POTENTIEL DES MARAIS FILTRANTS À TRAITER LES · 2018-04-19 · II RÉSUMÉ Ce projet vise à améliorer l’efficacité des marais à éliminer les éléments minéraux présents

VICKY LÉVESQUE

POTENTIEL DES MARAIS FILTRANTS À TRAITER LES

EFFLUENTS DE SERRE ISSUS D’UNE CULTURE DE TOMATE

Mémoire présenté

à la Faculté des études supérieures de l'Université Laval

dans le cadre du programme de maîtrise en sols et environnement

pour l'obtention du grade de maître es sciences (M. Sc.)

DÉPARTEMENT DES SOLS ET DE GÉNIE AGROALIMENTAIRE

FACULTÉ DES SCIENCES DE L'AGRICULTURE ET DE L'ALIMENTATION

UNIVERSITÉ LAVAL

QUÉBEC

2011

© Vicky Lévesque, 2011

II

RÉSUMÉ

Ce projet vise à améliorer l’efficacité des marais à éliminer les éléments minéraux présents

dans les effluents provenant de cultures de tomates hors sol. Selon nos résultats, les ssh

végétalisés de Typha latifolia et combinés avec un apport en carbone ont rendu plus

efficace le traitement des effluents de cultures en serre. De plus, parmi les trois types de

marais à l’étude (ssh, ssv et sh), les ssh semblent être les mieux adaptés pour traiter des

effluents très chargés en éléments minéraux. Toutefois, les émissions de GES ne sont pas à

négliger dans les ssh. Afin d’accroître la performance de traitement en terme de charge

polluante ionique, des marais en série devraient être utilisés. Selon l’un de nos essais, le

traitement des effluents par trois ssv en série a éliminé efficacement les différents minéraux

en dessous de la limite permise au Québec.

III

REMERCIEMENTS

Ce projet fut réalisé grâce à la collaboration de plusieurs personnes ayant des connaissances

distinctes et indispensables. Tout d’abord, j’aimerais remercier ma directrice, la Dre

Martine Dorais, de son encadrement, de son soutien, de son enthousiasme envers le projet

et de ses idées ingénieuses qu’elle m’a offerts. Ce fut un projet exaltant, très enrichissant et

je suis contente d’avoir eu la chance de travailler sur ce projet. Je remercie également mon

codirecteur, le Dr Hani Antoun, pour m’avoir transmis ses connaissances scientifiques, de

son encadrement, de ses encouragements et de sa joie de vivre. De plus, je tiens à remercier

le Dr Phillipe Rochette de son temps et de son transfert de connaissances qui m’ont

grandement aidés à résoudre mes interrogations reliées aux émissions des gaz à effets de

serre.

Je tiens à remercier très sincèrement l’entreprise Les Serres Nouvelles Cultures notamment

M. Stéphane Roy, président et propriétaire, et à l’agronome, Guy Fortier, d’avoir contribué

généreusement au projet de recherche par leur soutien financier (programme AAC-PPFI) et

technique. Ce projet n’aurait pu être possible sans leur précieuse collaboration. Également,

je remercie l’Université Laval de m’avoir alloué une serre pour la mise en œuvre d’une

partie de mon projet de recherche.

Merci à Normand Bertrand de son aide et de son expertise pour la mesure des émissions de

gaz. Merci également à Nadia Goussard de son aide et de ses histoires farfelues qui m’ont

fait bien rire. Je tiens aussi à remercier les chimistes Jean Martin et Gaston Mercier pour

leur aide. J’aimerais aussi remercier Claudine Ménard de son aide et d’avoir trouvé

l’équipement nécessaire au montage des marais. Ce fut grandement apprécié ! De plus,

merci à Valérie Gravel de ses disponibilités et de son aide tout au long du projet.

Un grand merci à Nicolas Gruyer pour m’avoir soutenu, consacré son temps pour mon

projet, de m’avoir prêté main-forte à monter, démonter, et remonter les marais filtrants. Pas

facile de pelleter du gravier et du sable !!! Merci également à Réjean Bacon de sa

collaboration dans le projet, de m’avoir accompagné à Sainte-Sophie et de m’avoir transmis

IV

ses connaissances techniques. En passant, ce fut un plaisir de voyager avec toi entre Québec

et Montréal ! Aussi, je tiens à remercier l’équipe des serres de l’Envirotron, entre autres à

Claudette Roy, Rachel Daigle et Carole Martinez de leurs aides et de leurs collaborations

pour le bon fonctionnement des marais. De plus, merci aux étudiants qui ont participé au

projet de recherche.

Je désire finalement remercier Marie-Hélène Perron pour ses encouragements, son aide à la

prise de données et de ses contacts avec les gens du Centre de recherche et de

développement sur les sols et les grandes cultures à Québec. De plus, je tiens à faire des

remerciements à mes proches, ma famille, et mes amis (es) pour leurs soutiens et à leurs

encouragements. Enfin, un grand merci à Clement B. Bishinga, pour son soutien moral, de

son temps consacré à la lecture et à ses suggestions lors de l’élaboration de mon mémoire et

de mes présentations, d’être présent dans mes moments plus difficiles, et de m’avoir

secondé dans mes péripéties peu banales et cocasses tout au long de mon projet.

V

TABLE DES MATIÈRES

RÉSUMÉ ....................................................................................................................................II

REMERCIEMENTS ................................................................................................................... III

LISTE DES TABLEAUX ............................................................................................................ XI

LISTE DES FIGURES ............................................................................................................. XIII

LISTE DES ABRÉVIATIONS ................................................................................................. XV

CHAPITRE 1 ................................................................................................................................. 0

PROBLÉMATIQUE ..................................................................................................................... 0

1.1 Contexte actuel et problématique........................................................................................... 0

1.1.1 Profil de l’industrie serricole ...................................................................................... 0

1.1.2 Effluents serricoles ..................................................................................................... 1

1.1.3 Méthodes de gestion des eaux lessivées et systèmes de désinfection ......................... 2

1.2 Marais filtrants artificiels ....................................................................................................... 6

1.2.1 Types de marais artificiels .......................................................................................... 6

1.2.1.1 Marais surfacique à flux horizontal ................................................................ 7

1.2.1.2 Marais sous surfacique à flux horizontal ........................................................ 8

1.2.1.3 Marais sous surfacique à flux vertical ............................................................ 9

1.2.1.3.1 Résultats d’analyses d’efficacité des différents types de

marais ............................................................................................................ 10

1.2.2 Principaux processus d’épuration des eaux usées dans les marais artificiels ........... 11

1.2.2.1 Processus physiques ..................................................................................... 11

1.2.2.2 Processus chimiques ..................................................................................... 11

1.2.2.3 Processus biologiques ................................................................................... 11

1.2.3 Types de polluants traités par l’entremise de marais filtrants artificiels .................. 12

1.2.4 Rôles des microorganismes dans les marais artificiels ............................................. 13

1.2.4.1 Biodégradation par les enzymes extracellulaires ......................................... 13

1.2.4.2 Transformation par la respiration et la fermentation .................................... 13

1.2.4.3 Facteurs influençant les microorganismes .................................................... 14

VI

1.2.5 Mécanismes d’épuration des éléments fertilisants .................................................... 17

1.2.5.1 Réduction des nitrates ................................................................................... 17

1.2.5.2 Le carbone organique ................................................................................... 20

1.2.5.3 Le phosphate ................................................................................................. 21

1.2.6 Rôles des plantes dans les marais artificiels ............................................................. 23

1.2.6.1 Caractéristiques des plantes dans les marais artificiels ................................ 25

1.2.6.2 Espèces de plantes utilisés dans les marais artificiels .................................. 25

1.2.6.3 Influence des plantes sur la diversité microbienne ....................................... 26

1.3 Hypothèses et objectifs de recherche ................................................................................... 27

CHAPITRE 2 ............................................................................................................................... 30

MÉTHODOLOGIE ..................................................................................................................... 30

2.1 Expérimentation en serre – 2008 ......................................................................................... 30

2.1.1 Traitements ............................................................................................................... 30

2.1.2 Dispositif expérimental ............................................................................................. 31

2.1.3 Prélèvements et analyses .......................................................................................... 33

2.1.3.1 pH, CE et minéraux ...................................................................................... 33

2.1.3.2 Microbiologie ............................................................................................... 34

2.1.3.3 Biomasse sèche ............................................................................................. 35

2.1.3.4 Gaz ................................................................................................................ 36

2.1.3.5 Température des marais ................................................................................ 37

2.2 Expérimentation en serre, 2009 ........................................................................................... 37

2.2.1 Matériel et méthodes ................................................................................................. 37

2.2.2 Traitements ............................................................................................................... 38



2.2.4.1 pH, CE et minéraux ...................................................................................... 41

2.2.4.2 DCO et DBO5 ............................................................................................... 41

2.2.4.3 Microbiologie ............................................................................................... 42

2.2.4.4 Biomasse sèche ............................................................................................. 44

2.2.4.5 Gaz ................................................................................................................ 44


2.3 Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 ............................................................ 45

VII

2.3.1 Matériel et méthodes ................................................................................................. 45

2.3.2 Traitements ............................................................................................................... 45



2.3.4.1 pH, CE et minéraux ...................................................................................... 46

2.3.4.2 DCO, DBO5 .................................................................................................. 47

2.3.4.3 Microbiologie ............................................................................................... 47


2.4 Analyses statistiques ............................................................................................................ 48

CHAPITRE 3 ............................................................................................................................... 48

RÉSULTATS ................................................................................................................................ 48

3.1 Expérimentation en serre – 2008 ......................................................................................... 48

3.1.1 Évolution des différents paramètres de l’effluent dans un ssh ................................. 48

3.1.1.1 Température, pH et CE de l’eau dans les ssh ............................................... 48

3.1.1.2 Concentration en azote ................................................................................. 50

3.1.1.3 Concentration en phosphore ......................................................................... 53

3.1.1.4 Concentration en oligo-éléments et en macroéléments ................................ 54

3.1.2 Évolution des émissions de gaz dans un ssh ............................................................. 55

3.1.3 Évolution des différents paramètres mesurés dans le profil d’un ssh ....................... 57

3.1.3.1 Concentrations minérales à l’intérieur d’un ssh ........................................... 57

3.1.3.2 Populations microbiennes à 15 cm, 45 cm et 70 cm de la surface d’un

ssh ............................................................................................................................. 59

3.1.4 Analyse minérale foliaire de Typha latifolia et de Phragmite australis ................... 59

3.2 Expérimentation en serre - 2009 .......................................................................................... 60

3.2.1 Évolution des différents paramètres de l’affluent et de l’effluent dans les ssv,

ssh et sh .............................................................................................................................. 61

3.2.1.1 Température, pH et CE de l’eau traitée ........................................................ 61

3.2.1.2 Demande chimique et biologique en oxygène .............................................. 62

3.2.1.3 Populations microbiennes ............................................................................. 63

3.2.1.4 Concentrations minérales dans l’affluent et dans les effluents..................... 64

3.2.2 Évolution des concentrations minérales dans le profil des marais sous

surfaciques à flux horizontal .............................................................................................. 66

VIII

3.2.3 Évolution des émissions de gaz à effet de serre dans les ssv, ssh et sh .................... 68

3.2.4 Analyse foliaire de Typha latifolia dans les ssh et ssv et de Eichhornia

crassipes dans les sh .......................................................................................................... 70

3.3 Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 ............................................................ 72

3.3.1 Évolution des différents paramètres de l’affluent dans trois ssv en série ................. 72

3.3.1.1 Température, pH et CE de l’eau dans les trois ssv en série .......................... 72

3.3.1.2 Concentration en azote ................................................................................. 74

3.3.1.3 Concentration en phosphore ......................................................................... 76

3.3.1.4 Concentration en oligo-éléments et en macroéléments ................................ 77

3.3.1.5 Demande chimique et biologique en oxygène .............................................. 79

3.3.1.6 Populations microbiennes ............................................................................. 80

3.3.2 Analyse foliaire du Phragmite australis dans les trois ssv en série .......................... 80

CHAPITRE 4 ............................................................................................................................... 85

DISCUSSION ............................................................................................................................... 85

4.1 Réduction des éléments minéraux dans un marais filtrant .................................................. 85

4.1.1 Réduction de l’azote ................................................................................................. 85

4.1.1.1 L’effet d’un apport en carbone organique .................................................... 85

4.1.1.2 L’impact de la présence de végétation ......................................................... 87

4.1.1.3 Influence du Eh et du pH .............................................................................. 88

4.1.1.4 Efficacité à réduire l’azote par trois types de marais.................................... 89

4.1.1.4.1 pH et les conditions aérobies et anaérobies ................................... 90

4.1.2 Réduction des sulfates .............................................................................................. 91

4.1.2.1 Efficacité à réduire les sulfates par trois types de marais ............................. 92

4.1.3 Réduction du phosphore ........................................................................................... 93

4.1.3.1 L’effet d’un apport en carbone organique .................................................... 93

4.1.3.2 Influence du pH et du substrat sur la réduction du phosphore ..................... 94

4.1.3.3 Efficacité à réduire le phosphore par trois types de marais .......................... 95

4.1.4 Réduction en oligo-éléments et en macroéléments ................................................... 96

4.1.5 Variation de la concentration minérale et des populations microbiennes dans le

profil d’un marais filtrant ................................................................................................... 98

4.1.6 L’efficacité de traitement par un système à trois ssv en série ................................ 100

IX

4.2 L’influence des saisons sur les performances d’un système à trois ssv en série ............... 103

4.3 Concentration minérale maximale permise dans l’eau de surface au Québec ................... 107

4.4 Potentiel des différentes espèces de plantes dans un marais filtrant .................................. 108

4.4.1 Tolérance à la toxicité ............................................................................................. 108

4.4.2 Phytoremédiation .................................................................................................... 109

4.5 Émissions de gaz à effet de serre dans les marais filtrants ................................................ 110

4.5.1 L’effet d’un apport en carbone organique .............................................................. 110

4.5.2 Variation des émissions des gaz à effet de serre dans trois types de marais

filtrants ............................................................................................................................. 112

4.5.2.1 Émissions du protoxyde d’azote ................................................................. 114

4.5.2.2 Émissions du dioxyde de carbone .............................................................. 116

4.5.2.3 Émissions du méthane ................................................................................ 117

CHAPITRE 5 ............................................................................................................................. 120

CONCLUSION .......................................................................................................................... 120

BIBLIOGRAPHIE ..................................................................................................................... 125

ANNEXE A ................................................................................................................................. 139

Zones d’élimination des NO3- et des PO4

3- dans un marais filtrant artificiel .............................. 139

ANNEXE B ................................................................................................................................. 141

Expérimentation en serre, 2008 : évolution de la température et du pH dans un ssh .................. 141

ANNEXE C ................................................................................................................................ 143

Expérimentation en serre, 2008 : pourcentage de réduction des éléments minéraux dans un

ssh .............................................................................................................................. 143

ANNEXE D ................................................................................................................................. 151

Expérimentation en serre, 2008 : variation des concentrations minérales dans un ssh ............... 151

ANNEXE E ................................................................................................................................. 155

Expérimentation en serre, 2008 : variation des émissions du CO2 dans un ssh .......................... 155

X

ANNEXE F ................................................................................................................................ 157

Expérimentation en serre, 2008 : variation de la concentration minérale dans le profil d’un

ssh .............................................................................................................................. 157

ANNEXE G ................................................................................................................................ 165

Expérimentation en serre, 2008 : Analyse foliaire de Phragmite australis et de Typha

latifolia dans un ssh ................................................................................................... 165

ANNEXE H ................................................................................................................................ 173

Expérimentation en serre, 2009 : température et CE dans les sh, ssh et ssv ................................ 173

ANNEXE I ................................................................................................................................ 175

Expérimentation en serre, 2009 : Variation de la concentration en NO3-, NO2

- et NH4

+ dans

les sh, ssh et ssv ......................................................................................................... 175

ANNEXE J ................................................................................................................................ 178

Expérimentation en serre, 2009 : pourcentage de réduction des éléments minéraux dans les

sh, ssh et ssv ............................................................................................................... 178

ANNEXE K ................................................................................................................................ 180

Expérimentation en serre, 2009 : concentrations minérales foliaires de Eichhornia crassipes

et de Typha latifolia dans les sh, ssh et ssv ................................................................ 180

ANNEXE L ................................................................................................................................ 182

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 : concentration minérale et pourcentage

de réduction des minéraux dans les ssv en série en fonction des saisons .................. 182

ANNEXE M ................................................................................................................................ 186

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 : les populations microbiennes dans les

ssv en série en fonction des saisons ........................................................................... 186

ANNEXE N ................................................................................................................................. 188

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 : concentrations minérales foliaires de

Phragmite australis dans les ssv en série .................................................................. 188

XI

LISTE DES TABLEAUX

Chapitre 1

Tableau 1.1 Description des avantages et inconvénients de différents traitements chimiques

de désinfection. ............................................................................................................... 4

Tableau 1.2 Description des avantages et inconvénients de différents traitements physiques

de désinfection. ............................................................................................................... 4

Tableau 1.3 Pourcentage d’efficacité des marais filtrants à éliminer le NO3- provenant

d’une culture de tomate en serre avec ajout d’une source de carbone (Vinasse). .......... 6

Tableau 1.4 La concentration de différents éléments dans l’affluent et l’effluent et le

pourcentage d’efficacité à éliminer ceux-ci selon le type de marais filtrant

(Expériences mondiales). .............................................................................................. 10

Tableau 1.5 Contaminants et leurs effets néfastes lorsque retrouvés dans l’environnement.

...................................................................................................................................... 12

Tableau 1.6 Pourcentage d’élimination de l’azote total, du phosphore total sur une base

annuelle avec ou sans plante (Schoenoplectus validus) dans le marais en fonction du

temps de rétention. ........................................................................................................ 23

Tableau 1.7 Assimilation des nutriments selon l’espèce de plante utilisée sous des

conditions salines .......................................................................................................... 26

Chapitre 2

Tableau 2.1 Les traitements de sucre dans les marais de l’expérimentation effectuée en

serre 2008. ..................................................................................................................... 31

Tableau 2.2 Hydrodynamique des ssh. ................................................................................. 33

Tableau 2.3 Éléments minéraux et leur concentration dans un effluent standard de tomate

en serre. ......................................................................................................................... 39

Chapitre 3

Tableau 3.1 Effets de l’ajout de saccharose et de sel sur le pH et la CE des effluents et la

température moyenne des ssh, établis dans les serre Gaz Métro de l’Université Laval

en 2008 ± l’écart type (n=5). ........................................................................................ 48

Tableau 3.2 Pourcentage de réduction moyen de la concentration en NO3- après 11 jours de

rétention dans le ssh avec Phragmite australis, Typha latifolia et le témoin ssh et avec

l’apport ou non de saccharose lorsque la CE augmente (n=5). .................................... 52

XII

Tableau 3.3 Émissions cumulées de N2O (mg N2O m-2

h-1

) et de CO2 (mg CO2 m-2

s-1

) pour

chaque période et pour chaque espèce de plante dans un ssh selon l’apport ou non en

saccharose (n=4). .......................................................................................................... 56

Tableau 3.4 Populations microbiennes en fonction de la profondeur (15, 45 et 70 cm), de

l’espèce de plante et de l’ajout ou non de saccharose dans un ssh (n=5). .................... 59

Tableau 3.5 Concentration moyenne de la DCO et de la DBO5 de l’affluent (n=3) et des

effluents (n=6) dans les ssv, ssh et dans les sh, durant l’année 2009. .......................... 63

Tableau 3.6 Populations microbiennes et concentration en fluorescéine dans les effluents

(n=6) des ssv, ssh et sh, durant l’année 2009................................................................ 64

Tableau 3.7 Concentrations minérales moyennes dans l’affluent (n=3) et dans les effluents

(n=12) après 10 jours de rétention dans les ssv, ssh et sh ± les écarts types. ............... 65

Tableau 3.8 Concentrations minérales moyennes (mg L-1

) de l’eau (n=12) entre 15 cm et 70

cm de la surface des ssh ± les écarts types. .................................................................. 67


h-1

), de CO2 (mg CO2 m-2

s-1

) et de

CH4 (mg CH4 m-2

h-1

) pour chaque type de marais en fonction de la période

(établissement et celle stable) (n=4). ............................................................................ 69

Tableau 3.10 CE moyenne de l’affluent et dans chaque ssv selon chacune des saisons et

dans l’ensemble des saisons, et pourcentage de réduction entre l’affluent et le

troisième marais en série (n=2). .................................................................................... 73

Tableau 3.11 Moyenne du pH de l’affluent et de chaque marais selon chacune des saisons

et pour l’ensemble des saisons (n=2). ........................................................................... 74

Tableau 3.12 Moyenne de la DCO de l’affluent et de l’effluent du troisième ssv en série en

fonction des saisons (n=2). ........................................................................................... 79

Tableau 3.13 Moyenne de la DBO5 de l’affluent et de l’effluent du troisième ssv en série en

fonction des saisons (n=2). ........................................................................................... 80

XIII

LISTE DES FIGURES

Chapitre 1

Figure 1.1 Marais surfacique à flux horizontal. ...................................................................... 7

Figure 1.2 Marais sous surfacique à flux horizontal. .............................................................. 8

Figure 1.3 Marais sous surfacique à flux vertical. .................................................................. 9

Figure 1.4 Potentiel redox et les divers types de respiration et de fermentation (Kadlec et

Knight, 1996; Reddy et DeLaune, 2008). ..................................................................... 15

Figure 1.5 Les différentes réactions de la dénitrification et de la nitrification (Reddy et

DeLaune, 2008). ........................................................................................................... 20

Figure 1.6 Trois types de marais filtrants. ............................................................................ 28

Chapitre 2

Figure 2.1 Serre Gaz Métro situé à l’Université Laval, Québec ........................................... 30

Figure 2.2 Dispositif expérimental, serre Gaz Métro - 2008 ................................................ 32

Figure 2.3 Support en plexiglas pour la chambre à gaz ........................................................ 36

Figure 2.4 Complexe de serres haute performance à l’Université Laval, Québec ............... 38

Figure 2.5 Types de marais filtrants ..................................................................................... 38

Figure 2.6 Dispositif expérimental, Complexe de serres haute performance - 2009 ............ 40

Figure 2.7 Serres Nouvelles Cultures à Sainte-Sophie, Qc, Canada. ................................... 45

Figure 2.8 Dispositif expérimental en milieu commercial ................................................... 46

Chapitre 3

Figure 3.1 Variation de la CE dans l’eau des affluents et des effluents après 11 jours de

rétention dans le ssh, selon l’espèce de plante utilisée, de la CE dans l’affluent (mS

cm-1

) et de la dose en saccharose (mg L-1

) durant l’année 2008 ± écart type (n= 5). ... 49

Figure 3.2 Variation de la concentration en NO3- dans les effluents après 11 jours de

rétention, selon l’espèce de plante dans le ssh, de la CE dans l’affluent (mS cm-1

) et de

la dose en saccharose (mg L-1

) durant l’année 2008 ± écart type (n=5). ...................... 51

XIV

Figure 3.3 Variation de la concentration en PO43-

dans les effluents après 11 jours de


) et de


) durant l’année 2008 ± écart type (n=5). ...................... 54

Figure 3.4 Variation des émissions de N2O selon l’espèce de plante dans le ssh, de la CE

dans l’affluent (mS cm-1


) durant l’année 2008 ±

écart type (n=4). ............................................................................................................ 57

Figure 3.5 Échantillonneurs à 15 cm, 45 cm et 70 cm de la surface du sol dans un ssh. ..... 58

Figure 3.6 Apparence du feuillage de Phragmite autralis (A) et de Typha latifolia (B) dans

un ssh. Le cercle rouge indique la couleur jaunâtre du feuillage de la Phragmite

autralis (A). .................................................................................................................. 60

Figure 3.7 Variation du pH dans l’affluent (n=3) et dans les effluents (n=12) des ssv, ssh et

sh au cours de l’expérimentation de 2009. ................................................................... 62

Figure 3.8 Les émissions du N2O, du CO2 et du CH4 dans les ssv, ssh et sh ± les écarts

types, durant l’année 2009 (n=4). ................................................................................. 69

Figure 3.9 Observation de la taille, de la densité et la couleur du feuillage de Eichhornia

crassipes dans les sh au début de l’expérience en A et à la fin de l’expérience B,

durant l’année 2009. ..................................................................................................... 71

Figure 3.10 Variation de la température (°C) dans l’eau du marais et de l’air à 135 cm de

surface du sol du marais au cours de l’année 2008 et 2009. ......................................... 72

Figure 3.11 Variation de la concentration en NO3- dans l’eau de l’affluent et dans les trois

ssv en série en fonction des saisons (n=2). ................................................................... 75


dans l’eau de l’affluent et dans les trois


Figure 3.13 Variation de la concentration en SO42-

dans l’eau de l’affluent et dans les trois


Figure 3.14 Observation de la biomasse du P. australis dans les trois ssv en série. ............ 81

Figure 3.15 Observation de la coloration jaunâtre du feuillage du P. australis dans le

premier des trois ssv en série. ....................................................................................... 81

XV

LISTE DES ABRÉVIATIONS

C+ Ajout de saccharose

C- Sans ajout de saccharose

BSR Bactéries sulfato-réductrices

cm Centimètre

HPLC Chromatographie en phase liquide à haute performance

CE Conductivité électrique

° C Degré Celcius

DBO5 Demande biologique en oxygène

DCO Demande chimique en oxygène

ETM Éléments de traces métalliques

FDA Fluoresceine diacetate

g Gramme

ha Hectare

h Heure

< Inférieur à

j Jour

Kg Kilogramme

L Litre

ssh Marais sous surfacique à flux horizontal

ssv Marais sous surfacique à flux vertical

sh Marais surfacique à flux horizontal

m.s. Matière sèche

m Mètre

μg Microgramme

μL Microlitre

μm Micromètre

mL Millilitre

mM Millimolaire

mS Millisiemens

M Molaire

nm Nanomètre

MPN Nombre le plus probable

Eh Potentiel d’oxydoréduction

pH Potentiel hydrogène

% Pourcent

C:N Ratio carbone sur azote

DNRA Réduction du nitrate en ammoniac (Dissimilatory Nitrate Reduction to Ammonia)

s Seconde

> Supérieur à

≥ Supérieur ou égal

HRT Temps de rétention hydraulique

rpm Tour par minute

XVI

Al3+

Aluminium

NH4+ Ammonium

N Azote

NT Azote total

B3+

Bore

Ca2+

Calcium

Cl- Chlore

Cu2+

Cuivre

N2 Diazote

CO2 Dioxyde de carbone

O2 Dioxygène

Fe2+

Fer ferreux

NH2OH Hydroxylamine

Mg2+

Magnésium

Mn2+

Manganèse

CH4 Méthane

NO3- Nitrate

NO2- Nitrite

HNO Nitroxyle

NO Oxyde nitrique

PO43-

Phosphate

PT Phosphore total

K+ Potassium

N2O Protoxyde d’azote

Na+ Sodium

S Soufre

SO42-

Sulfate

Zn2+

Zinc

CHAPITRE 1

PROBLÉMATIQUE

1.1 Contexte actuel et problématique

1.1.1 Profil de l’industrie serricole

L’innovation technologique a amené les producteurs horticoles à produire davantage afin

de répondre à la demande croissante d’aliments frais. Entre 2001 et 2006, l’industrie des

cultures de serre a augmenté de 21% au Canada et depuis ces dernières années elle n’a

cessé de s'accroitre. D’ailleurs, entre 2009 et 2010, l’industrie des légumes de serre a

augmenté de 10% pour dépasser le cap du milliard de dollars. L’Ontario est le principal

producteur de légumes de serre représentant 60,9% des ventes au Canada. Plus de la moitié

des serres canadiennes sont en Ontario, soit 1 304 ha en 2010. La Colombie-Britannique et

le Québec se retrouvent au deuxième et troisième rang respectivement, soit une superficie

de 514 ha et de 262 ha (Statistique Canada, 2010). Parmi les quatre principales cultures de

légume de serre (tomate, concombre, laitue, et poivron), c’est la tomate qui est davantage

cultivée. À elle seule, la culture de tomates représente la moitié des recettes tirées de la

vente des légumes de serre (Statistique Canada, 2005). Les ventes de tomate ont augmenté

de 10,9% pour atteindre un chiffre d’affaires de 508 millions de dollars en 2010. De plus,

une superficie de 528 ha de serre était consacrée à la culture de tomate au Canada, dont 55

ha au Québec en 2010 (Statistique Canada, 2010).

1

1.1.2 Effluents serricoles

«Quelques informations sur la définition de certains termes doivent être apportées afin de

distinguer la différence entre un affluent et un effluent. Un affluent, c’est l’eau qui n’a pas

été traitée et qui est envoyée dans un marais. Pour ce qui est d’un effluent, deux définitions

s’imposent. La première, c’est l’eau traitée qui sort du marais. La deuxième, c’est l’eau

lessivée, drainée de la culture. Ainsi l’effluent de culture devient l’affluent du marais avant

d’être traité et résulte en un effluent d’eau traitée dont les charges polluantes ont été

totalement ou partiellement enlevées.»

L’expansion de l’industrie des cultures en serre a entrainé une hausse importante de la

consommation des fertilisants. De plus, une demande croissante pour la production de

biogaz (maïs) et dans une moindre mesure par la demande pour d’autres produits

alimentaires a été récemment observée. Suite à cette demande, le coût des engrais a

augmenté considérablement au cours des dernières années. Les engrais sont généralement

composés d’un mélange équilibré de macro et de micro éléments afin de rendre le

développement de la plante optimal.

Tous ces éléments minéraux, présents dans la solution nutritive, sont en partie disponibles

pour les besoins de la plante; ils sont absorbés par la plante et/ou adsorbés par le sol. La

partie excédentaire, celle qui n’est pas utilisée par la plante, est éliminée par drainage. Pour

des raisons phytosanitaires, ces eaux lessivées, riches en éléments minéraux, ne sont pas

toujours réutilisées pour une nouvelle irrigation. Ces effluents, possédant de fortes charges

en éléments fertilisants, particulièrement en NO3-, PO4

3- et SO4

2-, se retrouvent dans

l’environnement (Merlin et al., 2002). Ces eaux chargées en azote et en phosphore

contaminent les nappes phréatiques et favorisent la prolifération d’algues bleues

(cyanobactéries) dans les lacs et rivières ainsi que leur eutrophisation. Chaque hectare de

serre de tomate ayant un rendement de l’ordre de 400 tonnes de tomates par année perd en

moyenne 4 000 m3 d’eau d’irrigation au drainage. Ce volume d’eau transporte avec lui 7,5

tonnes de sels fertilisants (Omafra, 2008), dont environ 1,3 tonne d’azote sous forme de

NO3- (Vitre, 2003). Sur une base journalière, l’eau de drainage rejetée dans

2

l’environnement d’une serre de 365 ha peut contenir jusqu’à 1300 kg en NO3-, 320 kg en

PO43-

et 368 kg en SO42-

. La solution de drainage de tomates en serre est fortement

concentrée en nitrate (328 ± 76 mg N-NO3- L

-1) et sa concentration en matière organique

est faible. Par simple comparaison, l’effluent d’un hectare de tomates en serre contient

autant d’azote que 230 tonnes de fumier de bovin (Merlin et al., 2002). Les quantités

d’azote rejetées dans l’environnement sont donc très importantes.

Présentement, au Québec, aucune législation n’a été adoptée pour les producteurs serricoles

pour la gestion des effluents de culture. Les agriculteurs québécois sont soumis au

Règlement sur les exploitations agricoles (REA) tandis que les producteurs agricoles de

l’Ontario doivent maintenant composer avec la loi Nutrient Management Act où la gestion

des effluents de culture entre en ligne de compte (CCSE). Il est probable que dans un avenir

rapproché, les producteurs serricoles devront préparer un PGEN (plan de gestion des

éléments nutritifs) pour toute solution de lessivage ou d’eau de ruissellement qui contient

plus de 10 mg L-1

d’azote sous forme de NO3- ou plus de 0,2 mg L

-1 de PO4

3- (CRAAQ,

2005). En parallèle à la problématique sur les rejets d’engrais dans l’environnement,

l’Europe oblige maintenant les serriculteurs à limiter leurs rejets dans l’environnement en

adoptant un système fermé avec recirculation des effluents de culture. À partir de 2027,

aucun rejet de fertilisant dans l’environnement ne sera autorisé en Hollande (loi sur

Émission 0). L’apport d’éléments nutritifs devra répondre parfaitement aux besoins de la

plante. Le Canada devra, à court ou long terme, adopter un même type de législation.

1.1.3 Méthodes de gestion des eaux lessivées et systèmes de désinfection

Dans le contexte actuel de gestion durable, le recyclage des eaux de drainage est fortement

encouragé. Cette perspective permet donc de réduire la pollution de la nappe phréatique et

également de réduire l’utilisation de cette ressource. Diverses méthodes sont déjà mises en

place pour gérer l’eau lessivée provenant de la culture afin de diminuer les impacts négatifs

de ces rejets dans l’environnement. Certains producteurs serricoles administrent seulement

la quantité d’eau nécessaire à la plante selon les conditions environnementales (Schwarz et

al., 1995; Klaring, 2001; CRAAQ 2005). Cette technique exige une attention rigoureuse et

3

demande de bien comprendre le comportement physiologique de la plante. D’autre part,

l’accumulation de certains ions dans le milieu de culture ou l’utilisation d’une eau de

moindre qualité limite souvent cette approche. Dans d’autres cas, certains serriculteurs vont

plutôt recycler l’eau. Cependant, le recyclage de l’eau accentue le risque lié aux agents

pathogènes si celle-ci a été contaminée via les microorganismes présents parfois dans les

substrats hors sol. De plus, le recyclage de l’eau peut amener à moyen ou long terme un

déséquilibre ionique dans l’eau, ce qui peut affecter la production. Pour contrer à la

propagation des microorganismes pathogènes, l’eau recyclée doit d’abord être désinfectée

pour enlever les agents infectieux. Certaines méthodes de désinfection permettent aussi

d’éliminer les éléments nutritifs et les résidus de pesticide avant d’envoyer l’eau dans

l’environnement ou de la réutiliser. Actuellement, dans le domaine serricole, ce sont surtout

des systèmes actifs qui sont utilisés pour la désinfection. Ces systèmes permettent d’éviter

la propagation de maladies comme le chancre bactérien et le virus de la mosaïque du

Pépino ou celles causées par Pythium, Fusarium, Verticillium pour la culture de tomates

hors sol. Cependant, ces techniques de désinfection (traitements chimiques et physiques)

nécessitent habituellement une installation coûteuse et un entretien laborieux. Dans le cas

des traitements chimiques, tous tuent les agents pathogènes présents dans l’eau et par

conséquent tuent les microorganismes qui peuvent être bénéfiques à la culture lors de la

recirculation dans le système. Dans certains cas, ces traitements s’avèrent peu efficaces et

interfèrent avec les éléments nutritifs (CRAAQ, 2005). L’utilisation de milieux de culture

organique, telle la fibre de coco ou l’utilisation d’engrais biologiques limitent également

l’utilisation de certaines techniques suite à la quantité importante de composés organiques

en suspension dans l’eau à traiter. Les tableaux 1.1 et 1.2 présentent les avantages et les

inconvénients des différents traitements chimiques et physiques utilisés.

4

Tableau 1.1 Description des avantages et inconvénients de différents traitements

chimiques de désinfection.

Avantages Inconvénients

Peroxyde d’hydrogène (H2O2) Peu dispendieux Biocide peu efficace

Aucun résidu Les saletés diminuent l’effet

Les métaux lourds catalysent le H2O2

Possibilités de phytotoxicité

Interfère avec les éléments nutritifs

Chloration (chlore) / Peu dispendieux Problèmes importants de phytotoxicitéBromination (brome) Biocides efficaces Interfère avec les éléments nutritifs

Activité résiduelle dans la zone de culture Contrôle et manipulation difficiles

Ozonation (Ozone ou O3) Aucun résidu Ne contrôle pas tous les agents pathogènes

Coûts élevés (d’investissement/d’exploitation)Interfère avec les éléments nutritifs

Dioxyde de chlore Peu dispendieux Ne contrôle pas tous les agents pathogènesÀ peine phytotoxique Nouvelle technologie

Activité résiduelle dans la zone de culture Production difficile/contrôle difficile

Source : CRAAQ, 2005

Tableau 1.2 Description des avantages et inconvénients de différents traitements

physiques de désinfection.

Avantages Inconvénients

Irradiation aux UV Installation compacte Les systèmes à débits élevés sont dispendieux d’installation

(Ultra‐Violets) Nécessite peu d’espace Les saletés diminuent l’effetPlus économique dans bien des cas Nécessite beaucoup d’entretien

Utilisé avec de faibles débits d’eau Interfère avec les éléments nutritifsChaleur / Pasteurisation Efficace et fiable Coûts élevés d’installation et d'exploitation

Tolère de très grands débits d’eau Gros équipement exigeant beaucoup d’espaceContrôle simple des fonctions Besoin d’entreposage de refroidissement

Exige peu d’entretienFiltration au sable / Coûts d’opération faibles Nécessite beaucoup d’espace

Biofiltration lente Enlève les contaminants et les agents pathogènes Coûts d’installation élevésRentable seulement pour les grosses fermes

Nécessite un contrôle continu

Source : CRAAQ, 2005

En parallèle, les marais filtrants sont un système de traitement naturel et passif. Ce système

biologique et efficace permet d’éliminer les sels minéraux excédentaires présents dans les

effluents tout en réduisant les risques de propagation de maladies (Kadlec et Kinght, 1996;

Kadlec et Wallace, 2009; Sleytr et al., 2007). À la base, le principe d’épuration des marais

filtrants combine plusieurs phénomènes physiques, chimiques et biologiques dont la

sédimentation, la précipitation, l’adsorption aux particules du sol, l’assimilation par la

plante et la transformation par les microorganismes (Vymazal, 2008b).

5

Les marais filtrants artificiels comprennent plusieurs avantages que les systèmes actifs ne

possèdent pas. Tout d’abord, ce système passif est autosuffisant, il nécessite peu d’énergie

et offre une solution durable à l’épuration des eaux usées (Stottmeister et al., 2003). Les

marais artificiels exigent peu d’entretien et peu de manutention après installation. De plus,

l’efficacité d’épuration du marais est comparable à un système de traitement actif. Enfin,

les marais artificiels possèdent un aspect esthétique naturel que les systèmes actifs n’ont

pas.

Cependant, bien que ce système naturel possède plusieurs avantages, le climat froid

canadien complexifie son utilisation à grande échelle. Selon Brunet (2000), les

performances d’épuration sont dépendantes des variations de température. De plus,

l’efficacité de traitement est variable selon la composition chimique et le débit du polluant

traité. Un temps d’adaptation est également nécessaire à une modification rapide des

paramètres de l’effluent. Finalement, certaines eaux usées sont difficiles à traiter en une

seule étape par un système passif. Des systèmes hybrides constitués de différents types de

marais en série sont de plus en plus envisagés afin d’atteindre une efficacité maximale

d’épuration (Vymazal, 2005b et 2008b; Seo, 2008).

Les résultats de Merlin et al. (2002), présentés au tableau 1.3, démontrent le bilan en NO3-

entre l’entrée et la sortie du marais. Cette étude a été effectuée deux ans après l’installation

du marais. Tout au long de l’expérience, le HRT a été de 10 jours et la concentration en

NO3- envoyée dans le marais a été de 328 ± 76 mg NO3

- L

-1. Selon Merlin et al. (2002), les

marais filtrants peuvent traiter les eaux de drainage de petites superficies de tomate de serre

(< 1 ha) et une source de carbone facilement assimilable est nécessaire. La forte

évapotranspiration et la concentration élevée en oxygène dans le marais ont nui à l’activité

des bactéries dénitrifiant les NO3-. C'est pourquoi des valeurs négatives proches du zéro

sont observées dans le tableau 1.3. Ces valeurs négatives indiquent qu’il y a eu une

augmentation de la concentration en NO3- dans les marais. Ces résultats démontrent que

cette alternative biologique n’a pas atteint ses limites d’étude et nécessite une recherche

plus approfondie.

6

Tableau 1.3 Pourcentage d’efficacité des marais filtrants à éliminer le NO3- provenant

d’une culture de tomate en serre avec ajout d’une source de carbone (Vinasse).

Source : Merlin et al., 2002

Au Canada, un seul site commercial, à notre connaissance, possède un marais filtrant pour

traiter les effluents de la culture de Chrysanthème (Rosa Flora, à Ste–Catherine, ON). La

charge en fertilisants de ce type de culture est cependant plus faible que celle des cultures

légumières, dont la tomate. D’autre part, il existe en milieu agricole des marais filtrants

pour traiter les effluents de champignonnière, de laiterie et plusieurs autres productions

agroalimentaires.

Afin de contribuer au développement de systèmes durables et écologiques en serriculture,

l’adoption de mesures de traitement des eaux de drainage de serre par un traitement

biologique et simple, comme les marais filtrants, s’avère une avenue prometteuse.

1.2 Marais filtrants artificiels

1.2.1 Types de marais artificiels

Inspirés par les marais naturels, les spécialistes ont mis au point les marais filtrants

artificiels. Il existe plusieurs types de marais filtrants artificiels pour l’épuration des eaux

usées qui peuvent être classés selon leur régime d’écoulement; écoulement à la surface ou

sous la surface. Parmi ces deux modes d’écoulement, trois types d’architecture de marais

7

ont été mis au point. Chacun de ces trois systèmes possède des caractéristiques particulières

concernant le traitement des effluents, car ceux-ci n’ont pas la même proportion eau/sol. Ce

rapport influence ainsi la quantité d’oxygène disponible pour les processus physico-

chimiques (réactions d’oxydation-réduction) dans les marais de même que sur la diversité

des populations microbiennes (aérobie vs anaérobie) (Vymazal, 2007).

1.2.1.1 Marais surfacique à flux horizontal

Les sh sont caractérisés par un bassin d’eau libre où les eaux à purifier circulent sur la

surface du sol (Figure 1.1). Le flux d’eau s’écoule de façon horizontale à partir de l’entrée

vers la sortie du marais. Les plantes utilisées peuvent être flottantes, émergentes,

submergées ou à feuilles flottantes (Vymazal, 2008b). L’apport faible en oxygène avantage

l’efficacité du traitement pour l’élimination des NO3- (Vymazal, 2007). Cependant, ce type

de système possède quelques inconvénients. Tout d’abord, il nécessite l’utilisation d’une

plus grande superficie de terrain comparativement aux autres types de marais artificiels

(Kadlec et al., 2000). L’implantation de ce type de marais peut également entraîner des

odeurs nauséabondes au cours des journées chaudes de l’été dues aux émanations de

certains gaz, dont l’ammoniac et le méthane. Enfin, en hiver, ce type de marais peut être

problématique, car le bassin risque de geler due au froid et risque d’endommager les

plantes présentes. Parmi les plantes utilisées pour ce type de marais, Eichhornia crassipes

est celle qui est couramment utilisée dans le monde. Cette plante a l’avantage de croître très

rapidement (Vymazal, 2008b) et d’avoir une bonne densité racinaire (Qitao et al., 2009).

Figure 1.1 Marais surfacique à flux horizontal.

8

1.2.1.2 Marais sous surfacique à flux horizontal

Les ssh sont caractérisés par un lit poreux avec une perméabilité élevée, par exemple du

gravier ou du sable (Vymazal, 2008a). L’écoulement de l’eau se fait de façon horizontale

sous la surface du marais (Figure 1.2). Durant le passage de l’effluent dans le marais, celui-

ci entre en contact avec différentes zones où la concentration en oxygène n’est pas la

même. Il y a la zone aérobie, anoxie et anaérobie. Généralement, l’apport en oxygène est

faible dans les ssh. Ce système est considéré comme étant un milieu anaérobie. Par contre,

des microsites aérobies sont aussi retrouvés dans ce milieu. Les zones oxygénées sont

obtenues principalement par le processus de diffusion de l’oxygène provenant de

l’atmosphère et des plantes. Les principaux mécanismes d’épuration de l’azote sont la

nitrification et la dénitrification. L’oxygène étant un facteur limitant dans les ssh favorise

l’usage de NO3- comme accepteur final d’électrons pour la respiration des microorganismes

anaérobies facultatifs et les réactions de nitrification sont souvent incomplètes (Vymazal,

2008a). D’autre part, ce type de système a l’avantage d’être exploité en hiver, car l’effluent

voyage sous la surface du marais. Donc, l’eau a de faibles chances de geler sous de faibles

températures atmosphériques (Wallace et al., 2001). Selon la localisation géographique,

plusieurs types de plantes sont utilisés pour ce genre de marais. En Amérique du Nord, les

différentes espèces de plantes sont limitées; il y a Phragmite australis, Typha latifolia,

l’Iris versicolore Linné, Juncus effusus, Scirpe lacustris et Sagittaria sagittifolia (Vymazal,

2008a). Enfin, il y a environ 60 000 ssh un peu partout dans le monde et ils sont exploités

en forte majorité en Europe (Vymazal, 2008a).

Figure 1.2 Marais sous surfacique à flux horizontal.

9

1.2.1.3 Marais sous surfacique à flux vertical

Les ssv sont caractérisés par un lit poreux avec une bonne perméabilité suite à l’utilisation

de sable ou d’un loam sableux (Vymazal, 2008a). L’apport de l’effluent est effectué

généralement de façon intermittente, inondant ainsi la surface du marais. L’eau contaminée

est répartie uniformément sur la surface du marais et s’infiltre (ou percole) au travers du

substrat vers le fond du marais de façon verticale (Figure 1.3). N’étant pas saturé en eau, le

marais permet d’oxygéner l’effluent lors de son passage à travers le substrat (ex. : sable).

Ceci crée des microsites aérobies où vivent des bactéries aérobies de même que des

bactéries anaérobies facultatives et favorise la réduction des divers éléments azotés

(Langergraber. 2008). Parmi les trois types de systèmes artificiels, les ssv s’avèrent les plus

efficaces, car ils nécessitent de petites surfaces d’opération pour le même niveau

d’épuration (Kadlec et al., 2000). Ils permettent d’épurer de plus grande charge en éléments

fertilisants. Cependant, ce type de marais est susceptible au gel hivernal dû à la pénétration

de l’air ambiant dans le substrat, ainsi qu’au gel de la tuyauterie qui alimente le marais en

effluent. Afin de prévenir que l’eau gèle dans la tuyauterie, deux systèmes de distribution

d’eau peuvent être envisagés.

Le premier système de distribution peut être installé à la surface du sol au cours des étés et

un second à une profondeur où le risque de gel au sol est négligeable. Enfin, les ssv sont les

plus exploités en Europe et Phragmite australis est la plante la plus utilisée pour ce genre

de système (Vymazal, 2008a).

Figure 1.3 Marais sous surfacique à flux vertical.

10

1.2.1.3.1 Résultats d’analyses d’efficacité des différents types de marais

Selon les propriétés des systèmes présentées précédemment, l’élimination des éléments

minéraux n’est pas similaire pour chacun. L’élimination de N-NH4+ est plus efficace en

utilisant des ssv que des ssh et sh (Tableau 1.4). Par contre, l’efficacité d’élimination des

N-NO3- est attribuée aux ssh. Cette observation peut s’expliquer par la quantité d’oxygène

apportée dans les systèmes (le système ssv possède plus de microsites aérobies que le ssh)

(Faulwetter et al., 2009). Par conséquent, l’efficacité à éliminer NT, le PT, la DBO5 et la

DCO semblent être similaires pour les trois types de marais.

Tableau 1.4 La concentration de différents éléments dans l’affluent et l’effluent et le

pourcentage d’efficacité à éliminer ceux-ci selon le type de marais filtrant

(Expériences mondiales).

Marais DBO5 DCO PT NT N‐NH4+ N‐NO3

‐

Surfacique

Horizontal (sh)Affluent (mg/L) 80 ‐ 3,8 14,6 ‐ ‐

Effluent (mg/L) 14,1 ‐ 2,2 6,6 ‐ ‐Efficacité (%) 75,7 ‐ 46,7 59,5 ‐ ‐

Sous surfaciqueHorizontal (ssh)Affluent (mg/L) 108 284 8,74 46,6 38,9 4,38Effluent (mg/L) 16 72 5,15 26,9 20,1 2,87

Efficacité (%) 85 75 41 42 48 35

Vertical (ssv)Affluent (mg/L) 166 313 7,6 70 41,4 1,1Effluent (mg/L) 19,8 56 4,5 36 10,4 26,1

Efficacité (%) 88,1 82,1 40,8 48,6 74,9 ‐

Sources : Vymazal 2008a, 2008b

11

1.2.2 Principaux processus d’épuration des eaux usées dans les marais

artificiels

Les principaux processus d’épuration des eaux dans un marais filtrant végétalisé se

trouvent dans la zone racinaire (ou rhizosphère). Les principaux processus sont : physiques,

chimiques et biologiques (Stottmeister et al., 2003; Vymazal 2008a).

1.2.2.1 Processus physiques

Lors du passage de l’eau dans le marais filtrant, la déposition des matières en suspension se

fait par filtration due au substrat (gravier ou sable), aux racines des plantes et à la

sédimentation des particules en suspension (Brix, 1997; Vymazal, 2008a).

1.2.2.2 Processus chimiques

Les cations présents dans l’effluent peuvent être adsorbés par la matière organique présente

dans le marais. Les anions, comme le phosphore, peuvent être adsorbés ou précipités par

des composés réactifs (Fe2+

, Al3+

, Ca2+

). De plus, tout dépendant des zones aérobies et

anaérobies, certains nutriments peuvent être oxydés ou réduits. Par conséquent, due à la

saturation dans le temps des sites réactifs, l’efficacité de ce mécanisme diminue avec l’âge

du système (Kadlec et al., 2000).

1.2.2.3 Processus biologiques

Les plantes présentes dans le marais filtrant permettent la bioaccumulation de certains

éléments nutritifs et métaux lourds (N, P, Pb, Cu, Zn, Cd), qui seront emportés avec la

partie aérienne de la plante suite à une fauche saisonnière (Brix, 1997). Cependant, cette

rétention des polluants dans la partie aérienne des plantes est faible comparativement à ce

qui est présent dans l’eau usée (Vymazal, 2001; Brix, 1997). Environ 0,2 à 5,0 % des

éléments sont absorbés par la plante. Selon l’intérêt du producteur, celui-ci peut laisser les

12

produits de la fauche sur la surface du marais ou encore ramasser le tout. Les tiges et les

feuilles récoltées peuvent être incinérées en vue de récupérer les métaux parmi les cendres

et les réutiliser. L’action des microorganismes permet l’épuration de l’eau dans un marais

artificiel (Faulwetter et al., 2009). D’ailleurs, dépendamment des conditions du milieu,

certains organismes permettent la minéralisation et la réduction des polluants organiques,

dont le NO3- et le SO4

2- (Park et al., 2009).

1.2.3 Types de polluants traités par l’entremise de marais filtrants

artificiels

Entre 1970 et 1980, les marais filtrants ont été construits presque exclusivement pour traiter

les eaux usées domestiques ou municipales. Depuis 1990, les marais sont utilisés pour

traiter pratiquement tous les types d’effluents; des produits de lixiviation, de ruissèlement

(urbain, autoroute, aéroport et agricole), des produits de transformation alimentaire,

industriels et agricoles (Vymazal, 2005a). Chacun de ces éléments présentés ci-dessus

possède une composition très variable de polluants. Les principales classes de contaminants

et leur effet néfaste sur l’environnement sont présentés dans le tableau 1.5 ci-dessous.

Tableau 1.5 Contaminants et leurs effets néfastes lorsque retrouvés dans

l’environnement.

Contaminants Problématiques environnementales

Matière en suspension (MES)S’accumule sous forme de boue et crée des conditions septiques dansle milieu

Nutriments

(l’azote et phosphore)

Entraînent la perturbation de l’écosystème et créent l’eutrophisation

des cours d’eau par la croissance excessive d’algues Matière organique biodégradable

(protéines, glucides et gras)

Entraîne un épuisement de l’oxygène présent dans le milieu et

l’asphyxie de la faune aquatiqueMatière organique réfractaire

(surfactants, phénols, pesticides)

Composé peu biodégradable et qui peut s’accumuler dans

l’environnementMétaux lourds (source industrielle et commerciale)

Contamination de l’eau par des produits potentiellement dangereux(arsenic, plomb, mercure, sélénium)

Pathogènes (Escherichia coli, Salmonella, etc.)

Peuvent causer des problèmes d’ordre sanitaire

Source : Metcalf et Eddy, 1991 ; Paranychianakis et al., 2006

13

1.2.4 Rôles des microorganismes dans les marais artificiels

Une multitude de microorganismes vivent dans les marais. Ceux-ci se composent

généralement de bactéries, d’algues, de mycètes, de protozoaires, des zooplanctons, de

virus et de nématodes (Scholz et Xu, 2001; Vymazal, 2008a). Toutefois, les

microorganismes les plus étudiés sont principalement les bactéries, car ce sont surtout elles

qui sont impliquées dans les processus épuratoires (Gutknecht et al., 2006). La

biodégradation résulte principalement de la transformation des éléments nutritifs via les

enzymes extracellulaires ainsi que par la respiration et la fermentation microbiennes. Dans

cette section les principes de dégradation des éléments nutritifs seront développés.

1.2.4.1 Biodégradation par les enzymes extracellulaires

Des enzymes extracellulaires (exemple : protéases, cellulases, amylases et estérases) sont

retrouvées dans les marais. Ceux-ci permettent la biodégradation de la matière organique

complexe en hydrolysant les macromolécules en des éléments plus simples et facilement

assimilables par les microorganismes (Gianfreda et al., 2004). Les molécules plus simples

peuvent être transportées dans les cellules microbiennes et être catabolisées (Allison et al.,

2005). Ainsi, ces enzymes catalysent la réaction initiale permettant la décomposition des

constituants organiques.

