d'espèces variétales, c'est-à-dire cultivar.
Les mêmes espèces portent des noms différents selon leur origine. Par exemple. les
synonymes de Dioscorea alata sont Dioscorea atropurpurea. Dioscorea purpurea et
Dioscorea saliva.
La classification de l'igname se fait selon le schéma systématique suivant (Kati et al., 2004):
Règne
Superdivision
Division
Classe
Sous-classe
Ordre
Famille
Genre
Végétal
Spermatophytes
Magnoliophytes
Monocotylédones
Liliadae
Liliales/ Dioscoréales
Dioscoreacea
Dioscorea
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Les variétés d'igname diITèrent entre elles par la section et l'aspect extérieur des tiges, par la
forme des feuilles et leur position sur la tige, par la couleur brune, rouge, jaune, rosée, grise
ou noire des tubercules. En Afrique occidentale, les espèces courantes sont Dioscorea alata
Dioscorea esculenta, Dioscorea cayennensis-rotundata et Dioscorea dumetorum (Sabaté et
al., 2003).
1.2.2. Ecologie
La culture de l'igname nécessite un sol peu argileux (20 à 30 % d'argile au maximum)
associé à des particules sableuses qui sont nécessaires au développement du tubercule en
profondeur (afin d'éviter sa déformation). Ce sol, profond, bien drainé et relativement léger
(Martin, 1976; Kay, 1973) doit posséder une fertilité supérieure à celles généralement
requises par les autres plantes à racines et tubercules (Onwueme, 1978). L'igname est
normalement tolérante vis-à-vis du pH du sol (Martin, 1976). Abruna et al. (1983) ont
montré que certains cultivars de D. alata pouvaient être extrêmement sensibles à de faibles
ariations de pH. La plantation des semences se fait manuellement à une profondeur de 10 à
15 cm, chacune espacée de 30 à 35 cm. L'arrosage est effectué 30 min après la plantation
pour tasser les billons (FAO, 1990). L'apport d'eau au cours de la culture est de 900 mm. Cet
apport est nécessaire au cours de la germination et de la tubérisation. Un excès d'eau en fin de
tubérisation peut entraîner un ralentissement du développement voir la mort de la plante. La
culture d'igname est sensible au vent Il y a une nécessité de tuteurage jusqu'à J m20 de haut.
L'igname demande à être cultivée au soleil. En dessous de l 3°C, des problèmes de croissance
peuvent apparaître. La culture a besoin d'éléments minéraux (N, P, K) qui lui sont apportés
par des fertilisants. La réalisation d'un paiJJage permet de garder J 'humidité. de limiter le
développement des mauvaises herbes et d'empêcher que les feuilles ne sèchent au contact du
soleil (Hladik et al., 1984).
L'igname ne supporte pas des températures inférieures à 20°C. Elle exige pour son
développement des températures comprises entre 25°C et 30°C (Kay, 1973). L'igname est
relativement résistante à la sécheresse. Cependant, celle-ci est capable de réduire son
rendement lorsqu'elle se produit pendant la phase de développement maximal (Kay,
1973;0nwueme, 1978).
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Dioscorea alata Dioscorea esculenta Dioscorea cayenensis-rotoundata
Figure 1 : quelques variétés d'igname
1.2.3 Composition biochimique et chimique du tubercule
1.2.3.1. Composition biochimique
La teneur en protéine du tubercule d'igname varie de l % à 13 % (Kouassi, 1985·
Degras, 1986). Cette fluctuation est liée au matériel végétal, aux conditions
environnementales, à la durée de conservation et aux techniques culinaires. En outre. la teneur
en lipide du tubercule d'igname est très faible, environ 0,25 % de la matière sèche {Trèche et
Guion, 1979). La fraction lipidique est composée à plus de 50% des acides linoléique et
linolénique (Trêche, 1989). Bien que présente en faible quantité, la fraction lipictique possède
des fonctions physiologiques importantes pour la plante (Osagie et Opute, 1981 a, b).
Des sucres issus de la dégradation de l'amidon sont aussi retrouvés dans le tubercule
d'igname. Ce sont surtout le saccharose et le fructose. Leur concentration est généralement
inférieure à 1 %, sauf chez Dioscorea esculenra où elle atteint parfois 5 %, ce qui donne un
goût sucré à certaines variétés (Dumont et Marti, 1997).
Le tubercule d'igname à chair jaune est riche en caroténoïdes (carotènes et
xanthophylles). Martin et Ruberte (1975) ont trouvé des teneurs en caroténoïdes de 0,4 à 1.44 mg pour 100 g de partie comestible dans le tubercule d'igname jaune. Le tubercuJe
d'igname est généralement pauvre en riboflavine (0,03 mg/100 g de partie comestible) mais
contient des quantités appréciables de niacine (4 mg/100 g). TI contribue pour une grande part
à la couverture des besoins en thiamine (0,1 mg/100 g). La teneur moyenne en acide
ascorbique est de l O mg/100 g et celle de la pyridoxine est de 20,2 mg/100 g de matière sèche
(Le Berre et al., 1969)
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1.2.3.2 Composition chimique
Le tubercuJe d'igname est une source non négligeable de sels minéraux. La teneur en
cendres est d'environ 1 % du poids frais (Dumont et Marti, 1997). Les espèces les plus
riches en minéraux sont le D. dumetorumei le D. schimperiana. Elles peuvent couvrir selon
Treche et Agbor (1986), 28% des besoins journaliers en calcium et 37% des besoins en
phosphore pour 500 g de partie comestible. Le Berre et al. (1969) ont montré que le
tubercule d'igname est relativement riche en calcium (130 mg/100 g de matière sèche) et en
phosphore (160 mg/100 g de matière sèche). La teneur en fibre alimentaire est assez faibJe
dans le tubercule d'igname frais, mais elle augmente considérablement au cours de la
conservation, en particulier chez l'igname D. dumetorum où elle est responsable du
phénomène de durcissement précoce dû à l'oxydation de ces fibres. C'est pourquoi l'igname
D. dumetorum est souvent vendue sous forme cuite sur les marchés (Bell, 2000).
1.3. Production mondiale
L'igname constitue le féculent dominant en Afrique sub-saharienne où la sécurité
alimentai.re pour une popuJation croissante est une question cruciale. Les cinq pays Ouest
africains énumérés dans le tableau 1 sont situés dans la traditionnelle " Zone igname" et a
représenté 93% de la production totale d'igname du monde en 2008 (FAO, 2010)
Tableau 1: Résumé des données de production mondiale de l'igname.
Espace cultivé Rendement Production Pourcentage
Emplacement (xtOOO ha) (t/ba) (X1000 t) mondial(%)
Monde 4.928 10.5 51.778 100,0
Afrique 4.718 10,6 49.833 96,3
Afrique de l'Ouest 4.443 10.8 48.101 93.0
Nigeria 3.045 11,5 35.017 67,7
ote d'ivoire 820 8,5 6.933 13,4
Ghana 299 11,9 3.550 6.9
Benin 205 8.8 1.803 3,5
Togo 63 10,2 638 L2
Source: FAO 2010
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2. Utilisation de l'igname
2.1. Utilisation thérapeutique
ertaines espèces d'igname sont exploitées à des fins économiques incluant la
médecine où elles fournissent les deux tiers de la production mondiale d'hormones sexuelles
et de corticostéroïdes (BeU, 2000). Ces espèces sont utilisées par de nombreuses
pharmacopées pour traiter une grande diversité d'affection comprenant les troubles de la
sexualité, les problèmes liés à la reproduction, les troubles climatériques consécutives à la
ménopause, le diabète et les infections microbiennes (Kati-coulibaly et al., 2004). Depuis les
années quarante (40), certaines variétés d'ignames riches en diosgénine (Sapogénine)
constituent la principale source végétale pour la production industrielle de stéroïdes sexuels
(progestérone et oestradiol) et de corticoïdes. Parmi celles-ci, se trouvent les espèces
Dioscorea dumetorum, Dioscorea esculenta, Dioscorea cayenensis, Dioscorea alata et
Dioscorea bulbifera. La méthode basée sur une hémi-synthèse est inspirée du procédé de
MARKER Russel. Les produits dérivés issus de l'igname ont donc largement contribué au
développement de la contraception et par conséquent, au programme de contrôle des
naissances (Kati-Coulibaly et al, 2004). L'industrie pharmaceutique les utilise aussi pour
fabriquer des anti-inflammatoires, des stimulants métaboliques et les antidépresseurs (Asiedu,
1991). En Côte d'Ivoire, il a été découvert une activité antifongique remarquable chez
l'espèce Dioscorea minutiflora (Kati-Coulibaly et al., 2004).
