crustacé: Artemia salina

République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université d’Oran Es Sénia

Faculté des Sciences Département de Biologie

Laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale

THESE de

DOCTORAT en BIOLOGIE

USpécialité U: Sciences de l’Environnement

UOption: U Biologie et pollution marines

Présentée par Mme MATALLAH-BOUTIBA Amaria

UThème

Soutenue le / 06/2009 devant la commission d’examination:

2008/2009

Identification des espèces fongiques des eaux marines du littoral occidental algérien et évaluation

de leur potentiel toxinogène vis-à-vis d’un crustacé: Artemia salina .

Président Examinateur Examinateur Examinateur Examinateur Directeur de thèse

Professeur, Univ. Oran Professeur, Univ. Oran Professeur, Univ. Mostaganem Professeur, Univ. Mostaganem M.C., Univ. Tlemcen Professeur, Univ. Oran

M. KIHEL D.J. HENNI A. SELSLET A. RIAZI B. MOUSSA BOUDJEMAA Z. BOUTIBA

Introduction Générale

1

En dépit du rôle fondamental joué par les champignons dans l’équilibre des

écosystèmes côtiers, peu de choses sont connues sur la microflore fongique marine. Ce

déficit en information résulte du fait que ces organismes sont habituellement absents

du débat sur la biodiversité (Norton et al. 1996). Par exemple, les recommandations

de la Convention des Nations-Unies sur la diversité biologique ne font pas mention des

champignons? (ainsi que des algues?), et ce n’est que récemment que l’International

Plant Genetics Research Institute de Rome a reconnu que les plantes cultivées de la

planète ne poussaient pas toutes sur le sol! Pour des raisons principalement

émotionnelles et d’intérêt public, les forêts tropicales et d’autres écosystèmes terrestres

ont été au centre du débat sur la biodiversité. La diversité des habitats marins et d’eau

douce a été négligée, bien que le nombre de phylums de l’océan représente presque le

double de celui sur le continent (Sepkoski, 1995). Ce n’est que récemment que l’on a

réalisé l’abondance et l’importance du groupe des champignons (Thomsen, 1986).

Sur la base des données disponibles, l’émergence du premier phylum des champignons

aurait eu lieu pendant la période du précambrien, il y a 4 Milliards d’années, c'est-à-

dire dans les océans (Barbier et Vandenkoornhuyse, 2006; Vandenkoornhuyse, 2007).

Cette hypothèse remet donc en cause le dogme selon lequel les champignons auraient

une origine, mais aussi, une diversification non marine. Et depuis, la présence de

champignons saprophytes dans le milieu marin est, aujourd’hui, un fait reconnu par la

communauté scientifique. Ainsi, de nombreuses moisissures ont été isolées de l’eau de

mer, des sédiments et des coquillages, suggérant que les océans représentent un vaste

réservoir fongique (Kohlmeyer, 1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et al., 2001

Pang et al., 2004).

Dans les mers et les océans, les champignons ne se sont pas limités seulement à

occuper les habitats de surface, mais ils ont pris le soin et le temps nécessaires pour

conquérir même les biotopes des grandes profondeurs puisqu’une biodiversité

fongique insoupçonnée a été découverte très récemment dans les écosystèmes


2

hydrothermaux profonds. Une collection de souches fongiques issue d'échantillons de

sites hydrothermaux a été obtenue et caractérisée morphologiquement, génétiquement

et physiologiquement. Ces travaux préliminaires ont mis en évidence le caractère

original de plusieurs souches fongiques induisant des études descriptives (Burgau,

2007).

Très récemment, un intérêt particulier de la part des scientifiques dans le monde est

porté aux champignons évoluant en zone côtière et, plus précisément dans les zones

aquacoles. Ces sites conchylicoles correspondent à des écosystèmes particulièrement

riches en matière organique et pourraient être propice à l’implantation des moisissures

et ainsi abriter une microfonge non négligeable potentiellement toxinogène. Et suite

aux nombreux phénomènes de toxicité inexpliquée de coquillages observées au niveau

du littoral français au début des années 1990, le peuplement fongique marin est

tardivement soupçonné être à l’origine de la mortalité massive des coquillages en

1987 sur les côtes Est canadiennes (Brewer et al. 1993), puis le long des côtes

françaises à partir de 1992 jusqu’en 2001 (Amzil et al.1996 ; Landeau, 2001 ; Landeau

et al.2002 ; De Vasson, 2002). En effet, l’ensemble de analyses biologiques effectuées

par le SMAB (Université de Nantes ; France) sur des prélèvements des secteurs

touchés par ces intoxications (au Canada et en France) ont prouvé l’absence totale de

bactéries toxigènes, de phytoplancton, de phytotoxines, et de polluants (métaux et

hydrocarbures), mais incriminent uniquement les micromycètes dans ces phénomènes

de toxicité!

A partir de ce constat, de vastes programmes de recherche ont été développés depuis

le début de l’année 1990 par les chercheurs français et canadiens dans le but

d’identifier la biodiversité fongiques marine le long du littoral et plus particulièrement

dans les zones aquacoles afin d’élucider et d’éradiquer ces phénomènes de toxicité vis-

à-vis des produits conchylicoles et de leurs consommateurs, à savoir l’homme

(Sallenave, 2000; Landreau, 2001 ; Grovel, 2002; Petit et al. 2004; Mohamed

Benkadda, 2006; Poirier et al. 2007 et Eruiz 2007).


3

De notre côté, et dans le cadre d’un accord programme de coopération entre notre

laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale LRSE (Université d’Oran ;

Algérie) et le SMAB (Université de Nantes ; France), un thème de recherche fût lancé

en début de l’année 2005 dont l’objectif principal est la réalisation d’un inventaire

poussé de la microflore fongique évoluant dans des zones côtières pouvant, à l’avenir,

abriter des projets d’implantation de parcs aquacoles, d’une part, et de voir si il

existerait, parmi les souches fongiques recensées, des moisissures qui secrèteraient des

substances toxiques qui peuvent avoir des effets néfastes sur les organismes

aquatiques, en particulier les mollusques bivalves du genre Mytilus, espèce de

coquillage très commune et largement pêchée sur les côtes algériennes. Aussi, ces

toxines fongiques pourraient affecter la santé des personnes qui consomment poissons

et fruits de mer de ces milieux, et également prévenir et éviter les nuisances multiples

pour certaines activités humaines (pêche, aquaculture, tourisme) pouvant se traduire

par un préjudice économique et financier considérable pour notre pays, d’autre part.

Dans le cadre de cette seconde partie de notre recherche seront réalisés des séries de

tests de toxicité afin de déterminer les effets des toxines produites par certains

champignons sur un crustacé aquatique utilisé ici comme modèle expérimental:

Artémia salina.

Notre présent travail est structuré en trois parties qui se répartissent comme suit :

• une première partie

: synthétisant les rappels bibliographiques sur les

Peuplements fongiques avec plus d’informations sur les champignons marins

(définition, systématique, répartition géographique, relations biologiques rôles,

…).

• une deuxième partie : caractérisant en détail la zone ciblée dans cette étude

avec sa position géographique dans le vaste bassin méditerranéen occidental et

des rappels spécifiques concernant le littoral algérien où se localise précisément

notre zone d’étude.


4

• une troisième partie

: portant sur les expérimentations réalisées avec un

descriptif détaillé de la méthodologie utilisée pour le suivi de l’étude, ainsi que

la caractérisation de la zone ciblée dans cette recherche. A ce sujet, on va mettre

à profit toute une prouesse technologique innovante pour l’analyse des

échantillons (techniques de prélèvements, mise en cultures des échantillons,

isolement, identification, conservation et élaboration d’une Mycothèque).

• une quatrième partie :

résumant toutes les données sur la sélection des

espèces fongiques tout en s'attachant à caractériser les effets délétères des

mycotoxines vis-à-vis d’un organisme aquatique utilisé comme modèle

expérimental : le Crustacé Artemia salina.

Données bibliographiques sur les peuplements fongiques

5

Introduction

Comme les plantes, les champignons sont des êtres vivants. Autrefois, on répartissait

les êtres vivants en deux grands règnes : le règne animal et le règne végétal.

Aujourd’hui, on les classe en 6 règnes: Archéobactéries, Bactéries, Protistes,

Champignons, Végétaux, Animaux.

Les champignons ont longtemps été considérés comme des végétaux, plus précisément

des Cryptogames (comprenant les algues, les mousses et les fougères), à la

reproduction "cachée", par opposition aux Phanérogames, ou plantes à fleurs aux

organes reproducteurs bien visibles. Durant la seconde moitié du XXème siècle, le

caractère végétal des champignons est contesté. Les progrès de la biologie moléculaire

confirment que les champignons peuvent constituer un règne à part nommé Mycota ou

Fungi (ou encore règne fongique). Malgré tout, on ne sait pas encore où classer avec

certitude certains groupes très particuliers.

Dans le règne fongique, on distingue 5 divisions:

- Chytridiomycota: ce sont les champignons les plus primitifs. Ils sont aquatiques et

leurs spores possèdent un flagelle.

- Zygomycota: ce sont des champignons à spores non flagellées et possédant des

hyphes coenocytiques (sans cloisons).

- Glomeromycota.

- Ascomycota.

- Basidiomycota.

La systématique ci-dessus est basée sur le guide des Champignons de France et

d'Europe de Régis Courtecuisse (Duhem; 2007). On pense que les organismes

procaryotes (Monera) ont donné naissance aux nombreuses lignées d'eucaryotes.

Parmi ces derniers, ceux qui restent à un niveau unicellulaire ou colonial ou à un

niveau multicellulaire très primitif constituent le règne des Protistes (Protista).

Les trois lignées majeures qui atteignent le niveau multicellulaire, exploitant chacune

des modes de nutrition différent. Le groupe des Champignons (les levures, les

moisissures), intercalé entre le groupe Plantes et le groupe Animaux , sont des

http://www.champis.net/wiki/index.php/Champignons�

http://www.champis.net/wiki/index.php/Classe�




http://www.champis.net/wiki/index.php/Fongique�

http://www.champis.net/wiki/index.php/Fongique�

http://www.champis.net/wiki/index.php/Chytridiomycota�


http://www.champis.net/wiki/index.php/Spores�

http://www.champis.net/wiki/index.php?title=Zygomycota&action=edit&redlink=1�


http://www.champis.net/wiki/index.php/Spores�

http://www.champis.net/wiki/index.php?title=Glomeromycota&action=edit&redlink=1�

http://www.champis.net/wiki/index.php/Ascomycota�

http://www.champis.net/wiki/index.php/Basidiomycota�


http://recherche.fnac.com/ia14944/Bernard-Duhem�


6

organismes hétérotrophes saprophytes ; ils se nourrissent à partir de matière organique

vivante ou en décomposition (Cf. Fig.1 ; Keeton, 1976)..

Figure : 1- Relations entre les êtres Vivants : les Champignons sont intercalés entre le règne végétal et le règne animal (Keeton, 1976).


7

1. Les Champignons. Les champignons sont des organismes eucaryotes filamenteux ou unicellulaires, ne

produisant pas de tissus. Ils ne possèdent aucun pigment assimilateur ; ce qui en fait

des organismes hétérotrophes qui ont donc besoin d'une source de carbone organique

pour se développer. Ce carbone organique ne pouvant provenir que d'autres

organismes vivants, ils vont se développer à leurs dépends (parasitisme), ou en

harmonie (symbiose), ou encore décomposer des substances organiques mortes

(saprophytisme). Dans ce dernier cas, ils possèdent toutes les enzymes nécessaires à la

décomposition de matières organiques, permettant ainsi de dégrader un grand nombre

de substrats. Ils sont, notamment, capables de consommer la cellulose et la lignine et

sont adaptés à l'habitat terrestre, qui leur est très favorable (Bouchet et al, 1989).

Les principales espèces saprophytes sont des moisissures, micromycètes filamenteux

capables de se développer sur divers substrats, qui peuvent être divisées en deux

groupes (Botton et al, 1990):

a/- les moisissures utiles qui interviennent dans de nombreux domaines et, en

particulier, en agroalimentaire. Leur utilisation confère aux produits alimentaires des

propriétés organoleptiques et technologiques recherchées. Elles sont aussi capables de

produire des substances à propriétés intéressantes, pharmacologiques notamment, et

l'exemple le plus connu étant la production de la pénicilline par Penicillium notatum.

b/- les moisissures nuisibles qui, en se développant sur les aliments, vont en

altérer les qualités technologiques, organoleptiques et nutritionnelles. Il s'ensuit alors

des pertes alimentaires qui ont donc des répercussions économiques parfois très

importantes et une incidence non négligeable sur la santé humaine.

De tels champignons peuvent-ils se retrouver en milieu marin ?

1.1 Les champignons marins. La présence de champignons dans la mer est connue depuis longtemps puisque le

premier spécimen décrit a été découvert en 1869 par C. Durieu de Maisonneuve et

Ic.F. Montagne (in Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979). Quelques travaux de la première


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moitié du ème siècle avaient signalé l'existence de champignons saprophytes dans

l'environnement marin (Sparrow, 1934).

Il a fallu attendre 1944 pour que la mycologie marine puisse prendre un véritable envol

avec la parution des travaux de Barghoom et Linder, premier ouvrage descriptif

important présentant un grand nombre d'espèces marines.

1.1.1. Définition.

Définir les champignons marins n'est pas chose simple. Plusieurs définitions ont été

données, évoluant au cours du temps, se basant à la fois sur des critères physiologiques

et/ou écologiques.

En 1959, Gold se basait sur des critères physiologiques en considérant que la salinité

nécessaire pour obtenir un optimum de croissance et la reproduction du champignon

représentait un critère suffisant pour une bonne définition. Kohlmeyer (1963)

considère qu'un champignon est marin s'il est capable de se développer et de se

reproduire en milieu marin. Il exclut alors ceux qui se développent normalement sur

terre et dont des propagules peuvent se retrouver en milieu marin, sans pour autant s'y

être développées. Kohlmeyer et Kohlmeyer affinent cette définition en 1979 et

considèrent qu'il n'est pas possible de définir les champignons marins uniquement sur

des critères physiologiques. Une définition écologique semble plus appropriée. Ainsi,

apparaissent les notions de champignons marins obligatoires et facultatifs :

- Les champignons marins obligatoires sont ceux qui se développent et

sporulent exclusivement dans les environnements marins et les estuaires.

- Les champignons marins facultatifs sont ceux qui, provenant des habitats

terrestres et des milieux aquatiques d'eau douce, sont capables de se développer et

éventuellement de sporuler dans le milieu marin.

Le critère de validité pour qu'un champignon soit considéré comme marin serait sa

faculté de germer dans les conditions marines naturelles. Tant que sa prolifération dans

l'environnement marin n'a pas été démontrée, une souche ne peut pas être qualifiée de

marine.


9

Cette définition reste donc restrictive et les chercheurs ont alors porté toute leur

attention sur les seuls champignons marins obligatoires.

Lors du VIème Symposium international de Mycologie Marine en 1989 (Canada) , la

définition a été rediscutée. Les champignons marins formeraient un groupe beaucoup

plus écologique que taxonomique. II semble qu'une définition trop restrictive ait fait

ignorer bon nombre de champignons pourtant significatifs dans ce milieu (Hughes,

1992). Il faut également considérer l’activité de champignons terrestres adaptés à la

vie marine ou dans les zones côtières. Ainsi, un champignon ne doit pas exclusivement

se développer ou sporuler dans l’environnement marin pour avoir une incidence sur ce

milieu. Un champignon terrestre qui se développe dans la zone côtière peut avoir une

importance biologique considérable dans le milieu marin - par exemple par activité

enzymatique ou parasite (Hughes, 1992) - et jouer donc un rôle notoire bien que trop

souvent négligé.

Plus récemment, Fenical et Jensen (1997) sont revenus sur les critères écologiques et

physiologiques. Ils considèrent que le besoin en sel ne devrait pas être pris en compte

comme critère principal, étant donné les fortes capacités d'adaptation de ces

champignons à tous les milieux. En revanche, la capacité de reproduction en milieu

marin est, pour eux, un critère fondamental.

Nous voyons ici que diverses définitions ont été données pour les champignons

marins. Pour notre part, dans la suite de l'étude, nous considérerons comme «marin»

tout champignon isolé d'un prélèvement provenant du milieu marin et capable de se

développer et de sporuler, au laboratoire, dans des conditions proches de celles

rencontrées dans l'environnement marin.

1.1.2. La Mycologie marine

L'histoire de la Mycologie marine commence par trois faits majeurs :

La description par Desmazières en 1849 de la première espèce de champignon isolée

du milieu marin, Phaeosphira typharum. La découverte des botanistes français Durieu

de Maisonneuve et Montagne en 1869 du premier champignon strictement marin,


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Halottia posidoniae (à l’origine Sphaeria oceanica), et l’isolement de levures à partir

de la mer par Fischer puis Brebeck en 1894 (in Brisou, 1975).

Cependant, cette discipline n’a pris son véritable essor qu’en 1944, suite à la

publication par Barghoorn et Linder d’un document de référence intitulé : « Marine

fungi, their taxonomy and biology » qui traite de plusieurs espèces fongiques présentes

sur le bois en milieu marin (Kohlmeyer, 1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et

al., 2001). Depuis, ont été identifiées des centaines d'espèces de Micromycètes

d'origine marine stricte ou facultative.

1.1.3. Systématique

Comme tous les Micromycètes, les champignons marins sont des organismes

microscopiques eucaryotes pluricellulaires. La taxonomie les situe entre les végétaux

et les animaux (Keeton, 1976). Ils sont hétérotrophes pour la matière organique, qu'ils

se procurent à partir d'autres organismes via d'importants dispositifs enzymatiques.

Leur mode de reproduction est sexué et/ou asexué. La colonie fongique née à partir

d'une spore, qui émet un bourgeon germinatif, se développe en hyphe (structure

cellulaire tubulaire siphonnée ou cloisonnée). Cet hyphe se multiplie en un important

réseau enchevêtré d'autres hyphes pour former le mycélium, d'apparence très variable

et qui envahit le substrat par zones concentriques.

Les champignons de la mer sont définis selon leurs besoins environnementaux et

physiologiques. La définition en vigueur est celle de Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979).

Elle stipule que « les champignons marins obligatoires sont ceux qui ne peuvent

croître et sporuler qu'exclusivement en milieu marin et estuarien. Les champignons

marins facultatifs sont ceux provenant de milieux aquatiques et terrestres, capables de

se développer, et probablement de sporuler, dans le milieu marin » (Fenical et Jensen,

1997).

Bien que la plupart des groupes soient représentés, les Ascomycètes (Ascomycotina,

spores produites dans des sacs, les asques ; la germination des ascospores donne des

filaments cloisonnées) et les champignons mitosporiques (anciennement les

Deutéromycètes, reproduction sexuée inconnue) sont les plus largement présents. Leur

prédominance est probablement due à leur capacité à produire une large palette


11

d’enzymes lignocellulolytiques entraînant la pourriture lente de la matière ligneuse en

mer, et dont les Basidiomycètes sont démunis (Gareth-Jones, 1998 ; Sridhar and

Prasannarai, 2001).

D’après Khudyakova et al. (2000), 98 % des espèces fongiques trouvées dans le milieu

marin sont marines facultatives, représentées surtout par les genres Penicillium,

Aspergillus, Trichoderma, Wardomyces, Chrysosporium et Chaetonium. Objet de

controverse (Miller, 1994 ; Gareth-Jones et al., 2001), le nombre d'espèces de

champignons filamenteux marins est estimé par Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979) à

500. Schaumann (1993) avance le nombre de 6000 espèces, alors que Gareth-Jones

(1997) le limite à 1500. Toujours est-il que ces chiffres sont révisés par la découverte

régulière de nouvelles espèces, et selon que les auteurs considèrent ou non les levures

et les Phycomycètes (champignons caractérisés par un thalle à hyphes non cloisonnés)

(Liberra et Lindequist, 1995). Cependant, la plupart des espèces fongiques marines

(comme celles des profondeurs ou celles qui colonisent les algues tropicales) attendent

encore d’être décrites (Gareth-Jones, 1998).

1.1.4. Répartition géographique et biotope

La biogéographie de la microfonge marine dépend largement de plusieurs paramètres

énuméré ci-après (Kohlmeyer, 1983 ; Cuomo et al., 1995 ; Hyde et al., 1998) :

• La température;

• La salinité;

• La teneur en éléments nutritifs;

• La pression hydrostatique;

• La concentration d’oxygène.

Présents dans toutes les mers et océans, les Micromycètes marins sont répartis sur le

littoral, les plages sablonneuses, les mangroves et les eaux profondes, même dans les

profondeurs abyssales à plus de –5000 m (Brisou, 1975; Kohlmeyer, 1977; Pang et

al., 2004). La microfonge marine des grandes profondeurs reste de ce fait très peu

connue (Liberra et Lindequist, 1995 ; Vishwakiran et al., 2001). Transportées par des

supports inertes ou vivants sur lesquelles elles s’adsorbent, les spores fongiques sont


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véhiculées par les courants marins (Brisou, 1975) et atteignent les 5 zones

mycogéographiques marines à travers le globe terrestre : arctique, tempérée,

subtropicale, tropicale et antarctique (Kohlmeyer, 1983).

Leur répartition et fréquence restent plus constantes au niveau des sédiments, sur le

plancton côtier et de haute mer, dans les Mollusques et intestins de Poissons (Brisou,

1975). Beaucoup de Micromycètes marins vivent sur des algues, bois, feuilles et autres

corps organiques végétaux et animaux en décomposition, boues, sable et corail (Hyde

et al., 1998). Ils sont également présents sur des Mollusques, coquillages, crabes et

éponges, ainsi que dans le tractus gastro-intestinal de Poissons et certaines espèces

sont d’importants pathogènes en milieu marin. D'autres, comme Schizochytrium

aggregatum, sont de plus des réservoirs naturels de virus pathogènes qu'ils

transmettent ainsi à leurs hôtes. D’autres espèces forment des lichens avec des algues

marines sur les rochers côtiers, alors que certaines sont libres et flottent dans le

plancton (Endomycètes) (Solliec, 2004).

1.1.5. Relations biologiques

Les champignons marins vivent aux dépends de substrats organiques, dont ils tirent

l’énergie grâce à un arsenal d’enzymes tout comme leurs homologues terrestres

(Liberra et Lindequist, 1995). On leur connaît des interactions avec les algues marines,

les plantes vasculaires, les Invertébrés, les Poissons et les Mammifères (Stanley,

1992). Les relations biologiques des champignons marins avec le monde vivant sont

de plusieurs types :

a/. Saprotrophes : ils sont activement responsables de la dégradation des

substrats ligneux marins riches en lignocelluloses (cellulose, hémicellulose et lignine)

(Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1995). Ils contribuent également à la dégradation des

cadavres d’animaux marins (Sridhar et Prasannarai, 2001).

b/. Parasites : les mycoses ont un impact important dans l'environnement marin

et agissent comme un facteur naturel limitant de plantes aquatiques, d’algues et

d’animaux (intestins de Poissons et Crustacés). Ils provoquent de sérieuses infections


13

chez les Invertébrés marins, et affectent le développement des oeufs et des larves de

Crustacés.