1.2.4.2 Transformation par la respiration et la fermentation

On retrouve trois types de respiration dans le marais en fonction de la quantité d’oxygène

présente (Kadlec et Wallace, 2009). À la surface du marais, la respiration aérobie domine

étant donnée la concentration élevée en oxygène. Les bactéries retrouvées à ce niveau sont

des organismes aérobies hétérotrophes (Vymazal, 2008a). Ces organismes utilisent le O2

comme accepteur final d’électrons pour leur respiration. Les réactions impliquées à la

surface du marais sont l’oxydation du carbone organique et la nitrification. Au cœur du

marais, la concentration en oxygène est de moins en moins grande et on y retrouve une

respiration anaérobie facultative. Ce sont des bactéries anaérobies facultatives

14

hétérotrophes qui dominent dans cette zone. Dépendamment des conditions réductrices, ces

organismes utilisent O2 et/ou les oxydes d’azote (NO3-, NO2

-), NO, N2O, ou encore le

dioxyde de manganèse (MnO2), et l’hydroxyde de fer (FeOOH) comme accepteur final

d’électrons pour leur respiration (Vymazal et Kröpfelova, 2008; Kadlec et Wallace, 2009).

Les réactions retrouvées au cœur du marais sont la dénitrification et l’oxydation anaérobie

de NH4+. Enfin, dans le fond du marais c’est une respiration anaérobie, car la quantité

d’oxygène est de plus en plus faible. Les bactéries retrouvées dans cette zone sont des

organismes anaérobies et les réactions impliquées dans cette zone sont la réduction des

SO42-

, la méthanogenèse et les diverses fermentations : alcoolique, acétique et méthanique

(Kadlec et Wallace, 2009). Selon les conditions du milieu, les bactéries anaérobies utilisent

le SO42-

ou le CO2 comme accepteur final d’électrons pour leur respiration (Vymazal,

2008a). Pour la fermentation, ce sont des bactéries anaérobies strictes qui permettent les

diverses réactions. Celles-ci produisent des acides gras (acétique, butyriques, acides

lactiques, de l’alcool et des gaz tels que le CO2 et le H2) (Vymazal, 2008a). Au cours de

l’oxydation de la matière organique par la fermentation aucun accepteur d’électrons n’est

impliqué dans la réaction.

1.2.4.3 Facteurs influençant les microorganismes

La diversité et l’activité des microorganismes dans les marais filtrants sont fortement

influencées par les conditions physiques et chimiques (Kadlec et Knight, 1996). Les

différents éléments chimiques et physiques qui influencent les microorganismes sont :

- Le potentiel d’oxydation et de réduction du milieu

C’est l’un des facteurs les plus influents, car il influence la disponibilité des accepteurs

finaux d’électrons nécessaire à la respiration microbienne (Kadlec et Wallace, 2009). La

disponibilité des accepteurs d’électrons peut être mesurée par le Eh du milieu (potentiel

redox). Selon la figure 1.4, lorsque le milieu est oxydé (oxygéné), le potentiel redox est au-

dessus de 300 mV. Dans cette situation, les microorganismes aérobies sont majoritaires. À

l’inverse, lorsque le milieu est réduit (en absence O2), le potentiel redox est en dessous de

300 mV. Dans ces conditions, les microorganismes anaérobies sont favorisés. Enfin,

15

lorsque le milieu est très réduit, les mécanismes de fermentation sont majoritaires. Donc, la

diversité et l’activité microbienne peuvent être modifiées dans le temps et l’espace selon la

disponibilité des accepteurs d’électrons (Reddy et DeLaune, 2008).

Figure 1.4 Potentiel redox et les divers types de respiration et de fermentation (Kadlec

et Knight, 1996; Reddy et DeLaune, 2008).

- La température

Les microorganismes sont sensibles aux variations de température. La température optimale

pour l’épuration des effluents est de 30 °C, tandis que la température minimale est de 5 °C

(Picard et al., 2005). Par conséquent, d’autres études ont démontré que des espèces

microbiennes adaptées aux températures froides (psychrophiles) peuvent également

permettre une bonne épuration des eaux au cours de l’hiver (Werker et al., 2002).

- Le pH

Le nombre d’ions d’hydrogène (H+) dans la solution du marais influence le développement

microbien, l’activité enzymatique, la solubilité de certains nutriments et la mobilité des

métaux lourds. Des pH neutres (pH 6,5 à 7,5) sont favorables aux processus de

dénitrification tandis que pour la nitrification c’est plutôt un pH ≥ 7,2. Cependant, des pH

extrêmes (4,0 < pH < 9,5) peuvent dénaturer la membrane cellulaire des microorganismes

(Kadlec et Wallace, 2009).

- Composition de l’effluent

La nature de l’effluent peut avoir un impact sur les fonctions biogéochimiques dans le

marais (Reddy et DeLaune, 2008; Kadlec et Wallace, 2009; Marck, 2010). La

biodégradation des divers minéraux présents dans un effluent va dépendre de la

16

disponibilité du carbone, de l’azote et du phosphore pour permettre l’activité microbienne

dans le marais (Fontenot et al., 2007; Vymazal et Kröpfelova, 2008). Si la quantité d’azote

est trop faible dans l’effluent par rapport à la disponibilité du carbone, les microorganismes

ne pourront produire les enzymes nécessaires pour effectuer la dégradation des polluants. À

l’inverse, si les concentrations en azote sont trop élevées (surtout sous la forme

ammoniacale), cela peut inhiber la croissance microbienne (Fontenot et al., 2007).

Selon Paul et Clark (1996), un ratio C:N de 3 à 5 dans les sols est nécessaire pour permettre

une bonne minéralisation de NH4+ présent dans l’effluent. Cependant, selon Fontenot et al.

(2007) un ratio C:N 10 serait meilleur que celui de 5 pour un effluent d’aquaculture de

crevette. Pour ce qui est du processus de dénitrification, un ratio C:N de 2,5 à 5 était

optimal pour éliminer efficacement l’azote présent dans les eaux usées urbaines (Zhao et

al., 2010). Par conséquent, des études antérieures ont démontré qu’un ratio C:N de 10 était

optimal pour obtenir un équilibre entre la nitrification et la dénitrification permettant une

meilleure efficacité de traitement de NT (Xia et al., 2008). Selon Kadlec et Wallace (2009),

un ratio C:N entre 5 et 10 est requis pour permettre la dénitrification de 50 mg NO3- L

-1. La

charge en azote et sa forme dans l’effluent ainsi que la disponibilité du carbone ont un effet

direct sur la transformation des composés azotés (Kadlec et Wallace, 2009). Le processus

de dénitrification est fortement dépendant de la disponibilité du carbone (Kadlec et

Wallace, 2009). Une corrélation entre la quantité de matière organique totale soluble et le

potentiel de dénitrification est généralement observée. Cette corrélation est encore plus

marquée lorsque la matière organique est facilement décomposable (Paul et Clark, 1996).

Selon Kadlec et Wallace (2009), 2,67 g de glucose ou 1,90 g de méthanol par gramme de

N-NO3- est nécessaire pour soutenir énergétiquement l’activité microbienne afin que ces

organismes puissent dégrader ce minéral. Aussi, il a été ramené que la population

bactérienne dénitrifiante augmente dans le marais lorsque la charge en NO3- est de plus en

plus élevée (Reddy et DeLaune, 2008). Il n’y a pas seulement le carbone organique qui

influence le cycle de l’azote dans le marais, il y a aussi la salinité de l’eau qui a un impact

sur la minéralisation et le potentiel de dénitrification de l’azote (Fontenot et al., 2007;

Marks, 2010).

17

- Conductivité électrique

La CE est l’inverse de la résistivité. Elle correspond à la conductance entre deux électrodes

de platine de 1 cm de distance et d’une superficie de 1 cm2. La réciproque de la CE est

égale à la résistance qui est fonction de la quantité totale de matières ionisées dans un

échantillon d’eau. La CE est presque proportionnelle aux solides totaux dissouts dans les

eaux de surface. De plus, la CE est utilisée comme un outil de diagnostic dans le traitement

des eaux usées par l’entremise de marais filtrants. D’ailleurs, la CE peut mesurer la teneur

en sels dans les eaux usées (Kadlec et Wallace, 2009). Durant le traitement des eaux usées,

la CE permet de déterminer la variation de la teneur en sels et voir si le traitement est

efficace (Jackson et Myers, 2002).

1.2.5 Mécanismes d’épuration des éléments fertilisants

Les eaux de drainage de culture de tomate hors sol sont très riches en éléments nutritifs,

particulièrement en NO3-, SO4

2- et PO4

3- et pauvres en matière organique. Comme il a été

mentionné précédemment, l’azote et le phosphore sont deux polluants nuisibles lorsqu’ils

sont présents dans l’environnement. Selon des études qui ont été effectuées dans les années

antérieures, les marais filtrants semblent être une alternative prometteuse pour épurer les

éléments fertilisants indésirables. Les marais qui ont été conçus jusqu’à présent servent

principalement à traiter des effluents possédant des concentrations minérales relativement

faibles. C’est pour cette raison que nous nous sommes intéressés à élaborer un système

adapté à l’épuration des eaux de drainage riches en éléments fertilisants. Afin d’arriver à

épurer efficacement le NO3- et le PO4

3-, il faut d’abord bien comprendre les différents

mécanismes impliqués dans leur assainissement.

1.2.5.1 Réduction des nitrates

La réduction des NO3- dans un marais est régulée par plusieurs facteurs externes et internes

dont la quantité O2, la présence d’accepteurs d’électrons, la disponibilité de donneurs

d’électrons, la densité racinaire, l’activité enzymatique, la température, le pH et le flux du

18

NO3- de la zone aérobie vers les sites anaérobies (Reddy et DeLaune, 2008; Klemedtsson et

al., 1987). Dans la zone aérobie, le NO3- peut être absorbé en partie par la plante et par les

microorganismes. Pour ce qui est de la zone anaérobie, le NO3- peut-être dénitrifié (Annexe

A, figure A-1). Plus spécifiquement, la réduction du NO3- inclut la dénitrification, la

dénitrification nitrifiante et le DNRA.

Les organismes impliqués dans la dénitrification et dans le DNRA diffèrent par le nombre

d’accepteurs d’électrons. Dans la réaction globale du DNRA, il y a un transfert de huit

électrons comparé à cinq électrons pour la dénitrification lorsque celle-ci est complète

(NO3- N2). De plus, le processus de dénitrification est possible lorsque le Eh est plus

élevé (100-300mV) que le DNRA (< 0mV). Cependant, même si le Eh diffère entre la

dénitrification et le DNRA, l’habitat microbien est similaire. Le processus de dénitrification

est dominant lorsque les conditions sont modérément réductrices. Pour ce qui est du

processus de DNRA, plus les conditions anaérobies sont présentes (au fond du marais) et

qu’il y a de composés organiques plus le potentiel de dégradation par le DNRA est

favorisé. Cependant, lorsque les conditions du milieu sont propices au processus de DNRA

la disponibilité du NO3- est souvent faible. En effet, le NO3

- formé durant la nitrification

(sous condition aérobie) est rapidement consommé par les bactéries dénitrifiantes qui sont

des chimiohétérotrophes anaérobies facultatives, réduisant ainsi le processus de DNRA.

Donc, de façon générale, la dénitrification dans les marais filtrants est le processus

dominant qui permet de réguler la perte de NO3- alors que le DNRA dominera seulement

sous des conditions spécifiques (Reddy et DeLaune, 2008).

- Dénitrification

De façon générale, la dénitrification enzymatique est la réduction microbienne du NO3- en

NO2 et en N2. Le N2O et le N2, une fois produits peuvent être émis hors du marais et se

retrouver sous forme gazeuse dans l’atmosphère (Kadlec et Wallace, 2009) :

2NO3- 2NO2

- 2NO N2O N2

Ces réactions se produisent sous des conditions modérées de réductions et en absence O2.

Les groupes de bactéries impliqués dans la dénitrification sont : Bacillus, Pseudomonas, et

19

Thiobacillus (Reddy et DeLaune, 2008). Ces organismes puisent leur énergie de

l’oxydation de composés organiques tels des substrats carbonés (Kadlec et Wallace, 2009).

Lors du processus de dénitrification, les émissions de N2O et de N2 dans l’atmosphère sont

présentées sous forme de ratio telles que N2/N2O ou encore l’inverse (N2O/N2). Selon,

Wlodarczyk et al. (2004), l’augmentation de la concentration de NO3- dans le sol ou dans

les sédiments mène à une augmentation du ratio N2O/N2 de gaz produits. Ce phénomène a

été observé dans une étude antérieure menée par Klemedtsson et al. (1987). Un ratio plus

élevé de N2O/N2 a été mesuré lors de l’ajout de 120 kg N ha-1

comparativement à un apport

de 30 kg N ha-1

. Ce phénomène serait attribué à l’inhibition de l’enzyme N2O réductase par

une forte concentration en NO3- (Zumft et Kroneck, 1990).

- DNRA

Pour ce qui est de la réduction du nitrate en ammoniac, le NO3- est transformé en NO2

- et

par la suite en NH4+. Ces transformations sont faites par des bactéries anaérobies

facultatives et obligatoires impliquées dans la fermentation, dont Clostridium et Bacillus

(Tiedje, 1988). Le processus de DNRA requiert un nombre élevé d’accepteurs d’électrons

et un faible potentiel redox. L’activité de la DNRA est possible lorsque le ratio C:N

(donneur d’électrons-carbone par rapport aux accepteurs d’électrons-nitrate) est élevé dans

le marais. La réaction impliquée dans le processus de DNRA est la suivante :

NO3- NO2

- (HNO) NH2OH NH4

+

- Dénitrification nitrifiante

La dénitrification nitrifiante se produit lors de la nitrification en présence d’une faible

concentration en oxygène par des bactéries qui oxydent le NH4+. Le NO2

- formé peut être

réduit en N2O par des organismes chimioautotrophes, des méthanogènes et quelques

hétérotrophes (Reddy et DeLaune, 2008). Plusieurs études récentes ont démontré que la

plupart des bactéries hétérotrophes nitrifiantes sont capables d’utiliser simultanément

l’oxygène, le NO2- ou le NO3

- comme accepteur d’électrons malgré le fait que la

concentration en oxygène dans le milieu soit près de la saturation (Zehr et Ward, 2002).

20

Parmi ces organismes hétérotrophes nitrifiants, certains dont le Thiosphaera pantotropha,

sont en mesure de participer à la dénitrification nitrifiante. Selon le processus enzymatique

présenté ci-dessous, ces bactéries oxydent le NH4+ en NO2

- et par la suite ils réduisent le

NO2- en N2O et en N2 (Reddy et DeLaune, 2008; Patricia et al, 1995; Robertson et al.,

1988; 1989).

NH4+ NH2OH (HNO) NO2

- NO N2O

En somme, différents mécanismes sont impliqués dans la réduction des NO3-. Reddy et

DeLaune (2008) mentionnent que les bactéries nitrifiantes et dénitrifiantes utilisent les

mêmes voies pour réduire le NO2- et produire du N2O. Une vue d’ensemble des différentes

réactions de la dénitrification et de la nitrification (suite à la réduction du NO3-) est

présentée à la figure 1.5.

Figure 1.5 Les différentes réactions de la dénitrification et de la nitrification (Reddy et

DeLaune, 2008).

1.2.5.2 Le carbone organique

Peu de recherches ont été effectuées sur les effets positifs de l’ajout d’une source de

carbone autre que celle provenant des plantes. Cependant, plusieurs études montrent que

l’ajout de carbone améliore le traitement des effluents (Burgoon et al., 1999; Shackle et al.,

2000; Merlin et al., 2002; Rustige et al., 2007). La quantité en carbone organique à apporter

influence l’activité des populations microbiennes et elle varie en fonction du type d’effluent

à traiter. Un apport insuffisant en carbone organique peut limiter l’activité des bactéries

21

dénitrifiantes et rendre le traitement des NO3- moins efficace (Shackle et al., 2000). D’après

les résultats d’une étude menée par Shackle et al. (2000) sur l’efficacité de deux sources de

sucre (glucose et la cellulose), l’ajout de glucose était plus efficace que la cellulose. Plus

spécifiquement, la β-glucosidase, enzyme responsable à la dégradation des sucres, a réagi

plus rapidement avec l’ajout de glucose que de la cellulose. Le glucose n’a pas besoin

d’être transformé et il est directement assimilé par les microorganismes. Contrairement à la

cellulose, un composé complexe nécessite deux transformations par deux types d’enzymes

dont la β-glucosidase et la cellulase avant de se transformer en glucose. Une étude dirigée

par Merlin et al. (2002) a démontré que l’ajout de résidus de production de vin (vinasse)

comme source de carbone organique a augmenté l’efficace de traitement des effluents

d’une culture de tomate hors sol. De bons résultats ont été obtenus sur la réduction des

NO3-. Cependant, ils mentionnent qu’une source de carbone facilement assimilable serait

essentielle afin de maintenir une bonne population microbienne.

1.2.5.3 Le phosphate

À la base, il existe deux formes de phosphore dans les marais, soit la forme dissoute et celle

particulaire. Ces deux sources sont disponibles sous formes organiques et inorganiques. La

portion inorganique du phosphore peut-être associée avec des oxydes et des hydroxyles de

fer, d’aluminium et de manganèse, lié au calcium et au magnésium et à d’autres minéraux

présents dans les marais (Reddy et DeLaune, 2008).

Différents processus d’élimination des ions phosphatés peuvent se produire lors du

traitement des eaux usées dans les marais filtrants (Annexe A, figure A-2). Il y a

l’absorption par les macrophytes et les algues, l’immobilisation par les microorganismes, la

précipitation ou la dissolution et l’adsorption ou la désorption (Xu et al., 2006; Reddy et

DeLaune, 2008). Ces processus sont particulièrement influencés par le Eh dans le marais et

le pH (Reddy et DeLaune, 2008). L’absorption des PO43-

, tout comme pour les NO3-, est

négligeable par la plante. En moyenne, 5% des PO43-

est absorbé par la plante et 5 à 10 %

pour les NO3- (Kim et Geary, 2001). Les microorganismes ont une faible influence sur

l’absorption des PO43-

dans les marais (Vymazal, 2002 et 2007). De plus, l’absorption du

22

phosphore par les microorganismes est davantage réduite lorsque le pourcentage de la

matière organique est faible. Ce sont la précipitation, l’adsorption et la désorption qui ont

une plus grande influence sur les ions phosphatés (Xu et al., 2006; Reddy et DeLaune,

2008). Les processus de précipitation et de dissolution dépendent des conditions

d’oxydoréduction, du pH et de l’alcalinité de l’eau. Sous des conditions acides (pH < 2), la

forme phosphatée dominante dissoute est l’acide phosphorique (H3PO4). À l’inverse, sous

des conditions alcalines (pH > 12), c’est l’ion PO43-

. Entre les deux extrêmes, les formes

dominantes dissoutes sont l’ion dihydrogénophosphate (H2PO42-

) où le pH varie de 2 < pH

< 7 et l’ion hydrogénophosphate (HPO4-) où le pH varie de 7 < pH < 12. Pour ce qui est du

processus de précipitation, en milieux acides, le PO43-

précipite en se liant au fer ou à

l’aluminium. À l’inverse, lorsque le milieu est basique et que l’alcalinité est modérée à

élevée, le PO43-

est fixé au calcium ou au magnésium (Kadlec et Wallace, 2009).

Lorsque les PO43-

précipitent avec les éléments minéraux présents dans l’environnement du

marais, ceux-ci ne sont plus disponibles et peuvent s’accumuler. L’accumulation de cet

élément peut éventuellement causer une saturation en phosphore dans les marais filtrants.

D’après Vymazal (2002), l’accumulation du phosphore à peu d’influence directe sur le

vieillissement des marais. Par conséquent, d’autres recherches indiquent que le

vieillissement des marais est influencé par l’accumulation du phosphore (Xu et al., 2006;

Kadlec et Knight, 2006; Kadlec et Wallace, 2009).

Mise à part la précipitation, il existe aussi l’adsorption et la désorption des PO43-

sur la

matière organique et l’argile (Reddy et DeLaune, 2008). Généralement, la capacité

d’adsorption du PO43-

augmente lorsque la teneur en argile et en matière organique

augmente. Selon la teneur en PO43-

dans la solution du marais, un équilibre se crée entre

l’adsorption et la désorption de cet élément sur la matière organique. D’après la littérature,

les substrats fréquemment utilisés dans les marais artificiels sont principalement du sable et

du gravier. Donc, l’adsorption et la désorption des PO43-

par ces substrats sont peu

avantagées (Reddy et al., 2005). Dans ce cas, il serait avantageux d’ajouter de l’argile dans

le substrat du marais, car ceci permettrait de promouvoir l’adsorption des PO43-

. Cependant,

des études sont nécessaires afin de valider l’usage d’argile dans les marais.

23

1.2.6 Rôles des plantes dans les marais artificiels

Selon plusieurs travaux réalisés par des chercheurs, la présence de plantes dans les marais

artificiels a amélioré l’efficacité d’épuration des effluents (Tanner et al., 1995; Stottmeister

et al., 2003; Fraser et al., 2004; Picard et al., 2005; Lee et Scholz, 2007). Des résultats

d’une expérience de Tanner et al. (1995) sont présentés dans le tableau 1.6. Dans cette

expérience, ils ont comparé l’efficacité d’épuration de l’azote et du phosphore provenant

des eaux de laiterie dans des marais où il y avait présence de plantes (Schoenoplectus

validus) et des marais sans plante (gravier seulement). D’après leurs résultats, la présence

de plantes a eu un effet positif sur la rétention de l’azote et du phosphore dans les eaux de

laiterie.

Tableau 1.6 Pourcentage d’élimination de l’azote total, du phosphore total sur une

base annuelle avec ou sans plante (Schoenoplectus validus) dans le marais en fonction

du temps de rétention.

Temps de rétention

Sans plante Planté Sans plante Planté2 12 48 12 37

3 39 52 41 455,5 25 71 35 67

7 41 75 36 74

Pourcentage d'élimination

Azote total Phosphore totalJours

Source : Tanner et al., 1995

L’aspect positif des plantes dans un marais peut être attribuable à plusieurs facteurs. Le

premier élément est que les plantes facilitent l’apport en oxygène atmosphérique dans la

rhizosphère du marais. L’oxygène présent dans la rhizosphère stimule la décomposition de

certains composés, dont la matière organique par des bactéries nitrifiantes et influence la

croissance et la diversité des microorganismes (Vacca et al., 2005; Osem et al., 2007;

Scholz, 2006). L’activité microbienne responsable de la nitrification et de la dénitrification

dans les marais était plus élevée en présence de plantes comparativement aux témoins sans

plante (Münch et al., 2005). Environ 90% de l’oxygène présent dans la rhizosphère

provient de la plante (Scholz, 2006). Cependant, le flux d’oxygène apporté dans la

24

rhizosphère varie selon l’espèce végétale. Typha latifolia et Juncus effusus semblent être

deux espèces de plantes où le taux d’oxygène apporté dans la rhizosphère est faible

comparativement à celui de Phragmite australis (Sorrell et Armstrong, 1994; Jespersen et

al., 1998; Armstrong et al., 1990). L’activité microbienne pourrait être affectée par rapport

à l’espèce de plantes présente dans le marais. L’apport en oxygène dans la rhizosphère est

un élément important dans le traitement des eaux usées. Le deuxième et le troisième

élément sont que les plantes créent des conditions favorables à la sédimentation des solides

en suspensions présents dans l’eau. De plus, elles permettraient de prévenir l’érosion, car

les plantes ont la capacité de ralentir la vitesse d’écoulement de l’eau par leur système

racinaire. Le quatrième élément est que les plantes apportent une certaine quantité de

carbones organiques provenant de leur rhizodéposition. Ces éléments produits par la

rhizodéposition (exsudats, cellules mortes, mucigel, etc.) permettent à une multitude de

processus biologiques de prendre place dans la rhizosphère. Il a été estimé que le carbone

organique contenu dans les exsudats racinaires représente environ 5 à 25 % du carbone fixé

par la photosynthèse (Kadlec et al., 2000). Certains composés organiques, dont les sucres et

les acides aminés, sont utilisés par les microorganismes comme substrats et stimulent leur

croissance (Stottmeister et al., 2003). La rhizodéposition pourrait donc jouer un rôle

important dans l’épuration des eaux usées en apportant le carbone organique nécessaire

pour la dénitrification, particulièrement dans l’épuration des eaux riches en NO3-.

Cependant, peu de recherches confirment l’hypothèse présentée précédemment. Des

recherches plus approfondies sont requises. Enfin, le cinquième élément est que les plantes

ont le potentiel d’accumuler une certaine quantité d’éléments polluants dans leurs tissus

(Vymazal, 2002). Cependant, de faibles quantités ont été mesurées dans les tissus de la

plante; moins de 5% de phosphore provenant d’un effluent municipal a été absorbé par la

plante (Kim et Geary, 2001) et environ 5 à 10 % pour l’azote (Thable, 1984 cité dans

Stottmeister et al., 2003). Selon Tanner (1996), environ 15 à 32 mg N g-1

de matière sèche

ont été prélevés par la plante. Par conséquent, l’usage de plantes dans un marais reste un

élément important. Par leur rhizosphère, les plantes permettent l’établissement des

communautés microbiennes responsables de la biodégradation d’éléments fertilisants en

leur fournissant de l’oxygène, une source de carbone organique ainsi qu’une surface

d’attachement.

25

Le rôle des macrophytes (plantes dans les marais) est controversé, car certains chercheurs

n’ont pas détecté de différences significatives entre des systèmes avec ou sans présence de

plantes (Lee et Scholz, 2007). Des études devront être effectuées afin de confirmer si

l’usage de plantes dans les marais est réellement nécessaire pour le traitement de différents

types d’effluents.

1.2.6.1 Caractéristiques des plantes dans les marais artificiels

La localisation géographique, le type de polluant, le système utilisé et le climat de la région

sont des facteurs qui influencent le choix de l’espèce de plante à implanter. Afin de rendre

optimale l’épuration de l’eau, certaines caractéristiques recherchées chez les plantes

doivent être considérées (Paranychianakis et al, 2006; Scholz et Lee, 2005) :

-Afin de garantir une longue durée de vie, elle doit être résistante aux maladies et aux

mauvaises herbes qui sont retrouvées sur les lieux.

- Adaptées au climat (gel, température, photopériode, saison de croissance)

- Tolérantes au type de polluant traité.

- Avoir une bonne biomasse, c'est-à-dire une croissance et un étalement rapides.

- Un bon potentiel d’absorption des nutriments.

Il est également plus avantageux d’utiliser une espèce de plante déjà présente sur les lieux,

au lieu d’introduire une nouvelle espèce.

1.2.6.2 Espèces de plantes utilisés dans les marais artificiels

Plusieurs recherches ont été effectuées pour déterminer les types de plantes adaptés dans les

marais filtrants (Klomjek et Nitisoravut, 2005; Scholz et Lee, 2005; Hadad et al., 2006;

Paranychianakis et al, 2006;). Selon le type de marais, les plantes les plus fréquemment

utilisées sont : Phragmite australis, Typha latifolia, Juncus effusus, Iris versicolor Linné,

26

Eichhornia crassipes (Stottmeister et al., 2003; Vymazal, 2008a, 2008b). Selon la

littérature, ces plantes se sont avérées efficaces et tolérantes aux divers polluants apportés.

Une étude en Thaïlande sur la résistance de huit espèces de plantes sous des conditions

salines dans un marais filtrant a été effectuée par Klomjek et Nitisoravut, (2005). Ceux-ci

ont traité les eaux municipales en y ajoutant du NaCl (14-16 mS cm-1

) pour simuler des

conditions salines. Selon les résultats obtenus, Typha angustifolia et les sept autres

graminées (Cyperus corymbosus, Echinodorus cordifolius, Brachiaria mutica, Digitaria

bicornis, Vetiveria zizaniodes, Spartina patens, Leptochlora fusca) se sont toutes avérées

résistantes. D’après leurs observations (tableau 1.7), Typha angustifolia semble être la plus

efficace à absorber l’azote présent dans l’effluent et démontre une bonne absorption du

phosphore.

Tableau 1.7 Assimilation des nutriments selon l’espèce de plante utilisée sous des

conditions salines

Espèces de plantesAzote absorbé

(g m‐2 j ‐1) a

Phosphore absorbé

(g m‐2 j‐1)ns

Cattail (T. angustifolia) 0,061 a 0,0019

Asia cabgrass (D. bicornis) 0,029 abc 0,0007

Kallar grass (L. fusca) 0,019 bc 0,0007

Sedge (C. corymbosus) 0,047 ab 0,0024

Salt meadow cordgrass (S. patents) 0,006 c 0,0002

Water grass (B. mutica) 0,010 bc 0,0002

P‐value 0,034 0,208

a Variable espèce a un effet significatif sur l’assimilation du nutriment (p < 0,05)

ns Variable espèce n’a pas d’effet significatif sur l’assimilation du nutriment (p ≥ 0,05)

Source : Klomjek et Nitisoravut, 2005

1.2.6.3 Influence des plantes sur la diversité microbienne

Le rôle principal dans la transformation et la minéralisation des éléments nutritifs et des

polluants organiques n’est pas dû aux plantes, mais dû aux microorganismes (Stottmeister

et al., 2003; Vymazal, 2008a, 2008b). Les plantes favorisent le développement des

microorganismes, par l’apport d’une source de carbone organique provenant de la

rhizodéposition et de la diffusion de l’oxygène. L’apport en carbone et en oxygène varie

27

d’une espèce à une autre selon sa physiologie. Donc, l’espèce de plante utilisée dans le

marais va influencer indirectement la diversité microbienne. En effet, le pouvoir épurateur

des microorganismes change selon l’espèce de plante présente dans le marais artificiel

(Picard et al., 2005; Stein et Hook, 2005).

Dépendamment de l’apport en oxygène par les macrophytes et la disponibilité des

accepteurs d’électrons, les contaminants sont métabolisés de différentes façons. Dans les

systèmes à flux sous surfaciques, le processus aérobie prédomine près des racines des

plantes et c’est dans cette zone que les microorganismes aérobies sont majoritairement

présents. Tout le reste du système à flux sous surfacique, c’est le processus anaérobie qui

domine. Dans cette zone anaérobie, on y retrouve des microorganismes qui permettent la

dénitrification, la méthanogène, et ceux qui réduisent les SO42-

(Stottmeister et al., 2003).

Les mêmes processus s’appliquent pour les systèmes à flux surfacique. Cependant, la zone

aérobie est localisée tout près de la surface de l’eau où un phénomène de diffusion

d’oxygène atmosphérique est créé (Vymazal, 2008b).

Toutefois, peu d’études ont été effectuées par rapport à l’influence des plantes sur les

microorganismes dans un marais filtrant et ceci amène beaucoup d’incertitudes.

1.3 Hypothèses et objectifs de recherche

Dans le cadre de notre étude, une problématique environnementale importante est en cause,

dont la gestion des eaux usées omniprésente dans l’industrie des serres et dans d’autres

secteurs agricoles. Le projet de recherche a comme hypothèses de départ que les marais

filtrants artificiels 1) sont des systèmes naturels, durables et efficaces pour traiter des

effluents de serres possédant une charge élevée en sels minéraux, 2) l’ajout d’une source de

carbone organique augmente l’efficacité des systèmes filtrants à traiter l’eau enrichie en

sels minéraux et 3) ce système est aussi performant en hiver qu’en été pour le traitement

des effluents de serre.

28

Ce projet de recherche vise donc à évaluer l’efficacité de différents types de marais filtrants

artificiels à traiter des effluents d’une culture de tomate en serre avec différents types de

plantes et avec l’ajout d’une source de carbone. Les objectifs plus spécifiques de cette étude

visent à 1) évaluer l’efficacité d’un marais filtrant avec ou sans ajout de carbone organique

et la présence ou non d’une végétation, 2) évaluer l’efficacité de trois types de marais

filtrants (Figure 1.6) et 3) évaluer l’efficacité d’un marais filtrant en milieu commercial.

Figure 1.6 Trois types de marais filtrants.

CHAPITRE 2

MÉTHODOLOGIE

2.1 Expérimentation en serre – 2008

Dans le cadre du premier volet, l’expérience a eu lieu dans une serre de 180 m2 (Gaz

Métro) située à l’Université Laval (Figure 2.1). La période d’essai a été effectuée au cours

de l’été 2008. La température moyenne de la serre a été maintenue autour de 23,6 °C. Le

type de marais filtrant construit était un ssh. Les espèces de plantes utilisées dans les marais

étaient le Phragmites australis, Typha latifolia et un témoin sans plante.

Figure 2.1 Serre Gaz Métro situé à l’Université Laval, Québec

2.1.1 Traitements

Toutes les unités ont reçu un affluent standard basé sur la composition minérale d’un

effluent de culture commerciale de tomate. La CE initiale de l’affluent était de 1,5 mS cm-1

.

La moitié des 30 unités expérimentales ont reçu une source de carbone facilement

assimilable (saccharose). Dans ces 15 unités, la concentration en saccharose a été

augmentée progressivement dans le temps (25, 50, 100, 200, 400 mg saccharose L-1

) avec

un intervalle de trois semaines entre chaque concentration. Par la suite, un apport de 400

mg saccharose L-1

a été maintenu pour ces 15 unités. L’ensemble des 30 unités a reçu une

31

charge fertilisante de plus en plus élevée. La CE dans l’eau envoyée dans les marais a

augmenté progressivement dans le temps (2,5, 3,5, 4,5 et 5,5 mS cm-1

) avec un intervalle de

trois semaines entre chaque concentration. Pour les trois dernières semaines

d’expérimentation, une CE de 5,5 mS cm-1

a été maintenue pour les 30 unités avec un ajout

de 800 mg saccharose L-1

aux 15 unités du départ recevant un apport exogène de carbone

(Tableau 2.1).

Tableau 2.1 Les traitements de sucre dans les marais de l’expérimentation effectuée

en serre 2008.

Périodes Année 2008 CE1

Dates

C+ C‐

(mS cm‐1) (mg L‐1) (mg L‐1)1 03/04 au 23/04 1,5 25 0

2 24/04 au 15/05 1,5 50 03 16/05 au 05/06 1,5 100 0

4 06/06 au 24/06 1,5 200 05 25/06 au 17/07 1,5 400 06 18/07 au 05/08 2,5 400 0

7 06/08 au 26/08 3,5 400 08 27/08 au 16/09 4,5 400 0

9 17/09 au 07/10 5,5 400 010 08/10 au 24/10 5,5 800 0

Traitements2

Saccharose3

1. L’ensemble des 30 unités a reçu une charge fertilisante (CE) de plus en plus élevée dans le temps.

2. Les différents traitements de sucre ont été apportés dans les marais en fonction du temps. Chaque

traitement avait une durée de trois semaines et il y avait 5 répétitions par traitement.

3. Parmi les traitements, 15 marais ont reçu du saccharose (25 à 800 mg L-1

(C+)) et les 15 autres marais n’ont

pas reçu de saccharose (0 mg L-1

(C-)), soit 0 mg L-1

.

2.1.2 Dispositif expérimental

Il y avait trois traitements de plantes (Phragmites australis, Typha latifolia et un témoin

sans plante), deux traitements de sucre (C+ et C-) et cinq répétions, pour un total de 30

unités expérimentales (3 x 2 x 5). De façon aléatoire, 30 bacs (marais) ont été disposés en

cinq blocs complets (Figure 2.2). Les rhizomes de Phragmites australis et de Typha

latifolia ont été retirés de leur environnement naturel (exemple : bordures de routes) situés

près de la ville de Québec. Les dimensions d’un bac (marais) étaient de 0,88 m3 (une

32

hauteur de 0,71 m, une longueur de 1,44 m et une largeur de 0,86 m). Du gravier de 1,27

cm de diamètre (40% de porosité) a été utilisé comme substrat dans les marais et une bande

de gravier plus grossier (1,905 cm de diamètre (48% de porosité) occupait une largeur de

10 cm à l’entrée du marais. Cette bande de gravier a été installée afin de permettre un flux

d’eau plus uniforme dans le marais. De plus, il y avait trois échantillonneurs (tuyaux de 5

mm de diamètre en plastique) par marais. Parmi ces trois échantillonneurs, chacun était

enfoncé à une profondeur différente (0,70 m, 0,45 m et 0,15 m de profond) de la surface du

sol.

L’affluent a été apporté à une extrémité du marais à l’aide d’un système d’irrigation goutte

à goutte en utilisant des gouteurs compensateurs de pression (exemple : Woodpecker

(WPCJ)) reliés à des piquets arroseurs (exemple : IS 01MOD-A-ANG). Le débit de

l’affluent dans l’unité de traitement a été calculé en fonction du matériel utilisé dans le

marais et en fonction du temps de rétention désiré (Tableau 2.2). La quantité d’eau envoyée

était de 26,9 L j-1

. Il y avait 20 irrigations de trois minutes par jour avec une pause de 27

minutes entre chaque irrigation. Le HRT de l’eau à traiter, entre l’entrée et la sortie du

marais, était de 11 jours (Merlin, 2002).

C +

C –

Rep 1 Rep 5 Rep 4 Rep 3 Rep 2 Témoin

T. latifolia

P. australis

Figure 2.2 Dispositif expérimental, serre Gaz Métro - 2008

33

Tableau 2.2 Hydrodynamique des ssh.

Volume du marais

0.88 m3

Volume apparent du gravier

0,74 m3

Volume de porosité1

0,30 m3

Temps de rétention

11 jours

Débit de l’affluent2

26,9 L j-1

1. 40% de porosité pour le gravier

2. Débit de l’affluent = (volume de porosité / nombre de jours de rétention dans le marais) * 1000 L m-3

2.1.3 Prélèvements et analyses

2.1.3.1 pH, CE et minéraux

Des mesures de pH et de CE ont été effectuées deux fois par semaine à l’entrée et à la sortie

de chaque unité expérimentale. Cinq échantillons d’eau ont également été prélevés dans

chaque unité expérimentale une fois par semaine: un échantillon à l’entrée, un autre à la

sortie et dans chacun des trois échantillonneurs. Au total 120 échantillons ont été recueillis

dans l’ensemble des marais par semaine. Une partie des échantillons d’eau a été conservée

dans une chambre froide à 4 °C, pendant une période maximale d’une semaine, avant

d’analyser leur teneur en NO3-, NO2

-, SO4

2-, Cl

- et en PO4

3-. L’autre portion a été congelée à

–25 °C immédiatement après l’échantillonnage puis envoyée à St-Jean sur Richelieu pour

analyser le K+ et les microéléments (Mg

2+, Ca

2+, Mn

2+, Zn

2+, Fe

2+, Cu

2+, Na

+ et B

3+).

Les concentrations en NO3-, NO2

-, SO4

2- et Cl

- ont été déterminées par chromatographie

ionique par la méthode HPLC. Le modèle de l’appareil utilisé était un Dionex ICS 2000

avec une colonne d’analyse IonPac®AS18 et une pré-colonne AG18. La concentration en

PO43-

a été déterminée par un spectrophotomètre selon la méthode de Murphy et Riley

(1962). Le modèle de l’appareil utilisé était un Hitachi U-1100 uv/vis w/cell. L’analyse des

concentrations en K+ et en microéléments (Mg

2+, Ca

2+, Mn

2+, Zn

2+, Fe

2+, Cu

2+, Na

+ et B

3+)

a été fait par spectrométrie d'émission à plasma d'argon (ICP-AOE) directement sur les

34

eaux sans traitements. L’instrument utilisé pour les analyses était un Optima 3200DV de

Perkin Elmer. L’analyse des concentrations en K+ et en microéléments a été effectuée au

laboratoire de service d’Agriculture Agroalimentaire Canada à St-Jean sur Richelieu par

Gaston Mercier, chimiste.

Les concentrations minérales ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration

dans les marais (équation 2.1). Nous avons estimé le taux d’évapotranspiration en prenant

en considération la quantité d’eau à l’entrée et à la sortie des marais.

Équation 2.1 : CMC = CMDNC *Vt/Vnt

Où CMC (mg L-1

) est la concentration minérale corrigée, CMDNC (mg L-1

) est la

concentration minérale dosée et non corrigée, Vt (ml j-1

) est le volume d’eau traité par jour

(après évapotranspiration), et Vnt (ml j-1

) est le volume d’eau à traiter (avant

évapotranspiration).

2.1.3.2 Microbiologie

Avant la fin de chaque traitement, soit une fois aux trois semaines, un échantillon de 1 mL

d’eau a été récolté dans l’échantillonneur de 0,45 m dans les 30 unités expérimentales à

l’aide d’une seringue. Les échantillons ont été conservés à 4 °C (maximum deux jours dans

le réfrigérateur) avant d’être analysés.

Des milieux sélectifs ont permis d’évaluer la proportion des microorganismes totaux et

dénitrifiants présents dans l’eau du marais. Un bouillon trypticase-soja (Tryptic Soy Broth

(TSB)) a été utilisé comme milieu sélectif (30 g de TSB par litre d’eau distillée) pour

évaluer la proportion de microorganismes totaux. Les ingrédients du bouillon étaient : 17g

L-1

de bio-trypcase, 3 g L-1

de bio-soyase, 5 g L-1

de chlorure de sodium, 2,5 g L-1

de

phosphate bipotassique, 2,5 g L-1

de glucose et avec un pH de 7,3. Les ingrédients du milieu

sélectif pour les microorganismes dénitrifiants étaient : 1,0 g de glucose, 1,0 g de yeast

extract, 0,2 g MgSO4, 0,1 g NaCl, 0,2 g KNO3, 10 ml de 0,1% FeSO4/EDTA et 10 ml de

35

0,5 M KH2PO4 pour 1000 ml d’eau distillée. Les deux milieux sélectifs ont été stérilisés à

l’autoclave avant d’incuber les échantillons d’eau.

Pour chaque échantillon d’eau, quatre dilutions ont été effectuées avec un facteur de

dilution de 10 (échantillon dilué dans une solution de sulfates de magnésium à 0.1M) et

chaque dilution possédait quatre répétitions (1 échantillon x 4 dilutions x 4 répétitions).

Cent microlitres de l’échantillon dilué et 900 μL du milieu stérile ont été pipettés et

transférés dans un microtube de 1,5 mL. Cette méthode a été développée par Kern et Idler

(1999).

La méthode utilisée pour déterminer le nombre de microorganismes a été effectuée selon le

protocole du MPN (Woomer, P.A.. 1994) après 24 heures d’incubation pour les

microorganismes totaux et 14 jours pour les dénitrifiants (incubation à 22°C pour les

milieux)). Après 14 jours d’incubation, 250 μl d’acide diphenylamine-sulfurique (un

colorant réactif) a été ajouté dans chaque microtube pour déterminer la présence de

microorganismes dénitrifiants (McCarty et al. 2007). Les ingrédients du colorant réactif

étaient : 0,5 g de diphenylamine, 20 ml d’eau distillée et 88 ml H2SO4.

2.1.3.3 Biomasse sèche

Une aliquote de 275 g de biomasse fraîche de Typha latifolia et de Phragmite australis ont

été prélevés dans chaque unité expérimentale pour déterminer la biomasse sèche de ceux-ci.

La récolte de Typha latifolia et de Phragmite australis a été effectuée une fois aux trois

semaines tout au long de l’expérience. La biomasse fraîche a été mise dans des sacs de

papier bien identifiés. Le poids de chaque sac et de la biomasse fraîche, de chaque unité

expérimentale, a été pesé et noté. Par la suite, la matière fraîche contenue dans chacun des

sacs a été séchée à 60 °C pendant 14 jours. Suite au séchage, la matière sèche a été pesée et

broyée à 0,45 mm et 28 g ont été récoltés et entreposés dans une fiole en plastique avant

d’effectuer l’analyse minérale foliaire. L'analyse de l’azote (Azote total Kjeldahl) a été faite

avec une digestion selon la méthode de Isaac et Johnson (1976) suivie par une analyse

colorimétrique automatisée (l’instrument utilisé était un Lachat QuickChem 8500 serie II).

36

Pour l'analyse des autres éléments minéraux (P, K, Mg, Ca, Mn, Zn, Cu, B, S, Na) une

digestion à l'acide nitrique (Havlin et Soltampson, 1980) a été faite et ils ont été dosés par

spectrométrie d'émission à plasma d'argon (ICP-AOE). L’instrument utilisé pour le dosage

était un Optima 3200DV de Perkin Elmer. Ces analyses ont été effectuées au laboratoire de

service d’Agriculture Agroalimentaire Canada à Saint-Jean sur Richelieu par Gaston

Mercier, chimiste.

2.1.3.4 Gaz

Les mesures des gaz ont été réalisées grâce à la collaboration de l’équipe du Dr Philippe

Rochette d’Agriculture Agroalimentaire Canada. Les concentrations des différents gaz tels

que le N2O, CO2 et CH4 ont été analysées par un chromatographe en phase gazeuse. Le

modèle de l’appareil utilisé pour l’analyse était un 3800 Varian, Walnut Creek, CA.

Un échantillonnage de gaz bimensuel a été effectué durant l’expérience selon la méthode

développée par Rochette et Bertrand (2008). Le flux des gaz de N2O, CO2 et CH4, a été

mesuré dans une chambre à régime variable localisée sur un support en plexiglas. Les

dimensions de la chambre étaient de 0,0281 m3 (1,33 m de longueur, 0,15 m de largeur et

0,14 m de hauteur). Il y avait un support par unité expérimentale situé au centre du marais

et installé de façon permanente (Figure 2.3). Le support était enfoncé à 10 cm de la surface

du sol. Au total, trois échantillons de gaz de 20 ml ont été prélevés à différents temps (0,

12, 24 minutes) après la mise en place de la chambre.

Figure 2.3 Support en plexiglas pour la chambre à gaz

37

Les flux de gaz ont été calculés par la méthode de Rochette et Bertrand (2008) à l’aide de

l’équation 2.2.

Équation 2.2 : FN2O = dC/dt(Vc/A) Mm/Vm(1-ea/P)

Où dC/dt (mol N2O mol-1

h-1

) est le taux de changement de la concentration du gaz dans la

chambre, Vc (m3) est le volume de la chambre, A (m

2) est la surface occupée par la

chambre, Mm (mg mol-1

) est le poids moléculaire du N2O (44 000 mg mol-1

), Vm est le

volume moléculaire en fonction de la température de l’air (0,022 - 0,024 m3 mol

-1), ea (kPa)

est la pression partielle de la vapeur d’eau, et P (kPa) est la pression barométrique.

2.1.3.5 Température des marais

Six thermocouples ont été installés au centre dans les différents marais à une profondeur de

10 cm sous la surface (marais C+ et C- avec Typha latifolia, Phragmite australis et sans

végétation (témoin)) pour mesurer la température de l’eau. La température était enregistrée

chaque heure de la journée afin d’effectuer une moyenne journalière. Ces valeurs ont été

utilisées pour calculer le flux des gaz dans les différents marais.

2.2 Expérimentation en serre, 2009

2.2.1 Matériel et méthodes

Dans le cadre du second volet, l’expérience a eu lieu de mars 2009 à octobre 2009 dans une

serre VENLO du complexe de serres haute performance à l’Université Laval (Figure 2.4).

La température de la serre était maintenue constante à 19,8 °C. Trois types de marais

filtrants ont été étudiés: sh, ssh et ssv (Figure 2.5). Les espèces de plantes utilisées étaient

Eichhornia crassipes pour les marais surfaciques et Typha latifolia pour les marais sous

38

surfaciques. Les substrats utilisés étaient du sable pour les ssv, du gravier pour les ssh, et de

l’eau potable pour les sh.

Figure 2.4 Complexe de serres haute performance à l’Université Laval, Québec

Figure 2.5 Types de marais filtrants

2.2.2 Traitements

Une solution nutritive possédant les mêmes caractéristiques que les effluents de tomate en

serre (CE de 5 mS cm-1

et un pH de 6) a été apportée aux différents types de marais filtrants

(Tableau 2.3). Une source de carbone organique facilement assimilable, du saccharose, a

été fournie dans chacune des unités expérimentales (marais). L’apport en saccharose a été

effectué deux fois par semaine tout au long de l’expérience à l’entrée des sh et ssh et sur

toute la surface des ssv. La concentration donnée était de 400 mg saccharose L-1

. Étant

39

donné le peu d’informations dans la littérature sur la quantité de saccharose à administrer

dans les marais, nous nous sommes basés sur nos résultats obtenus lors de

l’expérimentation en serre en 2008. Nous avons jugé que 400 mg saccharose L-1

était une

quantité suffisante et réalisable pour traiter les eaux usées. De plus, l’ajout de 400 mg

saccharose L-1

nous a permis de valider la performance des ssh de l’expérimentation en

serre de 2008 avec ceux obtenus dans cette expérience.

Tableau 2.3 Éléments minéraux et leur concentration dans un effluent standard de

tomate en serre.

PO43‐ 37,05 ± 3,28 Ca2+

233,28 ± 19,98

NO3‐ 405,61 ± 33,28 Mg2+

250,00 ± 21,53

NO2‐ 10,58 ± 4,51 Mn2+

0,14 ± 0,01

NH4+ 56,22 ± 4,98 Zn2+

1,05 ± 0,02

SO42‐ 939,90 ± 62,83 Cu2+

0,07 ± 0,01

Cl‐ 84,32 ± 12,19 Fe 1,35 ± 0,00

K+ 549,69 ± 83,72

Éléments minéraux

Affluent

mg L ‐1

Éléments minéraux

Affluent

mg L ‐1

- Les concentrations minérales sont basées sur des analyses effectuées au cours d’une année dans une serre

commerciale par notre équipe de recherche.


Les trois traitements (sh, ssh et ssv) ont été répartis en trois blocs aléatoires dans une serre

de 150 m2 (Figure 2.6). Dans chaque bloc, il y avait quatre répétitions de chacun des

traitements. Au total, 36 unités expérimentales (marais) étaient utilisées. Les dimensions

d’un bac étaient les mêmes que celles retrouvées dans le premier volet (expérimentation en

serre, 2008). Du sable (0,5 mm à 1 mm; 32,5% porosité) a été utilisé pour les ssv avec une

bande de gravier (1,905 cm de diamètre; 48% porosité) d’une hauteur de 15 cm qui

occupait le fond du marais. Un géotextile a été déposé entre les deux couches (sable et

gravier) afin d’éviter que les deux substrats se mélangent. Pour les ssh, du gravier avec un

diamètre de 1,27 cm a été utilisé comme substrat (40% porosité) avec une bande de gravier

40

(1,905 cm de diamètre, 48% porosité) de 10 cm à l’entrée. Ainsi, de l’eau potable a été

utilisée comme substrat (100% de porosité) pour les sh. Il y avait trois échantillonneurs

(mêmes dimensions que le premier volet) dans chaque ssh et à trois profondeurs différentes

(0,70 m – 0,45m – 0,15 m). L’affluent a été distribué à l’aide d’un système d’irrigation

goutte à goutte (identique à celui du premier volet) dans les ssh et sh. La quantité

d’affluents fournie par jour était de 32,7 L pour les ssh et de 37 L pour les sh. Pour ce qui

est des ssv, l’affluent a été distribué de façon uniforme à la surface du marais à l’aide de

tubes goutte à goutte (exemple : AquaTraxx PC). La quantité d’affluents fournie par jour

était de 27,3 L dans les ssv. Le HRT de l’affluent à traiter entre l’entrée et la sortie pour les

trois types de marais était de 10 jours (Merlin, 2002). Il y avait sept périodes d’irrigation

de 15 minutes durant la journée et une pause de 45 minutes entre chaque intervalle.

Figure 2.6 Dispositif expérimental, Complexe de serres haute performance - 2009

41



Des mesures de pH et de CE ont été effectuées une fois par semaine à l’entrée et à la sortie

de chaque unité expérimentale. Cinq échantillons d’eau ont été pris dans chaque unité

expérimentale une fois par semaine pour les ssh: un échantillon à l’entrée, à la sortie et dans

les trois échantillonneurs. Pour les ssv et sh, il y avait deux échantillons d’eau qui ont été

prélevés dans chaque unité expérimentale une fois par semaine : un échantillon à l’entrée et

un à la sortie. Au total 108 échantillons par semaine ont été prélevés dans l’ensemble des

marais pour l’analyse minérale. Les échantillons d’eau ont été conservés dans les mêmes

conditions que le premier volet. L’analyse des concentrations en NO3-, NO2

-, SO4

-, Cl

- et en

PO43-

a été effectuée de la même façon que le premier volet. Par contre, le K+, Ca

2+ et le

NH4+ ont été analysés à l’aide d’une électrode permettant d’analyser la concentration en

ions présents dans l’eau. L’appareil utilisé était Orion 940 provenant de la compagnie Cole

Parmer. Pour ce qui est des microéléments (Fe2+

, Mg2+

, Mn2+

, Na+ et Zn

2+), ils ont été

analysés par un spectromètre d’absorption atomique 3300_Perkin Elmer au laboratoire de

l’Envirotron à l’Université Laval, Québec. L’analyse des échantillons a été effectuée par

Jean Martin, chimiste.

Les concentrations minérales ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration

dans les marais comme il a été mentionné dans le premier volet (expérimentation en serre,

2008).

2.2.4.2 DCO et DBO5

La DCO est une méthode de reflux en système fermé et elle a été tirée du Centre

d’expertise en analyse environnementale du Québec (MA. 315 –DCO 1.0) (MDDEP,

42

2006a). La méthode de dosage a été effectuée par colorimétrie avec du bichromate de

potassium. La DBO5 est une méthode d’analyse permettant de déterminer la demande

biochimique en oxygène. La méthode de dosage de la DBO5 a été déterminée par

électrométrie. Tout comme la DCO, cette méthode a été tirée du Centre d’expertise en

analyse environnementale du Québec (MA. 315 –DBO 1.1) (MDDEP, 2006b).

Deux échantillons d’eau de 50 ml ont été prélevés, une fois par semaine, dans chaque unité

expérimentale (un à l’entrée et l’autre à la sortie du marais). Au total, 36 échantillons

d’effluents et 9 échantillons d’affluents ont été récupérés par semaine. Les échantillons ont

été conservés à 4 C pour une période maximale de 24 heures.


- Microorganismes totaux et dénitrifiants

La proportion de microorganismes totaux et dénitrifiants présents dans l’eau du marais a été

mesurée par la même méthode que le premier volet. Le nombre de dilutions pour chaque

échantillon d’eau était le même que le premier volet. Cependant, afin d’augmenter la

précision de l’analyse, chaque dilution possédait cinq répétitions (au lieu de quatre

répétitions retrouvées dans le premier volet). Un échantillon d’eau de 1 ml a été prélevé

dans chaque unité expérimentale une fois par mois. Les échantillons d’eau ont été récupérés

à la sortie des marais. Au total, 36 échantillons d’eau ont été récoltés par mois. Les

échantillons ont été conservés dans les mêmes conditions que le premier volet.

