THESE Présentée devant L’Université des Antilles et …20... · immunohistochimie, hybridation in situ, cytométrie en flux, dosage des protéines totales, dosages des protéines

THESE

Présentée devant

L’Université des Antilles et de la Guyane

Pour l’obtention du

Diplôme de DOCTORAT

Par

Nathalie H. ELISABETH

PLASTICITE TISSULAIRE ET CELLULAIRE DU

FILAMENT BRANCHIAL DES LUCINIDAE

SYMBIOTIQUES COTIERS CODAKIA

ORBICULATA ET LUCINA PENSYLVANICA

Soutenue le 24 octobre 2011 devant le jury composé de :

Mme DUFOUR Suzanne, Docteur HDR - Memorial University of Newfoundland Rapporteur

M GROS Olivier, Professeur - Université Antilles Guyane Directeur

Mme GUSTAVE-DIT-DUFLO Sylvie, Docteur – Université Antilles Guyane Encadrante

Mme PAILLARD Christine, Docteur HDR – CNRS Rapporteur

M ROMANA Marc, Docteur HDR – INSERM Examinateur

THESE

Présentée devant

L’Université des Antilles et de la Guyane

Pour l’obtention du

Diplôme de DOCTORAT

(Spécialité Biologie des Organismes)

Par

Nathalie H. ELISABETH

PLASTICITÉ TISSULAIRE ET CELLULAIRE DU

FILAMENT BRANCHIAL DES LUCINIDAE

SYMBIOTIQUES CÔTIERS CODAKIA

ORBICULATA ET LUCINA PENSYLVANICA

Composition du jury :

Mme DUFOUR Suzanne, Docteur HDR - Memorial University of Newfoundland Rapporteur

M GROS Olivier, Professeur - Université Antilles Guyane Directeur

Mme GUSTAVE-DIT-DUFLO Sylvie, Docteur – Université Antilles Guyane Encadrante

Mme PAILLARD Christine, Docteur HDR – CNRS Rapporteur

M ROMANA Marc, Docteur HDR – INSERM Examinateur

PLASTICITE TISSULAIRE ET CELLULAIRE DU FILAMENT BRANCHIAL DES LUCINIDAE

SYMBIOTIQUES COTIERS CODAKIA ORBICULATA ET LUCINA PENSYLVANICA.

La zone latérale des filaments branchiaux des espèces de bivalves littoraux Codakia orbiculata et Lucina pensylvanica

est le lieu d’une symbiose chimioautotrophe avec des bactéries sulfo-oxydantes hébergées dans des cellules

spécialisées, appelées bactériocytes. L'équilibre existant entre les bactériocytes et les autres types cellulaires du

filament branchial peut être fortement perturbé en fonction de la quantité de symbiotes présents dans la branchie. Dans

le cadre de ce travail de thèse nous nous sommes proposés de déterminer les mécanismes qui sous-tendent la plasticité

cellulaire et tissulaire observée, au sein de la zone latérale des filaments branchiaux, au cours des processus de

décolonisation et de recolonisation bactérienne. Pour ce faire, des individus collectés dans leur milieu naturel, ont été

maintenus au laboratoire dans des bacs d'eau de mer filtrée en absence de nourriture et de soufre réduit, afin de

provoquer la décolonisation bactérienne des filaments branchiaux. Lorsque la branchie apparaissait purgée de ses

symbiotes, les individus ont été remis dans leur habitat naturel afin de provoquer la recolonisation de la branchie.

L'analyse des branchies au cours de ces processus a fait appel à des techniques variées (histologie,

immunohistochimie, hybridation in situ, cytométrie en flux, dosage des protéines totales, dosages des protéines

soufrées et spectrométrie de fluorescence X). Les résultats obtenus ont permis de montrer que l’acquisition

environnementale mise en évidence chez les juvéniles des Codakia se poursuivait tout au long du cycle de vie des

adultes. Cette étude a également permis une meilleure compréhension des mécanismes tissulaires sous-jacents à la

plasticité du filament branchial en mettant en évidence les processus d'apoptose et de prolifération cellulaire qui ont

lieu au cours des processus de décolonisation et de recolonisation. En effet, nous avons montré que le renouvellement

des cellules hôtes de la branchie peut se faire à la fois par multiplication de bactériocytes existants et par

différenciation de cellules a priori indifférenciées, retrouvées au niveau des ponts tissulaires de la branchie. Nos

résultats montrent également que les phénomènes de décolonisation et de recolonisation bactériennes du filament

branchial s’accompagnent d’une variation de la teneur en soufre élémentaire, ainsi que de la taille relative et du

contenu génomique des symbiotes. Il serait intéressant de poursuivre ce travail par la recherche d’indices de la

digestion enzymatique des symbiotes au cours de la décolonisation ainsi que la par la mise en évidence des processus

de reconnaissance hôte-symbiote indispensables à l’initiation de l’association.

Mots-clés : acquisition des symbiotes, actine, apoptose, bactéries sulfo-oxydantes, herbier à Thalassia testudinum,

histologie, hybridation in situ, immunohistochimie, prolifération cellulaire, symbiose chimiosynthétique.

TISSUE AND CELL PLASTICITY OF GILL FILAMENTS OF COASTAL SYMBIOTIC LUCINIDAE

CODAKIA ORBICULATA AND LUCINA PENSYLVANICA.

The lateral zone of gills filaments of coastal bivalves Codakia orbiculata and Lucina pensylvanica is the site of

chemoautotrophic symbiosis with sulfur-oxidizing bacteria, housed in specialized cells called bacteriocytes. The

balance between bacteriocytes and the others cell types in the gill filament may be disrupted depending on the level of

these symbionts in the gill. The objective of this thesis is to determine the mechanisms underlying cell plasticity and

tissue plasticity observed in the lateral zone of gills filaments during the processes of bacterial decolonization and

recolonization. In order to do this, the individuals collected in their natural habitat were maintained at the laboratory in

seawater filtered tanks, without food and reduced sulfur, to cause bacterial decolonization. When the gills seemed to be

purged, the individuals were returned to their natural habitat in order to cause the bacterial recolonization of gills

filaments. The analysis of the gills during these processes involves several techniques (histology,

immunohistochemistry, molecular hybridization, flow cytometry, total protein assays, protein sulfur assays, X-ray

fluorescence spectrometry).This study shows that symbiont acquisition can occur during the entire life of Codakia

bivalves. It also allows a better understanding of gills filaments plasticity by highlighting apoptosis and cell

proliferation during decolonization and recolonization processes. Indeed, we showed that host cell renewal in gills can

be done by bacteriocytes multiplication or by differentiation of a priori undifferentiated cells of tissular bridges. It

should allow a better understanding of the biology of symbionts. It will be interesting to search for enzymatic digestion

of symbionts during starvation and to investigate processes of host cell-symbiont recognition.

Key-words : actin, apoptosis, cell proliferation, chemosynthetic symbiosis, histology, immunohistochemistry, in situ

hybridization, symbionts acquisition, sulfur-oxydizing bacteria, Thalassia testudinum.

Cette thèse a été préparée au sein de l'équipe

“Biologie de la Mangrove” de l'U.M.R. 7138

Systématique Adaptation et Évolution.

Université des Antilles et de la Guyane

U.F.R. des Sciences Exactes et Naturelles

Département de Biologie

B.P. 592

97159 Pointe-à-Pitre cedex

Guadeloupe

France

REMERCIEMENTS

Au terme de ces trois années de thèse, je tiens à remercier toutes les

personnes qui ont participé de près ou de loin, à titre personnel ou

professionnel, à la réalisation et au bon déroulement de cette thèse. C’est avec

une émotion certaine que je rédige ces lignes et vous adresse mes sincères

remerciements.

Selon Hyland (2004) La structure générale des remerciements d’un mémoire

de thèse comprend une partie remerciements académiques suivie d’une

partie visant à remercier les organismes financeurs, les soutiens techniques,

avant de finir par les remerciements aux personnes qui ont apporté leur

soutien moral à l’auteur.

Pour respecter la tradition je suivrai donc ce plan.

Je tiens tout d’abord à remercier mon directeur de thèse Olivier Gros pour la

qualité de l’encadrement fournit. Son incroyable disponibilité, son

dynamisme, ses qualités pédagogiques et sa rigueur (le tout mélangé à un peu

de douceur c’eût été parfait) ont largement contribué à la réussite de ce

travail de thèse. Je remercie également chaleureusement mon encadrante

Sylvie Gustave-Dit-Duflo pour m’avoir initiée à l’immunohistochimie. Je la

remercie également pour l’optimisme dont elle a su faire preuve durant ces

trois ans, ainsi que pour son soutien dans les démarches post-thèse.

Merci à Suzanne Dufour et Christine Paillard d’avoir accepté de juger ce

travail de thèse et de s’être déplacées ici, en Guadeloupe pour la soutenance.

Merci également à Marc Romana d’avoir accepté d’être examinateur de

cette thèse.

Je remercie également Abel Hiol, Hervé Le Guyader et Nathalie Niquil pour

leur participation au comité de thèse.

J’adresse également mes sincères remerciements à toute l’équipe « Biologie de

la Mangrove », au laboratoire de biologie marine, à l’équipe enseignante du

département de biologie de l’UAG.

Je souhaite aussi remercier les différents collaborateurs avec qui j’ai pu

travailler durant cette thèse. Merci à Audrey Caro et Patrice Got du

Laboratoire Ecologie des Systèmes Marins Côtiers de l’UMR 5119 de

l’Université Montpellier 2 pour les analyses de cytométrie en flux. Merci à

Thierry Césaire et Jean-Louis Mansot du laboratoire GTSI (Groupe de

Technologie des Surfaces et des Interfaces) de l’UAG. Enfin, merci à

Marie-Noëlle Sylvestre et Patrick Jean-Louis pour les dosages de protéines.

Je remercie également Robert Hamparian et Sébastien Cordonnier pour les

sorties à l’îlet Cochon, ainsi que Catherine Losio pour son soutien et sa bonne

humeur. Je n’oublie pas de remercier Juanito Ledoux pour la collecte des

échantillons de Lucina pensylvanica en Martinique.

Merci à George Louis pour sa bonne humeur.

J’adresse mes remerciements à la Région Martinique pour son soutien

financier.

Je remercie Guilaine pour les nuits blanches passées à relire ce tapuscript.

J’adresse mes plus chaleureux remerciements à mes amis et à ma famille

pour leur immense soutien.

A mes amis de la fac, Amandine, Audrey2, Boris, Charlotte, Evo, Félix2,

Florence, Gaëlle, Jean-Loup, Jean-Marie, Léa, Loïc, Leslie, Maïtena, Malik,

Mélina, Nadège, Ney, Pedro, Pierre-Yves, Sandrine, Sébastien, Silvina,

Sophie, Yann ainsi qu’aux amis moniteurs et membres de l’AJC, je dis un

énorme merci. Une spéciale dédicace au club des doctorants en détresse

(Président, n’oublie pas le Skype pour ta soutenance) et aux copines membres

(Slim Sandrine, Slim Mélina et Slim Gaëlle vous allez me manquer).

Je remercie également mon amie Bélinda pour son soutien de longue date et

pour la force dont elle fait preuve et qu’elle me transmet.

Une pensée à mes amis d’enfance que j’ai peu vu mais qui ont su m’apporter

leur soutien lors de mes rares séjours en Martinique ou via les réseaux

sociaux et le bon vieux téléphone. Merci à Aude, Aurélia, Hélène et Laurie

( Mwen pa sè’w, ou pa sè mwen, poutan mwen inmin’w konsa…). Merci à

Manuel, mon pote de toujours.

Je remercie également ma famille pour m’avoir enseigné le courage,

l’humilité, la persévérance et la rigueur. J’adresse des remerciements

particuliers à ma mère pour avoir été à mes côtés de la maternelle au 24

octobre 2011, à mon père pour son soutien, à Louis, à Gyl, à Gladys, à mes

grands-mères, à mes tantes, à Céline. Soyez assurés de ma reconnaissance.

Je ne saurai finir sans remercier Jean-Marie pour son soutien inconditionnel

durant ces sept années. Merci pour ton aide pendant la rédaction et la

préparation de l'oral, tu m’as bien rendu la pareille (et même plus). Merci

d’avoir eu la patience d’attendre un an la fin de ma thèse. Ca y est,

l’aventure peut commencer !

An ka bout pawol la an kréyol pou di zot mèsi onpil.

À mes parents,

À Jean-Marie,

Table des matières

Chapitre 1 : Les associations symbiotiques chimioautotrophes en milieu marin : cas des Lucinidae…………... ........................................................................................................................ 1

1. La symbiose ..................................................................................................................... 3

1.1. Les interactions durables ................................................................................................................. 3

1.2. Caractéristiques de la symbiose ...................................................................................................... 4

1.3. Les concepts de cellule et d’individu ............................................................................................... 9

2. Les associations symbiotiques chimioautotrophes en milieu marin .................................. 10

2.1. Historique et définitions ................................................................................................................ 10

2.2. Ecosystèmes concernés ................................................................................................................. 11

2.3. Adaptations aux milieux riches en sulfure d’hydrogène ............................................................... 16

3. Les associations bivalves-bactéries chimioautotrophes.................................................... 19

3.1. Les bivalves symbiotiques autres que les Lucinidae ...................................................................... 20

3.2. Les Lucinidae ................................................................................................................................. 23

4. Objectifs de la thèse ....................................................................................................... 31

4.1. Objectif 1 : Mise en évidence de la plasticité tissulaire du filament branchial des Lucinidae et compréhension des mécanismes sous-jacents ............................................................................. 31

4.2. Objectif 2 : Etude de l’acquisition des symbiotes .......................................................................... 33

4.3. Objectif 3 Mise en évidence de la plasticité des symbiotes bactériens ........................................ 33

5. Organisation du manuscrit.............................................................................................. 34

Chapitre 2 : Etude de la plasticite tissulaire et cellulaire chez l’hôte ........................................ 34

1. Matériel et méthodes ..................................................................................................... 37

1.1. Matériel biologique ....................................................................................................................... 37

1.2. Collecte des échantillons ............................................................................................................... 38

1.3. Conditions expérimentales ............................................................................................................ 39

1.4. Incubation en BrdU ....................................................................................................................... 42

1.5. Préparation des échantillons ......................................................................................................... 44

1.6. Techniques de détection de la prolifération cellulaire .................................................................. 46

1.7. Techniques de détection de l’apoptose : mort cellulaire .............................................................. 50

1.8. Protocole d’immunolocalisation de la caspase 3. ......................................................................... 51

1.9. Techniques de détection des symbiotes ....................................................................................... 52

1.10. Techniques de coloration histologique ......................................................................................... 54

1.11. Observations ................................................................................................................................. 55

1.12. Techniques de dosages des protéines. .......................................................................................... 56

2. Résultats ........................................................................................................................ 59

2.1. Morphologie et structure de la branchie ...................................................................................... 59

2.2. Organisation tissulaire du filament branchial de l’hôte en fonction de la présence ou de l’absence des symbiotes ................................................................................................................................ 65

2.3. Prolifération cellulaire ................................................................................................................... 69

2.4. Mort cellulaire ............................................................................................................................... 73

2.5. Evolution des protéines au cours du jeûne ................................................................................... 77

3. Discussion ...................................................................................................................... 79

3.1. Organisation du filament branchial ............................................................................................... 79

3.2. Les mécanismes de la plasticité tissulaire et cellulaire ................................................................. 80

3.3. Suivi des protéines ........................................................................................................................ 92

Chapitre 3 : Etude du mode d’acquisition des symbiotes et de leur plasticité............................. 2

1. Matériel et méthodes ..................................................................................................... 97

1.1. Matériel biologique ....................................................................................................................... 97