Les champignons mitosporiques sont les mycopathogènes marins les plus fréquents

(Fusarium sp. chez les Crustacés, Cladosporium sp. chez le poulpe, Phialospora sp.

infections internes chez les Poissons, Icthyphonus sp. Inflammation par enkystement

des muscles de Poissons) (Polglase et al., 1986).

c/. Symbiotes : elles forment un lichen (ex. Chadefaudia corallinarum

s’associe avec l’algue Dermatoliton sp.) ou une mycophycobiose (relation d’intérêt

mutuel entre un champignon et une macroalgue) démontrée par la relation obligatoire

et protectrice pour l’algue entre Turgidosculum complicatum et la macroalgue

Praseola borealis (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979 ; Stanley, 1992 ; Hyde et al.,

1998).

Les champignons marins représentent un maillon important dans les chaînes

alimentaires de l’écosystème marin, et sont eux-mêmes une source de nourriture pour

d’autres organismes marins. Ils colonisent et forment des structures communautaires

sur les substrats vivants et morts, submergés dans la mer (Hughes, 1975; Cuomo et al.,

1995; Liberra et Lindequist, 1995).

Par ailleurs, la survie de ces Micromycètes dans le monde marin, face à la rude

compétition avec d’autres organismes, dépend entièrement de la production de

métabolites secondaires. La dominance de certains genres sur certains substrats marins

s’explique par leur production de molécules fortement bioactives, comme c'est le cas

de Corollospora maritima et Halocyphina villosa (Cuomo et al., 1995 ; Liberra et

Lindequist, 1995). 57% des espèces isolées de la Mer du Japon se sont montrées

bioactives (hémolytiques), notamment des souches de Trichoderma sp. et

d’Aspergillus sp. (Khudyakova et al., 2000) qui se sont également montrés

neurotoxiques vis-à-vis de larves de Diptères (Sallenave, 2000).

1.2. Rôle des champignons en milieu marin.

D'un point de vue biologique, les trois grandes catégories terrestres: parasites,

symbiontes et saprophytes, se retrouvent en milieu marin.


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Ainsi, les champignons peuvent être parasites de végétaux, tels que des algues, ou

d'animaux, les Poissons notamment. C'est le cas en particulier des Saprolégniales,

champignons peu évolués qui ne peuvent se reproduire qu'en milieu aquatique. Ils sont

aussi capables de former des associations symbiotiques lichénoïdes avec des algues. Ils

peuvent enfin vivre en saprophytes et jouer ainsi un rôle important dans la dégradation

des végétaux marins, mais aussi de ceux provenant du milieu terrestre, en particulier

des débris de bois comme l'ont montré Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979) qui ont isolé

de nombreux champignons lignicoles.

D'autres saprophytes, les champignons arénicoles, vivant dans les espaces entre les

grains de sable, sont capables de dégrader la cellulose, les alginates, l'agar, ce dont les

animaux de la faune interstitielle ne sont pas capables. De ce fait, les saprophytes

jouent un rôle important dans la chaîne alimentaire (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979).

Ils participent donc considérablement au renouvellement du matériel et de l'énergie de

leur environnement. Ils sont eux-mêmes utilisés par d'autres organismes marins

comme source nutritive (Liberra et al, 1995).

1.2.1. Les champignons saprotrophes isolés du milieu marin

La microfonge saprotrophe est très répandue dans l’environnement marin et

particulièrement au niveau des sédiments où de nombreux champignons ont été

décrits : lignicoles, kératynicoles, calcicoles.

1.2.1.1. Champignons arénicoles

Les champignons arénicoles occupent une place importante dans l’environnement

marin et jouent un rôle essentiel dans la chaîne alimentaire. En effet, ces organismes se

développant au niveau des sédiments côtiers, dans les interstices des grains de sable et

participent ainsi à la reminéralisation des nutriments présents dans leur environnement.

En effet, du fait de leur fort potentiel enzymatique, les champignons sont capables de

dégrader cellulose, alginates, agar, kératine, substrats calciques. Beaucoup d’espèces

fongiques décrites sont définies comme étant arénicoles. Corollospora maritima se

développe sur les grains de sable en utilisant différents substrats naturels présents dans

son environnement immédiat. C’est un champignon ubiquiste très largement répandu


15

dans les écosystèmes côtiers (Nakagiri, 1999), aussi bien en régions tempérées :

Danemark (Rees, 1979; 1985) , Japon (Tokura, 1982; 1984) qu’en régions tropicales :

Mexique (González, 1998), Floride (Wagner-Merner, 1972). Nakagiri (1999) étudia la

distribution géographique de la microfonge marine sur une période de deux années au

niveau de la côte pacifique japonaise. Il remarqua une distribution géographique et

saisonnière des champignons arénicoles influencée par la température de l’eau :

certaines espèces étant présentes sur tous les sites de la zone d’étude, à chaque saison

comme Corollospora maritima ou Arenariomyces trifurcatus; d’autres uniquement

présentes au Nord ou au Sud de la zone, avaient une distribution géographique qui

variait en fonction des saisons. Ces travaux ont apporté énormément d’informations

sur la distribution de chaque espèce présente sur les côtes à travers le monde.

1.2.1.2. Champignons dégradant les substrats végétaux

Les champignons sont pour la majorité des décomposeurs et leur importance en milieu

marin dépend de leur capacité à dégrader la lignine ou la cellulose (Hyde, 1998).

Ainsi, de nombreux chercheurs ont isolé des champignons décomposant des substrats

naturels (débris de végétaux, d’algues, de bois dérivant ou encore de feuilles, déposés

à chaque marée) confirmant les travaux de Barghoorn et Linder, (1944) avec

l’observation d’espèces lignicoles comme Corollospora maritima, Halosphaeria

quadricornuta, Lulworthia sp.

De nombreux travaux relatifs à la dégradation de substrats végétaux par la microfonge

marine ont été réalisés dans différentes zones géographiques, en régions tempérées et

tropicales montrant une spécifique géographique plus ou moins marquée de certaines

espèces.

Des travaux en zones tempérées ont mis en évidence des champignons caractéristiques

comme Lulworthia sp, Ceriosporopsis halima, Arenariomyces trifurcatus (Koch,

1996; Petersen et Koch, 1997 ; Jones et al., 1999) ont étudié la distribution verticale

des champignons lignicoles sur des poteaux en bois de chêne et de mélèze d’un port de

plaisance du Danemark. Ils ont ainsi montré que certains champignons étaient

caractéristiques de la zone étudiée : immergée (Halosphearia appendiculata),


16

intertidale (Lulworthia fucicola) et émergée (Leptosphearia pelagica) contrairement à

d’autres dont la présence était indépendante de la zone (Cirrenalia macrocephala).

Ces recherches ont également montré une spécificité de substrat de la microfonge

isolée. En effet, les bois durs comme le chêne étaient plus sujets aux colonisations

fongiques que les bois souples comme le mélèze (Koch, 1996; Petersen et Koch 1997;

Jones et al., 1999 ).

Plusieurs recherches sur les mangroves des régions tropicales ont montré le

développement et la présence de champignons au niveau des racines et des branches

collectées. C’est le cas de Leptosphaeria australiensis, Peuconia prolifica, ou

Halosphaeria quadricornuta, qui sont considérés comme des champignons lignicoles

caractéristiques de ces régions (El-Sharouny, 1998). En effet, lors de l’étude de la

microfonge de mangroves de la côte Est Sud-africaine, Steinke et Jones (1993) ont

observé que la majorité des champignons décrits étaient spécifiques des régions

tropicales avec une distribution géographique influencée par les courants océaniques.

Plus récemment, Abdel-Wahab (2005) a montré que la diversité fongique au niveau

de mangroves de la Mer rouge était plus caractéristique de mangroves subtropicales

que tropicales. Il a également été démontré que la richesse spécifique de champignons

variait en fonction des saisons. La diversité fongique observée au niveau des palmiers

d’eau (Nypa fructicans) des mangroves thaïlandaises était plus importante en périodes

humides qu’en périodes sèches (Pilantanapak, 2005).

Les champignons lignicoles occupent une place importante dans l’écosystème que

constituent les mangroves. Kohlmeyer (1995) montra que la colonisation primaire par

la microfonge marine des branches et racines de mangroves était primordiale et

essentielle pour la fixation des larves de bivalves, intervenant dans la détérioration du

bois.

De nombreuses recherches ont porté sur l’écologie des champignons lignicoles; des

travaux publiés par Poonyth et al. (2001) avaient pour objectif l’étude de la


17

colonisation par la microfonge de bois de mangroves immergés dans des zones

intertidales. Cette étude s’est déroulée durant une longue période (78 semaines) et a

démontré une variabilité dans la colonisation temporelle du substrat : se distinguaient

ainsi les champignons présents durant toute la durée de l’étude (Periconia prolifica) et

d’autres se développant au début (Cumulospora maritima), au milieu (Lignicola

laevis) ou en fin d’expérience (Dactylospora haliotrepha).

Ainsi, les champignons marins lignicoles ont une réelle capacité de dégradation de

molécules organiques complexes, telles que la lignine ou la cellulose, capacité

représentant une contribution majeure à la qualité de l’environnement et au maintien

de la biodiversité (Jones, 1998).

1.2.1.3. Champignons dégradant les substrats animaux

Certains champignons présents dans les écosystèmes marins arrivent à se développer

en dégradant la kératine contenue dans certains substrats animaux. Lors de travaux

réalisés en Antarctique (terre Victoria), Del Frate et Caretta (1990) ont isolé de plumes

d’Oiseaux des espèces comme Chrysosporium vernicosum et Phoma herborum. En

1998, Ananda nota la présence de Corollospora angusta au niveau de plumes

accumulées sur les plages sableuses de la côte Ouest de l’Inde, et montra ainsi que des

substrats animaux constitués de kératine pouvaient être potentiellement utilisés par des

champignons marins comme source nutritive. Plus récemment, González et al. (2000)

a isolé des champignons marins de trois plages du Mexique en incubant des

échantillons de sable avec des cheveux d’enfants (technique hair–baiting). Les

champignons les plus fréquemment isolés n’étaient pas spécialement connus comme

décomposeurs de la kératine : Gymnascella dankaliensis étant plutôt une espèce

coprophage et Aspergillus terreus, une moisissure saprotrophe. Arthroderma curreyi,

espèce kératinolytique, était beaucoup moins fréquente dans cette étude. Ces résultats

suggèrent que les champignons présents dans les écosystèmes côtiers arrivent à

coloniser des substrats kératinisés et corroborent ainsi les travaux publiés par Ananda

(1998). Cet auteur observa également des développements fongiques sur des substrats

calcaires : résidus d’exosquelette de crabe, d’arêtes de Poisson et de coquilles. Une

prédominance de champignons arénicoles comme Corollospora maritima ou


18

Corollospora angusta était observée au niveau des arêtes de Poisson. Ces travaux

soulignèrent le fait que cette matière organique, importante en milieu marin, puisse

servir de source nutritive pour la croissance des champignons marins.

D’une manière plus générale, ces résultats montrent la capacité des champignons

marins à exploiter les ressources organiques disponibles dans les substrats animaux.

Les différentes études réalisées en Mycologie marine ont fait ressortir l’importance et

le rôle des champignons au niveau des écosystèmes marins.

1.2.2. Les moisissures terrestres en milieu marin

D’autres saprophytes, les moisissures terrestres, sont fréquemment isolées du milieu

marin (en annexe 2 figurent les moisissures principalement isolées du milieu marin).

Cependant, leur rôle reste encore très discuté et peu reconnu par la communauté

scientifique. En effet, la plupart des scientifiques considèrent que les moisissures ne

sont présentes dans les écosystèmes marins qu’à l’état de spores.

Même si la majorité des travaux ne concerne que des champignons répondant aux

critères proposés par Kohlmeyer (1979), les recherches se poursuivent sur les

moisissures dans le but de prouver qu’elles sont capables de se développer et de jouer

un rôle dans les écosystèmes marins.

Les champignons filamenteux sont connus depuis longtemps en milieu marin, et

plusieurs espèces de moisissures ont été isolées d’eaux côtières hawaiiennes en

utilisant une méthode de culture sur boîte (Wright Steele, 1967). Les écosystèmes

étudiés montraient une abondance et une variation des populations fongiques en

fonction des zones. L’auteur discuta les critères définissant les champignons marins en

évoquant la difficulté de considérer les moisissures comme espèces marines, même si

des études antérieures relataient une meilleure croissance de champignons

filamenteux, d’origine terrestre sur des milieux de culture salés (Gray, 1963).

Des études plus récentes ont été publiées sur les champignons filamenteux. González

et al. ( 1998 ) ont étudié l’abondance et la diversité de la microfonge arénicole de trois

plages mexicaines. Les résultats obtenus ont montré une prédominance de


19

Cladosporium cladosporoïdes, espèce non marine, sur les trois sites. La majorité de la

microfonge présente dans les sédiments intertidaux était constituée de champignons

non marins, en accord avec des travaux antérieurs réalisés au Danemark (Rees, 1985)

et en Espagne (Genilloud, 1994). Les auteurs insistèrent, d’une part, sur le fait que les

moisissures décrites, par influence de facteurs écologiques, pourraient devenir actives

et alors être considérées comme des espèces marines facultatives, et d’autre part, leur

abondance pourrait être liée aux processus de minéralisation et de recyclage des

nutriments.

Une autre étude, relative à la microfonge d’une plage de Rio de Janeiro, (Brésil) de

Moura Sarquis (1996) a révélé la présence de champignons filamenteux dont les

genres prédominants sont Aspergillus, Penicillium et Fusarium.

En 2003, des recensements de champignons filamenteux au niveau de sédiments

estuariens de la région de Cubatão (Etat de Sao Paulo, Brésil) plus ou moins pollués

par des hydrocarbures polycycliques aromatiques ont montré une prédominance

d’Ascomycètes incluant les genre Aspergillus, Cladosporium, Penicillium et

Trichordema (da Silva, 2003). Tous ces travaux sont en adéquation et montrent bien la

relation entre la présence de ces champignons et le processus de dégradation de la

matière organique, quelle soit naturelle ou d’origine industrielle.

Ces similitudes dans des lieux et des prélèvements différents pourraient représenter

ainsi un argument supplémentaire de l’implantation des moisissures en milieu marin.

Néanmoins, la mise en évidence de métabolites fongiques propres aux moisissures du

milieu marin serait la preuve confirmant, d’une part, le développement et, d’autre part,

le rôle de ce groupe écologique.

1.2.3. Champignons marins et activité biologique.

La biologie marine a connu un essor considérable depuis quelques dizaines d'années,

permettant ainsi l'isolement de plus de 6000 composés nouveaux (Davidson, 1995).

Dans un premier temps, les micro-organismes marins avaient été négligés, mais ils

sont désormais considérés comme des sources potentielles de composés


20

biologiquement actifs originaux. Ainsi, les champignons issus de milieu marin en

particulier, font actuellement l'objet de recherches approfondies pour la production de

métabolites secondaires à activité biologique et pharmacologique. Les travaux portent

sur des molécules actives produites tant par des champignons strictement marins, que

par des Micromycètes déjà connus en milieu terrestre; mais qui, dans le cadre de

l'étude, ont été isolés de l'environnement marin et cultivés en milieu marin naturel ou

artificiel (Liberra et al, 1995; Verbist et al, 1998). 178 molécules ont déjà été décrites,

dont 124 pour la première fois. Des structures chimiques diverses et parfois originales,

ainsi que des effets biologiques très variés ont été observés (Verbist et al, 1998). Une

nette prédominance de composés à activité antibactérienne, antifongique et

cytotoxique avait été précédemment soulignée (Liberra et al, 1995). Cependant, sauf

dans quelques cas, il n'est en général pas question, à proprement parler, de

mycotoxines qui sont généralement produites par des moisissures saprophytes.

2. Des moisissures en milieu marin? Il n'existe actuellement que peu d'études générales sur l'isolement de souches

fongiques filamenteuses en milieu marin, les travaux n'ayant concerné que les

champignons qui répondaient à la définition de Kolhmeyer (1979), ce qui ne

représente que quelques centaines d'espèces (Jensen et Fenical, 1997).

D'autres études, de portée moins générale et à visées pharmacologiques, se sont

intéressées à des champignons filamenteux provenant du milieu marin, isolés

d'origines très diverses, allant de la surface d'algues à des intestins de Poissons, comme

le montre le tableau 1.

2.1. Moisissures et mycotoxines

Généralités

Certaines moisissures sont capables de produire des toxines (mycotoxines) qui peuvent

être à l'origine de contamination des aliments et, par voie de conséquence,

responsables d'intoxications humaines ou animales. Du fait de cet impact sur la santé

publique et de ses conséquences économiques, la recherche sur les mycotoxines est

importante et la littérature volumineuse.


21

La définition des mycotoxines la plus couramment admise par la communauté

scientifique est celle de Bennett (1987) :

« Les mycotoxines sont des substances naturelles produites par des champignons

qui entraînent une réponse toxique lorsqu'elles sont administré à faibles doses

par une voie naturelle à l'homme et à l'animal ».

Les mycotoxines sont des métabolites secondaires qui ne sont donc pas synthétisées

tout au long du cycle biologique des champignons, mais surviennent généralement en

fin de croissance active, lorsqu'un ensemble de conditions est réuni (concentration

suffisante de précurseurs, synthèse des enzymes nécessaires en particulier). Elles

peuvent ensuite être excrétées dans le milieu extérieur, et n'appartiennent pas à une

classe chimique définie et sont souvent élaborées en familles de produits. Elles

regroupent donc un ensemble de molécules d'une grande diversité structurale aux

effets biologiques variés (Le Bars et Le Bars, 1988).

Tableau l: Etudes à visées chimiques et pharmacologiques de moisissures

isolées de divers substrats marins Champignon. Origine Activité Référence

Penicillium fellutanum Intestin de

poisson cytotoxique Shigemori et al,1991

Penicillium sp. Algue cytotoxique Numata et al, 1993 Penicillium sp. Algue verte cytotoxique Takahashi et al, 1996 Penicillium sp. Algue cytotoxique Numata et al, 1996 Penicillium sp. Aspergillus sp.

Boue marine - Okutani et al, 1977

Aspergillus fumigatus Marais salants - Tepsic et al, 1997 Aspergillus fumigatus

intestin de poisson

cytotoxique Numata et al, 1992 Takahashi et al, 1995

Apergillus insulicola - - Rohbk et al, 1997 Aspergillus ochraceus Eponge - Abrell et al, 1996 Phoma sp. Carapace de

crabe antagonistes du

PAF Chu et al, 1992

Pithomyces sp. Tuniciés - Wang et al, 1997 Stachybotrys sp. Eau saumâtre antibactérienne

et antifongique Xu et al, 1992

Trichoderma harzianum Eponge - Kobayashi et al, 1993

-: non précisé


22

La production de mycotoxines par les moisissures ou mycotoxinogénèse dépend d'un

certain nombre de facteurs intrinsèques et extrinsèques (Le Bars et Le Bars, 1988) :

a/. Facteurs intrinsèques:

A l'inverse des métabolites primaires, la distribution des mycotoxines n'est pas

universelle, mais limitée à un nombre restreint d'espèces, parfois à une seule espèce,

voire à une seule souche (Le Bars et Le Bars, 1988).

Aussi, la plupart des mycotoxines peuvent être produites par plusieurs espèces de

champignons d'un même genre, par exemple les aflatoxines sont produites par trois

espèces proches d'Aspergillus (A. flavus, A. parasiticus et A. nomius) (Frisvad et

Samson, 1989). D'autres mycotoxines sont produites par des champignons appartenant

à des genres différents. Egalement, la patuline est produite par un grand nombre

d'espèces appartenant aux genres Penicillium, Aspergillus et Paecilomyces (Frisvad et

Samson, 1989).

b/. Facteurs extrinsèques:

Outre des facteurs directement relatifs à l'espèce ou même à la souche, des facteurs

extrinsèques sont hautement impliqués dans la toxinogénèse. En effet, la

mycotoxinogénèse, de même que la croissance des moisissures, est largement

dépendante des facteurs environnementaux avec, pour la mycotoxinogénèse, des

limites généralement plus étroites que pour le développement du champignon (Le Bars

et Le Bars, 1988 ; Frisvad et Samson, 1989).

Il s'agit, tout d'abord, de la disponibilité en eau. Elle est exprimée par l'activité

hydrique, concept chimique défini comme le rapport de la pression partielle de la

vapeur d'eau en équilibre avec le produit testé sur la pression de vapeur d'eau à

saturation dans les mêmes conditions (Tepsic et al, 1997). La toxinogénèse n'a lieu que

pour des activités en eau très nettement supérieures à l'activité minimale permettant la

croissance, et diminue pour des teneurs en eau très élevées, sans doute du fait d'un

manque d'oxygène. Nous pouvons remarquer ici que ce concept relève du milieu

terrestre. Une récente étude (Tepsic et al, 1997) s'est intéressée à ce phénomène, mais

ici pour des souches d'Aspergillus fumigatus issues de marais salants. L'activité en eau

(aw) optimale pour A. fumigatus est normalement comprise entre 0,85 et 0,95. Dans le


23

cas des souches isolées du milieu marin, la production toxinique maximale a été

obtenue pour des activités en eau de 0,976 à 0,984, c'est à dire supérieures à celles

connues. Pour une aw de 0,878, comprise dans l'intervalle théoriquement optimal, la

production de métabolites secondaires était moins importante et d'apparition beaucoup

plus tardive. Cette notion pourrait donc varier pour des souches marines.

La forte adaptabilité des champignons aux conditions salines fait que pour certains

d’entre eux, la salinité peut devenir un facteur limitant, avec un ralentissement de la

croissance lorsque la concentration en sel diminue. De plus, certains champignons ont

montré une complète inhibition de leur développement sur des milieux en eau salée

appauvrie. Une autre forme d’adaptation des champignons aux conditions marines est

la possibilité de maintenir des pressions osmotiques importantes en équilibre en

accumulant des sucres comme le mannitol et l’arabitol dans leurs cellules (Jones,

1988). L’isolement de champignons dans des échantillons d’eau de surface de la mer

Morte (Buchalo, 1998; Kis-Papo, 2001; Kis-Papo, 2003), d’eau salée de marais salants

de la côte Nord adriatique (Gunde-Cimerman, 2001; Butinar, 2005) montre

l’importante capacité d’adaptation de ces microorganismes aux conditions marines

extrêmes.

L’isolement de champignons extrêmophiles au niveau des régions polaires arctiques

(Gunde-Cimerman, 2003) et antarctiques (Del Frate, 1990; Grasso, 1997) montre

également leur fort potentiel d’adaptation aux conditions extrêmes.

Kerzaona et al. (2007), ont étudié l’effet de la salinité d'eau de mer sur l'excrétion de

mycotoxine : la gliotoxine qui peut être accumulée dans la moule bleue (Mytilus

edulis), dans des secteurs de conchyliculture et de croissance des souches marines

Aspergillus fumigatus. Deux souches marines étaient cultivées in vitro sur des milieux

de culture non-salins et salins et ont été comparées à 13 souches terrestres pour

observer les effets de l'eau de mer sur l'excrétion fongique de croissance et de

gliotoxine. Leurs résultats montrent que la salinité d'eau de mer a réduit de manière

significative le taux de croissance de toutes les souches marines et terrestres. La

salinité semble moins affecter l’excrétion de mycotoxine par les souches marines que


24

terrestres. La salinité d'eau de mer semble être un facteur pour la toxicité de ces

espèces dans l'environnement marin.