2.2. Utilisation alimentaire
2.2.1 Produits dérivés de l'igname
Les procédés culinaires traditionnels sont ïe foutou, la bouillie d'igname, l'igname braisée
et le foufou.
2.2.1.1 Foutou
Les tubercules d'ignames sont épluchés, découpés en petits morceaux puis lavés à
l'eau. Ils sont cuits à l'eau bouillante jusqu'à leur ramollissement et pilés à chaud ou à froid
dans un mortier en bois. Au cours du pillage, de l'eau est utilisée pour le malaxage. Il peut
durer de 15 à 60 min en fonction de la texture (plus ou moins lisse) souhaitée de la pâte. Des
boulettes sont roulées manuellement à partir de cette pâte et servies avec des sauces. Ces pâtes d'ignames sont appelés Foutou (Mosso et al., 1996).
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2.2.1.2 Bouillie d'igname
Les tubercules d'igname sont épluchés, découpés en petits morceaux puis lavés à leau,
Ils sont cuits à l'eau bouillante salée el consommés tels quels ou en salade. en mélange avec
des légumes et assaisonnés d'huile ou de sauce (Osagie, 1992; Gbedolo, 1983).
2.2.l.3. Foufou
Les tubercules d'ignames sont épluchés, découpés en petits morceaux puis lavés à
l'eau. Us sont cuits à l'eau bouiUanle jusqu'à leur ramollissement et écrasé à chaud dans un
petit mortier en bois en y ajoutant de l'huile rouge. Cette opération peut durer de 15 à 45 min
en fonction de la texture (plus ou moins lisse) souhaitée de la pâte. Des boulettes sont roulées
manuellement à partir de celte pâte el servies avec des sauces. Ces pâtes d'ignames sont
appelés Foufou (Mosso et al, 1996).
2.2.1.4. Cossettes d'igname
Le système technique de transformation des tubercules d'igname en cossettes était
traditionnellement mis en œuvre en milieu rural pour valoriser les parties proximales et
distales des tubercules et ceux de petites tailles, dans le but de conserver une partie de la
récolte pour les périodes de soudure (Attaie et al., 1998). Les cossettes constituent un produit
intermédiaire stabilisé. plus facile à conserver que les tubercules frais. Avant la
consommation, les cossettes sont concassées puis moulues en farine. Pour la fabrication de
cossettes d'igname, les tubercules sont épluchés, découpés ou non en morceaux, puis cuits à
l'eau bouillante et séchés au soleil (Dumont, 1995). Le rendement de transformation est de
100 kg de cassettes (dont la teneur en eau est de 12 %) pour 240 kg de tubercules frais. Les
cassettes séchées peuvent être conservées pendant plusieurs mois, voire plus d'un an.
Cependant, si les conditions de stockage ne sont pas optimales, les cassettes peuvent être
infestées par des insectes foreurs et/ou contaminées par des moisissures. Les dégâts peuvent
alors être importants au bout de quelques mois (Attaie et al., 1998).
2.2.1.5. Farine d'igname
La farine d'igname résulte du broyage de tubercules épluchés, découpés, cuits à l'eau
bouillante et séchés à l'étuve. Elle est issue du tubercule de l'igname D. a/ata provenant des
Philippines qui a une pulpe de coloration violette liée à la présence de polyphénols.
L'incorporation d'amidon de manioc dans cette farine (environ 5%) permet de pallier ce
problème responsable du rejet du produit par le consommateur (Rosario et Matit, 1984).
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L'espèce D. dumetorum est considérée comme la plus intéressante pour la fabrication de
la farine, en raison de sa teneur assez élevée en protéines et du fait que les tubercules ne
subissent pas de coloration au cours du procédé de transformation. La fabrication de farine de
tubercules de l'igname D. dumetorum n'est donc possible que si la durée de conservation des
tubercules frais est assez courte et insuffisante pour altérer leurs caractéristiques
organoleptiques (Attaie et al., 1998).
La farine à base d'ignames esl utilisée dans diverses préparations culinaires. Réhydratée
elle permet de reconstituer des pâtes élastiques, distinctes du foufou et du fout ou (Dumont,
1995; Coursey et Ferber, 1979). La farine réhydratée permet également, après roulage et
cuisson à la vapeur, de reconstituer le couscous d'igname. Elle sert aussi à préparer des desserts instantanés tels que le ha/aya aux Ph.ilippines. Ce plat est composé d'un mélange de
farine d'igname, de lait condensé, de sucre, d'eau et de vanille; le tout étant cuit au four
pendant une heure (Rosario et Matit, 1984).
3. Causes des pertes post-récoltes
3.1. Causes
Les populations des zones tropicales et subtropicales ont généralement recours à des
méthodes traditionnelles pour stocker leur récolte d'igname. Ces méthodes varient d'un pays à
l'autre el d'une région à l'autre en fonction du climat. des ressources naturelles et des
coutumes (Kati et al, 2004). L'igname est stockée pour deux raisons: conservation de la
semence pour l'année suivante el conservation des tubercules pour la consommation.
Toutefois, les ignames destinées à la consommation ne peuvent être stockées pendant plus de
6 mois. Selon Coursey et Martin (1972), plus d'un million de tonnes de tubercule d'ignames
sont chaque année perdues en Afrique occidentale. Les sources de dégradation lors du
stockage sont la moisissure, les insectes et la germination.
3.2. Principaux symptômes des maladies fongiques
Les symptômes varient avec une coloration variable en fonction de l'agent pathogène
envahisseur. Les tissus infectés deviennent dur et sec lorsque les tubercules sont infectés par
Penicilium oxalicum et Penicilium cyclopium, les tubercules virent au brun, et deviennent dur
et sec en préservant leur intégrité, sauf lorsque les tissus ont été envahis par Sclerotium
marcescens (IlTA, 1993). Lorsque les tubercules sont infectés par Aspergillus niger et A tamari, ces tissus virent ensuite au brun avec une marge jaunâtre.
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La pourriture molle est associée aux champignons du genre Rhizopus spp, Mucor
circinelloides. Sclerorium rolfsii, et Rhizoctonia solani et Armillariella mellea (lkotun 1983,
1989; Green et al., 1995; Amusa et Baiyewu, 1999). Les tissus infectés deviennent mous,
ramifiés par le mycélium fongique. La pourriture humide quant à elle est caractérisée par le
suintement de liquide blanchâtre sur du tissu lorsqu'il est pressé. Ce symptôme est
généralement associé à une bactérie Erwinia carotovora (IITA, 1993; Amusa et Baiyewu,
1999).
3.3. Moyens de lutte
Les modes de conservation sont d'autant plus efficaces qu'ils mettent les tubercules
d'igname à l'abri des ravageurs el des parasites. Ils leur permettent de minimiser les pertes
sous l'influence des facteurs physiques et physiologiques. Les modes de conservation
permettent de lutter contre les maladies dont ils sont éventuellement déjà atteints (Trêche,
1989).
3.3.1. Conservations traditionnelles
Les modes de conservation traditionnels des tubercules d'igname dépendent de la variété
de la durée de conservation espérée, des quantités, du Lemps disponible pour la mise en stock
et des habitudes régionales (Serpantie, 1982; Koné, 1983; Lancaster et Coursey, 1984). Les
méthodes de stockage les plus fréquentes sont la conservation en buttes, en tas. en fosses. sur
les plates-formes, sur les claies el en paillotes (Girardin, 1996).
La conservation en buttes est une technique très rudimentaire. En principe. elle est
réservée aux variétés à deux récoltes (D. cayenensis-rotundata). Les tubercules de la première
récolte sont détachés des pieds et ensuite conservés dans la butte, jusqu'à ce qu'ils soient
consommés. La conservation en terre est aussi fréquemment utilisée pour le cultivar "Bètè
bètè" (D. alataï qui supporte une récolte différée jusqu'à trois mois après la sénescence des
tiges (Girardin, 1996).