1.2. Techniques de détection du mode d’acquisition des symbiotes ................................................ 100

1.3. Techniques de détection des symbiotes ..................................................................................... 101

1.4. Techniques de caractérisation des symbiotes ............................................................................. 103

2. Résultats ....................................................................................................................... 107

2.1. Variation du nombre de symbiotes détectables au CARD-FISH .................................................. 107

2.2. Mode d’acquisition des bactéries symbiotiques ......................................................................... 107

2.3. Suivi des populations bactériennes symbiotiques ...................................................................... 112

3. Discussion ..................................................................................................................... 120

3.1. Mode de transmission des bactéries symbiotiques .................................................................... 120

3.2. Plasticité des symbiotes bactériens ............................................................................................. 126

Chapitre 4 : Conclusion générale et perspectives ................................................................... 137

Références…………………………………………………………………………………………………………………………………….. 147

Annexes…………………………………………………………………………………………………………………………….…………… 170

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Ecosystèmes marins à bases chimiosynthétiques.................................................................. 12

Figure 2 : Réaction d’oxydation du soufre. Schéma Maurin (2009). .................................................... 17

Figure 3 : Bivalves associés à des bactéries symbiotiques chimioautotrophes. .................................... 20

Figure 4 : Habitat des Lucinidae. .......................................................................................................... 25

Figure 5 : Micrographie en microscopie électronique à transmission montrant les bactéries

symbiotiques internalisées dans un bactériocyte de Lucinidae (photo de Ball et al., 2009). ................ 27

Figure 6 : Micrographie d’une coupe transversale de la branchie de Codakia orbicularis après

coloration de Goldner (photo Caro et al., 2009). .................................................................................. 28

Figure 7 : Coquilles de bivalves. ........................................................................................................... 37

Figure 8 : Carte de localisation des sites de prélèvement. ..................................................................... 38

Figure 9 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Codakia

orbiculata dans l’étude de la plasticité tissulaire et cellulaire de l’hôte. ............................................... 40

Figure 10 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Lucina

pensylvanica dans l’étude de la plasticité tissulaire et cellulaire de l’hôte............................................ 41

Figure 11 : Représentation schématique de l'incorporation du BrdU dans une cellule en phase S, cas

d'un bactériocyte. ................................................................................................................................... 43

Figure 12 : Représentation schématique du principe de l'immunohistochimie indirecte sur coupe. ..... 48

Figure 13 : Représentation schématique du principe de la technique CARD-FISH appliquée à la

bactériologie. ......................................................................................................................................... 53

Figure 14 : Dosage des protéines soufrées. ........................................................................................... 57

Figure 15 : Photographies des coquilles ouvertes des 2 espèces étudiées. ............................................ 59

Figure 16 : Représentation schématique de l'organisation de la branchie des Lucinidae. ..................... 60

Figure 17 : Structure du filament branchial de Codakia orbiculata. ..................................................... 62

Figure 18 : Histologie du filament branchial de Lucina pensylvanica. ................................................. 64

Figure 19 : Comparaison de l’organisation cellulaire et tissulaire du filament branchial de Codakia

orbiculata observé au CARD-FISH (A, D), au DAPI (B, E) et en histologie (C, F). ........................... 66

Figure 20 : Réorganisations cellulaire et tissulaire du filament branchial observées au CARD-FISH

(A, B, C) et en histologie (D, E, F) chez Codakia orbiculata en recolonisation. .................................. 67

Figure 21 : Evolution de la population symbiotique analysée au CARD-FISH et au DAPI chez Lucina

pensylvanica en décolonisation. ............................................................................................................ 68

Figure 22 : Lucina pensylvanica ayant jeûné 14 mois avant d'être remis 26 jours dans le milieu. ....... 69

Figure 23 : Micrographies de la masse viscérale de Brachidontes exustus obtenues au microscope à

fluorescence pour validation du protocole BrdU. .................................................................................. 70

Figure 24 : Prolifération cellulaire chez Codakia orbiculata à T0......................................................... 72

Figure 25 : Prolifération cellulaire chez Codakia orbiculata après huit jours de ré-infection. ............. 74

Figure 26 : Micrographies du foie de Rattus norvegicus obtenues au microscope à fluorescence pour

validation du protocole caspase 3. ......................................................................................................... 74

Figure 27 : Mort cellulaire chez Codakia orbiculata après cinq mois de jeûne prolongé. .................... 76

Figure 28 : Evolution de la concentration en protéines chez Codakia orbiculata au cours du jeûne. ... 77

Figure 29 : Evolution de la concentration en protéines totales chez Lucina pensylvanica au cours du

jeûne. ..................................................................................................................................................... 78

Figure 30 : Représentation schématique des quatre hypothèses permettant d'expliquer les

remaniements tissulaires au sein des filaments branchiaux chez Codakia orbiculata. ......................... 87

Figure 31 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Codakia

orbiculata dans l’étude du mode d’acquisition des symbiotes et de leur plasticité............................... 98

Figure 32 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Lucina

pensylvanica dans l’étude de la plasticité des symbiotes. ..................................................................... 99

Figure 33 : Représentation schématique du principe de la spectrométrie de fluorescence X. ............ 103

Figure 34 : Représentation schématique du principe de la cytométrie en flux. ................................... 105

Figure 35 : Evolution des populations symbiotiques de Codakia orbiculata et Lucina pensylvanica

analysées par CARD-FISH. ................................................................................................................ 108

Figure 36 : Micrographies en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata témoins.

............................................................................................................................................................. 109

Figure 37 : Micrographies en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata ayant

jeûné 6 mois et recolonisé 8 jours. ...................................................................................................... 110

Figure 38 : Micrographies en microscopie à fluorescence de frottis bactériens d’Escherichia coli.

(gram-). ................................................................................................................................................ 111

Figure 39 : Micrographie en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata ayant

jeûné 6 mois puis recolonisé 4 jours puis incubé en présence de BrdU. ............................................. 112

Figure 40 : Evolution du soufre chez Codakia orbiculata. ................................................................. 113

Figure 41 : Evolution du soufre chez Lucina pensylvanica au cours du jeûne.................................... 114

Figure 42 : Analyses par cytométrie en flux des populations de bactéries sulfo-oxydantes symbiotiques

hébergées par Codakia orbiculata durant le jeûne. ............................................................................. 116


hébergées par Codakia orbiculata durant la recolonisation. ............................................................... 117


hébergées par Lucina pensylvanica durant le jeûne. ........................................................................... 119

Figure 45 : Hypothèse d’une multiplication intracellulaire des symbiotes en recolonisation. ............ 120

Figure 46 : Hypothèse d’une acquisition environnementale des symbiotes en recolonisation. .......... 121

Figure 47 : Schéma de synthèse. ......................................................................................................... 140

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Récapitulatif des dates d'échantillonnage pour Codakia orbiculata. ................................. 39

Tableau 2 : Récapitulatif des dates d'échantillonnage pour Lucina pensylvanica. ................................ 39

Tableau 3 : Récapitulatif des milieux d’inclusion utilisés. .................................................................... 45

Tableau 4 : Tableau récapitulatif des anticorps utilisés pour la détection de la prolifération cellulaire

par immunohistochimie. ........................................................................................................................ 49

Tableau 5 : Tableau récapitulatif des caractéristiques de l'anticorps utilisé pour la détection de

l'apoptose par immunohistochimie. ....................................................................................................... 51

Tableau 6 : Synthèse des résultats relatifs à la prolifération cellulaire, obtenus par immunohistochimie

sur coupes histologiques chez Codakia orbiculata. .............................................................................. 71

Tableau 7 : Synthèse des résultats relatifs à la mort cellulaire, obtenus par immunohistochimie sur

coupes histologiques chez Codakia orbiculata. .................................................................................... 75

LISTE DES ABBREVIATIONS

Ac : anticorps

ADN : acide

désoxyribonucléique

Ag : antigène

APS: adénosine 5'-

phosphosulfate

ARG : arginine

ARN : acide ribonucléique

ARNr : acide ribonucléique

ribosomal

ATP : adénosine

triphosphate

BrdU : 5-bromo-2-

désoxyuridine

BSA : Bovine Serum

albumin

Ca : calcium

CARD-FISH : Fluorescence

in situ hybridization and

Catalyzed reporter

deposition

CMF: cytométrie en flux

CYS : cysteine

DAPI : 4',6'-diamidino-2-

phénylindole

DNase :

Désoxyribonucléase

DO : densité optique

DTT : dithiothréitol

dUTP : désoxyuridine

triphosphate

EDTA : acide éthylène

diamine tétracétique

EDX : Energy Dispersive X

EFTEM : Energy Filtered

Transmission Electron

Microscopy

FITC : Fluorescein

IsoThioCyanate

FL : Fluorescence

g : gramme, unité

d’accéleration

HRP : Horseradish

peroxydase

K : potassium

l : litre

m : mètre

M : Molaire

MET : Microscope

électronique à transmission

min : minute

mol : mole

pb: paire de bases

PBS : Phosphate Buffered

Saline

PCR : Polymerase Chain

Reaction

PFA : Paraformaldéhyde

pH : potentiel Hydrogène

PH3 : phospho-histone 3

PHE : phénylalanine

Ppm : partie par million

PRO : proline

RubisCO : Ribulose 1-5

bisphosphate

Carboxylase/Oxygénase

S : Svedberg

SSC : Side SCatter

TdT : terminal

(deoxyribonucleotidyl)

transferase

TRY : tryptophane

TSB : Trypticase Soy Broth

TUNEL : Terminal

deoxynucleotidyl transferase

dUTP nick end labeling

UV : Ultra Violet

% : pour cent

‰ : pour mille

° : degré

°C : degré Celsius

: longeur d’onde

em : longeur d’onde

d’émission

μ : micro-

c : centi-

m : milli-

n : nano-

Chapitre 1 : Les associations

symbiotiques

chimioautotrophes en milieu

marin : cas des Lucinidae

Chapitre 1 : Les associations symbiotiques chimioautotrophes en milieu marin : cas des Lucinidae.

3

1. La symbiose

1.1. Les interactions durables

A travers la biosphère aucun organisme ne vit totalement isolé des autres êtres vivants. Ainsi,

l’existence même d’un individu suppose l’établissement d’interactions impliquant des

échanges avec d’autres organismes de la même espèce ou d’espèces différentes. Vers la fin du

XIXème

siècle, les lichénologues Albert-Bernhardt Frank et Anton de Bary définissent la

symbiose comme le « vivre ensemble » d’espèces différentes. A une époque où le parasitisme

est pratiquement la seule forme d'association étudiée, voire référencée dans les publications

scientifiques, ces travaux originaux vont inspirer d’autres auteurs et seront rapidement

étendus au règne animal, en commençant par les associations liant les algues aux animaux

marins (Perru, 2006). Bien que la définition de De Bary inclue toutes les associations de deux

espèces vivantes, le terme est communément employé pour définir les relations symbiotiques

à bénéfice réciproque.

Les interactions entre les organismes peuvent être de courte durée ou se prolonger dans le

temps. Ce contact prolongé crée une certaine promiscuité entre les individus qui entraîne des

interactions durables de leurs génomes. Claude Combes (1995) définit les interactions

durables comme étant : «les interactions entre génomes qui, soit directement, soit par

l'intermédiaire de leurs phénotypes, s'installent dans la durée». Elles s’opposent aux

interactions instantanées telles les relations proies-prédateurs. Dans ce cas, le prédateur tire

son énergie de la consommation de sa proie et l’information génétique de la victime est

détruite, contrairement aux interactions durables qui préservent, au moins partiellement, le

génome des partenaires.

Dans ce mémoire, nous utiliserons le mot symbiose pour parler des interactions durables qui

lient deux organismes d’espèces différentes sans préjuger du coût et des bénéfices apportés

par la relation.

Par convention, dans les interactions durables ou symbioses, le plus petit des partenaires est

appelé symbiote et le plus gros des partenaires est appelé hôte, sans que cela ne préjuge de la

nature des relations. Ces définitions permettent simplement de distinguer aisément, par la


4

notion de taille, les différents éléments structurant la relation symbiotique quand cela est

possible.

1.2. Caractéristiques de la symbiose

En plus de la taille relative des partenaires, que nous avons définit précédemment, on peut

caractériser les symbioses selon plusieurs critères déterminés par Smith & Douglas (1987) :

1. Position relative des partenaires : les interactions durables créent une certaine promiscuité

entre les partenaires en contact direct. Si l’on se réfère à la position du symbiote par

rapport à l’hôte, celui-ci peut se trouver à l’extérieur de l’hôte (ectosymbiotique), ou à

l’intérieur de l’hôte (endosymbiotique). Ces deux types de symbioses peuvent coexister

pour un même hôte. Dans le cas des endosymbioses, on distingue les endosymbioses

extracellulaires où les symbiotes sont en dehors des cellules, et les endosymbioses

intracellulaires dans lesquelles les symbiotes sont hébergés dans les cellules de l’hôte.

Lorsque ces dernières sont spécialisées dans l’accueil de bactéries, on les nomme

bactériocytes. Le modèle symbiotique qui fera l’objet de notre étude implique un

endosymbiote intracellulaire hébergé par des bactériocytes.

2. Nécessité de la relation : traditionnellement, la symbiose est dite « obligatoire » quand un

des deux partenaires ne peut survivre et se reproduire en l’absence de l’autre. Dans le cas

contraire, la symbiose est dite « facultative ». Dans ce dernier cas, le symbiote qui vit en

dehors de l’hôte est dit sous « forme libre », tandis que l’hôte dépourvu de symbiotes est

dit « aposymbiotique ». Cependant, il semble plus réaliste de voir la nécessité de la

relation symbiotique comme un continuum, le long duquel toutes les interactions hôte-

symbiote sont possibles. En effet, certains hôtes peuvent très bien survivre en laboratoire

en absence de leur symbiote, alors que dans leur environnement naturel, ils ne sont jamais

retrouvés sous une forme aposymbiotique. C’est le cas par exemple de certaines

symbioses à transmission verticale et notamment celle impliquant Coriobacterium

glomerans, l’endosymbiote de l’insecte Pyrrhocoridae Pyrrhocoris apterus (Kaltenpoth et

al., 2009).

3. Modes de transmission des symbiotes : la pérennité des relations symbiotiques, et

notamment de celles impliquant des symbiotes microbiens, repose sur la transmission des

symbiotes au travers des générations d’hôtes. D’après Le Pennec et al. (1988) la


5

transmission des symbiotes, chez les invertébrés associés à des micro-organismes, peut se

faire suivant trois modes :

La transmission verticale est intrinsèquement liée à la reproduction de l’hôte. Elle

implique une acquisition directe des symbiotes via les gamètes de l’organisme hôte.

C’est le cas par exemple des cyanobactéries Prochloron de l’ascidie coloniale

Trididemnum miniatum (Hirose & Hirose, 2007), des archées et des bactéries

associées à l’éponge Corticium sp. (Sharp et al., 2007) ou des symbiotes

chimioautotrophes des Solemyidae Solemya reidi (Cary, 1994) ou Solemya velum

(Krueger et al., 1996).