Anastasia et al. (2008) ont évalué l’effet combiné de la température de l’eau et du pH

sur la production de l'ochratoxine A par d'Aspergillus ochraceus et d'Aspergillus

carbonarius. La production d'OTA a diminué avec l'activité de l'eau, tandis que le

pH ne semble pas avoir d'effet spécifique.

2.2. Quelles moisissures produisent quelles mycotoxines ?

En 1989, Frisvad et Sanson établissaient déjà une liste répertoriant plus de 300

mycotoxines produites par 140 espèces, obtenues à partir de cultures de champignons

au laboratoire. Les principaux genres producteurs de mycotoxines en milieu terrestre

étant Aspergillus, Penicillium et Fusarium, en nombre d'espèces productrices, mais

aussi en nombre de mycotoxines produites. Néanmoins, seulement une vingtaine

d'entre elles ont pu être actuellement mises en évidence dans la nature.

Le tableau 2 présente la liste de ces toxines ainsi que leur type d'activité toxique.

Comme le montre le tableau 2, les mycotoxines connues, trouvées en milieu naturel,

sont produites pour la grande majorité par des souches d'Aspergillus, de Penicillium et

de Fusarium. Elles sont douées d'effets biologiques et toxiques variés. II est difficile

d'affirmer la responsabilité d'une mycotoxine dans une intoxication chez l'Homme. En

effet, les intoxications aiguës sont rares avec ce type de toxines. En revanche, des

phénomènes de toxicité chronique, par accumulation des effets toxiques, ont sans

doute une plus grande incidence sur la santé humaine (Kerzaona et al. 2007).

Ainsi, les mycotoxines dont l'impact est le plus important chez l'Homme sont les

aflatoxines pour lesquelles il existe une vaste littérature (Moreau, 1974, 1978 ;

Boudra, 1994; Parent-Massin et al, 1994; Steyn, 1995; Pittet, 1998; Grovel, 2002 ;

Petie, 2003 ; Petit et al., 2004). L'aflatoxine BI est considérée comme l'un des plus

puissants carcinogènes connus à ce jour, notamment impliquée dans des cancers du

foie (Mc Lean et Dutton, 1995). Les ochratoxines, d'autre part, produites par des

souches d'Aspergillus et de Penicillium sont aussi hautement toxiques pour 1'Homme.

Elles sont impliquées dans divers processus toxiques et sont de plus en plus étudiées.


25

De récentes études rapportent, entre autres, leur responsabilité dans des cas de

néphropathies interstitielles et d'insuffisances rénales chroniques (Fillastre, 1997;

Radic et al, 1997).

Les fumonisines sont également très importantes. Du fait de leur pouvoir carcinogène,

elles sont désormais suspectées d'être responsables de cancers de l'oesophage et du

foie chez les animaux (Gelderblom et al, 1988a; 1988b et 2001; Tolleson et al, 1996).

En ce qui concerne la production de mycotoxines par des souches de moisissures

isolées du milieu marin, quelques travaux signalent la production en laboratoire de

mycotoxines déjà connues en milieu terrestre.

Le genre Aspergillus est tout à fait prépondérant. En effet, des souches isolées de

boues marines ont produit de la gliotoxine (Okutani et al, 1977), toxine produite en

milieu terrestre par des souches d'Aspergillus, de Penicillium, de Gliocladium et même

de Trichoderma. Une autre étude (Tepsic et al, 1997) a permis l'isolement de 40

souches d'Aspergillus fumigatus qui, en culture au laboratoire, ont produit des toxines

trémorgènes, elles aussi connues en milieu terrestre. Enfin, une neurotoxine peu

connue, l'asteltoxine a été produite par une souche marine d'Aspergillus insulicola

(Abrell et al, 1996). A. ochraceus aurait produit de l'acide pénicillique (Rohbk et al,

1997).


26

Tableau 2 : Mycotoxines mises en évidence dans la nature (d'après Moreau, 1974, 1978, Boudra, 1994, Steyn 1995, Parent-Massin et al, 1994

Pittet, 1998, et Grovel, 2002).

Mycotoxines Espèces productrices Effets toxiques Aflatoxines A. jlavus, A.. parasiticus, A. nomius Hépatotoxique, mutagène,

Carcinogène, immunotoxiQue Ochratoxine A A.. ochraceus, A.. aluceus, P.

aurantiogriseum, P. verrucosum, P. viridicatum

Carcinogène, tératogène, néphrotoxique, immunotoxique

Acide kojique A.. flavus, A.. parasiticus Neurotoxique Acide Cyclopiazonique

A. jlavus, A.. parasiticus, P. chrysogenum, P. crustotum, P. griseo.fùlvum, P. hirsutum, P. viridicatum

Neurotoxique

Stérigmatocystine A.. nidulans, A.. versicolor

Mutagène néphrotoxique, hépatotoxique

Patuline A. clavatus, A. terreus, P. claviforme, P. expansum, P. granulatum, P. griseo.fùlvum, P. roqueforti Paecilomyces sp, Byssochlamys nivea,

Neurotoxique

Citrinine P. canescens, P. citrinum, P. claviforme, P. expansum, P. hirsutum, P. viridicatum

Néphrotoxique

Roquefortine P. roqueforti. Neurotoxique Fumonisines F. moniliforme, F prolifèratum Carcinogène Fusarine C F. culmorum, F moniliforme, F

tricinctum, F sporotrichoides Mutagène

Fusarochromanone F. graminearum

Inhibiteur de la croissance des volailles

Zéaralenone F.equiseti, F. culmorum, F. sporotrichoides

Oestrogéniques

Trichothécènes F. graminearum, F. sporotrichoides, F. poae, F. crookwellsense, F. tricinctum, F. acuminatum

Hémorragique, hématotoxique, dermotoxique, troubles gastro intestinaux

Acide ténuazonique Alternaria sp Neurotoxique Alcaloide de l’ergot de seigle

Claviceps purpurea,C. paspali Vasoconstricteur, Neurotoxique

Sporidesmines Pithomyces chartarum Dermotoxique par Ihotosensibilisation

Satratoxines Stachybotrys atra cf Trichothécènes Gliotoxine Aspergillus fumigatus Cytotoxique A. : Aspergillus, C . : Claviceps, P. : Penicillium, F. : Fusarium


27

Une souche de Pithomyces sp., quant à elle, a permis l'isolement de composés proches

de l'austdiol, neurotoxine produite en milieu terrestre par le genre Aspergillus (Wang

et al, 1997). Ces toxines n'appartiennent pas aux mycotoxines majeures connues en

milieu terrestre.

Pourtant la mise en évidence de ces quelques mycotoxines, à partir de souches

d'origine marine, nous permet de penser que les moisissures, présentes en milieu

marin, sont capables de produire des mycotoxines. Néanmoins, à côté des 300

mycotoxines connues en milieu terrestre, le nombre des mycotoxines déjà isolées en

milieu marin reste faible. De plus, aucune toxine n'a encore été mise en évidence dans

ce milieu naturel (Wang et al, 1997).

Steyn (1995) a montré que, pour qu'une mycotoxine soit reconnue comme responsable

d'une intoxication, les conditions suivantes doivent être remplies:

• faire la preuve de la présence de la mycotoxine;

• faire la preuve de l'exposition de l'Homme à cette mycotoxine;

• établir une corrélation entre l'exposition et l'incidence;

• démontrer que les symptômes caractéristiques observés sont reproductibles

lors de l'expérimentation animale;

• démontrer que le mode d'action est le même chez l'Homme et chez le modèle

animal.

Afin de savoir si des moisissures saprophytes se trouvant dans les zones conchylicoles

peuvent représenter un risque potentiel, le premier travail à effectuer est donc de les

isoler pour les recenser avant d'en étudier la production toxinique.

En 2008, un travail très récent de Xiaohong Liu et ses collaborateurs qui ont mis en

évidence de nouveaux composés antitumoraux, d'enzymes, d'antivirus, et d'autres

métabolites bioactifs des mycètes, des bactéries, des actinomycètes, et des

cyanobactéries isolés microorganismes marins. Des références de 390 structures et de

263 citations sont globalement présentées dans cette revue (Xiaohong Liu et al. 2008).

Caractérisation de la zone d’étude

28

1. Présentation de la Méditerranée

La Méditerranée est située entre 30° et 44° Nord, exceptée la Mer Adriatique qui

atteint 46° Nord. C’est une mer presque fermée qui communique avec l’Océan

atlantique par le détroit de Gibraltar, large de 14Km et profond de 286 m. Cette mer

est en relation avec la Mer noire par les Dardanelles et le Détroit du Bosphore (Borsali,

2007).

Traditionnellement, elle comporte deux régions ou Bassins, le Bassin occidental et le

Bassin oriental.

Actuellement la Méditerranée est divisée en trois bassins (cf. Fig. 2).

• Le bassin Algéro- provençal et tyrrhénien, situé à l’Ouest.

• Le bassin Adriatico-Ionien, formé par la Mer adriatique et la Mer Ionienne,

situé au Centre.

• Le bassin Egé-levantin constitué par la mer Egée et le bassin du Levant

à l’Est.

Chaque bassin est subdivisé en plusieurs régions ; et chacune région est caractérisée

par son propre climat, son hydrologie et par diverses autres influences qui s’y ajoutent

(Terbeche, 2007).

La Méditerranée est une mer qui appartient à la zone aride des océans, c'est-à-dire que

les précipitations et les apports des bassins versants ne suffisent pas à compenser les

pertes dues à l’évaporation. Des échanges avec la mer Noire et surtout avec

l’Atlantique permettent de combler ce déficit. L’étroitesse des passages reliant la

Méditerranée et la Mer noire, ainsi que leur faible profondeur, limitent

considérablement les échanges. L’apport principal est û

• un courant sortant situé entre 150 et 300m de profondeur (Méditerranée

Atlantique).

à l’Atlantique (Boutiba et al.,

2003). Les échanges se font à l’aide d’un double courant :

• un courant entrant qui se situe entre la surface et une profondeur de 150m.


29

Figure 2 : Présentation de la Méditerranée (Google Maps, 2008).

1.1. Hydrodynamisme

La circulation générale de la Mer méditerranée est soumise sous l’influence de

plusieurs courants, jets et méandres, ainsi que des tourbillons qui sont des courants

circulaires fermés ou quasi-fermés à de différents diamètres (Lascartos, 1998).

Les masses d’eau du bassin occidental sont bien spécifiques, 83% d’eau d’origine

atlantique passe par le détroit de Gibraltar et 27% provient des apports des grands

fleuves (Borsali, 2007).

Les travaux de Millot (1985-1987) ont signalés l’existence de trois masses d’eau qui

se superposent :

1.1.1. Masses d’eau de surface

C’est une couche superficielle d’une épaisseur de 50 à 200m, dont l’origine est l’eau

atlantique pénètrent par le détroit de Gibraltar quittant les côtes espagnoles pour

rejoindre les côtes algériennes (Boutiba, 1992), où il prend le nom de « Courant

algérien » (Millot, 1985), et dont les propriétés physiques évoluent au fur et à mesure

de son parcours cyclonique dans le bassin. De 36.18 % p.s.u. à Gibraltar, la salinité est


30

croissante pour atteindre 38.04 % p.s.u. à au large de Nice. La quantité de ce flux est

estimée à environ 1 S.V (s verdrup = 1 million de /seconde) (Borsali, 2007).

Ce courrant coule le long des côtes, mais dès 1-2 E°, son caractères instable se

manifeste en formant un puissant Gyre anticyclonique : des anticyclones jusqu’aux

côtes françaises et espagnoles où il prend la dénomination du « Courant liguro–

provençal » (Lascartos, 1998).

Ces masses d’eau provoquent des résurgences d’eaux côtières ou upwelling, qui

quittent la côte vers le bassin algérien qui devient alors réservoir d’eau atlantique et

reviennent parfois vers la côte pour interagir avec le courant (Taupier-Letage et Millot,

1988).

1.1.2. Masses d’eau Levantines Intermédiaire - L.I.W

C’est une couche intermédiaire relativement chaude, 14.22C° à son origine et de

salinité très élevée 38.74 % au détroit de Sicile. Elle s’écoule par ce dernier et

remonte le long des côtes de Sardaigne, ainsi cette eau se refroidie et s’adoucit au fur

et à mesure de son parcours vers le Nord 38.55 % p.s.u. et 13.4C°, où elle occupe

normalement le strate de 200m à 500m de profondeur ; cette couche est riche en sels

nutritifs (Terbeche, 2007).

D’après Millot (1987), les poches de L.I.W rencontrées dans le bassin algérien

ont sans doute été entraînées, là depuis les côtes de Sardaigne par les tourbillons de

moyenne échelle. Il n’existe pas de circulation propre d’Est en Ouest de l’eau

intermédiaire dans le bassin algérien (Taupier-Letage et Millot, 1988).

1.1.3. Masses d’eau profonde

Elle se forme en hiver, dans le Nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin

liguro–provençal), et résulte des plongées d’eaux superficielles et intermédiaires

refroidies sous l’action des phénomènes atmosphériques (vents mistrals et

tramontanes) qui sévissent pendant la saison d’hiver. C’est l’augmentation de sa

densité qui lui permet de plonger et d’occuper ainsi les fonds (Millot, 1987).


31

a). Circulation de l’eau modifiée d’origine atlantique b). Circulation de l’eau levantine intermédiaire

c). Circulation de l’eau méditerranéenne profonde

Figure 3: Circulation hydrologique en Méditerranée occidentale (Millot, 1993)


32

Les eaux présentent une homogénéisation extrême dans tout le bassin méditerranéen

riche en sels nutritifs, assez salèes 38,40‰, de température 12.7 C° et de densité

29.11. Cette couche occupe la totalité du volume restant : au-delà de 500m dans le

bassin occidental et de 700m dans le bassin oriental (Taupier- Letage et Millot, 1988).

1.2. Salinité

La Méditerranée est connue, pour être un bassin de concentration où l’évaporation

excède les apports fluviaux et les précipitations, est donc, responsable d’une baisse de

niveau de la mer estimée à 1 m par an, ce qui implique une mer à bilan négatif

(Boutiba, 1992).

Ce déficit est compensé par un flux entrant d’eau atlantique par le détroit de Gibraltar,

plus légère et plus mobile ayant une salinité de 36,2% p.s.u. (Benzohra., 1993). Les

données de Millot (1985) ont montré d’importantes variations de la salinité entre les

différentes masses d’eau qui se superposent, mais selon Berenger (1955), elle

augmente du détroit de Gibraltar au bassin oriental.

1.3. Température

La température de l’eau de surface est liée étroitement à la température atmosphérique,

et varie en fonction des saisons vu qu’elle résulte des mouvements antagonistes, les

uns d’échauffement, d’autres de refroidissement. Les eaux de la Méditerranée sont

relativement chaudes, selon Berenger (1955) , et d’après cet auteur, au dessus des 400

m, la température ne décroît plus et reste inchangée 12,5 C°. A partir de ce niveau de

profondeur, la Méditerranée se transforme en un véritable réservoir de chaleur

(Pagney, 1994).

1. 4. Mouvement des eaux marines

Le courant à l’origine entre par le détroit de Gibraltar longe le bassin occidental

formant un circuit complet : des côtes algériennes, il continue le long de la côte Nord

de Sicile pour remonter vers le Nord Ouest en suivant les côtes italiennes, se dirige

ensuite vers l’Ouest dans le golfe de Gêne pour finir vers le Sud Ouest sur les côtes

espagnoles (Borsali, 2007).


33

A ce mouvement d’eau, d’importants impacts sur la distribution de nombreux

organismes marins vu sa grande richesse en sels nutritifs (Borsali, 2007).

1.5. Les Houles

Les houles existent au large et au niveau des côtes agissent parfois jusqu’à 200 m de

profondeur. En Méditerranée, la houle est de petite d’amplitude; cependant parfois très

violente dans certains cas extrêmes. Elle peut atteindre 9 mètres (1934 dans le port

d’Alger) ou encore 14 mètres et peut dévaster le littoral (1931, sur la côte de Bizerte)

(in Boutiba,1992).

Leclaire (1972) a étudié les effets des houles le long du littoral algérien, et arriva à

caractériser le régime saisonnier de ces houles avec deux directions principales :

• Une direction W.N.W (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en

moyenne de 8 à 10 secondes.

• Une direction N.N.E (20 – 40 °) dont la majorité se produit pendant l’hiver.

2. La côte algérienne

2.1. Fonctionnement de l'écosystème marin côtier

Ce système est tributaire de l'influence et de l'interaction de deux milieux différents :

le milieu marin du large et le continent. Le long des côtes algériennes, la circulation de

l'eau atlantique (Courant algérien) laisse une empreinte indélébile dans les eaux du

littoral. Elle induit une dynamique côtière assez caractéristique qui assure le

renouvellement des eaux des baies et contribue à la détermination incontestable des

niveaux de fertilité trophique (Grimes et al, 2004).

Quant au milieu continental, son influence dépend de la quantité et de la qualité de ces

rapports. Celles-ci sont elles-mêmes en relation avec les conditions naturelles et

anthropiques des bassins versants de la frange littorale (Grimes et al, 2004).


34

2.2. Circulation des eaux et hydrologie dans le bassin algérien

L'écosystème marin constitue un milieu très complexe : le réservoir aqueux est, en

particulier, un des compartiments les plus difficiles à étudier en raison des fréquentes

et surtout aléatoires fluctuations de ses caractéristiques (Grimes et al, 2004).

Ces études se compliquent davantage lorsque d'autres agents externes viennent

perturber le milieu marin côtier ; ces agents extêrnes sont par exemple les apports

continentaux. Ces apports, souvent excessifs, modifient profondément la composition

physico-chimique des eaux côtières. L'impact de ces apports externes est

particulièrement prononcé lorsque les conditions naturelles (courantologie, ouverture

sur la pleine mer) ne sont pas suffisantes à la dilution et à la dispersion des produits

d'origine continentale (Grimes et al, 2004).

2.3. Etat du milieu et du littoral d’Algérie

En Algérie, la majorité de la population est installée sur le littoral, long d'environ 1200

km; la quasi-totalité des activités socio-économiques est concentrée également sur la

frange côtière où se localisent les grandes agglomérations urbaines : Alger, Oran et

Annaba, ainsi que les grand pôles industriels : Arzew, Bédjaïa et Skikda (Boutiba et

al.2003; Bentis et Bouziani, 2006).

Le réseau hydrographique aboutissant à la mer compte environ 31 Oueds, dont les plus

importants sont les Oueds Cheliff, Soummam, El Harrach, Mazafran, Sebaou, Isser,

Seybouse, Tafna, El Kébir, El Mellah, El Hamiz et Saf Saf. Ce réseau alimente le

milieu marin en apports terrigènes. Ces Oueds constituent des collecteurs de tous les

polluants issus des activités humaines, notamment agricoles et industrielles, et se

jettent en mer (Bentis et Bouziani, 2006).

La frange côtière algérienne subit directement l'influence d'une pression

démographique sans cesse croissante, une concentration industrielle importante, un

trafic maritime et des activités portuaires intenses (Grimes et al, 2004).


35

A tout cela s'ajoute l'apport des bassins versants des plus importants cours d'eau,

drainant vers la mer les eaux usées engendrées par les activités humaines terrestres.

Ces activités engendrent des sources de pollution (Grimes et al, 2004).

2.4. Caractéristiques du littoral oranais

La ville d'Oran, deuxième ville d'Algérie, est située parmi les 120 principales villes

côtières du bassin méditerranéen. Sa façade maritime occupe une portion de 1/3 du

littoral algérien. Elle représente un assez grand bassin, largement ouvert vers la

Méditerranée, et offre un spectacle très diversifié, vu coté mer, d'une côte basse,

sablonneuse, rectiligne et monotone, des secteurs rocheux et des côtes à falaises

(Bouras & Boutiba, 2006).

Le climat de la région d'Oran est de type méditerranéen, chaud en été (35°C

maximum) et doux en hiver (9°C minimum), avec une saison sèche très marquée entre

le mi-juin et la mi-septembre. Ces conditions sont dues à l'alternance de brise de mer

fraîche et humide et de brise de terre chaude et sèche (O.N.M, 2005).

Le littoral oranais est situé dans la partie Nord occidentale de l'Algérie. Il désigne le

territoire compris entre les marais de la Macta à l'Est, les dépressions de la grande

Sebkha d'Oran et les salines d'Arzew au Sud et la Méditerranée au Nord et à l'Ouest

(Gourinard, 1954).

Il s'allonge sur une centaine de kilomètres et présente une largeur moyenne de 20 à 25

km. De la pointe de Mers El Kébir à celle de Fort Lamoune et, sur 7 km, une belle rade

s'insère entre deux reliefs rocheux du littoral oranais, le Djebel Santon, au Nord, et le

pic de l'Aïdour, à l'Est (Gourinard, 1954).

Le littoral oranais est caractérisé par un plateau continental réduit (Boutiba, 1992).

Les côtes sont caractérisées d’importantes plages ouvertes, mais elles sont, en grande

partie, constituée par des reliefs rocheux. Le littoral oranais est bordé de falaises qui

sont localisés notamment au Cap Falcon (Boutiba, 2007).


36

Tableau 3 : Données hydrologiques de la région oranaise. (Belhouari, 2008)

Phénomène

Caractéristiques

Mouvement des masses

d’eau de surface (Modified Atlantic Water : MAW)

Nommé courant algérien, l’épaisseur : 50 à 200m.

L’origine est l’eau atlantique pénétrant par le détroit de Gibraltar (Boutiba, 1992).

Mouvement des masse d’eau intermédiaire

(Leavatine Intermediate Water : LIW)

Occupe la strate de 200 à 500 m de profondeur, entraînée au bassin algérien depuis les côtes de

Sardaigne par les tourbillons de moyenne échelle (Millot, 1985)

Mouvement des masse d’eau profonde

((Mediterranean Deep Water : MDW)

Au-delà de 500 m dans le bassin occidental et de

700m au bassin oriental. Se forme en hiver, dans le nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin liguro-provençal) ; elle résulte des plongées d’eau

superficielle et intermédiaires refroidies sous l’action des phénomènes atmosphériques (Millot,

1985).

Propagation des houles

Deux directions principales (Leclaire, 1972) :

Première direction : W.MW. (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en moyenne de 8

à 10 secondes Deuxième direction N.N.E (20-40°) dont la majorité

se produit pendant l’hiver.

Variation de la salinité

37 % à 20m ; 36,42% entre 20 et 50m ; 36,8 % entre

50 et 100m (Millot, 1985).

Caractéristiques de la zone d’étude


37

Tableau 4 : Données climatiques de la région oranaise.

(Belhouari, 2008)

Paramètres

Caractéristiques

Pluviométrie

L’une des plus faibles de l’Algérie du Nord, varie entre 350 et 400 mm, et peut ne pas dépasser 200 à 250 mm en certaines années sèches. Plus de 60% du total annuel est enregistré pendant la seule saison hivernale (O.N.M, 2007).