- Bactéries sulfato-réductrices

Un milieu sélectif a permis d’évaluer la proportion de BSR présent dans l’eau du marais.

Un milieu de culture développé par Posgate (1984) a été utilisé pour évaluer la proportion

de BSR. Les ingrédients du milieu sélectif étaient : 3 g lactate de sodium, 2 g de MgSO4, 2

g de peptone, 1 g de yeast extract, 1,5 g de Na2SO4 et 0,1 g de CaCl2 pour 1000 ml d’eau

distillée. Le milieu sélectif a été stérilisé à l’autoclave. Une solution contenant 0,386 g

FeNH4SO4 et 0,01 g d’ascorbate dans 1 ml d’eau distillée a été filtrée à l’aide d’une

seringue munie d’un filtre de 0,45 μm et elle a été mélangée dans le milieu sélectif stérile.

43

Pour chaque échantillon d’eau, quatre dilutions ont été effectuées avec un facteur de

dilution de 10 (échantillon dilué dans une solution de sulfates de magnésium à 0.1M) et

chaque dilution possédait 5 répétitions (1 échantillon x 4 dilutions x 5 répétitions). Par la

suite, 35 μL de l’échantillon dilué et 310 μL du milieu de culture ont été pipettés et

transférés dans un puits d’une microplaque stérile à 96 puits de 0,5 ml.

Après 10 jours d’incubation à 22°C, un dénombrement du nombre de puits où il y a eu

production de sulfite ferreux noir a été fait. La méthode utilisée pour déterminer le nombre

de BSR a été effectuée selon le protocole du MPN (identique au premier volet).

- L’activité enzymatique par l’hydrolyse de la FDA

L’activité enzymatique a été mesurée par l’hydrolyse de la FDA sous l’action d’enzymes

non spécifiques comme les estérases, les protéases et les lipases selon la méthode

développée par Adam et Duncan (2001). Une solution de FDA a été préparée et conservée à

20°C. Les ingrédients de la solution FDA étaient : 2mg de FDA dans 1 ml d’acétone. Aussi,

une solution étalon correspond à une concentration de 2000 g ml-1

a été préparée et

conservée à l’obscurité pendant une période maximale d’une semaine. Les ingrédients de la

solution étalon étaient : 0,0113 g de sel de sodium de fluorescéine dans 5 ml de buffer

potassium phosphate (60 mM). Une courbe standard où différentes dilutions de la solution

étalon de fluorescéine ont été effectuées avant l’analyse des échantillons. Les

concentrations des standards étaient : 200, 100, 20, 15, 10, 5, 2, 1 et 0 g fluorescéine ml-1

.

Pour chaque échantillon d’eau, quatre microtubes de 2 ml, identifiés de 1 à 4, ont été

utilisés. Le premier microtube étant un blanc et les trois autres (2, 3 et 4) étant des

répétitions. Dans les quatre microtubes (1 à 4), 1000 uL de l’échantillon d’eau ont été

versés. Ensuite, 20 μL d’une solution de FDA (2mg mL-1

) ont été ajoutés dans les

microtubes 2, 3 et 4. Les microtubes ont été agités et incubés sous agitation à 28°C durant

60 minutes. Après les 60 minutes d’incubation, 500 uL d’un mélange

chloroforme/méthanol (2:1) ont été ajoutés dans les quatre microtubes (1 à 4) pour arrêter la

réaction. Les microtubes ont été agités à nouveau et centrifugés à 10 000 rpm pendant 5

minutes. La phase aqueuse (surnageant) a été prélevée et placée dans un tube de verre.

44

L’absorbance du surnageant de l’échantillon et des standards a été lue à 490 nm à l’aide

d’un spectrophotomètre (Hitachi U-1100 uv/vis w/cell). La concentration des échantillons a

été calculée à l’aide de la courbe des différents standards.

2.2.4.4 Biomasse sèche

Le prélèvement de la masse fraîche, le séchage, le broyage, et l’analyse minérale ont été

effectués de la même façon que ceux présentés dans le premier volet. Cependant,

Eichhornia crassipes a été essorée de son eau avant de prendre la mesure de sa masse

fraîche. La partie aérienne des plantes (Typha latifolia et Eichhornia crassipes) a été

coupée une fois par mois.

2.2.4.5 Gaz

Toujours en collaboration avec l’équipe du Dr Philippe Rochette, une analyse des gaz à

effet de serre a été effectuée. Un échantillon de gaz a été récupéré bimensuellement dans les

trois types de marais selon la méthode développée par Rochette et al. (2008). Les supports

en plexiglas ont été enfoncés dans le sol à 10 cm de la surface pour les ssh, à 8 cm pour les

ssv et à 4 cm sous la surface de l’eau pour les sh. La mesure des flux de gaz (N2O, CO2 et

de CH4) a été effectuée de la même manière que dans le premier volet. Par contre, quatre

échantillons de gaz, de 20 mL, ont été prélevés à différents temps (0, 12, 24, 36 minutes).


La collecte de données de température a été effectuée de la même façon que celle choisie

dans le premier volet. Au total, six thermocouples (2 répétitions de chaque traitement; sh,

ssh et ssv) ont été installés au centre des marais à une profondeur de 10 cm sous la surface

du sol.

45

2.3 Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009

2.3.1 Matériel et méthodes

Le troisième volet a été réalisé en collaboration avec M. Stéphane Roy, président et

propriétaire, Les Serres Sagami et Bio-Sagami. L’expérience a eu lieu aux Serres Nouvelles

Cultures à Sainte-Sophie (Figure 2.7). Les essais se sont échelonnés de l’été 2008 à l’été

2009. Le type de marais construit sur les lieux était un ssv. L’espèce de plante utilisée était

du Phragmite australis et du sable fin était employé comme substrat.

Figure 2.7 Serres Nouvelles Cultures à Sainte-Sophie, Qc, Canada.

2.3.2 Traitements

Les effluents provenant d’une culture de tomate sur les lieux ont été apportés aux marais

filtrants. Deux dalles supportant 150 à 180 plants de tomate recueillaient l’eau lessivée.

Chacune des dalles alimentait une série de marais.


Deux séries de trois ssv ont été construites (Figure 2.8). Les dimensions d’un marais

étaient : une hauteur de 1,2 m, une longueur de 4,9 m et une largeur de 2,45 m. La capacité

du réservoir où l’eau de la serre était entreposée avant d’être traitée avait une capacité de 7

46

m3 d’eau. Un baril d’une capacité de 0,2 m

3 était mis en place au centre de chaque marais et

dans chaque réservoir. Une pompe à eau immergée était installée dans chaque baril et une

autre pour chaque réservoir. Au total, huit barils ont été installés. Ces barils ont permis de

récupérer l’eau des réservoirs et des marais pour des fins d’analyses. La quantité d’eau de

drainage à traiter était de 0,3 m3 par marais en été et de 0,15 m

3 en hiver en raison d’une

irrigation moins abondante.

Serre

Répétition 1 Répétition 2

Marais 1

Marais 2

Marais 1

Marais 2

Marais 3

Bassins de

récupération des

eaux usées

Pompe

Marais 3

Figure 2.8 Dispositif expérimental en milieu commercial



Des mesures de pH et de CE ont été effectuées deux fois par semaine au cours de l’été et

une fois par semaine au cours de l’hiver dans chaque marais et dans les réservoirs. Les

mêmes analyses minérales que le premier volet ont été effectuées dans cette partie. Un

échantillon d’eau de 50 ml a été recueilli dans chaque marais et dans les réservoirs. Au

47

total, huit échantillons ont été prélevés à chaque visite. Les échantillons d’eau ont été

conservés au frais durant le transport et ont été entreposés aux mêmes températures que le

premier volet.

2.3.4.2 DCO, DBO5

Dans le cadre du troisième volet, la méthode d’analyse pour la DCO et la DBO5 a été

effectuée de la même façon que celle dans le deuxième volet. Un échantillon d’eau de 50

ml a été recueilli dans chaque marais et un autre dans chaque réservoir (huit échantillons au

total). Les échantillons d’eau ont été conservés au frais durant le transport et ont été

entreposés aux mêmes températures que le premier volet.


L’évaluation de la proportion de microorganismes totaux et dénitrifiants présents dans l’eau

du marais a été effectuée par la même méthode que le premier volet. Un échantillon d’eau

de 1 ml a été prélevé dans chaque baril des marais et des réservoirs. Au total, huit

échantillons d’eau ont été récoltés. Les échantillons d’eau ont été conservés au frais durant

le transport et ont été entreposés aux mêmes températures que le premier volet. À noter que

la fréquence d’échantillonnage pour l’analyse minérale, la DCO, la DBO5, et l’évaluation

de la proportion de microorganismes totaux et dénitrifiants ont été effectuées aux deux

semaines en été et une fois par mois en hiver.


Cinq thermocouples ont été installés au dernier marais dans chaque série afin de prendre

des mesures de température à différentes hauteurs (dans l’eau du baril, dans l’air ambiant

du baril, à l’ouverture du baril, à la surface du sol et à 50 cm de la surface du sol

(extérieur)). La température a été enregistrée à chaque 30 minutes de la journée, tout au

long de l’expérience

48

2.4 Analyses statistiques

Au cours des expériences en 2008 et 2009, les données ont toutes été analysées en blocs

aléatoires complets. Pour ce qui est de l’expérience en milieu commercial (2008-2009), les

données ont été analysées en plan à mesures répétées.

Au cours de l’étude en 2008, cinq répétitions ont été effectuées. L’expérience en 2008 nous

a permis de voir l’effet des différents traitements entre les marais filtrants avec présence ou

non d’une végétation, d’évaluer l’efficacité des traitements entre l’entrée et la sortie d’un

marais et de déterminer s’il y a une différence entre la concentration minérale à la surface et

au fond d’un marais. De plus, quatre répétitions ont été réalisées pour évaluer l’effet de la

présence ou non d’une végétation combinée à un apport en carbone organique sur la

performance des marais et sur les émissions des gaz à effet de serre. Au cours de

l’expérience en 2009, 12 répétitions ont été mises en place. Cette deuxième étude a

comparé l’efficacité à traiter une eau usée entre l’entrée et la sortie des différents types de

marais et le potentiel des émissions de gaz à effet de serre. Enfin, au cours de l’étude

effectuée en milieu commercial (2008-2009), une analyse descriptive avec deux répétitions

a été réalisée. L’effet du traitement par l’entremise de trois marais verticaux en série a été

étudié.

Les données ont été traitées en mesure répétée avec la procédure PROC MIXED dont la

normalité des données a été traitées à l’aide de la procédure Univariate (SAS Institute Inc.,

Cary, NC, USA 9.1., 2002-2003). L’homogénéité de la variance a été vérifiée par l’analyse

graphique des résidus. Enfin, les différences entre les moyennes des concentrations

minérales, CE, FDA, DCO et DBO5 de l’eau avant et après traitement dans les marais, des

émissions des gaz à effet de serre, de la concentration minérale dans les échantillonneurs,

des concentrations minérales foliaires des plantes ont été établies en utilisant le test de

Tukey avec un seuil de probabilité α = 0,05.

CHAPITRE 3

RÉSULTATS

3.1 Expérimentation en serre – 2008

3.1.1 Évolution des différents paramètres de l’effluent dans un ssh

3.1.1.1 Température, pH et CE de l’eau dans les ssh

Tout au long de l’expérience, le pH et la température de l’eau dans tous les marais étaient

relativement stables. La température moyenne de l’eau dans les marais a été de 20 ± 2°C

(Annexe B, tableau B-1). Cependant, l’ajout de saccharose dans les marais a augmenté de

façon significative le pH de l’eau (p < 0.0001). Selon les dix périodes (Tableau 3.1), le pH

dans les marais C+ s’est maintenu autour de pH 7 ± 0,4 et dans les marais C- à 6 ± 0,2

(Annexe B, figure B-1).

Tableau 3.1 Effets de l’ajout de saccharose et de sel sur le pH et la CE des effluents et

la température moyenne des ssh, établis dans les serre Gaz Métro de l’Université

Laval en 2008 ± l’écart type (n=5).

Année 2008 Traitement Affluent

Dates Saccharose CE pH_C‐ pH_C+

(mg L‐1) (mS cm‐1)1 03/04 au 23/04 0 et 25 1,5 1,57 ± 0,09 1,58 ± 0,04 6,00 5,82 18,14 ± 2,44

2 24/04 au 15/05 0 et 50 1,5 1,66 ± 0,08 1,65 ± 0,08 6,16 6,16 18,14 ± 2,44

3 16/05 au 05/06 0 et 100 1,5 1,66 ± 0,10 1,63 ± 0,08 6,18 6,26 18,73 ± 2,164 06/06 au 24/06 0 et 200 1,5 1,57 ± 0,03 1,49 ± 0,04 6,01 6,40 18,73 ± 2,16

5 25/06 au 17/07 0 et 400 1,5 1,62 ± 0,04 1,43 ± 0,07 5,87 6,59 21,11 ± 2,22

6 18/07 au 05/08 0 et 400 2,5 2,22 ± 0,09 2,03 ± 0,08 5,74 6,43 22,85 ± 2,597 06/08 au 26/08 0 et 400 3,5 3,65 ± 0,09 3,43 ± 0,07 5,80 6,42 22,85 ± 2,59

8 27/08 au 16/09 0 et 400 4,5 4,60 ± 0,39 4,29 ± 0,39 5,86 6,23 21,48 ± 2,41

9 17/09 au 07/10 0 et 400 5,5 5,93 ± 0,22 5,83 ± 0,13 5,84 5,87 19,54 ± 2,4710 08/10 au 24/10 0 et 800 5,5 5,93 ± 0,15 5,44 ± 0,17 5,87 6,21 17,44 ± 1,10

Périodes

(mS cm‐1) (mS cm‐1) °C

EffluentEffluent

CE_C+CE_C‐

Température

- Les valeurs de CE et de pH présentées pour l’effluent sont des moyennes.

49

Par rapport à la CE, il y a eu une interaction en fonction de l’espèce de plante utilisée dans

le marais et l’apport en saccharose (p < 0.001). Pour les périodes 3, 4, 5 et 6, la CE dans les

marais en présence de P. australis a été significativement plus élevée que celle dans les

marais avec T. latifolia et les témoins (p < 0.05). L’évolution de la CE de l’eau, entre les

différents marais C+ et les marais C- végétalisés ou non, est représenté sous forme de

graphique à la figure 3.1. La CE de l’effluent de tous les types de marais a généralement

suivi la même évolution que la CE de l’eau à l’entrée (affluent). Vers la fin du mois d’août,

la CE dans les effluents des marais témoins a été plus faible que ceux végétalisés. Au

niveau des résultats statistiques, la CE dans les témoins a été significativement plus faible

(p < 0.0001) que les marais végétalisés. De plus, cette baisse a été plus marquée dans les

marais témoins C+, mais aucune différence significative n’a été observée. Toutefois, la CE

n’a pas été ajustée en fonction de l’évapotranspiration. C’est ce qui explique la plus faible

CE observée chez les témoins comparativement a celle dans les marais végétalisés, car

aucune plante n’était présente.

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

7,00

8,00

27‐3 17‐4 8‐5 29‐5 19‐6 10‐7 31‐7 21‐8 11‐9 2‐10 23‐10

CE

(mS

cm‐1

)

Année 2008

Afflu

e

nt _C‐

P. australis_C‐

T. la folia_C‐

Témoin_C‐

Afflu

e

nt _C+

P. australis_C+

T. la folia_C+

Témoin_C+

800 mg saccharose L‐1

5.5 mS cm‐1

2.5 à 5.5 mS cm‐1


1.5 mS cm‐1

25 à 400 mg saccharose L‐1

Figure 3.1 Variation de la CE dans l’eau des affluents et des effluents après 11 jours

de rétention dans le ssh, selon l’espèce de plante utilisée, de la CE dans l’affluent (mS

cm-1


) durant l’année 2008 ± écart type (n= 5). - Les CE ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration dans les marais.

50

3.1.1.2 Concentration en azote

La figure 3.2 présente l’évolution de la concentration en NO3- entre les différents marais C+

et marais C- végétalisés ou non. On a observé une interaction significative (p < 0.0001)

entre les traitements de sucre et l’espèce de plante employée pour la réduction du NO3-

lorsque la CE variait de 3,5 à 4,5 mS cm-1

avec une concentration en saccharose de 400 mg

L-1

. Parmi les marais C-, la concentration en NO3- avec T. latifolia a été significativement

plus basse (p < 0.0001) que ceux avec P. australis et les témoins. Le même phénomène

s’est produit pour les marais C+: une réduction significative (p < 0.0001) du NO3- dans les

marais végétalisés avec T. latifolia comparativement à ceux avec P. australis et les

témoins. Enfin, la concentration en NO3- a été plus faible dans les marais C+ avec T.

latifolia pour les périodes 6, 7 et 8 (Tableau 2.1) par rapport aux périodes 1 à 5, 9 et 10

(Tableau 2.1).

L’ajout de saccharose dans les marais végétalisés et les témoins a éliminé environ 20% la

concentration en NO3- comparativement aux marais C-. La concentration moyenne en NO3

-

retrouvée dans les marais C+ a été de 134,0 ± 16,4 mg NO3- L

-1 et celle dans les marais C- a

été de 207,7 ± 43,8 mg NO3- L

-1. De plus, l’ajout de saccharose a réduit significativement (p

< 0.05) la concentration en NO3- de l’affluent pour les périodes 8, 9 et 10 (Tableau 2.1).

51

0

100

200

300

400

500

600

700

11‐4 26‐4 11‐5 26‐5 10‐6 25‐6 10‐7 25‐7 9‐8 24‐8 8‐9 23‐9 8‐10 23‐10

Co

nce

ntr

ao

n N

O3‐ (

mg

NO

3‐ L

‐ )

Année 2008

P. australis_C‐

T. la folia _C‐

Témoin_C‐

P. australis_C+

T. la folia _C+

Témoin_C+

Afflu

e

nt _C‐

Afflu

e

nt _C+

1.5 mS cm‐1


2.5 à 5.5 mS cm‐1



5.5 mS cm‐1

Figure 3.2 Variation de la concentration en NO3- dans les effluents après 11 jours de


) et de


) durant l’année 2008 ± écart type (n=5). - Les concentrations en NO3

- ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration dans les marais.

Pour les périodes 6 à 10 (Tableau 2.1), l’élimination des NO3- entre l’entrée et la sortie des

marais a été moins efficace lorsque la CE a augmenté de 2,5 à 5,5 mS cm-1

(Annexe C,

tableau C-1). Dans les marais avec T. latifolia_C+, le pourcentage de réduction du NO3- est

passé de 80% à 3% d’efficacité alors qu’il est passé de 69% à 18% d’efficacité pour T.

latifolia_C-. Pour P. australis_C+ le pourcentage de réduction est passé de 63% à 2%

d’efficacité alors qu’il a diminué de 48% à 7% pour P. australis_C-. Enfin, pour le

témoin_C+ le pourcentage de réduction du NO3- est passé de 50% à 0% et de 35% à 8%

pour le témoin_C-.

Dans le tableau 3.2, les pourcentages de réduction moyens du NO3- dans les marais avec T.

latifolia, P. australis et les témoins sont présentés pour les périodes 5 à 10 (Tableau 2.1).

Le pourcentage de réduction du NO3-

pour T. latifolia_C- a été de 52%, 31% pour P.

australis_C- et de 24% pour le témoin_C-. En comparant les traitements de plantes, il y a

eu une plus grande élimination du NO3- dans les marais avec T. latifolia comparativement à

52

ceux avec P. australis et les témoins. De plus, les témoins ont démontré une moins grande

efficacité à éliminer le NO3- que les marais végétalisés. Pour ce qui est des traitements C+,

l’apport en saccharose a éliminé davantage la concentration en NO3- durant les périodes 5 à

10 (Tableau 2.1), soit de 60% dans les marais avec T. latifolia_C+, 46% avec P.

australis_C+ et de 38% avec le témoin_C+.

Tableau 3.2 Pourcentage de réduction moyen de la concentration en NO3- après 11

jours de rétention dans le ssh avec Phragmite australis, Typha latifolia et le témoin ssh

et avec l’apport ou non de saccharose lorsque la CE augmente (n=5).

Saccharose CE P. australis T. latifolia Témoin

mg L -1 mS cm-1 % réduction

NO3-

% réduction

NO3-

% réduction

NO3-

0 1.5 à 5.5 31a (7-48) 52a (19-69) 24a (8-37)

400 1.5 à 5.5 46b (25-63) 60b (22-81) 38b (21-56)

- Les moyennes suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un test de Tukey

Kramer (p < 0.05).

- Les chiffres entre parenthèses indiquent le pourcentage de réduction minimum et maximum de la

concentration en NO3- pour chaque valeur donnée.

L’apport de 400 mg saccharose L-1

avec une CE de 1.5 mS cm-1

et de 2.5 mS cm-1

a réduit

plus de 80% des NO3- pour les marais C+ avec T. latifolia, 40-60%

pour P. australis et 33-

56% pour les témoins. La réduction du NO3- dans les marais avec P. australis_C+ et le

témoin_C+ a été moins efficace que les marais avec T. latifolia_C+. Enfin, dans l’ensemble

des traitements, le pourcentage de réduction a été relativement plus élevé lorsque la CE

était de 1.5 mS cm-1

et de 2.5 mS cm-1

avec une concentration en saccharose de 400 mg L-1

comparativement aux autres traitements sucre (Tableau 2.1).

La source potentielle de NO2- lors de notre expérience est venue principalement de la

transformation du NO3- en NO2

- et non de la transformation de NH4

+ en NO2

- puisqu’une

source négligeable de NH4+ était présente dans l’affluent. La concentration en NO2

- dans

l’affluent des marais C+ a été plus élevée que celle dans les marais C- (Annexe C, tableau

C-2).

Dans l’ensemble des traitements C-, la réduction moyenne du NO2- a été moins élevée dans

les marais témoins_C- (9% de réduction) que ceux avec P. australis_C- (43% de réduction)

53

et T. latifolia_C- (70% de réduction) (Annexe C, tableau C-2). Un écart de 30 à 60 % entre

les marais végétalisés et les témoins a été observé pour la réduction du NO2-. Cependant,

aucune réduction significative entre les marais témoins et ceux végétalisés n’a été présente

parmi les traitements C-. Par rapport aux marais C+, la réduction du NO2- a été plus faible

dans les marais témoins (50% de réduction) que ceux végétalisés (70% de réduction pour T.

latifolia et 77% de réduction pour P. australis).

3.1.1.3 Concentration en phosphore

La figure 3.3 représente l’évolution de la concentration en PO43-

entre les marais C+ et les

marais C- végétalisés ou non. Selon la figure 3.3, il y a eu une réduction significative (p <

0.0001) du PO43-

pour les périodes 1, 2, 6, 7, 9 et 10 (Tableau 2.1) lorsqu’il a eu ajout de

saccharose en fonction de l’espèce de plante utilisée.

Contrairement à l’efficacité de réduire le NO3-, l’élimination du PO4

3- a augmenté de 13 à

24 % au fur et à mesure que la CE s’élevait dans la solution à traiter et en présence de 400

mg saccharose L-1

. De plus, l’ajout de 400 mg saccharose L-1

dans les marais C+ avec une

CE de 1.5 mS cm-1

a augmenté l’efficacité d’épuration du PO43-

de 38 à 50 %

comparativement aux marais C-. De plus, les marais avec T.latifolia ont réduit davantage le

PO43-

que ceux avec P. australis et les témoins.

54

0

50

100

150

200

250

11‐4 26‐4 11‐5 26‐5 10‐6 25‐6 10‐7 25‐7 9‐8 24‐8 8‐9 23‐9 8‐10 23‐10

Co

ne

ntr

ao

n P

O4

3‐ (

mg

PO

43‐

L‐1)

Année 2008

P. australis_C‐

T. la folia_C‐

Témoin_C‐

P. australis_C+

T. la folia_C+

Témoin_C+

Afflu

e

nt _C‐

Afflu

e

nt _C+

2.5 à 5.5 mS cm‐1

1.5 mS cm‐1




5.5 mS cm‐1


dans les effluents après 11 jours de


) et de


) durant l’année 2008 ± écart type (n=5). - Les concentrations en PO4

3- ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration dans les marais.

3.1.1.4 Concentration en oligo-éléments et en macroéléments

Dans l’ensemble des traitements, la réduction des cations, dont le Mg2+

, Mn2+

, Cu2+

, Na+,

B3+

et Zn2+

, de l’affluent a été négligeable (Annexe C). Aucune différence significative n’a

été observée entre les traitements C+ et C- et entre les marais végétalisés et les témoins

pour les six éléments mentionnés précédemment. Certains éléments tels que le Zn2+

, le Na+

et le Mg2+

se sont accumulés dans les marais. Cette accumulation pourrait expliquer les

valeurs négatives présentées dans les tableaux de l’annexe C. Par conséquent,

l’augmentation de ces trois éléments dans les marais n’a pas été significative.

Pour ce qui est des ions SO42-

, aucune réduction significative n’a été observée entre les

marais végétalisés et les témoins (Annexe D, figure D-1). Il y a eu une baisse d’efficacité à

réduire le SO42-

entre le début et la fin de l’expérience pour les traitements C- et C+. Une

perte de 45% d’efficacité dans les marais avec T. latifolia et de 20% pour P. australis et les

témoins a été mesurée.

55

Le pourcentage de réduction du Cl- dans l’affluent a été plus grand dans les marais avec T.

latifolia (74% de réduction), que dans les marais témoins (19% de réduction) ou ceux avec

P. australis (39% de réduction). La présence d’une végétation dans les marais a éliminé

davantage la concentration en Cl-

(Annexe D, figure D-2). Nos analyses statistiques ont

démontré une réduction significative du Cl- (p < 0.001) entre l’entrée et la sortie des marais

(T. latifolia, P. australis et témoin). Le pourcentage d’élimination du K+ a été plus

important dans les marais avec T. latifolia (0 à 40 % d’élimination) comparativement à

ceux avec P. australis (0 à 10 % d’élimination) et les témoins (0 à 30 % d’élimination),

mais aucune réduction significative n’a été observée entre les traitements de plantes.

Contrairement aux autres éléments minéraux, le Fe2+

et le Ca2+

ont été réduits plus

efficacement dans les marais témoins que ceux végétalisés. Par conséquent, aucune

réduction significative entre les marais végétalisés et les témoins n’a été observée. Le

pourcentage de Fe2+

réduit pour les périodes 5 à 9 (Tableau 2.1) a été de 10% pour le

témoin_C- et dans les marais végétalisés C- le pourcentage de réduction a été négligeable.

Par rapport aux marais C+, le pourcentage de réduction du Fe2+

pour le témoin_C+ a été de

46%, de 26% pour P. australis_C+ et a été négligeable pour T. latifolia_C+. Parmi les

différents traitements, l’ajout de saccharose a eu un impact positif sur la réduction du Fe2+

.

L’ajout de saccharose a réduit significativement le Fe2+

dans l’affluent pour les périodes 2,

4, 5, 9, 10 (Tableau 2.1). Par rapport au Ca2+

, l’ajout de saccharose a éliminé

significativement cet élément dans les marais témoins C+ comparativement à ceux

végétalisés C+ pour les périodes 7 et 9 (Tableau 2.1). Un écart d’efficacité de 10 à 20% a

été observé lors de l’élimination du Ca2+

entre les marais témoins C+ et ceux végétalisés

C+.

3.1.2 Évolution des émissions de gaz dans un ssh

Les émissions du N2O et du CO2 dans les marais sont présentées respectivement à la figure

3.4 et à l’annexe E. De plus, au tableau 3.3 un cumul des émissions de N2O et de CO2 dans

les marais en fonction des périodes est présenté. L’ajout de saccharose dans les marais a eu

un effet plus fort sur l’émission de N2O que de CO2. L’apport d’une source de carbone

56

organique facilement assimilable a donc favorisé les émissions de N2O par le marais.

Au cours des périodes 1 et 2 (Tableau 3.3), l’ajout d’une source de carbone n’a pas eu

d’effet sur l’émission du N2O. Par contre, l’ajout d’une source de NO3- de plus en plus

élevée dans les marais, durant les périodes 6 à 10, a augmenté l’émission du N2O de façon

significative (p < 0.0001). De plus, l’espèce de plante et la présence ou non d’une

végétation a eu un impact non négligeable sur l’émission du N2O. Les émissions de N2O

ont été moins élevées dans les marais végétalisés avec T. latifolia comparativement aux

marais végétalisés avec P. australis, mais aucune différence significative entre les deux

plantes a été observée (p > 0.05). Pour ce qui est de l’ensemble des marais C-, les témoins

C- ont émis significativement plus de N2O que ceux végétalisés C- (p < 0.05).


h-1

) et de CO2 (mg CO2 m-2

s-1

)

pour chaque période et pour chaque espèce de plante dans un ssh selon l’apport ou

non en saccharose (n=4). Périodes Saccharose CE

mg L‐1 mS cm‐1 N2O b CO2 N2O b CO2 N2O b CO2 N2O a CO2 N2O a CO2 N2O a CO2

1 0 et 25 1,5 3,38 0,42 3,30 0,46 9,14 0,08 4,10 0,36 4,10 0,42 7,09 0,102 0 et 50 1,5 4,81 0,30 2,47 0,16 10,59 0,17 3,42 0,32 4,04 0,25 5,66 0,053 0 et 100 1,5 3,44 0,20 1,04 0,13 3,03 0,32 9,73 0,25 8,01 0,39 9,90 0,034 0 et 200 1,5 8,31 0,61 3,27 0,61 8,15 0,40 58,43 0,43 38,23 0,92 118,19 0,375 0 et 400 1,5 5,28 0,15 2,60 0,37 4,95 0,11 27,33 0,23 18,31 0,66 40,29 0,156 0 et 400 2,5 10,84 0,46 12,11 0,93 12,19 0,25 87,12 0,70 137,15 0,91 156,04 0,397 0 et 400 3,5 11,53 0,13 11,77 0,70 13,03 0,37 170,79 0,68 245,71 0,61 229,03 0,368 0 et 400 4,5 10,85 0,17 10,84 0,40 26,89 0,12 413,89 0,27 196,15 0,33 419,94 0,169 0 et 400 5,5 9,42 0,23 11,62 0,22 17,06 0,12 112,05 0,14 106,18 0,35 201,32 0,23

10 0 et 800 5,5 10,15 0,18 9,95 0,28 15,66 0,26 431,46 0,46 240,68 0,43 263,49 0,17Total 77,99 b 2,84 68,96 b 4,25 120,68 a 2,19 1318,32 3,84 998,57 5,26 1450,94 2,00

Témoin_C‐T. latifolia_C‐P. australis_C‐ Témoin_C+T. latifolia_C+P. australis_C+

- Les valeurs cumulées des émissions de N2O suivies d’une lettre différente sont significativement différentes

selon un test de Tukey Kramer (p < 0.05).

- Les émissions totales et cumulées de N2O pour chaque espèce de plante et le témoin suivies d’une lettre

différente sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer (p < 0.0001).

57

0

50

100

150

200

15‐3 9‐4 4‐5 29‐5 23‐6 18‐7 12‐8 6‐9 1‐10 26‐10

Flu

x N

2O (

mg

N2O m

‐2 h

‐1)

Année 2008

P. australis_C‐

T. la folia_C‐

Témoin_C‐

P. australis_C+

T. la folia_C+

Témoin_C+ 0

2

4

6

8

15‐3 9‐4 4‐5 29‐5 23‐6 18‐7 12‐8 6‐9 1‐10 26‐10

1.5 mS cm‐1


2.5 à 5.5 mS cm‐1


800 mg saccharose L‐1 5.5 mS cm‐1

Figure 3.4 Variation des émissions de N2O selon l’espèce de plante dans le ssh, de la

CE dans l’affluent (mS cm-1


) durant l’année 2008

± écart type (n=4).

Pour ce qui est des émissions en CO2, malgré que celles-ci aient été plus faibles chez les

marais témoins que chez les marais végétalisés, aucun effet significatif entre les traitements

de plantes n’a été observé (p > 0.05). Au début de l’expérience, l’ajout de différentes

concentrations en saccharose n’a pas eu d’impacts sur les émissions de CO2. Toutefois, une

réduction des émissions de CO2 a été observée lorsque la concentration en saccharose a

passé de 400 mg L-1

à 800 mg L-1

, bien que celle-ci n’a pas été significative (p > 0.05).

Aucun effet significatif de la concentration ionique dans l’affluent sur les émissions de CO2

n’a été observé (p > 0.05).

3.1.3 Évolution des différents paramètres mesurés dans le profil d’un ssh

3.1.3.1 Concentrations minérales à l’intérieur d’un ssh

En général, il y a eu une différence entre la concentration minérale de l’eau du marais

située à 15 cm et à 70 cm de profondeur (Figure 3.5). L’annexe F présente l’effet

significatif des différents traitements. Dans les marais végétalisés, une différence de

concentration de 15% a été observée à 15 cm par rapport à 70 cm pour le NO3- alors

58

qu’aucune différence significative pour les marais témoins n’a été observée (p > 0.05).

Dans les marais avec P. australis, la concentration en NO3- a été significativement plus

élevée (p < 0.001) dans l’échantillonneur à 70 cm (293 ± 49 mg NO3- L

-1) par rapport à 15

cm (252 ± 46 mg NO3- L

-1) pour les périodes 4, 5, 7 et 10 (Tableau 2.1). Pour ce qui est des

marais avec T. latifolia, seulement la période 6 (Tableau 2.1) où la concentration en NO3- a

été significative plus élevé (p < 0.05) dans l’échantillonneur à 70 cm (133 ± 11 mg NO3- L

-

1) par rapport à 15 cm (117 ± 19 mg NO3

- L

-1).

Figure 3.5 Échantillonneurs à 15 cm, 45 cm et 70 cm de la surface du sol dans un ssh.

La concentration en PO43-

dans les marais avec P. australis a été significativement plus

faible (p < 0.05) dans l’échantillonneur à 15 cm (54 ± 9 mg PO43-

L-1

) par rapport à

l’échantillonneur de 70 cm (59 ± 12 mg PO43-

L-1

), pour les périodes 3 à 10 (Tableau 2.1).

Dans les marais avec T. latifolia, la concentration en PO43-

a été significativement plus

faible dans l’échantillonneur à 70 cm (79 ± 9 mg PO43-

L-1

) par rapport à l’échantillonneur à

15 cm (85 ± 13 mg PO43-

L-1

) pour les périodes 4 et 8 (Tableau 2.1). Enfin, la concentration

en SO42-

a été significativement plus élevée (p < 0.05) dans l’échantillonneur à 70 cm (284

± 48 mg SO42-

L-1

) comparativement à 15 cm (258 ± 44 mg SO42-

L-1

) pour les périodes 7

et 8 (Tableau 2.1) dans les marais avec P. australis. La concentration en SO42-

pour les

périodes 7 à 10 (Tableau 2.1) était significativement plus élevée dans l’échantillonneur à 70

cm (449 ± 86 mg SO42-

L-1

) comparativement à celui à 15 cm (367 ± 62 mg SO42-

L-1

) dans

les marais avec T. latifolia. Seulement la période 8 (Tableau 2.1) des marais témoins où la

concentration en SO42-

était significativement plus élevée dans l’échantillonneur à 70 cm

(270 ± 46 mg SO42-

L-1

) comparativement à celui à 15 cm (247 ± 47 mg SO42-

L-1

).

59

3.1.3.2 Populations microbiennes à 15 cm, 45 cm et 70 cm de la surface

d’un ssh

Ces mesures ont été effectuées à la période 10 (Tableau 2.1), lorsque la concentration en

saccharose apportée a été de 800 mg L-1

et que la CE de l’affluent a été de 5,5 mS cm-1

. Le

tableau 3.4 indique le nombre de bactéries totales et dénitrifiantes présentes à trois

profondeurs (15 cm, 45 cm et 70 cm) des marais végétalisés et des témoins. En général, il y

a eu une densité bactérienne totale plus forte à 70 cm dans les marais témoins (en caractère

gras, noir). Pour les autres marais (en caractère gras, gris), l’effet inverse a été observé. Le

nombre de bactéries totales et dénitrifiantes a été plus élevé à la surface du marais qu’en

profondeur.

Tableau 3.4 Populations microbiennes en fonction de la profondeur (15, 45 et 70 cm),

de l’espèce de plante et de l’ajout ou non de saccharose dans un ssh (n=5). Plantes Profondeurs Bactéries totales_C‐ Bactéries totales_C+ Bactéries dénitrifiantes_C‐ Bactéries dénitrifiantes_C+

(cm) (x103) (x104) (x102) (x102)

P. australis 15 12,4 (0,2‐2,5) 1,4 (0,4‐5,2) 1,8 (0,5‐6,9) 1,9 (0,5‐7,0)

45 0,9 (0,2‐3,4) 2,0 (0,5‐7,5) 8,0 (2,1‐32,0) 1,6 (0,4‐6,2)

70 0,7 (0,2‐2,5) 1,4 (0,4‐5,5) 5,8 (1,5‐22,0) 1,3 (0,4‐5,1)

T. latifolia 15 2,7 (0,7‐10,1) 0,9 (0,2‐3,4) 7,8 (2,1‐29,8) 2,3 (0,6‐8,6)

45 0,7 (4,7‐67,6) 0,5 (0,1‐1,7) 8,4 (2,2‐32,0) 2,2 (0,6‐8,3)

70 0,3 (0,08‐1,1) 1,8 (0,5‐6,8) 21,9 (5,8‐83,4) 3,0 (0,8‐11,5)

Témoin 15 5,8 ( 1,5‐22,2) 1,8 (0,5‐6,8) 0,8 (0,2‐3,1) 4,0 (1,1‐15,3)45 7,7 (2,0‐29,2) 4,2 (1,1‐16,2) 1,3 (0,4‐5,1) 1,0 (0,3‐3,8)

70 18,8 (4,9‐71,5) 10,8 (2,8‐41,1) 1,2 (0,3‐4,4) 0,4 (0,1‐1,7)

- Les moyennes sont calculées par la méthode du MPN ml-1

.

- Les valeurs entre parenthèses représentent l’intervalle de confiance (95%).

3.1.4 Analyse minérale foliaire de Typha latifolia et de Phragmite australis

Pour l’ensemble des traitements, les concentrations minérales foliaires en PT, Ca2+

, Al3+

,

K+, Cu

2+, Mg

2+, Mn

2+, S, et Zn

2+ ont été significativement différentes (p < 0.05) entre T.

latifolia et P. australis. Par contre, les concentrations minérales foliaires en NT, Fe2+

et B3+

,

n’ont pas été significativement différentes entre les deux espèces d’halophytes. Les

résultats des concentrations en Na+ ne sont pas présentés, car lors de son analyse en

laboratoire il y a eu une contamination.

L’apport en saccharose dans les marais a eu un effet plus grand sur la composition minérale

60

du P. australis que T. latifolia (Annexe G). Pour les périodes 6 et 7 (Tableau 2.1), la

concentration minérale foliaire a été significativement plus faible en Mg2+

(p < 0.05), Zn2+

(p < 0.05), S (p < 0.05) et Cu2+

(p < 0.001) dans les marais avec P. austalis_C+

comparativement à ceux avec P. austalis_C-. Pour ce qui est de T. latifolia, la

concentration minérale foliaire en NT a été significativement plus faible (p < 0.05) dans les

marais C+ que ceux C- durant les périodes 5, 6, 7 et 9 (Tableau 2.1). De plus, la

concentration en Mn2+

a été significativement plus faible (p < 0.05) dans les marais avec T.

latifolia_C+ que ceux avec T. latifolia_C-.

Le pourcentage de la matière sèche pour P. australis a été significativement supérieur (p <

0.001) que T. latifolia. Cependant, la matière sèche produite par T. latifolia a été supérieure

à celle du P. australis. Selon la superficie de nos marais (1,24 m2), T. latifolia a produit

3,075 ± 0,635 kg m.s. alors que P. australis a produit 1,211 ± 0,219 kg m.s. On a remarqué

l’apparition d’une couleur jaunâtre sur le feuillage de P. australis (Figure 3.6) à partir de la

période 7 et jusqu’à la fin de l’expérience (Tableau 2.1). La croissance du P. australis a

également été plus faible pour ces quatre dernières périodes. Pour ce qui est du T. latifolia,

celle-ci s’est bien adaptée tout au long de l’expérience. Typha latifolia a poussé rapidement

et son feuillage n’a pas changé de couleur.

Figure 3.6 Apparence du feuillage de Phragmite autralis (A) et de Typha latifolia (B)

dans un ssh. Le cercle rouge indique la couleur jaunâtre du feuillage de la Phragmite

autralis (A).

3.2 Expérimentation en serre - 2009

61

3.2.1 Évolution des différents paramètres de l’affluent et de l’effluent

dans les ssv, ssh et sh

3.2.1.1 Température, pH et CE de l’eau traitée

Contrairement au pH, la température et la CE dans les trois types de marais (ssv, ssh et sh)

ont été relativement stables tout au long de l’expérience (Annexe H). La température

moyenne dans les trois marais a été de 22.1 ± 0.3°C (Annexe H, figure H-1). La CE dans

les effluents recueillis à la sortie des marais, après 10 jours de rétention a été

significativement différente entre les trois types de marais (p < 0.0001) (Annexe H, figure

H-2). Durant l’étude, la CE dans les effluents des ssv a été plus élevée (5,23 ± 0,39 mS cm-

1) que celle des ssh (4,27 ± 0,51 mS cm

-1) et des sh (4,46 ± 0,39 mS cm

-1). De plus, aucune

différence significative n’a été observée entre la CE des effluents des ssv et de l’affluent

(5,24 ± 0,09 mS cm-1

). Le pH de l’effluent recueilli à la sortie des marais, après 10 jours de

rétention, a été significativement plus élevé (p < 0.0001) dans les sh (7,1 ± 0,3 pH) et les

ssh (6,9 ± 0,3 pH) que dans les ssv (6,3 ± 0,3 pH) (Figure 3.7). Malgré le fait qu’une baisse

de pH dans l’affluent et dans les effluents des trois types de marais (sh, ssh et ssv) s’est

produite, vers la fin du mois de juin jusqu’au début du mois de juillet (27/6 au 17/7), le pH

de l’affluent s’est maintenu autour de 6,1 ± 0,3 pH tout au long de l’expérience.

62

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

7,5

8

16‐5 5‐6 25‐6 15‐7 4‐8 24‐8 13‐9 3‐10

pH

Année 2009

afflu

e

nt

sh

ssh

ssv b

a

a

Figure 3.7 Variation du pH dans l’affluent (n=3) et dans les effluents (n=12) des ssv,

ssh et sh au cours de l’expérimentation de 2009. - Les types de marais suivis d’une lettre différente sont significativement différents selon un test de Tukey

Kramer (p < 0.0001).

3.2.1.2 Demande chimique et biologique en oxygène

La DCO et la DBO5 de l’effluent ont été plus élevées que celles de l’affluent (Tableau 3.5).

La DCO et la DBO5 ont été significativement plus élevées dans l’effluent des sh que celles

dans les ssh et ssv. De plus, la DCO de l’effluent des ssh a été significativement plus faible

que celle dans les sh et les ssv. Pour ce qui est de la DBO5, celle-ci a été égale dans

l’effluent des ssh et des ssv.

63

Tableau 3.5 Concentration moyenne de la DCO et de la DBO5 de l’affluent (n=3) et

des effluents (n=6) dans les ssv, ssh et dans les sh, durant l’année 2009.

Marais Affluent DCO Effluent DCO Affluent DBO5 Effluent DBO5

(mg O2 L‐1) (mg O2 L

‐1) (mg O2 L‐1) (mg O2 L

‐1)

sh 1,8 (0,1‐3,6) 63,6 (58,1‐69,0) a 4,0 (2,7‐5,3) 16,1 (8,1‐24,2) a

ssh 1,8 (0,1‐3,6) 7,1 (3,5‐10,6) c 4,0 (2,7‐5,3) 4,8 (3,2‐6,4) b

ssv 1,8 (0,1‐3,6) 18,1 (13,2‐23,1) b 4,0 (2,7‐5,3) 4,6 (2,9‐6,4) b

Valeur p p < 0.0001 p < 0.001

- Les concentrations en DCO et en DBO5 suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon

le test de Tukey Kramer (p < 0.05).

- Les valeurs mentionnées entre parenthèses représentent les limites de confiances inférieures et supérieures

de la moyenne (95%).

3.2.1.3 Populations microbiennes

Le tableau 3.6 présente les diverses populations microbiennes analysées au cours de notre

expérimentation soit le nombre de bactéries totales et dénitrifiantes, celui des BSR et celui

incluant tous les microorganismes (bactéries et champignons) selon la méthode de FDA. La

population de bactéries mesurée par la méthode de FDA a été significativement différente

entre les sh, ssh et ssv (p < 0.0001). La quantité de bactéries mesurée par la méthode de

FDA a été élevée dans les sh et faible dans les ssv. Le nombre de bactéries totales et

dénitrifiantes a été égal dans les ssh et ssv et plus élevé dans les sh, mais aucune différence

significative n’a été observée (p > 0.05). Enfin, la population des BSR a été plus faible dans

les ssv que dans les sh et ssh, mais aucune différence significative.

64

Tableau 3.6 Populations microbiennes et concentration en fluorescéine dans les

effluents (n=6) des ssv, ssh et sh, durant l’année 2009.

Marais Bactéries

totales

Bactéries

dénitrifiantes

Bactéries sulfato‐

réductrices

FDA

(x105) (x104) (x101) (ug fluorescéine h‐1 ml‐1 )

sh 1,9 (0,6‐6,2) 5,3 (1,6‐17,34) 5,2 (1,6‐17) 41,2 (34,8) a

ssh 0,4 (0,1‐1,3) 0,7 (0,2‐2,4) 5,7 (1,7‐18,7) 8,7 (6,2) b

ssv 0,3 (0,08‐0,8) 0,7 (0,2‐2,2) 4,1 (1,2‐13,5) 5,3 (5,9) c

- Moyenne calculée par la méthode du MPN ml-1

pour les bactéries totales, dénitrifiantes et les BSR. Les

valeurs mentionnées entre parenthèses représentent les limites de confiances inférieures et supérieures de la

moyenne (95%).

- FDA : les concentrations moyennes suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un

test de Tukey Kramer (p < 0.05). Les valeurs entre parenthèses représentent l’écart type de la concentration

moyenne.

3.2.1.4 Concentrations minérales dans l’affluent et dans les effluents

Les concentrations moyennes en PO43-

et en Cu2+

ont été égales dans les trois types de

marais (Tableau 3.7). Le pourcentage de réduction moyen entre l’affluent et l’effluent a été

de 65% pour le PO43-

et 0% pour le Cu2+

. Pour les autres éléments minéraux présentés au

tableau 3.7, les concentrations moyennes ont été significativement différentes entre les trois

types de marais. Les concentrations en NO3-, SO4

2-, Ca

2+, Mg

2+, Mn

2+ et Fe

2+ retrouvées

dans les effluents des ssv ont été significativement plus élevées que celles observées dans

les ssh et les sh. Enfin, les concentrations en Zn2+

, NH4+, K

+ et en Cl

- ont été plus faibles

dans les effluents des ssh que ceux des ssv et des sh.

65

Tableau 3.7 Concentrations minérales moyennes dans l’affluent (n=3) et dans les

effluents (n=12) après 10 jours de rétention dans les ssv, ssh et sh ± les écarts types.

PO43‐ 37,05 ± 3,28 14,48 ± 3,39 a 13,17 ± 4,14 a 12,47 ± 6,38 a p > 0.05

NO3‐ 405,61 ± 33,28 165,24 ± 49,24 a 169,53 ± 36,82 a 416,68 ± 35,93 b p < 0.0001

NO2‐ 10,58 ± 4,51 176,11 ± 49,06 b 19,42 ± 10,08 a 15,25 ± 14,79 a p < 0.0001

NH4+ 56,22 ± 4,98 41,74 ± 6,31 ab 40,01 ± 6,82 a 43,35 ± 5,61 b p < 0.05

SO42‐ 939,90 ± 62,83 916,04 ± 56,04 a 933,72 ± 90,04 a 995,48 ± 75,97 b p < 0.0001

Cl‐ 84,32 ± 12,19 77,32 ± 5,77 c 59,26 ± 8,53 a 72,92 ± 6,76 b p < 0.0001

K+ 549,69 ± 83,72 532,45 ± 88,22 ab 499,85 ± 97,86 a 553,10 ± 75,85 b p < 0.01

Ca2+ 233,28 ± 19,98 197,09 ± 33,36 b 180,18 ± 36,29 a 256,83 ± 34,07 c p < 0.0001

Mg2+ 250,00 ± 21,53 141,23 ± 4,30 c 149,26 ± 12,37 b 157,27 ± 11,58 a p < 0.0001

Mn2+ 0,14 ± 0,01 0,03 ± 0,02 c 0,39 ± 0,18 b 1,42 ± 0,88 a p < 0.0001

Zn2+ 1,05 ± 0,02 0,44 ± 0,09 a 0,20 ± 0,06 b 0,49 ± 0,25 a p < 0.01

Cu2+ 0,07 ± 0,01 0,05 ± 0,04 a 0,15 ± 0,21 a 0,18 ± 0,23 a p > 0.05

Fe2+ 1,35 ± 0,00 0,02 ± 0,03 b 0,11 ± 0,18 b 0,66 ± 0,95 a p < 0.001

Affluent Effluent sh

(mg L ‐1)

Effluent ssh

(mg L ‐1)Valeur p

Éléments

minéraux

Effluent ssv

(mg L ‐1)(mg L ‐1)

- Les concentrations moyennes suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un test

de Tukey Kramer (p < 0.05).

- Les concentrations moyennes ont été corrigées en fonction du taux d’évapotranspiration dans les marais. De

plus, il est important de mentionner que le test statistique a été effectué par rapport à la différence entre la

concentration dans l’effluent et l’affluent, c’est pourquoi qu’il n’y a pas de lettres pour la concentration

minérale moyenne dans l’affluent.

Les concentrations en NO3- dans les effluents des ssv ont été identiques à celles de

l’affluent, donc aucune réduction du NO3- n’a été observée dans ces marais. Les

concentrations en NO3- dans les effluents des ssh et des sh ont été égales. Une réduction de

60% du NO3- présent dans l’affluent a été observée pour les ssh et les sh. La concentration

en NO2- a été de 9 et 12 fois supérieures dans les effluents des sh (176,11 mg NO2

- L

-1) que

ceux des ssh (19,42 mg NO2- L

-1) et des ssv (15,25 mg NO2

- L

-1). Aucune réduction des

NO2- n’a été observée dans les trois marais. Les concentrations en NO3

- et NO2

- à la sortie

des différents marais ont été stables au cours de l’expérience. Une variation des

concentrations en NH4+ dans les effluents des différents marais et dans l’affluent a été

observée (Annexe I, figure I-2). Dans chacun des trois types de marais, 25% de NH4+

présent dans l’affluent a été réduit.

Une faible réduction du SO42-

et du K+ a été mesurée dans les trois types de marais, soit une

élimination < 10%. Au cours de l’expérience, 81% du Zn2+

, 23% du Ca2+

, 30% du Cl-, 40%

du Mg2+

, 0% du Mn2+

et 92% du Fe2+

qui étaient présents dans l’affluent ont été éliminés

66

dans les ssh. Pour ce qui est de la réduction des minéraux présents dans l’affluent des ssv,

54% du Zn2+

, 0% du Ca2+

, 14% du Cl-, 37% du Mg

2+, 0% du Mn

2+ et 51% du Fe

2+ ont été

éliminés. Enfin, dans les sh, 58% du Zn2+

, 16% du Ca2+

, 8% du Cl-, 44% du Mg

2+, 79% du

Mn2+

et 99% du Fe2+

ont été éliminés. Parmi les minéraux qui n’ont pas été éliminés dans

les sh, ssh et ssv, certains d’entre eux ont été supérieurs aux concentrations retrouvées dans

l’affluent. La concentration en NO2- dans les effluents des trois marais a été plus élevée que

celle dans l’affluent. De plus, les concentrations en Mn2+

et Cu2+

retrouvées dans les

effluents des ssh et des ssv ont été supérieures à celles de l’affluent. Enfin, la concentration

en NO3-, SO4

2-, K

+ et Ca

2+ dans les effluents des ssv a été plus élevée que celle de

l’affluent.

3.2.2 Évolution des concentrations minérales dans le profil des marais

sous surfaciques à flux horizontal

Les concentrations en NO3- et SO4

2- ont été significativement différentes entre les

profondeurs des ssh (Tableau 3.8). La concentration en NO3- a été plus élevée à 15 cm de la

surface du marais qu’à 70 cm de profondeur. La concentration en NO3- a été de 40% plus

élevée à 15 cm comparativement à 70 cm. À l'inverse, la concentration en SO42-

a été de

10% plus élevée en profondeur qu’à 15 cm de la surface du marais. Enfin, les

concentrations en PO43-

, NO2-, Cl

-, NH4

+, K

+ et Ca

2+ ont été égales dans les différentes

profondeurs des ssh.

67

Tableau 3.8 Concentrations minérales moyennes (mg L-1

) de l’eau (n=12) entre 15 cm

et 70 cm de la surface des ssh ± les écarts types.

Minéraux Valeur p

PO43‐ 15,93 ± 5,01 a 17,34 ± 4,57 a 18,63 ± 6,58 a p > 0.05

NO3‐ 161,35 ± 60,30 c 190,75 ± 71,16 b 224,48 ± 89,95 a p < 0.0001

NO2‐ 30,22 ± 28,95 a 29,39 ± 25,90 a 32,05 ± 32,28 a p > 0.05

SO42‐ 1019,33 ± 118,86 a 998,53 ± 126,01 ab 970,97 ± 136,16 b p < 0.05

Cl‐ 66,78 ± 15,58 a 69,52 ± 16,52 a 73,76 ± 18,52 a p > 0.05

NH4+ 47,70 ± 8,04 a 47,66 ± 8,0 a 47,5 ± 8,8 a p > 0.05

K+ 573,21 ± 103,12 a 565,79 ± 97,2 a 554,5 ± 95,7 a p > 0.05

Ca2+ 206,56 ± 45,42 a 213,59 ± 39,9 a 212,9 ± 44,1 a p > 0.05

Profondeur des échantillonneurs

15 cm45 cm70 cm



- Il faut mentionner que la concentration minérale dans les différents échantillonneurs n’a pas été corrigée en

fonction du taux d’évapotranspiration. De plus, le temps de rétention ne s’applique pas ici, car l’eau a été

prélevée directement dans les échantillonneurs des marais et non à la sortie du marais.