La transmission horizontale, au cours de laquelle l’acquisition des symbiotes, entre

hôtes contemporains, qu’ils soient apparentés ou non, se fait indépendamment de la

reproduction de l’hôte. La transmission environnementale correspond à une

transmission horizontale à partir d’un stock de symbiotes libres dans l’environnement

provenant d’individus déjà infectés. C’est le cas de la sépiole Euprymna scolopes,

associée à la bactérie Vibrio fisheri, qui rejette tous les jours environ 90% de ses

bactéries dans l’environnement (Boettcher et al., 1996; McFall-Ngai, 1998; Nyholm &

McFall-Ngai, 2004), facilitant ainsi la contamination des juvéniles qui se fait en

quelques heures (Ruby & Lee, 1998). Les bactéries restantes se multiplient pour

reconstituer le stock de symbiotes (Nyholm & McFall-Ngai, 2004). La transmission

environnementale des symbiotes a été suggérée pour d’autres invertébrés associés à

des endosymbiotes chimioautotrophes. C’est le cas des vers Siboglinidae Riftia

pachyptila (Cary et al., 1993; Nussbaumer et al., 2006; Harmer et al., 2008) et des

bivalves Mytilidae de la sous-famille des Bathymodiolinae (Won et al., 2003; d r et

al., 2005). Chez les bivalves Lucinidae, pour lesquels il n’existe pas de libération des

symbiotes dans l’environnement par les individus déjà infectés, on parlera

d’acquisition environnementale (Gros et al., 1997; Gros et al., 1998; Gros et al.,

1999; Gros et al., 2003; Caro et al., 2007; Gros et al., 2011).

La transmission verticale peut être associée dans une moindre mesure à une

acquisition environnementale des symbiotes, indépendante de la reproduction, comme

c’est le cas chez les Vesicomyidae (Endow & Ohta, 1990; Cary & Giovannoni, 1993;

Hurtado et al., 2003; Stewart et al., 2008).


6

4. Durée de l’association : dans sa définition la plus simple, la symbiose inclue toutes les

formes d’interactions entre organismes, ce qui comprend également la pollinisation des

fleurs par les insectes ou les relations proies-prédateurs. Il convient de limiter cette

définition aux interactions durables.

5. Impact de l’association sur le bien-être des deux partenaires : si l’on considère

l’ensemble des échanges entre les organismes en symbiose, on peut distinguer trois grands

types d’interactions durables à partir desquels on peut décliner plusieurs sous-types : le

parasitisme où l’association a un effet favorable à l’un des deux partenaires et défavorable

à l’autre, c’est le cas des bivalves infectés par les Apicomplexa du genre Nematopsis

(Azevedo & Cachola, 1992; Tuntiwaranuruk et al., 2004) ou des bivalves Ruditapes

philippinarum infectés par Vibrio tapetis et sujets à la maladie de l’anneau brun (Paillard

& Maes, 1990; Borrego et al., 1996) ; le commensalisme où il existe un bénéfice pour

l’un des partenaires sans qu'il n’y ait ni coût, ni avantage, pour l'autre. C’est le cas par

exemple des cirripèdes associés aux baleines (Mignucci-Giannoni et al., 1998; Kane et al.,

2008) ; le mutualisme où l’association est à bénéfice réciproque. C’est le cas de la sépiole

Euprymna scolopes, associée à la bactérie Vibrio fisheri (Boettcher et al., 1996; McFall-

Ngai, 1998; Nyholm & McFall-Ngai, 2004; Lee et al., 2009). Il existe un continuum

d’interactions allant du parasitisme strict à la symbiose organo-intégrée ou

organogénétique [le symbiote est devenu un organite cytoplasmique, comme c’est le cas

des mitochondries (Margulis, 1993; 2004)], sur lequel on retrouve ces trois repères. C'est

la balance entre coût et bénéfice qui permet de définir le type de relation qui lie l'hôte et

son symbiote. Le long de ce continuum symbiotique, on peut parfois placer en des

endroits différents, les symbiotes d’un même hôte. Ainsi, les Symbiodinium du clade C,

principaux symbiotes associés au corail Acropora cytherea, seraient mutualistes tandis

que ceux du clade A, plus rares, seraient plus proches du parasitisme que du mutualisme

(Stat et al., 2008).

6. Degré de spécificité de l’association : le niveau de différence taxinomique entre les

différents hôtes avec lesquels le symbiote peut s’associer, et vice-versa, définit la

spécificité de la relation. Plus la différence taxinomique est faible, plus le degré de

spécificité de l’association est élevé.


7

7. Type d’interaction : en plus de toutes ces caractéristiques, il convient d’appréhender la

symbiose en fonction du type d’avantage, métabolique ou comportemental, qu’elle

confère à chacun des partenaires de l’association.

Lorsque l’association confère des bénéfices trophiques : les échanges trophiques

qui régissent des symbioses, permettent de surpasser les limites trophiques des

partenaires. Ceci peut se faire entre autres par la mise en commun de voies

métaboliques complémentaires. Elles peuvent intervenir dans des relations

impliquant :

- un autotrophe et un hétérotrophe :

Le partenaire autotrophe peut fournir des substances minérales au partenaire

hétérotrophe en échange de molécules organiques. C’est le cas de la symbiose qui lie

les bactéries symbiotiques fixatrices d’azote du genre Rhizobium à certaines plantes

légumineuses (principalement de la famille des Fabacées) (Van Rhijn &

Vanderleyden, 1995; Hirsch et al., 2001). Ces bactéries possèdent un complexe

enzymatique appelé nitrogénase qui permet la fixation biologique de l’azote (Luciński

et al., 2002). Les bactéries qui pénètrent les racines des plantes entraînent la formation

de structures appelées nodosités ou nodules. En condition de micro-aérobie, la

nitrogénase catalyse la réduction de l’azote atmosphérique (N2) en ammonium (NH3)

qui entre dans la composition des acides aminés (Mylona et al., 1995). Les nodules

sont un environnement très peu perméable à l’air, ce qui rend possible la fixation de

l’azote par des nitrogénases bactériennes. En effet, dans la partie centrale des nodules,

de fortes concentrations en leghémoglobine, protéine fixatrice d’oxygène, permettent

un transport efficace de l’oxygène. De cette façon, le symbiote reçoit suffisamment

d’oxygène pour produire de l’énergie, mais l’environnement reste faible en oxygène,

ce qui empêche l’inactivation de la nitrogénase (Appleby, 1984). L’énergie nécessaire

à la fixation de l’azote est apportée par la plante sous forme de substrats carbonés

provenant de la photosynthèse. Les rhizobiacées libres dans l’environnement ne

peuvent fixer l’azote, faute d’y trouver les conditions favorables.

Le partenaire autotrophe peut également fournir des molécules organiques en échange

de substances minérales. C’est le cas des symbioses qui lient les algues unicellulaires


8

du genre Symbiodinium à de nombreux cnidaires (Gordon & Leggat, 2010). Les

symbiotes, qui sont capables de photosynthèse, fournissent à leur hôte de l’oxygène et

du carbone organique sous forme de glucides. Les déchets azotés et phosphorés de

l’hôte sont utilisés en partie par le symbiote. La respiration de l’hôte et la

photosynthèse se complètent, le CO2 émis par la respiration servant à la photosynthèse

pour la production d’O2.

Les interactions trophiques entre autotrophes et hétérotrophes sont à la base des

associations symbiotiques chimioautotrophes en milieu marin qui seront développées

dans la seconde partie de ce chapitre.

- deux hétérotrophes :

Les symbioses mutualistes impliquant deux hétérotrophes pour le carbone, peuvent

permettre la digestion des aliments. C’est le cas des herbivores incapables de digérer la

cellulose par exemple, et qui s’associent à des bactéries hétérotrophes productrices de

cellulase. C’est également le cas des pucerons incapables de synthétiser certains acides

aminés essentiels à leur métabolisme, qui s’associent à des bactéries du genre

Buchnera capables d’effectuer la biosynthèse de ces acides aminés (Douglas, 1998).

-deux autotrophes :

Dans les sédiments marins anoxiques riches en méthane, des suintements froids, il

existe des consortiums bactériens assimilables à des symbioses liant des archées à des

bactéries sulfato-réductrices qui seraient à l’origine de l’oxydation biologique du

méthane en condition anaérobie (Boetius et al., 2000; Michaelis et al., 2002;

Hoffmeister & Martin, 2003). Ces consortiums sont constitués d’un cœur d’environ

100 cellules archaebactériennes entourées d’environ 200 cellules bactériennes (Boetius

et al., 2000).

Lorsque l’association confère des bénéfices non trophiques : ceux-ci peuvent être

de natures variées, en voici quelques exemples. L’association peut être un atout pour

échapper à la prédation. C’est le cas des organismes capables de bioluminescence.

Cette dernière peut être générée, soit par l’organisme lui-même, comme chez les

poissons Myctophidae caractérisés par la présence de photophores le long de leurs

http://fr.wikipedia.org/wiki/Genre_(biologie)


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corps (Turner et al., 2009; Catul et al., 2010), soit en s’associant à des bactéries du

genre Photobacterium ou Vibrio capables de bioluminescence. C’est le cas des

poissons Monocentris japonica associés à Photobacterium fischeri (Ruby & Nealson,

1976) et Cleidopus gloriamaris associés à Vibrio fischeri (Fitzgerald, 1977). C’est

également le cas de la sépiole Euprymna scolopes (Wei & Young, 1989; McFall-Ngai,

1998; Nyholm & McFall-Ngai, 2004) Dans cette association, l’hôte utilise la lumière

émise par ses symbiotes au niveau de la partie ventrale de son corps pour imiter la

lumière de la lune et des étoiles et masquer son ombre, évitant ainsi d’être la proie de

prédateurs nocturnes (Jones & Nishiguchi, 2004). Ces associations fournissent aux

symbiotes un environnement riche en nutriments et aident leurs hôtes à échapper à

leurs prédateurs. Par ailleurs, la symbiose peut également représenter une protection

physique ou chimique pour les partenaires. L’endosymbiose procure en effet une

protection physique au symbiote qui se trouve internalisé. Il existe également de

nombreux cas de protection chimique contre la toxicité de certains éléments comme

les substances toxiques de l’environnement (oxygène pour les bactéries anaérobies du

tube digestif (Guarner & Malagelada, 2003), soufre toxique pour la chaîne respiratoire

des eucaryotes (Grieshaber & Völke, 1998)). Certains symbiotes protègent l’hôte en

produisant des substances toxiques. C’est le cas des symbiotes des pieuvres à anneaux

bleus qui produisent de la tétrodotoxine (Hwang et al., 1989). Dans certains cas,

l’association a un rôle de motilité. La flore intestinale du termite Mastotermes

darwiniensis présente de nombreux micro-organismes dont les protistes Mixotricha

paradoxa qui aident à la digestion de la cellulose. Ces protistes sont eux-mêmes

couverts d’ectosymbiotes, des bactéries spirochètes qui leur permettent de se déplacer

(Wenzel et al., 2003).

1.3. Les concepts de cellule et d’individu

Le paroxysme des interactions durables se trouverait dans la symbiose organogénétique.

Ainsi, une relation à l’origine parasitaire évoluerait au fil du temps en symbiose mutualiste

intracellulaire avant d’atteindre le stade ultime de symbiose organo-intégrée. La théorie de

l’origine endosymbiotique ou endocytobiotique de la cellule eucaryote a été principalement

portée par Lynn Margulis qui présente dans son ouvrage « Symbiosis in cell evolution »

(Margulis, 1993) la théorie de l’endosymbiose en série (Serial Endosymbiosis Theory)


10

(Margulis, 2004). Cette théorie est aujourd’hui admise par de nombreux biologistes pour

expliquer l’origine de la mitochondrie et du chloroplaste (organites jouant un rôle majeur dans

le métabolisme eucaryote puisqu’ils assurent la synthèse de l’ATP) et peut être étendue à

d’autres organites tels le réticulum endoplasmique, l’appareil de Golgi et le noyau (Dolan et

al., 2002).

« En fait il n'existe pas, et il n'a peut-être jamais existé (sauf à la naissance même de la vie)

d'organisme qui n'établisse ou ne subisse d'interaction durable avec un autre organisme »

(Combes, 1995). Cette généralisation de la symbiose amène à réfléchir à la notion d'individu

(mot d’origine latine qui signifie corps indivisible). En effet, la plupart des organismes que

nous nommons et qualifions d’individus (un homme, une vache ou une lucine par exemple)

correspondent en fait aux membres les plus visibles d’un consortium d’individus.

2. Les associations symbiotiques

chimioautotrophes en milieu marin

2.1. Historique et définitions

En milieu terrestre et dans la zone photique des milieux aquatiques, la majorité des réseaux

trophiques reposent sur l’utilisation directe ou indirecte de la lumière comme source

d’énergie. Les organismes photosynthétiques autotrophes (photoautotrophes) qui utilisent

l'énergie du soleil pour transformer le dioxyde de carbone et l'eau en matière organique,

constituent le premier maillon de la chaîne trophique. Cependant, en 1887, Sergei

Winogradsky découvre que la bactérie Beggiatoa qui vit dans les sources sulfureuses

terrestres, est capable d’utiliser l’oxydation du sulfure d’hydrogène (H2S) comme source

d'énergie conduisant à la formation de granules de soufre intracellulaires (Ackert, 2006). Ses

recherches sur d’autres modèles bactériens révèlent l’existence de procédés similaires avec le

fer et l’azote. Ses recherches sur les bactéries nitrifiantes montrent comment les organismes

lithotrophes fixent le CO2 pour fabriquer des molécules organiques. C’est la

chimiolithoautotrophie. Plus tard, le terme chimiosynthèse sera créé pour désigner la fixation

du dioxyde de carbone à l’obscurité, par analogie au terme photosynthèse qui désigne la

fixation du dioxyde de carbone en présence de lumière.


11

La chimiosynthèse se rapporte à deux types d’organismes : les procaryotes méthanotrophes

(chimioorganoautotrophes) qui utilisent le méthane comme source d’énergie et de carbone,

et les procaryotes chimiolithoautotrophes.

La découverte des sources hydrothermales profondes à la fin des années 70 (Lonsdale, 1977;

Corliss et al., 1979), puis des suintements froids (Paull et al., 1984) a révélé l’existence de

symbioses basées sur la chimiosynthèse. Ces découvertes se sont par la suite étendues à

d’autres environnements marins, allant des sites d’apport exceptionnel de matière organique

aux zones côtières de sédimentation (Dubilier et al., 2008). Ces différents écosystèmes seront

présentés plus en détail dans la partie qui suit.

2.2. Ecosystèmes concernés

2.2.1. Écosystèmes profonds

En 1840, dans son hypothèse azoïque, basée sur le constat que l’abondance de la vie décroît

avec la profondeur, Edward Forbes fixe la limite de la vie en milieu marin à environ 550

mètres. Bien que diverses preuves furent apportées par plusieurs scientifiques, cette hypothèse

mit plusieurs dizaines d’années à tomber en disgrâce (Anderson & Rice, 2006). Plus de cent

ans plus tard, en 1977, la découverte des sources hydrothermales a révélé l’existence de

véritables oasis de vie caractérisées par de fortes concentrations de micro-organismes libres et

d’agrégats d'invertébrés (Lonsdale, 1977; Van Dover, 2000). Ces écosystèmes originaux ont

été découverts à 2500 mètres de profondeur (Lonsdale, 1977), profondeur à laquelle la

lumière ne pénètre plus et où les apports en carbone de la zone photique représentent moins

de 5% (Suess, 1980). Des études portant sur les vers tubicoles des sources hydrothermales ont

montré la présence de bactéries endosymbiotiques sulfo-oxydantes à l’intérieur d’un organe

spécialisé nommé trophosome (Cavanaugh et al., 1981; Felbeck, 1981; Cavanaugh, 1983).