Vents

Les vents généraux soufflent depuis le mois d'octobre jusqu'au mois de mai, dans la direction du nord-ouest ; après le mois de mars, cependant, ils varient tantôt du nord à l'ouest. Ces variations sont de courtes durées. Pendant l'été, leur action est subordonnée aux causes locales. Il existe par ailleurs des vents chauds (Sirocco) provenant du Sud et Sud-Ouest, ce sont des vents chauds et secs de 09 à 16 jours par an (Ghodbani, 2001).

Température atmosphérique

En été : la température maximale est 35°C. En hiver : la température minimale est 9°C (O.N.M, 2005 in Terbeche, 2007).

Température de l’eau de surface

Selon Météo Algérie (2007) : Le printemps : elle atteint 17 à 18°C au mois de mai. L’été : elle se situe entre 25 et 26°C au mois d'août. L’automne : en novembre, la température de l'eau de mer est retombée aux alentours des 18 et 19°C. L’hiver : elle se situe autour de 12°C.


38

Tableau 5 : Climatologie de la ville d’Oran (ONM, 2007).

Mois

Température moyenne Précipitation moyenne totale en

(mm)

Nombre de jours moyen de

précipitation

Minimum

Maximum

Janvier 5.1 16.6 43.6 8.7

Février 6.5 17.7 44.4 8.5

Mars 8.1 19.7 35 7.1

Avril 10 21.5 29.6 7.2

Mai 13.2 23.9 27.2 6.9

Juin 16.9 27.7 3.8 2

Juillet 19.4 30.5 1.8 1.3

Août 20.1 31.6 2.7 1.8

Septembre 17.7 29 13.2 3.6

Octobre 14 25.2 55.5 6.6

Novembre 9.5 20.6 55.5 8.4

Décembre 6.7 17.7 45.2 8.8

Les informations climatologiques sont calculées à partir d'une moyenne sur 30 ans de

1976-2005. Le nombre de jours moyen de précipitation = nombre de jours moyen avec

au moins 1 mm de précipitation. La précipitation inclue la pluie et la neige.

Figure 4 : Normales des températures de la ville d’Oran (ONM, 2007).

http://worldweather.wmo.int/�


39

Figure 5 : Normales des précipitations de la ville d’Oran (ONM, 2007).

2.5. Sources de pollution

La frange littorale algérienne subit une grande pression et agression par les activités

humaines liées aux industriels des villes côtières, Oran, Arzew, Ghazaouet, …; et des

grandes agglomérations urbaines qui génèrent une pollution intense caractérisée par les

rejets d’eaux usées. Tous ces déchets se déversent directement dans le milieu marin

entraînant des effets nuisibles en détériorant la qualité de l’eau de mer, provoquant de

grands dommages aux ressources biologiques qui induisent un réel danger pour la

santé humaine. Cette pollution des eaux marines, dans certaines zones côtières atteint

un état critique où il est temps de se pencher, de prendre les mesures nécessaires

(Terbeche, 2007).

A Oran, comme dans la majorité des villes côtières, la mer constitue un milieu

privilégié des eaux usées urbaines et industrielles en l’absence quasi-totale de stations

d’épuration (Bentir, 1996).

Plus de 90 millions de mètres cubes d'eaux usées se déversent annuellement sur les

côtes du littoral d'Oran. Un constat accablant qui renseigne sur l'étendue des dégâts

causés par cette situation sur l'écosystème marin et les réserves halieutiques. Avec un

volume régulier de plus de 7 millions par mois d'eaux usées, c'est tout le littoral qui

est menacé de pollution aggravée et de dégradation écologique marine irréversible (,

2003).


40

Ces chiffres ne cessent d’augmenter suite a la forte pression humaine infligée le long

du littoral, avec environ 1.5 million d’oranais qui résident en permanence sur la côte

et prés de dix fois plus en été avec l’arrivée des vacances. On note de jour en jour, la

réduction catastrophique de la frange côtière de la corniche oranaise. Déjà entre les

Andalouses et Ain El Turck en passant par Cap Falcon, des milieux d’un grand intérêt

écologique, sont totalement transformés ou entièrement détruits par la réalisation

d’ouvrages littoraux et complexes touristiques (Boutiba et al, 2003).

Par ailleurs, Oran, est cité parmi les 120 principales villes côtières du bassin

méditerranéen, qui sont dépourvues de systèmes d’épuration efficace. Ses égouts, où

aboutit la majeure partie des déchets industriels, rejettent à la mer détergents et autres

produits chimiques d’origine ménagère et/ou industrielle. Parmi ces produits,

beaucoup sont très toxiques et inhibent la croissance et la reproduction des organismes

marins. A cela s’ajoutent les déchets solides dont on peut trouver des amoncellements

variés jusque sur les plages les plus éloignées (Maddagh, Cap Blanc, Ain El Turk à

l’ouest, Ain El Franine, Kristel à l’est) (Boutiba et al, 2003).

Toutes ces menaces sont encore plus graves, si l’on considère le fait, trop souvent

occulté ou sous-estimé, que la Méditerranée est une mer pratiquement fermée, dont le

rythme de renouvellement de ses eaux est de l’ordre de 80 ans. Cela signifie que toute

cette durée doit s’écouler pour qu’une goutte d’eau polluée doit être remplacée par une

goutte d’eau pure ) (Boutiba et al, 2003).

En outre, le littoral ouest algérien regroupe quatre grands ports : Oran, Arzew,

Ghazaout et Mostaganem ; ce qui lui confère un trafic maritime important (58000

navires / an passent le long de cette frange transportent 500000 tonnes d’hydrocarbures

et 400000 tonnes de produits chimiques (Taleb et Boutiba, 1996).

D’autre part, et à des fins purement stratégiques, les grands complexes

industriels sont implantés sur les régions littorales induisant des dommages de

l’espace envahi (entrepôts, aires de stockage etc.…) (Saada, 1997). Ainsi, le littoral

ouest algérien n’échappe pas à cette règle qui le sélectionne parmi les zones

écologiquement fragiles en Méditerranée (Fig.6).


41

On peut déjà incriminer deux types de pollution au niveau de la région d’Oran :

• La première étant domestique mais pas des moindres. Sogreah (1998) évalue les

eaux usées domestiques à 69704 m³/jour dont 45% exclusive à la ville d’Oran, ces

eaux atteignent la mer sans traitement préalable û à l’inexistence de stations d’épuration

(Boutiba et al, 2003).

• La seconde est typiquement industrielle, due au fait des rejets de divers produits pour

la plupart dangereux sans traitement spécifique induisant un dysfonctionnement de

l’écosystème marin (Bouderbala, 1997).

La baie d’Oran qui est en parfaite continuité avec le Golfe d’Arzew au large duquel

sillonnent les bateaux de commerce et grands méthaniers chargés de pétrole et de

substances extrêmement toxiques lui confère un statut fragile, menacé par un danger

réel et permanent de pollution accidentelle (Boutiba et al, 1996).

En Algérie, dans 80% des cas, les eaux usées d’origine domestique et/ou industrielle

ne sont pas épurées avant leur rejet en mer ou dans les oueds. Les eaux usées

domestiques représentent prés de 60% des rejets totaux, 30% pour les eaux usées

collectives et 10% pour eaux usées industrielles. Les eaux usées de la ville oranaise

ont présenté en 2001 les charges polluantes suivantes : : 39g/hab/jour ; DCO : 69

g/hab/jour ; MES : 100g/hab/jour (ALG, 2001).

L’étude de l’assainissement des eaux usées de la ville d’Oran et ses régions

limitrophes établie en 1998 dans le cadre de la mission A du Plan Directeur

d’Assainissement et d’Aménagement (PDAA), réalisé par le Bureau d'Etude SOGREAH INGENIERIE (1998) a permis d’évaluer et d’estimer les charges

polluantes des eaux usées rejetées (Tableau 6).


42

Tableau 6 : Rejets d'eaux usées (SOGREAH INGENIERIE, 1998)

1995 2005 2015 % /j % /j % /j

Rejets domestiques et collectifs

52 284 88 18 3448 95 24

4426 94

Rejets industriels 6 933 12 9 584 5 14 845 6

Rejets totaux 59 217 100 193 032 100 259

271 100

Figure 6: Zone écologiquement fragile de la Méditerranée (in Boutiba, 2006)

Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien

44

Introduction

La présence des champignons dans la mer est désormais un fait reconnu, et quelques

études sur la présence des moisissures saprophytes dans les écosystèmes côtiers ont été

publiées (Shaumann, 1993; De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira, 1996; Sallenave –

Namont et al.,1999 et Sallenave, 2000).

A notre tour, nous allons, donc ici essayer de rechercher, s'il existerait des moisissures

dans des prélèvements provenant de divers sites côtiers implantés le long du littoral

occidental algérien (cf. Fig.7).

1. Matériels et méthodes

1.1. Les prélèvements Afin d'étudier la présence de moisissures dans l'environnement marin et, en particulier,

dans les zones d’études (Fig. 7), des prélèvements ont été réalisés et mis en culture. Ils

sont constitués de coquillages sauvages et de matières liquides et solides représentant

leur environnement immédiat, c'est-à-dire de l'eau de mer, ainsi que des sédiments

prélevés à deux niveaux, en surface et à 5cm de profondeur. Afin de différencier ces

deux types de sédiments dans la suite de ce travail, nous les appellerons

respectivement: « sédiments de surface» et « sédiments de profondeur », même si cette

seconde appellation est un peu abusive.

Les coquillages choisis pour cette étude représentent un modèle biologique: la moule

(Mytilus galloprovincialis), coquillage filtreur évoluant au niveau de l’étage interdidal.

Dans chaque lieu de prélèvements sont récoltés, dans la mesure de leur présence, les

types d'échantillons, à savoir :

- l'eau de mer ;

- les sédiments de surface ;

- les sédiments de profondeur (à 5 cm);

- les moules.


45

Ces différents prélèvements permettent de comparer la présence de moisissures pour

une même zone en fonction de la nature de l'échantillon, ou pour un même type

d'échantillon en fonction du lieu.

1.2. Lieux de prélèvements Les prélèvements des échantillons ont été réalisés le long du littoral occidental algérien

comme nous pouvons le voir sur la carte de la zone de prélèvements (Fig. 7).

Cinq lieux de prélèvements ont donc été retenus: certains de ces lieux sont des sites

traditionnels de ramassage des coquillages du fait de la présence de mouillères

naturelles et aussi sur les jetées des ports. Néanmoins, l'ensemble de ces lieux ne fait

l'objet d’aucune surveillance de salubrité des coquillages.

1.3. Description des lieux

Les moules provenant des gisements sauvages ne sont pas contrôlées pour leur

commercialisation; il n'en est pas de même pour celle qui font l'objet d'une pêche

importante à pied, ce qui représente donc un risque non négligeable pour la santé

publique, vu que les fruits de mer sont consommés par une forte population oranaise.

Toutes les stations ont été géoréférencées à l’aide de GPS (Garmin) (Cf.Tableau 7).

Tableau 7 : Stations d’échantillonnage

Site Géoréférencement Zone Caractéristiques

PORT DE MOSTAGANEM

N 36° 02' 285" W 000° 08' 005" Mostaganem Rejets des effluents

urbains et industriels

KRISTEL N 35° 49' 08" W 000° 28' 61" Est d’Oran Zone de référence

PORT D’ORAN N 35° 42' 963’’ W 000° 37' 226’’ Baie d’Oran Rejets des effluents

urbains et industriels

ANDALOUSES N 35° 44' 408’’ W 000° 50' 269’’ Ouest d’Oran Zone touristique

MADAGH N 35°37’ 952’’ W 000° 104' 243’’ Iles Habibas Aire marine protégée


46

1.3.1. Port de Mostaganem :

Le port de Mostaganem (Fig.8) est situé à l’Est du golfe d’Arzew, entre la Pointe de

Salamandre (limite Ouest) et l’embouchure de la rivière d’Ain Sefra (limite Est). Sa

latitude Nord est N 36° 02' 285" et la longitude Ouest est W 000° 08' 005". C’est un

port de pêche et de commerce, dont le linéaire de quai atteint 2 km. La superficie totale

est de 68 ha, dont 60 ha de terre pleine et 2 ha couvert. Il comporte deux bassins, l’un

d’une superficie de 14 ha et le second de 16 ha ; leurs profondeurs s’étendent

respectivement de 6,77 à 8,17 mètres et de 6,95 à 8,22 mètres. Ce port bénéficie d’une

jetée de 1830 mètres.

A quelques centaines de mètres du rivage, un courant sous marin se dirige de la pointe

de Kharouba vers celle de Salamandre et vient longer la jetée à partir de la courbe vers

son extrémité (In Benghali, 2006).

Figure 7 : Sites d’échantillonnage

Algérie

3 2 1

5 4


47

Figure 8: Port de Mostaganem

Durant la saison estivale, considérée comme une station balnéaire par excellence,

Mostaganem accueille un nombre important de touristes qui viennent s’abreuver du

soleil et de la mer sur sa bande côtière qui s’étant de la Mactaâ en passant par les

Sablettes et la Salamandre jusqu’à la frontière avec la wilaya de Chlef. Le manque de

stations d’épuration des eaux usées le long de cette côte, rend le schéma

d’assainissement absolument dramatique, vu que tous les émissaires d’eaux usées en

provenance des différents points de rejet vont, dans tous les cas, se déverser à la mer

sans aucun traitement préalable (in Habbar, 2005).

1.3.2. Le site de Kristel :

l’Est du Port d’Oran, à 18 km, se localise le petit village de Kristel (commune de

Gdyel), à l’abri de la Pointe de l’Aiguille, fait de jardiniers et de pêcheurs (Fig. 9). Cet

emplacement, dont la position géographique est la suivante (latitude Nord : N 35° 49'

08", longitude Ouest : W 000° 28' 61") est constitué de criques, de plages à sables fins

(Sidi Moussa et Tamda), et d’un petit port très pittoresque où l’on y pratique la pêche

artisanale.

Kristel se trouve dans une baie faiblement protégée par le cap Ferrat et le cap Carbon

des vents violents provenant de l’Est et du Nord. Les données satellitaires témoignent


48

que le site est caractérisé par de forts courants provenant de l’Ouest et par un

hydrodynamisme intense et permanent (in Hebbar, 2005).

Figure 9 : Kristel (Pointe de l’Aiguille)

Nous avons choisi le site de Kristel pour la récolte des moules sauvages destinées à

notre expérimentation (Fig. 9). Ce site côtier étant considéré comme une zone de

référence par rapport aux ports d’Oran et Mostaganem du fait de son éloignement des

importantes sources de contamination. Il est à noter également que ce secteur est le

seul au niveau de la baie d’Oran contenant encore des moulières naturelles (Taleb,

2007).

1.3.3. Le port d’Oran :

Le port d’Oran est localisé au milieu d’une baie large de 28km, entourée de falaises. Il

est situé au sein d’une baie qui occupe la partie centrale du littoral oranais et qui

dessine un arc plus au moins régulier depuis le cap Falcon, au Nord-Ouest d’Ain El

Turk, jusqu'à la Pointe de l’Aiguille, à l’Est. Il offre un plan d’eau de 122 hectares

répartis en 8 bassins. C’est un port à vocation industrielle, avec deux darses de

pêcheurs dont le linéaire de quai est de 750m.


49

Les terres pleines du port occupent une superficie de 200 et les magasins

d’entreposages

Le port d’Oran est un port mixte(commercial et de pêche). Il occupe la partie centrale

de la baie d’Oran (Fig. 10). Ce port a une superficie totale de 122 ha et une imposante

digue artificielle de 3300 Km de longueur. Il présente 6 Km de quai avec des tirants

d’eau variant de 7 à 12 mètres. Les coordonnées géographiques de ce port sont :

latitude Nord : N 35° 42' 963", longitude Ouest : W 000° 37' 266". Partant du détroit

de Gibraltar, le port d’Oran est le premier à accès maritime à grande profondeur.

, c’est un véritable centre commercial et industriel (métallurgie,

verrerie, agro-alimentaire, textile,…….).

Selon ALG (2001), les points de rejets les plus importants au niveau du port d’Oran

sont :

Figure 10 : Port d’Oran

• Les émissaires des Genêts à l’Est du port qui reçoivent tous les affluents

domestiques, les ruissellements pluviaux et affluents d’activité industrielle

(artisanales) de la région et de la ville d’Oran (le quartier de Seddikia et le centre

ville).


50

• L’émissaire du Fort Lamoune à l’Ouest du port, haut de 2,70 m et large de 2,50

m ; il reçoit les mêmes affluents de la région ouest, prend son départ au niveau de

l’ADE du ravin de Ras El Ain et se déverse au bas des falaise de Fort Lamoune

(Benghali, 2006).

1.3.4. Les Andalouses

Situé à l’Ouest, environ à 25 km d’Oran, ce site est une large baie semi-circulaire à

côte sableuse à sable fin. C’est une véritable zone touristique très fréquentée en toute

saison (Fig. 11).

De nos jours, les habitations permanentes et les infrastructures touristiques à même le

niveau de la mer ont pris la place des pêcheurs rejetant plusieurs type de déchets dans

la mer, notamment les eaux usées sans aucun traitement préalable.

En amont de ce site côtier, il est à signaler l’expansion des exploitations agricoles

relatives au Plan National du Développement Agricole (PNDA) qui risque de porter

atteinte à l’écosystème marin côtier à travers l’utilisation des pesticides, les engrais et

les produits phytosanitaires qui sont drainés par les ruissellements des eaux pluviales

en saison hivernale ; en plus ‘un important effluent qui charrie les eaux usées du

village d’El Ançor.

Figure 11 : Les Andalouses


51

1.3.4. Le site de Madagh :

Le site de Madagh est considéré comme une zone non impactée puisqu’il est située

loin de la métropole oranaise d’environ 40 km vers l’Ouest et où l’action anthropique

est très peu marquée (Sahnouni, 2006; Kherraz, 2006 ; Mouffok, 2007) (Fig. 12).

La plage de Madagh forme une baie fermée à ses extrémités par deux petits caps

diminuant l’action des vents, et donc l’hydrodynamisme local est faible. De ce fait, la

moindre introduction d’une substance xénobiotique pourrait bouleverser l’équilibre

fragile de ce site référence.

Par ailleurs, la proximité des Iles Habibas, une zone marine qui, très récemment vient

d’être décréter Aire Marine Protégée (MPA) pourrait faire de ce site côtier une station

de référence pour les études comparatives relatives au suivi des impacts de la pollution

au niveau de l’écosystème marin côtier occidental algérien (Boutiba, 2006).

Figure 12 : Madagh


52

1.4. Traitement des échantillons

Les prélèvements ont été effectués, pour l'eau de mer et les sédiments, au moyen de

flacons stériles en plastique afin d'éviter toute contamination extérieure. Les

prélèvements d'eau de mer ont été prélevés dans des flaques résiduelles présentes le

long des secteurs côtiers ciblés et prospectés. Les sédiments sont prélevés à deux

niveaux (en surface et à 5cm de profondeur) et mis dans des flacons stériles, tandis que

les coquillages ont été récoltés à partir de moulières naturelles sans aucune précaution

et mis en sachets de plastique. En effet, pour ce qui est du coquillage, l’étude fongique

ne concerne que la chair de moule qui, pour sa consommation, pourrait représenter un

risque pour la santé de l'Homme. Une décontamination de la coquille est alors

suffisante avant leur ouverture pour éviter les contaminations extérieures. Les

échantillons ont été stockés à 4°C jusqu'à leurs analyses.

Les différents échantillons ainsi récoltés ont alors été mis en culture sur milieu solide

en boîtes de Pétri afin d'isoler les moisissures. Toutes les manipulations ont été

réalisées dans des conditions strictes d'asepsie, sous hotte à flux laminaire (cf. Fig. 12)

Figure 13 : Hôte laminaire


53

1.4.1. Milieu de culture utilisé

Le milieu de culture gélosé choisi pour l'isolement dérive du milieu de Sabouraud par

addition d'eau de mer naturelle pour se rapprocher des conditions marines, non

seulement en ce qui concerne la salinité, mais aussi pour l'ensemble des éléments

qu'elle contient.

Sa composition est la suivante:

Peptone ………………….. Glucose …………………… Agar-agar ………………… Eau de mer stérile …………

Le milieu de culture est stérilisé à l'autoclave à l20°C pendant 20 minutes.

Ce milieu est additionné de chloramphénicol à une concentration de 50 mg /l afin

d'éviter la prolifération bactérienne qui pourrait inhiber ou gêner celle des

champignons.

Pour l'isolement, les cultures ont été faites en boîtes de Pétri en verre de 18 cm de

diamètre, contenant 125 ml de milieu de culture chacune.

1.4.2. Mise en culture des échantillons

Les trois grands types d'échantillons (eau de mer, sédiments et coquillages) ont été

traités de manières différentes (Fig.14).

1.4.2.1. Eau de mer

Pour les échantillons d'eau de mer, deux techniques sont possibles: soit par étalement

direct d'un volume connu (5 ml) d'eau de mer sur la gélose, soit par concentration des

spores par filtration d'un plus grand volume et mise en culture du filtre sur gélose.

Après essai des deux techniques, la première a été retenue et appliquée d'une façon

générale. Elle présente, en effet, l'avantage d'être comparable à la technique utilisée

pour l'ensemencement des sédiments (Sallenave, 2000).

l0g 35g 15g 1l


54

1.4.2.2. Sédiments

Les sédiments (de surface et de profondeur) ont été additionnés de quelques gouttes de

tween 80 permettant de remettre en suspension les spores qui pourraient adhérer aux

grains de sable.

L'ensemble a été agité puis décanté. L'eau interstitielle a alors pu être récupérée par

pipetage et étalée directement sur la gélose comme pour l'eau de mer. Le volume d'eau

interstitielle ensemencé a été limité à 1 ml par boîte (Sallenave, 2000).

1.4.2.3. Coquillages

Avant son ouverture, la coquille a été soigneusement lavée et décontaminée au moyen

d'une gaze stérile imprégnée d'une solution éthanolique à 70%, puis rincée à l'eau

distillée stérile.

Les coquillages ont ensuite été ouverts dans une atmosphère stérile (sous hotte à flux

laminaire ; cf. Fig. 13) et la chair des Mollusques a été récupérée. Celle-ci a, tout

d'abord, été lavée au moyen d'eau de mer stérile afin d'éliminer l'eau intra-valvaire qui

pourrait contenir des spores, puis les chairs ont été broyées dans de l'eau de mer stérile.

Le broyat a ensuite été centrifugé à 2500 tr.min-l pendant 15 min et le surnageant a été

ensemencé sur gélose comme pour les autres types de prélèvements. Comme pour les

sédiments, le volume étalé a été de 1 ml par boîte, étant donné la richesse en spores de

ce type d'échantillon (Mohamed-Benkada 2006).

1.4.3. Incubation

Pour chaque échantillon, deux boîtes ont été ensemencées en parallèle et mises à

incuber à deux températures différentes: 12°C et 27°c. Cette dernière (27°C) est une

température optimale de croissance pour un grand nombre de moisissures,

classiquement utilisée pour les isolements et les cultures de champignons

microscopiques. La température plus basse (12°C) a été choisie afin de se rapprocher

des conditions rencontrées en milieu marin à la période de prélèvement dans les zones

de prélèvements des échantillons étudiés (saison hivernale).