Les fosses sont parfois utilisées pour la conservation des tubercules de l'igname D.
cayenensis-rotundata. Les tubercules rangés, sont directement recouverts de terre ou de paille
de tiges sèches d'igname. Ils sont protégés par des branches épineuses. Cette méthode de
stockage concerne les ignames à une récolte et la première récolte des ignames à deux
récoltes. Les fosses permertent à ces dernières d'atteindre leur maturité physiologique
(Girardin, 1996) qui correspond à l'atteinte de leur niveau minimal de l'intensité respiratoire
(Daudet, 1980).
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La conservation en vrac au sol est la disposition de tubercules d'igname, en tas à même le
sol, souvent de forme pyramidale, sous un abri ombrageux, et recouverts de feuillage ou de
tiges de plantes (Amani et al., 2010) La conservation en vrac au sol est généralement
pratiquée avant le stockage définitif, dans des structures assurant une meilleure protection.
Les tubercules sont souvent disposés en tas, à des endroits protégés du soleil et des
inondations. La taille des tas est réduite afin de permettre une meilleure ventilation. Cette
technique particulièrement adaptée à la région des savanes tropicales où souffle lill vent sec
(Harmattan), pendant la période d'exécution de cette pratique (d'octobre à janvier). tend à
disparaître dans certaines localités.
La plate-forme est généralement soutenue par des pilotis. Elle reçoit des tubercules
d'igname qui seront entassés et couverts de branchages ou de palmes, les protégeant de
l'humidité, de l'attaque des rongeurs et du soleil. C'est un mode de conservation intermédiaire
entre le tas et la claie (Girardin, 1996).
La claie verticale est la méthode de conservation des tubercules d'ignames la plus
répandue en Côte d'Ivoire (Girardin, 1996). U s'agit d'une claie d'environ deux mètres de
haut qui est constituée de branches plantées verticalement dans le sol et reliées entre elles par
trois traverses, une en haut, une au milieu et une au bas du bâti. Le tout est fixé à plusieurs
poteaux verticaux. Les tubercules d'igname sont attachés aux bois verticaux et ensuite
légèrement ombragés au moyen de feuilles de palme, qui avec l'orientation est-ouest évitent
une trop forte insolation. Cette méthode est à la fois utilisée pour la conservation des
tubercules des ignames D. alata et D. cayenensis-rotundata. Elle est la seule utilisée pour la
conservation des tubercules de l'igname D. cayenensis-rotundata, cv "Krenglè" (Girardin,
1996).
La paillote est de forme prismatique ou conique. Elle est construite au moyen de quelques
branches, qui sont ensuite couvertes de tiges de mil, de sorgho ou à défaut de paille. Les
tubercules d'igname sont entassés à même le sol, sous cet abri sommaire. La cabane décrite
par Deferne (1984) est une forme élaborée de paillote. Elle est plus spacieuse et est constituée
de murs de terre, de bois ou de briques. Le toit est recouvert de palmes, de chaumes ou de
tôle.
3.3.2. Conservations traditionnelles améliorées et modernes
Elles sont inspirées des méthodes traditionnelles et utilisent des moyens et des
technologies plus élaborées. Une conservation des tubercules d'igname à 15°C. combinée à
un traitement fongicide, a permis de maintenir Jes taux de pertes des tubercules d'igname en
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dessous de 10 % après 6 mois de conservation. La germination a pu être totalement inhibée
par cet abaissement de température (Demeaux et Vivier, 1984). Le problème de cette
technique est son coût qui varie entre 700 el 800 FCF A par kg de tubercule, ce qui est souvent
supérieur au prix que reçoit le producteur pour un kg de tubercule d'igname (Girardin,
1996).
Une ventilation forcée pourrait réduire considérablement les pertes de matière fraîche
même lorsqu'elle est appliquée au stockage traditionnel. Après une conservation des
tubercules d'igname de 44 semaines, les taux de pertes de la matière fraîche étaient de 90 %
sur claie ou en enclos ombragé alors qu'avec une ventilation forcée continue ou intermittente
ils n'étaient que de 18,5% et 15,7% (Mozie, 1984). Cette dernière méthode pourrait s'avérer
intéressante pour les planteurs et les grossistes qui ont accès à l'électricité.
La conservation des tubercules d'igname dans une fosse bien ventiJée a permis de limiter
les taux de pertes de matière fraîche, qui étaient comprises entre 15% et 25 % après 5 mois de
conservation tandis que les tubercules stockés sur claies ont enregistré des taux de pertes
s'élevant à 60 %, durant la même période de conservation (Ezeike, 1985).
Le stockage en chambre froide est particulièrement efficace car il permet de diminuer
l'intensité respiratoire, d'inhiber la germination (Amon, 1973), de ralentir le développement
des nématodes (Thompson et al, 1973) et la prolifération de nombreuses espèces fongiques
et bactériennes (Noon et Colhoun, 1979). Néanmoins, il faut se garder de descendre en
dessous de la température critique, à partir de laquelle se produisent les dégradations dues au
froid en n'omettant pas d'utiliser des fongicides contre les agents pathogènes capables de se
développer à basses températures (Foua-Bi et al., 1980; Demeaux et Vivier, 1984). Ce mode
de stockage est couteux car il suppose des instaUations frigorifiques suffisamment
performantes pour maintenir les tubercules d'igname à des températures proches de l5°C.
n. Les biopesticides
Les biopesticides sont des organismes vivants ou produits issus de ces organismes ayant la
particularité de supprimer ou limiter les ennemis des cultures. Ils sont utilisés depuis des
siècles par les fermiers et paysans. De nos jours, ils sont classés en trois grandes catégories
selon leur origine (microbienne, végétale ou animale) et présentent de nombreux avantages
(Jovana D et al., 2013). Ils peuvent être aussi bien utilisés en agriculture conventionnelle
qu'en agriculture biologique, certains permettent aux plantes de résister à des stress abiotiques
et d'une manière générale, ils sont moins toxiques que leurs homologues chimiques. Même
Kouadio dongo césar· Master 2/Managemeot de la qualité et de la sécurité des alimeots/2015-2016 14
s'ils ont souvent la réputation d'être moins efficaces que ces derniers. Le développement futur
des biopesticides est dépendant de nombreux facteurs, comme les politiques
gouvernementales tant en matière de soutien à la recherche que de règlementation, les
stratégies des grands industriels du secteur phytosanitaire et l'évolution des choix des
consommateurs. (Jovana D et al; 2013)
l. Différentes catégories de biopesticides
1.1. Biopesticides microbiens
Cette catégorie comprend les bactéries, champignons, oomycètes, virus et protozoaires.
L'efficacité d'un nombre importanl d'entre eux repose sur des substances actives dérivées des
micro-organismes. Ce sont, en principe, ces substances actives qui agissent contre le bio
agresseur plutôt que le micro-organisme lui-même (Jovana D et al; 2013).
1.1.1. Bactéries.
Les biopesticides à base de Bacillus thuringiensis sont les plus commercialisés. Ils ont
une action insecticide. Bacillus thuringiensis est une bactérie à Gram+ qui produit, durant sa
phase stationnaire de croissance, des protéines cristallines appelées delta-endotoxines ou pro
toxines Cry. Ces protéines sont libérées dans l'environnement après la lyse des parois
bactériennes lors de la phase de sporulation et sont actives, une fois ingérées par les
ravageurs, contre les lépidoptères, les diptères et les larves de coléoptères (Rosas-Garcia,
2009). Des espèces bactériennes du genre Bacillus utilisant des mécanismes d'action autres
que celui employé par B. thuringtensis peuvent également protéger les plantes. Il y a, parrm
ces espèces, des souches de Bacillus licheniformis, Bacillus amylolique faciens ou Bacillus
subtilis. Bacillus amylolique facienset B. subtilis sont que capables de coloniser les racines
des plantes et de produire des molécules de nature lipopeptidique qui sont les surfactioes, les
iturines et les fengycines. Ces dernières peuvent soit activer les défenses des plantes, soit
avoir un effet antibactérien ou antifongique direct (Pérez-Garcia et al., 2011). Des bactéries
appartenant à d'autres genres que le genre Bacillus ont également été développées en tant que
biopesticides. Ainsi, la souche Pseudomonas chlororaphis MA342 est utilisée dans la
prévention et le traitement de certains champignons des graines de céréales comme
Drechslera teres, agent de lhelrninthosporiose de l'orge (Tombolini et al., 1999).
Pseudomonas chlororaphis MA342 protège également le blé et le seigle contre la fusariose et
la septoriose. Plusieurs modes d'action sont proposés pour justifier son efficacité. Cette
bactérie pourrait agir contre les champignons phyto pathogènes par antibiose directe, par
concurrence spatiale et nutritive ou en activant les défenses des plantes (Boulon, 2010).