Des analyses isotopiques ont permis d’éliminer l’hypothèse de l’utilisation d’une source de

carbone issue de la photosynthèse chez cet animal (Rau, 1981a) et ont permis d’affirmer que

ces vers étaient vraisemblablement engagés dans une relation chimiosynthétique avec ces

bactéries sulfo-oxydantes. Cette découverte fût la première d’une longue série, puisque par la

suite, ce type d’endosymbiose chimiosynthétique a été mis en évidence chez des palourdes

Vesicomyidae (Fiala-Médioni & Métivier, 1986), des moules Mytilidae, des crevettes

Bresiliidae (Van Dover et al., 1988) et bien d’autres organismes. Ces découvertes en eaux


12

profondes ont aussi été réalisées pour des relations ectosymbiotiques comme pour les vers

annélides Polychaeta (Desbruyères et al., 1983) et les tubes des vers Siboglinidae Riftia

pachyptila (López-García et al., 2002) et Lamellibrachia sp. (Duperron et al., 2009). Quel

que soit le type de symbiose considéré, endo- versus ectosymbiose, les procaryotes

méthanotrophes et chimiolithoautotrophes sont impliqués dans la chimiosynthèse (Dubilier et

al., 2008). La vie dans les écosystèmes hydrothermaux profonds serait donc basée sur la

chimiosynthèse.

Les sources hydrothermales profondes (Fig. 1A) se forment à des profondeurs pouvant

atteindre les 4000 mètres. Elles apparaissent au niveau des dorsales océaniques, zones de

fortes activités volcaniques. L’activité volcanique fragilise la croute océanique et y crée des

fissures. L’eau de mer pénètre à l’intérieur de ces fissures sur plusieurs centaines de mètres de

profondeur et réagit avec la roche chaude sous-jacente. Elle se réchauffe, s'acidifie et dissout

les constituants basaltiques. Elle se charge en métaux (fer, zinc, manganèse, plomb, cuivre) et

en éléments réduits (H2S, CO2, H2). Le fluide ainsi constitué (environ 350°C) remonte

jusqu'au plancher océanique. Au contact de l'eau de mer froide (environ 2°C), il y a

précipitation des minéraux qui s'accumulent autour des sorties de fluide et forment des

cheminées.

Figure 1 : Ecosystèmes marins à bases chimiosynthétiques.


13

(A) Fumeur noir d’un site hydrothermal de la ride médio-atlantique. (B) Cratères marquant la formation de lacs

de saumure au niveau d’un volcan de boue du Golf du Mexique. Photo de l’expédition Lophelia II 2010, NOAA

OER/BOEMRE. (C) Carcasse de baleine coulée. Photo Craig Smith. (D) Herbier à Thalassia testudinum. Photo

BMMAP.

La composition du fluide varie d’un site à l’autre (Tunnicliffe et al., 2003). Au sortir des

cheminées, les organismes chimioautotrophes oxydent les éléments réduits du fluide, entrant

ainsi en compétition avec l’oxydation chimique spontanée de ces composés.

Il existe également des sources hydrothermales en milieu peu profond, mais la

chimiosynthèse y est moins bien représentée, puisque la présence de lumière y permet

également le développement d’écosystèmes basés sur la photosynthèse (Tarasov et al., 2005).

Peu de temps après la découverte des écosystèmes des sources hydrothermales, des

écosystèmes similaires ont été découverts au niveau des sources de fluides froids ou

suintements froids (Paull et al., 1984) (Fig. 1B). Ils correspondent à des zones d’émission de

fluides de faible température à travers le sédiment, qui se situent entre 400 et 2000 mètres de

profondeur. Les fluides sont particulièrement riches en méthane, qui provient de la matière

organique réduite par la chaleur (méthane thermogénique) ou de l’activité méthanogène

d’archées anaérobies du sédiment (méthane biogénique) (Jannasch & Taylor, 1984). Les

fluides peuvent également contenir d’autres hydrocarbures ainsi que du sulfure d’hydrogène

d’origine géologique ou biologique (issu de la réduction des sulfates par un consortium

microbien). Cette association se compose d’une partie centrale, constituée d’Archae capables

d’oxyder le méthane en conditions anaérobies, entourée de bactéries capables de réduire les

sulfates (Boetius et al., 2000; Michaelis et al., 2002; Hoffmeister & Martin, 2003). C’est au

niveau des suintements froids qu’ont été décrites les symbioses méthanotrophes des Mytilidae

(Childress et al., 1986) qui peuvent être associées, chez un même organisme, à des symbioses

sulfoxydantes (Duperron et al., 2005).

Les groupes taxinomiques eucaryotes décrits dans ces écosystèmes ressemblent à ceux que

l’on retrouve au niveau des sources hydrothermales (Paull et al., 1984). La faune des

suintements froids se compose, en général, principalement de vers tubicoles polychètes

Siboglinidae, de palourdes Vesicomyidae et de moules Bathymodiolinae (Sibuet & Olu, 1998;

Tunnicliffe et al., 2003; Baco et al., 2010).


14

2.2.2. Apport exceptionnel de matière organique

L’arrivée sur le plancher océanique de carcasses de cétacés (Fig. 1C) attire une faune variée

parmi lesquels de nombreux invertébrés associés à des bactéries chimioautotrophes. La

colonisation de la carcasse passe par trois stades (Smith & Baco, 2003) : Le premier stade est

celui des charognards mobiles au cours duquel les tissus mous sont consommés par de

nombreux individus appartenant à peu d’espèces différentes. Le second stade est celui des

opportunistes durant lequel la macrofaune hétérotrophe envahit l’os et le sédiment

environnant, enrichi en matière organique. Puis le dernier stade est celui de la décomposition

des lipides contenus dans les os, par des bactéries sulfato-réductrices, ce qui produit des

sulfures. Ceux-ci vont diffuser à travers les os jusqu’au sédiment et seront utilisés par des

bactéries sulfo-oxydantes. La faune associée à ces écosystèmes se compose entre autres

d’invertébrés. C’est le cas des Mytilidae du genre Idas (Deming et al., 1997; Lorion et al.,

2009), et des Vesicomyidae du genre Vesicomya (Deming et al., 1997). D’autres invertébrés,

tels les vers Siboglinidae Osedax (Rouse et al., 2004; Braby et al., 2007; Miyazaki et al.,

2008; Verna et al., 2010), sont en symbiose avec des bactéries hétérotrophes capables

d’extraire les composés organiques des os de baleine.

Un autre cas d’apport exceptionnel de matière organique, correspond à l’arrivée sur le

plancher océanique de débris végétaux (feuilles, branches, troncs d’arbre…). Des bactéries

sulfato-réductrices anaérobies dégradent la cellulose du bois en utilisant les sulfates de l’eau

de mer comme accepteurs d’électrons. La réduction des sulfates en sulfures enrichit la surface

du bois et l’eau environnante, favorisant ainsi le développement de bactéries sulfo-oxydantes

libres ou symbiotiques (Duperron et al., 2008; Laurent, 2009). Lorsqu’elles sont

symbiotiques, ces bactéries sont associées à des invertébrés tels les bivalves Mytilidae des

genres Idas et Adipicola, (Distel et al., 2000; Gros et al., 2007; Fujiwara et al., 2010). Ces

deux genres peuvent coloniser à la fois les débris organiques végétaux et les carcasses de

baleines coulés (Lorion et al., 2009).

On trouve également des bivalves foreurs Teredinidae et Xylophagainae, associés à des

bactéries fixatrices d’azote, capables de dégrader la cellulose (Popham & Dickson, 1973;

Waterbury et al., 1983; Distel & Roberts, 1997; Nishimoto et al., 2009).

Les vers Siboglinidae Siboglinum (Bright & Giere, 2005) et Lamellibrachia (Hughes &

Crawford, 2008) ont également été trouvés sur des débris végétaux coulés.


15

Les débris végétaux se retrouvent entre 0 et 10 000 mètres de profondeur (Bruun, 1958) mais

ont été rapportés comme support de communautés chimioautotrophes jusqu’à 1800 mètres de

profondeur (Gros & Gaill, 2007).

2.2.3. Zones côtières de sédimentation

A la suite de la découverte des écosystèmes profonds, des recherches ont été menées sur des

environnements plus facilement accessibles et ont révélé une variété comparable de relations

symbiotiques.

L’eau qui s’infiltre dans les sédiments contient de l’oxygène dissous, qui est rapidement

consommé par la biomasse de la couche superficielle, dont l’épaisseur varie de quelques

millimètres à plusieurs centimètres (Ott et al., 2005). La limite entre la couche superficielle et

le sédiment réduit, est définie par un potentiel redox de discontinuité qui correspond à la

couche de sédiment dans laquelle les processus d'oxydation sont remplacés par les processus

de réduction (Fenchel & Riedl, 1970). Ces sulfures vont diffuser vers les couches supérieures

oxiques et seront utilisés par les bactéries sulfo-oxydantes libres dans le milieu. Les zones

d’abondance en oxygène et en sulfure pouvant être séparées de plusieurs centimètres,

certaines bactéries sulfo-oxydantes s’associent à des invertébrés marins vivant à l’interface

des couches oxique et anoxique du sédiment, rendant disponibles, à la fois, l’oxygène et les

sulfures (Ott et al., 2005).

Les concentrations en H2S des zones de sédimentation côtière (10 μM à 30 μM dans le

sédiment des herbiers à Thalassia testudinum ; 1 mM à 10 mM dans le sédiment de mangrove

(Maurin 2009 Thèse)) sont plus faibles que celles relevées au niveau des sources

hydrothermales (supérieures à 10 mM (Jannasch, 1989)).

Dans les herbiers de Magnolophytes marines Thalassia testudinum (Fig. 1D), les symbiotes

intracellulaires peuvent être associés à des bivalves Lucinidae dont les principaux genres en

Guadeloupe et en Martinique sont Codakia et Lucina (Linga) (Frenkiel & Moueza, 1995;

Gros et al., 1996). Une étude récente a également révélé la présence de huit nématodes

appartenant à trois genres différents (Eubostrichus, Robbea et Stilbonema) possédant un

manteau de bactéries sulfo-oxydantes (Maurin 2009).

Deux Lucinidae (voir 3.2) se retrouvent également en mangrove : Phacoides pectinatus

(également appellé Lucina pectinata) et Anodontia alba (Durand et al., 1996; Frenkiel et al.,

1996). On retrouve également, dans ce milieu, des associations ectosymbiotiques telles celles


16

impliquant des ciliés solitaires du genre Pseudovorticella et les colonies de ciliés du genre

Zoothamnium (Laurent 2009).

2.3. Adaptations aux milieux riches en sulfure d’hydrogène

2.3.1. Cycle du soufre

Le cycle du soufre présente une partie aérobie et une partie anaérobie qui sont, en général,

superposées dans les sédiments marins. Ces deux parties se complètent par des échanges de

composés soufrés. Les sulfures correspondent à trois formes chimiques différentes : le sulfure

d’hydrogène (H2S) qui est un gaz soluble dans l’eau, l'ion hydrosulfure (HS-) et l’ion sulfure

(S2-

) (Millero et al., 1988).

En anaérobie, le cycle du soufre est entièrement procaryote. Les bactéries sulfato-réductrices

utilisent les composés organiques tels le lactate et le pyruvate, comme source de carbone et

d’énergie pour convertir le sulfate (SO42-

), qui correspond à la forme la plus oxydée du soufre,

en sulfure. Le H2S produit est rejeté dans le milieu. Dans la partie oxique du sédiment les

sulfures peuvent réagir spontanément avec l’oxygène pour donner des sulfites (SO32-

), des

thiosulfates (S2O32-

) ou des sulfates (SO42-

) (Suzuki, 1999). Les micro-organismes sulfo-

oxydants peuvent ainsi utiliser les composés soufrés plus ou moins réduits comme donneur

d’électrons, en catalysant leur oxydation avec pour accepteur d’électron, l’oxygène (Fig. 2).

L’un des intermédiaires de l’oxydation des sulfures en sulfates est le soufre élémentaire qui

s’accumule à l’intérieur des bactéries sulfo-oxydantes sous forme de granules.


17

Figure 2 : Réaction d’oxydation du soufre. Schéma Maurin (2009).

H2S : sulfure d’hydrogène ; S0 : soufre élémentaire; SO3

2- : sulfites ; S2O3

2- : thiosulfates ; SO4

2- : sulfates.

Pour avoir accès à la fois à l’oxygène et aux sulfures, les organismes symbiotiques associés à

des bactéries sulfo-oxydantes se placent généralement à l’interface oxique/anoxique du

sédiment. Quand les concentrations en sulfures sont faibles, certains bivalves symbiotiques

mettent en place une stratégie adaptative originale, leur permettant d’avoir accès à plus de

sulfure : l’élongation du pied (Arp et al., 1984; Cary et al., 1989; Dufour & Felbeck, 2003).

Il existe deux grandes voies métaboliques d’oxydation des composés soufrés réduits : la voie

de l’ATP-sulfurylase et la voie de l’adénosine phosphosulfate (APS) reductase. La détection

de l’une de ces deux voies, associée à celle de la fixation autotrophe du carbone, permet de

mettre en évidence les symbiotes sulfo-oxydants. Le marqueur de gène fonctionnel de l’ATP-

sulfurylase est le gène soxB (Meyer et al., 2007), tandis que celui de l’APS reductase est le

gène AprA (Meyer & Kuever, 2007).

L’oxydation des sulfures libère de l’énergie chimique sous forme d’ATP qui sera utilisée pour

la fixation du dioxyde de carbone dissous dans l’eau de mer par les bactéries autotrophes. La

fixation du carbone peut se faire via le cycle de Calvin-Benson dont l’enzyme clé est la

ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase oxygénase (RuBisCO) (Felbeck et al., 1981; Felbeck,

1981) ou par le cycle des acides tricarboxyliques inverse (reverse TCA) dont l’enzyme clé est

l’ATP citrate lyase (ACL). Ce dernier cycle a été mis en évidence chez des epsilon-

protéobactéries autotrophes libres dans l’environnement des sources hydrothermales

(Campbell & Cary, 2004) ou, associées à des invertébrés tels les ectosymbiotes du ver


18

polychète Alvinella pompejana (Campbell et al., 2003), de la crevette Rimicaris exoculata

(Hügler et al., 2011) ou encore au niveau des endosymbiotes du gastéropode Alviniconcha

hessleri (Suzuki et al., 2005) et du ver Siboglinidae Riftia pachyptila (Robidart et al., 2008).

La détection des gènes codants pour la RubisCO et l’ACL ou la détection de leur activité

enzymatique caractéristique, est utilisée pour mettre en évidence la fixation autotrophe du

carbone.

Notons que des analyses phylogénétiques, basées sur les gènes de fonction impliqués dans les

voies métaboliques d’oxydation des composés soufrés réduits et dans la fixation autotrophe

du carbone, viennent aujourd’hui compléter les analyses phylogénétiques basées sur l’étude

de l’ARN ribosomal 16S (Spiridonova et al., 2006; Duperron et al., 2007; Vrijenhoek et al.,

2007; Harada et al., 2009).

2.3.2. Stratégies de détoxication du H2S

Le sulfure d’hydrogène est un composé toxique pour la respiration des organismes aérobies. Il

inhibe les métalloprotéines comme les hémoglobines, ce qui altère le transport d’oxygène. Il

inhibe également la cytochrome c oxydase de la chaîne respiratoire de la mitochondrie ce qui

empêche la production d’ATP (Nicholls & Kim 1981; Grieshaber & Völke, 1998).