En comparant les concentrations obtenues des différents éléments minéraux dans le profil

des ssh et celles dans l’affluent, certaines concentrations étaient plus élevées et d’autres

plus faibles que celles mesurées dans l’affluent. Selon les minéraux analysés dans le profil,

les concentrations en PO43-

et en NO3- étaient plus faibles dans l’eau des marais que celles

dans l’affluent. Les concentrations moyennes dans l’affluent étaient de 405 ± 33 mg NO3-

L-1

et 37 ± 3 mg PO43-

L-1

et celles dans l’eau des ssh (incluant toutes les profondeurs)

étaient de 192 ± 74 mg NO3- L

-1 et de 17 ± 5 mg PO4

3- L

-1. À l’inverse, les concentrations

en SO42-

et en NO2- étaient plus élevées dans l’eau des marais que celles dans l’affluent. En

confondant toutes les profondeurs des ssh, les concentrations moyennes dans l’eau du

marais étaient de 996 ± 127 mg SO42-

L-1

et de 31 ± 29 mg NO2- L

-1 et celles dans l’affluent

étaient de 940 ± 63 mg SO42-

L-1

et de 11 ± 5 mg NO2- L

-1.

68

3.2.3 Évolution des émissions de gaz à effet de serre dans les ssv, ssh et sh

La figure 3.8 présente les émissions de N2O, de CO2 et de CH4 pour les trois types de

marais et le tableau 3.9 montre le cumul des émissions au début et pendant l’expérience

pour chacun des gaz. Les émissions du N2O (p < 0.0001) et du CO2 (p < 0.001) dans les sh

ont été significativement plus élevées que ceux émis dans les ssh et ssv, alors que

l’émission de N2O des ssv a été inférieure aux ssh. De grandes variations des émissions de

N2O se sont produites dans les sh et très peu dans les ssh et ssv. Une baisse marquée des

émissions de N2O dans les sh s’est produite vers la fin du mois de juin jusqu’au début du

mois de juillet (27/6 au 17/7). Suite à cette période, les émissions en N2O ont augmenté

dans les sh. Au cours de la remontée des émissions de N2O, celles du CO2 ont diminué dans

les sh. Une légère variation des émissions en CO2 s’est produite dans les sh et ssv et très

peu dans les ssh. Pour ce qui est des émissions de CH4, aucune différence significative (p >

0.05) entre les sh, ssh et ssv n’a été observée.

Les flux moyens de N2O ont été de 135 ± 60 mg N2O m-2

h-1

dans les sh, 23 ± 18 mg N2O

m-2

h-1

dans les ssh et 6 ± 5 mg N2O m-2

h-1

dans les ssv au cours de l’expérience. Les flux

moyens de CO2 ont été de 0,3 ± 0,1 mg CO2 m-2

s-1

dans les sh, 0,09 ± 0,06 mg CO2 m-2

s-1

dans les ssh et 0,20 ± 0,11 mg CO2 m-2

s-1

dans les ssv. Les flux moyens en CH4 ont été

négligeables dans les sh et ssv et de 0,01 ± 0,01 mg CH4 m-2

h-1

dans les ssh.

69


h-1

), de CO2 (mg CO2 m-2

s-1

) et

de CH4 (mg CH4 m-2

h-1

) pour chaque type de marais en fonction de la période

(établissement et celle stable) (n=4).

N2O CO2 CH4 N2O CO2 CH4 N2O CO2 CH4

sh 362,83 1,29 0,00 1529,09 3,36 0,02 1891,9 a 4,7 a 0,0 a

ssh 151,96 0,42 0,00 578,22 0,87 0,05 322,5 b 1,3 b 0,1 a

ssv 71,38 0,94 0,01 160,16 1,10 0,08 88,6 c 2,9 b 0,0 a

État stable2 TotalPériodes

Établissement1Marais

1. La période d’établissement des marais est du 17 mai au 16 juillet 2008.

2. La période stable (ou l’état d’équilibre) dans le marais est du 17 juillet au 4 octobre 2008.

- Le cumul total des émissions suivi d’une lettre différente sont significativement différents selon un test de

Tukey Kramer (pour le N2O p < 0.0001, pour le CO2 p < 0.001 et pour le CH4 p > 0.05).

0

40

80

120

160

200

240

280

320

360

17‐5 6‐6 26‐6 16‐7 5‐8 25‐8 14‐9 4‐10

N2O (

mg

N2O m

‐2 h‐1

)

Semaines

sh

ssh

ssv c

b

a

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

17‐5 6‐6 26‐6 16‐7 5‐8 25‐8 14‐9 4‐10

CO

2 (

mg

CO

2 m

‐2 s‐1

)

Année 2009

sh

ssh

ssv b

b

a

C

0

0,005

0,01

0,015

0,02

0,025

0,03

0,035

0,04

17‐5 6‐6 26‐6 16‐7 5‐8 25‐8 14‐9 4‐10

Flu

x C

H4 (

mg

CH

4 m

‐2 h

‐1)

Année 2009

sh

ssh

ssv a

a

a

Figure 3.8 Les émissions du N2O, du CO2 et du CH4 dans les ssv, ssh et sh ± les écarts

types, durant l’année 2009 (n=4). - Les données suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer

(pour le N2O p < 0.0001, pour le CO2 p < 0.001 et pour le CH4 p > 0.05).

70

3.2.4 Analyse foliaire de Typha latifolia dans les ssh et ssv et de

Eichhornia crassipes dans les sh

Pour la majorité des concentrations minérales foliaires, il y a eu une différence significative

entre E. crassipes et T. latifolia. Seule la concentration en Al3+

a été égale entre ces deux

espèces (Annexe K). Certains éléments minéraux (Cu2+

, K+, Mn

2+, PT et Zn

2+) analysés

dans T. latifolia des ssh et ssv ont été significativement différents. D’autre part, le

pourcentage de matière sèche de T. latifolia dans les ssh a différé de celui dans les ssv. La

masse totale obtenue sur une superficie de 1,24 m2 a été de 0,36 ± 0,02 kg m.s. pour T.

latifolia dans les ssh, de 0,42 ± 0,03 kg m.s. pour T. latifolia dans les ssv et de 0,45 ± 0,03

kg m.s. pour E. crassipes dans les sh. Les concentrations en Cu2+

, K+, PT et Zn

2+ ont été

plus élevées dans les ssh que dans les ssv. Par contre, la concentration en Mn2+

et le

pourcentage de matière sèche ont été plus élevés dans les ssv. Les concentrations moyennes

en NT, PT et K+

retrouvées dans la matière sèche du T. latifolia dans les ssh ont été de 3,26

± 0,12 % NT, 7 297 ± 498 mg PT kg-1

de m.s. et 69 516 ± 4 662 mg K+ kg

-1 de m.s. Pour ce

qui est des concentrations minérales foliaires de T. latifolia dans les ssv, 2,87 ± 1,11 % NT,

5 864 ± 720 mg PT kg-1

de m.s. et 57 541 ± 4 327 mg K+ kg

-1 de m.s étaient présents dans la

plante. Enfin, les concentrations minérales retrouvées dans la matière sèche du E. crassipes

dans les sh ont été de 4,16 ± 1,64 % NT, 6 884 ± 1 462 mg PT kg-1

de m.s. et 58 238 ± 11

658 mg K+ kg

-1 de m.s. Les concentrations en Ca

2+, B

3+ et Zn

2+ dans la partie foliaire du E.

crassipes étaient relativement plus élevées comparativement aux autres éléments minéraux

mesurés chez cette plante et de celles retrouvées chez T. latifolia des ssh et ssv.

Le développement de T. latifolia dans les ssh et ssv a été égal. Par conséquent, le

développement de E. crassipes a dégénéré durant l’expérience (Figure 3.9). La taille de E.

crassipes a été réduite de plus de la moitié de sa taille originale. Une couleur brune est

apparue sur le pourtour des feuilles. De plus, le système racinaire de E. crassipes a été

réduit considérablement à la fin de l’expérience. Quelques racines seulement étaient

attachées aux plants, et plus des trois quarts des plants présents dans le marais étaient morts

à la fin de l’expérience.

71

Figure 3.9 Observation de la taille, de la densité et la couleur du feuillage de

Eichhornia crassipes dans les sh au début de l’expérience en A et à la fin de

l’expérience B, durant l’année 2009.

72

3.3 Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009

3.3.1 Évolution des différents paramètres de l’affluent dans trois ssv en

série

3.3.1.1 Température, pH et CE de l’eau dans les trois ssv en série

La température moyenne de l’eau au cours de l’hiver 2008 à 2009 a été de 0 ± 2 °C, au

printemps 2009 de 9 ± 1 °C, à l’été 2009 de 16 ± 1 °C et à l’automne 2009 de 9 ± 2 °C

(figure 3.10). La température moyenne de l’air ambiant, à 135 cm de la surface du sol, au

cours de l’hiver 2008 à 2009 a été de -12 ± 6 °C, au printemps 2009 de 12 ± 4 °C, à l’été

2009 de 20 ± 2 °C et à l’automne 2009 de 10 ± 3 °C.

‐40

‐30

‐20

‐10

0

10

20

30

40

08‐11‐

08

08‐11‐

28

08‐12‐

18

09‐01‐

07

09‐01‐

27

09‐02‐

16

09‐03‐

08

09‐03‐

28

09‐04‐

17

09‐05‐

07

09‐05‐

27

09‐06‐

16

09‐07‐

06

09‐07‐

26

09‐08‐

15

09‐09‐

04

09‐09‐

24

09‐10‐

14

09‐11‐

03

09‐11‐

23

09‐12‐

13

Tem

pé

ratu

re (°C

)

Périodes

Eau dans le marais

Air_135 cm de la surface du marais

Figure 3.10 Variation de la température (°C) dans l’eau du marais et de l’air à 135 cm

de surface du sol du marais au cours de l’année 2008 et 2009.

La CE de l’eau à la sortie de la serre (affluent) et dans chacun des marais a varié

significativement au cours des saisons (p < 0.0001). Une baisse significative entre la CE de

l’affluent (3,96 ± 0,25 mS cm-1

) et celle dans l’effluent (1,52 ± 0,29 mS cm-1

) du troisième

marais (p < 0.001) a été mesurée. Plus de 40% de la CE présente dans l’affluent a été

réduite au cours de l’expérience. Le pH de l’affluent et ceux de l’effluent des trois marais

ont varié significativement au cours des saisons (p < 0.0001). Le pH de l’eau a

73

significativement augmenté (9%) entre l’affluent (pH=6,43) et l’effluent (pH=7,01) (p <

0.05). La CE de l’eau au cours de l’hiver 2009 a été significativement plus faible que les

autres saisons (p < 0.0001) (Tableau 3.10). À l’inverse, le pH de l’eau à l’hiver 2009 a été

significativement plus élevé que les autres saisons (p < 0.0001) (Tableau 3.11). D’autre

part, le pourcentage de réduction de la CE de l’eau entre l’entrée et la sortie du troisième

marais a été plus faible à l’été 2008 et à l’automne 2008 comparativement aux autres

saisons.

Tableau 3.10 CE moyenne de l’affluent et dans chaque ssv selon chacune des saisons

et dans l’ensemble des saisons, et pourcentage de réduction entre l’affluent et le

troisième marais en série (n=2).

% de réduction

été‐08 a 3,94 ± 2,86 ± 2,53 ± 2,07 ± 47,6

aut‐08 b 3,53 ± 1,94 ± 1,76 ± 1,48 ± 58,2

hiver‐09 c 2,16 ± 0,94 ± 0,77 ± 0,69 ± 68,3

print‐09 b 3,15 ± 1,55 ± 1,31 ± 1,03 ± 67,4

été‐09 a 5,08 ± 2,99 ± 2,30 ± 1,74 ± 65,8

aut‐09 a 5,31 ± 3,32 ± 2,61 ± 2,11 ± 60,2

3,86 ± 0,25 a 2,27 ± 0,60 b 1,88 ± 0,49 bc 1,52 ± 0,29 c 60,7

Saisons1 Marais 3

1,79

(mS cm‐1)

0,16

0,97

0,48

0,18

0,98

1,35

0,20

1,06

0,67

0,35

1,30

0,280,69

1,04

1,47

0,94

1,00

Moyenne2 0,96

Marais 2

(mS cm‐1)

0,08

0,61

0,86

(mS cm‐1)

0,74

0,43

Affluent Marais 1

(mS cm‐1)

1. Les saisons suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer

(p < 0.0001)

2. Les moyennes suivies d’une lettre différente sont significativement différentes selon un test de Tukey

Kramer (p < 0.001)

74

Tableau 3.11 Moyenne du pH de l’affluent et de chaque marais selon chacune des

saisons et pour l’ensemble des saisons (n=2).

Saisons1 Affluent

été‐08 c

aut‐08 b

hiver‐09 a

print‐09 ab

été‐09 b

aut‐09 b

6,43 b 6,63 ab 6,88 ab 7,01 a

7,21

7,23

Marais 3

6,06

7,03

Marais 2

6,95

7,26

7,10

6,99

7,03

5,77

7,17

6,60

6,58

7,06

6,78

6,72

6,56

6,62

Moyenne2

5,31

6,37

6,91

5,95

Marais 1

7,08

7,34

1. Les saisons suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer

(p < 0.0001)

2. Les moyennes suivies d’une lettre différente sont significativement différentes entre l’affluent et chacun

des marais selon un test de Tukey Kramer (p < 0.05).

3.3.1.2 Concentration en azote

Au cours de l’année 2008 et 2009, 84% de la concentration en NO3- présente dans l’affluent

a été réduite suite au traitement par trois ssv en série. Plus spécifiquement, la réduction

moyenne de la concentration en NO3- dans l’eau entre l’affluent et l’effluent a été de 78%

durant l’été et de 60% à l’automne 2008 et 2009. À l’hiver et au printemps 2009, le

pourcentage moyen de réduction du NO3- a été de 86% au cours des deux saisons. Une

augmentation de 10% d’efficacité à éliminer le NO3- entre l’été 2008 et 2009 a été observée

(Annexe L). Par conséquent, une baisse d’efficacité de 18% entre l’automne 2008 et 2009

s’est produite. La concentration moyenne des NO3- dans l’affluent et dans les trois ssv en

série en fonction des saisons est présentée à la figure 3.11. Une différence significative

entre la concentration en NO3- dans l’affluent et dans le troisième marais (p < 0.01) a été

mesurée. En moyenne, 260 ± 91 mg NO3- L

-1 était présent dans l’affluent au cours de l’été

et de l’automne. À l’hiver et au printemps, la concentration en NO3- était plus faible dans

l’affluent comparativement aux deux autres saisons. La concentration moyenne à l’hiver

était de 126 ± 155 mg NO3- L

-1 et de 185 ± 24 mg NO3

- L

-1 au printemps.

75

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

été‐08 aut‐08 hiver‐09 print‐09 été‐09 aut‐09 Co

nce

ntr

ao

n N

O3‐ (

mg

NO

3‐ L

‐1)

Saisons

Afflu

e

nt

Marais 1

Marais 2

Marais 3

a

ab

bc

c

Figure 3.11 Variation de la concentration en NO3- dans l’eau de l’affluent et dans les

trois ssv en série en fonction des saisons (n=2). - L’affluent, et les marais suivis d’une lettre distincte sont significativement différents selon un test de Tukey

Kramer (p < 0.01).

La concentration moyenne en NO2- dans l’affluent a varié au cours des saisons soit de 0,25

mg NO2- L

-1 à 5,62 mg NO2

- L

-1 (Annexe L). Au cours de la première année, la réduction

du NO2- était faible, soit de 23% à l’été 2008 et de 2,8% à l’automne 2008. Par conséquent,

au cours de l’année 2009 la réduction du NO2- a été d’environ 88% pour le printemps, l’été

et l’hiver 2009 et de 100% à l’automne. Dans l’ensemble des saisons, 31% du NO2- a été

réduit entre l’affluent et l’effluent.

Durant l’année 2009, la concentration moyenne en NH4+ dans l’affluent a été de 17 ± 9 mg

NH4+ L

-1 au printemps et de 30 ± 6 mg NH4

+ L

-1 à l’été et à l’automne (Annexe L). Le

pourcentage de réduction du NH4+ a été moins élevé au printemps et à l’automne (80% de

réduction) comparativement à l’été (98% de réduction). Enfin, une réduction significative

de 93% d’NH4+ (p < 0.05), entre l’affluent et l’effluent du troisième marais, a été mesurée

au cours de l’année 2008 à 2009.

76

3.3.1.3 Concentration en phosphore

Une réduction significative de la concentration en PO43-

entre l’affluent et les trois ssv en

série en fonction du temps (p < 0.001) a été mesurée (Figure 3.12). Plus de 99% du PO43-

contenu dans l’affluent a été réduit suite au traitement par trois marais en série au cours de

l’année 2008 et 2009. De plus, le traitement de l’affluent a été efficace dès son entrée dans

le marais #1 au cours de l’été et de l’automne 2008. Une réduction de 99% du PO43-

au

cours des deux premières saisons (été et automne 2008) a été observée. À l’hiver 2009,

seulement 46% du PO43-

a été réduit entre la concentration retrouvée dans l’affluent et celle

dans le marais #1. Par contre, le pourcentage de réduction du PO43-

entre l’affluent et le

marais #1 a augmenté par la suite, soit de 86% au printemps, 95% à l’été et 94% à

l’automne 2009.

Une faible concentration en PO43-

a été présente dans l’affluent à l’hiver, au printemps et à

l’automne 2009 comparativement à l’été, l’automne 2008 et à l’été 2009 (Figure 3.12). Les


retrouvées dans l’affluent aux cours de l’hiver, du printemps et de

l’automne 2009 ont été en dessous de 6 mg PO43-

L-1

. Pour l’été et l’automne 2008, la

concentration en PO43-

a été de 37 ± 18 mg PO43-

L-1

et pour l’été 2009 la concentration a

été de 18 ± 8 mg PO43-

L-1

(Annexe L).

77

0

10

20

30

40

50

60

été‐08 aut‐08 hiver‐09 print‐09 été‐09 aut‐09

Co

nce

ntr

ao

n P

O4

3‐ (

mg

PO

43‐ L‐

1)

Saisons

Afflu

e

nt

Marais 1

Marais 2

Marais 3

a

b

b

b


dans l’eau de l’affluent et dans les


Kramer (p < 0.001).

3.3.1.4 Concentration en oligo-éléments et en macroéléments

Les concentrations en Ca2+

, SO42-

, Cl-, K

+, Fe

2+, Mg

2+, Mn

2+, Zn

2+ et Na

+ dans l’affluent ont

varié en fonction des saisons (Annexe L). En général, la concentration minérale dans

l’affluent a été plus faible à l’hiver 2009 comparativement à l’été et l’automne 2008 et à

l’été, printemps et l’automne 2009. Par conséquent, au printemps 2009 la concentration en

Ca2+

et SO42-

ont été plus faibles ou égales à celle mesurée à l’hiver 2009.

Au cours de notre expérimentation en milieu commercial, il y a eu une réduction

significative des éléments minéraux présents dans l’affluent. Une élimination de 100% en

Fe2+

(p < 0.05), 61% en SO42-

(p < 0.05), 63% en Cl- (p < 0.01), 73% en K

+ (p < 0.01), 36%

en Mg2+

(p < 0.01) et 91% en Zn2+

(p < 0.001) ont été observées suite au traitement de l’eau

par trois marais en série. Aucune différence significative entre l’affluent et l’effluent n’a été

observée pour le Ca2+

, Mn2+

et le Na+ (p > 0.05). À l’automne 2009, la réduction des

éléments minéraux entre l’affluent et l’effluent a été pour la plupart moins efficace

comparativement aux autres saisons. Une différence d’efficacité d’environ 20% pour le

78

Ca2+

, SO42-

, Cl- et K

+ a été observée entre l’automne 2009 et les autres saisons. Selon la

figure 3.13, la concentration en SO42-

a augmenté dans l’affluent et dans les trois marais à

partir du printemps 2009. De plus, la concentration en SO42-

dans l’eau des marais #1 et #2

a augmenté plus rapidement que celle du marais #3. À l’automne 2009, la concentration en

SO42-

retrouvée dans l’eau a été de 431 ± 66 mg SO42-

L-1

dans le marais #1, de 448 ± 186

mg SO42-

L-1

dans le marais #2 et de 302 ± 307 mg SO42-

L-1

dans le marais #3. Des

réductions entre l’affluent et l’effluent de 85 à 100 % pour le Fe2+

, Mn2+

et Zn2+

, environ

50% pour le Na+ et seulement 35% du Mg

2+ ont été observées au cours de l’été et de

l’automne 2008.

0

100

200

300

400

500

600

700

été‐08 aut‐08 hiver‐09 print‐09 été‐09 aut‐09

Co

nce

ntr

ao

n S

O4

2‐ (

mg

SO4

2‐ L‐

1)

Saisons

Afflu

e

nt

Marais 1

Marais 2

Marais 3

a

ab

b

c

Figure 3.13 Variation de la concentration en SO42-

dans l’eau de l’affluent et dans les


Kramer (p < 0.05)

La concentration moyenne en Ca2+

retrouvée dans l’effluent, a été de 92 ± 66 mg Ca2+

L-1

à

l’automne 2008 et 2009, de 48 ± 17 mg Ca2+

L-1

à l’hiver et à l’été 2009, et de 33 ± 8 mg

Ca2+

L-1

au printemps 2009. La concentration moyenne en Cl- retrouvée dans l’effluent a été

de 84 ± 35 mg Cl- L

-1 à l’été 2008 et au printemps 2009, de 145 ± 94 mg Cl

- L

-1 à l’automne

2008 et à l’été 2009, de 55 ± 11 mg Cl- L

-1 à l’hiver 2009 et de 246 ± 271 mg Cl

- L

-1 à

l’automne 2009. La concentration moyenne du K+ a été de 365 ± 464 mg K

+ L

-1 à

79

l’automne 2008, de 42 ± 19 mg K+ L

-1 à l’hiver et l’été 2009, de 23 ± 2 mg K

+ L

-1 au

printemps 2009 et de 83 ± 82 mg K+ L

-1 à l’automne 2009.

3.3.1.5 Demande chimique et biologique en oxygène

La DCO, entre l’affluent et l’effluent du marais #3, a été réduite entre l’année 2008 et 2009

(Tableau 3.12). Une baisse significative (p < 0.0001) entre la DCO de l’été 2008 (38 mg O2

L-1

) et de 2009 (27 mg O2 L-1

) a été notée. Un écart significativement plus élevé a été

mesuré entre la DCO de l’affluent et l’effluent du marais #3 au cours de l’hiver

comparativement à l’automne 2008 et 2009, au printemps 2009 et à l’été 2009. Toutefois,

une augmentation de la DCO entre l’affluent et l’effluent du marais #3 a été observée à

l’automne 2009, mais cette hausse est non significative. D’autre part, la DBO5 est présentée

dans le tableau 3.13 a été significativement plus élevée à l’hiver 2009 dans l’affluent

comparativement à l’automne 2008 et 2009, à l’été 2009 et au printemps 2009. De plus, la

DBO5 a été plus faible à l’été dans l’affluent et dans l’effluent du marais #3

comparativement à l’automne, à l’hiver et au printemps.

Tableau 3.12 Moyenne de la DCO de l’affluent et de l’effluent du troisième ssv en

série en fonction des saisons (n=2).

été‐08 a 38,0 (13,8‐62‐2) 35,5 (8,4‐62,6)

aut‐08 c 3,8 (0,0‐7,5) 3,3 (0,0‐8,1)

hiver‐09 a 99,1 (62,8‐135,4) 33,0 (7,7‐58,4)

print‐09 bc 26,6 (0,0‐53,6) 0,0 (0,0‐12,6)

été‐09 b 26,9 (13,8‐39,9) 4,6 (0,2‐9,0)

aut‐09 bc 10,2 (0,0‐40,7) 22,9 (0,0‐46,8)

Saisons Affluent DCO

(mg O2 L‐1) (mg O2 L

‐1)

Effluent DCO

- Les saisons suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer (p

< 0.0001).


80

Tableau 3.13 Moyenne de la DBO5 de l’affluent et de l’effluent du troisième ssv en

série en fonction des saisons (n=2).

- Les saisons suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon un test de Tukey Kramer (p

< 0.0001).


3.3.1.6 Populations microbiennes

La population microbienne totale et dénitrifiante a augmenté au cours des saisons autant

dans l’affluent que dans l’eau des trois ssv en série (Annexe M). De plus, la population

microbienne totale a été plus élevée dans l’affluent que dans les trois marais en série. Parmi

les trois marais en série, la population bactérienne totale et dénitrifiante a varié selon les

saisons. La population microbienne totale a été plus élevée dans le marais #1 à l’été 2008 et

hiver 2009, dans le marais #2 à l’été 2009 et dans le marais #3 à l’automne 2008, au

printemps et à l’automne 2009. Pour ce qui est de la population bactérienne dénitrifiante,

celle-ci a été plus élevée dans le marais #1 au printemps 2009, dans le marais #2 à l’été et à

l’automne 2008 et dans le marais #3 à l’hiver, l’été et à l’automne 2009.

3.3.2 Analyse foliaire du Phragmite australis dans les trois ssv en série

Selon la figure 3.14, la biomasse par mètre carré (kg m-2

) du P. australis a diminué

significativement (p < 0.05) entre le marais #1 et le marais #3. Dans le marais #1, la masse

fraîche a été de 10,7 kg m-2

et dans le marais #3 la masse a été de 7,9 kg m-2

. De plus, dans

le marais #1 et #2 la biomasse était dense et les longueurs moyennes des tiges du P.

australis étaient plus d’un mètre de haut (> 1 m). À l’inverse, dans le marais #3 la biomasse

81

n’était pas dense et les longueurs de tiges étaient inférieures à un mètre (< 1 m). D’autre

part, dans le marais #1, le feuillage du P. australis était de couleur jaunâtre et vert, tandis

que dans les marais #2 et #3 le feuillage avait une couleur verte uniforme (Figure 3.15).

Figure 3.14 Observation de la biomasse du P. australis dans les trois ssv en série. - Dans chaque marais, la masse fraîche est présentée par chaque mètre carré de sol (kg m

-2).

Figure 3.15 Observation de la coloration jaunâtre du feuillage du P. australis dans le

premier des trois ssv en série. - Le cercle rouge met en évidence l’apparence jaunâtre du feuillage du P. australis.

Selon l’analyse minérale foliaire du P. australis, la concentration foliaire en Fe2+

et en K+ a

différé significativement entre les plantes du marais #1 et du marais #3 (p < 0.05). Pour ce

qui est des autres éléments minéraux, dont NT, Al3+

, B3+

, Ca2+

, Cu2+

, Mg2+

, Mn2+

, Na+, PT,

S et Zn2+

aucune différence significative n’a été observée entre les plantes pour chacun des

marais (Annexe N).

CHAPITRE 4

DISCUSSION

4.1 Réduction des éléments minéraux dans un marais filtrant

4.1.1 Réduction de l’azote

4.1.1.1 L’effet d’un apport en carbone organique

Les marais C+ ont été plus efficaces à éliminer certains minéraux que ceux C-. Selon la

littérature, l’addition d’une source de carbone dans les marais crée un milieu plus réducteur

et permet des conditions propices à la dénitrification des NO3- (Ugwuegbu et al., 2001).

Les études effectuées sur l’ajout d’une source de carbone dans le marais se sont avérées

efficaces pour traiter les éléments minéraux dans les effluents (Shackle et al., 2000; Merlin

et al., 2002). L’ajout d’une source en carbone dans un effluent d’une culture de tomates en

serre a favorisé le processus de dénitrification et a éliminé 65 à 80 % du contenu en NO3-

(Merlin et al., 2002; Burgoon al., 1999). Selon Lin et al. (2002), la dénitrification (89-96%)

est le principal processus qui permet la réduction de l’azote comparativement à l’absorption

de cet élément par la plante (4-11%). D’autre part, une élimination complète de NO3- a été

observée lorsque du saccharose était ajouté à des ssh avec de la roche volcanique comme

substrat, T. latifolia comme halophyte et avec un HRT de 5 jours (Gruyer et al., 2010).

Des essais sur diverses sources carbonées ont été effectués afin de démontrer que l’ajout

d’une source de carbone organique était bénéfique pour la réduction du NO3-. L’ajout de

résidus de pomme de terre dans un marais à eau libre (sh) a éliminé plus de 95% du N-NO3

présent dans l’affluent (Burgoon et al., 1999). L’apport de résidus de cultures (paillis) dans

86

un marais a éliminé de 70 à 95 % le NO3- contenu dans l’affluent comparé aux marais en

absence de paillis (9 à 19 %) (Gersberg et al., 1984). D’autre part, lors d’une étude menée

par Lu et al. (2009) l’ajout de 25 mg L-1

de glucose, dans un affluent contenant 30-40 mg

NO3- L

-1, a favorisé l’élimination du NO3

- de 20 à 50 % l’été et de 10 à 30 % l’hiver.

L’ajout d’une source de carbone organique favorise le processus de dénitrification et donc

la réduction des NO3- (Gersberg et al., 1984 ; Lu et al., 2009). Par conséquent, une

accumulation de NO2- dans les marais est possible lorsque la concentration en NO3

- est

élevée, car la réduction du NO3- est énergétiquement plus favorable pour les

microorganismes que le NO2- (Lu et al., 2009). Cette observation pourrait expliquer

l’accumulation du NO2- dans les marais.

La faible diminution du NO3- lorsque la CE augmente dans les marais pourrait être causée

par un faible apport en carbone organique qui alimente les microorganismes en énergie. Un

épuisement rapide de la source énergétique expliquerait la faible dégradation des ions NO3-.

Selon Baker (1998), un ratio C:N (carbone organique ajouté : NO3- dans l’eau) de 5 a réduit

presque totalement le NO3. Dans une autre étude, un ratio C:N de 3,5 a réduit plus de 90%

du NO3- dans des marais végétalisés de P. australis (Lin et al., 2002). Par rapport aux

traitements, les marais avec T. latifolia ayant reçu 400 mg saccharose L-1

avec une

conductivité de 1,5 et de 2,5 mS cm-1

(ratios C:N de 5 et de 3,4 respectivement) étaient plus

efficaces à réduire le NO3- présent dans l’affluent

comparativement aux autres traitements.

Pour ces deux traitements mentionnés ci-dessus, le pourcentage de réduction du NO3- dans

les marais avec T. latifolia a été de 80%. Pour ce qui est de marais végétalisé de P.

australis, c’est durant les périodes 6 et 7 (une conductivité de 2,5 et de 3,5 mS cm-1

, soit

des ratios C:N de 5 et de 1,5 respectivement) avec 400 mg saccharose L-1

, où le NO3- a été

traité le plus efficacement (60% de réduction) comparativement aux périodes 5, 8 et 9 (<

40% de réduction). Enfin, c’est la période 6 des témoins, ayant reçu 400 mg saccharose L-1

et une conductivité de 2,5 mS cm-1

(ratios C:N de 5), où le NO3- a été le plus réduit (56%

de réduction) comparativement aux périodes 5, 8 et 9 (< 40% de réduction).

87

4.1.1.2 L’impact de la présence de végétation

D’après les résultats obtenus par Zhu et Sikora. (1995), les marais avec de la P.

arundinacea et P. communis ont réduit davantage le NO3- comparativement à S. atrovirens

et T. latifolia. Dans notre expérience, c’est l’effet inverse qui s’est produit. Phragmite

australis s’est avérée moins efficace que T. latifolia. L’explication la plus plausible serait

au niveau de l’adaptation de la plante dans un environnement riche en éléments nutritifs.

Typha latifolia s’est bien acclimatée tout au long de l’expérience, tandis que P. australis

avait de la difficulté à croître et son feuillage avait une apparence jaunâtre. D’après Kadlec

et Wallace (2009), P. australis est sensible à des concentrations élevées en SO42-

. Des

concentrations dépassant 45 mg SO42-

L-1

peuvent causer une phytotoxicité chez P.

australis. Dans le cadre de notre expérience en 2008, la concentration en SO42-

a varié de

100 à 400 mg SO42-

L-1

dans l’affluent. Donc, la concentration en SO42-

était trop élevée

pour un développement adéquat chez P. australis. Il se pourrait que la faible croissance du

P. australis durant l’expérience ait empêché la plante de participer efficacement à

l’absorption et à la réduction du NO3-.

Le mécanisme d’évapotranspiration pourrait avoir eu un impact sur l’élimination de l’azote

et du phosphore. L’évapotranspiration induite par une augmentation de la température

stimulerait le métabolisme des plantes et l’activité des microorganismes et permettrait la

réduction de l’azote et du phosphore. Selon Jing et Hu (2010), le taux d’évapotranspiration

dans les marais végétalisés par T. angustata, Z. latifolia, L. salicaria et S. babylonica avait

eu un effet significatif sur la réduction de NT et du PT. Une relation exponentielle entre la

réduction de NT et le taux d’évapotranspiration par T. angustata, L. salicaria et S.

babylonica a été observée. De plus, une relation linéaire a été constatée entre le taux

d’évapotranspiration et la réduction du PT dans les marais végétalisés avec P. australis, T.

angustata, Z. latifolia, et L. salicaria. Donc, selon nos résultats présentés à l’annexe G, il se

pourrait que T. latifolia ait eu une capacité d’évapotranspiration plus grande que P.

australis, car le prélèvement total de plusieurs minéraux, dont le NO3- et le PO4

2-, par T.

latifolia a été supérieur à celui de P. australis. Par conséquent, afin de confirmer

l’hypothèse que le potentiel d’évapotranspiration des plantes permet d’éliminer le

88

phosphore et l’azote, des études devront être effectuées.

La coupe du feuillage des plantes dans le marais pourrait avoir un impact sur l’absorption

de l’azote par les macrophytes. Le stade optimal d’absorption de l’azote par la plante est au

début de sa croissance (Prystay et Lo, 2001). Dans le cas de nos expériences en 2008 et

2009, une élimination partielle du feuillage des plants dans les marais a été effectuée tout

au long de l’expérience. Ceci pourrait avoir contribué à l’absorption plus élevée des

éléments minéraux, étant donné que la végétation était toujours dans une phase de

croissance active. Cependant, l’impact de la coupe du feuillage des plantes sur l’élimination

des éléments minéraux devra être étudié davantage.

D’après l’étude de Lin et al. (2002), la présence de macrophytes dans les marais a réduit

significativement les NO3-

comparativement aux marais sans végétation. Selon l’auteur,

l’apport en carbone organique par les exsudats racinaires a favorisé la dénitrification de

façon non négligeable en rendant le milieu plus réducteur (Eh < 300 mV). Dans les marais

végétalisés, deux sources de carbone organique alimentaient les microorganismes

dénitrifiants : les exsudats racinaires des plants et l’ajout de saccharose. Dans les marais

témoins, seulement l’ajout de saccharose pouvait alimenter les bactéries dénitrifiantes.

L’apport moins élevé en carbone organique dans les marais témoins pourrait avoir limité le

processus de dénitrification. Selon Kadlec et Wallace (2009), une faible disponibilité en

carbone organique pourrait nuire à la réduction des NO3- en N2 (processus de

dénitrification: NO3- NO2

- NO N2O N2). On suppose donc que le milieu de nos

marais C- et les témoins C+ aurait été plus oxydant (Eh >300 mV). Ainsi, les

microorganismes dénitrifiants auraient utilisé moins efficacement le NO3- comme accepteur

final d’électrons.

4.1.1.3 Influence du Eh et du pH

Zhu et Sikora (1995) mentionnent qu’un Eh trop élevé favorise la production de NO2- et

vice-versa. D’autre part, l’auteur mentionne que le processus de dénitrification peut

influencer le Eh et ce dernier détermine s’il y a formation ou non de NO2-. Donc, lorsque

89

l’activité microbienne dénitrifiante est bien établie la réduction du Eh est possible et

l’accumulation de NO2- est diminuée. La dénitrification n’influence pas seulement le Eh,

mais peut aussi influencer le pH du milieu. Dans notre expérience de 2008, l’augmentation

du pH de l’eau dans les marais C+ pourrait s’expliquer par l’activité des bactéries

dénitrifiantes. Lorsque la dénitrification est active, l’environnement du marais devient de

plus en plus réducteur et alcalin et peut libérer des ions OH-. L’accumulation des ions OH

-

dans la solution peut donc favoriser l’augmentation du pH. L’équation 4.1 présentée ci-

dessous permet de visualiser la formation des OH- par le processus de dénitrification des

NO3- suite à l’ajout d’une source en carbone (glucose) (Kadlec et Wallace, 2009). D’après

cette équation, le processus de dénitrification dans les marais dépend largement de la

concentration en NO3- et de la disponibilité en carbone organique. De plus, ce mécanisme

est influencé par le pH, la température, les points d’attache disponibles pour la croissance

des microorganismes et la concentration en oxygène dissout du milieu (Kozub et al., 1999).

Équation 4.1: NO3- + 0.208 C6H12O6 0.5 N2 +1.25 CO2 + 0.75 H2O +OH

-

4.1.1.4 Efficacité à réduire l’azote par trois types de marais

Selon les résultats de Vymazal (2005a, b), 84% du NH4+ a été éliminé dans les ssv, mais

aucune élimination du NO3-. Dans les ssh, 48% du NH4

+ et 39% du NO3

- ont été éliminés.

Enfin, 55% du NH4+ et 61% du NO3

- ont été éliminés dans les sh. Une expérience menée

par Copper (1999) à Oaklands Park en Floride, sur le traitement d’une eau usée par quatre

marais en série (ssv-ssv-ssh-ssh), a démontré que les ssv n’étaient pas efficaces pour traiter

les NO3-. Selon leurs résultats, il y a eu une augmentation de la concentration en azote

(NO3- + NO2

-) dans le premier et deuxième ssv. La concentration en NO3 + NO2

-, avant

traitement, était de 1,7 mg L-1

. Suite au passage de l’eau usée dans le premier ssv, cette

concentration a été 6 fois supérieure à celle du départ (10,2 mg L-1

) et lors de son passage

dans le deuxième ssv, la concentration en NO3 + NO2- a été 13 fois plus élevée que celle de

départ (22,5 mg L-1

). Par contre, lors du passage de l’eau usée dans le troisième et le

quatrième ssh, il a eu réduction du NO3 + NO2-. La concentration finale en NO3 + NO2

-, à la

sortie du quatrième ssh, a été plus faible (7,2 mg L-1

) que celle rencontrée dans le premier

90

ssv (10,2 mg L-1

). Pour ce qui est de la concentration en NH4+, 42% a été éliminé entre

l’affluent (50,5 mg NH4+ L

-1) et le premier ssv (29,2 mg NH4

+ L

-1), 52% entre le premier

marais et le deuxième ssv (14,0 mg NH4+ L

-1), et 28% entre le deuxième ssv et le quatrième

ssh (11,1 mg NH4+ L

-1). Aucune élimination de NH4

+ ne s’est produite entre le deuxième

ssv et le troisième ssh (15,4 mg NH4+ L

-1). Il faut mentionner que la principale source

d’azote était sous forme NH4+ dans les deux expériences présentées précédemment et que le

NO3- provenait principalement de la réduction de NH4

+ (Vymazal, 2007, 2005a, b ; Copper,

1999). Lors d’une étude menée par Maine et al. (2007), 65% NO3- et 78% NO2

- ont été

réduits et aucune élimination du NH4+ dans un marais surfacique en présence de E.

crassipes. Dans le cadre de notre expérience, 60% NO3- a été éliminé dans les sh et ssh et

aucune élimination dans les ssv. De plus, les conditions aérobies des ssv ne semblent pas

avoir contribué davantage à l’élimination de NH4+. Dans les trois types de marais (sh, ssh et

ssv), 25% de NH4+ présent dans l’affluent a été éliminé. Nous croyons que le temps de

contact entre l’eau à traiter et le substrat dans les marais n’a pas été suffisant pour éliminer

davantage le NH4+ et le NO3

-. Le HRT joue un rôle important sur la performance de

traitement de divers polluants, dont le NO3- et le NH4

+ dans un marais filtrant (Ghosh et

Gopal, 2010 ; Jayaweera et al., 2008 ; Kadlec et Knight, 1996). D’autre part, l’alimentation

de l’affluent de façon intermittente dans les marais pourrait rendre moins efficace le

traitement de certains éléments minéraux, dont NT. L’apport de l’affluent de façon

intermittent crée des zones oxydantes favorables pour la nitrification, mais non favorables

pour la dénitrification (Jia et al., 2010).

4.1.1.4.1 pH et les conditions aérobies et anaérobies

Tout au long de l’expérience, le pH des effluents des sh et ssh a été plus élevé que celui

dans les ssv. Comme il a été mentionné précédemment, lors de la réduction du NO3- par les

bactéries dénitrifiantes, celles-ci déclenchent une réaction où elles libèrent des molécules

OH- dans l’environnement et le pH tend à augmenter. L'accroissement du pH peut favoriser

l’activité des bactéries dénitrifiantes et rendre le milieu plus réducteur dans le marais

(Kadlec et Wallace, 2009 ; Reddy et DeLaune, 2008). Selon notre expérience, l’activité des

bactéries dénitrifiantes semble être plus élevée dans les sh et ssh étant donné que le pH a

91

été plus élevé dans ceux-ci comparativement aux ssv. D’ailleurs, on constate une plus

grande réduction du NO3- et des émissions plus élevées en N2O dans les sh et ssh

comparativement aux ssv. Outre cela, le pH dans les effluents des ssv a été égal à celui de

l’affluent. Selon la littérature, les pH obtenus dans les effluents des différents types de

marais varient d’une étude à l’autre. Le pH mesuré dans les effluents sh, ssh et ssv était soit

plus élevé ou plus faible que celui dans les affluents. La variabilité peut dépendre du type

de substrats employé dans le marais, la composition de l’affluent et de l’interaction du

substrat et des biofilms établis dans le milieu (Kadlec et Wallace, 2009).

En parallèle, la CE et la plupart des éléments minéraux dont le NO3-, SO4

2-, Ca

2+, Mg

2+,

Mn2+

et Fe2+

ont été plus élevés dans les effluents des ssv que ceux des sh et ssh. En

général, les ssv favorisent des conditions aérobies tandis que les sh et ssh des conditions

anaérobies (Copper et al., 2010 ; Vymazal, 2010 ; Kadlec et Wallace, 2009 ; Seo et al.,

2008 ; Rousseau et al., 2008 ; Vymazal, 2007, 2005a, b). Donc, il est possible que la

réduction de certains éléments minéraux, dont le NO3- et le SO4

2-, exigeant des conditions

partiellement ou complètement anaérobies, soit moins efficace dans les ssv (Vymazal,

2007). D’ailleurs, le processus de la dénitrification était limité dans les ssv (Vymazal,

2005a, b ; Cooper, 1999). Par contre, la nitrification était plus efficace dans les ssv que

ceux sh et ssh (Seo et al., 2008 ; Cooper, 1999).

4.1.2 Réduction des sulfates

Selon Faulwetter et al. (2009), plusieurs facteurs affectent le cycle de vie des

microorganismes sulfurés dont la disponibilité du carbone, la présence d’éléments plus

énergétiques que le SO42-

et les conditions d’oxydoréduction. Donc, il serait possible que la

diminution de l’efficacité à éliminer les SO42-

, à la sortie des marais, s’explique par une

plus grande concentration en NO3- dans l’eau à traiter vers la fin de l’expérience en 2008,

car le processus de dénitrification est énergétiquement plus avantageux que la réduction des

SO42-

(Kadlec et Wallace, 2009 ; Whitmire et Hamilton, 2005). Selon Whitmire et

Hamilton (2005), tant et aussi longtemps qu’il y a présence de NO3- dans le milieu, les

SO42-

ne peuvent être réduits. Plus précisément, la respiration aérobie est le processus

92

catabolique terminal le plus énergétiquement favorable (Whitmire et Hamilton, 2008).

Après que l’oxygène soit épuisé dans le marais, la respiration aérobie est inhibée. C’est

alors que la respiration anaérobie entre en jeux. Dépendamment de la disponibilité des

accepteurs finals d’électrons pour la respiration anaérobie ceux-ci seront utilisés de façon

séquentielle : lorsque l’oxygène devient de plus en plus déficient dans le milieu, le NO3-

remplacera cet élément et par la suite se sera autour du MnO2, FeOOH, SO42-

, et finalement

le CO2. Le CO2 est l’accepteur final d’électrons le moins favorable énergétiquement pour la

respiration anaérobie microbienne, mais celui-ci domine lorsque les accepteurs finaux

d’électrons qui le précèdent ne sont plus disponibles pour la respiration anaérobie (Kadlec

et Wallace, 2009; Whitmire et Hamilton, 2008). Ainsi, les microorganismes utilisent

préférentiellement les NO3- comme accepteur final d’électrons pour leur respiration

anaérobie et par la suite s’attaquent aux autres éléments, dont le SO42-

(Kadlec et Wallace,

2009; Whitmire et Hamilton, 2005).

4.1.2.1 Efficacité à réduire les sulfates par trois types de marais

Lorsqu’il y a réduction des éléments oxydants, tel que l’oxygène, le NO3- et des éléments

oxydés (Fe2+

et Mn2+

) à des niveaux où il est possible que le SO42-

soit réduit, la réduction

de ces éléments tend à retarder la réduction des SO42-

(Reddy et DeLaune, 2008). Selon les

résultats de notre étude en 2009, nous avons remarqué que les sh et ssh où la réduction des

NO3- a été possible, il y a eu aussi réduction du SO4

2-. Toutefois, de faibles réductions ont

été observées. La réduction des SO42-

a été de 2,5% dans les sh, de 0,7% dans les ssh et

aucune réduction dans ssv. De plus, nous avons observé qu’il y avait un plus grand nombre

de BSR dans les sh et ssh que les ssv. Dans la littérature, il a été mentionné que l’activité

des BSR dépend de plusieurs facteurs physicochimiques dont la concentration en SO42-

, le

nombre et le type d’accepteur d’électrons, du pH et de la température (Faulwetter et al.,

2009 ; Fortin et al., 2000). La concentration en SO42-

par rapport à celle des autres

accepteurs d’électrons dans le milieu permet de déterminer le processus microbiologique

qui est possible pour la respiration des BRS (Faulwetter et al., 2009). Ainsi, nous croyons

que les conditions anaérobies et la concentration plus faible en NO3- dans les sh et ssh

auraient contribué à la croissance des BSR et à la réduction des SO42-

comparativement aux

93

ssv.

4.1.3 Réduction du phosphore

4.1.3.1 L’effet d’un apport en carbone organique

L’augmentation du pH dans les marais végétalisés C+ et les témoins C+ a éliminé

davantage la concentration en PO43-

. L’augmentation du pH a favorisé la formation de

molécules HPO42-

dans les marais et a créé des conditions plus propices à la formation de

liens Ca2+

– PO43-

(Seo et al., 2008). La liaison Ca2+

– PO43-

aurait formé un précipité dans

les marais et ceci pourrait expliquer pourquoi il y avait moins de PO43-

à la sortie des

marais C+. De plus, une baisse marquée de la concentration en Ca2+

dans l’effluent a été

observée dans les marais C+. Cela nous permet de croire que des liaisons Ca2+

– PO43-

se

sont produites. Vers la fin de l’expérience, la réduction du PO42-

et du Ca2+

a été plus

marquée dans les marais C+. Cette diminution pourrait s’expliquer par l’enrichissement de

la solution en minéraux (périodes 8, 9 et 10) et en saccharose (400 mg L-1

et 800 mg L-1

)

qui a été envoyée dans les marais vers la fin de l’expérience. Une plus grande charge en

minéraux et une concentration plus élevée en saccharose dans la solution ont possiblement

favorisé l’activité microbienne dans les marais C+. La prise de CO2 par les

microorganismes aurait libéré des OH-

dans le milieu. Ainsi, la présence de OH- a

nécessairement augmenté le pH et par le fait même transformé davantage le PO43-

en

HPO42-

. D’autre part, la présence d’une charge plus élevée en ions Ca2+

dans l’affluent vers

la fin de l’expérience pourrait avoir provoqué une plus grande précipitation des PO43-

(Prystay et Lo, 2001).

94

4.1.3.2 Influence du pH et du substrat sur la réduction du phosphore

Le gravier a une faible capacité d’adsorption (Vymazal et al., 2008a; Tang et al., 2009).

Donc, la réduction du PO43-

pourrait être principalement provoquée par le phénomène de

précipitation lors de l’étude en serre effectuée en 2008. Outre le Ca2+

, le Fe2+

semble aussi

participer dans le processus de précipitation du PO43-

, car cet élément tend à diminuer vers

la fin de l’expérience en 2008 comme le Ca2+

. Cependant, selon la littérature c’est

généralement des liens Ca2+

– PO43-

ou Mg2+

− PO43-

qui dominent lorsque ces éléments

sont disponibles à des pH entre 5 et 9. Lorsque le pH est < 5, ce sont des liens Fe − PO43-

et

Al3+

− PO43-

qui dominent (Kadlec et Wallace, 2009; Seo et al., 2008). De plus, selon

Kadlec et Wallace. (2009) l’apatite (Ca5(Cl, F)(PO4)3) et l’hydroxyle apatite

(Ca5(OH)(PO4)3) sont deux éléments fortement impliqués dans le processus de précipitation

dans les marais. Tout au long de notre expérience en 2008, le pH s’est maintenu entre 5 et

8. Donc, nous croyons que c’est principalement des liens Ca2+

– PO43-

ou Mg2+

− PO43-

qui

se sont réalisés. De plus, il semble y avoir une plus forte proportion de liens Ca2+

– PO43-

que de liens Mg2+

− PO43-

, car la concentration en Mg2+

n’a pas été réduite tout au long de

l’expérience en 2008. D’autre part, il se pourrait que le pH dans certains microsites des

marais soit faible (pH < 5) et ceci aurait favorisé la formation de liens Fe − PO43-

.

Nous n’avons pas effectué une analyse minérale du sable avant le début de notre expérience

en 2009, mais nous croyons que le sable utilisé était chargé en Ca2+

, car d’après nos

résultats, la concentration en Ca2+

à la sortir des ssv a été plus élevée que celle à l’entrée.

Selon Del Bubba et al. (2003), le sable peut relâcher deux à trois fois plus de Ca2+

dans la

solution que de Fe2+

, Al3+

et Mg2+

suite aux échanges cationiques entre le substrat et la

solution. Nous émettons donc l’hypothèse qu’il aurait eu une libération de Ca2+

provenant

du sable dans les ssv. D’après nos résultats en 2009, les conditions du milieu ont été plus

propices à la précipitation du P avec le Fe2+

et le Mg2+

qu’avec le Ca2+

, car 99% du Fe2+

et

44% du Mg2+

ont été réduits et aucune réduction du Ca2+

. L’Al3+

n’a pas pu être mesuré

lors de l’expérience en 2009.

95

4.1.3.3 Efficacité à réduire le phosphore par trois types de marais

Selon les résultats de Vymazal (2007), 40 à 60 % du PT a été réduit dans chaque type de

marais (sh, ssh, ssv). D’autre part, 3 à 5 g P m-2

j-1

était traité dans un sh pendant 3,5 années

consécutives lors d’une expérience menée en Australie. Durant ces années, 60% et plus du

phosphore présent dans l’eau ont été réduits (Bavor et al., 1995). De plus, Rousseau et al.

(2008) mentionnent qu’une eau faiblement chargée en phosphore ≤ 1,0 mg P L-1

peut

réduire efficacement 60 à 90 % du phosphore présent dans un sh. Dans le cadre de notre

expérience, 65% du PO43-

présent dans l’affluent a été éliminé dans chacun des trois types

de marais (sh, ssh et ssv). Le pourcentage de réduction du phosphore obtenue dans notre

étude concorde avec les résultats présentés précédemment. Par conséquent, il a été

démontré que les marais contenant du sable étaient plus efficaces à éliminer le phosphore

que ceux contenant du gravier, car la surface de contact entre l’élément à traiter et le

substrat est plus grande (Tang et al. (2009). De plus, Xu et al. (2006) et Seo et al. (2005)

ont testé différentes granulométries de sables et ils ont déterminé que plus le sable a une

dimension petite, plus la surface de contact est grande et meilleure est l’adsorption du

phosphore. Donc, en comparant nos résultats à ceux de Xu et al. (2006) et de Tang et al

(2009), nous nous attendions à avoir une meilleure réduction du phosphore dans les ssv

(sable) que celle obtenue dans les sh (eau) et ssh (gravier). L’élimination du phosphore

dans les trois types de marais a été égale.

D’autres phénomènes, tels que la précipitation, l’action des bactéries, des plantes et des

algues peuvent influencer l’élimination du PO43-

présent dans l’affluent (Xu et al., 2006). Il

se pourrait que le HRT dans le ssv n’a pas été assez long pour permettre une meilleure

adsorption du phosphore sur le substrat (Tang et al., 2009). Jayaweera et Kasturiarachchi

(2004) conseillent un HRT de 21 jours pour éliminer NT et PT dans le cas des marais

surfaciques avec des plantes flottantes. Par conséquent, selon une étude menée par Ghosh et

Gopal (2010) aucun effet significatif sur l’amélioration de l’adsorption du phosphore dans

des marais sous surfaciques n’a été observé entre les différents HRT (1, 2, 3 et 4 jours de

rétention). D’autre part, il se pourrait que l’eau acheminée de façon verticale dans les ssv a

créé une oxygénation du substrat et provoqué la désorption et la libération subséquente de

96

certains éléments, dont le phosphore (Vymazal 2007, 2005b). Toutefois, certains auteurs

disent que les conditions oxydantes permettent une plus grande réduction du PT (Seo et al.,

2005). D’après Seo et al. (2005), l’apport d’un affluent de façon intermittente dans un

marais permet de rendre le milieu plus oxydant et réduit davantage le PT. Étant donné le

manque d’informations dans la littérature, d’autres recherches devront être apportées afin

de vérifier l’impact de différents HRT, l’apport d’un affluent de façon continue et

intermittente et les impacts des propriétés du substrat sur l’adsorption du phosphore.