Kouadio don go césar - Master 2/Management de la qualité el de la sécurité des aliments/2015-2016 15
1.1.2. Champignons
Outre les bactéries et les virus, certains champignons présentent des activités contre les bio
agresseurs et sont exploités en tant que biopesticides. Coniothyrium mini/ans est connu pour
parasiter les champignons du genre Sclerotinia spp. Ce genre fongique se retrouve dans Je sol
el est à l'origine de la maladie appelée pourriture blanche qui peul affecter de nombreuses
cultures dont la carotte, le haricot, le colza ou le tournesol. Coniothyrium minitans est connu
pour pénétrer dans les sclérotes de Sclerotinia sc/erotiorum soit par des craquelures situées à
l'extérieur de cette forme de conservation du champignon, soit en s'introduisant par l'écorce
extérieure en suivant une voie intercellulaire. Le parcours intracellulaire de C. minitans est
possible car il produit des enzymes de dégradation des parois telles que les chitinases ou les P- 1,3 glucaaases. En plus de ces enzymes extracellulaires, diverses molécules pouvant
intervenir dans les mécanismes d'action contre Sclerotinia spp. ont été identifiées dans des
cultures de C. mini/ans. Parmi ces molécules, il y a des 3(2H)-benzofuranones, des
chromanes, des métabolites antifongiques ainsi que la macrosphelide A connue pour inhiber
l'adhésion des cellules de mammifères et qui, à de faibles concentrations, inhibe la croissance
de Sclerolinia sclerotiorum et de Sclerotinia cepivorum (Mc Quilken, 2003).
Plusieurs souches du champignon filamenteux du genre Trichoderma spp. sont utilisées pour
la protection biologique des plantes. Elles ont généralement une activité antifongique contre
plusieurs pathogènes du sol ou contre des pathogènes foliaires (Dodd et al., 2003).
Trichoderma atroviride est notamment utilisé pour la protection biologique de la vigne
(Longa, 2009). L'activité de bio-contrôle de cette souche est attribuée à plusieurs mécanismes
d'action qui agissent en synergie. Parmi ces mécanismes d'action, il y a la compétition pour
les nutriments, lantibiose, ou la production d'enzymes spécifiques de dégradation des parois
cellulaires comme les chitinases ou protéases (Brunner, 2005).
1.2. Biopesticides végétaux
Les plantes produisent des substances actives ayant des propriétés insecticides, aseptiques ou
encore régulatrices de la croissance des plantes et des insectes. Le plus souvent, ces
substances actives sont des métabolites secondaires qui, à l'origine, protègent les végétaux
des herbivores. Le biopesticide d'origine végétale le plus utilisé est l'huile de oeem, un
insecticide extrait des graines d'Azadirachta indica (Schmutterer, 1990). Plusieurs molécules
dont I'azadirachtine. la nirnbidine, la nimbidinine, la solanine, le déacétylazadirchtinol et le
méliantriol ont été identifiées comme biologiquement actives dans l'huile extraite des graines
Kouadio dongo césar - Mastcr 2/Managcment de la qualité el de la sécurité des aliments/201S-2016 16
de neem. L'azarachtine. un mélange de sepl isomères de tétranortritarpinoïde, est le principal
ingrédient actif de cette huile et a la propriété de perturber la morphogénèse et le
développement embryonnaire des insectes (S •. ivastava et al., 2007; Correia, 2013).
D'autres extraits de plantes ont des activités insecticides ; ainsi, Tanacetum
(Chrysanthemumï cinerariae folium, plus communément appelé pyrèthre, est une plante
herbacée vivace cultivée pour ses fleurs dont une poudre insecticide est extraite. Ses principes
actifs. appelés pyréthrines, attaquent le système nerveux de tous les insectes. Cependant, ces
molécules naturelles sont rapidemenl dégradées par la lumière. Il v a sur le marché des
pyréthrinoïdes de synthèse qui sont beaucoup plus stables que leurs homologues naturels.
Quassia amara est un arbre d'Amérique dont est extraite la quassine, un insecticide qui a
montré une faible toxicité pour l'Homme, les animaux domestiques et les insectes utiles.
1.3. Biopesticides animaux
Ces biopesticides sont des animaux comme les prédateurs ou les parasites. ou des molécules
dérivées d'animaux, souvent d'invertébrés comme les venins d'araignées, de scorpions, des
hormones d'insectes. des phéromones (Goettel et al., 2001; Saidemberg, 2009; Aquiloni et
Cherardi, 2010).
La coccinelle est l'insecte auxiliaire le plus connu. La coccinelle Rodoliacardinalis
prélevée en Australie est couramment utilisée comme prédateur de la cochenille Jceryapur
chasi. Même si elle a été introduite dès le l 9e siècle en Californie pour enrayer la destruction
des agrumes, les iles Galàpagos n'ont autorisé son introduction qu'en 2002 (Calderon et
Alvarez, 2012). Les effets des biopesticides d'origine animale et plus particulièrement des
insectes auxiliaires sur la faune locale sont minutieusement étudiés avant Leur utilisation.
Comme les coccinelles, les acariens utilisent la prédation pour se nourrir de certains
insectes ravageurs des plantes. C'est l'activité parasitique des nématodes comme
Phasmarhabditis hermaphrodita qui est utilisée pour la lutte contre les limaces et les
gastéropodes en général.
2. Avantages des biopesticides
Les biopesticides offrent de nombreux avantages. Leur nature permet leur utilisation aussi
bien en agriculture biologique qu'en agriculture conventionnelle. Il est cependant à noter que,
dans certains pays, la règlementation en vigueur ne permet pas l'utilisation en agriculture
biologique de tous les biopesticides commercialisés sur leur territoire. Si la substance active
de ces produits ne pose pas de problème règlementaire, leurs co-formulants peuvent ne pas
Kouadio dongo césar- Master 2/Managemcnt de la qualité et de la sécurité des afonents/2015-2016 17
être compatibles avec ce type dagriculture. Ainsi, il est recommandé aux agriculteurs
utilisant les produits biologiques de consulter Jes listes de produits commerciaux à base de
biopesricides autorisés par leur organisme certificateur avant toute utilisation.
Certains biopesticides microbiens présentent des bénéfices supplémentaires à leur rôle de
protection. Les champignons du genre Trichoderma ont la particularité de faciliter
l'absorption d'éJéments même, il a été récemment mis en évidence que certains micro
organismes endophytes et/ou certaines rhizobactéries favorisant la croissance des plantes
(Plant Growth Promoting Rhizobacteria ou PGPR) peuvent conférer à certaines cultures une
tolérance aux stress abiotiques comme la sècheresse (Compant et al., 2010 ; Wang et al.,
2012). La plupart des bactéries commercialisées en tant que biopesticides font partie du
groupe des PGPR, comme Baci!lus subtilis et sont connues pour leur capacité à favoriser la
croissance des plantes.
Ill. Utilisation des agents de contrôle biologique
La lutte biologique grâce à l'utilisation de microorganismes antagonistes apparaît comme
une alternative ou un complément prometteur à l'utilisation des fongicides synthétiques.
Cependant, par rapport au nombre de molécules de synthèse homologuées dans le monde. le
nombre d'agents de lutte biologique homologués pour le contrôle des maladies reste
insignifiant (1 à 2 % de marché) (Jijakli et Lepoivre, 1995). Les limites qui freinent le
développement de la lutte biologique quelle que soit la culture à protéger sont, l'efficacité ou
le maintien de celle-ci pendant une période suffisamment longue, la possibilité d'une
production à grande échelle el la rentabilité économique d'une telle lutte.
1. Modes d'action des agents antagonistes
L'activité antagoniste peut s'exprimer à travers un ou plusieurs mécanismes d'action, Les
plus couramment cités sont la compétition pour l'espace et pour les éJéments nutritifs, le
mycoparasitisme (avec entre autre la production d'enzymes lytiques), l'antibiose et
I'mduction de résistance chez la plante hôte.