55

1.5. Isolements Au fur et à mesure de leur apparition, les colonies fongiques filamenteuses d'aspect

macroscopique différent ont été isolées et repiquées sur des tubes de gélose en pente

(milieu identique au précédent). Les souches ainsi isolées serviront aux études

ultérieures. Cette démarche n'exclut pas la possibilité d'avoir isolé plusieurs fois la

même espèce, l'aspect macroscopique n'étant pas toujours suffisamment discriminant.

Rappelons ici que nous n'avons pas retenu les colonies de levures qui ne présentaient

que peu d'intérêt dans la recherche de souches fongiques productrices de toxines.

1.6. Identification L'identification des moisissures fait appel aux caractères culturaux et morphologiques.

Les champignons microscopiques présentent une grande variabilité d'ordre

physiologique en fonction des conditions de culture (nature du milieu de culture utilisé

et température d'incubation), mais aussi une grande variabilité génétique. Ce

phénomène de variabilité rend donc l'étape d'identification particulièrement difficile.

Ainsi, dans un premier temps, pour l'étude de la présence et de la diversité fongique en

milieu marin, nous nous sommes limités à l'identification du genre, celle de l'espèce

étant, comme nous venons de le dire, beaucoup plus difficile. Ceci implique que parmi

l'ensemble des souches isolées, plusieurs peuvent correspondre à la même espèce.

Nous pouvons ainsi estimer l'importance des principaux genres en milieu marin.

Dans un second temps, les souches retenues pour leur activité potentiellement

toxinogène feront l'objet d'une étude approfondie et notamment d'une identification

plus poussée.

- Identification morphologique L’identification d’une espèce fongique repose sur l’analyse de critères culturaux

(température et vitesse de croissance, milieux favorables) et morphologiques. Ces

derniers sont constitués des paramètres macroscopiques (aspect des colonies, de leur

revers) et microscopique (aspect du mycélium, des spores, des phialides, des

conidiophores,…) (Cahagnier et Richard-Molard, 1998).


56

1.6.1. Observations macroscopiques

L’aspect des colonies : il représente un critère d’identification. Les champignons

filamenteux forment des colonies duveteuses, laineuses, cotonneuses, veloutées,

poudreuses ou granuleuses. Parfois certaines colonies peuvent avoir une apparence

glabre (l’absence ou pauvreté du mycélium aérien).

Le relief des colonies : il peut être plat ou plissé et la consistance des colonies peut être

variable (molle, friable, élastique ou dure).

La taille des colonies: elle peut-être très variable en fonction des genres fongiques :

petites colonies (Cladosporium) ou au contraire, colonies étendues, envahissantes

(Mucor, Rhizopus).

La couleur des colonies : c’est un élément très important d’identification ; les couleurs

les plus fréquentes sont le blanc, le crème, le jaune, l’orange, le rouge allant jusqu’au

violet ou le bleue, le vert, le brun allant jusqu’au noir. Les pigments peuvent être

localisés au niveau du mycélium (Aspergillus, Penicillium) ou diffuser dans le milieu

de culture (Fusarium) (Botton et al., 1990).

Les structures de fructification

Les observations sur les critères culturaux généraux sont résumé en annexe 2.

: la présence ou l’absence, au centre de la colonie, des

structures de fructification sexuée (cléistothèces) ou asexuée (pycnides) est aussi un

élément important de diagnose (Botton et al., 1990).

1.6.2. Observations microscopiques

L'identification des genres a été réalisée sous microscope soit par observation directe,

soit après culture sur lame.

Par observation directe, nous avons pratiqué la technique du drapeau de Roth qui

utilise un petit morceau de papier adhésif qui, par contact avec la colonie, permet de

prélever une faible quantité de spores, ainsi que des filaments nécessaires à

l'identification. Les colorants utilisés sont le bleu coton et le rouge Congo qui colorent

le mycélium et les parois fongiques et permettent d'augmenter les contrastes et

d'obtenir une meilleure image.


57

Dans certains cas, lorsque l'observation était délicate, nous avons procédé à des

cultures sur lame. Ainsi, une lame est disposée un petit carré de gélose découpé dans

une boîte de milieu préalablement coulée. La souche à identifier est ensemencée sur

les quatre côtés du morceau de gélose qui sera recouvert d'une autre lame. L'ensemble

est placé, légèrement surélevé, dans une boîte de Pétri contenant un peu d'eau distillée

et mis à incuber, tout le matériel utilisé pour cette manipulation étant stérile. Lorsque

les colonies sont suffisamment développées, le morceau de gélose est rejeté, ainsi que

les colonies qui ne laissent alors sur la lame qu'une fine empreinte. Après coloration au

bleu de coton ou au rouge de Congo, les lames peuvent être observées. Le profil ainsi

obtenue par la station d’image (Fig. 15), est généralement de très bonne qualité et

permet une bonne identification. Cependant, c'est une méthode longue qui ne se

justifie pas pour nos identifications courantes se limitant au genre seulement.

Figure 15 : Station d’image

- Critères d’identification microscopique

L’examen microscopique d’une colonie fongique se fait après réalisation d’un

étalement entre lame et lamelle et coloration de la préparation au Bleu Cotton.

Généralement, un examen à l’objectif 40 est suffisant pour mettre en évidence la

plupart des éléments importants de diagnose (Cahagnier et Richard-Mollard, 1998).


58

Le thalle : tous les champignons possèdent un appareil végétatif constitué de filaments

(hyphes) qui, ensemble, forment le thalle filamenteux ou le mycélium ; le thalle peut

être siphonné ou septé :

- Le thalle siphonné, constitué d’éléments tubulaires peu ou pas ramifiés, de diamètre

large et irrégulier (5-15 μm), non cloisonné est caractéristique des Zygomycètes ;

- Le thalle septé ou cloisonné, formé de filaments de diamètre étroit (2-5 μm) et

régulier, divisé par des cloisons en articles unis ou pluricellulaires est caractéristique

des Ascomycètes, Basidiomycètes et Deutéromycètes (Badillet et al., 1987).

- Les spores qui sont le produit de la reproduction asexuée peuvent être endogènes ou

exogènes :

- Les spores endogènes (endospores) sont produites à l’intérieur d’un sac fermé

(sporange), porté par un filament spécialisé (sporangiophore). Ces spores, que l’on

observe par exemple chez les Mucorales, sont libérées par le déchirement de la paroi

de sporange à maturité.

- Les spores exogènes (conidies), retrouvées chez les Ascomycètes, les Basidiomycètes

et les Deutéromycètes, sont formées par bourgeonnement à partir d’une cellule

spécialisée (cellule conidiogène).

L’examen des spores et de leur organisation est une étape importante de

l’identification fongique (Campbell et al., 1996).

1.7. Conservation Les souches ainsi isolées sont conservées pour les études ultérieures et ont permis la

constitution d'une mycothèque. Plusieurs méthodes de conservation sont possibles

(Mohamed-Benkada, 2006):

1.7.1. Méthode de conservation par le froid:

1.7.1.1. La congélation

La congélation à -20°C est un mode de conservation intéressant, en ce sens qu'il

permet de conserver des souches fongiques pendant une longue période, une dizaine

d'années environ.


59

Cette méthode permet, de plus, de conserver l'aspect macroscopique des colonies et de

les repiquer directement. Par contre, en cas de décongélation accidentelle, la

mycothèque non repiquée immédiatement sera perdue, ce qui représente un risque non

négligeable.

1.7.1.2. Conservation à 4°C

La conservation en chambre froide à 4°C présente, elle aussi, l'intérêt de conserver

l'aspect des colonies et de permettre l'utilisation de la souche par repiquage direct.

Cette méthode est, en revanche, assez astreignante, du fait qu'elle nécessite des

repiquages fréquents, tous les 6 mois environ.

1.7.2. Conservation sous une couche d'huile de paraffine

Après ensemencement d'un tube contenant un culot de gélose, lorsque les colonies sont

suffisamment développées, celles-ci sont recouvertes d'une couche d' 1 à 2 cm

d'épaisseur d'huile de paraffine qui les isole du milieu extérieur. Cette technique

permet une conservation très longue, mais nécessite un repiquage préalable avant

réutilisation de la souche.

1.7.3. Conservation dans l'eau distillée.

Un fragment de colonie est prélevé sur une culture en milieu solide et immergé dans

des tubes à hémolyse contenant quelques millilitres d'eau distillée stérile. Comme la

méthode précédente, celle-ci permet une bonne conservation, pendant une période qui,

bien que moins longue, peut cependant durer plusieurs années. Elle nécessite aussi une

étape de repiquage avant que les souches puissent être réutilisées.

1.8. La mycothèque

Après différents essais, nous avons retenu pour les souches de la mycothèque deux

techniques de conservation à 4°C dans la chambre froide, méthode qui permet un accès

direct à la souche, dans l'eau distillée, pour une conservation sûre d'une plus longue

durée.


60

2. Résultats et discussion

Dans le cadre de ce travail de recherche, nos investigations nous ont permis de

répertorier 12 genres de souches fongiques évoluant dans les trois compartiments (eau

de mer, sédiments, et organismes marins : les moules) au niveau du littoral Ouest

algérien.

Nous allons, ci-après, essayé de les décrire successivement et succinctement en nous

basant sur des observations les plus poussées, et l’utilisation des données de la

littérature. Signalons qu’à chaque fois qu’un problème d’identification du genre se

posait à nous, le (ou les cas) sont immédiatement envoyés à l’équipe du SMAB

(Université de Nantes ; France) pour avis, et parfois aux chercheurs du laboratoire de

Cryptogamie du Muséum National d’Histoire Naturelle de Paris, pour confirmation.

2.1. Description illustration des différents genres

2.1.1. Penicillium (Fig. 16) est un de de type appartenant au phylum des ètes. Il

s’agit d’un champignon filamenteux. Ce genre comprend entre 100 et 250 espèces. Ce

sont des champignons pour la plupart très communs dans l’environnement pouvant

être responsables de nombreuses dégradations organiques en décomposition, dans le

sol, le compost, les denrées alimentaires, les céréales. Ils sont présents dans

l'environnement, notamment dans les plantes, les fruits, la poussière, l'air. On trouve

de 1 à 20 par mètre cube. Nous inhalons entre 10 à 30 spores par jour

://www.pasteur.fr/recherche/ .

Ils ont pour habitat le , les denrées alimentaires, les matières organiques en

décomposition, le , les graines, les céréales… Diverses espèces sont cultivées au

niveau industriel pour la fabrication de (Penicillium roquefortii, Penicillium

camembertii), pour la production de étabolites : les de type pénicillines (Penicillium notatum,

Penicillium chrysogenum), l’acide gluconique par (Penicillium purpurogenum), la

griséofulvine (Penicillium griseofulvum). Certaines espèces peuvent en outre produire

de dangereuses (Morar et al. 2006).

http://fr.wikipedia.org/wiki/Genre_(biologie)�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Champignon�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Moisissure�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ascomyc%C3%A8te�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Spore�

http://www.pasteur.fr/recherche/unites/aspergillus/th5-asp-inv.htm�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sol_(p%C3%A9dologie)�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Compost�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fromage�

http://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9tabolite�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Antibiotique�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mycotoxine�


61

Le genre Penicillium compte environ 230 espèces dont une dizaine se rencontre dans

l’habitat naturel.

Figure 16 : Penicillium

a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; b : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; c : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; d: Observation microscopique coloré au rouge Congo x500; e: Observation microscopique coloré au rouge Congo x50 ; f : Observation microscopique coloré au rouge Congo x1000.

e

a

c

b

f

d


62

Penicillium aurantiogriseum, brevicompactum, chrysogenum, citrinum, glabrum

présentent des risques d’allergie. P. commune, corylophilum, expansum, funiculosum,

variabile sont aussi présents dans l’habitat naturel (Guille et al. 2003).

Ce sont des contaminants fréquemment et régulièrement rencontrés dans l’air des

habitations et à l’extérieur.

En général, les espèces se différencient surtout par la couleur des colonies et des

pigments qu’elles sécrètent, l’organisation des structures conidiogènes, la taille et la

forme des conidies et la vitesse de croissance en conditions standardisées

(Caillaud, 2006).

2.1.2. Aspergillus

Le nom Aspergillus est donné à un de imparfaits ( éromycètes).

Les formes parfaites (éléomor phes) de quelques espèces d'Aspergillus sont connues, et

appartiennent à la classe des ètes (ordre des Eurotiales, famille des Trichocomacées pour

plusieurs espèces d'Aspergillus), le stade parfait demeure inconnu.

Les Aspergillus sont des filamenteux, de type , dont la colonie se présente sous

forme duveteuse. Le , hyalin, présente un élium cloisonné portant de nombreux

conidiophores dressés, terminés en vésicule.

Les Aspergillus ont une répartition mondiale (Fig.17).

On répertorie plus de 185 espèces, dont une vingtaine est impliquée dans des

humaines. Le éno me fumigatus a été séquencé. Sa taille est de 30 Mb, possède 11 000

gènes, dont 50% sans fonction connue, ni homologie dans les banques de données

publiques (Bart-Delabesse, 2000).

Les Aspergillus sont très utilisés dans l'industrie -alimentaire et dans l'industrie des

biotechnologie, notamment pour la , la production , la production d'acides

organiques, et la production d'antimicrobiens.



http://fr.wikipedia.org/wiki/Deut%C3%A9romyc%C3%A8tes�

http://fr.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9l%C3%A9omorphe�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ascomyc%C3%A8tes�



http://fr.wikipedia.org/wiki/Thalle�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Myc%C3%A9lium�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pathologie_humaine�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pathologie_humaine�

http://fr.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nome�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Aspergillus_fumigatus�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Agro-alimentaire�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Biotechnologie�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fermentation�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Enzyme�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Antimicrobien�


63

Certaines espèces d'Aspergillus peuvent être pathogènes pour l'Homme ( fumigatus),

les animaux et les plantes. Les provoquées par Aspergillus sont appelées des .

Certaines espèces peuvent aussi produire des comme les (par Aspergillus flavus) ou

(Aspergillus ochraceus, Aspergillus carbonarius). Aspergillus fumigatus peut

produire un grand nombre de composés plus ou moins toxiques (Grovel, 2002).

Le genre Aspergillus compte 250 espèces dont une dizaine se rencontre dans l’habitat

naturel.

A. fumigatus et A. niger sont des aéroallergènes, A. versicolor, A. glaucus et

A.nidulans sont aussi décrits (Dézfoulian, 2005). Les espèces d’Aspergillus se différencient surtout par la couleur des colonies,

l’organisation des têtes conidiennes, la forme et l’ornementation des conidies et

l’éventuelle présence de reproduction sexuée.

.

Figure 17: Aspergillus a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x1000 ; b : Observation microscopique coloré au bleu coton x1000

2.1.3. Cladosporium est un de dont certaines espèces sont parmi les

plus communes des d'intérieur et d'extérieur.

Certaines espèces sont des ènes des végétaux et quelques unes vivent en . Quelques

espèces produisent des spores (ex : spores de 4 à 11 µm de herbarum) qui - à partir

b

a

http://fr.wikipedia.org/wiki/Aspergillus_fumigatus�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mycose�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Aspergillose�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mycotoxine�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Aflatoxine�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ochratoxine�




http://fr.wikipedia.org/wiki/Pathog%C3%A8ne�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Parasite�

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Cladosporium_herbarum&action=edit&redlink=1�


64

d'un certain taux dans l'air (8000 spores/m3/jour et 56000 spores/m3/semaine) - sont

des ènes importants de notre environnement.

Cladosporium cladosporioides

Figure 18 : Cladosporium

a : Observation microscopique x100; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500

Cl. sphaerospermum Penzig

- Colonies vert foncé à noir, spores en chaînes ramifiées, avec une cicatrice à chaque

extrémité (Fig.18).

- Températures de croissance : Minimale : 3-10°C, optimale : 20-28°C.

- Habitat naturel : plantes, air, sol, céréales, textiles.

c

a b

http://fr.wikipedia.org/wiki/Allerg%C3%A8ne�


65

- Surtout détecté dans l’air.

Rôle allergisant de Cladosporium souvent comparé à celui d’Alternaria bien que de

moindre importance (Dézfoulian, 2005). Cladosporium herbarum est aussi

fréquemment rencontré.

Inféodé aux plantes, la présence de Cladosporium est plus saisonnière avec un

maximum en été (Dézfoulian, 2005).

2.1.4. Trichoderma (Fig. 19) est un de champignon ( ) ète de la famille des .

Trichoderma harzianum est un microscopique du genre .

Ce champignon produit des substances qui empêchent le développement d'autres

champignons ènes comme certains . C'est pourquoi, il commence à être utilisé en comme

produit d'origine biologique.

Trichoderma reesei est un filamenteux, mésophile, microscopique du genre ,

découvert pendant la Seconde Guerre mondiale dans le Pacifique Sud en raison de sa

capacité à dégrader les toiles de coton de l’armée américaine. Il a capacité de sécréter

une grande quantité cellulosiques ( ) (Saddler, et al. 1985).

. Afin de percer les mystères de l'activité enzymatique du Trichoderma, son génome a

donc été séquencé par une équipe américaine puis analysé par (Henrissat, 2007).

Il est depuis considéré par les chercheurs comme un modèle de référence pour la

transformation de la cellulose végétale en sucres simples. Ces sucres peuvent ensuite

être facilement transformés, par fermentation, en de type éthano l. Le biocarburant produit

grâce au Trichoderma pourrait être élaboré à partir de déchets agricoles et sylvicoles

d'où beaucoup moins d'interférence et de problèmes avec la filière agro-alimentaire

(Bianchini, 2008).


http://fr.wikipedia.org/wiki/Fungi�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ascomyc%C3%A8te�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Hypocreaceae�


http://fr.wikipedia.org/wiki/Trichoderma�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pathog%C3%A8nes�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fusarium�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Agriculture�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Phytosanitaire�


http://fr.wikipedia.org/wiki/Trichoderma�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Enzymes�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Cellulase�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Biocarburant�

http://fr.wikipedia.org/wiki/%C3%89thanol�


66

Figure 19 : Trichoderma

a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x400 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000.

Trichoderma harzianum Rifai - Colonies vertes, granuleuses. Conidies rondes lisses.

- Températures de croissance :Optimale : 15-30°C, maximale : 30-36°C.

- Habitat naturel : sol, supports cellulosiques, bois en décomposition.

- Métabolites toxiques : Gliotoxine.

Trichoderma viride Pers., à conidies rugueuses se rencontre aussi dans l’habitat sur des

supports ligneux.

2.1.5. Fusarium (Fig. 20) le nom Fusarium est donné à un de imparfaits

( éromycètes). Les formes parfaites (éléomo rphes) de quelques espèces de Fusarium sont connues, et

appartiennent à la classe des ètes (ordre des Hypocréales, famille des Nectriacées, genres

Gibberella, Calonectria, et Nectria). Pour plusieurs espèces de Fusarium, le stade

b

c

a




http://fr.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9l%C3%A9omorphe�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Ascomyc%C3%A8tes�


67

parfait demeure inconnu. Dans ce genre, plusieurs espèces causent une des plantes,

dite « » (Tabuc, 2007).

Fusarium solani (Mart.) Sacc.

- Colonies claires, veloutées, blanches à violacées.

- Conidies de deux types : unicellulaires (microconidies) ellipsoïdes, hyalines et

pluricellulaires (macroconidies) arquées.

- Présence de spores de repos : chlamydospores.

Températures de croissance: Minimale: 3-10°C, optimale: 27-31°C, maximale : 37°C.

- Habitat naturel : plantes, sol, eau, air.

- Se rencontre dans l’air et sur les surfaces.

- Peut entrainer des allergies respiratoires en particulier en milieu rural.

- Cité dans quelques cas de kératites.

D’autres espèces : F. oxysporum et F. culmorum peuvent produire des mycotoxines

(trichothécènes, zéaralenones) (Tabuc, 2007).

Figure 20 : Fusarium

a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000.

b a

http://fr.wikipedia.org/wiki/Phytopathologie�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fusariose�


68

2.1.6. Alternaria Alternaria est le nom d'un de champignons à reproduction asexuée ( éromycètes).

.

Figure 21 : Alternaria

a : Observation microscopique x500; b : Observation microscopique x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; d : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000

Alternaria alternata Fr. Keissler (= Alternaria tenuis Nees)

- Colonies vert foncé à noir, spores pluricellulaires en raquettes avec bec, disposées en

chaînes ramifiées (Fig. 21)

- Températures de croissance :

Minimale : 2-6°C, optimale: 25-28°C, maximale : 31-32°C.

- Habitat naturel : sur plantes, sol, textiles, cartons…

c

a

b

d




69

- Essentiellement dans l’atmosphère de l’habitat et dans l’air extérieur en été.

- Parfois associé à des infections cutanées.

- Aéro-allergène reconnu (Dézfoulian, 2005).

2.1.7. Verticillium (Fig.22) est un genre de de la famille des . Le genre peut

être réparti en trois groupes :

Figure 22: Verticillium

a : Observation microscopique x100 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.

1. Mycopathogènes

2. Entomopathogènes,

a

c b


http://fr.wikipedia.org/wiki/Ascomycota�


70

3. Agents pathogènes des plantes et dont dahliae et albo-atrum qui causent

des maladies de flétrissement (verticilliose ou « flétrissement verticillien »)

économiquement importantes sur le , les , les de terre, les , les , ainsi que les

plantes ligneuses ornementales.

Les symptômes sont semblables à la . La rotation des cultures, l'utilisation de variétés

végétales résistantes et un labourage profond, peuvent être utiles dans le contrôle de la

flétrissure verticillienne (Vigouroux, 1984).

2.1.8. Gliocladium, Hyalohyphomycète.

Colonie à pousse rapide, veloutée à duveteuse, blanche au départ puis devenant rose à

saumon puis vert foncé lorsque les conidies se forment. Les conidiophores sont ramifiés

en forme de pinceaux (Fig.23). Les conidies sont unicellulaires, blanches à vert foncé et à

paroi lisse. Elles restent agglutinées en fausses têtes.

Figure 23 : Gliocladium coloré au bleu de coton x 500

2.1.9. Geotrichum Endomycète de la famille des Dipodascaceae, ayant une

morphologie proche des champignons filamenteux (Link , 1923).

Colonies blanches, levuriformes ou légèrement duveteuses. Les filaments se désarticulent

par schizolyse, en donnant des chaînes d'arthroconidies, unicellulaires, à paroi lisse, de

http://fr.wikipedia.org/wiki/Saprophyte�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Saprophyte�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Verticillium_dahliae�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Verticillium_albo-atrum�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Coton�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Tomate�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Pommes_de_terre�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Aubergine�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Poivron�

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fusariose�


71

forme arrondie à cylindrique et de taille variable (Fig.24). Les arthrospores peuvent

germer mais il ne s'agit pas d'un bourgeonnement (différence avec le genre Trichosporon

où les arthrospores bourgeonnent).

Cosmopolite, répandu dans la nature. Il est retrouvé dans de nombreux aliments, dont les

produits laitiers. Cette espèce entre dans la fabrication de fromages. C'est un saprophyte

du tube digestif de l'Homme et des animaux (Link , 1923).

Figure 24 : Geotrichum

a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.