4.1.4 Réduction en oligo-éléments et en macroéléments

Au cours de notre étude en 2008, la concentration en Zn2+

, B3+

, Cu2+

, K+ et en Mg

2+

retrouvée dans l’affluent n’a pas été réduite lors de l’apport des différents traitements dans

les ssh. Une accumulation de Zn2+

a même été observée. En général, le Zn2+

va être réduit

par le principe de décantation s’il y a des particules en suspension et par précipitation ou

co-précipitation avec des sulfites (SO32-

) et des carbonates présents dans un marais (Kaldec

et Wallace, 2009). Le Cu2+

, tout comme le Zn2+

, peut chimiquement précipité avec les

SO32-

et il peut précipiter avec des oxydes de fer et des oxydes de manganèse. Par ailleurs,

il peut y avoir réduction du Cu2+

lorsqu’il est associé aux sédiments organiques présents

dans le marais (Kadlec et Wallace, 2009). Des conditions peu favorables à la précipitation

ou co-précipitation de ces éléments pourraient expliquer leur solubilité dans l’eau. Les

concentrations en B3+

retrouvées lors de notre expérience en 2008 étaient égales à celles

retrouvées dans les eaux douces. Généralement, la concentration en B3+

retrouvée dans les

eaux douces varie de 0,01 mg B3+

L-1

à 0,66 mg B3+

L-1

(Kadlec et Wallace, 2009). Au

cours de notre expérience en 2008, la réduction du B3+

a été pratiquement nulle pour la

majorité des traitements. De plus, le pourcentage de réduction du B3+

a varié beaucoup

allant de –140 à +25 %. Selon la littérature, le pourcentage de réduction B3+

varie largement

allant de -100 à +91 % d’efficacité et l’efficacité à éliminer cet élément est faible à nulle

lorsque la concentration de celui-ci est non appréciable (Kadlec et Wallace, 2009). Enfin,

aucune explication dans la littérature ne peut expliquer la faible réduction du K+ dans les

marais.

97

Une étude effectuée par Martin et Johnson (1995) sur une technique d’aération prolongée a

supprimé jusqu’à 85% du Cl- présent dans un marais surfacique pour le traitement des eaux

usées. L’apport en oxygène par les racines des plantes pourrait avoir un impact sur la

réduction du Cl-. La physiologie de T. latifolia par rapport à d’autres macrophytes

aquatiques permet un transport plus efficace des gaz (Brix et al., 1992; Bendix et al., 1994).

De plus, T. latifolia (1.41 mg O2 h-1

* plant) a un potentiel plus élevé à relâcher de

l’oxygène que P. australis (1 mg O2 h-1

* plant) (WieBner et al., 2002). Donc, le potentiel

de T. latifolia à relâcher l’oxygène pourrait avoir eu un effet positif sur la réduction du Cl-

comparativement au P. australis. L’apport plus grand en oxygène pourrait expliquer

pourquoi nous retrouvons une meilleure réduction du Cl- dans les marais avec T. latifolia

que ceux avec P. australis et les témoins.

Selon notre étude en 2008, la concentration en Na+ et Mn

2+ a été affectée par la présence

d’une végétation dans le marais. Il y a eu une accumulation plus faible en Na+ dans les

marais témoins que ceux végétalisés. L’accumulation de Na+ dans les marais végétalisés

pourrait être occasionnée par le mécanisme d’évapotranspiration des plantes. Le Na+ aurait

été relâché dans le milieu aqueux du marais suite à la transpiration de la plante et à

l’évaporation du sol. Pour ce qui est du Mn2+

, la réduction de ce minéral varie en fonction

du traitement et la présence ou non d’une végétation dans le marais. Dans le cadre de notre

étude en 2008, aucune réduction du Mn2+

n’a été observée dans les marais témoins. Selon

la littérature, le Mn2+

peut former des complexes solubles avec des bicarbonates, sulfates et

des composés organiques sous des conditions oxydantes. Sous des conditions de réduction,

le Mn2+

peut former des complexes insolubles avec les carbonates, les sulfites et les

hydroxydes (Kadlec et Wallace, 2009). Donc, dépendamment des conditions du milieu, de

l’apport en oxygène par les plantes et la présence de microsites les conditions de réduction

et d’oxydation du Mn2+

peuvent se chevaucher dans le marais. Ainsi, le chevauchement du

couple d’oxydoréduction pourrait expliquer la réduction variable du Mn2+

obtenue dans les

marais de l’expérience effectuée en 2008.

98

4.1.5 Variation de la concentration minérale et des populations

microbiennes dans le profil d’un marais filtrant

L’apport en oxygène par la plante et sa diffusion dans le marais crée un gradient d’oxygène

entre la surface et la base des marais. La diffusion de l’oxygène dans le marais pourrait

affecter le processus de dénitrification, la réduction des SO42-

et de PO43-

. Il a été déterminé

que le Eh est plus élevé à la surface du sol (5–20 cm) et diminue habituellement en

profondeur (Allen et al., 2002; Gracia et al., 2003). Ce gradient peut influencer l’activité

microbienne dans le marais, car le processus de respiration associé à l’accepteur final

d’électrons dépend des conditions d’oxydoréduction (redox) prévalant dans le milieu.

Ainsi, cela signifie que l’activité des microorganismes aérobies est plus forte à la surface du

marais qu’en profondeur, étant donné le haut rendement énergétique (Tietz et al., 2008).

L’apport en oxygène par les racines et le relâchement du carbone organique par les

exsudats racinaires semblent favoriser le développement des microorganismes à la surface

du marais (Tietz et al., 2008; Gagnon et al., 2007). L’énergie plus élevée à la surface

pourrait favoriser une densité élevée et une reproduction microbienne rapide (Mitsch et

Gosselink, 2000 cités dans Faulwetter et al., 2009).

Lorsque le potentiel redox est élevé (> 300 mV), cela signifie que l’environnement est

oxydant et ceci incite les processus aérobies comme la nitrification. À l’inverse, un faible

potentiel redox est lié à des conditions de réduction et permet les processus anaérobies

comme la réduction des NO3-, SO4

2- et la méthanogenèse (Faulwetter et al., 2009). Cette

constatation pourrait expliquer l’écart plus grand entre la concentration en NO3- et SO4

2- à

15 cm et à 70 cm dans les marais végétalisés comparés aux témoins de l’étude effectuée en

2008. La faible contribution en oxygène dans les témoins pourrait engendrer un gradient

d’oxydoréduction moins élevé, car la diffusion de l’oxygène provient seulement de

l’atmosphère. Nous croyons que ce serait pour cette raison qu’il n’y a pas eu beaucoup de

différence entre la surface et le fond des marais témoins. Par contre, pour ce qui est de la

concentration en PO43-

, celle-ci n’a pas varié entre la surface et le fond des marais.

Pourtant, la disponibilité en PO43-

est généralement contrôlée par deux paramètres, soit le

potentiel redox et le pH (Li et al., 2010; Kadlec et Wallace, 2009). Si le phosphore se

trouve dans un milieu alcalin, celui-ci peut se fixer au Ca2+

et/ou au Mg2+

présent dans le

99

milieu. Dans des conditions réductrices, le Fe2+

aura tendance à se solubiliser et se lier au

phosphore (Kaldec et Wallace, 2009). Dans le cadre de notre étude en 2008, la

concentration du PO43-

entre la surface et le fond du marais ne semble pas avoir été affectée

par le pH et le potentiel redox retrouver dans le profil.

D’autre part, le flux d’eau à l’entrée des marais pourrait probablement influencer la

concentration minérale et indirectement la densité microbienne dans le profil du sol. Selon

l’analyse minérale de notre expérience en 2008, il y a eu une plus grande concentration en

ions dans l’eau prélevée à 70 cm (échantillonneur) qu’à 15 cm de la surface du marais. La

concentration en NO3- a été plus élevée en profondeur dans notre étude en 2008 et a été

plus élevée à la surface des marais au cours de l’étude effectuée en 2009. L’hypothèse

émise pour l’année 2008 stipule que les minéraux n’auraient pas été distribués

uniformément dans le profil du marais. Une accumulation d’ions vers le bas du marais se

serait produite. L’enrichissement en minéraux à la base des marais en 2008 pourrait

influencer l’activité des microorganismes à ce niveau. Selon Gutknecht et al. (2006),

l’activité microbienne dans les marais est plus élevée dans des conditions où le substrat est

très fertile ou lorsqu’un composé ajouté est en abondance. L’arrivée du saccharose au

travers ce milieu riche en minéraux a nécessairement amplifié la densité et l’activité des

microorganismes totaux dans les marais en 2008. Pour l’instant aucune information ne nous

permet de déterminer cette différence entre les deux études (2008 et 2009).

L’analyse du nombre de bactéries totales ne permet pas de distinguer l’activité bactérienne

aérobie à celle anaérobie facultative. Donc, la proportion, entre les bactéries anaérobies

facultatives et celles aérobies peut changer entre la surface et le bas du marais. Par

conséquent, le nombre total peut rester inchangé. Pour ce qui est des bactéries dénitrifiantes

dans les marais C-, l’exsudation racinaire du carbone organique par les plantes en plus d’un

milieu riche en minéraux dans le fond du marais a assurément influencé l’activité de la

microflore (Zhu et al., 1995). Pour ce qui est de la concentration en NO3-, d’autres

recherches devront être effectuées afin d’élucider cette divergence entre ces deux années

(2008 et 2009).

100

L’apport en oxygène par les racines et le carbone organique par les exsudats racinaires dans

la rhizosphère pourrait avoir favorisé le développement de la population bactérienne totale

à la surface des marais végétalisés. L’activité des bactéries aérobies est significativement

plus élevée dans un marais où il y a une végétation comparativement dans un marais sans

plante (Faulwetter et al., 2009). L’apport en oxygène par les racines crée un milieu plus

oxydant et cela est favorable au développement des bactéries aérobies (Zhu et al., 1995).

De plus, les exsudats racinaires dans la rhizosphère pourraient fournir de l’énergie à ces

microorganismes pour leur développement et leur reproduction. Enfin, pour ce qui est de la

population des bactéries dénitrifiantes à la surface des marais, l’apport en carbone

organique par les exsudats racinaires du P. australis et la prolifération d’algues à la surface

des marais témoins pourraient avoir favorisé un meilleur développement des bactéries

dénitrifiantes. L’apport en carbone organique par les exsudats racinaires et la prolifération

d’algues entre 0 et 10 cm avait augmenté significativement l’activité des microorganismes

aérobies (Gagnon et al., 2007). Les bactéries aérobies étant très actives dans cette région

épuisent suffisamment l’oxygène pour que le processus de dénitrification entre en jeux et

rendent le milieu plus réducteur. Dans ces conditions, les microorganismes anaérobies

facultatifs peuvent se développer plus rapidement. (Zhu et al., 1995).

La méthode d’échantillonnage utilisée pour le nombre de microorganismes totaux et

dénitrifiants ne nous a pas permis de déterminer le nombre exact de microorganismes actifs

dans les marais. Nous avons seulement pris un échantillon d’eau afin de ne pas perturber

nos marais. Les microorganismes retrouvés dans l’eau sont ceux qui se sont détachés des

biofilms. Le prélèvement de substrat nous aurait permis d’obtenir le biofilm et d’évaluer

plus précisément le nombre de microorganismes actifs. Dans notre cas, les informations

recueillies, de l’analyse microbienne de l’eau, permettent seulement de faire une estimation

sur la quantité de microorganismes sans pour autant déterminer le nombre exact.

4.1.6 L’efficacité de traitement par un système à trois ssv en série

La mise en place d’un système hybride, où l’on retrouve une combinaison de plusieurs

marais en série, augmente l’efficacité de traitement, dont l’azote (O’Hogain, 2003 ;

101

Vymazal, 2005b, 2007 et 2008b ; Seo et al., 2008). Les systèmes hybrides les plus

fréquemment rencontrés dans la littérature comprennent des ssv combinés à des ssh.

L’avantage de combiner des ssv et ssh est qu’ils se complètent bien (Vymazal, 2008a).

Selon une étude menée par O’Hogain (2003), l’usage de trois marais sous surfaciques en

série a éliminé davantage la concentration des différents éléments présents dans l’affluent.

L’eau usée était traitée par deux ssv et par la suite par un ssh. La concentration des

différents minéraux dans l’affluent était : 45 mg NH4+

L-1

, 0,1 mg NO3- L

-1 et 18 mg PO4

3-.

De plus, la concentration de la DCO dans l’affluent était de 462 mg O2 L-1

et la DBO5 de

269 mg O2 L-1

. Le pourcentage de réduction des différents éléments entre l’affluent et le

premier ssv était : 38% NH4+, 11% PO4

3-, 55% DCO et 36% DBO5. Toutefois, il y a eu

production de NO3- entre l’affluent et le premier ssv, car leur principale source d’azote dans

l’affluent était du NH4+. La dégradation du NH4

+ avait formé du NO3

-. Ensuite, le

pourcentage de réduction des différents paramètres entre le premier et le deuxième ssv

était : 43% NH4+, 19% NO3

-, 6% PO4

3-, 69% DCO et 75% DBO5. Dans l’ensemble des

traitements par les trois marais en série (ssv-ssv-ssh), 84% NH4+, 39% PO4

3-, 89% DCO et

91% DBO5 ont été réduits. De plus, la réduction du NO3- entre le premier ssv et le troisième

ssh a été de 43%. Les pourcentages d’efficacité obtenus dans l’étude de O’Hogain (2003)

sont comparables à d'autres expériences retrouvées dans la littérature (Seo et al., 2008).

Contrairement aux processus physiques et chimiques, les processus biologiques nécessitent

un temps d’adaptation avant d’éliminer efficacement les éléments minéraux (Vymazal,

2008a ; Kadlec et Wallace, 2009 ; Park et al., 2009). Les PO43-

étant principalement réduit

par des processus chimiques, pourrait expliquer pourquoi cet élément a été rapidement

éliminé comparativement aux éléments azotés (NO3-, NO2

- et le NH4

+) et les SO4

2- (Park et

al., 2009). Même le Cl-, K

+ et Mn

2+ n’ont pas été rapidement réduits. L’hypothèse émise est

que les conditions du milieu n’étaient pas favorables à la réduction de ces éléments.

D’autres recherches devront être effectuées étant donné le manque d’information pour la

réduction du Cl-, K

+ et Mn

2+ dans des marais en série.

D’après Soe et al. (2008), la réduction de l’azote dans un système hybride composé de

marais sous surfaciques à flux vertical et horizontal (ssv-ssh ou ssh-ssv) est meilleure qu’un

102

système à deux ssv. Présentement, peu de recherches sur la réduction des différents

éléments minéraux ont été effectuées lors de la confection de systèmes hybrides.

L’évaluation de différents systèmes hybrides sur les performances à éliminer les minéraux

devrait être effectuée dans d’éventuelles expériences afin d’émettre des conclusions.

Par rapport à notre étude en milieu commercial aux SNC, nous avons observé une

augmentation du pH entre le marais #1, #2 et #3. L’augmentation du pH a pu être

occasionnée par l’activité des bactéries dénitrifiantes. Lors du passage de l’affluent dans

chacun des marais, les microorganismes établis dans le milieu ont dénitrifié une partie du

NO3- présent dans l’eau. C’est la raison pour laquelle la concentration en NO3

- a été de plus

en plus réduite entre chacun des marais. D’autre part, suite à la dénitrification du NO3-, il y

a eu libération d’ions OH-

(Kadlec et Wallace, 2009). Donc, cela pourrait expliquer

l’augmentation du pH entre chacun des marais lors du traitement de l’affluent.

Le vieillissement des marais aux SNC (mis à part les résultats obtenus à l’automne 2009) a

eu un impact positif sur le traitement de certains paramètres présents dans l’affluent. Selon

une étude menée en Novège par Jenssen et al. (2005), plus de 90% du phosphore et 40-60%

de l’azote total ont été réduits dans un ssh et cela pendant plus de 10 ans. Par rapport à

notre étude aux SNC, la réduction de l’azote et de la DCO entre l’affluent et l’effluent a été

plus efficace à l’été 2009 comparativement à l’été 2008. Une augmentation d’efficacité de

10% pour le NO3-, de 64% pour le NO2

- et de 76% pour la DCO a été observée. Toutefois,

l’élimination à long terme du phosphore dans les marais sous surfaciques semble incertaine

selon la littérature, car après un certain temps, le substrat devient saturé en phosphore et

celui-ci doit être remplacé (Jenssen et al. 2005 ; Vymazal, 2008a). Par contre, le matériel

saturé en phosphore pourrait servir de fertilisant si celui-ci possède des concentrations

faibles en ETM. L’usage d’un substrat enrichi en phosphore et possédant de fines particules

est comparable à une fertilisation minérale (Jenssen et al., 2005). Pour ce qui est de la

baisse d’efficacité à supprimer la plupart des minéraux, dont NO3- et SO4

2- au cours de

l’automne 2009, aucune explication n’est disponible pour le moment. Des recherches à plus

long terme devront être effectuées afin de déterminer la durée de vie d’un marais à traiter

des effluents riches en différents minéraux.

103

D’autre part, les valeurs obtenues pour la DCO sont en général plus élevées que ceux de la

DBO5. La DCO intègre la matière organique biodégradable et non biodégradable et la

DBO5 quant à elle détermine la matière organique biodégradable sous 5 jours. O’Hogain

(2003) a observé une même tendance entre la DCO et DBO5 dans leur étude. L’indice de

biodégradabilité dans l’effluent (DCO/DBO5) était de 1,25 à 2,00 dans des affluents d’eaux

usées domestiques.

4.2 L’influence des saisons sur les performances d’un système à trois ssv en

série

Le climat canadien représente un défi pour traiter les eaux usées efficacement par

l’entremise de marais lors des conditions hivernales (Werker et al., 2002). Par conséquent,

plusieurs études ont démontré que le traitement de l’eau par des marais dans les régions

froides était possible (Wittgren et Maehlum, 1997 ; Pries 1996). De plus, dans les marais

naturels, l’eau ne gèle pas durant l’hiver dû à la présence d’un couvert végétal et de la neige

(Wittgren et Maehlum, 1997). D’autre part, les marais sous surfaciques semblent être les

mieux adaptés au climat Canadien, car le traitement de l’eau s’effectue sous la surface du

sol. Le risque que l’eau gèle est réduit et cela protège les communautés microbiennes

(Wittgren et Maehlum, 1997). Des recherches ont démontré que l’emploi de marais dans

des conditions froides soit de -20 °C en Norvège et de -4 °C en Chine était fonctionnel (Yin

et Shen, 1995 ; Werker et al., 2002). Au cours de nos deux années d’essais en milieu

commercial, aux SNC, nous avons constaté que le système à trois ssv en série pouvait

fonctionner efficacement tout au long de l’année sans que le système soit interrompu par les

hivers rigoureux du Québec. Selon les données recueillies à l’hiver 2008-2009, la

température de l’eau dans les marais était relativement stable malgré le changement de la

température de l’air atmosphérique. Durant la saison hivernale, la température de l’air a

varié entre 0°C et -30°C et la température de l’eau du marais s’est maintenue autour de

0°C. Nos valeurs de température concordent avec celles obtenues dans la littérature. Selon

une étude effectuée durant l’hiver 2000-2001 dans l’État du Minnesota aux États-Unis, des

104

valeurs de température dans l’air entre -20 °C et -25 °C, dans l’affluent de 5°C et dans

l’effluent d’un ssh de 1 °C ont été mesurées (Wallace et Nivala, 2005). Selon cette étude,

une faible couche de neige recouvrait le sol durant l’hiver 2000-2001, mais des résidus de

culture ont été laissés sur la surface du marais. Ces résidus ont servi de couches isolantes et

ont permis de diminuer les pertes de chaleur provenant de l’affluent. Dans notre projet

d’étude, aux SNC, les 30 à 45 cm de neige qui recouvraient la surface des marais au cours

de l’hiver 2008-2009 ont contribué davantage à l’isolation en plus des résidus de culture

laissés au sol.

À quelques reprises, des valeurs de température près de -10 °C dans l’eau du marais ont été

enregistrées et seulement quelques cristaux de glace sont apparus à la surface de l’eau

contenue dans les réservoirs. En général, le point de congélation de l'eau douce est de 0°C.

En revanche, la température de congélation de l'eau salée est inférieure à 0 °C; de plus, elle

varie avec le degré de salinité (Environnement Canada, 2003). Il se pourrait que la charge

élevée en sel ait atteint un point de congélation plus bas que l’eau douce dans l’affluent des

SNC et que la mise en place d’un système de distribution d’eau sous la surface du sol

durant la période hivernale a nécessairement réduit le risque que l’eau gèle dans la

tuyauterie.

Certains processus microbiens tels que ceux impliqués dans la réduction de l’azote, la

DBO5 et la DCO semblent être sensibles à la température (Jenssen et al., 1996 et 2005).

Selon Werker et al. (2002), la baisse de température au cours des hivers affecte les

performances des marais, car il y a un ralentissement de la vitesse de réaction des

microorganismes et l’entrée en dormance des plantes. L’état dormant des plantes rend la

diffusion de l’oxygène par les racines et les aérenchymes plus difficiles, en plus de la neige

à la surface du marais qui empêche son entrée. La réduction de l’oxygène dans le marais

pendant les mois d’hiver rend le milieu plus anaérobie et inhibe le cycle de l’azote, dont les

activités nitrifiantes (Werker et al., 2002 ; Picard et al., 2005). De plus, plusieurs études

menées en Norvège démontrent que l’effet de température est important pour la réduction

de l’azote. Par contre, la performance à éliminer la DCO, la DBO5 et les autres éléments

minéraux au cours de l’hiver sont comparables à celle retrouvée à l’été (Jenssen et al.,

105

1996). Toutefois, l’opinion de certains auteurs sur l’efficacité à réduire la DBO5 durant les

mois d’hiver diverge (Werker et al., 2002). Quelques études ont démontré que l’effet de

température sur la DBO5 dans les marais sous surfaciques était négligeable (Kadlec et

Knight, 1996). D’autre part, une faible variation entre les saisons a été observée pour la

réduction des divers éléments minéraux, dont le phosphore (Jenssen et al., 2005). D’après

nos résultats obtenus aux SNC, l’efficacité de traitement des éléments minéraux, de la DCO

et de la DBO5 ne semble pas avoir été affectée durant la saison hivernale. D’ailleurs, la

réduction des NO3- a été plus élevée au cours de l’hiver 2008-2009 et au printemps 2009

comparativement aux autres saisons. Les conditions anaérobies pourraient avoir contribué à

la mise en place des processus de dénitrification et permettre la réduction des NO3-.

Au cours de l’hiver 2008-2009, nous avons constaté une baisse d’efficacité à réduire le

PO43-

lors du traitement de l’affluent dans le marais #1. Selon la littérature, l’efficacité à

supprimer le phosphore est moins affectée par les conditions froides, car ce sont des

processus physiques et chimiques qui permettent la réduction de cet élément et non les

processus biologiques (Picard et al., 2005). Toutefois, la température semble avoir une

influence sur l’adsorption du PO43-

. Plus la température est froide (< 5°C), plus l’adsorption

du PO43-

sur un substrat est faible (Seo et al., 2008). Donc, il se pourrait que la température

hivernale ait réduit l’adsorption du PO43-

dans le marais #1. L’impact aurait été plus grand

dans le marais #1, car la concentration en PO43-

était plus élevée que celle dans les marais

#2 et #3. Étant donné le manque d’informations sur la capacité d’adsorption du phosphore

sur le substrat dans des conditions froides, d’autres recherches devront être mises de l’avant

afin d’élucider ce phénomène.

Au cours des saisons, il y a eu une grande variation de la concentration des différents

minéraux, DCO, DBO5, CE et du pH dans les affluents. Par contre, une légère variation de

ces différents paramètres a été observée dans les effluents. La concentration de la majorité

des minéraux et celle de la CE, dans l’affluent des réservoirs à l’extérieur de la serre,

étaient plus faibles à l’hiver et au printemps comparativement à l’été et à l’automne. À

l’inverse, le pH, DCO et DBO5 ont été plus élevés au cours de l’hiver et le pH s’est

maintenu élevé au printemps. La variation minérale et la CE pourraient concordées avec le

106

stade de croissance des plants de tomates dans la serre qui étaient destinés à

l’expérimentation et la régie de fertilisation commerciale utilisée découlant de la CE du

substrat de culture. Effectivement, les mesures de CE des eaux lessivées de la serre ont été

plus faibles à l’hiver et au printemps. D’autre part, l’infiltration d’eau dans le réservoir de

l’affluent vers la fin de l’hiver 2009 et au printemps 2009 pourrait avoir influencé la

concentration des différents minéraux. L’eau infiltrée dans le réservoir de l’affluent pourrait

avoir dilué la teneur en minéraux. La correction des concentrations minérales, suite à la

dilution, n’a pas pu être effectuée, car la quantité d’eau infiltrée n’a pu être déterminée.

Durant l’été et l’automne, l’évapotranspiration des plants de tomates dans la serre pourrait

avoir contribué à la variation minérale dans l’eau de drainage. Au cours de l’été et de

l’automne, l’évapotranspiration a généralement été plus élevée, car la température ambiante

de la serre était plus chaude comparativement aux autres saisons (> 25°C). De plus, la

croissance des plants de tomates était maximale. L’évapotranspiration étant plus élevée, la

demande en eau a nécessairement été plus grande durant ces deux saisons. Donc, afin

d’éviter un déséquilibre hydrique et ionique chez les plants de tomates, le nombre

d’irrigations a été augmenté au cours de l’été et au début de l’automne. Ainsi, nous

supposons que l’eau de drainage a été plus riche en fertilisants, car la CE a été plus élevée

au cours de ces deux saisons.

Le pH de l’eau provenant de la fonte des neiges n’a pas eu un effet sur l’augmentation du

pH dans les marais vers la fin de l’hiver et au printemps. Le pH de l’eau provenant de la

fonte des neiges était similaire ou légèrement en dessous des valeurs de pH obtenues dans

l’affluent. Donc, l’augmentation du pH dans l’affluent au cours de l’hiver et du printemps

pourrait être due à la réduction du nombre d’irrigations dans la serre. En réduisant le

nombre d’irrigations, l’eau de drainage a passé plus de temps dans les réservoirs

positionnés dans la serre. Ce temps d’attente et la présence de chaleur auraient favorisé le

développement de biofilms sur les parois des réservoirs et auraient permis aux

microorganismes d’amorcer la dégradation du NO3- présent dans l’eau. Ainsi, l’activité des

bactéries dénitrifiantes aurait contribué à l’augmentation du pH, de l’eau en libérant des

OH-. Les conditions anaérobies auraient aussi contribué à l’augmentation de la

107

concentration en DCO et en DBO5 dans l’affluent (Kadlec et Wallace, 2009). D’autre part,

l’environnement des marais étant plus anaérobie durant l’hiver et au début du printemps

expliquerait pourquoi le pH était plus élevé dans les trois marais durant ces deux saisons.

4.3 Concentration minérale maximale permise dans l’eau de surface au

Québec

Selon les normes établies au Québec par le Ministère de Développement Durable,

Environnement et des Parcs (2002), la concentration totale en NO3- et NO2

- ne doit pas

dépasser 10 mg L-1

dans l’eau de surface. Pour le PT, la concentration permise est de 0,01

mg L-1

afin de limiter l’eutrophisation des lacs et des rivières. D’autre part, pour ce qui est

des autres éléments minéraux, tel que le chlore, le cuivre le fer, le manganèse, le sulfate, le

bore, le sodium et le zinc, la concentration maximale tolérée dans l’eau de surface est de

250 mg Cl- L

-1, de 1 mg Cu

2+ L

-1, de 0,3 mg Fe

2+ L

-1, de 0,05 mg Mn

2+ L

-1, de 500 mg

SO42-

L-1

, 0,2 mg B3+

L-1

, 200 mg Na+

L-1

et de 5 mg Zn2+

L-1

. Au-delà de ces

concentrations, les propriétés organoleptiques ou esthétiques de l'eau de consommation

pourraient être altérées. Selon nos résultats des expérimentations de 2008 et de 2009, les


, NO3- et NO2

- retrouvées dans nos effluents dépassent largement les

concentrations permises selon les critères établis pour l’eau de surface au Québec. De plus,

pour l’année 2009, la concentration en SO42-

a été le double de la limite permise. Aussi,

pour l’année 2009, les concentrations en Mn2+

et Fe2+

dans les ssh et ssv étaient au-dessus

des normes établies pour l’eau de surface. Pour ce qui est des résultats aux SNC, la

concentration des différents minéraux, à la sortie du troisième ssv, était en dessous de la

limite permise. Seulement la concentration en NO3- et NO2

- était au-dessus de la

concentration maximale tolérée. Donc, selon nos résultats obtenus lors de nos trois essais,

nous constatons qu’un système hybride serait à envisager chez les producteurs afin

d’éliminer davantage la concentration des différents éléments minéraux dans les eaux usées

et de protéger l’environnement aquatique qui nous entoure (Copper et al., 2010 ; Seo et al.,

2008 ; Vymazal, 2008a ; Copper, 1999).

108

4.4 Potentiel des différentes espèces de plantes dans un marais filtrant

4.4.1 Tolérance à la toxicité

Pour chaque espèce de plante, les besoins en éléments minéraux sont généralement définis

par le terme de concentration critique. Lorsque le contenu en nutriments est en dessous de

la concentration critique, la croissance de la plante diminue. À l’inverse, lorsque la

concentration excède la concentration critique, l’élément devient toxique pour la plante

(Hopking, 2003). Donc, il se pourrait que la réduction des éléments minéraux entre le

marais #1, #2 et #3 aux SNC ait eu un impact sur la croissance du P. australis. D’autre part,

une forte concentration en un élément minéral de l’affluent pourrait expliquer l’apparition

d’une couleur jaunâtre sur les feuilles des plantes localisées dans le marais #1. Selon

Kadlec et Wallace. (2009), P. australis est sensible à des concentrations élevées en SO42-

.

Comme il a été mentionné auparavant, des concentrations dépassant 45 mg SO42-

L-1

peuvent causer une phytotoxicité chez P. australis. Au cours des deux années

d’expérimentation aux SNC, la concentration retrouvée dans les affluents a varié de 300 à

525 mg SO42-

L-1

. La concentration élevée en SO42-

dans l’affluent pourrait expliquer la

présence d’une phytotoxicité chez P. australis. La concentration en SO42-

étant plus élevée

dans l’eau du marais #1 expliquerait l’ampleur des symptômes de phytotoxicité. Par contre,

quelques feuilles jaunâtres ont été observées dans les marais #2 et #3 et aucune différence

significative (p > 0.05) de la teneur en S dans les feuilles n’a été observée. Durant

l’expérience, la concentration moyenne retrouvée dans l’eau du premier marais était de 245

± 90 mg SO42-

L-1

et celle dans le troisième marais était de 162 ± 102 mg SO42-

L-1

. Les

deux concentrations étant supérieures à la concentration maximale que la plante peut tolérer

pourraient expliquer la faible différence entre la teneur en SO42-

retrouvée dans le feuillage

du P. australis entre le premier et le troisième marais. Toutefois, d’autres éléments

minéraux pourraient avoir eu un impact physiologique chez la plante même si peu de

différences significatives n’ont été observées entre les plantes des trois marais en série.

109

4.4.2 Phytoremédiation

Selon la littérature, il est possible de supprimer les ions Mn2+

et d’autres métaux toxiques

provenant des eaux usées (Mays et Edwards, 2001, Ye et al., 2001a, b). Sous des conditions

oxydantes, il est probable que le Mn2+

forme des complexes solubles avec des bicarbonates,

des sulfates et des composés organiques. À l’inverse, sous des conditions de réduction, le

Mn2+

peut former des complexes insolubles avec les carbonates, les sulfites et les

hydroxydes (Kadlec et Wallace, 2009). Cependant, dans le cadre de notre expérience en

2009, c’est seulement dans les sh où il y a eu réduction du Mn2+

. L’accumulation d’ETM

par des macrophytes, tel que T. latifolia, semble être négligeable (Mays et Edwards, 2001,

Ye et al., 2001a, b). De récentes études rapportent que la phytoremédiation (accumulation

des polluants dans la plante) joue un rôle important sur la réduction des ETM par des

macrophytes flottantes, tel que E. crassipes (Kularatne et al., 2009 ; Jayaweera et al., 2008 ;

Liao et Chang, 2004).

Eichhornia crassipes a la capacité d’absorber certains ETM, dont le cadmium (Cd2+

),

plomb (Pb2+

), Cu2+

, Zn2+

et le nickel (Ni2+

). Une forte accumulation de ces éléments était

présente dans les racines de la plante (Liao et Chang, 2004). D’ailleurs, nous avons

remarqué des concentrations plus élevées en Zn2+

, B3+

, Cu2+

et Fe2+

dans les racines que

dans le feuillage de E. crassipes. De plus, E. crassipes a la capacité d’extraire

significativement le Mn2+

présent dans les eaux usées. Toutefois, selon nos résultats la

concentration foliaire en Mn2+

chez E. crassipes était plus faible que celle dans T. latifolia.

Ce qui laisse croire que la réduction du Mn2+

n’était peut-être pas associée à la capacité

d’absorption par E. crassipes, mais par d’autres processus biologiques et chimiques.

Contrairement aux autres ETM, le Mn2+

est faiblement absorbé dans les sédiments du

marais (Kularatne et al., 2009). De plus, selon Kularatne et al. (2009), les processus de

précipitation et de sédimentation ne semblent pas contribuer à la réduction du Mn2+

présent

dans les affluents. Donc, la réduction du Mn2+

dans les sh pourrait être due à la

précipitation de cet élément avec des hydroxydes, des carbonates, ou des sulfites.

Toutefois, nous ne sommes pas en mesure d’expliquer pourquoi nous avons eu une plus

grande réduction du Mn2+

dans les sh comparativement aux ssh et ssv. Dans les prochaines

110

expériences, une analyse des sédiments et du substrat et en plus de l’analyse foliaire et

racinaire de la plante devront être effectuées afin de mieux comprendre les mécanismes de

réduction du Mn2+

et des autres ETM.

Avis:

Compte tenu du caractère envahissant du roseau commun exotique (Phragmites australis),

le Ministère n’autorise plus de nouveaux systèmes de marais artificiels utilisant cette

plante. Seuls les marais artificiels utilisant des plantes non envahissantes peuvent être

implantés au Québec. Les roseaux communs exotiques présents dans les marais artificiels

déjà existants n’ont pas à être remplacés, mais tout agrandissement d’un marais artificiel

existant doit être effectué avec des plantes non envahissantes. (Gouvernement du Québec,

2002).

4.5 Émissions de gaz à effet de serre dans les marais filtrants

4.5.1 L’effet d’un apport en carbone organique

Les bactéries impliquées dans le processus de la dénitrification sont des bactéries

hétérotrophes facultatives qui utilisent l’oxygène ou le NO3- comme accepteur final

d’électrons lors de leur respiration (Kadlec et Wallace, 2009). Dans notre situation,

l’oxygène semble avoir été rapidement utilisé suite à l’ajout de saccharose. Cette baisse

marquée en oxygène s’explique par l’apport d’une source en carbone organique facilement

assimilable (donneur d’électrons) qui fournit directement de l’énergie aux

microorganismes. La consommation de cette source d’énergie produit du CO2 tout en

réduisant le niveau d’O2 et augmente le besoin en NO3- pour la respiration des

microorganismes (Pennock et al., 2010). L’addition d’une source de carbone organique

dans les marais crée un milieu plus réducteur et propice à la dénitrification du NO3- et

n’affecte pas l’émission en N2O comparativement à l’apport en NO3- dans le milieu

111

(Stadmark et al., 2009; Toet et al., 2003; Lin et al., 2002; Ugwuegbu et al.,2001,

Martikainen et al., 1993). Ceci concorde avec nos observations pour l’étude en 2008, car

nous avons remarqué que l’apport en saccharose avec une faible concentration en NO3 au

début de l’expérience n’a pas influencé l’émission du N2O. Par contre, l’augmentation de la

concentration en NO3- dans l’affluent a augmenté rapidement l’émission du N2O et cela

sous-entend que l’activité microbienne dénitrifiante était plus active à ce moment.

Selon la littérature, les émissions importantes en N2O dans les marais pourraient

s’expliquer par un faible ratio C:N et/ou par un Eh trop élevé (Eh > 300 mV) (VanderZaag

et al., 2010; Kadlec et Wallace, 2009; Gui et al., 2007). De plus, les points d’attache des

microorganismes à l’interface air - liquide des marais sous surfaciques pourraient

augmenter l’émission du N2O (VanderZaag et al., 2010). Le potentiel redox dans les marais

sous surfaciques a démontré que le Eh près de l’interface air - liquide était approprié à la

production de N2O (Yu et al., 2001). Aussi, la présence d’une végétation dans les marais

peut contribuer à la production de N2O suite à l’apport d’O2 dans la rhizosphère (Brix,

1997). D’après VanderZaag et al. (2010), la création de microsites aérobies dans la

rhizosphère peut produire du N2O gazeux. Par conséquent, dans notre expérience en 2008,

les marais témoins semblent émettre plus de N2O que les marais végétalisés pour certains

traitements. La température à la surface du marais pourrait avoir influencé les émissions en

N2O. Théoriquement, lors des journées ensoleillées la surface du sol des marais témoins

n’ayant pas un couvert végétal pour créer de l’ombre pourrait se réchauffer plus rapidement

que celle ayant une végétation. Selon Vymazal (2007), la dénitrification est fortement

dépendante de la température. Ainsi, la chaleur dégagée à la surface des marais témoins

pourrait favoriser l’activité des microorganismes et par conséquent émettre plus de N2O

(Picard et al., 2005). L’augmentation de la production de N2O dans les marais témoins vers

le mois de septembre pourrait être occasionnée par l’augmentation de la charge en NO3-

combinée avec l’augmentation de la température à la surface des marais. Selon une étude

effectuée par Stadmark et al. (2009), l’addition de NO3- combiné à l’ajout d’une source de

carbone organique et l’augmentation de la température ont augmenté les émissions de N2O

dans les marais.

112

Selon la littérature, l’espèce de plante employée a un effet sur l’émission du N2O (Johanson

et al., 2003; Johanson et al., 2004; Maltais-Landry et al., 2009a). Les plantes peuvent

influencer le processus de dénitrification en relâchant une source de carbone organique par

leurs exsudats racinaires. Cet apport en carbone est généralement utilisé pour l’énergie des

microorganismes. Selon les études effectuées par Johanson et al. (2003 & 2004) sur les

émissions de gaz dans les marais à flux surfaciques, les émissions en N2O étaient plus

faibles en présence de T. latifolia (3,84 mg N2O m-2

d-1

) que de P. arundinacea (5,95 mg

N2O m-2

d-1

) et ceux sans plante (5,95 mg N2O m-2

d-1

). Des résultats similaires ont été

obtenus lors de l’étude de Maltais-Landry et al. (2009a). Toutefois, dans l’ensemble des

résultats publiés sur les émissions en N2O, certains d’entre eux se contredisent : des

émissions plus faibles (Johansson et al., 2003) et d’autres plus élevés (Rückauf et al., 2004)

dans les marais avec une végétation par rapport aux marais sans plante (Maltais-Landry et

al., 2009b).

La présence d’une végétation dans les marais semble aussi avoir eu un impact sur

l’émission du CO2 lors de notre étude en 2008. Selon certains auteurs, l’espèce de plante

utilisée a un impact sur l’émission du CO2 (Kadlec et Wallace, 2009; Maltais-Landry al.,

2009b). L’augmentation des émissions de CO2 dans les marais végétalisés s’expliquerait

par une plus grande activité microbienne. Le relâchement en carbone labile des exsudats

racinaires des plantes favoriserait l’activité des bactéries. Les bactéries étant plus actives

émettraient davantage du CO2.

4.5.2 Variation des émissions des gaz à effet de serre dans trois types de

marais filtrants

Selon plusieurs études, les émissions en N2O, CH4 et CO2 différent en fonction du type de

marais utilisé (VanderZaag et al., 2010 ; Liu et al., 2009 ; Sovik et al., 2006). Les

observations qui ont été faites dans la littérature concordent avec celles obtenues dans les

trois types de marais de notre essai en 2009. Toutefois, on remarque quelques divergences

entre nos résultats et ceux dans la littérature. Ces différences s’expliquent par la nature du

113

substrat, du type d’affluent traité et de la présence ou non de plantes. D’après l’étude menée

par VanderZaag et al. (2010) sur les émissions des gaz à effets de serre lors du traitement

des eaux de laiteries mélangées à des excréments d’animaux liquides, les émissions en

N2O, CH4 et CO2 étaient significativement différentes entre les marais surfaciques et sous

surfaciques. Il faut mentionner que lors de leur expérience, aucune plante n’était présente

dans les marais surfaciques et T. latifolia était employé dans les marais sous surfaciques.

En convertissant le N2O et le CH4 en CO2-équivalent, il y avait 180% plus de CH4 et de

N2O émis dans les marais surfaciques que les marais sous surfaciques (p < 0.05). Les

auteurs concluent que l’absence d’une végétation dans les marais surfaciques pourrait

occasionner des émissions plus élevées en CH4. Selon leurs observations, l’apport en

oxygène par les racines des plantes dans la rhizosphère des marais sous surfaciques aurait

créé un milieu favorable à la production de CO2 et de N2O et à la consommation de CH4.

Lorsque les conditions de dénitrification sont adéquates dans un sol, les émissions en N2O

et en CO2 évoluent dans la même direction (Rochette et al., 2010; Kadlec et Wallace,

2009). Dans le cadre de notre étude en 2009, nous avons observé une augmentation des

émissions en N2O et une réduction de celles en CO2. Ce phénomène pourrait être dû à la

mort de E. crassipes suite à une forte concentration en NO2- dans les sh vers la fin de

l’expérience. La décomposition de la matière végétale, suite à la mort des plantes, apporte

une source en carbone aux microorganismes du marais. Cette source en carbone alimente

en énergie les organismes hétérotrophes, dont les bactéries dénitrifiantes (Kadlec et

Wallace, 2009). Le NO2- produit par ces organismes dénitrifiants est potentiellement

toxique pour la plante et les microorganismes, même à de faibles concentrations (Gelfand et

Yakir, 2008). La mort de E. crassipes a engendré une faible respiration racinaire et

microbienne dans le milieu et par le fait même réduit les émissions en CO2. Ainsi, l’ajout

en saccharose et d’un composé riche en NO3- à l’entrée des marais, en plus de la

décomposition de la biomasse morte de E. crassipes a nécessairement favorisé les

émissions en N2O.

114

4.5.2.1 Émissions du protoxyde d’azote

Contrairement à nos résultats de 2009, les ssv de l’expérience menée par Sovik et al. (2006)

ont émis significativement plus (p < 0.05) de N2O que les ssh et sh durant l’été. Il faut

mentionner que la principale source d’azote était du NH4+. Selon l’auteur, les conditions

aérobies du milieu des ssv ont été favorables à la nitrification/dénitrification et auraient

avantagé les émissions en N2O. Comparativement à nos résultats de 2009, les ssv (6 mg

N2O m-2

h-1

) ont émis moins de N2O que les sh (132 mg N2O m-2

h-1

) et ssh (23 mg N2O m-2

h-1

). D’ailleurs, selon nos analyses microbiologiques, nous avons observé que la population

microbienne de l’analyse par la FDA et le MPN des bactéries dénitrifiantes était plus élevée

dans les sh suivis des ssh et moins élevée dans les ssv. De plus, la population bactérienne

totale (méthode MPN) a été plus grande dans les sh et ssh que les ssv. Ainsi, les émissions

en N2O concordent avec l’estimation du nombre de microorganismes présents dans les

marais. C’est-à-dire que plus la population microbienne est élevée, plus les émissions et la

réduction de certains éléments, dont l’azote, peut être élevée.

Les dimensions du grain de sable employé dans les ssv étaient peut-être trop grosses pour

traiter une charge élevée en NO3-. L’eau s’infiltrait rapidement en profondeur. Le temps de

contact entre l’affluent et la population microbienne dénitrifiante n’a pas été assez long. De

plus, les conditions aérobies des ssv n’ont pas permis aux bactéries dénitrifiantes de se

développer et de réduire efficacement cet élément azoté. Dans le cas des ssh, les conditions

anaérobies étaient plus présentes, car l’eau submergeait le gravier. C’est ce qui explique les

émissions plus élevées en N2O dans les ssh que ceux ssv. Comparativement aux ssh,

seulement de l’eau constituait le substrat dans les sh. Les conditions du milieu étant plus

anaérobies, cela expliquerait pourquoi que les sh ont émis plus de N2O que les ssh.

L’espèce de plante pourrait avoir contribué aux émissions en N2O, car chaque plante

apporte des concentrations différentes en carbone organique et en oxygène aux

microorganismes présents dans le marais (WieBner et al., 2002; Stottmeister et al., 2003).

Eichhornia crassipis a contribué à un apport plus grand en carbone dans les sh que T.

115

latifolia dans les ssh et ssv de notre expérience en 2009.

De plus, la concentration en DCO contenue dans nos marais pourrait avoir influencé les

émissions en N2O de façon non négligeable (Wu et al., 2009). Dans une étude menée par

Wu et al. (2009), les émissions en N2O étaient 10 fois supérieures avec des concentrations

en DCO dans l’affluent de 1200 mg O2 L-1

par rapport à une concentration de 300 mg O2 L-

1. D’après Kadlec et Wallace (2009), plus la DCO et la DBO5 sont élevées plus le milieu est

réducteur et cela entraîne des émissions plus élevées en N2O. D’ailleurs, selon nos valeurs

de DCO et de DBO5 et des émissions en N2O ceux-ci concordent avec ce qu’il a été

observé dans la littérature ; la concentration en DCO, dans les effluents des sh, ssh et ssv,

était supérieure à celle dans les affluents. Les concentrations en DCO et en DBO5 étaient

respectivement 4 à 9 fois et 4 fois supérieures dans les sh que ceux obtenues dans les ssv et

ssh. En parallèle, les émissions en N2O dans les sh étaient 5 à 20 fois plus élevées que

celles dans les ssh et ssv.

Tout au long de l’expérience, nous avons ajusté le pH de l’affluent afin de maintenir un pH

≈ 6, car le pH optimal pour les groupes de bactéries impliqués dans la réduction du NO3- est

entre 6-8 (Reddy et DeLaune, 2008). Cependant, à la fin du mois de juin et au début du

mois de juillet (27/6 au 17/7), le pH mesuré dans l’affluent a été de 5,5. Durant la même

période, les émissions du N2O ont chuté, notamment dans les sh. Étant donné que durant

cette période la température de l’eau, la composition minérale de l’affluent et le nombre de

plants par marais étaient stables, nous pouvons penser que cette baisse d’émissions de N2O

soit due à la baisse de pH. Par contre, la littérature rapporte que plus le pH diminue plus les

émissions de N2O tendent à être élevées, car un pH < 5 réduit l’activité des bactéries

impliquées dans la réduction du NO3- (Reddy et DeLaune, 2008). La N2O réductase est très

sensible à une baisse de pH comparativement aux autres réductases impliquées dans la

dénitrification (Liu et al., 2010). Donc, lorsque le pH diminue la N2O réductase est inhibée

et les émissions en N2O sont plus grandes. Cela dit, la baisse de pH n’a pas contribué à la

baisse des émissions en N2O dans les sh. Nous suggérons donc que la baisse des émissions

en N2O dans les sh serait due à l’enlèvement des algues à la surface des sh, effectué au

cours de cette même période, car la présence d’algues à la surface de l’eau et de NO2- dans

116

la solution des marais favorise les émissions de N2O (Weathers, 1984). Toutefois, d’autres

études devront être effectuées afin de mieux comprendre les mécanismes impliqués, dont

l’influence des algues et du pH sur les émissions du N2O dans les marais.

4.5.2.2 Émissions du dioxyde de carbone

Nous avons observé une évolution des émissions en CO2 dans les sh au début de

l’expérience. Durant cette même période, nous avons constaté que la croissance de E.

crassipes n’avait pas encore atteint son stade de maturité. Nous croyons que le

développement racinaire de E. crassipes a influencé l’évolution des émissions en CO2 dans

les sh. Selon Kadlec et Wallace (2009), une végétation active émettrait plus de CO2 qu’une

végétation au stade de sénescence. Avant le début de l’expérience en 2009, le

développement racinaire de T. latifolia avait déjà atteint son stade de maturité dans les ssh

et ssv. Le stade de maturité atteint pourrait expliquer les émissions en CO2 plus stables tout

au long de l’étude en 2009 dans ces marais. Comme il a été mentionné auparavant, la

respiration racinaire diverge selon l’espèce de plante et ceci pourrait expliquer pourquoi

nous retrouvons des émissions plus élevées dans les marais avec E. crapisses et moins dans

les marais avec T. latifolia.

Le type de substrat pourrait influencer le développement racinaire des plantes et

indirectement les émissions en CO2. La densité racinaire n’a pas été mesurée, mais d’après

les valeurs des émissions en CO2 nous supposons que la densité racinaire de T. latifolia

dans les ssv a été plus élevée que celle dans les ssh. Nous pensons que le développement

racinaire de T. latifolia dans le sable des ssv aurait été plus favorable que celui de T.

latifolia dans le gravier des ssh. C’est pour cela que nous avons observé de plus grandes

émissions en CO2 dans les ssv que les ssh. Dans une prochaine expérience, il serait

important d’analyser la densité racinaire dans les marais afin d’améliorer l’interprétation

des données. Enfin, des études devront être plus approfondies sur le potentiel de libération

du carbone organique et de l’oxygène dans les marais en présence de E. crassipes et de T.

latifolia.

117

4.5.2.3 Émissions du méthane

VanderZaag et al. (2010) mentionne que l’oxygène présent dans la rhizosphère peut créer

des conditions plus favorables à l’oxydation du CH4 et moins propices à la production de

CH4. La présence d’oxygène dans la rhizosphère semble inhiber les émissions en CH4. En

comparant nos résultats de 2009 avec ceux dans la littérature, nous constatons que nous

avons eu de faibles émissions en CH4 dans les trois types de marais. Des concentrations

allant de 0 à 1900 mg CH4 m-2

j-1

ont été mesurées dans les différents marais des diverses

études publiées (Pennock et al., 2010 ; VanderZaag et al., 2010 ; Maltais-Landry et al.,

2009b ; Liu et al., 2009 ; Sovik et al., 2006 ; Johansson et al., 2003). Dans le cadre de notre

expérience en 2009, nous avons obtenu des émissions entre 0 à 0,146 mg CH4 m-2

j-1

.

D’après ces résultats, nous pensons que nos faibles émissions en CH4 soient dues à la

présence d’une végétation et à l’absence de conditions anaérobies strictes dans nos trois

types de marais (Kadlec et Wallace, 2009). Toutefois, des microsites anaérobies stricts

pourraient avoir été présents, car une certaine quantité de CH4 a été émise hors de nos

marais. D’autre part, il se pourrait que la présence de fortes concentrations en NO3 et en

N2O, et une faible concentration en matières organiques dans nos marais aient restreint la

production en CH4. Selon Stadmark et al. (2009), une concentration élevée en NO3- et des

émissions élevées en N2O inhiberait la production en CH4. D’autres études devront être

effectuées par rapport aux émissions en CH4 dans les marais lorsqu’il y a de fortes teneurs

en NO3- et en N2O. Jusqu’à ce jour, les principales recherches qui ont été effectuées sur les

émissions en CH4 dans les marais contiennent de faibles concentrations en NO3- (0,006 à 24

mg NO3- L

-1), élevées en NH4

+ (0,03 à 227 mg NH4

+ L

-1) et les affluents à traiter sont riches

en matière organique (DBO5 10 à 200 mg O2 L-1

) (VanderZaag et al., 2010 ; Johansson et

al., 2003).

CHAPITRE 5

CONCLUSION

Les résultats de cette étude démontrent que les marais filtrants artificiels sont des systèmes

écologiques, durables et efficaces pour traiter des effluents de serres. Toutefois, l’ajout

d’une source de carbone organique et la présence d’une végétation semblent être essentiels

pour augmenter l’efficacité des marais à traiter l’eau très chargée en sels minéraux.

Lors de notre expérimentation en serre en 2008, nous avons vérifié quelle était la meilleure

dose en carbone organique à ajouter dans des marais filtrants à flux horizontal pour traiter

efficacement une concentration en sels minéraux donnée. Aussi, nous avons comparé

l’efficacité à éliminer les éléments minéraux des marais C+ et des marais C-. En plus, nous

avons comparé deux types de monoculture et un témoin sans plante parmi les ssh. Les

résultats de cette expérimentation en 2008 ont démontré qu’un ratio C:N au-dessus de 5

était bénéfique pour une dégradation satisfaisante des NO3- présents dans l’affluent. Par

conséquent, la concentration optimale en carbone organique ajouté dans nos ssh n’a pas été

atteinte. Les concentrations en NO3- et en PO4

3- obtenues à la sortie des marais ont été au-

dessus de la concentration minérale maximale permise dans l’eau de surface au Québec.

D’autre part, les émissions en N2O étaient de plus en plus élevées lorsque nous

augmentions la concentration en NO3- et ceux-ci étaient davantage élevés dans les marais

C+ comparativement aux marais C-. Lors d’une prochaine étude, la concentration en

carbone organique apportée aux marais devra être réévaluée afin d’obtenir une meilleure

dénitrification des NO3- et de diminuer les émissions en N2O. D’autre part, T. latifolia

semble être la mieux adaptée et résistante à des charges élevées en SO42-

comparativement

au P. australis, car des concentrations en sulfates supérieures à 45 mg SO42-

L-1

peuvent

être toxiques pour P. australis.