1.1. Antibiose
La sécrétion de substances antibiotiques est un phénomène très commun dans la nature. De
nombreux microorganismes produisent ces métabolites et agissent en provoquant une
altération de la germination, de la croissance et/ou de la sporulation du pathogène. une
distorsion des hyphes du pathogène, une modification de l'aspect des colonies et une
production de formes spécifiques comme les pseudo parenchymes (Campbell, 1989). Une
Kouadio dongo césar - Master 2/Managemenl de la qualité el de la sécurité des aliments/2015-2016 18
récente étude a montré que le filtrat de culture de l'antagoniste T harzianum peut
complètement inhiber la germination et causer des gonflements au niveau des conidies des
pathogènes responsables de la pourriture du collet du bananier par le mécanisme d'antibiose
(Alvindia et Natsuaki, 2008). Madrigal et Melgarejo (1994) ont montré que la flavipine, un
antibiotique sécrété par Epicoccum nigrum, agit vis-à-vis de Monilia taxa (agent de la
pourriture brune du pêcher) par une action multisite en inhibant la respiration celluJaire et la
synthèse d"ATP et de protéines. De plus, la capacité de pénétration des substances
antibiotiques permet d'obtenir une protection contre les infections qui ont lieu avant
l'application de l'agent antagoniste (Droby et Chalutz, 1994). leur conférant une action
curative.
1.2. Mycoparasitisme
Le mvcoparasitisme est une relation trophique qu'établit un microorganisme au détriment
d'un cbampignon. La chitine et le {3-1,3-glucan (laminarine) sont les principaux constituants
de la paroi de la plupart des champignons (Bartnicki, 1968). Ainsi les agents antagonistes
produisant les enzymes lytiques comme la glucanase et la chitinase, ont pour mécanisme
d'action le parasitisme par la dégradation des parois du pathogène.
Le processus d'intervention des antagonistes par myccparasitisrne est très complexe el peut
se produire en plusieurs étapes successives qui sont généralement très spécifiques à 1 'espèce
du pathogène (Cbet et al, 1998). Certains agents antagonistes ont, la capacité d'adhérer
spécifiquement aux hyphes el aux conidies des champignons pathogènes avant de produire les
enzymes lytiques. Il a été suggéré qu'un fort attachement des cellules de l'antagoniste peut
stimuler l'activité de tous les composés extracelluJaires possédant une action enzymatique ou
antibiotique (Cook et al, 1997). Cependant, d'autres études ont montré que c'est la
production des enzymes lytiques par les cellules des antagonistes en présence du pathogène
qui améliore la capacité de celles-ci à s'attacher an,"< hyphes du pathogène (Chan et tian,
2005).
1.3. Induction de résistances
Dans Je cas des maladies post-récoltes, plusieurs études ont montré que certains
antagonistes peuvent établir des interactions part.icuJièrement avec les tissus blessés, qui
permettent d'accélérer les processus de cicatrisation et d'induire les processus de résistance
chez l'hôte (Droby et Chalutz, 1994). Le traitement des pommes avec Candida saitoana
induit une résistance systémique vis-à-vis de Botrytis cinerea qui semble être corrélé avec
I'augrnentation de l'activité de chitinase el f.3-1,3-glucanase (El ghaouth et al., 2003).
Kouadio dongo césar· Master 2/Managemeut de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 19
IV. GenJ"e Pseudomonas
1. Caractéristiques du genre Pseudomonas
Les Pseudomonas appartiennent au phylum de Proteo bacteria de la classe des
Gammaproteo bacteria et de l'ordre des Pseudomonales. Ce sont des bacilles à Gram négatif,
droits et fins, aux extrémités arrondies, d'une taille moyenne de 2 sur 0,5 µm (Palleroni,
2010). Ces bactéries sont mobiles grâce à une ciLiature polaire monotricbe, lophotriche ou
multitricbe. Elles se cultivent sur des milieux usuels non enrichis et sont capables d'utiliser de
nombreux substrats hydrocarbonés comme sources de carbone et d'énergie. Elles présentent
un type respiratoire aérobie strict et un type métabolique chimio-organotrophe oxydatif
2. Distribution écologique
Dans le sol, les Pseudomonas représentent une grande fraction de la communauté
microbienne et partagent leur milieu avec des commensaux représentés principalement par les
genres Bacillus et Aclinomyces. On les retrouve sous tous les horizons, particulièrement sur
les systèmes racinaires des plantes. Les différentes espèces de Pseudomonas qui colonisent la
rhizosphère possèdent plusieurs caractéristiques intrinsèques qui les rendent particulièrement
intéressantes pour une utilisation comme agents de lutte biologique. Premièrement, leur
capacité à coloniser les racines et à y maintenir une forte densité de population est
remarquable (Raas et Keel, 2003). Cette grande rhizocompétence vient sans doute de leur
taux de croissance qui est plus élevé que celui de la plupart des autres rhizobactéries et aussi,
de leur capacité à métaboliser efficacement plusieurs composés des exsudats racinaires (Bass
et keel, 2003)
3. Quelques métabolites produits pal" les rbizobactéries du genre Pseudomonas
3.1. (DAPG)-2,4-Diacétbyl epbloregtucinol
Les phloroglucinols sont des métabolites secondaires phénoliques produits par des
plantes, des algues et des bactéries. Plus d'une soixantaine de dérivés ont été décrits pour
leurs activités antimicrobiennes, antivirales, phytotoxiques, cytotoxiques et antioxvdantes
(Dwivedi et Jobri, 2003). De ce nombre, l'activité antirnicrobienne a attiré plus l'attention
des chercheurs. En effet, plusieurs études ont démontré que les souches de Pseudomonas spp
productrices de DAPG peuvent inhiber une large gamme d'agents phytopathogènes i.ncluant
bactéries, champignons et nématodes.
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3.2. Phénazines (PHZ)
Les phénazines représentent une vaste famille de molécules hétérocycliques azotées
fortement pigmentées et capables d'une action antibiotique à large spectre. La capacité des
bactéries à les produire est limitée chez certains membres du genre Pseudomonas. Plus de 50
phénazines sont présentement connues, ayant toutes le même noyau hétérocyclique.
Cependant certaines souches peuvent produire simultanément jusqu'à 10 dérivés différents
(Chin-a-Woeng et al., 2003).
3.3. Pyrrolnitrine (PRN)
La pyrrolnitrine est un antibiotique à large spectre isolé pour la première fois dans les
années soixante à partir de Pseudomonas pyrrocinia. Ce composé a été aussi isolé chez
plusieurs autres espèces de bactéries incluant Myxococcus jluvus. Enterobacterag glomerans,
Serratia sp, ainsi que plusieurs Pseudomonas et Burkholderia (Hammer et al., 1999). Ce
métabolite très actif a également connu un usage médical pour Je traitement des mycoses
cutanées tandis qu'un dérivé de la molécule a été développé comme fongicide agricole
(fludoixonil) (Mc spadden et al., 2001). La production de ce composé par P. fluorescens est
impliquée dans le contrôle de certains agents pathogènes racinaires comme Fusarium
oxysporum (Howell et Stipatovic, 1980).
V. Généralités sur Bacillus subtilis
Bacillus subtilis fait partie de l'embranchement des Firmicutes (bactéries à Gram
positif), de la classe des Bacilli. n appartient à l'ordre des Bacillales, de la famille des
Bacillaceae et du genre Bacillus. Les bactéries qui composent ce genre sont des aérobies
stricts ou facultatifs, en bâtonnets. Bacillus subtilis est une bactérie catalase positive. Elle est
capable de former des endospores. B. subtilis est une bactérie mésopbile. Elle est facilement
cultivable en laboratoire à des températures de 30-37°C. Sa température maximale de
croissance est de 51°C. Elle est chimio-organotrophe (utilisation de l'énergie chimique des
composés organiques). Elle a la possibilité d'oxyder une grande variété de composé
organique. Elle est non pathogène pour l'homme (Chtoui, 2011). Une variété de B. subtilis
(Bacillus subtilis natto) sert également à fabriquer le « natto », un plat traditionnel japonais à
base de soja fermenté (Marchadier, 2009).
1. Bacillus subtilis et son environnement
Bacillus subttlis est une bactérie du sol, facilement isolable de la rhizosphère de
nombreuses plantes (Vullo et al, 1991). Cet habitat naturel contient une grande variété de
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carbohydrates incluant de nombreux polysaccharides issus des plantes. des animaux et des
microorganismes. B. subtilis est particulièrement active dans les couches supérieures du sol {l
à 3 cm) où l'oxygène est encore facilement accessible. La bactérie adapte son temps de
génération en fonction des conditions environnementales. En milieu riche. la bactérie a un
temps de génération rapide alors qu'en milieu pauvre son temps de génération s'allonge. Tl
peut varier de 20-30 minutes jusqu'à 1000 minutes (Sonenshein et al, 2002).