Les animaux vivants dans les milieux réduits doivent mettre en place des stratégies

physiologiques et comportementales afin de pallier la toxicité des sulfures. Plusieurs options

s’offrent à eux : se déplacer pour les éviter, passer au métabolisme anaérobie,

s’imperméabiliser pour exclure les sulfures des tissus sensibles, ou oxyder le sulfure en le

transformant en une forme moins toxique (McMullin et al., 2007). Toutefois, pour les

organismes enfouis dans le sédiment et donc peu mobiles comme les bivalves, la stratégie de

fuite est inadaptée. Bien que peu documentés, les changements métaboliques existent. Ainsi,

le ver oligochète Tubificoides benedii est capable de passer temporairement d’un métabolisme

aérobie à un métabolisme anaérobie quand la concentration en sulfure est élevée (Grieshaber

V lke, 1998). Mais, les stratégies d’élimination et d’oxydation des sulfures sont les mieux

renseignées. Ces stratégies peuvent coexister. La fabrication de tube protecteur ou de cuticule

épaisse permet de réduire l’exposition des tissus externes aux sulfures. L’association à des

bactéries ectosymbiotiques sulfo-oxydantes, permet également de se protéger de l’exposition

aux sulfures. Les tubes des Siboglinidae Riftia pachyptila (López-García et al., 2002) et

Lamellibrachia sp. sont colonisés par des gamma-protéobactéries probablement sulfo-


19

oxydantes (Duperron et al., 2009). L’annélide polychète Alvinella pompejana (Desbruyères et

al., 1998) et les nématodes de la famille des Desmodoridae présentent également des bactéries

ectosymbiotiques sulfo-oxydantes (Ott et al., 2005; Himmel et al., 2009; Maurin et al., 2010).

Des inclusions cellulaires contenant des sulfures (sulfide oxidizing bodies ou SOB),

initialement décrites chez le bivalve Solemya reidi (Powell & Somero, 1985), ont également

été observées dans d’autres espèces symbiotiques, notamment dans les bactériocytes du

Lucinidae de mangrove Phacoides pectinatus (Liberge et al., 2001) et dans l’intestin et

l’épiderme de l’annélide Urechis caupo (Arp et al., 1995). Comme leur nom l’indique, ces

structures permettent l’oxydation des sulfures. D’après Liberge (2001), l’absence de ces

structures chez les Lucinidae des herbiers laisse à penser qu’elles pourraient représenter chez

le Lucinidae de mangrove Phacoides pectinatus, une adaptation à l’environnement plus

sélectif, dans lequel il vit.

Une autre adaptation consiste à fixer rapidement les sulfures à l’hémoglobine. Riftia

pachyptila en est un exemple édifiant puisque ce ver possède trois types d’hémoglobine, une

cytoplasmique et deux vasculaires, capables de fixer l’oxygène et le sulfure sur des sites

différents (ARP et al., 1987; Zal et al., 1998). Ceci empêche à la fois l’oxydation spontanée

des sulfures et l’inhibition de la cytochrome c oxydase. La présence d’hémoglobine fixatrice

de sulfure a également été démontrée chez les bivalves symbiotiques des familles Lucinidae

(Dando et al., 1985; Kraus & Wittenberg, 1990; Lebata, 2001; Ball et al., 2009), Solemyidae

(Doeller et al., 1988) et Vesicomyidae (Arp et al., 1984).

3. Les associations bivalves-bactéries

chimioautotrophes

Il existe cinq familles de bivalves associées à des bactéries symbiotiques chimioautotrophes :

les Mytilidae, les Solemyidae, les Thyasiridae, les Vesicomyidae et les Lucinidae (Fig. 3).


20

Figure 3 : Bivalves associés à des bactéries symbiotiques chimioautotrophes.

(A) Spécimens de Mytilidae de l’espèce Adipicola pacifica colonisant une vertèbre de baleine. Photo Fujiwara et

al. (2007). (B) Spécimen de Solemyidae de l’espèce Solemya velum. Photo Frank Stewart. (C) Spécimen de

Thyasiridae de l’espèce Thyasira flexuosa. Photo Suzanne Dufour (D) Spécimens de Vesicomyidae de l’espèce

Calyptogena magnifica. Photo WHOI. (E) Spécimen de Lucinidae de l’espèce Lucina pensylvanica.

3.1. Les bivalves symbiotiques autres que les Lucinidae

3.1.1. Les Mytilidae

Les Mytilidae symbiotiques (Fig. 3A) appartiennent à deux sous-familles distinctes, la sous-

famille des Modiolinae qui correspond aux espèces associées aux débris organiques et la

sous-famille des Bathymodiolinae qui correspond aux espèces des sources hydrothermales et

des suintements froids (Miyazaki et al., 2010). Ils sont associés à des gamma-protéobactéries.

Leur taille varie de 3 à 40 cm en fonction des espèces (Duperron et al., 2009). Les espèces de

petite taille, appartenant aux genres Adipicola (Distel, 2000; Gros & Gaill, 2007; Fujiwara et

al., 2010), Benthomodiolus (Distel, 2000), Idas (Turner, 1973; Distel et al., 2000; Gros &

Gaill, 2007; Pailleret et al., 2007) et Myrina (Knudsen, 1961; Turner, 1973; Distel, 2000), se

retrouvent généralement associées aux débris organiques (Deming et al., 1997; Fujiwara et

al., 2007; Gros & Gaill, 2007; Fujiwara et al., 2010) tandis que les espèces de grande taille,

appartenant aux genres Bathymodiolus (Nelson et al., 1995) et Gigantidas (Von Cosel &

Marshall, 2003), se retrouvent généralement au niveau des sources hydrothermales et des

suintements froids. Ils semblent absents des sites situés à plus de 3600 mètres de profondeur

(Sibuet & Olu, 1998). Une étude phylogénétique récente menée par Lorion et al. (2010), sur


21

plus de 200 individus a permis de mettre en évidence une spéciation allopatrique des

Mytilidae symbiotiques et a confirmé l’hypothèse selon laquelle les moules associées aux

écosystèmes profonds ont émergé à partir des espèces associées aux débris organiques.

Les Mytilidae symbiotiques s’associent avec des bactéries sulfo-oxydantes mais présentent

également l’originalité de pouvoir aussi s’associer à des bactéries méthanotrophes. La sulfo-

oxydation et la méthanotrophie se manifestent au travers d’endosymbiotes extracellulaires et

intracellulaires. Ainsi, il existe des endosymbioses sulfo-oxydantes extracellulaires (Gros &

Gaill, 2007; Duperron et al., 2008) et intracellulaires (Powell & Somero, 1986), des

endosymbioses méthanotrophes intracellulaires (Childress et al., 1986; Fujiwara et al., 2000)

et, plus surprenant encore, des doubles endosymbioses intracellulaires, impliquant à la fois

des bactéries sulfo-oxydantes et méthanotrophes, hébergées dans les mêmes bactériocytes de

certains Bathymodiolus (Fisher et al., 1993; Duperron et al., 2005). La moitié des espèces

décrites possèdent uniquement des symbiotes sulfo-oxydants, trois espèces possèdent

uniquement des symbiotes méthanotrophes et six espèces sont connues pour présenter les

deux types de symbiotes (Won et al., 2008).

Bien que la transmission verticale ait été suggérée chez Bathymodiolus thermophilus (Cary et

al., 1993), plusieurs éléments suggèrent une transmission environnementale des symbiotes

chez les Mytilidae symbiotiques. En effet, des ouvertures au niveau des membranes des

bactériocytes (Le Pennec et al., 1988; Salerno et al., 2005), des expériences de décolonisation

et de recolonisation bactérienne ( d r et al., 2005) ainsi qu’une analyse génétique portant

sur les populations de symbiotes et les hôtes de deux espèces de Bathymodiolus (Won et al.,

2003) laissent à penser que les symbiotes proviennent de bactéries environnementales.

3.1.2. Les Solemyidae

La famille des Solemyidae (Fig. 3B) comprend environ 25 espèces appartenant à deux genres,

Acharax et Solemya, situés entre 0 et 1500 mètres de profondeur (Oliver et al., 2011). Les

individus du genre Acharax ont été référencés au niveau des sources hydrothermales

(Beninger & Le Pennec, 1997) et les deux genres ont été observés au niveau des suintements

froids (Sibuet & Olu, 1998). Les nombreuses études menées sur les membres du genre côtier

Solemya ont permis de mieux comprendre la famille des Solemyidae (Stewart & Cavanaugh,

2006). Tous les Solemyidae sont associés à des gamma-protéobactéries intracellulaires

capables d’oxyder les sulfures et les thiosulfates (Anderson et al., 1987). L’analyse par PCR


22

des gamètes, des œufs et des larves semblent indiquer qu’elles sont transmises verticalement

(Cary, 1994; Krueger et al., 1996). Les Solemyidae vivent enfouis dans des terriers en forme

de Y ou de U à l’interface oxique-anoxique du sédiment. Solemya velum possède deux

hémoglobines cytoplasmiques, l’une d’entre elles réagit uniquement avec l'oxygène, tandis

que l’autre réagit à la fois avec l’oxygène et les sulfures (Doeller et al., 1988). Les acides

aminés libres, taurine et thiotaurine, pourraient être des composés de stockage et de transport

du soufre réduit, lorsque les concentrations environnementales sont faibles (Joyner et al.,

2003).

3.1.3. Les Thyasiridae

Les Thyasiridae symbiotiques (Fig. 3C) sont, quant à eux, des bivalves de petite taille

(souvent moins d’un centimètre) qui, tout comme les Mytilidae, ont la particularité de

posséder à la fois des endosymbiotes intracellulaires (c’est le cas uniquement chez

Maorithyas hadalis (Fujiwara et al., 2001)) et des endosymbiotes extracellulaires présents

chez tous les autres membres symbiotiques de la famille (Southward, 1986). Ils sont

généralement associés uniquement à des bactéries sulfo-oxydantes, à l’exception de l’espèce

Maorithyas hadalis (Fujiwara et al., 2001) qui est également associée à des bactéries

méthanotrophes. Le genre Thyasira a la particularité de regrouper à la fois des espèces

symbiotiques et non symbiotiques (Southward, 1986). Selon Dufour (2005), l’observation de

la structure des branchies permet de distinguer trois types de branchies chez les Thyasiridae

dont deux sont symbiotiques. Dans le type 2, seules deux espèces sont symbiotiques

(Thyasira (Parathyasira) equalis et Axinulus croulinensis) tandis que dans le type 3,

caractéristique des genres Conchocele et Thyasira, toutes les espèces sont symbiotiques. Dans

les deux types, les symbiotes extracellulaires sont confinés dans un espace délimité par la

membrane des bactériocytes et les microvillosités.

L’absorption des sulfures se fait par le pied des bivalves qui peut s’allonger et mesurer

jusqu’à trente fois la taille de la coquille permettant l’accès aux poches de sulfure du sédiment

(Dufour & Felbeck, 2003). L'analyse phylogénétique des séquences du gène codant pour

l'ARNr 16S bactérien de 3 espèces symbiotiques, a permis de montrer que chaque espèce

abrite un phylotype unique de symbiote qui appartient à une lignée distincte des gamma-

protéobactéries sulfo-oxydantes (Rodrigues & Duperron, 2011).


23

3.1.4. Les Vesicomyidae

Les Vesicomyidae (Fig. 3D) vivent pour la plupart enfouis à l’interface oxique-anoxique des

sédiments des milieux réduits riches en sulfures. Krylova & Sahling (2010) proposent de

diviser cette famille en deux sous-familles : les Vesicomyinae et les Pliocardiinae. La sous-

famille des Vesicomyinae ne comprend que le genre Vesicomya. Il s’agit de bivalves de petite

taille (moins de 10 mm), chez qui la présence de bactéries à l’intérieur des branchies a été

rapportée sans pour cela qu’une quelconque symbiose chimioautotrophe n’ait été mise en

évidence. La sous-famille des Pliocardiinae comprend des individus de moyenne et grande

tailles appartenant à quinze genres différents, tous associés à des gamma-protéobactéries

intracellulaires capables d’oxyder les sulfures. Les sulfures sont absorbés par le pied des

bivalves puis transportés par une hémoglobine contenant du zinc, tandis que l’oxygène et le

dioxyde de carbone sont absorbés par le siphon (Arp et al., 1984). Chez le bivalve

Vesicomyidae Calyptogena magnifica, ce n’est pas l’hémoglobine qui fixe l’H2S mais un

composé dissous dans le sérum qui pourrait être de nature lipoprotéique (Zal et al., 2000). Les

symbiotes sont transmis principalement verticalement (Endow & Ohta, 1990; Cary &

Giovannoni, 1993. Hurtado et al., 2003;) et dans une moindre mesure horizontalement

(Stewart et al., 2008).

3.2. Les Lucinidae

Les Lucinidae (Mollusca, Bivalvia, Lucinoidea, Lucinidae) (Fig. 3E) constituent la cinquième

famille de bivalves symbiotiques, associés à des bactéries chimioautotrophes. Ce sont des

bivalves à sexes séparés qui possèdent une coquille équivalve blanchâtre, plus ou moins

aplatie et dénuée de nacre. Les valves sont ornées de stries concentriques (Grassé, 1960).

Certaines structures anatomiques comme l’intestin et les palpes labiaux, sont réduites pour

laisser place à des branchies hypertrophiées qui hébergent des bactéries endosymbiotiques

sulfo-oxydantes.

Les Lucinidae sont présents à des profondeurs variables, allant de la zone intertidale à plus de

2100 mètres, bien que la majorité des espèces se trouvent dans des zones peu profondes. Ils

occupent des habitats tout aussi divers, allant des sédiments de mangrove (Frenkiel et al.,

1996; Lebata, 2001) et d’herbier de Magnolophytes marines (Frenkiel & Moueza, 1995; Gros

et al., 1998) aux sites hydrothermaux (Glover et al., 2004), en passant par les fjords (Dando et


24

al., 1985) et les suintements froids (Salas & Woodside, 2002; Olu-Le Roy et al., 2004;

Brissac et al., 2011).

Ce sont les mollusques les plus abondants des herbiers à Thalassia testudinum.

L’enchevêtrement des racines et des rhizomes de ces Magnolophytes marines permet leur

protection contre les prédateurs. La compétition avec les autres bivalves est faible puisque

contrairement aux autres, ils sont capables de vivre dans des milieux riches en sulfure. Leur

présence permet la diminution des sulfures de l’eau interstitielle, dont l’accumulation est

néfaste pour les Magnolophytes (Reynolds et al., 2007).

L’analyse des concentrations en H2S montre l’existence d’un gradient allant de 10 μM en

surface du sédiment, à 30 μM à 15 cm de profondeur (Maurin, 2009). Comparativement aux

valeurs obtenues en mangrove (1 mM à 10 mM), ou au niveau des sources hydrothermales

(supérieures à 10 mM), ces valeurs sont relativement faibles. L’herbier à T. testudinum est

donc un environnement faiblement réduit. Il comprend une courte zone oxique claire et très

peu réduite en surface, et une zone sombre, plus réduite en profondeur.

Les Lucinidae occupent un terrier en forme de U qui communique avec la surface du sédiment

(Fig. 4). Ils ne possèdent pas de siphon inhalant mais creusent toutefois un conduit inhalant à

l’aide de leur pied pour permettre l’entrée d’oxygène et de matière organique dans le terrier.

Le siphon exhalant permet l’évacuation des déchets à travers le conduit exhalant. Ils peuvent

creuser, sous leur terrier, quatre à cinq tunnels dans lesquels ils introduisent leur pied

extensible (Cary et al., 1989) afin d’atteindre les poches de sulfure présentes dans le

sédiment.

La part de nutrition apportée par la filtration reste mal connue et semble dépendre de l’espèce.

Ainsi l’observation de l’anatomie de Divaricella quadrisulcata suggère que cette espèce est

au moins partiellement dépendante de la filtration pour son alimentation (Gros et al., 2000).

C’est également le cas des larves non symbiotiques de Codakia orbicularis nourries

artificiellement (Gros et al., 1997). Chez Lucinoma aequizonata l’utilisation de phytoplancton

marqué a permis de démontrer l'acquisition du carbone à partir de particules alimentaires

filtrées (Duplessis et al., 2004a). Toutefois, l’originalité de ces symbioses est apportée par la

capacité des bactéries autotrophes à fixer le carbone dissous dans l’eau de mer via le cycle de

Calvin-Benson.