121

Suite à notre expérimentation en serre en 2008, nous avons élaboré notre seconde

expérimentation en serre en 2009 dans laquelle nous avons comparé trois types de marais

filtrants (sh végétalisés de E. crassipes, ssh et ssv végétalisés de T. latifolia) pour leur

efficacité à éliminer les éléments minéraux et leur impact sur les émissions de gaz à effet de

serre. Parmi les trois types de marais à l’essai, les ssh semblent être les mieux adaptés pour

traiter des effluents d’une culture de tomates en serre conventionnelle qui sont très riches en

NO3- et PO4

3-. Toutefois, les concentrations en ions NO3

- et PO4

3- s’avèrent supérieures aux

valeurs maximales permises dans l’eau de surface au Québec lorsqu’une seule

cellule/compartiment est utilisée. De même, les ssh ont émis des concentrations plus

élevées en N2O comparativement aux ssv. Toutefois, les ssh ont émis moins de N2O que les

sh. Les conditions anaérobies et un apport insuffisant en carbone organique seraient en

cause. Néanmoins, les ssh semblent être le système le plus équilibré entre son efficacité à

traiter les éléments minéraux présents dans les effluents d’une culture de tomates et ses

émanations de gaz à effets de serre comparativement aux sh et ssv. Par rapport à la

végétation, nous avons observé que le développement de E. crassipes dans les sh s’était

détérioré au cours de l’expérience en 2009. Nous supposons que l’accumulation en NO2-

dans les sh a atteint un niveau toxique pour E. crassipes. Encore une fois, T. latifolia a

démontré une bonne tolérance à une forte concentration minérale retrouvée dans les ssh et

ssv. Enfin, les marais surfaciques seraient peut-être à proscrire pour le traitement des

effluents à fortes charges en ions minéraux. Malgré leur potentiel à éliminer le NO3-, PO4

3-,

et Mn2+

les marais surfaciques ont un effet néfaste sur l’environnement et sur la santé de la

population étant donné que nous avons mesuré des émissions en N2O et des concentrations

en NO2- très élevés dans ce système.

Enfin, lors de notre expérimentation dans un milieu commercial durant l’année 2008 et

2009, nous avons évalué l’efficacité de trois ssv en série à traiter des effluents générés par

une culture de tomates en serre. De plus, nous avons observé le potentiel de traitement par

le système à trois marais en série pour les quatre saisons rencontrées au Québec. Les

résultats démontrent qu’un système à trois marais en série permet d’éliminer la majorité des

sels minéraux présents dans l’eau usée en dessous des limites exigées pour l’eau de surface

au Québec. De plus, ces observations démontrent que la construction d’au moins trois

122

marais en série est essentielle pour un traitement adéquat des éléments minéraux. Toutefois,

la réduction des NO3- par un système à trois ssv en série n’est pas complète (100%)

comparativement à d’autres éléments. D’ailleurs, durant l’expérimentation en serre en 2009

nous avons remarqué que les ssv étaient moins adaptés à réduire les NO3- comparativement

aux ssh. D’autre part, les résultats démontrent que le traitement des effluents est réalisable

autant en hiver qu’en été. Dans le cas des ssv, un système de distribution d’eau à la surface

du marais pour l’été et un autre sous la surface du sol pour l’hiver est à prendre en

considération lors de la construction de ce système dans les régions nordiques.

Dans le cadre d’expérimentations futures, le HRT, la quantité de carbone organique à

ajouter devront être optimisés afin d’améliorer la réduction des émissions de N2O. De plus,

d’autres expériences devront être effectuées sur l’usage d’une source de carbone organique

autre que le saccharose, afin que cet élément soit plus accessible et moins coûteux aux

producteurs en serre. D’autre part, des études sur les performances à éliminer les différents

éléments minéraux et à diminuer les émissions de gaz à effets de serre par la combinaison

de plusieurs marais en série (par exemple ssh-ssh-ssv, ssh-ssh-ssh, ssh-ssh-ssv-ssh) devront

être réalisées. Enfin, la densité racinaire, l’apport en carbone organique et en oxygène par

les exsudats racinaires des plantes devront être pris en considération dans de prochaines

études afin d’améliorer l’interprétation des données.

En somme, les ssh végétalisés de T. latifolia et avec un apport en carbone organique

semblent être une avenue très prometteuse pour le traitement des effluents enrichis en

éléments minéraux, dont les NO3-. De plus, la mise en place d’un système de plusieurs

marais en série serait plus adaptée aux traitements d’eaux usées enrichies en sels minéraux

et permettrait de ralentir le vieillissement du système. Dans l’optique du développement

durable, un système fermé serait de mise afin de recycler l’eau utilisée. L’eau traitée par les

marais serait à nouveau utilisée dans le système d’irrigation. Dans ce cas, le producteur en

serre diminuerait ses intrants fertilisants et diminuerait la quantité d’eau. De plus, le

substrat (du sable à particules fines) saturé en phosphore pourrait servir de fertilisant. Par

contre, beaucoup de recherches devront être réalisées, dont l’extermination des

123

microorganismes pathogènes et le rééquilibre ionique dans la solution d’irrigation, afin de

préserver la culture exploitée saine et productive.

BIBLIOGRAPHIE

Adam, G. & Duncan, H. 2001. Development of a sensitive and rapid method for the

measurement of total microbial activity using fluorescein diacetate (FDA) in a range of

soils. Soil Biology and Biochemistry 33: 943-951.

Allen, W. C., Hook, P. B., Biederman, J. A. & Stein, O. R. 2002. Temperature and wetland

plant species effects on wastewater treatment and root zone oxidation. Environmental

Quality 31: 1010-1016.

Allison, S. D. & Vitousek, M. V. 2005. Responses of extracellular enzymes to simple and

complex nutrient inputs. Soil Biology and Biochemistry 37 (5): 937-944.

Armstrong, W., Armstrong, J. & Beckett, P. M. 1990. Measurement and modelling of oxygen

release from roots of Phragmites australis. In : Cooper PF, Finlater BC, editors. The use of

construted wetlands in water pollution control. Oxford : Pergamon, pp. 41-51.

Baker, L. A. 1998. Design considerations and applications for wetland treatment of high-nitrate

waters. Water Science and Technology 38 (1): 389-395.

Bavor, H. J., Roser, D. J. & Adcock, P. W. 1995 Challenges for the development of Advanced

constructed wetlands technology. Water Science and Technology 32 (3): 13-20.

Bendix, M., Tornbjerg, T. & Brix, H. 1994. Internal gas transport in Typha latifolia L. and

Typha angustifolia L.1. Humidity-induced pressurization and convective through flow.

Aquatic Botany 49: 75-89.

Brix, H., Sorrell, B. K. & Orr, P. T. 1992. Internal pressurisation and convective gas flow in

some emergent freshwater macrophytes. Limnology Oceanography 37: 1420-1433.

Brix, H. 1997. Do macrophytes play a role in constructed treatment wetlands? Water Science

and Technology 35 (5): 11-17.

Brunet, J. F. 2000. Drainages Miniers Acides : Contraintes et remèdes et l’état des

connaissances. Rapport BRGM/RP-50504-FR, pp. 299.

Burgoon, P. S., Kadlec, R. H. & Henderson, M. 1999. Treatment of potato processing

wastewater with engineered natural systems. Water Science and Technology 40 (3): 211-

215.

126

CCSE (Centre de conservation des sols et de l’eau de l’Est du Canada.). Cadre législatif et

politique concernant la gestion des éléments nutritifs. [En ligne]

http://www.ccse-swcc.nb.ca/publications/francais/gen/CA-3FR.pdf Page consultée le 22

novembre 2008.

Copper, P. 1999. A review of the design and performance of vertical-flow and hybrid reed bed

treatment systems. Water Science and Technology 40 (3): 1-9.

Copper, P. F., McBarnet, W., O’Donnell, D., McMahon, A., Houston, L. & Brian, M. 2010.

The treatment of run-off from a fertiliser plant for nitrification, denitrification and

phosphorus removal by use of constructed wetlands: a demonstration study. Water Science

and Technology 61 (2): 355-363.

CRAAQ, 2005. Colloque sur la serriculture. [En ligne]

http://www.agrireseau.qc.ca/legumesdeserre/documents/Grimm_Albert_AAC.pdf

Page consultée le 22 novembre 2008.

Del Bubba, M., Arias, C. A. & Brix, H. 2003. Phosphorus adsorption maximum of sands for

use as media in subsurface flow constructed reed beds as measured by the Langmuir

isotherm. Water Research 37: 3390-3400.

Environnement Canada. 2003. La formation de la glace de mer. [En ligne] http://ice-

glaces.ec.gc.ca/app/WsvPageDsp.cfm?ID=10162&Lang=fre. Page consultée le 11 octobre

2010.

Faulwetter, J. L., Gagnon, V., Sundberg, C., Chazarenc, F., Burra, M. D., Brisson, J., Campera,

A.K. & Steina, O.R. 2009. Microbial processes influencing performance of treatment

wetlands: A review. Ecological Engineering 35: 987-1004.

Fontenot, Q., Bonvillain, M., Kilgen, M. & Boopathy, R. 2007. Effects of temperature, salinity,

and carbon: nitrogen ratio on sequencing batch reactor treating shrimp aquaculture

wastewater. Bioresource Technology 98: 1700-1703.

Fortin, D., Goulet, R. & Roy, M. 2000. Seasonal cycling of Fe and S in a constructed wetland:

the role of sulfate-reducing bacteria. Geomicrobiology Journal 17: 221-235.

Fraser, L. H., Carty, S. M. & Steer, D. 2004. A test of four plant species to reduce total

nitrogen and total phosphorus from soil leachate in subsurface wetland microcosms.

Bioresource Technology 94 (2): 185-192.

Gagnon, V., Chazarenc, F., Comeau, Y. & Brisson, J. 2007. Influence of macrophyte species

on microbial density and activity in constructed wetlands. Water Science and Technology

56 (3): 249-254.

Garcia, J., Ojeda, E., Sales, E., Chico, F., Piriz, T., Aguirre, P. & Mujeriego, R. 2003. Spatial

variations of temperature, redox potential, and contaminants in horizontal flow reed beds.

Ecological Engineering 21: 129-142.

http://www.ccse-swcc.nb.ca/publications/francais/gen/CA-3FR.pdf

http://www.agrireseau.qc.ca/legumesdeserre/documents/Grimm_Albert_AAC.pdf

http://ice-glaces.ec.gc.ca/app/WsvPageDsp.cfm?ID=10162&Lang=fre

http://ice-glaces.ec.gc.ca/app/WsvPageDsp.cfm?ID=10162&Lang=fre

127

Gelfand, I. & Yakir, D. 2008. Influence of nitrite accumulation in association with seasonal

patterns and mineralization of soil nitrogen in a semi-arid pine forest. Soil Biology and

Biochemistry 40: 415-424.

Gersberg, R. M., Elkins, B. V. & Goldman, C. R. 1984. Use of artificial wetlands to remove

nitrogen from wastewater. Journal of the Water Pollution Control Federation 56: 152-156.

Ghosh, D. & Gopal, B. 2010. Effect of hydraulic retention time on the treatment of secondary

effluent in subsurface flow constructed wetland. Ecological Engineering 36: 1044-1051.

Gianfreda, L. & Rao, M. A. 2004. Potential of extra cellular enzymes in remediation of

polluted soils: a review. Enzyme and Microbial Thechnology 35: 339-354.

Gouvernement du Québec. 2002. Guide pour l’étude des techonologies conventionnelles de

traitement des eaux usées d’origine domestique. Ministère de Développement durable,

Environnement et Parcs. [En ligne]

http://www.mddep.gouv.qc.ca/eau/eaux-usees/domestique/chapitre5.htm.

Page consultée le 13 octobre 2010.

Gruyer, N., Dorais, M., Alsanius, B. & Zagury, G. J. 2010. Simultaneous removal of sulfate

and nitrate from greenhouse effluent by artificial wetland. Water Research. In press.

Gui, P., Inamori, R., Matsumura, M. & Inamori, Y. 2007. Evaluation of constructed wetlands

by wastewater purification ability and greenhouse gas emissions. Water Science and

Technology 56 (3): 49-55.

Gutknecht, J. L. M., Goodman, R. M. & Balser, T. C. 2006. Linking soil process and microbial

ecology in freshwater wetland ecosystems. Plant Soil 289: 17-34.

Hadad, H .R., Maine, M. A. & Bonetto, C. A. 2006. Macrophyte growth in a pilot-scale

constructed wetland for industrial wastewater treatment. Chemosphere 63: 1744-1753.

Havlin, J. & Soltampson, P. 1980. A nitric acid plant tissue digest method for use with

inductively coupled plasma spectroscopy. Communication in Soil Science and Plant

Analysis 11 (10) : 969-980.

Hopking, W. G. 2003. Physiologie végétale. Deuxième Édition. De Boek Université, Paris, pp

532.

Isaac, R. A. & Johnson, W. C. 1976. Determination of total nitrogen in plant tissue, using a

block digestor. Journal of the Association of Official Analytical Chemists 59 (1): 89-100.

Jackson, L. M. & Myers, J. E. 2002. Evaluation of subsurface flow wetlands vs. free-water

surface wetlands. Treating NPR-3 produced water - Year No.2. Prepared for the United

States department of energy/rocky mountain oilfield testing center. DOERMOTC-020144,

pp. 15.

http://www.mddep.gouv.qc.ca/eau/eaux-usees/domestique/chapitre5.htm

128

Jayaweera, M. W. & Kasturiarachchi, J. C. 2004. Removal of nitrogen and phosphorus from

industrial wastewaters by phytoremediation using water hyacinth (Eichhornia crassipes

(Mart.) Solms). Water Science and Technology 50 (6): 217-225.

Jayaweera, M. W., Kasturiarachchi, J. C., Kularatne, R. K. A. & Wijeyekoon, S. L. J. 2008.

Contribution of water hyacinth (Eichhornia crassipes (Mart.) Solms) grown under different

nutrient conditions to Fe-removal mechanisms in constructed wetlands. Journal of

Environmental Management 87: 450-460.

Jenssen, P. D., Maehlum, T. & Zhu, T. 1996. Design and performance of subsurface flow

constructed wetlands in Norway. In Constructed wetlands in cold climates. Proceedings of

the symposium held at the Niagara-on-the-Lake, Ontario, Canada, June 4-5.

Jenssen, P. D., Mæhlum, T., Krogstad, T. & Vralee, L. 2005. High performance constructed

wetlands for cold climates. Journal of Environmental Science and Health 40: 1343-1353.

Jespersen, D. N., Sorrell, B. K. & Brix, H. 1998. Growth and root oxygen release by Typha

latifolia and its effects on sediment methanogenesis. Aquatic Botany 61: 165-180.

Jia, W., Zhang, J., Wu, J., Xie, H. & Zhang, B. 2010. Effect of intermittent operation on

contaminant removal and plant growth in vertical flow constructed wetlands: a microcosm

experiment. Desalination 262: 202-208.

Jing, D-b. & Hu, H-y. 2010. Chemical oxygen demand, nitrogen, and phosphorus removal by

vegetation of different species in pilot-scale subsurface wetlands. Environmental

Engineering Science 27 (3): 247-253.

Johansson, A. E., Klemedtsson, A. K., Klemedtsson, L. & Svensson, B. H., 2003. Nitrous

oxide exchanges with the atmosphere of a constructed wetland treating wastewater.

Parameters and Implications for Emission Factors. Tellus 55B: 737-750.

Johansson, A. E., Gustavsson, A. M., Quist, M. G. O. & Svensson, B. H. 2004. Methane

emissions from a constructed wetland treating wastewater-seasonal and spatial distribution

and dependence on edaphic factors. Water Research 38: 3960 -3970.

Kadlec, R. H. & Knight, R.L. 1996. Treatment Wetlands. Lewis Publishers, USA, pp 893.

Kadlec, R. H., Knight, R. L. & Vymazal, J. 2000. Constructed wetlands for pollution control:

processes, performance, design and operation. Scientific and Technical Report n°8. IWA

Publishing, London, pp 156.

Kadlec, R. H. & Wallace, S. D., 2009. Treatment Wetlands. Second edition. CRC Press, USA,

pp 1016.

Kern, J. & Idler, C. 1999. Treatment domestic and agricultural wastewater by reed bed

systems. Ecological Engineering 12: 13-25.

129

Kim, S. Y. & Geary, P. M. 2001. The impact of biomass harvesting on phosphorus uptake by

wetland plants. Water Science and Technology 44: 61-67.

Klaring, H. P. 2001. Strategies to control water and nutrient supplies to greenhouse crops. A

review. Agronomy 21: 311-321.

Klemedtsson, L., Svensson, B. H. & Rosswall, T. 1987. Dinitrogen and nitrous oxide produced

by denitrification and nitrification in soil with and without barley plants. Plant and Soil 99:

303-319.

Klomjek, P. & Nitisoravut, S. 2005. Constructed treatment wetland: a study of eight plant

species under saline conditions. Chemosphere 58: 585-593.

Kozub, D. D. & Liehr, S. K. 1999. Assessing denitrification rate limiting factors in a

constructed wetlands receiving landfill leachate. Water Science and Technology 40 (3): 75-

82.

Kularatne, R. K. A., Kasturiarachchi, J. C., Manatunge, J. M. A. & Wijeyekoon, S. L. J. 2009.

Mechanisms of Manganese Removal from Wastewaters in Constructed Wetlands

Comprising Water Hyacinth (Eichhornia crassipes (Mart.) Solms) Grown under Different

Nutrient Conditions. Water Environment Research 81 (2): 165-172.

Langergraber, G. 2008. Modeling of processes in subsurface flow contructed wetlands: A

Review. Vandose Zone Journal. [En ligne] www.vadosezonejournal.org Vol.7, No. 2.

Page consultée le 20 mars 2009.

Lee, B. H. & Scholz, M. 2007. What is the role of Phragmites australis in experimental

constructed wetland filters treating urban runoff? Ecological Engineering 29: 87-95.

Li, S., Lissner, J., Mendelssohn, I. A., Brix, H., Lorenzen, B., McKee, K. L. & Miao, S. 2010.

Nutrient and growth responses of cattail (Typha domingensis) to redox intensity and

phosphate availability. Annals of Botany 105: 175-184.

Liao, S. W. & Chang, W. L. 2004. Heavy metal phytoremediation by water hyacinth at

constructed wetlands in Taiwan. Aquatic Plant Management 42: 60-68.

Lin, Y, F., Jing, S. R., Wang, T. W. & Lee, D. Y. 2002. Effects of macrophytes and

external carbon sources on nitrate removal from groundwater in constructed wetlands.

Environmental Pollution 119: 413-420.

Liu, B., Morkved, P. T., Frosteg, A. & Bakken, A. R. 2010. Denitrication gene pools,

transcription and kinetics of NO, N2O and N2 production as affected by soil pH. FEMS

Microbiology Ecology 72: 407-417.

Liu, C., Xu, K., Inamori, R., Ebie, Y., Liao, J. & Inamori, Y. 2009. Pilot-scale studies of

domestic wastewater treatment by typical constructed wetlands and their greenhouse gas

http://www.vadosezonejournal.org/

130

emissions. Frontiers of Environmental Science and Engineering in China 3 (4): 477-482.

Lu, S., Hu, H., Sun, Y. & Yang, J. 2009. Effect of carbon source on the denitrification in

constructed wetlands. Journal of Environmental Sciences 21: 1036-1043.

Maine, M. A., Sune, N., Hadad, H., Sanchez, G. & Bonetto, C. 2007. Removal efficiency of a

constructed wetland for wastewater treatment according to vegetation dominance.

Chemosphere 68: 1105-1113.

Maltais-Landry, G., Maranger, R., Brisson, J. & Chazarenc, F. 2009a. Greenhouse gas

production and efficiency of planted and artificially aerated constructed wetlands.

Environmental Pollution 157: 748-754.

Maltais-Landry, G., Maranger, R. & Brisson, J. 2009b. Effect of artificial aeration and

macrophyte species on nitrogen cycling and gas flux in constructed wetlands. Ecological

Engineering 35: 221-229.

Marks, B. W. 2010. The effects of salinity on nitrogen cycling in wetland soils and sediments

of the Breton Sound estuary, LA. A thesis. The department of oceanography and coastal

sciences. Faculty of the Louisiana State University and Agricultural and Mechanical

College. B.S., Louisiana State University, 2007.

Martikainen, P. J., Nykänen, H., Crill, P. & Silvola, J. 1993. Effect of lowered water table on

nitrous oxide fluxes from northern peatlands. Nature 366: 51-53.

Martin, C. D. & Johnson, K. D. 1995. The use or extented aeration and in-series surface-flow

wetlands for landfill leachate treatment. Water Science and Technology 32 (3): 119-128.

Mays, P. A. & Edwards, G.S. 2001. Comparison of heavy metal accumulation in a natural

wetland and constructed wetlands receiving acid mine drainage. Ecological Engineering

16: 487-500.

McCarty, G. W., Mookherji, S. & Angier, J. T. 2007. Characterization of denitrification activity

in zones of groundwater exfiltration within a riparian wetland ecosystem. Biology and

Fertility of Soils 43: 691-698.

Merlin, G., Sedilot, C., Herbert, N. & Grasselly, D. 2002. Treatment of tomato greenhouses

drainage solutions by experimental constructed wetlands. CTIFL, pp. 526 -533.

Metcalf, A. & Eddy, M. S. 1991. Wastewater Engineering : Treatment, Disposal and Reuse, 3rd

eds, revised by Tchobanoglous G. Burton F.L., New York, pp. 1334.

Ministère Développement Durable, Environnement et des Parcs. 2002. Critères de qualité de

l’eau de surface au Québec. Gouvernement du Québec. [En ligne]

http://www.mddep.gouv.qc.ca/eau/criteres_eau/index.asp Page consultée le 22 novembre

2010.

http://www.mddep.gouv.qc.ca/eau/criteres_eau/index.asp

131

Ministère Développement Durable, Environnement et des Parcs. 2006a. Méthode d’analyse:

Détermination de la demande chimique en oxygène dans les effluents: méthode de reflux en

système fermé suivi d'un dosage par colorimétrie avec le bichromate de potassium (MA.

315-DCO 1.0). Édition : 1999-03-02. Centre d’expertise en analyse environnementale du

Québec. Gouvernement du Québec, pp. 12.

Ministère Développement Durable, Environnement et des Parcs. 2006b. Détermination de la

demande biochimique en oxygène: méthode électrométrique (MA. 315 – DBO 1.1). Édition

: 2006-09-26. Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec. Gouvernement

du Québec, pp. 11.

Mitsch, W. J. & Gosselink, J. G., 2000.Wetlands, 3rd ed. VanNostrand Reinhold Co., New

York, USA, xiii, pp. 539. Cité dans Faulwetter, et al., 2009.

Münch, C., Kuschk, P. & Röske, I. 2005. Root stimulated nitrogen removal: only a local effect

or important for water treatment? Water Science and Technology 51 (9): 185-192.

Murphy, J. & Riley, J. P. 1962. A modified method for the determination of phosphate in

natural water. Analytica Chimica Acta 27: 31-36.

O’Hogain, S. 2003. The design, operation and performance of a municipal hybrid reed bed

treatment system. Water Science and Technology 48 (5): 119-126.

Omafra, 2008. Ministère de l’agriculture, de l’alimentation et des affaires rurales. [En ligne]

http://www.omafra.gov.on.ca/french/environment/hort/grhouse.htm. Page consultée le 22

novembre 2008.

Osem, Y., Chen, Y., Levinson, D. & Hadar, Y. 2007. The effects of plant roots on microbial

community structure in aerated wastewater-treatment reactors. Ecological Engineering 29:

133-142.

Paranychianakis, N. V., Angelakis, A. N., Leverenz, H. & Tchobanoglous, G. 2006. Treatment

of wasterwater with slow rate systems: A review of treatment processes and plant

functions. Environmental Science and Technology 36: 187-259.

Park, N., Lee, J., Chon, K., Kang, H. & Cho, J. 2009. Investigating microbial activities of

constructed wetlands with respect to nitrate and sulfate réduction. Desalination and Water

Treatment 1: 172-179.

Patricia, A. M. A., Robertson L. A. & Kuenen J. G. 1995. Nitrification and denitrification by

Thiosphaera pantotropha in aerobic chemostat cultures. FEMS Microbiology Ecology 18:

305-316.

Paul, E. A. & Clark, F. E. 1996. Soil microbiology and biochemistry. Second Edition,

Academic Press, San Diego, California, pp 340.

Pennock, D., Yates, T., Bedard-Haughn, A., Phipps, K., Farrell, R. & McDougal, R. 2010.

http://www.omafra.gov.on.ca/french/environment/hort/grhouse.htm

132

Landscape controls on N2O and CH4 emissions from freshwater mineral soil wetlands of

the Canadian Prairie Pothole region. Geoderma 155: 308-319.

Picard, C. R., Fraser, L. H. & Steer, D. 2005. The interacting effects of temperature and plant

community type on nutrient removal in wetland microcosms. Bioresource Technology 96

(9): 1039-1047.

Posgate, J. R. 1984. The sulphate reducing bacteria. Second Edition, Cambridge University

Press, Cambridge, pp. 31-32.

Pries, J. H. 1996. Constructed wetland treatment systems in Canada. In Constructed wetlands

in cold climates. Proceedings of the symposium held at the Niagara-on-the-Lake, Ontario,

Canada, June 4-5.

Prystay, W. & Lo, K. V. 2001. Treatment of greenhouse wastewater using constructed

wetlands. Journal of Environmental Science and Health 36 (3): 341-353.

Qitao, Y., Chinhyu, H. & Youngchul, K. 2009. Modeling nitrogen removal in water hyacinth

ponds receiving effluent from waste stabilization ponds. Ecological Engineering 35 (1): 75-

84.

Reddy, K. R., Wetzel, R. G. & Kadlec, R. H. 2005. Biochemistry of phosphorus in wetlands.

Sims, J. T., Sharpley, A. N. (Editors). Phosphorus: agriculture and environment. Madison,

Wisconsin, USA Publisher. Agronomiy No. 26, pp. 263-316.

Reddy, K. R. & DeLaune, R. D., 2008. Biogeochemistry of wetlands. Science and

Applications, CRC Press, USA, pp 774.

Robertson, L. A., Van Niel, E. W. J., Torremans, R. A. M. & Kuenen J. G. 1988. Simultaneous

nitrification and denitrification in aerobic chemostat cultures of Thiosphaera pantotropha.

Applied and Environmental Microbiology 54 (11): 2812-2818.

Robertson, L. A., Cornelisse, R., De Vos, P., Hadioetomo, R. & Kuenen, J. G. 1989. Aerobic

denitrification in various heterotrophic nitrifiers. Antonie van Leeuwenhoek 56: 289-299.

Rochette, P. & Bertrand, N. 2008. Soil-surface gas emissions. In: Soil sampling and methods of

analysis (eds M. Carter and E.G. Gregorich). CRC Press, Boca Raton, FL, pp. 851-861.

Rochette, P., Tremblay, N., Fallon, E., Angers, D. A., Chantigny, M. H., MacDonald J. D.,

Bertrand, N. & Parent, L. É. 2010. N2O emissions from an irrigated and non-irrigated

organic soil in eastern Canada as influenced by N fertilizer addition. European Journal of

Soil Science 61: 186-196.

Rousseau, J. P. L., Lessage, E., Story, A., Vanrolleghem, P. A. & De Pauw, N. 2008.

Constructed wetlands for water reclamation. Desalination 218: 181-189.

Rückauf, U., Augustin, J., Russow, R. & Merbach, W., 2004. Nitrate removal from drained and

133

reflooded fen soils affected by soil N transformation processes and plant uptake. Soil

Biology and Soil Biochemistry 36: 77-90.

Rustige, H. & Nolde, E. 2007. Nitrogen elimination from landfill leachates using an extra

carbon source in subsurface flow constructed wetlands. Water Science and Technology 56

(3): 125-133.

Seo, D. C., Cho, J. S., Lee, H. & Heo, J. S. 2005. Phosphorus retention capacity of filter media

for estimatingthe longevity of constructed wetland. Water Research 39: 2445-2457.

Seo, D. C., Hwang S. H., Kim, H. J., Cho J. S., Lee H. J., DeLaune R. D., Jugsujinda A., Lee

S. T., Seo J. Y. & Heo J. S. 2008. Evaluation of 2- and 3-stage combinations of vertical and

horizontal flow constructed wetlands for treating greenhouse wastewater. Ecological

Engineering 32: 121-132.

Scholz, M. & Xu, J. 2001. Performance comparison of experimental constructed wetlands with

different filter media and macrophytes treating industrial wastewater contaminated with

lead and copper. Bioresource Technology 83 (2): 71-79.

Scholz, M. & Lee, B-H. 2005. Construted wetlands: a review. International Journal of

Environmental Studies 62 (4): 421-447.

Scholz, M. 2006. Wetland systems to control urban runoff. Elsevier, Amsterdam, The

Netherlands, pp. 333.

Schwarz, D., Heinen, M. & Van Noordwijk, M. 1995. Rooting characteristics of lettuce grown

in irrigated sand beds. Plant and Soil 176: 205-217.

Shackle, V. J., Freeman, C. & Reynolds, B. 2000. Carbon supply and the regulation of enzyme

activity in constructed wetlands. Soil Biology and Biochemistry 32: 1935-1940.

Sleytr, K., Tietz, A., Langergraber, G. & Haberl, R. 2007. Investigation of bacterial removal

during the filtration process in constructed wetlands. Science of the Total Environment 380:

173-180.

Sorrell, B. K. & Armstrong, W. 1994. On the difficulties of measuring oxygen release by root

systems of wetlands plants. Journal of Ecology 82: 177-183.

Sovik, A. K., Augustin, J., Heikkinen, K., Huttunen, J. T., Necki, J. M., Karjalainen, S. M.,

Klove, B., Liikanen, A., Mander, Ü., Puustinen, M., Teiter, S. & Wachniew, P. 2006.

Emission of the greenhouse gas nitrous oxide and methane from construted wetlands in

Europe. Journal of Environmental Quality 35: 2360-2373.

Stadmark, J., Seifert, A. G. & Leonardson, L. 2009. Transforming meadows into free surface

water wetlands: Impact of increased nitrate and carbon loading on greenhouse gas

production. Atmospheric Environment 43: 1182-1188.

134

Statistiques Canada. 2005. Les Quotidiens. Étude : Des légumes technos : l’industrie en plein

essor des légumes de serre. [En ligne]

http://www.statcan.ca/Daily/Francais/050322/q050322e.htm Page consultée le 30

septembre 2009.

Statistique Canada. 2010. Les industries des cultures de serre, des gazonnières et des

pépinières. [En ligne]

http://www.agrireseau.qc.ca/Legumesdeserre/navigation.aspx?r=Statistique%20Canada

Page consultée le 14 décembre 2010.

Stein, O. R. & Hook, P. B. 2005. Temperature, plants, and oxygen: How does season affect

contructed wetland performance? Journal of Environmental Science and Health 40: 1331-

1342.

Stottmeister, U., Wie ner, A., Kuschk, P., Kappelmeyer, U., Kästner, M., Bederski, O., Müller,

R. A. & Moormann, H. 2003. Effects of plants and microorganisms in constructed wetlands

for wastewater treatment. Biotechnology Advances 22: 93-117.

Tang, X. Q., Huang, S. L. & Fciwem, M. S. 2009. Comparison of phosphorus removal between

vertical subsurface flow constructed wetlands with different substrates. Water and

Environment Journal 23: 180-188.

Tanner, C. C., Clayton, J. S. & Upsdell, M. P. 1995. Effect of loading rate and planting on

treatment of dairy farm wastewaters in constructed wetlands: II. Removal of nitrogen and

phosphorus. Water Ressources 29: 27-34.

Tanner, C. C. 1996. Plants for constructed wetland treatment systems – a comparison of the

growth and nutrient uptake of eight emergent species. Ecological Engineering 7: 53-83.

Thable, T. S. 1984. Einbau und Abbau von Stickstoffverbindungen aus Abwasser in der

Wurzelraumanlage Othfresen, Dissertation, Gesamthochschule Kassel, Universität Hessen.

Cité dans Stottmeister et al., 2003.

Tiedje, J. M. 1988. Ecology of denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonia.

In A. J. B. Zehnder (ed.) Biology of anaerobic microorganisms. Wiley, New York, pp. 197-

244.

Tietz, A., Langergraber, G., Watzinger, A., Haberl, R. & Kirschner, A. K. T. 2008. Bacterial

carbon utilization in vertical subsurface flow constructed wetlands. Water Research 42:

1622-1634.

Toet, S., Huibers, L. H. F. A., Van Logtestijn, R. S. P. & Verhoeven, J. T. A. 2003.

Denitrification in the periphyton associated with plant shoots and in the sediment of a

wetland system supplied with sewage treatment plant effluent. Hydrobiologia 501: 29-44.

Ugwuegbu, B. U., Prasher, S. O., Ahmad, D. & Dutilleul, P. 2001. Bioremediation of residual

fertilizer nitrate: II. Soil redox potential and soluble iron as indicators of soil health during

http://www.statcan.ca/Daily/Francais/050322/q050322e.htm

http://www.agrireseau.qc.ca/Legumesdeserre/navigation.aspx?r=Statistique%20Canada

135

treatment. Journal of Environmental Quality 30: 11-18.

Vacca, G., Wand, H., Nikolausz, M., Kuschk, P. & Kästner, M. 2005. Effect of plants and filter

materials on bacteria removal in pilot-scale constructed wetlands. Water Research 39 (7):

1361-1373.

VanderZaag, A. C., Gordon, R. J., Burton, D. L., Jamieson, R. C. & Stratton, G. W. 2010.

Greenhouse gas emissions from surface flow and subsurface flow constructed wetlands

treating dairy wastewater. Journal of Environment Quality 39: 460-471.

Vitre, A. 2003. Gestion des effluents et déchets des cultures légumières. [En ligne]

http ://www.agrireseau.qc.ca/legumesdeserre/Documents/Gestion%20Effluents%20de%20s

erre.pdf. Page consultée le 22 novembre 2008.

Vymazal, J. 2001. Types of constructed wetlands for wastewater treatment: Their potential for

nutrient removal. In Vymazal, J. (Editor), Transformations of nutrients in natural and

constructed wetlands, Backhuys Publishers, Leiden, The Netherlands, pp. 1-93.

Vymazal, J. 2002. The use of sub-surface constructed wetlands for wastewater treatment in the

Czech Republic: 10 years experience. Ecological Engineering 18: 633-646.

Vymazal, J. 2005a. Constructed wetlands for wastewater treatment. Ecological Engineering

25: 475-477.

Vymazal, J. 2005b. Horizontal sub-surface flow and hybrid constructed wetlands systems for

wastewater treatment. Ecological Engineering 25: 478-490.

Vymazal, J. 2007. Removal of nutrients in various types of constructed wetlands. Sciences of

the Total Environnement 380: 48-65.

Vymazal, J. & Kröpfelova, L. 2008. Wastewater treatment in construction wetlands with

horizontal sub-surface flow (Ressource électronique). Springer Science. Czech Republic.

Environmental Pollution, volume 14, pp. 566. [En ligne]

http://www.scribd.com/doc/6888132/Wastewater-Treatment-in-Constructed-Wetlands-

with-Horizontal-SubSurface-Flow. Page consultée le 11 juillet 2010.

Vymazal, J. 2008a. Constructed wetlands, Suburface flow. Ecological Engineering, pp. 748-

764.

Vymazal, J. 2008b. Constructed wetlands, Surface flow. Ecological Engineering, pp. 765-776.

Vymazal, J. 2010. Constructed wetlands for wastewater treatment: five edimen of

ediments . Environmental Science and Technology. Vol. xxx, No. xx, XXXX: 000-000.

Wallace, S. D., Parking, G. & Cross, C. 2001. Cold climates wetlands: Design and

performance. Water Science and Technology 44 (11-12): 259-265.

http://www.agrireseau.qc.ca/legumesdeserre/Documents/Gestion%20Effluents%20de%20serre.pdf

http://www.agrireseau.qc.ca/legumesdeserre/Documents/Gestion%20Effluents%20de%20serre.pdf

http://www.scribd.com/doc/6888132/Wastewater-Treatment-in-Constructed-Wetlands-with-Horizontal-SubSurface-Flow

http://www.scribd.com/doc/6888132/Wastewater-Treatment-in-Constructed-Wetlands-with-Horizontal-SubSurface-Flow

136

Wallace, S. D. & Nivala, J. A. 2005. Thermal response of a horizontal subsurface flow wetland

in a cold temperate climate. IWA Specialist Group on the Use of Macrophytes in Water

Pollution Control. Newsletter No. 29.

Weathers, P. J. 1984. N20 Evolution by green algae. Applied and Environmental Microbiology

48 (6): 1251-1253.

Werker, A. G., Dougherty, J. M., McHenry, J. L. & Van Loon, W. A. 2002. Treatment

variability for wetland wastewater treatment design in cold climates. Ecological

Engineering 19 (1): 1-11.

Whitmire, S. L. & Hamilton, S. K. 2005. Rapid removal of nitrate and ediment in freshwater

wetland ediments. Journal of Environmental Quality 34: 2062-2071.

Whitmire, S. L. & Hamilton, S. K. 2008. Rates of anaerobic microbial metabolism in wetlands

of divergent hydrology on a glacial landscape. Wetlands 28 (3): 703-714.

Wie ner, A., Kuschk, P., Kästner, M. & Stottmeister, U. 2002. Abilities of helophyte species to

release oxygen into rhizospheres with varying redox conditions in laboratory-scale

hydroponic systems. International Journal of Phytoremediation 4 (1): 1-15.

Wittgren, H. B. & Maehlum, T. 1997. Wastewater treatment wetlands in cold climates. Water

Science and Technology 35 (5): 45-53.

Wlodarczyk, T., Glinski, J. & Kotowska, U. 2004. N2O emission from mineral soils – Reviews.

Research in Agricultural Engineering 50 (3): 117-122.

Woomer, P. A. 1994. Serology and Conjugation of Antibodies. In R.W. Weaver et al. (eds.)

Methods of Soil Analysis, Part 2. Microbiological and Biochemical Properties. SSSA Book

Series, no. 5. Madison, WI, USA, pp. 59-79.

Wu, J., Zhang, J., Jia, W., Xie, H. & Zhang, B. 2009. Relationships of nitrous oxide fluxes with

water quality parameters in free water surface constructed wetlands. Environmental Science

and Engineering 3 (2): 241-247.

Xia, S. Q., Li, J. Y. & Wang, R. C. 2008. Nitrogen removal performance and microbial

community structure dynamics response to carbon nitrogen ratio in a compact suspended

carrier biofilm reactor. Ecological Engineering 32: 256-262.

Xu, D. F., Xu, J. M., Wu, J. J. & Muhammad, A. 2006. Studies on the phosphorus sorption

capacity of substrates used in constructed wetland systems. Chemosphere 63: 344-352.

Ye, Z. H., Whiting, S. N., Qian, J. H., Lytle, C. M., Lin, Z. Q. & Terry, N. 2001a. Trace

element removal from coal ash leachate by a 10-year-old constructed wetland. Journal of

Environmental Quality 30: 1710-1719.

Ye, Z. H., Whiting, S. N., Lin, Z. Q., Lytle, C. M., Qian, J. H. & Terry, N. 2001b. Removal and

137

distribution of iron, manganese, cobalt, and nickel within a Pennsylvania constructed

wetland treating coal combustion by-product leachate. Journal of Environmental Quality

30: 1464-1473.

Yin, H. & Shen, W. 1995. Using reed beds for winter operation of wetland treatment systems

for waterwater. Water Science and Technology 32 (3): 111-117.

Yu, K. W., Wang, Z. P., Vermoesen, A., Patrick Jr, W. H. & Cleemput, O. V. 2001. Nitrous

oxide and methane emissions from different soil suspensions: effect of soil redox status.

Biology and Fertility of Soils 34: 25-30.

Zehr, J. P. & Ward, B. B. 2002. Nitrogen cycling in the ocean : new perspectives on proceses

and paradigms. Applied and Environmental Microbiology 68 (3): 1015-1024.

Zhao, Y. J., Liu, B., Zhang, W. G., Ouyang, Y. & An, S. Q. 2010. Performance of pilot-scale

vertical-flow constructed wetlands in responding to variation in influent C/N ratios of

simulated urban sewage. Bioresource Technology 101: 1693-1700.

Zhu, T. & Sikora, F. J. 1995. Ammonium and nitrate removal in vegetated and unvegetated

gravel bed microcosm wetlands. Water Science and Technology 32 (3): 219-228.

Zumft, W. G. & Kroneck, P. M. H. 1990. Metabolism of nitrous oxide. In: Revsbech, N.P.,

Sorensen, J. (eds.). Denitrification in soil and sediment. New York, Plenum Press: 37-55.

ANNEXE A

Zones d’élimination des NO3- et des PO4

3- dans un marais

filtrant artificiel

140

Figure A-1. Zones de réduction des NO3

- dans un marais filtrant.

Figure A-2. Zones de réduction des PO4

3- dans un marais filtrant.

ANNEXE B

Expérimentation en serre, 2008 : évolution de la température et

du pH dans un ssh

142

Tableau B-1. Évolution de la température de l’air dans un ssh végétalisé et sans plante

en fonction du temps ± l’écart type, 2008.

Paramètres

Mois

avril 17,31 ± 3,55 19,47 ± 2,26 16,81 ± 2,62

mai 18,91 ± 3,69 19,22 ± 1,59 18,24 ± 2,72

juin 21,03 ± 3,75 21,04 ± 2,10 21,18 ± 2,34

juillet 23,52 ± 4,24 22,72 ± 2,89 22,99 ± 2,29

août 21,87 ± 3,88 21,22 ± 2,80 21,74 ± 2,03

septembre 19,65 ± 3,66 19,50 ± 3,01 19,59 ± 1,94

octobre 16,83 ± 2,28 17,78 ± 1,14 17,11 ± 1,05

Moyenne 19,98 ± 4,28 20,21 ± 2,80 19,75 ± 3,13

°C

Air

°C °C

Plante Sans plante

4,00

4,50

5,00

5,50

6,00

6,50

7,00

7,50

8,00

27‐3 18‐4 10‐5 1‐6 23‐6 15‐7 6‐8 28‐8 19‐9 11‐10

pH

Année 2008

Afflu

e

nt _C‐

P. australis_C‐

T. la folia_C‐

Témoin_C‐

Afflu

e

nt _C+

P. australis_C+

T. la folia_C+

Témoin_C+


5.5 mS cm‐1

2.5 à 5.5 mS cm‐1


1.5 mS cm‐1


Figure B-1. Variation du pH dans l’eau des affluents et des effluents dans un ssh selon

l’espèce de plante utilisée et des traitements sucre (mg saccharose L-1

) durant l’année

2008 (n=5).

ANNEXE C

Expérimentation en serre, 2008 : pourcentage de réduction des

éléments minéraux dans un ssh

144

Tableau C-1. Pourcentage de réduction du NO3- dans un ssh végétalisé de Phragmite

australis, de Typha latifolia et un témoin ssh sans végétation en fonction des

traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes Saccharose CE

mg L‐1 mS cm ‐1 P. australis T. latifolia Témoin

1 à 5 0 1,5 137,5 ± 11,7 92,5 ± 28,8 63,5 ± 28,9 116,6 ± 36,0 33 54 15

6 0 2,5 185,0 ± 31,5 138,9 ± 7,7 64,3 ± 8,7 137,5 ± 48,0 25 65 26

7 0 3,5354,3

±5,4 183,1

±35,0 109,9

±56,1 231,3

±97,2

48 69 35

8 0 4,5 434,3 ± 101,3 254,6 ± 100,8 . ± . 271,7 ± . 41 . 37

9 et 10 0 5,5 484,8 ± 105,8 450,4 ± 52,9 394,7 ± 42,8 448,4 ± 73,0 7 19 8

1 25 1,5 127,2 ± 11,0 50,4 ± 18,8 56,9 ± 5,8 97,4 ± 34,5 60 55 23

2 50 1,5 143,6 ± 16,3 45,6 ± 18,6 48,9 ± 15,0 75,2 ± 46,1 68 66 48

3 100 1,5 111,6 ± 12,4 93,4 ± 24,7 51,5 ± 13,7 84,4 ± 28,2 16 54 24

4 200 1,5 100,5 ± 12,6 91,1 ± 24,7 51,0 ± 20,3 91,6 ± 25,2 9 49 9

5 400 1,5 77,2 ± 45,5 46,4 ± 28,9 14,9 ± 15,6 51,4 ± 34,6 40 81 33

6 400 2,5 117,6 ± 21,1 43,2 ± 11,3 23,3 ± 11,0 52,0 ± 38,8 63 80 56

7 400 3,5 262,8 ± 7,8 101,5 ± 10,0 83,9 ± 36,1 152,5 ± 74,7 61 68 42

8 400 4,5 356,3 ± 69,5 219,6 ± 98,6 177,5 ± 70,2 218,0 ± 98,1 38 50 39

9 400 5,5 393,1 ± 116,3 295,8 ± 46,7 308,5 ± 15,5 312,0 ± 72,2 25 22 21

10 800 5,5 368,2 ± 59,9 359,9 ± 130,9 356,2 ± 141,8 366,1 ± 87,5 2 3 1

Affluent P. australis T. latifolia Témoin

mg NO3‐ L ‐1 mg NO3

‐ L ‐1 mg NO3‐ L ‐1 mg NO3

‐ L ‐1

% Réduction

Tableau C-2. Pourcentage de réduction du NO2

- dans un ssh végétalisé de Phragmite




3 à 5 0 1,5 7,9 ± 2,0 6,5 ± 9,1 1,9 ± 1,0 14,3 ± 21,2 18 76 ‐80

6 0 2,5 28,4 ± 39,8 2,1 ± . 3,1 ± . 7,5 ± 7,9 93 89 74

7 0 3,5 1,0 ± . . ± . . ± . 1,2 ± 0,6 . . ‐15

8 0 4,5 3,8 ± . 0,9 ± . 0,7 ± 0,3 1,5 ± 0,6 76 83 61

9 et 10 0 5,5 2,0 ± 1,2 2,3 ± 1,3 1,3 ± 0,4 1,9 ± 0,4 ‐14 32 6

3 100 1,5 9,0 ± . 1,0 ± . 1,5 ± . 2,7 ± . 89 84 70

4 200 1,5 13,3 ± 3,7 2,4 ± 0,5 2,4 ± 0,6 6,5 ± 1,8 82 82 51

5 400 1,5 17,0 ± 7,7 10,1 ± 9,0 19,5 ± 22,8 20,0 ± 19,2 41 ‐14 ‐17

6 400 2,5 67,8 ± 85,6 3,3 ± 0,1 4,5 ± 4,9 8,1 ± 6,8 95 93 88

7 400 3,5 138,8 ± . 53,4 ± . 31,4 ± 43,9 57,7 ± 20,4 62 77 58

8 400 4,5 118,1 ± 2,9 3,8 ± . 2,7 ± . 47,7 ± 20,2 97 98 60

9 400 5,5 99,6 ± 69,9 9,9 ± 2,3 3,6 ± 0,1 40,6 ± 15,4 90 96 59

10 800 5,5 159,2 ± 19,1 11,4 ± 0,8 4,7 ± 1,5 40,0 ± 13,1 93 97 75


mg NO2‐ L ‐1 mg NO2

‐ L ‐1 mg NO2‐ L ‐1 mg NO2

‐ L ‐1

% Réduction

145

Tableau C-3. Pourcentage de réduction du SO42-

dans un ssh végétalisé de Phragmite




3 à 5 0 1,5 115,7 ± 7,4 85,1 ± 14,9 69,0 ± 3,5 94,5 ± 15,8 26 40 18

6 0 2,5 171,2 ± 0,9 108,2 ± 12,6 59,6 ± 17,4 113,1 ± 10,5 37 65 34

7 0 3,5 263,5 ± 2,9 143,1 ± 34,7 138,4 ± 25,7 181,9 ± 2,0 46 47 31

8 0 4,5 277,3 ± 38,0 172,1 ± 95,7 178,5 ± 92,7 177,9 ± 35,6 38 36 36

9 et 10 0 5,5 357,2 ± 95,5 299,0 ± 42,9 287,3 ± 7,5 309,0 ± 53,8 16 20 14

3 100 1,5 104,8 ± . 75,6 ± . 60,5 ± . 79,7 ± . 28 42 24

4 200 1,5 113,2 ± 11,1 102,7 ± 5,6 91,3 ± 11,7 109,4 ± 10,5 9 19 3

5 400 1,5 109,1 ± 2,5 93,1 ± 7,0 100,6 ± 43,8 98,9 ± 8,3 15 8 9

6 400 2,5 166,8 ± 0,3 115,8 ± 28,2 78,8 ± 25,0 136,0 ± 4,3 31 53 18

7 400 3,5 256,4 ± 19,5 153,8 ± 35,3 183,9 ± 14,2 202,8 ± 18,7 40 28 21

8 400 4,5 283,3 ± 18,2 181,0 ± 52,1 219,5 ± 93,4 260,9 ± 98,0 36 23 8

9 400 5,5 303,7 ± 142,1 261,4 ± 22,0 325,4 ± 55,1 273,6 ± 22,6 14 ‐7 10

10 800 5,5 388,9 ± 27,4 337,3 ± 129,1 344,6 ± 158,7 364,0 ± 74,1 13 11 6

T. latifolia Témoin

mg SO42‐ L‐1 mg SO4

2‐ L‐1 mg SO42‐ L‐1 mg SO4

2‐ L‐1Affluent P. australis % Réduction

Tableau C-4. Pourcentage de réduction du PO4

3- dans un ssh végétalisé de Phragmite




1 à 5 0 1,5 60,6 ± 16,1 33,8 ± 8,4 28,0 ± 11,1 41,5 ± 9,1 44 54 31

6 0 2,5 74,1 ± 19,8 42,5 ± 2,2 18,9 ± 2,8 38,0 ± 10,6 43 74 49

7 0 3,5 113,8 ± 4,9 46,6 ± 13,2 32,1 ± 18,3 61,1 ± 4,5 59 72 46

8 0 4,5 151,1 ± 15,2 58,0 ± 17,8 . ± . 71,8 ± 9,1 62 . 52

9 et 10 0 5,5 166,1 ± 21,8 113,0 ± 19,0 92,9 ± 19,5 115,5 ± 20,5 32 44 30

1 25 1,5 80,6 ± 4,9 22,7 ± 1,3 32,3 ± 1,0 44,9 ± 0,1 72 60 44

2 50 1,5 70,3 ± 10,5 24,1 ± 7,8 24,6 ± 7,3 30,7 ± 13,5 66 65 56

3 100 1,5 33,7 ± 17,6 34,1 ± 7,3 25,3 ± 8,9 31,5 ± 13,4 ‐1 25 6

4 200 1,5 51,8 ± 7,6 35,1 ± 9,4 27,1 ± 8,9 35,6 ± 3,3 32 48 31

5 400 1,5 69,5 ± 8,6 29,7 ± 8,4 20,6 ± 14,6 34,4 ± 0,6 57 70 50

6 400 2,5 63,1 ± 8,4 30,4 ± 5,8 17,4 ± 6,4 34,4 ± 6,4 52 72 46

7 400 3,5 92,4 ± 20,6 27,7 ± 11,3 25,7 ± 19,1 41,4 ± 7,0 70 72 55

8 400 4,5 137,3 ± 10,6 25,8 ± 8,0 13,9 ± 1,4 41,2 ± 14,6 81 90 70

9 400 5,5 144,6 ± 14,8 27,1 ± 7,4 23,6 ± 1,2 44,9 ± 12,0 81 84 69

10 800 5,5 94,1 ± 20,0 44,9 ± 10,5 49,3 ± 31,0 53,6 ± 12,6 52 48 43


mg PO43‐ L ‐1 mg PO4

3‐ L ‐1 mg PO43‐ L ‐1 mg PO4

3‐ L ‐1

% Réduction

146

Tableau C-5. Pourcentage de réduction du Ca2+





1 à 5 0 1,5 130,6 ± 9,9 139,7 ± 32,0 103,8 ± 33,4 127,0 ± 27,9 ‐7 21 3

6 0 2,5 174,2 ± 31,3 222,7 ± 63,2 203,4 ± 31,0 160,5 ± 45,0 ‐28 ‐17 8

7 0 3,5 326,3 ± 14,6 363,3 ± 149,6 484,3 ± 95,1 348,3 ± 121,9 ‐11 ‐48 ‐7

8 0 4,5 399,2 ± 26,1 580,8 ± 48,0 715,4 ± 60,7 351,3 ± 50,7 ‐46 ‐79 12

9 et 10 0 5,5 465,3 ± 94,3 547,4 ± 58,6 570,7 ± 72,3 458,3 ± 84,5 ‐18 ‐23 2

1 25 1,5 130,2 ± 9,4 109,4 ± 19,0 99,0 ± 15,5 112,7 ± 10,8 16 24 13

2 50 1,5 114,2 ± 6,9 97,3 ± 41,2 74,1 ± 26,5 101,3 ± 46,5 15 35 11

3 100 1,5 117,3 ± 3,4 123,2 ± 8,4 89,6 ± 14,5 112,3 ± 6,3 ‐5 24 4

4 200 1,5 105,7 ± 13,5 115,8 ± 17,5 93,4 ± 4,2 105,7 ± 16,1 ‐10 12 0

5 400 1,5 109,7 ± 13,6 82,5 ± 10,3 88,4 ± . 68,2 ± 4,6 25 19 38

6 400 2,5 125,3 ± 15,5 101,2 ± 25,0 109,9 ± 38,6 85,7 ± 17,0 19 12 32

7 400 3,5 254,5 ± 25,5 274,4 ± 96,3 306,0 ± 75,3 238,0 ± 110,3 ‐8 ‐20 7

8 400 4,5 316,2 ± 19,5 256,2 ± 15,1 363,1 ± 87,2 215,9 ± 21,4 19 ‐15 32

9 400 5,5 308,8 ± 15,2 294,0 ± 19,8 335,9 ± 59,8 253,0 ± 3,7 5 ‐9 18

10 800 5,5 229,0 ± 20,6 230,3 ± 10,4 252,0 ± 25,4 211,9 ± 13,8 ‐1 ‐10 7


mg Ca2+ L ‐1 mg Ca2+ L ‐1 mg Ca2+ L ‐1 mg Ca2+ L ‐1

Affluent P. australis % Réduction

Tableau C-6. Pourcentage de réduction du Fe

2+ dans un ssh végétalisé de Phragmite




1 à 5 0 1,5 1,6 ± 0,4 2,2 ± 0,7 1,8 ± 0,9 1,6 ± 0,5 ‐34 ‐10 2

6 0 2,5 2,7 ± 0,7 3,2 ± 1,0 3,3 ± 0,4 2,3 ± 0,7 ‐18 ‐22 14

7 0 3,5 5,1 ± 0,6 4,8 ± 1,4 6,4 ± 1,4 4,1 ± 1,2 6 ‐26 19

8 0 4,5 6,0 ± 0,6 8,7 ± 0,5 10,9 ± 0,4 5,5 ± 1,0 ‐46 ‐81 7

9 et 10 0 5,5 7,4 ± 1,4 8,6 ± 1,4 8,5 ± 1,8 7,0 ± 0,9 ‐17 ‐15 4

1 25 1,5 1,6 ± 0,4 1,7 ± 0,6 1,3 ± 0,3 1,3 ± 0,1 ‐9 20 17

2 50 1,5 1,2 ± 0,3 1,5 ± 0,7 1,0 ± 0,6 1,2 ± 0,5 ‐24 18 ‐3

3 100 1,5 1,3 ± 0,1 1,8 ± 0,4 1,4 ± 0,3 1,7 ± 0,3 ‐45 ‐15 ‐35

4 200 1,5 1,6 ± 0,2 1,7 ± 0,4 1,6 ± 0,2 1,4 ± 0,3 ‐7 1 13

5 400 1,5 1,8 ± 0,3 1,6 ± 0,3 3,1 ± . 1,0 ± 0,3 13 ‐72 44

6 400 2,5 1,6 ± 0,5 1,6 ± 0,5 2,2 ± 0,8 1,0 ± 0,3 2 ‐39 38

7 400 3,5 5,1 ± 0,2 3,2 ± 1,3 4,6 ± 0,8 2,4 ± 1,5 37 10 53

8 400 4,5 6,1 ± 1,0 3,7 ± 0,2 5,5 ± 1,3 3,0 ± 0,2 40 9 52

9 400 5,5 7,6 ± 0,7 4,6 ± 0,5 5,2 ± 0,6 4,2 ± 0,2 39 32 45

10 800 5,5 4,9 ± 1,3 4,2 ± 0,3 4,8 ± 0,5 3,6 ± 0,4 14 1 27


mg Fe2+ L‐1 mg Fe2+ L‐1 mg Fe2+ L‐1 mg Fe2+ L‐1Affluent P. australis % Réduction

147

Tableau C-7. Pourcentage de réduction du Mg2+





1 à 5 0 1,5 25,3 ± 2,6 33,2 ± 9,5 29,8 ± 13,6 24,6 ± 5,9 ‐31 ‐18 3

6 0 2,5 38,6 ± 2,4 48,2 ± 13,6 48,4 ± 9,3 33,1 ± 8,9 ‐25 ‐25 14

7 0 3,5 55,8 ± 7,7 65,7 ± 22,0 88,5 ± 25,9 55,8 ± 10,1 ‐18 ‐59 0

8 0 4,5 78,9 ± 7,6 107,5 ± 8,4 142,8 ± 7,2 66,8 ± 12,2 ‐36 ‐81 15

9 et 10 0 5,5 82,5 ± 15,3 98,7 ± 14,2 102,7 ± 22,2 84,8 ± 11,5 ‐20 ‐25 ‐3

1 25 1,5 23,9 ± 1,9 35,0 ± 10,8 23,9 ± 2,4 23,4 ± 2,6 ‐46 0 2

2 50 1,5 21,1 ± 2,0 28,8 ± 17,5 18,7 ± 10,2 20,7 ± 9,9 ‐36 11 2

3 100 1,5 26,1 ± 0,3 32,8 ± 3,8 27,5 ± 4,4 23,4 ± 1,1 ‐25 ‐5 10

4 200 1,5 25,6 ± 2,6 31,7 ± 4,2 27,7 ± 3,3 24,0 ± 3,6 ‐23 ‐8 7

5 400 1,5 22,0 ± 3,2 24,8 ± 2,3 29,8 ± . 18,7 ± 0,9 ‐13 ‐35 15

6 400 2,5 36,3 ± 6,7 32,4 ± 6,8 39,7 ± 11,0 25,9 ± 4,3 11 ‐10 29

7 400 3,5 56,8 ± 0,9 67,5 ± 5,5 78,4 ± 19,8 49,3 ± 11,2 ‐19 ‐38 13

8 400 4,5 81,0 ± 4,1 89,7 ± 3,6 131,2 ± 24,9 70,5 ± 1,8 ‐11 ‐62 13

9 400 5,5 85,6 ± 9,1 99,8 ± 14,9 115,8 ± 10,5 85,9 ± 2,9 ‐17 ‐35 0

10 800 5,5 69,1 ± 18,5 100,8 ± 5,7 106,1 ± 13,2 82,6 ± 8,0 ‐46 ‐53 ‐20


mg Mg2+ L ‐1 mg Mg2+ L ‐1 mg Mg2+ L ‐1 mg Mg2+ L ‐1

% Réduction

Tableau C-8. Pourcentage de réduction du Mn





1 à 5 0 1,5 0,34 ± 0,05 0,27 ± 0,25 0,15 ± 0,24 0,81 ± 0,25 23 56 ‐135

6 0 2,5 0,57 ± 0,08 0,65 ± 0,50 0,63 ± 0,56 1,05 ± 0,36 ‐14 ‐10 ‐82

7 0 3,5 0,95 ± 0,14 0,81 ± 0,36 0,73 ± 0,38 1,44 ± 0,45 15 23 ‐52

8 0 4,5 1,13 ± 0,14 2,40 ± 0,60 0,84 ± 0,23 2,06 ± 0,35 ‐113 25 ‐83

9 et 10 0 5,5 1,55 ± 0,36 3,38 ± 0,78 2,28 ± 1,15 2,49 ± 0,45 ‐119 ‐47 ‐61

1 25 1,5 0,38 ± 0,06 0,84 ± 0,37 0,57 ± 0,37 0,78 ± 0,15 ‐120 ‐49 ‐103

2 50 1,5 0,28 ± 0,03 0,28 ± 0,21 0,21 ± 0,09 0,75 ± 0,43 3 27 ‐165

3 100 1,5 0,31 ± 0,01 0,13 ± 0,13 0,14 ± 0,18 0,79 ± 0,02 58 54 ‐155

4 200 1,5 0,31 ± 0,03 0,06 ± 0,08 0,20 ± 0,21 0,61 ± 0,08 82 37 ‐94

5 400 1,5 0,24 ± 0,06 0,08 ± 0,11 0,41 ± . 0,55 ± 0,07 65 ‐71 ‐130

6 400 2,5 0,44 ± 0,09 0,23 ± 0,04 0,37 ± 0,23 0,53 ± 0,13 48 16 ‐19

7 400 3,5 0,96 ± 0,03 1,22 ± 0,22 1,23 ± 0,20 1,02 ± 0,29 ‐27 ‐28 ‐7

8 400 4,5 1,10 ± 0,20 1,91 ± 0,61 2,28 ± 0,30 1,44 ± 0,04 ‐73 ‐107 ‐31

9 400 5,5 1,65 ± 0,16 2,11 ± 0,39 2,35 ± 0,35 1,59 ± 0,08 ‐28 ‐42 4

10 800 5,5 1,22 ± 0,30 2,75 ± 0,32 2,76 ± 0,14 2,03 ± 0,24 ‐125 ‐126 ‐66

mg Mn2+ L‐1 mg Mn2+ L‐1 mg Mn2+ L‐1 mg Mn2+ L‐1Affluent P. australis T. latifolia Témoin % Réduction