B. subtilis a la capacité remarquable de former des spores afin de se protéger de
contraintes environnementales défavorables. Elle est sensible à des modifications de pH, de
température et d'atmosphère du sol. Elle est aussi sensible à la densité de population, à la
présence d'ions métalliques, ainsi qu'à la disponibilité des composés nutritifs. Les réponses
adoptées par la bactérie pour s'adapter à ces conditions sont multiples. Elle peut synthétiser
des enzymes qui vont dégrader les macromolécules extracellulaires. Ceci lui permettra de
rechercher des sources de carbone alternatives. Elle a la capacité de sécréter des antibiotiques
pour éliminer les compétiteurs (Ongena, 2014).
Cette bactérie peut aussi induire des systèmes de motilité et de chimiotactisme. Ce qui
lui permettra de se diriger vers de nouveaux nutriments ou fuir des conditions défavorables
pour sa survie. Elle peut également choisir de s'orienter vers une de ses deux voies de
développement 'auxiliaire'. La voie d'induction de sa compétence naturelle pour capter de
l'ADN exogène, ce qui peut lui conférer un avantage génétique. Dans des circonstances
extrêmes, l'abandon de son cycle de croissance pour entrer en dormance pour former une
spore (Marchadier, 2009).
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MATERIEL ET METHODES
1. Matériel
1.1. Matériel biologique
Le matériel biologique utilisé dans celte étude est constitué de l'espèce d'igname (Dioscorea
cayenensis-rotundataï variété "Kponan" qui est l'une des variétés la plus consommée. Deux
types d'igname ont été utilisés, il s'agissait des ignames altérées d'une part et des ignames
saines d'autre part.
Différents biopesticides (Pseudomonas fluorescens Fl 9. Pseudomonas CI. et Bacillus
subtilts GAI) conservé dans des cryotubes au surgélateur (-80°C) a été utilisé en vue de palier
aux altérations de l'igname. Il provient de la collection du Centre Wallon de Biologie
lnduslrielle (CWBI) de l'Université de Liège Gembloux Agrobio Tech (Belgique) et du
laboratoire de biotechnologie du CNRA (Côte d'ivoire).
Figure 2 : lgname altérée Figure 3 : Igname saine
Kouadio don go césar - Master 2/Managemcnt de la qualité cl de la sécurité des alimcnts/2015-2016 23
2.METHODES
2.1. Enquête
2.1.1. Réalisation de l'enquête
A l'aide d'un questionnaire, une enquête a été réalisée dans le mois d'août 2016, dans
deux communes d'Abidjan (Abobo et Yopougon) auprès de 20 commerçants à raison de 10
par comrmmes. Les points abordés lors de cette enquête étaient relatifs aux types de variétés
d'igname vendues, à la durée de conservation et aux causes possible de pourritures des
ignames.
2.2. Taille de l'échantillon
Pour la réalisation de l'enquête, 10 commerçants ont été choisi par site d'étude soit un
total de 20 commerçants. Pour isoler la flore associée aux ignames, l O ignames dont, 5
altérées el 5 saines ont été utilisées. Pour évaluer l'implication des germes isolés dans
l'altération des ignames, 8 rondelles d'ignames ont été utilisées. Quant aux tests in vivo avec
les souches de référence, 18 rondelles d'ignames ont été utilisées et 6 autres ont été utilisées
pour la réalisation des témoins. Soit un total de 32 rondelles d'ignames utilisées.
2.3. Isolement et identification phénotypique des microorganismes
2.3. l. Prélèvement des échantillons
Les ignames de la variété "Kponan" ont été réparties en deu,x lots pour analyses
immédiates. Ainsi, un lot constitué de 5 ignames altérées a été prélevé de façon aléatoire et un
autre lot constitué de 5 ignames saines a été également prélevé de façon aléatoire. Les
ignames ont été transportées dans une glacière contenant des carboglaces jusqu'au laboratoire
du département de microbiologie du Centre National de Recherche Agronomique (CNRA) à
Adiopodoumé.
2.3.2. Isolement des levures et moisissures
Les levures et moisissures ont été isolées par contact direct sur gélose PDA tel que décrit par
Djossou (2011). Ainsi, les ignames altérées ont été lavées à l'eau de robinet, rincées trois fois
avec de l'eau distillée stérile et désinfectées par usage du papier essuie tout imbibé déthanol à
70%. Les fragments prélevés (morceaux d'igname) ont été ensemencés sur milieu Potato
Dextrose Agar (PDA) au Chloramphénicol (CHL). Les boîtes ont été ensuite incubées à 28°C
durant 24 à 72h. Pour obtenir une souche pure, plusieurs repiquages sur milieu PDA au CHL
ont été effectués.
Kouadio don go césar - Master 2/Managemenl de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 24
2.3.3. Identification des levures et moisissures
2.3.3.1. Etude macroscopique des levures et moisissures
La levure ou la moisissure sélectionnée a été soumise à une identification
macroscopique par un examen de la culture sur gélose PDA au Cl-ll, (Botton et al., 1990).
Les caractères culturaux déterminés ont été la texture, la couleur du thalle el la couleur du
revers de la culture.
2.3.3.2. Etude microscopique des levures et moisissures
Toutes les levures et moisissures isolées ont été soumises à une identification
morphologique réalisée par observation microscopique. Un frottis a été réalisé à l'aide d'une
goutte d'eau distillée stérile sur une larme porte-objet. Le frottis séché a été fixé à l'alcool au
dessus d'une flamme de bec-bunsen. La morphologie du mycélium (absence ou présence de
cloisons, la couleur, la différentiation) et des spores (forme, couleur, texture des parois) a été
déterminée par observation microscopique à l'huile à immersion à l'objectif x 100 (Guiraud,
1998).
2.3.4. Test de pathogénicité du champignon isolé
Ce test a été réalisé selon la méthode décrite par Okigbo et al. (2009). Avant d'être
inoculées avec les champignons, les ignames saines ont été lavées puis désinfectées à l'alcool
70° et ensuite coupées en rondelles. Une lame de rasoir stérilisée est utilisée pour faire des
ouvertures de lem de profondeur et 0,5cm de diamètre sur les rondelles d'ignames.
Ensuite. Un inoculum fongique provenant du repiquage sur milieu PDA comme décrit au
paragraphe 2.3.2 a été introduit dans le trou fait dans l'igname. Au bout de cinq jours. une
observation est faite sur la présence ou l'absence de symptômes de maladie, et éventuellement
le type de symptômes.
1 2.3.5. Test d'antagonisme
2.3.5.1. Test d'antagonisme fongique in vivo
L'efficacité des souches de référence (Pseudomonas CI, Bacillus subtilis GAI, et Pseudomonas
fluorescens Fl9) vis-à-vis du champignon pathogène précédemment sur les ignames a été
évaluée selon la méthode décrite par Jijaki et Lepoivre (1993). L'objectif de ce test est
d'évaluer la capacité des souches de référence à réduire l'incidence du champignon pathogène
dans 1 'altération des ignames.
Après avoir été désinfectées en surface à l'alcool éthylique à 70°C, une ouverture de 0.5cm
de diamètre a été faite sur les ignames saines à l'aide d'une lame de rasoir stérile. 100µ1 d'une
1 Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 25
suspension de la souche de référence ont été appliquées dans les ouvertures. ensuite les
ignames inoculées ont été incubées à 30°C pendant 24 heures. Ensuite, 100µ1 d'une
suspension réalisée à partir des colonies du champignon pathogène isolé ont été appliqués
dans les mêmes ouvertures faites sur les ignames saines. Les ignames inoculées ont été
incubées à 30°C pendant cinq jours à l'obscurité, dans des cartons en plastique fermées.
L'expérience a été répétée et des observations ont été faites sur l'apparition de symptômes de
pourritures sur les ignames inoculées.
Les résultats ont été exprimés sous forme de pourcentage de réduction de l'infection selon Ja
formule l (Touré et al, 2004).
P = ((Dt-De) / (Dt-K)) x 100 I (1)
P : pourcentage de réduction de l'infection.
K: diamètre du puits.
De : diamètre de lésion mesuré sur l'igname inoculée avec le biopesticide el le champignon.
Dt : diamètre de lésion mesuré sur l'igname témoins.