25

Figure 4 : Habitat des Lucinidae.

Les symbiotes sont localisés dans des cellules spécialisées des filaments branchiaux dont

l’assemblage constitue la branchie. Ces cellules sont appelées bactériocytes. Brissac et al.

(2009) considèrent que les branchies des bivalves du genre Codakia hébergent 3x109 bactéries

par gramme de branchie.

Le développement embryonnaire a été décrit chez Codakia orbicularis (Gros et al., 1997) et

Lucinoma aequizonata (Gros et al., 1999) et a permis de démontrer l’absence de symbiotes

chez les sub-adultes élevés au laboratoire, en eau de mer filtrée à 0,22 µm. Les juvéniles

aposymbiotiques de C. orbicularis peuvent acquérir des symbiotes au contact du sédiment

(Gros et al., 1998), qui contient des bactéries compétentes libres (Gros et al., 2003). L’analyse

par cytométrie en flux de la population bactérienne au sein des branchies de C. orbicularis a

mis en évidence la présence de sous-populations bactériennes différenciées en fonction de


26

leur taille et de leur contenu génomique (Caro et al., 2007). La présence de plusieurs copies

de génome (jusqu’à vingt) au sein d’une même cellule, suggère que la réplication du matériel

génétique n’est pas suivie d’une division de la cellule bactérienne. Ainsi, la division des

symbiotes à l’intérieur de la branchie serait inhibée. Tous ces éléments suggèrent une

acquisition environnementale des symbiotes de cette espèce.

Comme tous les symbiotes sulfo-oxydants décrits à ce jour, les bactéries symbiotiques des

Lucinidae (Fig. 5) possèdent une double membrane caractéristique des bactéries gram-

négatives. Elles appartiennent aux gamma-protéobactéries.

D’après Gros (1997) : elles mesurent entre 0,8 et 5 µm en fonction de l’espèce. Elles sont

incluses individuellement dans des vacuoles de la cellule hôte. Elles possèdent deux types

d’inclusions : des inclusions cytoplasmiques (moins de 80 nm de diamètre) qui correspondent

sans doute à des réserves carbonées, ainsi que des inclusions périplasmiques claires aux

électrons (jusqu’à 0,75 µm de diamètre), entourées d’une membrane. Il s’agit de réserves de

soufre élémentaire dissous lors de la déshydratation des échantillons (Shively, 1974; Vetter,

1985; Lechaire et al., 2006; Lechaire et al., 2008). L’analyse du contenu en soufre

élémentaire en fonction de la taille des symbiotes a montré que la quantité de soufre augmente

avec la taille de la cellule, les plus grands volumes cellulaires permettant le stockage d'une

plus grande quantité de soufre (Caro et al., 2007).

En comparant les séquences du gène de l’ARN 16S des symbiotes de six espèces de

Lucinidae caribéens, il s’est avéré que les séquences étaient identiques à 100% (Durand &

Gros, 1996b; Durand et al., 1996; Gros et al., 2000; Gros et al., 2003) ce qui a amené les

auteurs de ces études à conclure à l’existence d’une seule et même espèce bactérienne chez les

Lucinidae. Une étude récente de Brissac et al. (2011), également basée sur la comparaison des

séquences du gène codant pour l’ARNr 16S, a montré l’existence de 3 clades bactériens

différents parmi les 17 séquences analysées provenant des symbiotes de 17 espèces d’hôtes.

Ceci confirme l’hypothèse de Durand Gros (1996b) selon laquelle plusieurs espèces d’hôte

peuvent s’associer à la même espèce de symbiote. Partant de ces observations, Brissac et al.

(2011) proposent que les Lucinidae ne co-évoluent pas avec leurs symbiotes, mais s’associent

aux bactéries compétentes présentes localement, dans leur environnement.


27

Figure 5 : Micrographie en microscopie électronique à transmission montrant les bactéries symbiotiques internalisées

dans un bactériocyte de Lucinidae (photo de Ball et al., 2009).

Les bactéries symbiotiques (b) contenues individuellement dans des vacuoles, sont caractérisées par la présence

de granules de soufre qui apparaissent clairs aux électrons . am : amoebocyte ; bc : bactériocyte ; bs : lacune

sanguine ; ic : cellule intercalaire ; ly : lysosome ; n : noyau du bactériocyte.

Les études menées sur Lucinoma aequizonata ont montré que les symbiotes utilisent le nitrate

comme accepteurs d’électrons au lieu de l’oxygène, plus rare dans le sédiment. Ceci permet

d’éviter la concurrence pour l’oxygène entre l'hôte et son symbiote (Hentschel et al., 1993;

Hentschel & Felbeck, 1995). Chez Codakia orbicularis, l’hypothèse d’une utilisation des

nitrates pour la respiration des symbiotes a été rejetée, et l’utilisation de l’oxygène, abondant

dans l’environnement de cette lucine, a été clairement démontrée (Duplessis et al., 2004b).

Ces exemples suggèrent que les stratégies de respiration des symbiotes varient d’un Lucinidae

à l’autre et en fonction de l’environnement.

La façon la plus simple d’observer les conséquences d’une interaction durable est de pouvoir

maintenir en laboratoire les partenaires de l’association, et ensemble, et isolés. Comme

d’autres invertébrés symbiotiques, l’association Lucinidae-bactérie peut être maintenue en


28

laboratoire mais pour le moment aucune culture pure de gamma-protéobactéries

chimioautotrophes associées à des invertébrés marins n’a pu être obtenue. Toutefois, des

tentatives d’enrichissement menées sur les epsilon-protéobactéries ectosymbiotiques

d’Alvinella pompejana ainsi que sur celles libres dans l’environnement, ont été conduites avec

succès (Campbell et al., 2001).

Chez les Lucinidae, la présence d’hémoglobine fixatrice de sulfure a été détectée dans les

tissus branchiaux de plusieurs espèces telles que Anodontia edentula (Lebata, 2001), A. ovum

(Ball et al., 2009), Myrtea spinifera (Dando et al., 1985), Phacoides pectinatus (Kraus &

Wittenberg, 1990). Ce dernier modèle a fait l’objet de plusieurs études. La lucine Phacoides

pectinatus possède trois hémoglobines : l’hémoglobine I fixe l’H2S de manière réversible

tandis que la II et la III sont incapables de s’y lier (Gavira et al., 2008; Pietri et al., 2009). La

branchie des Lucinidae se compose d’un assemblage de filaments branchiaux (Fig. 6).

Figure 6 : Micrographie d’une coupe transversale de la branchie de Codakia orbicularis après coloration de Goldner

(photo Caro et al., 2009).

La branchie est constituée d’un assemblage de filaments branchiaux. Pour chaque filament on distingue ici la

zone ciliée (zc) et la zone latérale (zl). La zone latérale se compose de quatre types cellulaires dont trois sont

clairement visibles ici : les bactériocytes (bc) qui hébergent les bactéries symbiotiques, les cellules à grains (cg)

et les mucocytes (m). Chez cette espèce, la zone intermédiaire n’est pas distinguable en microscopie photonique.

Chaque filament comprend trois zones : une zone ciliée et une zone intermédiaire, toujours

dépourvues de symbiotes ainsi qu’une zone latérale qui comprend les cellules hôtes. La


29

longueur de ces zones varie en fonction des espèces. La zone latérale se compose de quatre

types cellulaires organisés en épithélium pseudostratifié autour de la lacune sanguine : les

bactériocytes, les cellules intercalaires, les cellules à grains et les mucocytes (Frenkiel &

Moueza, 1995; Gros et al., 2011). D’après Frenkiel Moueza (1995) :

-Les bactériocytes qui sont les cellules hôtes de la relation, sont les cellules majoritaires de la

zone latérale. Elles possèdent un noyau basal d’environ 5 µm de long. Leur volume cellulaire

est essentiellement occupé par des bactéries envacuolées et les organites y sont peu

nombreux. Le pôle apical présente des microvillosités qui augmentent le contact avec l’eau de

la cavité palléale.

-Les cellules intercalaires s’intercalent entre les bactériocytes. Elles sont en forme de

trompette avec un noyau apical. Le pôle apical présente de longues microvillosités tandis que

le pôle basal, étroit, est dépourvu d’organites. Il a été proposé qu’elles produisent de

nouveaux bactériocytes (Fiala-Médioni & Métivier, 1986; Reid & Brand, 1986). Il est

également possible que ces cellules, qui recouvrent parfois partiellement les pôles apicaux des

bactériocytes, servent à réguler la surface d’échange des cellules hôtes avec l’eau de la cavité

palléale (Distel & Felbeck, 1987 ; Gros, 1997).

-Les cellules à grains possèdent un noyau basal d’environ 5 µm de long. Elles possèdent de

nombreux grains de 3 à 5 µm de diamètre, répartis de manière homogène dans le cytoplasme.

La nature exacte de ces grains reste à définir mais d’après Frenkiel & Mouëza (1995), il ne

s’agit pas de protéoglycanes ou d’un mélange de glycoprotéines et de protéoglycanes mais

plutôt de composés protéiques riches en ponts disulfures. Leur pôle apical est souvent

recouvert par les bactériocytes. La fonction exacte des cellules à grains demeure inconnue,

bien que ces auteurs leur supposent une fonction de détoxication des sulfures du fait de leur

teneur en composés soufrés.

-Les mucocytes sont des cellules qui possèdent un noyau basal. Elles renferment du mucus et

les organites présents sont surtout des appareils de Golgi. Ces cellules vont sécréter du mucus

dans lequel seront piegées les particules. Ces cellules ont fait l’objet de quelques études

(Beninger & St Jean, 1997 ; Beninger et al., 1997). La présence de ces cellules, associée à

celle de cils dans la zone frontale du filament implique un transport mucocilliaire des

particules, sans doute destinées à la nutrition. Le mucus qui contient les particules est envoyé

vers la surface frontale de la branchie, puis acheminé au niveau des palpes labiaux. Chez les

Lucinidae les palpes labiaux sont réduits et la part de la nutrition associée à la filtration est


30

estimée à 20%. Le mucus de cette zone pourrait également servir de lubrifiant pour éviter que

les filaments ne soient endommagés lors de leur contraction.

Bien qu’à ce jour, aucun lien n’ait été établi entre la composition de la zone latérale et la

phylogénie des Lucinidae, cette zone présente une variabilité interspécifique. En efffet, la

présence d’hémoglobine, que l’on sait impliquée dans le transport de l’oxygène et du sulfure

d’hydrogène, a été mise en évidence à l’intérieur des bactériocytes de quelques espèces :

Anodontia edentula (Lebata, 2001), Anodontia ovum (Ball et al., 2009), Myrtea flabelliformis

(Brissac et al., 2011), et Phacoides pectinatus (Fenkiel et al., 1996). D’autre part, les cellules

intercalaires de Divaricella quadrisulcata, présentent au niveau de leur pôle apical de longs

cils qui semblent avoir un rôle sensoriel (Gros et al., 2000). La présence des cellules à grains

n’est pas systématique. Ce type cellulaire n’a été observé que chez quelques Lucinidae des

genres Codakia (Frenkiel & Moueza, 1995), Ctena (Meyer et al., 2008), Divaricella (Gros et

al., 2000), Indoaustriella (Glover et al., 2008), Lucinisca (Taylor & Glover, 2006) et Myrtea

(Brissac et al., 2011). Enfin, l’abondance des mucocytes varie en fonction des espèces. Ils

peuvent être absents de la zone latérale comme chez Lucinoma aequizonata (Distel &

Felbeck, 1987 ; Duplessis et al., 2004), voire même de tout le filament branchial comme chez

Myrtea spinifera (Dando et al., 1985 ; Brissac et al ., 2011).

Une étude récente menée sur Codakia orbicularis a montré que les individus maintenus

pendant quatre mois au laboratoire en l’absence de nourriture et de sulfure, présentaient une

diminution progressive des bactéries intracellulaires détectables par hybridation in situ (Caro

et al., 2009). Cette diminution s’accompagne de modifications dans l’organisation des

filaments branchiaux. Après quatre mois de jeûne, les bactériocytes, qui constituaient les

cellules majoritaires des filaments, sont relégués au second rang, laissant la place aux cellules

à grains qui deviennent l’espèce cellulaire majoritaire de la zone latérale du filament

branchial. Les bactéries sont toutefois encore détectables dans les bactériocytes.

Des études portant sur d’autres bivalves ont également montré une diminution des symbiotes

chez les animaux privés de soufre. C’est le cas des Vesicomyidae Calyptogena kilmeri et

C. pacifica (Goffredi et al., 2004),des Thyasiridae côtiers Thyasira flexuosa (Dufour &

Felbeck, 2006), des Bathymodiolidae des sources hydrothermales, Bathymodiolus azoricus

( d r et al., 2005).


31

4. Objectifs de la thèse

4.1. Objectif 1 : Mise en évidence de la plasticité tissulaire du

filament branchial des Lucinidae et compréhension des

mécanismes sous-jacents

Le filament branchial des Lucinidae est constitué de plusieurs types cellulaires (bactériocytes,

cellules à grains, cellules ciliées eulatérales, cellules ciliées frontales, cellules intercalaires,

mucocytes…) caractérisés par leur position, leur taille, leur forme, et / ou leur activité (accueil

des symbiotes, sécrétion…). Bien que très organisé, ce système n’est pas figé. Comme cela a

été montré chez les juvéniles en développement (Gros et al., 1997) puis chez l’adulte (Caro et

al., 2009), l’organisation des cellules peut être modifiée en fonction du stade de

développement ou du milieu de vie du bivalve. Cette extraordinaire capacité de réorganisation

cellulaire de la zone latérale du filament branchial, que nous appellerons plasticité en

référence à ce qui est observé dans le système nerveux, permet le développement du tissu et

son adaptation aux conditions environnementales. Toutefois, les mécanismes qui sous-tendent

la plasticité tissulaire restent flous.

Le même phénomène décrit chez Codakia orbicularis (Caro et al., 2009) peut-il se produire

chez d’autres espèces de Lucinidae ? Une partie de la réponse est apportée par Brissac et al.

(2009) qui observent une diminution du nombre de bactéries détectables par hybridation in

situ après un mois de jeûne chez une espèce du même genre, Codakia orbiculata. Mais ce

phénomène se poursuit-il chez cette espèce si le jeûne est prolongé comme c’est le cas chez

Codakia orbicularis ? Est-il possible de le poursuivre jusqu’à épuisement du stock de

symbiotes, c'est-à-dire jusqu’à rendre les individus aposymbiotiques ? En d’autres termes,

peut-il y avoir une décolonisation poussée des filaments branchiaux ? Plus intéressant encore,

que se passe-t-il si des individus sans symbiotes apparents sont replacés dans leur milieu

naturel, au contact des sulfures et des bactéries compétentes libres dans le sédiment ? Ce

modèle s’applique-t-il à d’autres genres de cette famille ?

Les changements observés résultent-ils de la modification phénotypique des cellules du

filament branchial ou de variations du nombre des cellules? Par exemple, la diminution des


32

bactériocytes observables va-t-elle de pair avec une diminution de leur volume ou, est-elle

liée à leur disparition ?

Pour savoir si ces modifications sont liées à une variation du nombre des cellules en fonction

de l’environnement nous tenterons de :

1) mettre en évidence la mort cellulaire programmée par la technique TUNEL

(Terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick end labeling) qui permet de repérer l’ADN

fragmenté, ainsi que par détection immunohistochimique de la caspase 3, marqueur de

l’apoptose.

2) mettre en évidence la prolifération cellulaire par détection immunohistochimique de

la phospho-histone 3, marqueur de la mitose, et du BrdU (5-bromo-2-désoxyuridine),

marqueur exogène de la prolifération cellulaire.