2.1.10. Pullularia (Fig.25)

Description et croissance

c

a b


72

Aspect des colonies après 21 jours de croissance à 26°C sur milieu Sabouraud (pH

6,5). ’ une espèce à croissance relativement rapide, à thalle est lisse, brun-noirâtre,

recouvert d'une masse visqueuse de spores brun-pâle devenant foncées avec

l'apparition de filaments noirs. On observe des exsudats abondants et noirs; le revers

est noir. Ce champignon possède des conidiophores indifférenciés (ou ayant des

branches latérales courtes). Les hyphes foncés s'épaississent et se segmentent pour

donner des cellules à parois épaisses qui fonctionnent comme des chlamydospores. On

trouve des conidies unicellulaires allongées, incolores de 7-16 x 4-5 μm et parfois des

endoconidies formées dans une cellule intermédiaire puis ensuite relarguées par une

cellule voisine vide. Le pH du milieu est légèrement modifié (pH final 7)

(Subramanian, 1983; Samson et al. 1993)

Biologie

.

Température de croissance entre 2 et 35°C avec un optimum à 25°C. Certaines espèces

sont capables de se développer à des températures inférieures à -5°C (Samson et al.

1993).

Pullularia est une espèce tonophile facultatif qui peut vivre dans des conditions

extrêmes : présence d'azote atmosphérique, beaucoup de lumière, peu d'humidité, à

haute ou faible température.

Si l'humidité est supérieure à 75%, Pullularia peut se développer sur la peinture sans

la détériorer, il s'en sert alors seulement comme support. Par contre, il détériore les

peintures synthétiques et forme des taches très inesthétiques à leur surface

(Subramanian, 1983 ; Botton et al., 1985).


73

Figure 25 : Pullularia coloré au bleu de coton x500

2.1.11. Acremonium strictum W. Gams

- Colonies rosées, muqueuses avec quelques mèches filamenteuses. Spores

unicellulaires, cylindriques, hyalines, groupées en têtes à l’extrémité de cellules

conidiogènes (phialides) (Fig. 26).

- Températures de croissance :Optimale : 20-25°C

- Habitat naturel : sol, végétaux, autres champignons.

- Faible dispersion par l’air ce qui fait qu’on l’isole essentiellement sur les surfaces

- Parfois associé à des pathologies humaines

- Son implication en allergie reste à confirmer.

Autre espèce rencontrée dans des locaux et sur des supports humides : A. murorum

noir olivacé, poudreux (Caillaud, 2006).

2.1.12. Mucor (circinelloides, hiemalis, racemosus) et Rhizopus spp Columelles de formes plus ou moins globuleuses avec ou sans apophyses (Fig. 27).

Températures de croissance :

Minimale : 5 et 25°C, optimale : 20-25°C, maximale : 30 –37°C.

Assez ubiquistes : sol, air, aliments divers…

Mucor circinelloides et Rh. microsporus peuvent avoir des implications pathologiques

et M. racemosus est impliqué dans des cas d’allergie (Caillaud, 2006).

a


74

Figure 26: Acremonium

a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; b : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.

Figure 27 : Mucor

a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x10 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x50.

a b

c

b a


75

2.2. Répartition de la microfonge globale

Le tableau global 8 présente en détail, pour chaque genre, le nombre de souches

isolées, en fonction des lieux, des types de prélèvements et de la température.

L’isolement de 251 souches de champignons filamenteux et l’identification d’une

douzaine de genres différents a pu être réalisée, et dont certains ne correspondent qu'à

une seule souche (cf. Tableau 8). Outre les genres appartenant à l'ordre des Mucorales

pour lesquels nous n'avons pas poursuivi la détermination, les cinq principaux genres

qui englobent à eux seuls environ 80% de la mycothèque sont: Penicillium,

Cladosporium , Aspergillus, Trichoderma et Fusarium. Rappelons que les cinq

genres sont tous des champignons supérieurs, donc à mycélium cloisonné. En

revanche, les Mucorales sont des champignons inférieurs, moins connus que les

précédents pour produire des métabolites secondaires toxiques. C'est pour cette raison

que nous n'avons pas poursuivi leur identification jusqu'au genre.

Sur la figure 28 sont présentés en pourcentage tous les genres de champignons isolés

dans cette présente étude.

L’identification d’une douzaine de genres de champignons différents a pu être

réalisée et ces genres sont, par ordre d’importance : Penicillium (52,2%), Aspergillus

(8%), Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%), Cladosporium (3,5%), Fusarium

(2%), Pullularia (1,2%), Acremonium (0,8%), Alternaria (0,8%), Verticillium

(0.8%), Gliocladium (0.8%), Geotrichum (0.4%). Les espèces non identifiées ou

Mycélium stérile représentent (17.50%).

On remarque nettement que les Penicillium affirment leur suprématie sur le reste avec

52,2%. Par ailleurs, ces résultats nous permettent aussi de définir globalement la

diversité fongique générale le long du littoral Ouest algérien. Néanmoins, pour tenter

de mieux comprendre la répartition de la microfonge Ouest algérienne et son

évolution, nous allons ci-après étudié sa répartition en fonction des lieux, des types de

prélèvement et sa variation saisonnière et son importance, en terme de biodiversité

microfongique, dans les eaux marines algériennes et par extension en zone

méditerranéenne.


76

2.3. Répartition fongique globale en fonction des sites étudiés

Faisons un bref rappel sur les différents prélèvements d’échantillons réalisés au

niveau des sites côtiers ciblés dans cette étude.

Sur le site des Andalouses sont été prélevés des échantillons d’eau de mer, et de

sédiments. Etant donné que ce site correspond à une station balnéaire, il est évident

que les moules, organismes très sensibles et fragiles, ne peuvent y retrouver refuge

dans ces secteurs très perturbés par la fréquentation humaine en toute saison.

Penicillium

Aspergillus Cladosporium

Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria

Verticillium

Gliocladium Geotrichum Mycélium

non identifié

Figure 28 : Répartition de la microfonge globale

52,2%

8%

17,5%

6,3%

5,6%

3,5%

1,2%

0,8%

0,8%

2%

0,8%

0,8%

0,4%


77

Sur le site de Madagh, encore à l’état sauvage a permis d’effectuer tous les types de

prélèvements (eau de mer, sédiments et organismes).

Dans les ports d’Oran et de Mostaganem, les échantillons d’eau de mer ont été extraits

directement des plans d’eau stagnante, et les spécimens de moules prélevés le long des

digues protectrices des enceintes portuaires.

Pour le site de Kristel, considéré ici comme zone de référence (milieu sain), donc

exempt de toute forme de pollution, en raison de son éloignement des concentrations

urbaines, deux types de prélèvements ont été réalisés : l’eau de mer et les moules; les

sédiments étant inexistants en ces lieux.

La comparaison de la répartition de la microfonge en fonction des sites de

prélèvements (Fig. 29) indique nettement la large prédominance des Penicillium au

niveau des sédiments des zones d’études. Cependant, de nombreuses disparités sont

nettement observables en fonction des sites de prélèvements.

A première vue, et en terme quantitatif, c’est au niveau des sites des Andalouses et

Madagh que le plus grand nombre d’isolement de souches a pu être réalisé et où il a

atteint une moyenne de 70-80 souches par site.

A partir des ports des Mostaganem et d’Oran -pris séparément- il a été isolé en

moyenne 40 souches. En revanche, c’est le site de Kristel qui offre l’isolement le plus

faible où un nombre moyen n’excédant pas une dizaine de souches a été relevé.

La grande disparité a été notée dans le nombre d’isolement qui diffère d’un site à un

autre, et s’explique par la structure hydrologique et la nature topographique des

secteurs explorés et à partir desquels ont été recueillis les échantillons à analyser.

Ainsi, et dans un essai comparatif, le nombre moyen important d’isolement de souches

fongiques (70-80 souches) trouvé aux Andalouses et à Madagh résulte du fait que ces

deux sites côtiers sont d’immenses baies cadrées par deux caps et bordées par un

rivage à sables fins où aboutissent un effluent (cf. Fig. 11) drainant une quantité

considérable d’eau riche en matière organique.


78

Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium

Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum

Mycélium

non identifié

Figure 29 : Répartition fongique globale en fonction du site étudié

Nombre moyen de souches

Pourcentage de souches


79

• Au niveau des Andalouses

•

: cet effluent qui se déverse dans la baie n’est autre que

l’oued El Ançor dans lequel la commune rejette directement ses eaux usées

domestiques, en plus des autres rejets en provenance des structures hôtelières

situées en aval tout près de la plage.

Au niveau de Madagh

Dans la même logique, les nombreuses souches fongiques retrouvées dans les

échantillons de moules pêchées des moulières de Madagh, s’explique par le fait que les

Mollusques bivalves (moules), organismes filtreurs par excellence, tamisent

continuellement l’eau de mer pour en puiser le microplancton marin (champignons,

bactéries, microalgues, protozoaires, et larves microscopiques d’Invertébrés….) où

les particules qui s’y retrouvent et dont elles se nourrissent.

: un cours d’eau douce prenant sa source au pied des Monts

de Madagh, et dont les eaux traversent sur plus deux kilomètres des terrains

agricoles, formant le long de son écoulement de grandes retenues d’eau servant

d’abreuvoir à de nombreux Oiseaux marins (Mouettes, Aigrettes, Goélants,…) qui,

au passage, participent à l’enrichissement de ces eaux par leurs déjections, pour

venir enfin se déverser sur la plage puis dans l’eau de mer. La grande quantité de

matériel particulaire inerte (décomposition de cadavres d’animaux, excréments,

engrais azotés,…), cumulés le long de ces deux effluents inondant les sédiments

meubles (sable fin des plages), puis se jetant en mer. Ce matériel organique sous

forme particulaire peut être extrait à partir des sédiments et de l’eau de mer à très

faible concentration par les champignons qui l’assimilent pour accroître leur

nombre. C’est ce qui explique, a notre avis, le pullulement important de la

microfonge au niveau des sites des Andalouses et Madagh.

Un autre fait naturel pouvant étayer, encore plus, la forte présence de la microfonge

dans les deux sites précédents, c’est surtout le confinement hydrodynamique qui règne

en ces lieux où le renouvellement des eaux marines est faible dans ces deux baies

protégées à mode hydrologique calme permettant ainsi une forte accumulation de


80

nutriments, véritable source alimentaire très favorable pour la prolifération du

peuplement fongique dans cette zone littorale.

• A proximité des zones portuaires d’Oran et de Mostaganem existe des rejets

d’eaux usées domestiques en provenance des égouts de ces deux métropoles : pour

Oran (rejets de Fort Lamoune à l’Ouest et rejets de Cueva d’El Awa à l’Est), et

pour Mostaganem (nombreux égouts aboutissent directement au niveau du port).

Ces eaux usées drainent une multitude de substances organiques servant de masse

nutritive pour de nombreux microoganismes, en particulier, la microfonge

saprophyte découverte dans ces structures portuaires à eaux stagnantes polluées.

• La moulière de la Pointe de l’Aiguille (site de Kristel), à partir de laquelle a été

l’échantillonnage de moules, est caractérisé par un hydrodynamisme à forte

énergie induisant un renouvellement intense des eaux à ce niveau. Le mode battu

contribue énergiquement à la dispersion des matières organiques le rendant

oligotrophe et donc en faveur de la présence de microorganismes (champignons,

bactéries..) et les micropolluants. La structure hydrologique de ce site non abrité ne

permettant pas l’implantation de la micofonge en ces lieux et vraisemblablement la

seule l’explication possible du faible pullulement observé sur le site de Kristel.

Pour l’aspect biodiversité fongique des sites explorés, nous résumons l’essentiel des

résultats ci-dessous :

La microfonge évoluant au niveau des sites des Andalouses et de Madagh est

sensiblement identique. En raison de son caractère touristique, massivement fréquenté

en saison estivale, le site des Andalouses devait refléter une eau marine de bonne

qualité et d’une plage à sable fins propres. Mais, il n’en est rien de cela puisque c’est

au niveau de cette zone où un plus grand nombre de souches fongiques a été dénombré

avec la présence de 10 genres de champignons : Penicillium, Aspergillus,

Cladosporium, Muccorales, Trichoderma, Fusarium, Pullularia, Acremonium,

Alternaria, et Geotrichum, Seuls les genres Verticillium et Gliocladium sont

inexistants.


81

A Madagh, l’important nombre de souches fongiques répertoriées, sensiblement

équivalent à celui des Andalouses, comporte également 10 genres de champignons,

dont 8 sont identiques et donc signalés sur le site touristique (Andalouses). Cependant,

les genres Alternaria et Geotrichum sont absents.

Dans les eaux portuaires oranaises et mostaganémoises, 5 genres de champignons

seulement ont été inventoriés. Il s’agit de Penicillium, Aspergillus, Cladosporium,

Muccorales et Trichoderma.

Au niveau de la Pointe de l’Aiguille de Kristel, uniquement 2 genres de champignons

ont été recensés : Penicillium et Aspergillus.

A partir de ces données globales, on notera que la diversité de la microfonge recensée

au niveau des sites côtiers est majoritairement en faveur des Penicillium et de moindre

importance pour Aspergillus; ce qui met en évidence certaines caractéristiques propres

à chaque site, et où Penicillium avec 50% de présence dans tous les prélèvements

apparait comme la souche fongique la plus abondante.

Qu’en est-il des saisons?

2.4. Répartition fongique en fonction de la température

La figure 30 nous renseigne sur la variation de la répartition fongique en fonction des

deux températures étudiées, 12 C° et 27 C°. Il est très intéressant de noter que

globalement, le nombre moyen de souches isolées est plus important durant les

saisons hivernale (12 C°) qu’estivale (27 C°). L’hiver pourrait ainsi correspondre à une

augmentation importante du nombre de champignons isolés par rapport à l’été, et où le

paramètre température apparait comme facteur limitant. Pour confirmer ce constat, une

comparaison saisonnière globale sur plusieurs années est nécessaire.

Pour notre travail, seules les saisons hivernale et estivale ont été prises en

considération. Pour ces deux périodes, de légères fluctuations entre l’été et l’hiver sont

observables au niveau de la répartition fongique (cf. Fig. 30). Mis à part les

Penicillium, prépondérants quelque soit la saison considérée (50% de la microfonge),

d’autres genres sont présents, mais avec une variabilité d’une saison à une autre. Par

exemple, les Cladosporium et les Mucorales ont été généralement plus isolés en saison


82

hivernale qu’en saison estivale. Par contre, Trichoderma et Pullularia semblent plus

isolés en été qu’en hiver.

Ces variations sont observées pour des champignons largement répandus dans ces

écosystèmes côtiers. Cependant, pour des moisissures plus faiblement isolées tels que

Fusarium, Acremonium, Alternaria, Verticillium, Gliocladium et Geotrichum, aucune

différence n’est relevée.

Figure 30 : Répartition fongique globale en fonction de la température

0 20 40 60 80 100 120 140 160

0% 20% 40% 60% 80% 100%



Mycélium

non identifié



Eté 27 C°

Hiver 12C°

Eté 27 C°

Hiver 12C°


83

Tous les sites pris en considération dans cette étude montrent globalement une

variation saisonnière de leur microfonge (Fig. 31 et 32). Parmi ces sites, ceux de,

Kristel et du port de Mostaganem au niveau desquels le nombre moyen de souches

isolées est minimal en été, contrairement aux Andalouses, Madagh et le port d’Oran

où le minimum de souches isolées se situe en période hivernale. Toutefois, les

Penicillium restent les champignons les plus isolés, quelque soit la saison, excepté aux

Andalouses et Madagh où leur nombre diminue en été au profit des autres genres.

Kristel est le site présentant la microfonge la moins diversifiée, avec trois genres isolés

en été et deux genres seulement en hiver. Il s’agit également du site le moins abondant

en souches. Rappelons que ce site est exempt de toute pollution en raison de son

éloignement des grandes agglomérations, d’une part, et qu’un fort hydrodynamisme y

existe en permanence, d’autre part. Cependant, malgré ces grands obstacles au

développement de la microfonge, les Penicillium, sont toujours présents dans tous les

isolements.

Dans l’ensemble, les résultats ont montré que la microfonge était caractéristique des

sites étudiés. Maintenant, on peut se poser la question si les types de prélèvement

influent-ils sur la variation de la microfonge?


84

Figure 31 : Répartition fongique en fonction de la température 12°C



Mycélium

non identifié




85

Figure 32 : Répartition fongique en fonction de la température 27°C

Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma

Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium

Geotrichum Mycélium

non identifié




86

2.5. Répartition fongique en fonction des types de prélèvement

2.5.1. L'eau de mer

La figure 33 montre que l’isolement de l’eau de mer donne une concentration la plus

faible en souches dans toutes les localités étudiées excepté au niveau du port d’Oran

où la répartition n’est pas très différente selon les deux températures d’étude (l2°C ;

27°C), avec une prédominance du genre Penicillium, et ceci pour l’ensemble des sites

d’échantillonnages, révélant par là que ce champignon est résistant aux conditions

hostiles du milieu marin ( variation de température, de salinité et présence d’une

oligotrophie).

A 27°C, le genre le plus représenté est le genre Penicillium, tandis qu'à l2°C, sa

proportion diminue fortement, laissant la place à Cladosporium et surtout, pour une

part importante, à des souches ne produisant que du mycélium stérile sur le milieu de

culture, donc non identifiées.

2.5.2. Les moules

La figure 34 présente le nombre moyen de souches isolées selon les différents types

d'échantillons à 12°C et 27°C.

Les enceintes portuaires d’Oran et de Mostaganem représentent les lieux de

prélèvements les plus intéressants, en terme quantitatif, puisque ce sont les deux sites

au niveau desquels a été identifié le plus grand nombre de souches fongiques. Ceci

s’explique par le fait que ces deux ports sont très impactés et reflétant ainsi, un bon

indice de pollution à comparer aux secteurs côtiers de Kristel et de Madagh, sites

restés encore à l’état sauvage, puisque tous deux sont très éloignés des fortes pressions

anthropiqaues.

Plusieurs souches de Penicillium sont isolées de l’ensemble des sites ciblés. Aussi,

les genres Aspergillus, Cladosporium, Muccorales et Trichoderma ont également été

observés.


87

Penicillium Cladosporium

Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia

Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium

non identifié

Figure 33 : Répartition fongique en fonction du type de prélèvement: Eau de mer




88

Penicillium Cladosporium Aspergillus

Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria

Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium

non identifié

Figure 34: Répartition fongique en fonction du type de prélèvement: Moules




89

2.5.3. Les sédiments

Rappelons que deux types de prélèvements ont été réalisée pour le compartiment

sédiments : en surface et à 5 cm de profondeur.

La Figure 35 permet de mettre en évidence que la microfonge est, en général,

identique à celle observée dans les échantillons de sédiments de surface et de

profondeur des sites des Andalouses et de Madagh.

Des points communs apparaissent au niveau des deux types de prélèvements :

• Le genre Penicillium prédomine dans l’ensemble des échantillons analysés;

• Le nombre moyen de colonies appartenant au genre Aspergillus, Trichoderma

est signalé en surface et en profondeur.

• Les différences les plus intéressantes portent sur la présence des genres suivants

uniquement dans les sédiments: Fusarium, Acremonium, Pullularia,

Alternaria, Verticillium, Gliocladium et Geotrichum, avec les précisions

suivantes : Gliocladium n’est observé qu’en profondeur à Madagh ; comme

d’ailleurs Alternaria aux Andalouses et que Geotrichum (un seul échantillon)

est répertorié en surface sur le site des Andalouses.

• Les genres Verticillium et Acremonium sont présents seulement dans les

sédiments de profondeur, et que les sédiments des Andalouses sont les plus

riches en souches fongiques par rapport à ceux de Madagh, en raison de la

forte charge de matière organique charriée par l’effluent d’El Ançor qui se

déverse directement sur le rivage de la baie des Andalouses.

Le tableau 9, relatif au recensement détaillé des diverses souches mycoflorales pour

les trois types de prélèvement, met en exergue la richesse fongique des sédiments avec

un fort pourcentage (53,4 %), valeur qui le place au premier rang, en termes

quantitatif et qualitatif, par rapport aux deux autres compartiments, qui avec des

pourcentages relativement faibles positionnent les moules (30,6%) au deuxième rang

et l’eau de mer (16%) au dernier rang.


90

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Madagh

Andalouses

Mdagh

Andalouses

Séd

imen

ts s

urfa

ceS

édim

ents

5 c

m

Figure 35: Répartition fongique en fonction du type de prélèvement : Sédiments



Sédi

men

ts 5

cm


Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium

non identifié

Sédi

men

ts 5

cm

Sédi

men

ts su

rfac

e Sé

dim

ents

surf

ace


91

2.6. Importance de la biodiversité mycoflorale des côtes Ouest

algériennes. L’importance de la biodiversité fongique des zones côtières Ouest algériennes ne peut

être mesurée que si celle-ci pourrait être comparée aux travaux sur la microfonge des

écosystèmes littoraux réalisés dans d’autres régions à travers le monde.

Dans ce cadre, peu de recherche a été consacré à la connaissance de la diversité

mycoflorale marine et la littérature , à ce sujet, n’indique que quelques études

générales sur l’isolement de souches fongiques filamenteuses en milieu marin, les

travaux n’ayant concerné que les champignons qui répondaient à la définition de

Kohlmeyer (1979) ; ce qui ne représente que quelques centaines d'espèces (Jensen et

Fenical, 1997).

Parmi les travaux digne d’intérêt et pouvant avoir un rapport direct avec notre domaine

d’investigations, citons ceux de :

• (Shaumann, 1993) qui a relaté la présence de moisissures dans l’eau de mer,

les sédiments et l’air environnant en Mer du Nord et en Atlantique Nord.

Les prélèvements ont été réalisés en haute mer, à différentes profondeurs qui vont de

la zone sublittorale (profondeur < 200 m) à des zones abyssales (profondeur> 1000 m).

L'identification des souches isolées s'est, ici, limitée au genre. Globalement, les

résultats obtenus, par ordre décroissant d'importance, sont: Penicillium, Ulocladium,

Scopulariopsis, Cladosporium, Trichoderma, Paecilomyces, Fusarium et Acremonium.

Il ressort dans tous les cas une très nette prédominance du genre Penicillium qui est un

des rares à être présents dans tous les types d'échantillons et à toutes les profondeurs.

Le genre Ulocladium, qui arrive en deuxième position, n'a, lui, été isolé que dans un

seul site, mais sa présence y était extrêmement importante, lui faisant ainsi prendre une

deuxième place quelque peu «artificielle» dans les statistiques globales. La

comparaison de la flore fongique à différentes profondeurs a permis de discerner les

genres présents à tous les niveaux (Acremonium, Aspergillus, Penicillium,

Scopulariopsis, Trichoderma et Verticillium) de ceux présents uniquement à faible

profondeur (Mucor, Alternaria, Chrysoporium, Cylindrocadron, Doratomyces,

Fusarium, Gliomatix et Humicola).


92

• Sallenave – Namont et al. (1999) et Sallenave (2000) ont pu identifier une

douzaine de genres différents dont certains ne correspondent qu'à une seule souche.