Kouadio dongo césar - Mastcr 2/Managcmcnt de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 26
RESULTATS ET DISCUSSION
1. Résultats
1.1. Résultats des enquêtes
Lors de cette enquête les variétés d'igname rencontrées proviennent de Bondoukou, soit
de Bouna, de Bouaké, et de Béourni. Quatre variétés d'igname étaient généralement
rencontrées sur les marchés visités. Il s'agissait des variétés précoces
"Kponan";·Assawa"(Dioscorea cayenensis-rotundata à deux récoltes), des variétés tardives "Krenglè" (Dioscorea hcayenensis-rotundata à une récolte) et "Bètè bètè", (Dioscorea alata).
Les quatres espèces d'igname citées dans ce travail, se relaient dans le temps et le marché est
toujours caractérisé par la présence de deux espèces au moins.
Tableau 3 : Résumé de l'enquête
Variétés d'ignames
"Kponan" "Krenglè" "Bèt~bètè"
Zone de Bondoukou Beoumi Beoumi
production Bouna Sakassou Sakassou
Bouaké Bouaké Bouaké
Durée de 5 mois rninirnun 8 mois et plus 8 mois et plus
conservation
Période de Août-septembre Novembre-decembre Novembre-decembre
production
Causes possible Les blessures Les blessures Les blessures
d'alté.-ation La chaleur La chaleur La chaleur
Les rongeurs Les rongeurs Les rongeurs
Le stockage Le stockage Le stockage
1.2. Champignons isolés
Plusieurs champignons ont été isolés des ignames altérées. fi s'agit du genre Candida sp. isolé
aussi bien sur l'igname saine que sur l'igname altérée et Rhizopus sp., Aspergillus sp. isolés
Kouadio don go césar - Master 2/Managomcnt de la qualité el de la sécurité des alimcnts/2015-2016 27
sur l'igname altérée. Tous ces champignons ont été utilisés pour la suite des travaux en raison
de leurs fréquences d'isolement élevées
1.3. Aspect macroscopique et microscopique des champignons isolés
Taleuau 4 : Observation mascroscopique et microscopique
Isolat aspect mascrocopique aspect microscopique
Rhizopus sp. La croissance est rapide et couvre toute la boîte en seulement 48h. La croissance est semblable au coton (couleur blanche) à l'intérieur de la boîte avec un contour noir.
Mycélium non cloisonnées, hyphes de grand diamètre. Le sporangiophore porte un sporange sphérique noir terminal. Les sporanges sont dressés et sont ramifiés.
Aspergillus sp. La croissance sur PDA est rapide. Les colonies sont noires ou foncé marron.
Conidiospores non cloisonnées provenant de cellules à paroi épaisse conidiospores se termine par un terminal renflement sphérique agrandie.
Candida sp.
La croissance sur PDA donne des colonies blanches. crémeuses. et brillantes.
Cellules sphériques allongées, formant un pseudo mycélium
Figure 4 : Rhizopus sp. Figure 5 : Aspergillus sp.
Figure 6 : Candida sp.
Kouadio dongo césar - Master 2/Mauagement de la qualité et de la sécurité des alimeots/2015-2016 28
1.4. Implication des germes isolés dans Paltêration des ignames
Les ignames inoculées avec Rhizopus sp. ont présenté des symptômes de pourritures qui
se manifestent par des taches noires, d'une décoloration de l'igname et aussi d'une pourriture
molle au toucher.
L'altération due aux Candida sp. a été caractérisée par une altération partielle avec une
décoloration des zones altérées. Les ignames inoculées avec Candida sp. ont présenté une
faible altération et une grande partie des ignames était restée intacte.
L'altération liée à Aspergillus sp. a entrainé une décoloration et un sèchement des
ignames. Toutes les ignames inoculées avec Candida sp. et Aspergillus sp. ont présenté des
signes d'altération 5 jours après leur inoculation artificielle. Cette altération a évolué
jusqu'aux jours suivants, mais la pourriture n'a pas été totale sauf avec Rhizopus sp. qui a
entrainé une pourriture totale des ignames.
Figure 7 : Igname saine avant inoculation avec Rhizopus sp.
Figure 9 : Ignames saines avant inoculation avec Aspergillus sp.
Figure 8 : Ignames altérées après inoculation avec Rhizopus sp.
Figure 10 : Ignames altérées après inoculation avec Aspergillus sp.
Kouadio dongo césar - Mnster 2/Managemenl de la qualité el de la sécurité des aliments/2015-2016 29
Figure 11 : Ignames saines avant inoculation avec Candida sp.
Figure 12 : Ignames altérées après inoculation avec Candida sp.
1.5. Efficacité in vivo de B subtilis, P j1uoresce1is F19, et de Pseudomonas Cl vis-à-vis des germes isolés
Les souches de références ont inhibé la croissance mycélienne des différents champignons
inoculés. Cette efficacité s'est traduite par une réduction du diamètre des pourritures des
ignames traitées avec les différents biopesticides.
La souche de Bacillus subtilis GA l a présenté une activité antifongique contre Candida sp.
Rhizopus sp. el contre Aspergillus sp., (figure 13) activité qui s'est caractérisée par une
réduction de l'altération. Il ressort des lests effectués que le plus fort pourcentage d'inhibition
engendré par Bacillus subtilis GAI a été atteint avec Aspergillus (82,81±1.06%) tandis que le
faible taux a été obtenu avec Candida (54,34±2.1 %)
Le taux d'inhibition des champignons isolés par Pseudomonas FJ9 sont respectivement de
67.34±1.56%: 79.68±1.23%; 67,39±1.48% pour Rhizopus sp., Apergillus sp et Candida sp.
ces taux dïnhibition montrent que ces germes isolés sont sensible è Pseuâomonas Fl 9
Le potentiel antifongique de Pseudomonas CI (Pseudomonas côte d'ivoire) à réduire ou à
contrôler la pourriture d'un champignon sur l'igname a été évalué au cours de cette étude. 11
ressort également que le pourcentage de réduction des infections occasionné par cette souche
se situe au-delà des 50%. Mieux un pourcentage 91,3±0.82% est observé sur Aspergillus sp
(tableau 5)
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 30
Igname saine avant inoculation
Igname inoculée avec Candida sp.
Igname inoculée avec Candidas et Bsubtilis sp.
Igname inoculée avec Rhizopus sp.
Figure 13: Inhibition in vivo de l'action des germes isolés par B. subtilis
Igname inoculée avec Candida sp.
Igname inoculée avec Rhizoous et Bsubtilis sn,
Igname inoculée avec Candida sp. et P jluorescens
Igname inoculée avec Aspergillus sp.
Igname inoculée avec Rhizopus sp.
Igname inoculée avec Aspergillus et B. subtilis sp,
Igname inoculée avec Rhlzopus sp. et P fluorescens
Igname inoculée avec Igname inoculée avec Aspergillus sp, Aspergillus sp. et P jluorescens
Fii,ire 14: Inhibition in vivo de l'action des eermes isolés par P 'fluorescens F19
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des alimenL<;/2015-2016 31
Igname inoculée avec Candida sp.
Igname inoculée avec 'andida sp, et
Pseudomonas a
Igname inoculée avec Rhizopus sp.
Igname inoculée avec Rhizopus sp, et Pseudomonas Cl
Igname inoculée avec Aspergillus sp.
Igname inoculée avec lspergillus et Pseudomonas
Figure 15 : Inhibition in vivo de l'action des germes isolés par Peudomonas Cl
Tableau 5: Taux moyens d'inhibition(%) des souches de B. subtilis GAI. Peudomonas CI et
de Pseudomonas fluorescens Fl 9 contre les champignons isolés.
Pourcentage d'inhibition(%) de biopesticides Champignons
B subtilis PCJ P fluorescens
Rhizopus sp. 73,46±2.17 87,75 ±0.75 67,34±1.56
Aspergillus sp. 82,81 ±1.06 64,06±1.45 79,68 ±1.23
andida sp. 54.34 ±2.1 91.30 ±0.82 67.39 ±1.48
Kouadio dongo césar- Master2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 32
2. Discussion
Les pertes post récoltes des racines et tubercules constituent un sérieux manque à
gagner pour l'agriculture ivoirienne. La teneur élevée en eau des tubercules. associée aux
blessures qu'ils subissent à la récolte ou après, les exposent aux micro-organismes. Dans cette
étude, les commerçants questionnés ont rapporté que les causes possible de l'altération des
ignames sont les blessures, les rongeurs. la chaleur. les insectes etc ... En effet selon lkotun
(1986) les pertes post-récoltes sont généralement dues aux insectes, aux nématodes, aux
rongeurs, aux pertes d'eau par évaporation et aux microorganismes. Cette étude a rapporté
que la variété "Kponan" (Dioscorea cayenensis-rotundata) a une faible durée de conservation
contrairement aux variétés "krenglè" (Dioscorea cayenensls-rotundatay et "bètè-bètè"
(Dioscorea alata).