Pour ce faire, nous provoquerons la décolonisation des filaments branchiaux en maintenant

les bivalves au laboratoire en les privant de soufre réduit et de nourriture. Une fois les

bactéries indétectables, nous tenterons de provoquer la recolonisation des filaments par les

bactéries en les réintroduisant dans leur milieu naturel.

Les individus issus des protocoles de décolonisation et recolonisation serviront de base aux

expériences permettant la mise en évidence de la plasticité tissulaire du filament branchial des

Lucinidae et la compréhension des mécanismes qui y sont liés.

Cette démarche expérimentale a été réalisée sur le modèle symbiotique Codakia orbiculata

qui présente l’avantage d’être plus facile à collecter et à garder en laboratoire que Codakia

orbicularis. Nous avons également réalisée ces expérimentations chez un autre Lucinidae,

Lucina pensylvanica, présentant une organisation tissulaire différente, afin de comparer la

plasticité tissulaire chez deux modèles différents. Codakia orbiculata (Montagu, 1808) est

une espèce dont l’aire de répartition s’étend de la Caroline du Nord au sud de la Floride, en

passant par les Bermudes. Elle se rencontre également des Antilles au Brésil (Abbott, 1974).

En Guadeloupe, cette espèce est inféodée aux herbiers de Magnolophytes marines. Lucina

pensylvanica (Linné, 1758) est présente de la Caroline du Nord au sud de la Floride ainsi que

dans les Antilles (Abbott, 1974). Bien que présente en Martinique, cette espèce n’est pas

rencontrée en Guadeloupe. Elle se rencontre à proximité des herbiers de Magnolophytes

marines. Peu d’études se sont interessées aux sédiments de ces herbiers, cependant les travaux

de thèse de Maurin (2009), font mention de concentrations en H2S allant de 10 μM à 30 μM.


33

4.2. Objectif 2 : Etude de l’acquisition des symbiotes

En travaillant à partir d’individus décolonisés, chez lesquels les bactéries symbiotiques sont

indétectables par hybridation in situ, remis dans leur milieu naturel, nous nous intéresserons

au mode d’acquisition des symbiotes, afin d’apporter des éléments permettant d’étayer

l’hypothèse d’une acquisition environnementale des symbiotes chez C. orbiculata. Des

analyses immunohistochimiques nous permettront de mettre en évidence l’actine, protéine

impliquée dans l’endocytose de bactéries.

Parallèlement à cela, nous tenterons de savoir si les bactéries, acquises de l’environnement,

sont capables de se multiplier massivement à l’intérieur des bactériocytes, de rares figures de

divisions ayant déjà été observées dans ce type cellulaire chez Codakia orbicularis (Frenkiel

& Moueza, 1995).

4.3. Objectif 3 : Mise en évidence de la plasticité des symbiotes

bactériens

L’étude des symbiotes bactériens de Codakia orbicularis a montré l’existence de sept sous-

populations différenciables par leur taille et leur contenu génomique (Caro et al., 2007). Le

jeûne entraîne une diminution de la taille des symbiotes et une variation de leur contenu

génomique (Caro et al., 2009). Le même phénomène existe-t-il chez un Lucinidae du même

genre et chez d’autres genres de Lucinidae ? Pour y répondre nous effectuerons des analyses

de cytométrie en flux chez un Lucinidae du même genre, qui occupe le même habitat et qui

semble présenter un schéma de décolonisation similaire (Codakia orbiculata). Nous

effectuerons également ces analyses chez un Lucinidae du genre Lucina vivant dans un

habitat un peu différent, en proximité d’herbier (Lucina pensylvanica).

Les analyses réalisées chez Codakia orbicularis ont également montré une relation entre la

taille des symbiotes et leur contenu en soufre, sans toutefois étudier les conséquences du

jeûne sur ce paramètre. Nous tenterons donc de compléter ces résultats en caractérisant le

contenu en soufre élémentaire de la branchie durant la décolonisation des filaments

branchiaux par la spectrométrie de fluorescence X.


34

Que se passe-t-il au niveau des symbiotes quand ils intègrent la branchie ? Pour le savoir, les

mêmes analyses seront menées sur des individus recolonisés.

Ainsi, cette approche expérimentale nous permettra de mieux comprendre des processus qui

interviennent tout au long de la vie des individus mais qui, trop subtiles pour être détectables

chez un individu directement prélevé de son environnement, sont amplifiés et révélés par les

expériences de décolonisation et de recolonisation du filament branchial, menées au

laboratoire.

5. Organisation du manuscrit

L’organisation du manuscrit suit les trois objectifs que nous venons de définir. Dans le

chapitre 2, intitulé « Etude de la plasticité tissulaire et cellulaire chez l’hôte », nous traiterons

de la mise en évidence de la plasticité du filament branchial des Lucinidae et des mécanismes

qui y sont liés. Dans le chapitre 3, intitulé « Etude du mode d’acquisition des symbiotes et de

leur plasticité », nous nous intéresserons à l’acquisition des symbiotes ainsi qu’aux

modifications intrinsèques des bactéries associées aux changements des conditions

environnementales. Enfin, le chapitre 4 sera consacré au développement de la conclusion et

des principales perspectives que nous avons identifiées.

Chapitre 2 : ETUDE DE LA

Plasticite tissulaire et

cellulaire chez l’hOte

Chapitre 2 : Etude de la plasticité tissulaire et cellulaire chez l’hôte

37

1. Matériel et méthodes

1.1. Matériel biologique

Notre étude a été réalisée sur les modèles biologiques Codakia orbiculata (Montagu, 1808)

(Fig. 7A) et Lucina pensylvanica (Linné, 1758) (Fig. 7B).

Figure 7 : Coquilles de bivalves.

A : Valve gauche de Codakia orbiculata ; B : Valve gauche de Lucina pensylvanica. C : schéma d’une coquille

de bivalve (Illustration : Ivy Livingtone) ; Vg : valve gauche ; Vd : valve droite.

Chez C. orbiculata, les deux valves orbiculaires sont ornées de côtes radiales prononcées que

croisent des stries de croissance. Elles sont légèrement bombées et revêtent une couleur

blanche à jaunâtre à l’extérieur et jaunâtre à l’intérieur. La coquille présente une lunule en

forme de cœur. Cette espèce peut atteindre 20 à 25 mm de longueur antéro-postérieure. Elle se

retrouve communément enfouie dans les premiers centimètres du sédiment (Allen, 1958 ;

Taylor et al., 2006) des herbiers de Guadeloupe et de Martinique. Son aire de répartition

s’étend de la Caroline du Nord au Brésil en passant par les Antilles.


38

Chez L. pensylvanica (communément appelé soudon en Martinique), les deux valves sont très

bombées, blanches à l’extérieur comme à l’intérieur. Elles sont ornées de stries de croissance

marquées. La coquille présente une lunule en forme de cœur, surélevée en son centre. Cette

espèce se caractérise par un sillon prononcé qui va de l’umbo jusqu’au bord ventral dans la

région postérieure. Elle mesure généralement entre 25 et 50 mm de longueur antéro-

postérieure. On la retrouve dans le sédiment sableux, à proximité des herbiers. Son aire de

répartition est identique à celle de C. orbiculata, toutefois elle semble inexistante en

Guadeloupe.

Ces deux espèces sont associées aux sédiments sablo-vaseux faiblement réduits des herbiers à

Thalassia testudinum. Elles hébergent, au sein de leurs branchies, des bactéries

endosymbiotiques sulfo-oxydantes de la subdivision gamma des Protéobactéries (Durand &

Gros, 1996a; Durand et al., 1996).

1.2. Collecte des échantillons

Figure 8 : Carte de localisation des sites de prélèvement.

1 : site de prélèvement de Codakia orbiculata. 2 : site de prélèvement de Lucina pensylvanica.


39

Les individus de l’espèce C. orbiculata ont été collectés dans l’herbier à Thalassia testudinum

de l’îlet Cochon, situé au niveau du Petit Cul de Sac Marin, en Guadeloupe (Fig. 8). Les

échantillonnages ont été éffectués sur une période de 2 ans ont permis la constitution de 15

lots de 60 à 70 individus (Tableau 1).

Tableau 1 : Récapitulatif des dates d'échantillonnage pour Codakia orbiculata.

Lot Date d’échantillonnage

1 15/09/08

2 15/10/08

3 15/11/08

4 15/12/08

5 01/02/09

6 01/04/09

7 01/07/09

8 01/09/09

9 01/11/09

10 01/12/09

11 15/02/10

12 01/04/10

13 01/05/10

14 01/08/10

15 01/10/10

Les individus de l’espèce L. pensylvanica, ont été collectés à proximité des herbiers à

T. testudinum de la presqu’île du François, en Martinique (Fig. 8). Les échantillons ont été

prélevés à deux reprises en 2009 (Tableau 2).

Tableau 2 : Récapitulatif des dates d'échantillonnage pour Lucina pensylvanica.

Lot Date d’échantillonnage

1 01/05/09

2 15/11/09

1.3. Conditions expérimentales

Les individus C. orbiculata et L. pensylvanica prélevés sur le terrain sont, soit immédiatement

sacrifiés (T0), soit placés en condition de jeûne.

Le protocole expérimental relatif à C. orbiculata est schématisé par la figure suivante

(Fig. 9). :


40

Figure 9 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Codakia orbiculata

dans l’étude de la plasticité tissulaire et cellulaire de l’hôte.

Les flèches vertes correspondent aux périodes de vie dans l’herbier, les flèches bleues correspondent aux

périodes de jeûne en laboratoire. Le temps de jeûne est indiqué en mois (e.g. T6=6 mois de jeûne) et le retour

dans l’herbier en mois de jeûne + jours dans l’herbier (e.g. T5+4j=5 mois de jeûne remis 4 jours dans l’herbier).


41

Le protocole expérimental relatif à L. pensylvanica est schématisé par la figure suivante (Fig. 10). :

Figure 10 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Lucina pensylvanica dans

l’étude de la plasticité tissulaire et cellulaire de l’hôte.


périodes de jeûne en laboratoire. Le temps de jeûne est indiqué en mois (e.g. T6=6 mois de jeûne).

1.3.1. Conditions de jeûne

Les individus placés en condition de jeûne sont maintenus dans des bacs d’eau de mer filtrée à

0,22 µm à 26°C. La filtration de l’eau de mer évite la contamination bactérienne et diminue la

nutrition à partir de particules organiques, qui pourraient être présentes dans l’eau non filtrée,

mais n’élimine pas les acides aminés et les particules organiques inférieures à 0,22 µm,

dissoutes dans l’eau.


42

Les bacs sont équipés de bulleurs qui permettent l’oxygénation de l’eau en continu. Toutes les

semaines, l’eau est changée, les bacs sont lavés, et les coquilles des bivalves sont brossées

afin d’éviter le développement d’algues unicellulaires qui pourraient constituer une source de

nourriture. Dans ces conditions expérimentales, une période maximale de 15 mois de jeûne a

été imposée.

1.3.2. Conditions de réinfection

Après une période de jeûne de 5 mois (T5), certains individus de l’espèce C. orbiculata sont

utilisés pour des expériences de réinfection. Ils sont prélevés de façon aléatoire dans les bacs

de jeûne, séchés, puis peints afin d’éviter toute confusion avec les C. orbiculata naturellement

présentes dans le sédiment. Ils sont ensuite remis dans leur biotope pour des durées allant de 1

à 30 jours (T5+1j à T5+30j). Les individus colorés sont placés dans un enclos formé de grillage,

dans l’herbier. Pour repérer rapidement chaque individu, leur site de réimplantation est

marqué à l’aide d’une petite pique en bois. Afin de suivre l’évolution de la structure du

filament branchial et des symbiotes, plusieurs délais de réinfection ont été analysés : 1 jour

(T5+1j,), 2 jours (T5+2j,), 4 jours (T5+4j,), 8 jours (T5+8j,), 15 jours (T5+15j,) et 30 jours (T5+30j,). A

chaque délai de réinfection, quatre individus sont collectés au hasard : trois d’entre eux

serviront aux expériences de plasticité tissulaire après incubation en BrdU, le dernier servira

aux expériences de plasticité tissulaire sans incubation en BrdU (témoin négatif).

1.4. Incubation en BrdU

Le 5-bromo-2-désoxyuridine (BrdU) est un nucléoside synthétique, analogue à la thymidine à

laquelle il se substitue durant la réplication de l’ADN (Fig. 11) (Gratzner, 1982). L’uridine

n’est pas une base retrouvée au sein de l’ADN. Lorsque le noyau se trouve enrichi en cette

base par un apport exogène excessif, elle entre en compétition avec la thymidine, et est

facilement incorporée en lieu et place de cette dernière. La présence de cette base particulière

au sein des brins d’ADN néo-formés, permet leur détection par des techniques

d’immunohistochimie. L’uridine sera retrouvée au sein des cellules filles issues de la division

cellulaire ce qui fait d’elle un bon marqueur de la division cellulaire.


43

Figure 11 : Représentation schématique de l'incorporation du BrdU dans une cellule en phase S, cas d'un

bactériocyte.

La détection immunohistochimique sur coupes du BrdU ayant permis de caractériser les

cellules des moules Mytilus galloprovincialis (Martinez Exposito et al., 1994; Gómez-

Mendikute et al., 2005; Zaldibar et al., 2008), et l’incorporation du BrdU ayant été démontrée

chez les moules du genre Brachidontes (Torreiro et al., 1999), nous avons utilisé des moules

entières du genre Brachidontes, facilement accessibles, comme témoin eucaryote. Elles ont

incubé dans 50 ml d’une solution de BrdU (Sigma®) réalisée en eau de mer, à une

concentration de 200 µg/ml, pendant 2 heures et 6 heures à température ambiante. Un témoin

négatif a été obtenu en incubant l’individu dans 50 ml d’eau de mer filtrée à 0,22 µm. Les

individus sont fixés en paraformaldéhyde (2%) pendant 3 heures à 4°C et inclus, soit pour

l’immunohistochimie sur coupes classiques, soit pour l’immunohistochimie sur coupes à

froid. Pour la réalisation de coupes à froid, les échantillons sont placés dans des bains de

sucrose de concentrations croissantes (10 %, 20 %, 30 %) réalisés en tampon phosphate 0,1 M

à 4°C pendant 24 heures chacun. La congélation se fait en isopentane à -80°C pendant

1 heure. Les coupes sont réalisées au cryomicrotome.

Suite à l’obtention de témoins positifs, à partir de Brachidontes, deux temps d’incubation du

BrdU ont été testés chez C. orbiculata : 2 et 6 heures. Les deux délais d’incubation ayant

conduit à des résultats similaires, les individus issus du protocole de réinfection, ont incubé

dans une solution de BrdU (Sigma®) comme indiqué pour les témoins positifs pendant

2 heures. Des témoins négatifs sont réalisés par incubation en eau de mer filtrée à 0,22µm.


44

1.5. Préparation des échantillons

1.5.1. Fixation et déshydratation

La fixation des échantillons doit être rapide. Elle permet entre autres, de préserver les tissus et

les structures subcellulaires, en les protégeant de l’autolyse et des attaques bactériennes. Dans

le cadre de la microscopie optique, elle se fait par le biais de fixateurs chimiques choisis en

fonction du type d’observation envisagée, du degré souhaité de préservation des structures et

des molécules à préserver. La fixation chimique permet la création de ponts entre les protéines

qui deviennent alors insolubles dans l’eau et dans les solvants organiques. Ceci préserve

également la structure de l’échantillon, par arrêt de l’activité enzymatique. Pour cette étude,

nous avons choisi d’utiliser un agent fixateur de type aldéhyde : le paraformaldéhyde (PFA).