Outre ceux appartenant à l'ordre des mucorales dont ils n’ont pas poursuivi

l'identification, les quatre principaux genres qui représentent à eux seuls 68% de la

mycothèque sont: Penicillium (47%), Trichoderma (10%), C/adosporium (6%) et

Aspergillus (5%). Pour les auteurs su-cités, ces quatre genres sont tous des

champignons supérieurs, donc à mycélium cloisonné. Par contre, les mucorales sont

des champignons inférieurs, moins connus que les précédents pour produire des

métabolites secondaires toxiques. C'est pourquoi ils n'avaient pas poursuivi leur

identification jusqu'au genre.

Stachybotrys, Fusarium, Verticillium, Paecilomyces, Acremonium Alternaria

Dematiéeset et Mucorales.

• De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira (1996) ont déterminé la mycoflore

des plages brésiliennes. Dans cette étude, des échantillons de sable provenant de quatre

points différents de la côte brésilienne ont donné, après culture, de nombreuses

souches de champignons filamenteux dont 1/5 a été identifié, révélant la présence de

34 genres et 170 espèces. Les genres principalement représentés sont, par ordre

décroissant d'importance: Aspergillus (30,4%), Penicillium (16,0%), Fusarium

(12,6%), Trichoderma (6,4%), Paecilomyces (3,7%), Cladosporium (3,1%) et

Acremonium (1,0%).

Ainsi, ces auteurs concluent que le sable côtier représente un vaste réservoir fongique.

Le rôle des champignons marins y est peu connu, mais leur présence pourrait avoir une

importance non négligeable pour les animaux, les plantes et les écosystèmes marins.

• Ruiz (2007) reprenant une même étude que celle de Sallenave (2000) au

niveau de la Loire du Croisic en (Atlantique Nord) a pu identifier 13 genres cités par

ordre d’importance. Les principaux champignons isolés au cours de cette étude

appartiennent aux genres Penicillium (45%), Aspergillus (13%), Trichoderma (9%),

Talaromyces (8%), Muccorale (6%), Cladosporium (4%), Paecilomyces(4%),


93

Acremonium (4%), Verticillium (2%),Drechslera (2%), Fusarium (2%),

Scopulariopsis (1%) et Dissitimurus.

En huit années (1999-2007), l’équipe du SMAB de l’Université de Nantes a isolé et

stocké dans la mycothèque marine plus de 800 souches formant une véritable

collection représentant, ainsi, un réservoir non négligeable d’organismes cultivables à

fort potentiel dans la recherche de métabolites bioactifs (Ruiz 2007).

L’essentiel des résultats des ces travaux, que nous avons largement utilisés pour notre

travail, a été résumé dans le tableau 9 en même temps que les nôtres, afin de réaliser

un essai comparatif et situer avec précision la biodiversité mycoflorale algérienne dans

le contexte méditerranéen.

Une première lecture du tableau 9 met en évidence la présence de sept genres de

champignons qui sont communs à l’ensemble des régions côtières et marines

géographiquement éloignée et à climat différent. Ce sont, par ordre décroissants

d’importance : Penicillium, Cladosporium, Trichoderma, Aspergillus, Acremonium,

Fusarium, et Verticillium.

Toutefois, les Penicillium restent les souches fongiques les plus prédominantes

isolées de ces différents écosystèmes littoraux et marins.

Nos résultats, comparés à toutes les autres données (cf. Tableau 9), montrent que notre

zone d’étude, qui fait partie intégrante de la Méditerranée, abrite une biodiversité

mycoflorale notable, puisque plus de 50% de souches fongiques, répertoriés dans le

milieu marin dans le monde, se retrouve dans les eaux marines algériennes.

Par ailleurs, la comparaison de la flore fongique marine révèle que les souches de

moindre importance en quantité sont : Alternaria, Muccorale, Gliocladium,

Geotrichum, qui sont signalés en Atlantique Nord et en Méditerranée, que le genre

Alternaria est présent uniquement dans lés sédiments en Algérie.


94

Tableau 9 : Inventaires fongiques dans les différentes régions marines dans le monde. Microfonge des

écosystèmes

marins

Mer du

nord

Shaumann,

(1993).

Côtes du Brésil

De Moura

Sarquis et

Cunha de

Oliveira,

(1996)

Loire côte

Nord

atlantique ;

France

Sallenave,

(2000)

Loire côte

Nord

atlantique ;

France Ruiz

(2007)

Eaux algériennes

(Méditerranée)

(Présent travail,

Matallah-Boutiba

et al. 2008)

Penicillium + + + + +

Trichoderma + + + + +

Fusarium + + + + +

Cladosporium + + + + +

Acremonium + + + + +

Aspergillus 0 + + + +

Paecilomyces + + + + 0

Muccorale + 0 + + +

Verticillium 0 0 + + +

Ulocladium + 0 0 0 0

Scopulariopsis + 0 0 + 0

Stachybotrys, 0 0 + 0 0

Drechslera 0 0 0 + 0

Dissitimurus. 0 0 0 + 0

Alternaria + 0 + 0 +

Talaromyces 0 0 0 + 0

Dematiées 0 0 + 0 0

humicola + 0 0 0 0

Gliomatix + 0 0 0 0

Doratomyces + 0 0 0 0

Cylindrocadron + 0 0 0 0

Chrysoporium, + 0 0 0 0

Phoma 0 0 + 0 0

Gliocladium 0 0 0 + +

Pullularia 0 0 0 0 +

Geotrichum 0 0 0 + +


95

Signalons également que le fait d’observer des similitudes sur des sites différents aussi

bien géographiques que climatiques, renforce l’hypothèse du rôle écologique que

peuvent jouer ces organismes au niveau des écosystèmes côtiers, d’une part, et leur

extraordinaire adaptation dans ce milieu hostile qu’est l’environnement marin, d’autre

part. De plus, ces travaux indiquent clairement que les moisissures connues en milieu

terrestre sont présentes en milieu marin et auraient un rôle non négligeable dans ces

écosystèmes complexes côtiers.

Les auteurs, cités précédemment, ont aussi montré que la nature du sol (graviers, vase,

sols calcaires ou volcaniques), la concentration en oxygène présent dans le milieu et

les échanges d'eau avaient une influence sur le nombre de souches fongiques présentes

et les genres auxquels elles appartenaient. Sallenave (2000) cite, par exemple, une

faible densité fongique dans les zones à forts remous et courants qui empêchent une

accumulation de matières organiques dans les sédiments.

Ainsi, ces études montrent bien que des moisissures, appartenant à des genres connus

en milieu terrestre pour regrouper des espèces capables de produire des toxines,

peuvent être mises en évidence dans l'environnement marin, que ce soit dans des zones

côtières (De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira, 1996) ou en haute mer (Shaumann,

1993).

Ainsi, sur la base des précisions exposées précédemment, il est prouvé que les

moisissures existent en milieu marin. Il nous appartient maintenant de vérifier si les

souches isolées de ce milieu sont potentiellement toxinogènes dans les conditions

naturelles. En effet, une forte proportion des moisissures isolées des prélèvements

étudiés appartient à des genres qui comportent des espèces productrices de

mycotoxines en milieu terrestre. Cependant, pour une espèce réputée toxinogène,

toutes les souches ne sont pas toxinogènes et certaines le sont plus que d'autres (Tabuc,

2007). Ce caractère peut également varier suivant les conditions de culture précaution

importante, donc à prendre en considération pour les projets futurs d’implantation

d’aquaculture dans les secteurs prospectés le long du littoral algérien.

Qu'en est-il pour les souches que nous avons isolées du milieu marin ?

Sélection des souches toxinogènes

96

Introduction

L'examen des échantillons en provenance des différentes zones d étude (Cf. fig. 7) a

permis de mettre en évidence la présence, dans le milieu marin, des moisissures dont

certaines appartiennent à des genres connus pour regrouper des espèces productrices

de mycotoxines en milieu terrestre, qui sont souvent à l'origine d'intoxications de

produits de mer, ainsi que leur consommateurs. Il nous faut donc rechercher si les

souches fongiques isolées de cet environnement marin sont, elles aussi, capables de

produire des toxines.

Pour cela, il faudra donc, dans un premier temps, tenter de faire produire ces

métabolites par culture de ces souches en milieu solide. Les mycotoxines sont des

substances généralement secrétées par le champignon. Les cultures seront, là encore,

réalisées à base d'eau de mer permettant de se rapprocher le plus possible des

conditions rencontrées en milieu marin.

Dans un second temps, nous évaluerons leur toxicité potentielle sur un test biologique.

Pour mettre en pratique cette évaluation de toxicité, nous avons choisi un test général,

sensible à un panel important de composés toxiques, souvent utilisé en écotoxicologie

pour l'étude des mycotoxines : le test de toxicité aiguë sur un Crustacé Artemia salina

(Sallenave, 2000).

1. Culture et préparation des extraits

La méthode utilisée dans cette présente étude découle de celle recommandée par Petit

(2003). Le milieu Sabouraud (Cf. §1.4.1. p.53 ) est stérilisé à l'autoclave à 110C°

pendant 20’ et réparti à 100ml par flacons; 250ml . L’ensemencement est réalisé par

addition du champignon à étudier (Cf. § 1.4.2. p.53). Les flacons ainsi préparés sont

mis à incuber à 27C° pendant 21 jours. Après ce délai, la culture est stoppée par

chauffage sur plaque chauffante (60 C°) pour permettre à l'agar de fondre. Ensuite,

on additionne de l'acétate éthylique chaud 1V/1V. La préparation est agitée pendant

30’, puis laissée à la température ambiante jusqu'à ressolidification de la phase d'agar.


97

La phase organique liquide est alors récupérée, filtrée stérilement sous vide sur

membrane de 0,2µm. Le mycélium est rejeté et l'étude est menée sur le filtrat aqueux

ainsi obtenu. Cette opération est suivie par évaporation par l’utilisation d’un

rotavapeur (Cf. Fig. 37) obtenir un extrait brut.

Les tests peuvent être réalisés directement sur ce filtrat comme c'est le cas du test sur

larves d'Artemia satina, ce qui présente l'avantage de tester l'ensemble des substances

produites.

Les différentes étapes d'extraction sont résumées sur la figure 36. 2. Le test de toxicité aiguë sur larves d'Artemia salina

Nous avons utilisé le test de toxicité aiguë sur larves d'A. salina, qui est un test général

de toxicité très sensible à divers composés toxiques et, en particulier, très adapté à la

détection des mycotoxines. Il permet donc une première sélection des souches

toxinogènes.

Ce test présente, par ailleurs, l'avantage de pouvoir se réaliser directement sur les

filtrats de culture, évitant l'étape longue d'extraction. Il permet ainsi de tester un grand

nombre de souches et l'ensemble des métabolites présents, sans se limiter à ceux qui

sont extractibles par les solvants utilisés.

2.1. Données bibliographiques

2.1.1. Intérêt du test

Le test de toxicité aiguë sur larves d'Artemia salina est très largement utilisé dans le

monde entier, tant en recherche qu'en toxicologie appliquée. C'est, en effet, un test de

mise en œuvre simple, de faible coût et à réponse rapide (le délai de réponse est de 24

h). Les œufs d'artémies sont en vente dans le commerce et leur éclosion simple permet

d'obtenir facilement un matériel vivant (Persoone et Wells, 1987).

Le test de toxicité aiguë sur A. salina a été mis au point en 1956 par Mickaël. C'est en

1980 qu'il fut intercalibré par 80 laboratoires (Persoone et al, 1980) ; ce qui en fait un

des rares tests de toxicité marine standardisée.


98

Chauffage des flacons (plaque à 60 C) pour faire fondre l'agar

Ajouter de l'acétate d'éthyle chaud 1V/1V

Agiter le mélange 30 mn

Ressolidification à température ambiante

Filtrer stérilement sous vide

On retient le filtrat

Evaporation rotavapeur

Figure 36: Préparation des extraits en vue des tests biologiques

Sabouraud 21 j à 27C

EXTRAIT

TESTS BIOLOGIQUES sur Artemia salina


99

Figure 37: Rotavapeur

Depuis 1956, il a été très largement développé pour des applications nombreuses et

variées. En effet, son domaine de détection est très vaste puisqu'il permet de détecter

de nombreuses substances toxiques, à l'exception de celles qui nécessitent une

activation métabolique spécifique à l'Homme (Solis et al, 1993). C'est notamment un

test très utilisé en écotoxicologie pour la détection de polluants ou de composés

chimiques dans divers échantillons de l'environnement marin (Amiard-Triquet et al,

1983). Il a ainsi permis la détection de pesticides (Delaney et Wilkins, 1995),

d'antibiotiques, d'anesthésiques, de radioisotopes, de dispersants des huiles (Meyer et

al, 1982), d'acide rétinoïque et de rétinoates (Salo et al, 1995).

II a également permis la détection de composés cytotoxiques (Solis et al, 1993), de

toxines de dinoflagellés (Eng-Wilmot et Martin, 1979 ; Lush et Hallegraeff, 1996), de

neurotoxines et d'hépatotoxines de cyanobactéries (Kiviranta et al, 1991; Lahti et al,

1995). Pour celles-ci, Kiviranta et al. (1991), a comparé la toxicité des hépatotoxines

et neurotoxines de cyanobactéries sur A. salina et sur souris. Les larves d'A. salina se


100

sont montrées beaucoup plus sensibles que la souris à ce type de toxines. Le test sur

larves d'A. salina pourrait constituer, dans ce cas, une alternative au test souris. La

comparaison avec d'autres organismes montre que, d'une manière générale, A. salina

est un des organismes parmi les plus sensibles à bon nombre de composés toxiques

(Toussaint et al, 1995). En 1998, Togulga a réalisé une étude de la toxicité de deux

détergents: sulphate lauryl de sodium et dichromate de potassium sur Artemia salina.

Svensson et al. (2005) a utilisé Artemia salina comme organisme d'essai pour évaluer

la toxicité aiguë de l'eau de deux rejets municipaux en Suède et un rejet industriel en

Lithuanie. Le Crustacé Artemia peut tolérer les concentrations élevées des ions de

chlorure trouvés dans de telles eaux impactées. De grandes différences dans les

toxicités ont été notées. En Colombie, Olivero et al. (2008) ont montré qu’ Artemia

s’est montré sensible aux variations des paramètres physico-chimiques comprenant le

pH, la conductivité, la demande chimique d'oxygène (DCO) et la dureté de l’eau .

Les travaux de Sallenave (2000) a révélé que certaines des souches fongiques isolées

produisent des substances toxiques, surtout celles du genre Trichoderma et

Penicillium, il a utilisé une série de tests biologiques (toxicité sur larves de diptères

(Insectes) et d’Artemia salina, hémolyse d'érythrocytes de mouton).

C'est aussi un test très utilisé pour la détection des mycotoxines et la littérature relatant

son utilisation dans ce domaine est fort nombreuse: Citons pour exemple les études de

Brown (1968), Eppley et Bailey (1973), Stoessl (1990), Panigrahi en 1993, Logrieco

et al, (1996), Latus-Zietkiewicz et al, (1996). Plus récemment, Hlywka, (1997) a

comparé le test sur larves d’Artemia salina pour détecter la fumonisine BI au test sur

embryons de poulet. La sensibilité sur les deux tests s'est révélée à peu près

équivalente, mais celui sur A. salina était beaucoup plus simple à réaliser.

Plusieurs études sur l'évaluation de la toxicité des mycotoxines ont permis d'établir les

niveaux de sensibilité des larves d'A. salina aux principales mycotoxines.


101

Tableau 9: Sensibilité des larves d'Artemia saIina aux mycotoxines

(d'après Panigrahi , 1993 ; Sallenave, 2000).

Mycotoxine Concentration entrainant 50% de mortalité (en µg/ml)

Aflatoxine BI 1,5 Aflatoxine G1 1,3

Diacetoxyscirpenol 0,08-0,55 Verrucarol 0,8 Roridine A 0,16 Roridine E 0,20 Roridine H 0,04

Verrucarine A 0,04 VerrucarineB 0,16 Satratoxine F 0,20 Satratoxine G 0,20 Satratoxine H 0,30

Toxine 0,32 Stérigmatocystine 0,54

Néosolanisol 0,50 Ochratoxine A 10-16

Gliotoxine 3,2

Ainsi, le test sur larves d'A. salina est une mesure sensible et fiable, de faible coût et

de mise en oeuvre facile. Du fait de son large spectre de détection, c'est un bon test de

criblage de toxicité, et en particulier, il est très approprié à la détection des

mycotoxines (Persoon et al., 1981). C'est pourquoi nous l'avons retenu pour l'étude de

la toxicité des métabolites produits par les champignons isolés du milieu marin, ce qui

est d'autant plus intéressant que A. salina est aussi un organisme marin.


102

2.1.2. Position systématique

Artemia salina Leach

Embranchement : Arthropodes

Sous-embranchement : Mandibulates

Super-classe : Crustacés

Classe :Branchiopodes

Ordre : Anostracés

Famille : Artémidés

Genre : Artemia

Espèce : salina

2.1.3. Présentation de l’espèce

Artemia salina Leach est un petit Crustacé (d'une taille de 8 à 10 mm de long à l'âge

adulte) vivant dans les environnements salés. Malgré l'intérêt croissant pour les

artémies, les recherches morphologiques sont rares. Schrehardt, en 1987, a publié une

étude par microscopie électronique de son développement post-embryonnaire. En

effet, comme tous les Crustacés, les artémies passent par différents stades larvaires

avant d'atteindre leur forme adulte. Avant ces travaux, le nombre de ces stades était

alors incertain.

Le développement larvaire d'A. salina se décompose en plusieurs grandes périodes

(nauplius, metanauplius et post-metanauplius), elles-mêmes divisées en plusieurs

stades. La période métanaupliaire comprend 5 stades, la période post-métanaupliaire

est divisée en 7 stades. A. salina passe ensuite par les 5 stades de la période post-

larvaire avant d'atteindre son organisation adulte définitive.

Le développement larvaire commence au stade nauplius qui débute avant l'éclosion.

Au bout de 2 à 6 h, le nauplius se transforme en metanauplius. Les mues suivantes ont

lieu toutes les 20 à 25 h en fonction des conditions de température et de minéralisation

du milieu (Grass et Forest, 1996).

Pour le test de toxicité aiguë, ce sont les deuxième et troisième stades du

développement larvaire d'A. salina, c'est-à-dire le stade metanauplius 1 (=Instar II) et


103

le stade metanauplius II (=Instar III) qui sont utilisés comme l'a établi Persoone

(1980) pour le protocole de référence.

La figure 35 représente les stades nauplius, metanauplius 1 et metanauplius II du

développement larvaire d'A. salina.

Instar I Instar II Instar III

Figure 38 : Stades nauplius (Instar I), metanauplius I (Instar II) et metanauplius II (Instar III)du développement larvaire d’A. salina. (d’après Persoone et al, 1981)

2.1.4. Principe du test

Le test de toxicité aiguë sur larves d'A. salina consiste à mettre en contact un nombre

donné de larves avec une quantité connue de substance toxique et d'observer leur

mortalité au bout de 24 h. Ce test le plus souvent réalisé sur des larves au stade II et

III, stades larvaires décrits précédemment (Fig. 38, 39). Les larves sont soumises à une

gamme de dilutions de l'agent potentiellement toxique en solution dans le milieu.

Après 24 h de contact, à l'obscurité, les larves survivantes sont comptées et le résultat

obtenu permet le calcul de la concentration léthale 50 ( ), c'est-à-dire la concentration

qui entraîne la mort de la moitié des larves de départ.

1OO µm


104

Figure 39: Differents stades de développement embryonnaires d’Artemia salina

1 mm

1 mm

1 mm


105

2.2. Le test

2.2.1. Protocole général

Le protocole utilisé pour la détection des mycotoxines dans les milieux de cultures

liquides dérive de celui de Persoone (1980) avec quelques simplifications, en

particulier, en ce qui concerne l'éclosion qui est désormais pratiquée dans de simples

boîtes de Pétri sans aération mécanique au lieu de se faire dans un aquarium avec

bullage. De plus, les tests sont réalisés dans des plaques multipuits et non dans des

tubes. Ces modifications correspondent, d'ailleurs, à celles apportées pour la

commercialisation du test sous forme de kits (Artoxkits M, Biointernational). Le test

consiste à disposer des dilutions de la substance ou de l'échantillon à tester dans les

puits d'une plaque de culture, puis à ajouter un nombre connu de larves obtenues par

éclosion des oeufs. Après un contact de 24 h à l'obscurité, un comptage des

survivantes permet de calculer la

.

2.2.2. Obtention des larves

Les oeufs lyophilisés ont été fournis par l’école de pêche de Beni Saf (Wilaya d’Ain

Témouchent). Les oeufs sont mis à éclore dans une bouteille en plastique dans un

aquarium (Fig. 4) contenant de l'eau de mer naturelle stérile à température contrôlée et

sous éclairage continu d’une lampe de 500 watts pendant 48h, permettant l'obtention

des larves au stade désiré. Les larves vivantes sont récupérées et séparées des oeufs

restant et des larves mortes par pipetage sous loupe binoculaire.


106

Figure 40 : Dispositif pour élevage d’Artemia salina

2.2.3. Détection des souches actives

2.2.3.1. Préparation des plaques et incubation

Un premier test de dépistage qualitatif a permis de sélectionner les souches actives.

Les tests sont réalisés dans des plaques de culture cellulaire de 24 puits. Le volume de

liquide contenu dans chacun des puits est de 2,5 ml. Les jus de fermentation des

champignons sont testés directement, après filtration stérilisante sur membrane de

porosité 0,2 µm, sans extraction préalable. Pour chaque échantillon et chaque dilution,

3 réplicats sont réalisés.

Chaque plaque contient un témoin négatif représenté par de l'eau de mer stérile et un

témoin positif par l’utilisation du lauryl sulfate de sodium (Sallenave, 2000).

Dans chaque puits sont ajoutées 10 larves obtenues précédemment. Le nombre précis

de larves est noté pour chaque puits afin de déterminer ultérieurement la

. Les plaques

sont alors mises à incuber à l'obscurité pendant 24 h à température ambiante.


107

Tableau 10 :Préparation des plaques pour les tests de détection de la toxicité.

Colonnes

Ligne 1 2 3 4 5

A EM C1 C2 C3 T

B EM C1 C2 C3 T

C EM C1 C2 C3 T

EM: Eau de mer ; C1, C2, C3 : Trois concentrations d étude ; T: Témoin positif

2.2.3.1. Lecture

Après ce délai, les larves mortes (immobiles pendant au moins 10 secondes) sont

comptées.

2.2.4. Détermination des

des souches actives

2.2.4.1. Préparation des plaques

Les souches sélectionnées par le premier test de dépistage font ensuite l'objet d'une

étude plus approfondie. Pour la détermination de leur

Après lecture des résultats, les deux valeurs les plus proches des 50% de mortalité sont

utilisées pour le calcul des

, les jus ayant montré une forte

activité lors du premier test sont dilués au 1/2, 1/4 et au 1/10 dans de l'eau de mer

stérile.

2.2.4.2. Calcul des

A partir de la courbe représentant le pourcentage de mortalité en fonction du

logarithme de la concentration (courbe sigmoïde), il est possible de déterminer la

en

calculant au préalable la pente (a) et l'ordonnée à l'origine (b) de la portion droite

centrale de cette courbe selon l'équation:

= 10

(5O-b)/a


108

2.2.4.3. Expression des résultats de toxicité.

Pour un échantillon actif (ou toxique), la relation entre les concentrations et les

réponses au terme du test se présente sous la forme d’une courbe sigmoïde (Fig.41).