En effet Girardin (1996) et Tschannen (2003) ont montré qu'en Côte d'Ivoire, ce
sont surtout les variétés du complexe D. cayenensis-rotundata qui sont à haut risque de
l'altération microbienne ce qui expliquerait une telle durée de conservation.
L'analyse microbiologique et l'identification phénotypique effectuées dans cette étude
ont permis d'isoler les champignons du genre Candida sp., sur les ignames saines, tandis que
les genres Aspergillus sp., et Rhizopus sp. ont été isolés sur les ignames altérées.
En effet selon Ogundana et al. (1970), lkotun (1986), Ogalie et al. (1991), et
Okigbo (2002, 2005). Aspergillus sp., Rhizopus sp et bien d'autres champignons sont des
microorganismes généralement associés aux pourritures d'igname en post-récolte. Ce résultat
confirme l'implication des champignons dans les pertes post-récoltes.
Généralement, ces pourritures observées lors du stockage débutent dans le sol et se
poursuivent pendant le stockage. Cette situation s'observe lorsque les tubercules infectés ne
présentent pas encore des symptômes externes manifestes (Booth, 1974; Jones, 1986).
andida sp. est une levure rencontrée aussi bien en tant que contaminant ou en tant que
pathogène opportuniste. En effet selon mavor et al. (2005) Candida sp. est considéré chez
l'Homme et chez les animaux comme un commensal des muqueuses et de la peau, d'où sa
présence sur les ignames au cours du stockage. L'inoculation des ignames avec Candida sp. a
engendré leur altération partielle avec une décoloration de la zone altérée. ceci serait lié au
fait que Candida ne soit pas potentiellement pathogène de l'igname mais plutôt des conditions
d'hygiène précaires lors de leur manipulation.
Kouadio dongo césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 33
Les tests de pathogénicité effectués ont mis en évidence le caractère pathogène de tous les
germes isolés. La présence de Aspergillus sp en tant que pathogène de l'igname a été
également rapporté par Mor-se, et al. (2000) et par Okigbo (2003).
Aspergillus sp a entrainé une décoloration et un sèchement des ignames, preuve que cette
moisissure est aussi responsable de l'altération de l'igname, dont les symptômes sont
similaires à ceux décrits par les chercheurs de l'IlTA (1993). En effet selon ces derniers
lorsque les tubercules sont infectés par Aspergillus niger et A tamari, ces tissus virent ensuite au brun avec une marge jaunâtre.
L'isolat de Rhizopus sp. a entrainé une altération de l'igname caractérisée par une
pourriture molle. En effet cela a été observé durant les travaux d'Ogunleye et Ayansola
(2014) sur l'igname au Nigeria. Selon ces auteurs Rhizopus est le champignon le plus
prédominant qui cause à la fois une pourriture molle et sèche.
La lutte biologique à l'aide de Bacillus subtilis, Pseudomonas fluorescens Fl9
Pseudomonas CI a montré la capacité de ces souches à inhiber la croissance des champignons
tels que Rhizopus, Aspergillus, et Candida dont les taux d'inhibition pour ces souches se
situent entre 54.34±2.1 % et 91.30±0.82%.
Ces résultats sont similaires à ceux obtenus par Alloue boraud et al. (2015). En effet ces
auteurs ont montré que Bisubtilts a la capacité d'inhiber les germes d'altération de la mangue
dont les taux d'inhibition sont compris entre 59,37% et 84.78%. Aussi les travau,x de Koffi et
al. (2016) ont également prouvé la capacité de B subtilis GAI à inhiber les germes
d'altération de l'ananas dont les taux d'inhibition se situent entre 57,14% et 81,42%. Cette
réduction de l'incidence des microorganismes dans l'altération de l'igname s'expliquerait
d'une part par la colonisation rapide et extensible des sites de blessures par les agents de
biocontrôle. Cette présence entraverait l'établissement du champignon pathogène dans les
sites de blessures par une réduction de l'espace et des éléments nutritifs disponible.
Zhao et al. (2008) ont rapporté que l'application de biocontôle dans les sites de blessures
avant l'infection du pathogène est nécessaire pour assurer une meilleure colonisation et un
taux maximal d'inhibition. Et d'autre part par la production des molécules de nature
lipopeptides par B subtilis GAI à savoir la fengycine, les surfactines et les iturines qui se
manifestent par l'éclatement de la paroi des cellules des champignons (Ongeoa, 2014). Ces
dernières peuvent soit activer les défenses des plantes. soit avoir un effet antibactérien ou
antifongique direct (Pérez-Garcia et al., 2011).
Kouadio doago césar - Master 2/Management de la qualité cl de la sécurité des alimcnL5'2015-2016 34
Aussi Pseudomonas jluorescens Fl 9 produit des métabolites tels que les Phénazines et les
Pyrrolnitrine et aussi des sidérophores qui sont des agents chélatants du fer empêchant son
utilisation par les agents pathogènes Loper et Gross, (2007).
La recherche de la capacité de Pseudomonas jluorescens à inhiber les champignons
palhogènes de l'igname s'est révélée positive par l'inhibition de la croissance d'Aspergillus
sp., de Rhizopus sp. et de candida sp. Cette importante inhibition, respectivement de l'ordre
79.68±1.23%. 67.34±1.56%, et 67,39±1.48% est similaires à celle obtenue par Louis Ban
Koffi et al. (2015).
Ces auteurs ont montré l'efficacité de cette souche (Pseudomonas jluorescens Fl9) à
inhiber les germes d'altération de la tomate, avec un taux d'inhibition de 77.5%. Cette
importante inhibition s'expliquerait par le fait que Pseudomonas jluorescens aurait agi soit
par mycoparasitisme, qui est une relation trophique qu'établit un microorganisme au
détriment d'un champignon (Bartnicki, 1968) par la production d'enzymes lytiques telles que
la glucanase et la chitinase, soit par induction de résistances ou encore par antibiose.
1
Kouadio dongo césar - Master 2/Managemcnt de la qualité et de la sécurité des aliments/2015-2016 35
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
L'étude relative à la conservation des tubercules et racines, précisément le cas de l'igname
a permis d'isoler les champignons du genre Aspergillus sp., Rhizopus sp. et Candida sp.
Comme agents responsables de l'altération des ignames.
L'aptitude des souches de référence (Pseudomonas fluorescens Fl9. B. subtilis GAL et
Pseudomonas CI) à inhiber la croissance des microorganismes responsables de l'altération de
l'igname a contribué à réduire l'incidence des champignons pathogènes de l'igname. Ces
souches possèdent sans doute des propriétés intrinsèques qui peuvent être utilisées pour la
conservation de nos produits locaux en occurrence l'igname qui a fait I'objet de celle étude
Toutefois Dans la perspective d'approfondir notre étude nous envisageons l'identification
complète dePseudomonas CI au moyen d'outils moléculaires.
Kouadio don go césar - Master 2/Management de la qualité et de la sécurité des alimcnts/2015-2016 36
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12.
Kouadio don go césar - Master 2/Management de ln qualité et de ln sécurité des aliments/2015-2016 47
1 ANNEXE
FICHE D'ENQUÊTE
Date: .
Site : ville/commune/marché : .
Provenance .
I. Identification du consommateur
Nom et prénoms .
Age..... Sexe M D F D Ethnie commune Quartier. .
IL L'activité
Comment avez-vous débuté cette activité?
Héritage LJ gérer pour quelqu'un D fond propre D Quels sont les types de variétés que vous vendez ?
Bètè bètè D Florido D Krenglè D Kponan D autres D Quelle est la durée de conservation des différentes variétés d'igname?
lmois D 3mois D +r. autres .
Quelles sont les causes possibles de pourritures des ignames ?
Les conditions de récoltes D Les conditions de stockages D
Les conditions de transports D Les conditions de de manipulation D
Autres ····························
Modes de conservations des ignames : .
Évaluations des pertes : .
Mode de transport : .
Période de production /commercialisation : .
Période de rupture : .
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