148

Tableau C-9. Pourcentage de réduction du Zn2+





1 à 5 0 1,5 0,16 ± 0,02 0,34 ± 0,19 0,24 ± 0,15 0,19 ± 0,05 ‐109 ‐47 ‐15

6 0 2,5 0,24 ± 0,02 0,53 ± 0,25 0,31 ± 0,06 0,26 ± 0,09 ‐115 ‐26 ‐6

7 0 3,5 0,36 ± 0,06 0,43 ± 0,13 0,44 ± 0,03 0,44 ± 0,12 ‐18 ‐22 ‐22

8 0 4,5 0,41 ± 0,04 0,80 ± 0,12 0,66 ± 0,08 0,59 ± 0,13 ‐97 ‐64 ‐46

9 et 10 0 5,5 0,54 ± 0,10 0,94 ± 0,14 0,77 ± 0,19 0,74 ± 0,12 ‐75 ‐43 ‐38

1 25 1,5 0,15 ± 0,01 0,57 ± 0,16 0,21 ± 0,03 0,17 ± 0,02 ‐281 ‐39 ‐11

2 50 1,5 0,14 ± 0,01 0,44 ± 0,26 0,16 ± 0,12 0,12 ± 0,07 ‐202 ‐12 15

3 100 1,5 0,17 ± 0,00 0,46 ± 0,11 0,30 ± 0,13 0,27 ± 0,01 ‐168 ‐74 ‐59

4 200 1,5 0,16 ± 0,02 0,47 ± 0,11 0,32 ± 0,07 0,32 ± 0,04 ‐188 ‐101 ‐100

5 400 1,5 0,13 ± 0,02 0,51 ± 0,08 0,48 ± . 0,29 ± 0,02 ‐288 ‐271 ‐123

6 400 2,5 0,23 ± 0,04 0,49 ± 0,08 0,41 ± 0,11 0,28 ± 0,05 ‐113 ‐79 ‐20

7 400 3,5 0,38 ± 0,01 0,65 ± 0,13 0,62 ± 0,18 0,39 ± 0,07 ‐70 ‐63 ‐2

8 400 4,5 0,41 ± 0,07 0,76 ± 0,08 0,86 ± 0,12 0,51 ± 0,01 ‐86 ‐110 ‐25

9 400 5,5 0,56 ± 0,05 0,72 ± 0,11 0,68 ± 0,06 0,59 ± 0,01 ‐28 ‐21 ‐7

10 800 5,5 0,46 ± 0,11 0,86 ± 0,09 0,77 ± 0,12 0,66 ± 0,07 ‐87 ‐66 ‐42


mg Zn2+ L ‐1 mg Zn2+ L ‐1 mg Zn2+ L ‐1 mg Zn2+ L ‐1

% Réduction

Tableau C-10. Pourcentage de réduction du K

+ dans un ssh végétalisé de Phragmite




1 à 5 0 1,5 192,2 ± 31,5 218,9 ± 49,4 138,4 ± 33,3 188,7 ± 31,7 ‐14 28 2

6 0 2,5 312,3 ± 17,1 320,1 ± 91,8 242,1 ± 63,7 233,0 ± 73,3 ‐2 22 25

7 0 3,5 548,2 ± 11,7 529,2 ± 49,0 502,2 ± 47,8 437,7 ± 26,4 3 8 20

8 0 4,5 455,1 ± 127,3 809,1 ± 60,4 814,9 ± 74,2 576,2 ± 40,9 ‐78 ‐79 ‐27

9 et 10 0 5,5 792,3 ± 159,1 923,4 ± 116,4 938,3 ± 145,4 801,4 ± 100,2 ‐17 ‐18 ‐1

1 25 1,5 176,3 ± 7,1 216,2 ± 48,1 164,1 ± 11,1 176,3 ± 7,0 ‐23 7 0

2 50 1,5 167,4 ± 14,5 180,1 ± 64,9 127,4 ± 33,3 165,2 ± 61,4 ‐8 24 1

3 100 1,5 191,1 ± 1,7 235,9 ± 46,9 148,5 ± 15,5 182,7 ± 6,1 ‐23 22 4

4 200 1,5 189,1 ± 19,6 245,9 ± 45,3 146,7 ± 10,7 179,2 ± 14,0 ‐30 22 5

5 400 1,5 160,9 ± 25,8 244,3 ± 20,4 140,4 ± . 189,2 ± 3,0 ‐52 13 ‐18

6 400 2,5 291,8 ± 50,7 266,2 ± 76,4 177,9 ± 35,0 204,0 ± 37,7 9 39 30

7 400 3,5 531,0 ± 6,7 532,7 ± 30,7 466,5 ± 58,1 461,0 ± 89,6 0 12 13

8 400 4,5 342,8 ± 46,0 772,7 ± 32,8 850,8 ± 108,0 597,9 ± 10,2 ‐125 ‐148 ‐74

9 400 5,5 817,8 ± 101,8 909,8 ± 137,1 939,2 ± 87,5 746,9 ± 54,2 ‐11 ‐15 9

10 800 5,5 596,3 ± 194,5 1011,8 ± 51,2 1004,2 ± 103,2 839,0 ± 26,0 ‐70 ‐68 ‐41


mg K+ L‐1 mg K+ L‐1 mg K+ L‐1 mg K+ L‐1% Réduction

149

Tableau C-11. Pourcentage de réduction du Cu2+



traitements de sucre ± l’écart type, 2008, (n=5). Périodes Saccharose CE


1 à 5 0 1,5 0,01 ± 0,03 0,03 ± 0,06 0,07 ± 0,09 0,02 ± 0,04 ‐166 ‐459 ‐80

6 0 2,5 0,09 ± 0,03 0,10 ± 0,05 0,12 ± 0,04 0,06 ± 0,05 ‐10 ‐30 33

7 0 3,5 0,07 ± 0,06 0,09 ± 0,05 0,16 ± 0,03 0,09 ± 0,06 ‐37 ‐135 ‐34

8 0 4,5 0,09 ± 0,05 0,19 ± 0,01 0,24 ± 0,03 0,15 ± 0,03 ‐102 ‐160 ‐64

9 et 10 0 5,5 0,19 ± 0,03 0,21 ± 0,04 0,22 ± 0,06 0,19 ± 0,03 ‐11 ‐19 ‐2

1 25 1,5 0,00 ± 0,00 0,11 ± 0,08 0,03 ± 0,05 0,00 ± 0,00 0 0 0

2 50 1,5 0,00 ± 0,00 0,06 ± 0,07 0,04 ± 0,07 0,02 ± 0,05 0 0 0

3 100 1,5 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,07 ± 0,08 0,02 ± 0,04 0 0 0

4 200 1,5 0,00 ± 0,00 0,02 ± 0,04 0,07 ± 0,06 0,02 ± 0,05 0 0 0

5 400 1,5 0,05 ± 0,03 0,09 ± 0,01 0,14 ± . 0,07 ± 0,00 ‐76 ‐170 ‐37

6 400 2,5 0,06 ± 0,03 0,07 ± 0,04 0,07 ± 0,04 0,05 ± 0,03 ‐13 ‐20 16

7 400 3,5 0,11 ± 0,00 0,11 ± 0,01 0,14 ± 0,02 0,02 ± 0,05 ‐4 ‐30 78

8 400 4,5 0,10 ± 0,06 0,16 ± 0,01 0,23 ± 0,04 0,14 ± 0,00 ‐56 ‐120 ‐35

9 400 5,5 0,18 ± 0,02 0,15 ± 0,03 0,18 ± 0,02 0,15 ± 0,01 15 3 15

10 800 5,5 0,15 ± 0,04 0,20 ± 0,01 0,22 ± 0,05 0,18 ± 0,02 ‐32 ‐41 ‐15


mg Cu2+ L ‐1 mg Cu2+ L ‐1 mg Cu2+ L ‐1 mg Cu2+ L ‐1

% Réduction

Tableau C-12. Pourcentage de réduction du B





1 à 5 0 1,5 0,20 ± 0,02 0,31 ± 0,05 0,27 ± 0,05 0,23 ± 0,03 ‐53 ‐35 ‐15

6 0 2,5 0,33 ± 0,02 0,45 ± 0,11 0,40 ± 0,04 0,28 ± 0,07 ‐34 ‐20 16

7 0 3,5 0,54 ± 0,07 0,54 ± 0,17 0,66 ± 0,10 0,47 ± 0,10 1 ‐21 13

8 0 4,5 0,61 ± 0,08 0,89 ± 0,05 0,96 ± 0,06 0,58 ± 0,10 ‐45 ‐58 5

9 et 10 0 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

1 25 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

2 50 1,5 0,18 ± 0,01 0,42 ± . . ± . . ± . ‐139 . .

3 100 1,5 0,21 ± 0,00 . ± . . ± . . ± . . . .

4 200 1,5 0,18 ± 0,00 0,29 ± 0,05 0,22 ± 0,02 0,21 ± 0,02 ‐54 ‐20 ‐12

5 400 1,5 0,18 ± 0,03 0,31 ± 0,02 0,35 ± . 0,23 ± 0,00 ‐70 ‐93 ‐29

6 400 2,5 0,30 ± 0,06 0,31 ± 0,07 0,33 ± 0,08 0,25 ± 0,04 ‐2 ‐9 18

7 400 3,5 0,56 ± 0,01 0,53 ± 0,04 0,60 ± 0,05 0,42 ± 0,10 6 ‐7 26

8 400 4,5 0,62 ± 0,12 0,71 ± 0,04 0,91 ± 0,09 0,60 ± 0,02 ‐15 ‐46 3

9 400 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

10 800 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

mg B3+ L‐1 mg B3+ L‐1T. latifolia TémoinAffluent P. australis

mg B3+ L‐1 mg B3+ L‐1% Réduction

150

Tableau C-13. Pourcentage de réduction du Na+ dans un ssh végétalisé de Phragmite



(mg L ‐1) (mS cm‐1) P. australis T. latifolia Témoin

1 à 5 0 1,5 12,7 ± 3,2 26,2 ± 7,8 30,2 ± 5,6 17,0 ± 2,9 ‐107 ‐138 ‐34

6 0 2,5 20,9 ± 2,3 38,0 ± 3,9 28,4 ± 2,7 24,2 ± . ‐82 ‐36 ‐16

7 0 3,5 22,5 ± 2,9 29,9 ± 4,2 36,6 ± 9,9 21,9 ± 4,5 ‐33 ‐63 2

8 0 4,5 24,9 ± 3,6 44,7 ± 3,6 58,9 ± 1,6 26,9 ± 5,2 ‐79 ‐136 ‐8

9 et 10 0 5,5 30,6 ± 5,9 40,4 ± 6,0 41,5 ± 9,9 33,7 ± 4,4 ‐32 ‐36 ‐10

1 25 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

2 50 1,5 8,4 ± 0,9 41,1 ± . . ± . 45,1 ± . ‐388 . ‐436

3 100 1,5 14,4 ± 0,7 . ± . . ± . . ± . . . .

4 200 1,5 17,9 ± 0,8 27,1 ± 3,2 23,3 ± 4,0 17,6 ± 1,4 ‐51 ‐30 2

5 400 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

6 400 2,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . . .

7 400 3,5 24,1 ± 1,1 32,6 ± 4,6 38,3 ± 13,4 23,0 ± 2,5 ‐36 ‐59 5

8 400 4,5 25,3 ± 5,8 40,7 ± 1,5 63,1 ± 12,8 31,4 ± 1,8 ‐61 ‐150 ‐24

9 400 5,5 31,6 ± 4,2 40,8 ± 7,0 49,1 ± 5,5 35,2 ± 1,4 ‐29 ‐55 ‐11

10 800 5,5 26,7 ± 6,9 46,1 ± 3,6 50,5 ± 8,4 37,1 ± 2,9 ‐72 ‐89 ‐39


mg Na+ L‐1 mg Na+ L‐1 mg Na+ L‐1 mg Na+ L‐1% Réduction

Tableau C-14. Pourcentage de réduction du Cl

- dans un ssh végétalisé de Phragmite




3 à 5 0 1,5 18,3 ± 2,4 11,8 ± 3,1 2,7 ± 1,3 13,2 ± 2,0 36 85 28

6 0 2,5 22,4 ± 4,4 10,6 ± 5,5 3,4 ± 1,9 15,2 ± 3,0 52 85 32

7 0 3,5 16,2 ± 1,7 11,7 ± 4,3 3,7 ± 2,5 15,2 ± 1,4 28 77 6

8 0 4,5 34,3 ± 2,9 13,5 ± 5,8 6,0 ± 2,5 25,0 ± 16,4 61 82 27

9 et 10 0 5,5 25,3 ± 3,8 21,5 ± 2,3 11,8 ± 3,6 23,2 ± 2,1 15 53 8

3 100 1,5 15,3 ± . 6,6 ± . 2,0 ± . 10,3 ± . 57 87 33

4 200 1,5 20,8 ± 1,4 13,1 ± 0,8 4,2 ± 1,1 15,9 ± 1,6 37 80 24

5 400 1,5 18,0 ± 1,9 11,8 ± 1,6 2,8 ± 0,1 15,1 ± 1,7 34 85 16

6 400 2,5 18,3 ± 0,6 12,4 ± 3,2 5,6 ± 3,7 13,9 ± 5,2 32 70 24

7 400 3,5 15,9 ± 1,4 10,2 ± 4,5 5,6 ± 4,2 16,6 ± 1,7 36 65 ‐4

8 400 4,5 38,2 ± 16,4 12,3 ± 3,8 8,7 ± 8,3 25,7 ± 14,7 68 77 33

9 400 5,5 25,5 ± 9,3 17,7 ± 0,9 8,8 ± 1,1 22,1 ± 2,0 30 66 14

10 800 5,5 27,5 ± 0,7 22,9 ± 9,7 12,6 ± 5,9 26,1 ± 4,7 17 54 5


mg Cl ‐ L ‐1 mg Cl ‐ L ‐1 mg Cl ‐ L ‐1 mg Cl ‐ L ‐1

% Réduction

ANNEXE D

Expérimentation en serre, 2008 : variation des concentrations

minérales dans un ssh

152

Figure D-1. Variation de la concentration en SO4

2- selon l’espèce de plante dans un

ssh, de la CE dans l’affluent (mS cm-1


) durant

l’année 2008 ± l’écart type (n=5).

Figure D-2. Variation de la concentration en Cl

- selon l’espèce de plante dans un ssh,

de la CE dans l’affluent (mS cm-1


) durant l’année

2008 ± l’écart type (n=5).

153

Figure D-3. Variation de la concentration en Fe

2+ selon l’espèce de plante dans un ssh,



) durant l’année


Figure D-4. Variation de la concentration en Ca

2+ selon l’espèce de plante dans un ssh,



) durant l’année


154

Figure D-5. Variation de la concentration en Mg

2+ selon l’espèce de plante dans un



) durant


Figure D-6. Variation de la concentration en NO2

- selon l’espèce de plante dans un



) durant


ANNEXE E

Expérimentation en serre, 2008 : variation des émissions du CO2

dans un ssh

156

Figure E-1. Variation des émissions du CO2 selon l’espèce de plante dans un ssh, de la

CE dans l’affluent (mS cm-1


) durant l’année 2008

± l’écart type (n=4).

ANNEXE F

Expérimentation en serre, 2008 : variation de la concentration

minérale dans le profil d’un ssh

158

Tableau F-1. Concentration en NO3- en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de

Phragmite australis et d’un témoin ssh sans plante et selon les traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 130,4 ± 31,0 131,7 ± 26,3 124,6 ± 29,5 165,1 ± 28,9 159,8 ± 20,5 150,8 ± 28,1 144,3 ± 19,1 143,1 ± 16,0 145,9 ± 29,0

6 0 2,5 210,1 ± 10,7 209,3 ± 11,4 201,1 ± 12,4 224,4 ± 18,4 217,6 ± 14,6 210,3 ± 16,1 192,6 ± 8,5 191,0 ± 6,4 189,9 ± 12,8

7 0 3,5 397,4 ± 121,2 354,9 ± 120,1 331,8 ± 119,9 348,5 ± 80,1 331,8 ± 71,9 327,1 ± 72,7 285,9 ± 50,5 302,3 ± 40,2 281,0 ± 49,2

8 0 4,5 629,0 ± 157,5 598,4 ± 140,2 564,9 ± 141,0 534,4 ± 120,0 506,0 ± 107,9 461,8 ± 105,9 387,2 ± 63,2 390,1 ± 48,1 368,6 ± 67,8

9 et 10 0 5,5 710,3 ± 68,6 637,5 ± 62,1 610,3 ± 66,4 677,7 ± 78,7 618,8 ± 96,6 570,2 ± 70,4 534,8 ± 71,2 539,0 ± 65,6 527,2 ± 66,9

1 25 1,5 101,6 ± 22,5 109,4 ± 11,8 87,6 ± 33,6 186,3 ± 147,7 149,5 ± 66,3 115,0 ± 20,7 120,9 ± 6,4 116,8 ± 14,4 132,4 ± 21,2

2 50 1,5 105,6 ± 26,8 109,2 ± 21,3 107,4 ± 20,1 186,3 ± 101,2 175,2 ± 80,7 126,9 ± 23,9 137,8 ± 9,0 138,5 ± 11,5 137,8 ± 12,7

3 100 1,5 92,8 ± 19,2 95,4 ± 16,5 89,9 ± 16,8 177,5 ± 87,6 151,4 ± 67,5 120,5 ± 17,6 118,2 ± 10,4 113,3 ± 11,7 113,5 ± 11,7

4 200 1,5 83,3 ± 13,7 83,2 ± 12,8 73,5 ± 20,5 136,1 ± 22,9 127,8 ± 22,7 118,6 ± 10,1 102,8 ± 8,9 100,0 ± 7,9 104,0 ± 8,9

5 400 1,5 35,8 ± 20,5 33,2 ± 15,4 31,8 ± 14,9 70,3 ± 27,7 62,3 ± 23,1 59,9 ± 15,9 48,9 ± 16,8 51,3 ± 18,1 57,6 ± 21,2

6 400 2,5 56,4 ± 11,3 53,5 ± 15,3 32,5 ± 25,4 75,7 ± 10,7 79,4 ± 11,1 75,0 ± 14,9 67,5 ± 8,0 66,8 ± 8,4 66,7 ± 11,5

7 400 3,5 202,0 ± 50,4 189,6 ± 79,3 173,6 ± 104,2 202,5 ± 52,3 188,4 ± 53,7 176,9 ± 76,3 174,2 ± 38,5 163,9 ± 42,9 155,0 ± 50,7

8 400 4,5 407,1 ± 121,6 370,5 ± 112,3 339,0 ± 80,9 340,9 ± 64,3 309,6 ± 57,2 319,8 ± 63,8 268,4 ± 42,1 246,6 ± 56,5 257,4 ± 58,4

9 400 5,5 535,1 ± 101,0 476,9 ± 62,7 444,5 ± 73,4 464,8 ± 103,2 430,9 ± 86,6 417,8 ± 49,4 383,3 ± 35,2 387,1 ± 65,8 400,3 ± 56,0

10 800 5,5 511,3 ± 61,0 434,5 ± 48,9 379,3 ± 34,0 449,6 ± 51,5 387,9 ± 56,9 357,9 ± 46,0 374,6 ± 33,2 378,7 ± 33,3 397,0 ± 37,2

Témoin (mg NO3‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm

P. australis (mg NO3‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg NO3‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm

Tableau F-2. Concentration en NO2

- en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de


Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

3 à 5 0 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . 0,0 ± . . ± . . ± .

6 0 2,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . 0,5 ± 0,2 2,7 ± 3,1

7 0 3,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . 4,5 ± . 0,8 ± .

8 0 4,5 1,8 ± 0,2 . ± . . ± . 1,8 ± 0,4 . ± . . ± . . ± . 1,9 ± 0,5 0,8 ± .

9 et 10 0 5,5 2,8 ± 1,6 2,3 ± 1,3 9,3 ± 34,7 2,7 ± 1,5 3,8 ± 2,6 4,2 ± 7,4 1,3 ± 0,2 2,0 ± 1,4 2,2 ± 2,1

3 100 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

4 200 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

5 400 1,5 28,2 ± 22,4 49,7 ± 14,4 . ± . 33,3 ± 2,2 61,5 ± 8,9 44,6 ± . 47,1 ± 27,6 59,8 ± 10,5 51,3 ± 0,9

6 400 2,5 10,1 ± 8,9 17,0 ± 10,5 11,0 ± 9,4 22,6 ± 19,3 14,2 ± 13,4 16,0 ± 16,2 17,8 ± 16,2 20,3 ± 12,9 10,5 ± 13,4

7 400 3,5 63,5 ± 35,3 14,2 ± 11,7 49,5 ± 44,7 36,1 ± 20,6 28,7 ± 20,5 48,0 ± 31,3 46,7 ± 22,7 43,5 ± 20,9 32,3 ± 23,2

8 400 4,5 4,0 ± 4,9 17,1 ± 15,7 67,6 ± 39,6 27,1 ± 26,6 51,5 ± 18,8 38,9 ± 38,4 56,0 ± 23,8 38,8 ± 18,8 24,6 ± 16,5

9 400 5,5 13,2 ± 11,0 38,3 ± 20,9 29,7 ± 18,3 47,0 ± 37,9 37,7 ± 26,7 26,8 ± 33,1 59,1 ± 21,4 42,1 ± 21,7 27,5 ± 18,4

10 800 5,5 18,0 ± 22,3 22,4 ± 20,6 67,6 ± 56,3 28,7 ± 22,3 42,1 ± 23,0 65,2 ± 46,7 58,7 ± 23,5 56,1 ± 19,7 33,3 ± 10,0

70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg NO2‐ L‐1)


P. australis (mg NO2‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg NO2‐ L‐1)

159

Tableau F-3. Concentration en SO42-

en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de


Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

3 à 5 0 1,5 164,0 ± 11,6 147,3 ± 12,8 141,2 ± . 147,6 ± 21,9 105,3 ± 60,0 123,7 ± 14,5 121,1 ± 4,2 118,4 ± 2,7 117,8 ± 3,4

6 0 2,5 198,3 ± 21,4 192,3 ± 19,0 186,0 ± 25,8 174,3 ± 18,1 174,1 ± 18,6 174,2 ± 16,7 157,6 ± 9,8 153,9 ± 14,6 157,2 ± 17,1

7 0 3,5 326,2 ± 92,0 308,4 ± 81,9 269,9 ± 63,8 232,2 ± 32,7 216,5 ± 27,9 226,0 ± 35,2 212,4 ± 45,1 219,8 ± 23,3 206,0 ± 34,4

8 0 4,5 427,9 ± 85,8 406,6 ± 78,6 389,2 ± 95,7 317,5 ± 53,8 298,1 ± 43,2 279,2 ± 58,3 256,7 ± 48,1 264,3 ± 34,5 239,8 ± 49,1

9 et 10 0 5,5 514,1 ± 51,2 455,3 ± 45,7 435,6 ± 52,3 452,1 ± 57,1 417,9 ± 70,7 415,2 ± 52,2 363,2 ± 55,6 360,7 ± 45,8 357,6 ± 51,7

3 100 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

4 200 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

5 400 1,5 168,3 ± 39,5 144,5 ± 23,7 . ± . 147,0 ± 12,1 135,3 ± 15,3 123,9 ± 6,3 118,0 ± 3,2 118,2 ± 4,7 117,5 ± 0,9

6 400 2,5 201,0 ± 25,5 202,0 ± 17,5 196,6 ± 31,9 174,6 ± 20,5 173,5 ± 16,7 171,4 ± 21,8 155,6 ± 13,9 152,8 ± 15,9 160,3 ± 16,7

7 400 3,5 320,0 ± 110,5 311,9 ± 85,9 289,9 ± 64,0 254,9 ± 48,9 231,4 ± 33,4 219,8 ± 40,2 208,2 ± 30,4 207,4 ± 26,6 199,1 ± 30,5

8 400 4,5 490,9 ± 96,3 410,9 ± 75,2 347,5 ± 51,1 331,6 ± 56,7 299,5 ± 38,5 305,5 ± 43,5 282,6 ± 44,0 254,2 ± 48,8 254,2 ± 45,3

9 400 5,5 527,7 ± 88,5 449,7 ± 45,7 402,4 ± 58,0 388,9 ± 77,1 373,2 ± 69,1 381,8 ± 35,4 366,6 ± 25,5 338,2 ± 28,7 341,8 ± 23,0

10 800 5,5 534,3 ± 76,2 479,5 ± 61,1 431,8 ± 48,2 443,7 ± 55,9 410,0 ± 74,5 396,8 ± 56,2 397,7 ± 23,9 415,2 ± 20,5 417,4 ± 46,0

45 cm 15 cm

Témoin (mg SO42‐ L‐1)


70 cm

P. australis (mg SO42‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg SO42‐ L‐1)

Tableau F-4. Concentration en PO4

3- en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de


Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 53,5 ± 10,2 56,1 ± 10,2 54,9 ± 12,6 62,8 ± 8,6 62,2 ± 10,2 61,5 ± 10,9 52,2 ± 10,6 54,2 ± 9,1 54,4 ± 9,0

6 0 2,5 65,7 ± 15,4 63,1 ± 20,4 67,2 ± 15,8 63,0 ± 22,1 69,9 ± 11,7 67,3 ± 19,4 57,7 ± 15,8 63,0 ± 13,6 54,6 ± 17,4

7 0 3,5 91,0 ± 7,8 96,2 ± 12,7 96,7 ± 21,4 95,8 ± 6,7 95,6 ± 9,2 93,7 ± 13,5 85,4 ± 5,1 82,8 ± 7,6 78,4 ± 11,7

8 0 4,5 136,5 ± 17,7 145,5 ± 23,9 151,1 ± 24,9 130,5 ± 16,5 133,6 ± 15,3 135,0 ± 18,5 115,6 ± 9,7 108,0 ± 14,4 103,2 ± 14,1

9 et 10 0 5,5 153,8 ± 25,7 162,5 ± 26,7 162,3 ± 32,1 154,5 ± 32,3 154,8 ± 29,9 150,7 ± 38,3 137,3 ± 30,4 135,7 ± 27,4 132,2 ± 30,4

1 25 1,5 61,7 ± 3,3 59,2 ± 3,8 54,2 ± 7,6 63,3 ± 4,9 67,7 ± 5,1 69,4 ± 5,4 59,4 ± 2,0 60,6 ± 2,0 60,7 ± 1,8

2 50 1,5 62,1 ± 5,4 60,6 ± 5,1 56,2 ± 5,5 70,0 ± 6,0 69,2 ± 7,8 66,2 ± 5,8 58,0 ± 4,8 59,0 ± 4,8 57,8 ± 3,6

3 100 1,5 45,6 ± 10,8 45,3 ± 10,9 43,1 ± 10,7 55,3 ± 12,0 53,7 ± 11,5 47,4 ± 10,4 42,4 ± 8,5 42,3 ± 8,6 41,9 ± 8,5

4 200 1,5 51,9 ± 3,0 49,5 ± 3,5 46,4 ± 5,7 54,7 ± 4,1 54,9 ± 3,2 54,4 ± 3,2 47,1 ± 2,8 47,3 ± 2,3 46,2 ± 3,2

5 400 1,5 54,1 ± 4,1 56,0 ± 4,3 52,5 ± 6,4 55,4 ± 3,2 56,1 ± 2,5 56,6 ± 3,8 50,8 ± 2,9 50,7 ± 3,8 48,6 ± 8,7

6 400 2,5 53,9 ± 15,9 48,6 ± 17,1 47,3 ± 10,6 52,6 ± 10,2 48,9 ± 14,9 42,0 ± 14,2 46,7 ± 17,4 44,9 ± 14,8 38,3 ± 11,3

7 400 3,5 62,7 ± 16,5 57,8 ± 7,4 54,1 ± 8,1 58,2 ± 8,0 59,6 ± 5,8 45,4 ± 9,3 62,2 ± 5,2 56,2 ± 7,7 44,4 ± 7,5

8 400 4,5 49,8 ± 7,9 57,7 ± 10,5 58,4 ± 8,7 64,6 ± 13,1 64,4 ± 11,9 57,7 ± 9,3 63,1 ± 7,9 56,2 ± 7,4 51,0 ± 5,7

9 400 5,5 54,4 ± 9,1 64,7 ± 12,0 59,6 ± 8,4 60,2 ± 22,6 64,0 ± 12,7 59,6 ± 10,7 70,8 ± 16,6 57,0 ± 11,7 52,3 ± 6,0

10 800 5,5 70,3 ± 11,1 67,3 ± 14,4 57,8 ± 11,1 66,4 ± 13,0 65,3 ± 14,6 48,1 ± 6,9 59,0 ± 15,9 57,9 ± 13,6 53,0 ± 10,3

15 cm

Témoin (mg PO43‐ L‐1)


70 cm 45 cm

P. australis (mg PO43‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm

T. latifolia (mg PO43‐ L‐1)


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres

Tableau F-5. Concentration en Ca

2+ en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de Phragmite

australis et d’un témoin ssh sans plante et selon les traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5).

160

Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 144,4 ± 30,3 138,9 ± 26,4 124,9 ± 13,3 158,5 ± 26,0 147,6 ± 22,1 146,6 ± 19,3 131,1 ± 21,3 134,2 ± 22,1 132,3 ± 16,6

6 0 2,5 226,3 ± 19,3 225,2 ± 14,5 221,7 ± 35,9 264,8 ± 48,0 244,4 ± 41,6 223,4 ± 34,6 197,4 ± 28,0 197,7 ± 25,5 189,6 ± 25,8

7 0 3,5 467,6 ± 64,1 395,1 ± 49,1 292,6 ± 78,6 363,5 ± 24,7 387,6 ± 49,2 373,0 ± 160,1 302,2 ± 18,7 253,8 ± 46,3 362,8 ± 108,4

8 0 4,5 723,2 ± 145,6 593,1 ± 119,2 494,5 ± 49,0 542,8 ± 38,2 520,7 ± 52,9 409,0 ± 30,5 377,5 ± 27,0 365,3 ± 29,6 390,6 ± 11,4

9 et 10 0 5,5 602,8 ± 83,8 545,6 ± 60,9 544,1 ± 57,0 572,2 ± 59,8 451,5 ± 99,5 484,2 ± 105,9 459,1 ± 34,9 526,7 ± 147,6 469,8 ± 61,8

1 25 1,5 110,0 ± 21,7 103,2 ± 15,1 103,6 ± 18,0 165,5 ± 96,0 142,9 ± 36,3 118,2 ± 12,5 124,0 ± 8,0 126,0 ± 4,7 124,7 ± 4,4

2 50 1,5 110,9 ± 6,6 104,0 ± 9,9 86,0 ± 33,5 160,6 ± 113,1 142,1 ± 105,8 113,8 ± 5,7 116,3 ± 18,5 114,4 ± 14,3 115,0 ± 16,3

3 100 1,5 106,3 ± 8,4 101,7 ± 11,4 96,1 ± 9,3 137,9 ± 28,6 124,7 ± 5,8 115,5 ± 4,2 111,1 ± 5,5 108,8 ± 3,4 109,4 ± 4,7

4 200 1,5 90,5 ± 6,3 98,0 ± 6,6 94,1 ± 9,1 127,7 ± 10,6 117,5 ± 11,9 102,0 ± 3,3 103,9 ± 12,8 99,4 ± 5,7 102,6 ± 3,9

5 400 1,5 96,3 ± 8,1 91,6 ± 6,5 . ± . 80,8 ± 13,7 79,8 ± 4,2 75,1 ± 4,1 76,8 ± 7,9 70,0 ± 8,9 66,8 ± 5,1

6 400 2,5 131,6 ± 16,6 91,2 ± 21,5 110,1 ± 19,6 113,1 ± 12,1 98,5 ± 21,0 86,6 ± 13,6 79,2 ± 24,7 83,7 ± 16,3 76,6 ± 16,2

7 400 3,5 247,0 ± 34,2 256,7 ± 68,8 362,9 ± 138,3 196,8 ± 37,3 208,0 ± 30,9 205,7 ± 47,7 174,1 ± 14,4 159,9 ± 29,7 272,3 ± 109,9

8 400 4,5 386,3 ± 101,0 310,1 ± 27,3 244,7 ± 20,0 278,1 ± 29,8 246,1 ± 12,7 244,7 ± 17,5 230,4 ± 13,5 232,4 ± 16,3 227,1 ± 22,3

9 400 5,5 367,0 ± 63,7 290,6 ± 23,7 261,0 ± 9,9 303,1 ± 12,5 246,6 ± 31,8 249,9 ± 19,7 234,6 ± 28,0 259,4 ± 31,6 259,4 ± 18,4

10 800 5,5 271,4 ± 53,7 240,1 ± 27,9 191,2 ± 11,9 217,9 ± 18,7 221,2 ± 23,8 203,3 ± 12,9 201,2 ± 10,3 205,8 ± 26,8 217,7 ± 19,8

70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg Ca2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

P. australis (mg Ca2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg Ca2+ L‐1)

Tableau F-6. Concentration en Fe


australis et d’un témoin ssh sans plante et selon les traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 3,0 ± 1,1 2,7 ± 0,8 2,4 ± 0,5 2,8 ± 0,5 2,6 ± 0,6 2,5 ± 0,4 2,1 ± 0,4 2,1 ± 0,5 2,1 ± 0,4

6 0 2,5 4,1 ± 0,5 3,9 ± 0,4 3,7 ± 0,6 4,0 ± 0,7 3,8 ± 0,6 3,5 ± 0,4 3,2 ± 0,7 3,2 ± 0,4 3,1 ± 0,5

7 0 3,5 6,9 ± 1,2 6,3 ± 0,9 4,3 ± 1,4 5,4 ± 0,7 5,6 ± 0,6 5,4 ± 2,6 4,6 ± 0,3 3,5 ± 0,7 5,2 ± 1,7

8 0 4,5 10,8 ± 1,8 8,8 ± 2,6 7,8 ± 1,5 8,1 ± 0,7 8,2 ± 0,5 7,0 ± 0,7 6,2 ± 0,4 6,0 ± 0,5 6,3 ± 0,4

9 et 10 0 5,5 9,5 ± 1,5 9,3 ± 1,4 9,6 ± 1,1 9,4 ± 1,2 7,1 ± 1,8 8,0 ± 1,7 7,3 ± 0,5 7,4 ± 1,0 7,3 ± 1,2

1 25 1,5 1,9 ± 0,4 1,9 ± 0,2 1,8 ± 0,3 3,0 ± 1,6 3,0 ± 0,8 2,3 ± 0,3 1,8 ± 0,3 1,9 ± 0,2 2,0 ± 0,1

2 50 1,5 2,3 ± 0,4 2,3 ± 0,3 1,5 ± 0,6 2,7 ± 1,6 2,8 ± 1,6 2,3 ± 0,1 2,0 ± 0,4 1,9 ± 0,3 1,8 ± 0,3

3 100 1,5 2,0 ± 0,3 1,9 ± 0,2 1,9 ± 0,4 2,5 ± 0,7 2,2 ± 0,3 2,2 ± 0,1 2,0 ± 0,2 1,9 ± 0,3 1,9 ± 0,3

4 200 1,5 1,4 ± 0,4 1,5 ± 0,3 2,2 ± 0,3 1,8 ± 0,3 1,6 ± 0,3 1,7 ± 0,2 1,3 ± 0,3 1,3 ± 0,3 1,6 ± 0,3

5 400 1,5 2,2 ± 0,7 1,9 ± 0,3 . ± . 1,1 ± 0,3 1,0 ± 0,2 1,0 ± 0,1 0,9 ± 0,1 0,8 ± 0,1 0,8 ± 0,1

6 400 2,5 2,3 ± 0,5 1,7 ± 0,3 2,4 ± 0,5 1,5 ± 0,1 1,4 ± 0,2 1,4 ± 0,2 1,0 ± 0,3 1,2 ± 0,1 1,1 ± 0,2

7 400 3,5 3,2 ± 0,5 3,2 ± 0,6 4,7 ± 2,1 2,4 ± 0,3 2,6 ± 0,1 2,7 ± 1,1 1,8 ± 0,1 1,6 ± 0,3 3,4 ± 0,9

8 400 4,5 5,8 ± 1,1 4,3 ± 0,5 3,8 ± 0,4 3,6 ± 0,3 3,6 ± 0,1 3,9 ± 0,4 3,0 ± 0,3 3,0 ± 0,1 3,0 ± 0,2

9 400 5,5 5,6 ± 0,8 5,3 ± 0,7 5,6 ± 0,4 5,0 ± 0,3 4,0 ± 0,8 5,1 ± 0,8 4,1 ± 1,0 4,0 ± 0,7 4,0 ± 0,5

10 800 5,5 4,6 ± 1,2 4,3 ± 0,4 4,0 ± 0,5 3,8 ± 1,2 4,6 ± 0,7 4,2 ± 0,8 3,6 ± 0,6 3,7 ± 0,6 3,8 ± 0,5

45 cm 15 cm

Témoin (mg Fe2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm


70 cm 45 cm 15 cm

P. australis (mg Fe2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg Fe2+ L‐1)

Tableau F-7. Concentration en Mg

2+ en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de

Phragmite australis et d’un témoin ssh sans plante et selon les traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5).

161

Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 38,1 ± 12,1 32,7 ± 5,5 31,2 ± 5,0 34,9 ± 7,6 31,0 ± 5,9 30,0 ± 4,8 26,0 ± 4,3 26,1 ± 4,7 25,9 ± 4,3

6 0 2,5 51,0 ± 6,0 49,3 ± 4,8 46,4 ± 7,3 52,4 ± 8,1 49,3 ± 7,7 45,2 ± 5,4 40,6 ± 6,9 40,9 ± 5,4 38,9 ± 6,0

7 0 3,5 97,7 ± 13,4 82,7 ± 10,1 63,1 ± 10,4 65,8 ± 8,4 71,2 ± 10,4 88,0 ± 33,4 59,9 ± 2,8 49,0 ± 13,2 79,1 ± 25,9

8 0 4,5 146,9 ± 29,4 106,9 ± 35,3 90,8 ± 19,7 101,1 ± 10,6 98,8 ± 8,6 79,4 ± 8,8 75,3 ± 7,1 72,2 ± 6,5 77,5 ± 5,2

9 et 10 0 5,5 107,4 ± 16,8 102,8 ± 17,7 105,9 ± 8,8 104,2 ± 12,5 82,8 ± 18,3 95,5 ± 14,2 85,5 ± 6,1 88,6 ± 9,7 86,8 ± 14,6

1 25 1,5 27,3 ± 2,5 26,7 ± 2,3 25,3 ± 1,1 44,6 ± 20,7 36,2 ± 11,8 28,5 ± 1,5 25,8 ± 1,6 25,9 ± 1,2 25,7 ± 1,1

2 50 1,5 28,0 ± 5,5 25,9 ± 3,9 19,4 ± 7,8 38,1 ± 23,3 33,5 ± 22,3 25,9 ± 2,2 23,4 ± 4,4 23,3 ± 3,0 23,0 ± 3,0

3 100 1,5 29,5 ± 6,3 28,7 ± 6,2 27,9 ± 4,6 35,0 ± 7,6 31,1 ± 3,1 28,8 ± 1,2 23,6 ± 0,6 23,3 ± 0,4 23,3 ± 0,6

4 200 1,5 28,5 ± 3,0 27,9 ± 2,6 27,5 ± 3,2 30,8 ± 3,0 29,4 ± 2,9 28,5 ± 2,0 26,2 ± 1,4 24,7 ± 0,8 24,3 ± 1,2

5 400 1,5 27,3 ± 2,8 25,6 ± 0,9 . ± . 22,6 ± 3,4 23,4 ± 1,5 23,8 ± 1,6 19,7 ± 1,2 19,3 ± 1,9 18,2 ± 0,2

6 400 2,5 41,8 ± 4,4 39,7 ± 2,9 42,7 ± 2,6 35,1 ± 0,9 34,3 ± 3,7 35,5 ± 1,6 28,2 ± 6,9 30,4 ± 1,9 28,8 ± 1,0

7 400 3,5 77,9 ± 10,0 76,3 ± 13,5 79,4 ± 20,6 59,6 ± 4,7 66,3 ± 6,8 69,5 ± 21,6 50,6 ± 3,4 47,7 ± 4,9 72,4 ± 19,1

8 400 4,5 139,1 ± 31,2 105,9 ± 14,5 86,5 ± 13,1 85,9 ± 5,2 81,0 ± 1,7 82,8 ± 3,8 68,6 ± 4,1 68,9 ± 3,4 70,2 ± 3,2

9 400 5,5 120,3 ± 16,5 103,6 ± 8,6 100,5 ± 5,2 105,4 ± 4,9 77,4 ± 15,5 90,4 ± 12,5 79,5 ± 19,2 81,3 ± 14,1 83,3 ± 8,5

10 800 5,5 96,9 ± 23,7 96,3 ± 10,4 88,4 ± 17,8 81,1 ± 15,4 93,1 ± 9,9 84,9 ± 16,6 77,4 ± 13,4 79,0 ± 11,8 89,2 ± 2,5

Témoin (mg Mg2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm45 cm 15 cm

P. australis (mg Mg2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm

Paramètres T. latifolia (mg Mg2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Tableau F-8. Concentration en Mn



Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 0,3 ± 0,3 0,2 ± 0,2 0,2 ± 0,3 0,5 ± 0,4 0,5 ± 0,2 0,4 ± 0,2 0,8 ± 0,2 0,8 ± 0,2 0,7 ± 0,2

6 0 2,5 0,9 ± 0,7 0,9 ± 0,7 0,9 ± 0,7 1,1 ± 0,5 1,1 ± 0,4 1,1 ± 0,5 1,2 ± 0,3 1,2 ± 0,2 1,1 ± 0,2

7 0 3,5 0,7 ± 0,2 0,7 ± 0,3 1,4 ± 0,4 1,2 ± 0,2 1,3 ± 0,1 1,0 ± 0,5 1,6 ± 0,1 1,4 ± 0,3 0,8 ± 0,2

8 0 4,5 1,3 ± 0,5 1,1 ± 0,2 1,1 ± 0,2 2,1 ± 0,4 2,1 ± 0,1 1,7 ± 0,2 1,9 ± 0,2 1,9 ± 0,2 2,2 ± 0,2

9 et 10 0 5,5 1,8 ± 0,7 1,9 ± 0,8 2,2 ± 1,1 2,5 ± 0,3 1,9 ± 0,5 2,2 ± 0,4 2,2 ± 0,3 2,3 ± 0,2 2,5 ± 0,5

1 25 1,5 0,6 ± 0,3 0,6 ± 0,3 0,5 ± 0,4 1,0 ± 0,5 0,7 ± 0,2 0,3 ± 0,2 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1

2 50 1,5 0,5 ± 0,3 0,4 ± 0,4 0,2 ± 0,3 0,7 ± 0,4 0,6 ± 0,3 0,3 ± 0,2 0,8 ± 0,2 0,7 ± 0,1 0,9 ± 0,2

3 100 1,5 0,4 ± 0,3 0,3 ± 0,3 0,1 ± 0,1 0,5 ± 0,2 0,4 ± 0,2 0,2 ± 0,2 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,6 ± 0,1

4 200 1,5 0,4 ± 0,2 0,3 ± 0,2 0,0 ± 0,0 0,4 ± 0,2 0,5 ± 0,1 0,1 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,0 0,5 ± 0,1

5 400 1,5 0,4 ± 0,2 0,3 ± 0,3 . ± . 0,4 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,2 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,5 ± 0,0

6 400 2,5 0,5 ± 0,2 0,5 ± 0,2 0,3 ± 0,2 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,4 ± 0,3 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,0 0,6 ± 0,1

7 400 3,5 1,4 ± 0,1 1,1 ± 0,2 1,0 ± 0,4 1,1 ± 0,1 0,6 ± 0,2 1,1 ± 0,2 1,1 ± 0,1 1,0 ± 0,1 1,1 ± 0,3

8 400 4,5 2,5 ± 0,3 2,1 ± 0,3 1,4 ± 0,3 1,7 ± 0,4 1,4 ± 0,3 1,3 ± 0,2 1,2 ± 0,1 1,4 ± 0,0 1,4 ± 0,2

9 400 5,5 2,3 ± 0,3 1,9 ± 0,2 1,5 ± 0,1 2,1 ± 0,3 1,4 ± 0,3 1,3 ± 0,2 1,4 ± 0,3 1,7 ± 0,2 1,7 ± 0,1

10 800 5,5 2,1 ± 0,6 2,3 ± 0,3 1,9 ± 0,6 1,8 ± 0,5 1,9 ± 0,3 1,5 ± 0,3 1,7 ± 0,2 2,0 ± 0,3 2,4 ± 0,4

Témoin (mg Mn2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm15 cm45 cm


P. australis (mg Mn2+ L‐1)Paramètres T. latifolia (mg Mn2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm 70 cm

Tableau F-9. Concentration en Na

+ en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de Phragmite


162

Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 30,4 ± 13,9 20,4 ± 6,0 23,7 ± 6,6 28,1 ± 15,1 22,3 ± 5,7 16,7 ± 4,8 14,5 ± 2,1 15,4 ± 2,8 13,8 ± 3,6

6 0 2,5 26,5 ± 3,2 24,6 ± 2,6 24,6 ± 1,9 31,4 ± 4,4 27,6 ± 6,1 24,9 ± 4,4 22,2 ± 2,4 22,7 ± 3,9 21,1 ± 3,5

7 0 3,5 39,8 ± 4,9 35,4 ± 4,5 26,9 ± 3,6 26,8 ± 3,9 29,4 ± 5,7 38,1 ± 13,1 24,6 ± 1,4 19,5 ± 5,7 33,7 ± 10,6

8 0 4,5 57,3 ± 11,3 42,8 ± 13,5 37,0 ± 5,9 40,7 ± 4,3 39,8 ± 3,4 32,1 ± 3,6 29,9 ± 3,5 27,6 ± 0,8 30,9 ± 1,8

9 et 10 0 5,5 43,6 ± 6,5 40,0 ± 7,3 41,9 ± 4,5 41,9 ± 5,6 32,3 ± 7,9 37,0 ± 5,7 33,9 ± 2,8 34,8 ± 4,6 34,2 ± 5,9

1 25 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

2 50 1,5 23,1 ± 9,4 18,6 ± 4,4 14,8 ± 3,6 46,6 ± 30,8 39,1 ± 32,7 15,4 ± 2,4 14,4 ± 4,7 13,1 ± 3,3 13,2 ± 3,0

3 100 1,5 31,6 ± . 33,8 ± . 30,5 ± . 24,4 ± . 20,5 ± . 17,9 ± . 12,5 ± . 14,5 ± . 15,1 ± .