Les résultats sont condensés et exprimé à travers la concentration qui induit un effet

toxique pour 50% des individus (mortalité)en comparaison du témoin. Cette

Concentration dite Léthale ou (dose léthale)= CL 50, est la médiane calculé d’après la

relation dose-réponse.

Plus la concentration léthale est faible, plus l’échantillon est actif (toxique)

Log de la concentration

Réponse (%) de mortalité

100 %

50%

CL50

Figure41: Courbe CL 50

2.3. Résultats

2.3.1. Le poids des extraits obtenus pour chaque souche

L'ensemble des poids d'extraits mg/100ml obtenus pour les cultures des souches

étudiées est présenté dans le tableau 12.


109

Tableau 12: Poids d'extrait mg/100ml de culture

Référence Genre Poids d'extrait

mg/100ml de culture 55 Fusarium 10,09

146 Penicillium 10,07 107 Trichoderma 17,64 14 Penicillium 14,74 51 Penicillium 01,90 10 Penicillium 10,19 13 Penicillium 13,43

135 Penicillium 17,30 162 Trichoderma 23,43 99 Trichoderma 09,78

201 Trichoderma 07,62 176 Trichoderma 10,56 157 Trichoderma 08,52 111 Trichoderma 07,38 158 Trichoderma 06,05 74 Aspergillus 19,49

200 Penicillium 09,50 80 Fusarium 14,32 59 Aspergillus 11,83

167 Trichoderma 17,57 73 Aspergillus 14,32 72 Muccor 08,50 48 Penicillium 06,10

194 Fusarium 05,92 189 Fusarium 08,56 188 Fusarium 14,01


110

Tableau 12 (Suite) : Poids d'extrait mg/100ml de culture

Référence Genre Poids d'extrait mg/100ml de culture

145 Penicillium 05,12 118 Penicillium 24,50 27 Penicillium 14,75

171 Fusarium 2,83 93 Penicillium 12,13

147 Penicillium 08,02 44 Penicillium 05,14

185 Penicillium 12,92 136 Penicillium 10,15 69 Cladosporium 09,34

144 Penicillium 08,45 68 Aspergillus 06,74

178 Penicillium 10,35 182 Penicillium 10,65 86 Cladosporium 07,42 79 Trichoderma 08,0

152 Trichoderma 10,08 160 Trichoderma 15,40 113 Trichoderma 08,50 85 Trichoderma 09,43

174 Trichoderma 07,93 156 Trichoderma 12,40 117 Trichoderma 14,50 120 Aspergillus 10,02 53 Penicillium 05,43 52 Penicillium 06,54


111

2.3.2. Etalonnage du test et détermination de la

du laurylsulfate de

sodium

Des exemples de ces courbes sont donnés pour l'étalonnage du test avec le

laurylsulfate de sodium (Tableau 13).

Chaque série de tests doit comporter, non seulement un témoin négatif (ici, l'eau de

mer), mais aussi un témoin positif qui servira à l'étalonnage. La présence de ce témoin

positif permet de vérifier la constance de la sensibilité des larves d'A. salina à ce

composé toxique de référence (Sallenave, 2000).

Le témoin de référence défini par Persoone (1980) pour la calibration du test est le

laurylsulfate de sodium (ou dodecyl sulfate de sodium) dont la

Quatre séries de dilutions ont été testées ; cinq avec trois réplicats pour chaque

concentration.

pour les A. salina

utilisée par cet auteur se situe entre 13,5 et 19,9 µg/ml. Nous avons donc vérifié la

sensibilité de la souche d'A. salina utilisée pour nos tests. Pour cela, une gamme-

étalon a été réalisée avec le laurylsulfate de sodium (pureté 99%) avec les

concentrations suivantes: 5 ; 10 ; 15; 20; 25 ; 35 et 40 µg/ml.

Les résultats des diverses expériences d'étalonnage du test par le laurylsulfate de

sodium sont réunis dans le tableau 13.

Le calcul des

Les

est fait à partir de ces courbes selon la formule déterminée plus haut.

Les résultats obtenus pour les quatre séries sont notés dans le tableau 13.

Ce résultat est néanmoins intéressant car une activité sur une souche peu sensible a

plus de chances de refléter une réelle toxicité de la substance testée.

moyennes obtenues (entre 23,5 et 27 µg/ml) sont légèrement plus élevées que

celle qui a été déterminée par Persoone (1980) (situées entre 13,5 et 19,9 µg/ml). Ce

résultat peut s'expliquer de deux façons. Tout d'abord, la souche utilisée pourrait être

moins sensible que celle de référence. D'autre part, comme nous l'avons signalé plus

haut, le protocole de Persoone (1980) a subi des modifications, en particulier en ce qui

concerne les conditions d'éclosion et d'élevage (température, éclairement) des larves et

le volume de liquide dans lequel le test est réalisé.


112

Tableau 13: Etude d’un témoin de laurylsulfate de sodium

Pourcentage de mortalité

Concentration

µg/ml

Série 1

Moyenne écart type

Série 2

Moyenne écart

type

Série 3

Moyenne écart type

5

10

15

20

25

30

35

40

CL

0

50

0

0

14,4

50

62,2

90 ,6

-

23,5

0

0

0

-

-

52,8

60,1

70,8

25,3

0

0

7,2

16,9

51,5

73,2

80,3

94,1

27

2.3.3. Etude des souches actives

L'étude plus approfondie des souches préalablement sélectionnées (test de trois

concentrations de filtrat de culture) a permis de déterminer leurs

Les

(exprimées en

pourcentage de filtrat de jus de culture des champignons entraînant une mortalité de

50%). Les résultats obtenus sont regroupés dans le tableau 14 .

ainsi obtenues permettent de distinguer trois grands groupes dont les limites

correspondent aux discontinuités des résultats: fortement actifs ( <30%),

moyennement actifs ( <90%) et faiblement actifs (

Les différents degrés d'activité ont été définis en fonction de l'intensité de l'effet

toxique observé sur A. salina, comme il est indiqué dans tableau 14.

>90%), les inactifs ayant été

éliminés précédemment.


113

Tableau 14 : Différents degrés d’activité en fonction de l’intensité de l’effet

toxique sur Artemia salina.

Groupe Activité toxique de l’échantillon (%)

1 <30 Fortement actif

2 <90 Moyennement actif

3 >90 Faiblement actif

Tableau 15 :

Echantillons

calculées pour les souches étudiées

X CL50 158 Trichoderma 1,44 27,54 74 Cladosporium 1,75 56,23

48 Penicillium 1,23 16,98 200 Penicillium 1,67 46,77 59 Aspergillus 1,96 91,2

176 Trichoderma 1,31 20,42 73 Aspergillus 1,30 19,95 146 Penicillium 1,53 33,88 51 Penicillium 2,07 117,48

167 Trichoderma 1,62 41,68 72 Mucor 1,55 35,48

118 Penicillium 1,56 36,30 171 Fusarium 2,85 707,94

135 Penicillium 1,28 19,05 107 Trichoderma 2,60 398,1

189 Fusarium 1,26 18,20 80 Cladosporium 1,31 20,42 194 Penicillium 2,56 363,08 52 Penicillium 2,38 239,88 13 Penicillium 2,51 323,59

144 Penicillium 1,76 57,54 55 Fusarium 1,31 20,42

148 Penicillium 1,29 20,50 158 Trichoderma 1,53 33,88

86 Penicillium 1,99 97,72 145 Penicillium 1,95 89,12 147 Penicillium 1,96 91,2 10 Penicillium 1,49 30,9


114

Tableau 15 (Suite) :

calculées pour les souches étudiées

Echantillons X Cl50 79 Trichoderma 1,95 89,12 93 Penicillium 2,23 169,82 44 Penicillium 2,38 239,88

185 Penicillium 1,99 97,72 69 Penicillium 1,11 12,15 68 Penicillium 1,57 37,15

152 Trichoderma 1,76 57,54 136 Penicillium 1,95 89,12 144 penicillium 1,49 30,9 178 Penicillium 1,49 30,9 85 Trichoderma 1,76 57,54

117 Trichoderma 1,96 91,2 53 Cladosporium 1,96 91,2 120 Aspergillus 1,85 70,79

67 Acreomonium 1,5 33,3 64 Penicillum 1,61 45,8 9 Penicillum 1,90 89,10 7 Penicillum 1,31 20,30

15 Trichoderma 1,53 33,88 17Aspergillus 2,2 165,1 18 Pullularia 1,53 33,80 28 Penicilllum 1,35 20,41

30 Trichoderma 1,9 84,21 36 Trichoderma 1,73 54,30 61 Penicillium 1,77 58,15

63 Cladosporium 1,04 12,15 182 Penicillium 1,42 27,56

86 Cladosporium 1,2 17,38 79 Trichoderma 1,49 30,90 182 Penicillium 1,54 34,97

86 Cladosporium 1,6 36,14 79 Trichoderma 1,27 20,42

152 Trichoderma 1,23 18,04 160 Trichoderma 1,25 16,98 113 Trichoderma 1,76 57,25 85 Trichoderma 1,34 22,65

174 Trichoderma 2,12 135,4 156 Trichoderma 1,56 37,20

117 Trichoderma 2,38 239,80 120 Aspergillus 1,25 18,01 53 Penicillium 2,1 164


115

2.3.1.1. Résultats globaux

La figure 42 illustre les proportions des souches sélectionnées par ce test en fonction

du degré d’activité défini précédemment.

Souches inactives 66,6%

Activités faible 3,2%

Activité moyenne 19,3%

Activité forte 10,7%

Figure 42 : Résultats globaux test Artemia salina

Nous avons testé, sur larves d'A. salina, les filtrats de cultures de 93 souches isolées du

milieu marin. Sur ces 251 souches, 31 se sont montrées actives, mais à des degrés de

toxicité différents. Les résultats globaux de ces tests sont regroupés dans le tableau 15.

Si l’on considère les résultats globaux pour tous les degrés d’activité confondus, le test

sur larves d’artémies a permis de sélectionner 33,3% des souches testées. Comme

l’illustre la figure 38, les souches fortement actives ne représentent que 10,7% au

total. Mais, il ne faut cependant pas négliger les souches moyennement actives

(19,3%) qui peuvent renfermer des espèces intéressantes. Car, comme nous l’avons

signalé lors de l’étude du laurylsulfate de sodium, la souche utilisée semble assez peu

sensible. Si celles-ci sont produites en faibles quantités par les champignons étudiés,

les concentrations de filtrat à utiliser seront d’autant plus importantes.


116

Si 33,3% semble une proportion élevée, c’est sans doute parce que A. salina est un

organisme sensible à un large spectre de composés toxiques. Il est, d’ailleurs, très

utilisé dans la recherche préliminaire de toxicité. Il n’est pas étonnant que ce test ne

soit pas très sélectif. Néanmoins, nous avons déjà pu, grâce à ce test, éliminer les 62

souches qui se sont montrées totalement inactives.

2.3.1.2. Résultats selon les genres

La proportion des différents genres dans la sélection des souches actives sur le test sur

A. salina en fonction du degré d’activité est intéressante. Le tableau 16 fait apparaître

pour chaque genre le nombre de souches testées et le nombre de souches actives aux

différents degrés de toxicité ainsi que les pourcentages globaux d’activité. Ce tableau

16 permet aussi de comparer les genres entre eux.

La lecture approfondie de la figure 43 et le tableau 16 font ressortir que Penicillium ,

Cladosporium, Aspergillus, Trichoderma et les Mucorales sont ceux qui renferment

la plus forte proportion de souches toxiques pour les larves d’A. salina, puisque, si sur

l’ensemble des tests un tiers environ des souches a donné un résultat positif, cette

proportion atteint sensiblement la moitié pour les Penicillium. Ces derniers,

représentent d’ailleurs près de 65% des souches toxiques (20 sur 31), alors qu’ils ne

forment que la moitié environ de l’ensemble des souches testées (45 sur 93). Le genre

Cladosporium est, lui, moins représenté en nombre (10 souches testées soit 10,7%

dont 30% sont actives).

Pour les Aspergillus par contre, bien que relativement nombreux (12 souches testées

soit 13% dont 25% sont actives) et pour les Mucorales, 8 souches sont testées et 20%

actives.

Le genre Trichoderma est représenté par 9 souches: 9,6% du total dont 20% se sont

révélée actives, de même que pour Fusarium très faiblement représenté :2% ;

cependant 22,2% se sont montrées active.


117

Si l’on considère seulement l’activité forte, les genres Penicillium, Trichoderma et

Aspergillus se révélés fortement actives respectivement (17%, 11,1% et 8% de

souches fortement actives).

Tableau 16 : Répartition de l’activité sur A. salina dans les principaux genres.

Nombre de souches

Les genres

testés

Souches

testées

Activité

faible

Activité

moyenne

Activité

forte

Souches

actives

% d’activité

par genre

Penicillium 45 1 11 8 20 44,4%

Cladosporium 10 0 3 0 3 30%

Aspergillus 12 0 2 1 3 25%

Mucorale 8 1 1 0 2 20%

Trichoderma 9 0 1 1 2 22,2%

Fusarium 2 0 0 0 0 0

Acremonium 1 0 0 0 0 0

Pullularia 1 0 0 0 0 0

Alternaria 2 0 0 0 0 0

Verticillium 1 0 0 0 0 0

Gliocladium 1 0 0 0 0 0

Geotrichum 1 1 0 0 0 0

Total 93 3 18 10 31 33,3%


118

Penicillium





Aspergillus

Souches inactives 75%

Activités faible 0%


Activité forte 8%

Cladosporium



Activité moyenne 30%

Activité forte 0%


119

Figure 42: Répartition des activités toxiques pour les principaux

genres.

Trichoderma





Mucorale



Activité moyenne 12,5

Activité forte 0%


120

La figure 42 représente la répartition des activités toxiques pour les principaux genres.

En effet, les genres Penicillium et Aspergillus sont parmi les plus toxinogènes en

milieu terrestre (Tabuc, 2007). Mais, ce n'est pas le cas du genre Fusarium dont les

deux souches testées ne se sont pas révélées toxiques sur ce test. Pourtant, le genre

Fusarium est, en milieu terrestre, connu pour être très producteur de mycotoxines, qui

sont détectables par le test sur A. salina. Ceci n'a cependant aucune valeur statistique,

car tous les Fusarium ne sont pas producteurs de toxines (Sallenave, 2000).

Le test sur larves d'A. salina, qui permet d'éliminer 2/3 environ des souches non

actives et sélectionner principalement des espèces de genres connus pour être

toxinogènes, confirme donc ici son intérêt pour la recherche de souches marines

productrices de toxines. De plus, le test que nous avons développé, par modification du

protocole d'origine de Persoone (1980), utilise directement le filtrat de culture du

champignon et non pas un extrait de ce filtrat. Ceci présente l'inconvénient de tester

des substances plus diluées que dans un extrait, mais a l'avantage de livrer au test

l'ensemble des métabolites sécrétés par le champignon et pas uniquement ceux qui sont

extractibles dans les conditions utilisées pour la préparation des extraits. Ceci

représente donc un point fort pour un criblage d'activité.

Conclusion générale

121

Ce travail de recherche a été mené dans le cadre d’une collaboration (Accord

Programme CMEP Tassili 2005-2009) entre le laboratoire Réseau de Surveillance

Environnementale LRSE (Université d’Oran Es-Sénia, Algérie) et le Laboratoire

Substances Marines Actives Biologiques (SMAB, Université de Nantes, France) et

répond aux deux objectifs principaux :

• Le premier objectif est la détermination des différents genres de champignons

inféodés dans les écosystèmes côtiers le long du littoral occidental algérien, et

la description générale de chaque genre microfongique -sans aller à

l’identification de l’espèce prélevée- à partir des divers sites ciblés dans cette

étude.

• Le second objectif est une tentative de l’évaluation, de l’activité toxinogène des

différentes souches répertoriées vis-à-vis du développement embryonnaires des

stades larvaires d’un Crustacé : Artemia salina.

Pour le premier point, nous avons pu recensé une douzaine de champignons - tous

types de prélèvements confondus- qui sont par ordre de grandeur décroissant:

Penicillium (52,2%), Aspergillus (8%), Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%),

Cladosporium (3,5%), Fusarium (2%), Pullularia (1,2%), Acremonium (0,8%),

Alternaria (0,8%), Verticillium (0,8%), Gliocladium (0,8%), et Geotrichum (0,4%).

Les espèces non identifiées ou Mycélium stérile représentent (17,50%).

Les observations rassemblées dans cette grande partie font apparaître que Penicillium

est le genre le plus dominant pour tous les prélèvements 52,2% du total général. Cette

forte proportion conforte son statut de souche fongique qui s’adapte parfaitement dans

l’environnement marin. Les quatre autres genres suivants : Aspergillus (8%),

Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%), Cladosporium (3,5%) avec des pourcentages

relativement notables pour leur présence dans les écosystèmes littoraux.


122

Pour la répartition fongique et selon les types de prélèvements, nos résultats ont révélé

que les sédiments représentent la matrice la plus riche en peuplements fongiques au

regard du fort pourcentage (53, 4 %), par rapport aux deux autres matrices avec un

pourcentage notable (30,6%) pour les Mollusques et faible (16%) pour l’eau de mer.

Que le paramètre température ne représente pas un obstacle pour le développement de

la biodiversité mycoflorale puisqu’à 12°C , des souches appartenant au genre

Penicillium ont été observées dans les échantillons de sédiments en période hivernale

comme d’ailleurs en été.

Aussi, la nature topographique des sites et l’hydrodynamisme local sont deux facteurs

environnementaux pouvant influer positivement ou négativement la présence des

communautés fongiques. A ce sujet, nos observations ont montré que les sites des

Andalouses et Madagh, baies semi-fermées à hydrodynamisme faible, recevant une

quantité considérable de matières organiques via deux effluents se déversant

directement dans l’eau de mer, explique le pullulement de la microflore (70–80

souches) en ces deux lieux côtiers.

Egalement, les eaux stagnantes des enceintes portuaires d’Oran et de Mostaganem, où

aboutissent de nombreux rejets d’eaux usées riches en nutriments, source intarissable

de nourriture pour la masse considérable de microfonge présente dans les plans d’eau

protégés.

En revanche, l’oligotrophe caractérisant le site de la Pointe de l’Aiguille (Kristel) est

due, à notre avis, par les forts remous générés par l’hydrodynamisme intense et

permanent dans cette zone côtière non protégée, et s’explique aussi par l’éloignement

de ce site de référence des grandes concentrations urbaines. Ces phénomènes

hydrologiques et topographique ne permettent pas l’accumulation de biomasses

organiques et, par voie de conséquence, représentent un véritable obstacle à

l’implantation de peuplements mycofloraux.


123

Pour le volet importance de la biodiversité microfongique des eaux algériennes, celle-

ci comparée aux inventaires réalisés dans d’autres régions très éloignées

géographiquement et à climats différents dans le monde, est très riche puisque 50% de

champignons recensés dans le milieu marin dans le monde, existent en Algérie, avec

les remarques suivantes:

• Penicillium est le genre qui prédominedans l’ensemble des prélèvements et se

présente comme la souche fongique la plus résistante pouvant aisément

s’adapter dans un milieu hostile tel que le milieu marin.

• Pullularia a été l’unique genre trouvé dans les eaux algériennes.

Pour le second point, l’évaluation de la toxicité potentielle des souches répertoriées

par l’utilisation du test de toxicité aigue sur Artemia salina (calcul de la CL50) a été

réalisée.

La sélection préalable de souches actives (test de trois concentrations de filtrats de

culture) a aidé énormément à la détermination de la CL50. Les valeurs moyennes des

CL50, calculées en fonction de l’intensité de l’effet toxique sur Artemia salina,

s’étalent entre 23,5 et 27 µg/ml et a permis de faire la distinction de trois groupes :

• Groupe 1 à activité forte correspondant à un CL50 < 3O%

• Groupe 2 à activité moyenne correspondant à un CL50 < 90%

• G roupe 3 à activité faible correspondant à un CL50 > 90%

Par ailleurs, les résultats globaux font ressortir que Penicillium, Cladosporium,

Aspergillus, Trichoderma et les Mucorales sont les principaux genres qui contiennent

une forte proportion de souches potentiellement toxiques pour le développement

larvaire d’Artemia salina ou du résultat positif du 1/3 des test réalisés.

Enfin, si l’on se base sur la forte activité toxique des champignons sélectionnés et

testés, Penicillium, Trichoderma et Aspergillus apparaissent fortement actifs avec

respectivement 17%, 11,1% et 8%.


124

En perspective d’avenir nous pensons :

- Continuer ce travail de recherche sur une longue période afin de compléter le

patrimoine mycofloral des eaux marines occidentales algériennes avec l’espoir

de découvrir de nouveaux genres de champignons marins.

- De lancer des campagnes d’information et de sensibilisation en direction des

décideurs et des utilisateurs du monde marin du danger que peut représenter

certains champignons présents dans l’eau de mer, les sédiments et les fruits de

mer, en terme de menace pour la santé publique.

- Approfondir la connaissance de la flore fongique marine et de sa production

toxinique. Pour cela, il convient de poursuivre le recensement des moisissures

en zones de présence des coquillages, mais aussi d’aller plus loin dans

l’identification des souches déjà isolées ainsi que la mise en évidence de leurs

métabolites toxiques , afin de mieux cerner le risque et de pouvoir prévenir

cette forme d’intoxication.

-Sensibiliser les responsables de projets de réalisation de fermes ou de sites

aquacoles sur le littoral et d’éviter au maximum leur implantation prés de zones

sensibles tels que des baies fermées, sites côtiers proches de points de rejets vers

la mer, secteurs touristiques, …

Nous terminons notre travail avec ces quelques recommandations adresssées aux

responsables qui ont la charge de la préservation du littoral, à l’échelle locale,

régionale et nationale :


125

• Assurer et maintenir la surveillance de la côte durant toute l’année, pour

éviter les accidents de pollution et prendre en charge l-intervention rapide

en cas de catastrophe.

• Adopter des méthodes adéquates de collecte de traitement et d’élimination

des eaux usées domestiques.

• Implanter impérativement, le long du littoral, des stations de traitements et

d’épuration au niveau de chaque point de déversement qui reçoit une

grande quantité de rejets anthropiques.

• Prendre des mesures fermes pour empêcher la contamination de

ruissellement en provenance des terrains agricoles.

• Adopter une politique axée sur la protection efficace et effective de

l’environnement marin afin d’assurer le développement durales des zones

côtières et marines.

• Sensibiliser au maximum le Grand public aux problèmes

environnementaux pouvant impacter les peuplements floristiques et

faunistiques et affecter la santé de l’Homme.

La propreté du Littoral, des écosystèmes côtiers, ainsi que de la qualité sanitaire

des eaux marines est l’affaire de tous, et représente, actuellement, un enjeu

majeur en terme non seulement en santé humaine, mais également

d’environnement et constitue, de ce fait, l’objet d’une attention très particulière

des décideurs et du public. Et ne rien faire aujourd’hui sera trop tard demain !

Documents

crustacé: Artemia salina