4 200 1,5 18,7 ± 0,7 19,9 ± 3,5 23,6 ± 1,4 25,0 ± 3,5 22,9 ± 2,6 19,7 ± 1,4 16,7 ± 0,9 17,0 ± 0,4 16,8 ± 0,5

5 400 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

6 400 2,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

7 400 3,5 37,7 ± 4,5 35,4 ± 6,7 35,0 ± 7,0 28,9 ± 2,3 30,9 ± 3,6 33,2 ± 10,8 23,9 ± 1,7 22,7 ± 3,4 35,0 ± 12,1

8 400 4,5 63,3 ± 11,5 47,8 ± 6,3 37,5 ± 5,1 38,6 ± 4,7 34,6 ± 1,9 34,9 ± 2,7 29,6 ± 2,2 30,8 ± 3,4 31,4 ± 2,2

9 400 5,5 51,5 ± 7,4 43,1 ± 3,4 40,3 ± 2,7 44,8 ± 3,1 31,0 ± 6,9 35,2 ± 6,8 31,4 ± 8,3 33,3 ± 6,1 35,7 ± 3,7

10 800 5,5 42,6 ± 13,1 41,7 ± 4,5 37,2 ± 9,9 34,1 ± 9,8 39,0 ± 3,6 34,6 ± 8,6 32,8 ± 5,4 35,3 ± 5,3 40,2 ± 0,6


70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg Na+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg Na+L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

P. australis (mg Na+L‐1)

Tableau F-10. Concentration en Zn



Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 0,3 ± 0,2 0,2 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,3 ± 0,2 0,3 ± 0,1 0,2 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

6 0 2,5 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,5 ± 0,2 0,4 ± 0,2 0,4 ± 0,2 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1

7 0 3,5 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,5 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,4 ± 0,1

8 0 4,5 0,7 ± 0,0 0,6 ± 0,2 0,6 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,0 0,7 ± 0,0

9 et 10 0 5,5 0,8 ± 0,1 0,8 ± 0,1 0,8 ± 0,1 0,9 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1

1 25 1,5 0,2 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,6 ± 0,2 0,4 ± 0,1 0,2 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

2 50 1,5 0,3 ± 0,1 0,2 ± 0,1 0,1 ± 0,1 0,5 ± 0,3 0,4 ± 0,2 0,3 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

3 100 1,5 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

4 200 1,5 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,1

5 400 1,5 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,1 . ± . 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,3 ± 0,0

6 400 2,5 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,4 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0

7 400 3,5 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,4 ± 0,0 0,4 ± 0,0 0,6 ± 0,2

8 400 4,5 0,9 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,7 ± 0,2 0,5 ± 0,0 0,6 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,5 ± 0,0 0,5 ± 0,0

9 400 5,5 0,7 ± 0,1 0,6 ± 0,0 0,6 ± 0,0 0,7 ± 0,0 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1

10 800 5,5 0,7 ± 0,2 0,7 ± 0,1 0,6 ± 0,2 0,6 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,7 ± 0,0

15 cm


P. australis (mg Zn2+ L‐1)

45 cm

Témoin (mg Zn2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

T. latifolia (mg Zn2+L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres

70 cm

Tableau F-11. Concentration en K

+ en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de Phragmite


163

Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 160,1 ± 35,7 161,7 ± 22,7 157,0 ± 28,4 229,3 ± 40,8 207,2 ± 38,6 206,4 ± 34,2 191,8 ± 24,0 195,0 ± 26,7 196,1 ± 25,8

6 0 2,5 284,8 ± 50,9 293,9 ± 37,9 299,8 ± 50,0 363,5 ± 58,1 341,6 ± 47,0 328,2 ± 33,9 291,5 ± 48,3 298,2 ± 42,4 289,4 ± 41,5

7 0 3,5 511,4 ± 60,3 572,6 ± 64,1 489,2 ± 48,5 531,6 ± 21,0 451,1 ± 254,7 476,3 ± 35,3 475,3 ± 27,0 401,4 ± 68,3 479,8 ± 94,5

8 0 4,5 794,1 ± 64,5 801,5 ± 137,2 734,6 ± 121,4 721,9 ± 118,8 724,5 ± 145,9 645,7 ± 131,9 554,9 ± 100,4 553,0 ± 95,8 556,2 ± 99,5

9 et 10 0 5,5 965,3 ± 64,3 942,9 ± 100,4 966,2 ± 87,2 982,1 ± 65,9 883,1 ± 97,0 882,1 ± 135,7 812,8 ± 36,6 892,5 ± 255,1 809,9 ± 104,3

1 25 1,5 181,2 ± 4,4 174,4 ± 7,1 166,6 ± 11,9 288,5 ± 126,7 233,8 ± 61,8 182,2 ± 13,0 187,2 ± 5,9 190,2 ± 5,9 189,7 ± 9,2

2 50 1,5 159,0 ± 22,6 165,1 ± 6,3 146,4 ± 26,7 254,9 ± 145,7 239,5 ± 129,4 196,8 ± 19,4 184,5 ± 24,4 186,8 ± 10,1 187,1 ± 11,5

3 100 1,5 160,3 ± 12,9 160,4 ± 13,4 155,1 ± 8,5 239,8 ± 64,4 222,5 ± 39,8 210,0 ± 21,6 178,9 ± 4,3 180,0 ± 4,7 182,9 ± 5,8

4 200 1,5 163,1 ± 16,9 151,2 ± 13,4 122,4 ± 24,6 228,2 ± 33,6 224,1 ± 23,1 215,4 ± 13,0 195,1 ± 5,1 195,0 ± 4,4 196,8 ± 5,8

5 400 1,5 143,4 ± 15,1 149,4 ± 14,9 . ± . 212,0 ± 53,7 223,4 ± 22,7 208,3 ± 14,4 178,0 ± 9,6 181,8 ± 15,2 179,8 ± 11,3

6 400 2,5 241,5 ± 14,3 252,7 ± 18,8 227,3 ± 54,0 292,8 ± 10,1 291,4 ± 32,8 313,1 ± 10,5 241,9 ± 66,2 268,0 ± 14,9 266,7 ± 16,0

7 400 3,5 492,5 ± 86,6 582,8 ± 78,4 550,0 ± 75,4 531,7 ± 28,6 563,2 ± 31,0 481,2 ± 99,5 446,7 ± 29,7 417,9 ± 40,0 507,0 ± 52,0

8 400 4,5 708,8 ± 144,5 689,7 ± 219,0 616,4 ± 202,2 651,0 ± 234,0 628,1 ± 223,6 636,8 ± 225,5 610,2 ± 46,4 596,4 ± 37,1 600,6 ± 36,0

9 400 5,5 1055,9 ± 111,7 926,0 ± 76,9 921,5 ± 21,8 993,6 ± 54,3 713,7 ± 184,0 844,8 ± 97,3 709,3 ± 188,3 719,4 ± 124,7 726,7 ± 113,9

10 800 5,5 933,3 ± 174,0 886,1 ± 106,1 844,4 ± 221,3 812,1 ± 124,6 919,7 ± 79,3 866,9 ± 135,6 768,1 ± 166,8 736,8 ± 133,4 862,1 ± 40,2

45 cm 15 cm70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg K+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm

P. australis (mg K+L‐1)Profondeur des échantillonneursProfondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg K+ L‐1)

Tableau F-12. Concentration en Cu



Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 0,13 ± 0,09 0,08 ± 0,06 0,07 ± 0,05 0,04 ± 0,06 0,03 ± 0,04 0,03 ± 0,04 0,02 ± 0,05 0,02 ± 0,03 0,02 ± 0,04

6 0 2,5 0,14 ± 0,02 0,12 ± 0,02 0,11 ± 0,04 0,13 ± 0,04 0,11 ± 0,03 0,10 ± 0,04 0,11 ± 0,03 0,10 ± 0,04 0,09 ± 0,04

7 0 3,5 0,17 ± 0,02 0,15 ± 0,02 0,10 ± 0,06 0,09 ± 0,05 0,11 ± 0,01 0,13 ± 0,08 0,12 ± 0,01 0,05 ± 0,07 0,11 ± 0,07

8 0 4,5 0,25 ± 0,04 0,20 ± 0,06 0,18 ± 0,04 0,17 ± 0,02 0,17 ± 0,01 0,13 ± 0,01 0,15 ± 0,01 0,15 ± 0,01 0,17 ± 0,01

9 et 10 0 5,5 0,22 ± 0,04 0,22 ± 0,03 0,24 ± 0,03 0,21 ± 0,04 0,17 ± 0,04 0,20 ± 0,03 0,19 ± 0,02 0,20 ± 0,03 0,19 ± 0,04

1 25 1,5 0,10 ± 0,06 0,09 ± 0,05 0,08 ± 0,06 0,16 ± 0,06 0,12 ± 0,03 0,00 ± 0,00 0,05 ± 0,06 0,02 ± 0,05 0,02 ± 0,05

2 50 1,5 0,08 ± 0,08 0,05 ± 0,07 0,00 ± 0,00 0,11 ± 0,07 0,08 ± 0,08 0,00 ± 0,00 0,02 ± 0,04 0,02 ± 0,04 0,02 ± 0,04

3 100 1,5 0,07 ± 0,07 0,05 ± 0,08 0,09 ± 0,06 0,05 ± 0,06 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

4 200 1,5 0,03 ± 0,06 0,06 ± 0,06 0,10 ± 0,06 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,02 ± 0,05 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00

5 400 1,5 0,10 ± 0,04 0,09 ± 0,02 . ± . 0,07 ± 0,01 0,07 ± 0,01 0,04 ± 0,03 0,06 ± 0,01 0,06 ± 0,01 0,07 ± 0,01

6 400 2,5 0,07 ± 0,01 0,06 ± 0,01 0,07 ± 0,04 0,06 ± 0,00 0,06 ± 0,01 0,05 ± 0,04 0,05 ± 0,03 0,06 ± 0,00 0,06 ± 0,00

7 400 3,5 0,10 ± 0,05 0,10 ± 0,06 0,11 ± 0,07 0,02 ± 0,05 0,08 ± 0,05 0,05 ± 0,07 0,02 ± 0,04 0,02 ± 0,04 0,08 ± 0,07

8 400 4,5 0,24 ± 0,04 0,18 ± 0,03 0,14 ± 0,02 0,15 ± 0,02 0,14 ± 0,01 0,13 ± 0,02 0,13 ± 0,01 0,14 ± 0,01 0,14 ± 0,01

9 400 5,5 0,19 ± 0,03 0,18 ± 0,02 0,18 ± 0,02 0,17 ± 0,01 0,13 ± 0,02 0,16 ± 0,02 0,15 ± 0,04 0,14 ± 0,02 0,15 ± 0,01

10 800 5,5 0,18 ± 0,06 0,17 ± 0,02 0,14 ± 0,05 0,15 ± 0,04 0,17 ± 0,02 0,15 ± 0,03 0,15 ± 0,03 0,16 ± 0,02 0,18 ± 0,01

70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg Cu2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

P. australis (mg Cu2+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg Cu2+ L‐1)

Tableau F-13. Concentration en B



164

Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

1 à 5 0 1,5 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

6 0 2,5 0,4 ± 0,0 0,4 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,4 ± 0,0 0,3 ± 0,1 0,4 ± 0,1 0,3 ± 0,1

7 0 3,5 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,4 ± 0,1 0,6 ± 0,1

8 0 4,5 0,9 ± 0,1 0,8 ± 0,2 0,8 ± 0,2 0,8 ± 0,1 0,8 ± 0,0 0,7 ± 0,1 0,7 ± 0,0 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,0

9 et 10 0 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

1 25 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

2 50 1,5 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,1 0,4 ± 0,2 0,4 ± 0,2 0,3 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

3 100 1,5 0,3 ± . 0,3 ± . 0,2 ± . 0,3 ± . 0,2 ± . 0,2 ± . 0,2 ± . 0,2 ± . 0,2 ± .

4 200 1,5 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

5 400 1,5 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 . ± . 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0 0,2 ± 0,0

6 400 2,5 0,4 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,4 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,1 0,3 ± 0,0 0,3 ± 0,0

7 400 3,5 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,1 0,5 ± 0,0 0,6 ± 0,0 0,5 ± 0,1 0,4 ± 0,0 0,4 ± 0,0 0,5 ± 0,1

8 400 4,5 0,9 ± 0,1 0,8 ± 0,1 0,7 ± 0,0 0,7 ± 0,0 0,7 ± 0,0 0,7 ± 0,0 0,6 ± 0,1 0,6 ± 0,0 0,6 ± 0,0

9 400 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

10 800 5,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

70 cm 45 cm 15 cm

Témoin (mg B3+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

P. australis (mg B3+ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T latifolia (mg B3+ L‐1)

Tableau F-14. Concentration en Cl

- en fonction des différentes profondeurs d’un ssh végétalisé de Typha latifolia, de Phragmite

australis et d’un témoin ssh sans plante et selon les traitements de sucre ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes

Saccharose CE

(mg L ‐1) (mS cm‐1)

3 à 5 0 1,5 3,8 ± 0,4 3,6 ± 0,2 3,5 ± . 20,5 ± 2,9 15,5 ± 8,5 18,8 ± 1,5 18,1 ± 0,8 18,0 ± 0,5 18,0 ± 0,8

6 0 2,5 6,7 ± 1,4 6,3 ± 0,9 15,4 ± 15,1 21,4 ± 2,0 21,0 ± 1,9 23,5 ± 13,5 19,2 ± 0,7 24,9 ± 15,6 18,9 ± 4,8

7 0 3,5 10,0 ± 9,2 6,0 ± 0,4 7,3 ± 1,9 17,7 ± 2,0 16,9 ± 2,0 19,3 ± 1,4 16,9 ± 2,1 17,7 ± 1,4 18,8 ± 2,8

8 0 4,5 30,6 ± 21,7 40,4 ± 27,5 35,0 ± 21,2 29,3 ± 9,0 27,9 ± 8,8 31,7 ± 11,8 30,3 ± 8,7 26,4 ± 6,7 31,6 ± 11,7

9 et 10 0 5,5 20,1 ± 4,3 22,8 ± 4,2 23,8 ± 5,6 30,0 ± 2,7 28,7 ± 5,6 29,0 ± 3,3 26,9 ± 2,7 27,2 ± 2,4 27,6 ± 2,3

3 100 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

4 200 1,5 . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± . . ± .

5 400 1,5 4,3 ± 0,7 3,6 ± 0,2 . ± . 18,6 ± 1,8 17,9 ± 1,9 17,4 ± 1,5 18,1 ± 0,9 18,4 ± 0,8 18,3 ± 0,5

6 400 2,5 7,0 ± 1,4 6,3 ± 1,4 8,5 ± 4,9 19,2 ± 1,2 19,5 ± 1,1 20,2 ± 1,2 19,5 ± 1,3 19,8 ± 0,9 17,6 ± 6,1

7 400 3,5 8,8 ± 3,0 10,4 ± 9,0 7,9 ± 2,3 16,0 ± 1,8 15,9 ± 1,3 17,2 ± 2,4 17,0 ± 1,4 17,1 ± 1,4 18,5 ± 2,1

8 400 4,5 21,0 ± 29,5 13,5 ± 6,2 18,3 ± 8,8 22,6 ± 4,3 21,1 ± 3,4 23,6 ± 5,3 24,0 ± 6,7 21,5 ± 4,0 22,5 ± 4,0

9 400 5,5 16,6 ± 1,8 21,6 ± 3,3 23,8 ± 3,3 27,2 ± 3,5 27,1 ± 4,4 30,6 ± 3,2 27,2 ± 3,4 27,4 ± 3,2 30,2 ± 3,7

10 800 5,5 21,3 ± 4,2 23,5 ± 3,2 28,0 ± 3,4 29,6 ± 3,1 27,9 ± 2,4 29,3 ± 3,0 28,1 ± 1,6 28,1 ± 1,4 29,5 ± 2,2

Témoin (mg Cl‐ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm


70 cm 45 cm 15 cm

P. australis (mg Cl‐ L‐1)Profondeur des échantillonneurs

70 cm 45 cm 15 cm

Paramètres T. latifolia (mg Cl‐ L‐1)

ANNEXE G

Expérimentation en serre, 2008 : Analyse foliaire de Phragmite

australis et de Typha latifolia dans un ssh

166

Tableau G-1. Pourcentage en matière sèche dans la partie foliaire du Phragmite

australis et de Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type,

2008 (n=5). Périodes Saccharose CE

(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 32,26 ± 2,73 22,16 ± 3,38 33,92 ± 3,97 21,61 ± 2,75

3 0 et 100 1,5 26,25 ± 2,06 15,76 ± 2,14 26,53 ± 1,24 15,97 ± 0,664 0 et 200 1,5 25,68 ± 2,73 12,39 ± 3,03 26,59 ± 2,70 12,33 ± 2,135 0 et 400 1,5 28,01 ± 1,50 16,86 ± 1,09 28,07 ± 1,94 18,47 ± 1,046 0 et 400 2,5 25,29 ± 1,37 13,06 ± 0,40 25,87 ± 2,38 13,78 ± 0,637 0 et 400 3,5 27,55 ± 0,72 18,67 ± 2,11 27,68 ± 2,10 21,12 ± 2,208 0 et 400 4,5 27,76 ± 1,58 19,48 ± 1,82 27,17 ± 1,03 21,19 ± 1,519 0 et 400 5,5 32,67 ± 3,05 26,18 ± 2,33 31,07 ± 1,22 26,09 ± 0,62

10 0 et 800 5,5 33,01 ± 1,23 26,28 ± 1,55 31,85 ± 1,06 25,94 ± 1,4928,72 ± 1,88 18,98 ± 1,98 28,75 ± 1,96 19,61 ± 1,45

Quantité moyenne m.s (g) 347,72 348,09583,77 603,13Moyenne

% m. s % m. s (% m. s) (% m. s)

T. latifolia_C+P. australis_C+T. latifolia_C‐P. australis_C‐

Tableau G-2. Pourcentage en NT dans la partie foliaire du Phragmite australis et de

Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes Saccharose CE

(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 2,88 ± 0,17 2,72 ± 0,47 2,83 ± 0,23 2,88 ± 0,55

3 0 et 100 1,5 2,81 ± 0,19 2,81 ± 0,45 2,80 ± 0,11 2,76 ± 0,424 0 et 200 1,5 2,99 ± 0,16 3,13 ± 0,15 3,08 ± 0,18 3,08 ± 0,165 0 et 400 1,5 2,70 ± 0,12 3,09 ± 0,21 2,74 ± 0,06 2,50 ± 0,126 0 et 400 2,5 3,06 ± 0,23 3,39 ± 0,09 3,10 ± 0,11 3,04 ± 0,23

7 0 et 400 3,5 2,90 ± 0,15 3,26 ± 0,31 2,99 ± 0,11 2,74 ± 0,21

8 0 et 400 4,5 2,01 ± 0,00 2,01 ± 0,00 2,01 ± 0,00 2,01 ± 0,009 0 et 400 5,5 3,00 ± 0,12 2,46 ± 0,17 3,15 ± 0,16 2,21 ± 0,07

10 0 et 800 5,5 2,89 ± 0,10 1,77 ± 0,23 2,94 ± 0,06 1,78 ± 0,222,80 ± 0,14 2,74 ± 0,23 2,85 ± 0,11 2,56 ± 0,22

Quantité moyenne N (g) 33,96 84,19 34,50 78,59

P. australis_C‐

NT (% p/p)NT (% p/p) NT (% p/p)

Moyenne

T. latifolia_C+

NT (% p/p)

T. latifolia_C‐ P. australis_C+

Tableau G-3. Concentration en Al

3+ dans la partie foliaire du Phragmite australis et de


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 17,32 ± 7,90 17,52 ± 5,24 13,62 ± 2,94 17,01 ± 5,41

3 0 et 100 1,5 20,77 ± 5,95 19,11 ± 4,51 20,51 ± 2,72 18,84 ± 5,994 0 et 200 1,5 18,96 ± 3,79 14,09 ± 4,14 19,40 ± 2,50 12,75 ± 4,085 0 et 400 1,5 12,47 ± 1,65 9,60 ± 2,77 14,23 ± 2,61 9,00 ± 3,976 0 et 400 2,5 35,60 ± 21,21 12,31 ± 4,23 22,67 ± 3,58 14,83 ± 6,907 0 et 400 3,5 15,95 ± 4,32 9,99 ± 3,40 19,09 ± 5,47 9,95 ± 3,358 0 et 400 4,5 19,33 ± 3,15 10,52 ± 1,61 23,34 ± 5,94 9,40 ± 2,389 0 et 400 5,5 18,01 ± 5,25 11,91 ± 2,19 20,74 ± 7,59 10,44 ± 2,79

10 0 et 800 5,5 20,17 ± 6,62 13,15 ± 1,87 23,80 ± 9,02 14,51 ± 3,1519,84 ± 6,65 13,13 ± 3,33 19,71 ± 4,71 12,97 ± 4,22

P. australis_C‐ T. latifolia_C‐

(mg Al3+ Kg‐1m.s) (mg Al3+ Kg‐1m.s)

Moyenne

P. australis_C+ T. latifolia_C+

0,04 0,02

(mg Al3+ Kg‐1m.s) (mg Al3+ Kg‐1m.s)

0,040,02Quantité moyenne Al3+ (g)

167

Tableau G-4. Concentration en B3+

dans la partie foliaire du Phragmite australis et de


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 20,38 ± 6,12 23,93 ± 6,27 18,71 ± 3,85 22,18 ± 2,73

3 0 et 100 1,5 27,38 ± 7,50 34,35 ± 4,99 31,30 ± 8,60 35,68 ± 6,764 0 et 200 1,5 31,76 ± 15,30 34,09 ± 5,29 29,33 ± 7,44 29,94 ± 4,765 0 et 400 1,5 27,26 ± 4,35 30,19 ± 3,04 35,05 ± 4,88 26,95 ± 3,156 0 et 400 2,5 29,51 ± 5,11 32,44 ± 3,94 32,52 ± 5,12 31,84 ± 2,987 0 et 400 3,5 34,40 ± 3,99 42,83 ± 12,90 34,40 ± 6,04 36,18 ± 5,138 0 et 400 4,5 30,67 ± 2,59 37,05 ± 2,63 39,55 ± 11,49 33,47 ± 2,839 0 et 400 5,5 30,22 ± 7,39 42,23 ± 5,28 39,35 ± 4,93 36,48 ± 5,92

10 0 et 800 5,5 33,10 ± 5,24 42,31 ± 18,06 41,83 ± 7,79 48,31 ± 13,5029,41 ± 6,40 35,49 ± 6,93 33,56 ± 6,68 33,45 ± 5,31

P. australis_C‐

0,10

T. latifolia_C‐ P. australis_C+ T. latifolia_C+

(mg B3+ Kg‐1m.s) (mg B3+ Kg‐1m.s) (mg B3+ Kg‐1m.s) (mg B3+ Kg‐1m.s)

0,04 0,11 0,04Quantité moyenne B3+ (g)

Moyenne

Tableau G-5. Concentration en Ca

2+ dans la partie foliaire du Phragmite australis et

de Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type, 2008 (n=5). Périodes Saccharose CE

(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 2956,42 ± 963,69 7240,18 ± 1338,28 2329,92 ± 663,73 8434,78 ± 1098,74

3 0 et 100 1,5 3537,38 ± 812,16 6922,77 ± 978,53 3715,20 ± 998,29 7945,21 ± 350,994 0 et 200 1,5 3874,96 ± 1006,63 9203,77 ± 1226,77 3542,10 ± 1096,67 8732,58 ± 373,115 0 et 400 1,5 4641,15 ± 1324,44 8396,52 ± 1287,84 4670,18 ± 1135,58 8222,09 ± 1113,516 0 et 400 2,5 5150,79 ± 441,89 9225,29 ± 1291,31 4691,05 ± 909,01 8477,20 ± 721,477 0 et 400 3,5 4241,16 ± 643,17 6644,67 ± 1347,08 4536,76 ± 905,35 7744,13 ± 1141,778 0 et 400 4,5 4184,91 ± 505,25 7574,48 ± 545,38 4736,56 ± 638,14 7086,77 ± 802,089 0 et 400 5,5 4603,08 ± 739,57 8158,62 ± 1455,06 4685,63 ± 878,06 8578,61 ± 1279,70

10 0 et 800 5,5 6211,91 ± 548,01 13169,37 ± 1256,23 6338,67 ± 702,07 10624,86 ± 1087,814377,97 ± 776,09 8503,97 ± 1191,83 4360,68 ± 880,77 8427,36 ± 885,47

T. latifolia_C+P. australis_C‐ T. latifolia_C‐ P. australis_C+

(mg Ca2+ Kg‐1m.s) (mg Ca2+ Kg‐1m.s) (mg Ca2+ Kg‐1m.s) (mg Ca2+ Kg‐1m.s)

Moyenne

5,30 26,15 5,28 25,92Quantité moyenne Ca2+ (g) Tableau G-6. Concentration en Cu



(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 27,05 ± 3,96 6,84 ± 0,92 25,25 ± 5,30 7,94 ± 1,91

3 0 et 100 1,5 34,63 ± 2,58 8,38 ± 1,45 31,53 ± 3,53 9,06 ± 1,274 0 et 200 1,5 38,02 ± 4,34 9,41 ± 1,54 34,49 ± 2,44 12,13 ± 3,315 0 et 400 1,5 37,91 ± 5,84 9,86 ± 1,26 32,23 ± 3,30 12,16 ± 3,286 0 et 400 2,5 34,47 ± 4,21 11,97 ± 1,46 27,51 ± 1,59 13,32 ± 2,477 0 et 400 3,5 31,56 ± 3,13 9,48 ± 2,28 24,26 ± 1,20 10,29 ± 1,608 0 et 400 4,5 28,55 ± 2,92 7,48 ± 1,33 25,47 ± 2,59 8,62 ± 1,619 0 et 400 5,5 23,56 ± 4,80 5,75 ± 1,27 24,02 ± 2,82 7,22 ± 1,90

10 0 et 800 5,5 18,79 ± 1,82 4,51 ± 1,02 19,56 ± 2,18 6,26 ± 0,8530,50 ± 3,73 8,19 ± 1,39 27,15 ± 2,77 9,67 ± 2,02

P. australis_C‐ P. australis_C+ T. latifolia_C+

(mg Cu2+ Kg‐1m.s) (mg Cu2+ Kg‐1m.s) (mg Cu2+ Kg‐1m.s) (mg Cu2+ Kg‐1m.s)

0,030,04 0,03 0,03

T. latifolia_C‐

Quantité moyenne Cu2+ (g)

Moyenne

Tableau G-7. Concentration en Fe

2+ dans la partie foliaire du Phragmite australis et de

Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type, 2008 (n=5).

168

Périodes Saccharose CE

(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 69,29 ± 18,22 63,85 ± 10,40 62,05 ± 9,84 60,87 ± 12,26

3 0 et 100 1,5 61,33 ± 6,81 59,26 ± 12,18 50,05 ± 5,24 49,79 ± 5,784 0 et 200 1,5 67,13 ± 21,99 69,31 ± 8,89 52,40 ± 14,94 70,20 ± 15,475 0 et 400 1,5 99,16 ± 27,80 172,17 ± 168,57 98,99 ± 62,49 70,89 ± 18,706 0 et 400 2,5 89,81 ± 30,20 68,43 ± 8,90 64,35 ± 13,23 67,40 ± 4,947 0 et 400 3,5 65,53 ± 7,62 58,84 ± 5,33 69,84 ± 15,14 56,21 ± 6,668 0 et 400 4,5 54,49 ± 3,58 55,27 ± 12,31 56,46 ± 3,32 53,12 ± 4,139 0 et 400 5,5 60,33 ± 11,82 57,58 ± 5,84 55,44 ± 11,90 48,99 ± 6,62

10 0 et 800 5,5 60,10 ± 10,62 56,94 ± 4,84 65,43 ± 8,34 53,13 ± 6,9969,69 ± 15,41 73,52 ± 26,36 63,89 ± 16,05 58,96 ± 9,06

P. australis_C‐ T. latifolia_C‐ P. australis_C+ T. latifolia_C+

(mg Fe2+ Kg‐1m.s) (mg Fe2+ Kg‐1m.s) (mg Fe2+ Kg‐1m.s) (mg Fe2+ Kg‐1m.s)

Moyenne

0,08 0,180,08 0,23Quantité moyenne Fe (g) Tableau G-8. Concentration en K

+ dans la partie foliaire du Phragmite australis et de


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 45307,36 ± 2544,30 41869,88 ± 7053,74 45108,94 ± 2050,31 43632,61 ± 9010,85

3 0 et 100 1,5 41281,12 ± 2812,39 49513,56 ± 8962,22 40973,01 ± 2967,36 47090,70 ± 7697,034 0 et 200 1,5 48550,87 ± 2328,01 53353,02 ± 3553,34 47889,31 ± 2433,32 54612,69 ± 8126,455 0 et 400 1,5 44892,68 ± 3364,70 60639,23 ± 5442,05 45786,36 ± 2670,13 55943,00 ± 5414,776 0 et 400 2,5 46462,66 ± 1957,02 71877,13 ± 12691,07 46389,49 ± 1948,04 60824,97 ± 4708,477 0 et 400 3,5 47716,73 ± 3376,62 54575,87 ± 3512,73 47511,87 ± 4301,18 49500,82 ± 7194,308 0 et 400 4,5 47655,52 ± 2714,09 54506,06 ± 5287,88 43248,63 ± 4273,10 50536,82 ± 5205,249 0 et 400 5,5 42285,57 ± 5145,30 46381,24 ± 2767,77 47204,27 ± 1460,04 43901,28 ± 5175,19

10 0 et 800 5,5 37239,41 ± 2037,28 44266,39 ± 4015,28 38874,55 ± 4303,57 40406,55 ± 5933,6144599,10 ± 2919,97 52998,04 ± 5920,68 44776,27 ± 2934,12 49605,50 ± 6496,21


(mg K+ Kg‐1m.s) (mg K+ Kg‐1m.s) (mg K+ Kg‐1m.s) (mg K+ Kg‐1m.s)

Moyenne

54,21 152,5654,00 162,99Quantité moyenne K+ (g) Tableau G-9. Concentration en Mg



(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 1931,03 ± 351,63 1761,11 ± 298,04 1682,45 ± 195,49 1692,27 ± 234,19

3 0 et 100 1,5 2217,13 ± 315,86 1888,52 ± 154,87 2199,50 ± 254,69 1793,31 ± 145,614 0 et 200 1,5 2610,89 ± 324,65 2294,03 ± 176,15 2266,67 ± 278,07 2193,74 ± 85,125 0 et 400 1,5 3050,13 ± 419,03 2198,13 ± 63,96 2756,95 ± 357,22 2128,71 ± 179,586 0 et 400 2,5 3428,79 ± 203,18 2330,97 ± 193,17 2701,72 ± 279,34 2472,25 ± 144,827 0 et 400 3,5 2924,80 ± 130,83 1875,24 ± 107,42 2417,38 ± 341,74 1879,27 ± 180,298 0 et 400 4,5 2839,70 ± 214,86 1628,42 ± 123,98 2454,14 ± 328,35 1570,15 ± 190,039 0 et 400 5,5 2765,45 ± 193,18 1165,02 ± 129,70 2433,85 ± 167,65 1222,77 ± 130,29

10 0 et 800 5,5 3177,06 ± 255,43 772,96 ± 205,10 2708,78 ± 195,29 851,86 ± 93,142771,66 ± 267,63 1768,27 ± 161,37 2402,38 ± 266,42 1756,03 ± 153,67


5,40

(mg Mg2+ Kg‐1m.s) (mg Mg2+ Kg‐1m.s) (mg Mg2+ Kg‐1m.s) (mg Mg2+ Kg‐1m.s)

3,36 5,44 2,91Quantité moyenne Mg2+ (g)

Moyenne

Tableau G-10. Concentration en Mn


de Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type, 2008 (n=5).

169


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 283,32 ± 72,72 277,24 ± 142,10 229,43 ± 60,02 374,12 ± 115,46

3 0 et 100 1,5 364,98 ± 74,98 253,34 ± 80,26 351,66 ± 63,07 336,58 ± 127,494 0 et 200 1,5 400,56 ± 83,95 318,45 ± 99,51 345,82 ± 76,44 322,73 ± 75,725 0 et 400 1,5 445,81 ± 145,82 255,16 ± 61,93 429,11 ± 75,05 257,57 ± 32,306 0 et 400 2,5 529,03 ± 93,61 403,59 ± 111,91 444,51 ± 54,38 306,21 ± 113,427 0 et 400 3,5 476,45 ± 40,88 294,46 ± 125,97 416,91 ± 47,46 310,56 ± 92,188 0 et 400 4,5 507,44 ± 60,35 517,61 ± 142,25 481,09 ± 57,24 315,32 ± 132,539 0 et 400 5,5 561,52 ± 45,25 775,50 ± 92,32 482,13 ± 70,50 431,34 ± 178,60

10 0 et 800 5,5 776,86 ± 61,11 1416,02 ± 235,17 579,81 ± 56,28 544,49 ± 114,28482,88 ± 75,41 501,26 ± 121,27 417,83 ± 62,27 355,44 ± 109,11

0,58


(mg Mn2+ Kg‐1m.s) (mg Mn2+ Kg‐1m.s) (mg Mn2+ Kg‐1m.s) (mg Mn2+ Kg‐1m.s)

0,51 1,091,54Quantité moyenne Mn2+ (g)

Moyenne

Tableau G-11. Concentration en PT dans la partie foliaire du Phragmite australis et de


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 3830,49 ± 219,70 4238,97 ± 804,36 3798,02 ± 190,47 4485,04 ± 1116,83

3 0 et 100 1,5 3706,11 ± 308,15 4999,65 ± 990,08 3498,05 ± 200,80 4647,12 ± 683,804 0 et 200 1,5 4956,12 ± 370,94 6576,42 ± 568,73 4734,34 ± 296,15 6585,04 ± 630,785 0 et 400 1,5 4611,28 ± 452,99 6839,20 ± 279,41 4171,94 ± 282,13 6437,47 ± 451,326 0 et 400 2,5 4800,53 ± 381,60 7187,48 ± 220,82 4292,05 ± 100,84 6781,78 ± 706,827 0 et 400 3,5 4814,05 ± 263,33 5827,89 ± 392,94 4076,75 ± 243,52 5352,87 ± 615,618 0 et 400 4,5 5505,91 ± 526,29 5409,44 ± 660,28 4186,57 ± 250,09 5157,94 ± 492,659 0 et 400 5,5 4984,16 ± 669,45 5441,94 ± 402,31 4626,42 ± 582,61 4766,99 ± 273,83

10 0 et 800 5,5 5656,27 ± 1350,88 4576,01 ± 1028,08 3900,27 ± 580,70 4455,11 ± 150,764762,77 ± 504,81 5677,44 ± 594,11 4142,71 ± 303,03 5407,71 ± 569,15


(mg PT Kg‐1m.s) (mg PT Kg‐1m.s) (mg PT Kg‐1m.s) (mg PT Kg‐1m.s)

Moyenne

5,77 17,46 5,02 16,63Quantité moyenne P (g) Tableau G-12. Concentration en S dans la partie foliaire du Phragmite australis et de


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 6077,84 ± 1802,83 3014,31 ± 859,21 4698,57 ± 826,46 3348,36 ± 986,91

3 0 et 100 1,5 7257,58 ± 1359,05 3609,59 ± 954,70 7181,96 ± 1413,75 3870,17 ± 530,354 0 et 200 1,5 9045,31 ± 1765,84 5527,17 ± 1392,47 7607,22 ± 1596,38 5928,27 ± 883,125 0 et 400 1,5 10440,26 ± 2264,26 5497,93 ± 1459,48 8301,51 ± 1602,55 5652,77 ± 557,546 0 et 400 2,5 11679,17 ± 1322,14 5935,55 ± 1002,07 8463,39 ± 1092,55 5512,69 ± 712,687 0 et 400 3,5 11555,62 ± 1999,29 4301,90 ± 416,55 8506,46 ± 1138,27 4411,75 ± 422,378 0 et 400 4,5 11325,89 ± 887,06 3910,39 ± 261,17 9236,20 ± 921,60 3438,86 ± 273,839 0 et 400 5,5 11329,42 ± 1267,54 3462,04 ± 397,30 9604,62 ± 1049,61 3319,26 ± 450,91

10 0 et 800 5,5 13444,56 ± 774,37 3368,64 ± 596,76 11327,59 ± 830,75 3283,01 ± 446,7110239,52 ± 1493,60 4291,95 ± 815,52 8325,28 ± 1163,55 4307,24 ± 584,94


(mg S Kg‐1m.s) (mg S Kg‐1m.s) (mg S Kg‐1m.s) (mg S Kg‐1m.s)

Moyenne

12,40 13,20 10,08 13,25Quantité moyenne S (g) Tableau G-13. Concentration en Zn


de Typha latifolia selon les traitements de sucre dans un ssh ± l’écart type, 2008 (n=5).

170


(mg L‐1) (mS cm‐1)

2 0 et 50 1,5 47,86 ± 7,55 21,34 ± 5,28 48,67 ± 7,81 23,41 ± 6,68

3 0 et 100 1,5 50,65 ± 4,65 27,71 ± 5,85 46,59 ± 3,29 27,84 ± 5,134 0 et 200 1,5 62,82 ± 6,48 33,73 ± 3,76 55,81 ± 3,36 36,47 ± 6,065 0 et 400 1,5 60,99 ± 8,19 33,70 ± 3,21 51,48 ± 2,96 34,69 ± 6,856 0 et 400 2,5 76,06 ± 11,45 41,00 ± 7,22 51,66 ± 7,45 37,57 ± 7,907 0 et 400 3,5 80,95 ± 10,56 31,39 ± 5,57 53,06 ± 6,07 29,44 ± 6,248 0 et 400 4,5 84,35 ± 9,62 30,01 ± 4,88 61,05 ± 11,36 27,85 ± 5,209 0 et 400 5,5 95,40 ± 8,65 26,82 ± 4,61 73,98 ± 24,91 27,73 ± 7,03

10 0 et 800 5,5 116,65 ± 19,07 21,75 ± 3,40 81,32 ± 19,23 26,46 ± 5,4175,08 ± 9,58 29,72 ± 4,86 58,18 ± 9,61 30,16 ± 6,28


(mg Zn2+ Kg‐1m.s) (mg Zn2+ Kg‐1m.s) (mg Zn2+ Kg‐1m.s)

Moyenne

Quantité moyenne Zn2+ (g) 0,09 0,09 0,07 0,09

(mg Zn2+ Kg‐1m.s)

ANNEXE H

Expérimentation en serre, 2009 : température et CE dans les sh,

ssh et ssv

174

Figure H-1. Variation de la température de l’eau dans les ssv, ssh et dans les sh durant

l’année 2009.

Figure H-2. Variation de la CE dans l’affluent (n=3) et dans les effluents (n=12) des

ssv, ssh et dans les sh ± l’écart type, durant l’année 2009. - Les types de marais suivis d’une lettre différente sont significativement différents selon un test de Tukey

Kramer (p < 0.0001).

ANNEXE I

Expérimentation en serre, 2009 : Variation de la concentration

en NO3-, NO2

- et NH4

+ dans les sh, ssh et ssv

176

50

150

250

350

450

550

8‐5 28‐5 17‐6 7‐7 27‐7 16‐8 5‐9 25‐9

NO

3‐ (

mg

NO

3‐ L

‐1)

Afflu

e

nt

sh

ssh

ssv

0

50

100

150

200

250

300

350

400

8‐5 28‐5 17‐6 7‐7 27‐7 16‐8 5‐9 25‐9

NO

2‐ (

mg

NO

2‐ L

‐1)

Année 2009

Afflu

e

nt

sh

ssh

ssv

a

b

b

b

b

a

Figure I-1. Concentration en NO3

- et en NO2

- dans les ssv, ssh et sh ± l’écart type,

durant l’année 2009 (n=12). - Les marais suivis d’une lettre différente sont significativement différents selon un test de Tukey Kramer (p <

0.0001)

177

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

9‐5 29‐5 18‐6 8‐7 28‐7 17‐8 6‐9 26‐9

NH

4+ (

mg

NH

4+ L‐1

)

Année 2009

Afflu

e

nt

sh

ssh

ssv

Figure I-2. Concentration en NH4

+ dans les ssv, ssh et sh ± l’écart type, durant l’année

2009 (n=12).

ANNEXE J

Expérimentation en serre, 2009 : pourcentage de réduction des

éléments minéraux dans les sh, ssh et ssv

179

Tableau J-1. Pourcentage de réduction entre l’affluent et l’effluent des différents

éléments minéraux dans les ssv, ssh et sh, durant l’année 2009 (n=12).

PO43‐ 60,9 a 64,5 a 66,3 a p > 0.05

NO3‐ 59,3 a 58,2 a ‐2,7 b p < 0.0001

NO2‐ ‐1564,9 b ‐83,6 a ‐44,1 a p < 0.0001

NH4+ 25,8 ab 28,8 a 22,9 b p < 0.05

SO42‐ 2,5 a 0,7 a ‐5,9 b p < 0.0001

Cl‐ 8,3 c 29,7 a 13,5 b p < 0.0001

K+ 3,1 ab 9,1 a ‐0,6 b p < 0.01

Ca2+ 15,5 b 22,8 a ‐10,1 c p < 0.0001

Mg2+ 43,5 c 40,3 b 37,1 a p < 0.0001

Mn2+ 79,2 c ‐176,0 b ‐914,2 a p < 0.0001

Zn2+ 58,3 a 81,0 b 53,5 a p < 0.01

Cu2+ 31,3 a ‐111,3 a ‐156,3 a p > 0.05

Fe2+ 98,6 b 91,6 b 51,1 a p < 0.001

Éléments

minérauxValeur p

sh ssh ssv

% de réduction des minéraux

- Les pourcentages de réduction suivis d’une lettre différente sont significativement différents selon un test de

Tukey Kramer (p < 0.05).

ANNEXE K

Expérimentation en serre, 2009 : concentrations minérales

foliaires de Eichhornia crassipes et de Typha latifolia dans les sh,

ssh et ssv

181

Tableau K-1. Concentration minérale foliaire de Eichhornia crassipes dans les sh et

de Typha latifolia dans les ssv et les ssh ± l’écart type, durant l’année 2009 (n=12). Paramètres Valeur p

NT (% p/p) 4,16 ± 1,64 a 3,26 ± 0,12 ab 2,87 ± 1,11 b p < 0.05

Al3+ 111,62 ± 37,25 a 125,25 ± 49,14 a 102,22 ± 12,37 a p > 0.05

B3+ 99,38 ± 22,41 a 53,31 ± 3,25 b 55,16 ± 9,99 b p < 0.0001

Ca2+ 14291,75 ± 3279,58 a 8888,96 ± 1078,04 b 8946,53 ± 1206,58 b p < 0.0001

Cu2+ 8,68 ± 3,65 a 8,09 ± 2,34 a 3,50 ± 1,77 b p < 0.0001

Fe2+ 41,05 ± 12,29 b 63,36 ± 23,44 a 67,17 ± 20,41 a p < 0.001

K+ 58237,87 ± 11655,91 b 69516,35 ± 4662,42 a 57541,36 ± 4327,13 b p < 0.001

Mg2+ 3759,07 ± 805,49 a 2712,16 ± 196,39 b 2547,39 ± 257,13 b p = 0.0001

Mn2+ 103,47 ± 31,44 a 273,81 ± 86,89 b 485,32 ± 249,65 c p < 0.0001

Na+ 290,73 ± 132,34 b 511,76 ± 49,17 a 570,29 ± 152,23 a p < 0.0001

PT 6883,93 ± 1461,71 a 7297,19 ± 497,82 a 5863,60 ± 720,00 b p < 0.01

S 4627,94 ± 1089,76 b 5512,53 ± 763,81 a 5085,70 ± 988,27 ab p < 0.05

Zn2+ 128,07 ± 36,86 a 51,22 ± 16,19 b 38,76 ± 5,64 c p < 0.0001

Matière sèche (%) 17,80 ± 1,67 c 19,90 ± 0,86 b 21,90 ± 1,50 a p < 0.0001

Matière sèche totale (Kg)

0,45 ± 0,03 0,36 ± 0,02 0,42 ± 0,03

ssh ssv

(mg kg‐1 m.s) (mg kg‐1 m.s) (mg kg‐1 m.s)

shEichhornia crassipes Typha latifoliaTypha latifolia



ANNEXE L

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 :

concentration minérale et pourcentage de réduction des

minéraux dans les ssv en série en fonction des saisons

183

Tableau L-1. Concentration minérale dans l’eau et pourcentage de réduction des

différents minéraux entre l’affluent et l’effluent des ssv en série ± l’écart type, été

2008 (n=2). Saison Paramètres % Réduction

Été‐08 NO3‐ 220,04 ± 60,53 59,79 ± 48,92 72,8

NO2‐ 0,35 ± 0,28 0,27 ± 0,30 22,9

NH4+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

PO43‐ 37,26 ± 13,30 0,06 ± 0,04 99,8

Fe2+ 0,79 ± 0,40 0,00 ± 0,00 100,0

Ca2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

SO42‐ 324,88 ± 108,53 113,89 ± 60,15 64,9

Cl‐ 277,15 ± 67,08 90,75 ± 62,52 67,3

K+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Mg2+ 76,33 ± 16,16 47,17 ± 17,73 38,2

Mn2+ 0,16 ± 0,13 0,00 ± 0,00 100,0

Zn2+ 0,29 ± 0,09 0,04 ± 0,11 86,5

Na+ 267,24 ± 87,23 150,55 ± 87,63 43,7

Affluent

(mg L ‐1)

Effluent

(mg L‐1)


différents minéraux entre l’affluent et l’effluent des ssv en série ± l’écart type,

automne 2008 (n=2).

Saison Paramètres % Réduction

Aut‐08 NO3‐ 293,99 ± 123,08 92,26 ± 68,70 68,6

NO2‐ 5,62 ± 16,36 5,46 ± 13,64 2,8

NH4+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

PO43‐ 36,43 ± 22,90 0,02 ± 0,03 99,9

Fe2+ 0,10 ± 0,15 0,00 ± 0,00 100,0

Ca2+ 213,34 ± 63,64 93,64 ± 47,37 56,1

SO42‐ 401,22 ± 211,81 167,10 ± 63,78 58,4

Cl‐ 286,18 ± 118,08 144,18 ± 84,46 49,6

K+ 783,70 ± 309,67 365,18 ± 463,62 53,4

Mg2+ 43,77 ± 27,99 29,87 ± 6,16 31,8

Mn2+ 0,26 ± 0,24 0,00 ± 0,00 100,0

Zn2+ 0,20 ± 0,24 0,00 ± 0,00 100,0

Na+ 112,31 ± 109,78 51,27 ± 5,03 54,3

Affluent Effluent

(mg L ‐1) (mg L‐1)

184


différents minéraux entre l’affluent et l’effluent des ssv en série ± l’écart type, hiver

2009 (n=2).


Hiver‐09 NO3‐ 125,99 ± 154,57 17,79 ± 3,11 85,9

NO2‐ 0,47 ± 0,62 0,05 ± 0,12 89,4

NH4+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

PO43‐ 4,33 ± 4,61 0,00 ± 0,00 100,0

Fe2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Ca2+ 92,04 ± 84,64 55,33 ± 28,51 39,9

SO42‐ 295,69 ± 294,25 111,87 ± 32,75 62,2

Cl‐ 181,50 ± 181,55 54,43 ± 10,80 70,0

K+ 201,31 ± 274,62 42,75 ± 9,77 78,8

Mg2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Mn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Zn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Na+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Affluent Effluent

(mg L ‐1) (mg L‐1)



printemps 2009 (n=2).


Print‐09 NO3‐ 185,22 ± 23,72 26,78 ± 3,48 85,5

NO2‐ 2,22 ± 1,61 0,28 ± 0,31 87,4

NH4+ 16,62 ± 8,56 3,33 ± 8,16 79,9

PO43‐ 5,96 ± 4,14 0,02 ± 0,04 99,6

Fe2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Ca2+ 66,83 ± 12,89 32,92 ± 7,88 50,7

SO42‐ 291,33 ± 43,64 107,03 ± 16,23 63,3

Cl‐ 307,41 ± 29,86 77,27 ± 7,90 74,9

K+ 246,67 ± 45,02 23,00 ± 2,37 90,7

Mg2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Mn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Zn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Na+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

(mg L‐1)

Affluent Effluent

(mg L ‐1)

185


différents minéraux entre l’affluent et l’effluent des ssv en série ± l’écart type, été

2009 (n=2).


Été‐09 NO3‐ 265,56 ± 90,35 48,07 ± 44,84 81,9

NO2‐ 0,92 ± 0,57 0,12 ± 0,29 87,0

NH4+ 31,83 ± 10,23 0,67 ± 1,58 97,9

PO43‐ 18,23 ± 7,82 0,04 ± 0,03 99,8

Fe2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Ca2+ 123,75 ± 40,53 40,17 ± 4,88 67,5

SO42‐ 471,92 ± 152,73 170,06 ± 132,65 64,0

Cl‐ 407,28 ± 123,53 144,96 ± 103,92 64,4

K+ 385,00 ± 134,94 41,50 ± 29,11 89,2

Mg2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Mn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Zn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Na+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

(mg L‐1)

Affluent Effluent

(mg L ‐1)



automne 2009 (n=2).


Aut‐09 NO3‐ 210,96 ± 22,33 104,01 ± 120,70 50,7

NO2‐ 0,25 ± 0,35 0,00 ± 0,00 100,0

NH4+ 30,00 ± 1,41 5,50 ± 7,78 81,7

PO43‐ 5,60 ± 7,46 0,44 ± 0,57 92,2

Fe2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Ca2+ 125,00 ± 21,21 90,00 ± 84,85 28,0

SO42‐ 525,02 ± 73,36 302,12 ± 307,17 42,5

Cl‐ 501,87 ± 110,17 246,23 ± 271,06 50,9

K+ 335,00 ± 7,07 83,00 ± 80,61 75,2

Mg2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Mn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Zn2+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Na+ ‐ ± ‐ ‐ ± ‐ ‐

Affluent Effluent

(mg L ‐1) (mg L‐1)

ANNEXE M

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 : les

populations microbiennes dans les ssv en série en fonction des

saisons

187

Tableau M-1. Population microbienne totale dans l’affluent et dans les trois ssv en

série en fonction des saisons, Serres Nouvelles Culture, 2008-2009 (n=2). Saisons Affluent Marais 1 Marais 2 Marais 3

x103 x102 x102 x102

Été‐08 11,0 (3,3‐36,5) 2,2 (0,7‐7,1) 1,8 (0,5‐5,8) 2,1 (0,6‐7,1)Aut‐08 3,2 (1,0‐10,5) 1,9 (0,6‐6,2) 0,8 (0,2‐2,6) 4,0 (1,2‐13,3)

Hiver‐09 6,6 (2,0‐21,8) 67,8 (20,5‐223,8) 2,1 (0,6‐6,8) 2,8 (0,8‐9,2)Print‐09 4,6 (1,4‐15,1) 13,5 (4,1‐44,4) 6,1 (1,8‐20,0) 59,4 (18,0‐196,0)Été‐09 34,5 (10,4‐113,9) 32,6 (9,9‐107,5) 36,7 (11,1‐121,1) 34,2 (10,3‐112,8)Aut‐09 43,7 (13,2‐14,4) 158,5 (48,0‐523,2) 174,4 (52,8‐575,8) 297,1 (90,0‐981,1)


.



Tableau M-2. Population microbienne dénitrifiante dans l’affluent et dans les trois ssv

en série en fonction des saisons, Serres Nouvelles Culture, 2008-2009 (n=2).

Saisons Affluent Marais 1 Marais 2 Marais 3

x102 x102 x102 x102

Été‐08 2,0 (0,6‐6,6) 1,5 (0,5‐5,1) 2,0 (0,6‐6,6) 1,8 (0,5‐5,9)Aut‐08 2,4 (0,7‐8,0) 1,8 (0,6‐6,0) 6,0 (1,8‐19,7) 5,0 (1,5‐16,7)

Hiver‐09 1,3 (0,4‐4,2) 1,0 (0,3‐3,2) 2,1 (0,6‐6,8) 5,8 (1,7‐19,1)Print‐09 4,0 (1,2‐13,4) 1,7 (0,5‐5,6) 0,6 (0,2‐1,9) 1,0 (0,3‐3,3)Été‐09 34,9 (10,6‐115,1) 15,6 (4,7‐51,5) 17,3 (5,2‐57,1) 19,5 (5,9‐64,5)Aut‐09 20,7 (6,3‐68,4) 22,2 (6,7‐73,3) 25,7 (7,8‐84,9) 127,3 (38,6‐420,3)


.



ANNEXE N

Expérimentation en milieu commercial, 2008-2009 :

concentrations minérales foliaires de Phragmite australis dans

les ssv en série

189

Tableau N-1. Concentrations minérales foliaires de Phragmite australis dans les ssv en

série ± les écarts types, Serres Nouvelles Cultures, 2008-2009 (n=2).

NT (% p/p) 3,11 ± 1,3 n.s. 2,26 ± 0,1 n.s. 2,08 ± 0,1 n.s.

Al3+ 49,95 ± 1,1 n.s. 52,07 ± 5,6 n.s. 49,30 ± 8,9 n.s.

B3+ 28,65 ± 4,5 n.s. 21,00 ± 0,0 n.s. 19,56 ± 6,9 n.s.

Ca2+ 3756,67 ± 541,3 n.s. 3126,23 ± 190,4 n.s. 3966,36 ± 603,5 n.s.

Cu2+ 13,06 ± 2,3 n.s. 14,32 ± 0,4 n.s. 13,65 ± 1,0 n.s.

Fe2+ 90,33 ± 4,6 a 93,53 ± 5,0 a 110,35 ± 0,5 b

K+ 19747,77 ± 1513,9 a 13012,94 ± 1685,1 b 12933,70 ± 270,3 b

Mg2+ 1588,88 ± 94,7 n.s. 1313,40 ± 50,1 n.s. 1511,00 ± 142,4 n.s.

Mn2+ 92,58 ± 23,8 n.s. 75,83 ± 23,2 n.s. 71,80 ± 22,3 n.s.

Na+ 397,64 ± 250,6 n.s. 248,36 ± 98,6 n.s. 138,00 ± 36,9 n.s.

PT 2336,76 ± 64,8 n.s. 1875,68 ± 79,6 n.s. 1279,68 ± 321,5 n.s.

S 5604,31 ± 509,3 n.s. 3213,76 ± 298,7 n.s. 4277,04 ± 824,9 n.s.

Zn2+ 38,07 ± 5,4 n.s. 41,74 ± 4,2 n.s. 38,43 ± 1,2 n.s.

% matière sèche 35,17 ± 3,6 ‐ 37,32 ± 2,4 ‐ 37,86 ± 0,4 -

ParamètresMarais 3

(mg kg‐1 m.s)

Marais 2

(mg kg‐1 m.s)

Marais 1

(mg kg‐1 m.s)


de Tukey Kramer (p < 0.05) et n.s. = non significatif.