Comme tous les aldéhydes, il permet une bonne fixation des protéines et des acides

nucléiques mais, contrairement au glutaraldéhyde, c’est un monoaldéhyde qui ne crée pas de

modification dans la conformation spatiale des protéines, ce qui en fait un bon fixateur pour

l’immunohistochimie. Il a également l’avantage de pénétrer rapidement les échantillons (10

mm par heure).

La déshydratation, qui s’ensuit, a également une action de fixation mais elle permet surtout

l’imprégnation des tissus dans des milieux d’inclusion non miscibles à l’eau. Les molécules

non fixées, comme les lipides et le soufre élémentaire, sont éliminées lors de cette étape.

Les branchies sont fixées dans une solution de PFA diluée à 2 % dans de l’eau de mer filtrée à

0,22 µm pendant 3 heures à 4°C, pour les techniques de CARD-FISH (Fluorescence In Situ

Hybridization and CAtalyzed Reporter Deposition), d’histologie et d’immunohistochimie.

Les échantillons sont ensuite rincés dans trois bains d’eau de mer filtrée à 0,22 µm de 10

minutes chacun, puis déshydratés dans des bains successifs d’éthanol de concentrations

croissantes (30°, 50°, 70° et 95°) de 5 minutes chacun, et pour finir, dans 2 bains de 10

minutes d’éthanol absolu (100°). Les échantillons sont conservés dans l’éthanol absolu

jusqu’à inclusion.

1.5.2. Inclusions et coupes

Trois milieux d’imprégnation et d’inclusion différents ont été utilisés : la paraffine, la résine

de polyester (résine de Steedman) et la résine LR White (Tableau 3).


45

Tableau 3 : Récapitulatif des milieux d’inclusion utilisés.

Milieu d’inclusion Technique d’analyse

Paraffine Coloration histologique

Steedman Coloration histologique

Hybridation in situ

Immunohistochimie

LR White Coloration au bleu de toluidine

Inclusions en paraffine et coupes

Les branchies fixées et déshydratées ne peuvent pas être directement incluses car la paraffine

n’est pas miscible à l’alcool. Elles sont donc immergées dans trois bains de toluène de 10

minutes chacun. Le toluène est un liquide intermédiaire à la fois miscible à l’alcool et à la

paraffine qui permet de remplacer l’alcool dans les tissus. L’imprégnation est ensuite réalisée

en effectuant trois bains de paraffine liquide de 30 minutes chacun, à 60°C, afin d’éliminer

totalement le toluène. Cette étape se fait dans une étuve sous vide, ce qui permet une

meilleure pénétration de la paraffine. L’inclusion des échantillons est effectuée en coulant de

la paraffine liquide entre deux barres de Leukart qui servent de moule d’inclusion. Les

branchies sont rapidement placées dans ces moules. Une fois les blocs refroidis et la paraffine

polymérisée, ils sont démoulés.

Des coupes fines de 5 µm d’épaisseur sont réalisées avec un microtome Leitz® 1516.

Inclusions en résine de polyester (résine de Steedman) et coupes

L’utilisation de la paraffine n’ayant pas donné de résultats pour l’immuno-détection du BrdU,

nous avons choisi de travailler avec une résine de polyester, car elle polymérise à température

ambiante et risque moins de dénaturer le BrdU.

Les branchies fixées et déshydratées sont immergées dans des bains de résine de polyester de

concentrations croissantes :

-Un premier bain contenant 50% de résine et 50 % d’éthanol absolu, durant 2 heures.

-Un deuxième bain de résine pure, durant 2 heures.

-Un troisième bain de résine pure, durant toute une nuit.


46

Toutes ces étapes se déroulent à 37°C, point de fusion de la résine de polyester. La

polymérisation de la résine se fait à température ambiante.

Les coupes sériées sont réalisées au microtome comme décrit pour la paraffine au paragraphe

précédent.

Inclusions en résine LR White et coupes

La résine LR White présente l’avantage d’être plus dure et résistante à la coupe. Elle permet

ainsi de réaliser des coupes plus fines à partir desquelles la structure fine des branchies peut

être visualisée.

Les branchies fixées et déshydratées sont immergées sous vide, et à température ambiante,

dans deux bains de résine LR White de 2 heures chacun, puis dans un troisième bain durant

12 heures. L’inclusion s’effectue en coulant de la résine liquide dans les puits d’un moule que

l’on dépose dans une boîte à gants, saturée en argon (02=0,4 ppm ; H20=5,3 ppm), ou dans

une enceinte hermétique contenant un générateur d’atmosphère anaérobie (bioMérieux®

GENbox anaer) à 48°C, pendant 48 heures, afin de permettre la polymérisation de la résine.

Des coupes semi-fines de 1 µm d’épaisseur sont réalisées à l’aide de l’ultra-microtome

Ultracut E (Reichert®). L’étalement et le collage des coupes se font à l’eau sur lames

sylanisées.

1.6. Techniques de détection de la prolifération cellulaire

La mise en évidence de la prolifération cellulaire a été faite par détection

immunohistochimique du BrdU (Gratzner, 1982) dont l’incorporation a déjà été démontrée

chez de nombreux mollusques appartenant notamment à la classe des Bivalves (Martinez

Exposito et al., 1994; Torreiro et al., 1999; Gómez-Mendikute et al., 2005; Fang et al., 2008;

Zaldibar et al., 2008). Le BrdU étant un marqueur exogène de la prolifération cellulaire, nous

avons complété la détection des nucléotides uraciles, intégrés à l’ADN par

l’immunolocalisation d’un marqueur endogène de la mitose : la phospho-histone H3 (PH3)

(Hendzel et al., 1997). La détection immunohistochimique de la PH3 a déjà été réalisée chez

plusieurs invertébrés (Ladurner et al., 2000; Newmark & Sánchez Alvarado, 2000;

Gschwentner et al., 2001; Pflugfelder et al., 2009).


47

1.6.1. Principe de l’immunohistochimie sur coupe

L’immunohistochimie est une technique qui permet la détection, à l’intérieur d’un tissu ou

d’une cellule, d’un antigène donné (Fig. 12). L’antigène possède plusieurs épitopes qui sont

des sites de liaison aux anticorps. Après une étape de perméabilisation membranaire facilitant

le passage des anticorps, les préparations histologiques incubent en présence d’anticorps.

Dans le cas de l’immunohistochimie directe, l’anticorps porte le fluorochrome (marqueur

fluorescent). Dans le cas de l’immunohistochimie indirecte, le fluorochrome est porté par

l’anticorps secondaire. C’est une technique qui permet d’avoir un meilleur rapport qualité

signal détecté / bruit de fond.


48

Figure 12 : Représentation schématique du principe de l'immunohistochimie indirecte sur coupe.

Cette technique nécessite l’utilisation de deux anticorps. Le premier appelé anticorps primaire polyclonal ou monoclonal

(Ac1) issu d’une espèce animale, se fixe de façon spécifique à l’antigène recherché (ici Ag1). L’anticorps primaire est ensuite

révélé par un anticorps secondaire anti-espèce(Ac2) associé à un traceur (ici il s’agit d’un traceur fluorescent). Les rinçages

successifs permettent l’élimination des anticorps et des complexes fluorescents en excès.

Le tableau ci-dessous résume les caractéristiques des différents anticorps utilisés au cours de

ce travail pour la détection de la prolifération cellulaire (Tableau 4).


49

Tableau 4 : Tableau récapitulatif des anticorps utilisés pour la détection de la prolifération cellulaire par

immunohistochimie.

P=polyclonal; M=monoclonal

anticorps

primaire

type dilution anticorps

secondaire

type dilution Couleur du

signal

anti-BrdU

(Molecular Probes®)

M 1/20 _ _ Vert

anti-phospho-histone

H3

(Millipore®)

P 1/200 anti-lapin

(Stressgen®)

P 1/200 Vert

1.6.2. Protocole d’immunolocalisation de la phospho-histone

H3.

Les coupes sont déparaffinées et réhydratées. Elles pré-incubent ensuite pendant 2 heures, à

température ambiante, dans une solution-tampon de PBS (Phosphate-Buffered Saline) à 0,1 M

contenant 2 % de BSA ou Bovine Serum Albumin (blocage des sites de liaisons non

spécifiques), et 0,3 % de Triton X-100 (perméabilisation des membranes afin de faciliter la

pénétration des anticorps). Vient ensuite une étape d’incubation en présence de l’anticorps

primaire, pendant au moins 2 heures, à température ambiante. Puis, l’excès d’anticorps

primaire est rincé dans deux bains successifs de 10 minutes de PBS à 0,1 M. Les coupes

incubent ensuite en présence de l’anticorps secondaire pendant 1 heure, à température

ambiante. L’élimination de l’excédent en anticorps secondaire se fait par rinçages successifs

de 10 minutes chacun dans du PBS 0,1 M. Le signal de l’enzyme Horseradish peroxydase

(HRP), couplé à l’anticorps secondaire, est amplifié à l’aide de la tyramide, couplée à un

fluorochrome Fluorescein Isothiocyanate (FITC, em=494 nm), (1 ml tampon d’amplification

contenant 10 l d’eau oxygénée et 2 l de tyramide-fluorochrome), pendant 15 minutes, à

37°C, et à l’obscurité. La tyramide est un composé phénolique, substrat de la HRP, qui réagit

rapidement en présence d’espèces réactives de l’oxygène, dérivées de l’eau oxygénée, au

niveau du site de liaison de l’anticorps conjugué à la péroxydase. Les coupes sont enfin


50

rincées dans du PBS 0,1 M pendant 10 minutes, dans de l’eau distillée pendant 1 minute puis

à l’éthanol à 95% pendant 1 minute.

1.6.3. Protocole d’immunolocalisation du BrdU dans les

cellules eucaryotes

Les coupes issues des expériences d’incubation en BrdU sont déparaffinées et réhydratées.

Pour ce protocole, l’étape de pré-incubation en PBS dure 5 heures. Elle est suivie d’un bain de

Tris-Proteinase K à 0,5 µg/ml de 5 minutes à 37°C. Les coupes sont rincées en HCl 0,1 N sur

glace pendant 10 minutes avant d’incuber en HCl 2 N pendant 1 heure. Après rinçage les

coupes ont incubé en présence de l’anticorps primaire, pendant 2 heures, à température

ambiante. Les coupes sont ensuite rincées dans du PBS 0,1 M pendant 10 min, dans de l’eau

distillée pendant 1 minute puis à l’éthanol à 95% pendant 1 minute avant d’être montées entre

lames et lamelles.

1.7. Techniques de détection de l’apoptose : mort cellulaire

La mise en évidence de la mort cellulaire a été effectuée par localisation de l’ADN fragmenté

par la méthode TUNEL (Gavrieli et al., 1992) complétée par la détection

immunohistochimique de la caspase 3, enzyme clé de l’apoptose.

1.7.1. Protocole de localisation de l’ADN fragmenté

(TUNEL)

Il s’agit de la méthode la plus couramment utilisée pour mettre en évidence l’apoptose. Elle a

été décrite par Gravieli et al. en 1992.

Au cours de l’apoptose, il y a fragmentation de l’ADN, ce qui produit des segments avec à la

fois, une extrémité 5’-P libre et une extrémité 3’-OH libre. De nouveaux nucléotides peuvent

se fixer aux extrémités 3’OH, c’est pourquoi il est possible de les repérer en y fixant des

désoxyuridine triphosphate (dUTP) marqués. La fixation de ces nucléotides marqués se fait

via la deoxynucleotidyl Transferase (TdT). Ainsi, les cellules en apoptose, qui contiennent de

nombreuses extrémités 3’OH, pourront être détectées.


51

Pour mettre en évidence l’ADN fragmenté, nous avons utilisé le « In Situ Cell Death

Detection Kit, POD » (Roche®). Après déparaffinage et réhydratation, les coupes incubent

dans la Protéinase-K (20 µg/ml en Tris-HCl 20 mM) 20 minutes à 37 °C. Puis elles sont

rincées trois fois 10 minutes en PBS 0,1 M. Les coupes incubent ensuite dans 50 µl du

mélange TUNEL, contenant l’enzyme TdT et les nucléotides dUTP en tampon. Cette étape

dure 1 heure et se fait en chambre humide à 37 °C. Les témoins positifs sont obtenus en

incubant les coupes en DNase I recombinant, grade I (3000 U/ml– 3 U/ml from Roche®

dans

50 mM Tris-HCl, pH 7.5, 10 mM MgCl2, 1 mg/ml BSA) pendant 10 minutes entre 15 et 25

°C. Cette étape induit la fragmentation de l’ADN indispensable au marquage. Les témoins

négatifs sont obtenus en incubant les coupes dans une solution contenant les nucléotides

dUTP et ne contenant pas l’enzyme TdT.

1.8. Protocole d’immunolocalisation de la caspase 3

Le tableau ci-dessous résume les caractéristiques de l’anticorps utilisé au cours de ce travail

pour la détection de l’apoptose (Tableau 5).

Tableau 5 : Tableau récapitulatif des caractéristiques de l'anticorps utilisé pour la détection de l'apoptose

par immunohistochimie.

M=monoclonal

anticorps

primaire

type dilution anticorps secondaire type dilution Couleur du signal

anti-caspase 3

(R&D systems®)

P 1/1000 anti-lapin (Stressgen®) P 1/200 Jaune

Les coupes, déparaffinées et réhydratées, subissent le même protocole que celui décrit pour

l’immunolocalisation de la phospho-histone 3 avec les anticorps présentés dans le tableau 5.

Le foie de rat (Rattus norvegicus) a été sélectionné comme témoin positif car présentant un

taux satisfaisant de cellules positives à la caspase 3.


52

1.9. Techniques de détection des symbiotes

1.9.1. Hybridation in situ

Les techniques d’hybridation moléculaire in situ permettent la détection au sein d’une cellule

d’une séquence d’acide nucléique donnée grâce à l’utilisation d’une sonde spécifique. Ces

sondes sont dites oligonucléotidiques, quand elles ont une taille proche de 20 nucléotides, et

polynucléotidiques, quand elles font plus de 50 nucléotides.

Ces techniques reposent sur la capacité qu’ont les acides nucléiques monobrins à s’associer de

façon spécifique et réversible à leurs répliques complémentaires, par l’intermédiaire de

liaisons hydrogènes (liaisons faibles). Les hybrides formés peuvent être de type ARN/ARN,

ARN/ADN ou ADN/ADN.

Principe du CARD-FISH

L’hybridation moléculaire in situ (Fig.13) utilise des sondes marquées par un fluorochrome,

afin de repérer des éléments cellulaires cibles, tels les ribosomes. Dans ce cas, on utilise une

sonde oligonucléotidique capable de s’hybrider à l’ARNr. En écologie microbienne, il s’agit

généralement de sondes spécifiques de l’ARNr 16S des procaryotes.

Après réhydratation des coupes, les membranes sont perméabilisées grâce à la protéinase K

pour permettre le passage de la sonde. L’hybridation doit se faire dans des conditions de

stringence optimales, c'est-à-dire en respectant les conditions de température, de pH et de

concentration en sels des tampons qui permettent l’appariement des séquences nucléiques. La

stringence est proportionnelle à la température et inversement proportionnelle à la

concentration en cations monovalents (Na+ par exemple). Ainsi, plus la stringence sera élevée,

plus l’hybridation sera difficile, mais plus elle sera spécifique. Pour respecter ces conditions,

la température doit être inférieure de 5 à 10°C à la température de fusion Tm (température à

laquelle 50% des fragments sont sous forme monobrin).

L’utilisation de formamide permet d’abaisser la température d’hybridation par affaiblissement

des liaisons hydrogènes. Pour chaque pourcent de formamide ajouté, la température est

abaissée de 0,65°C pour l’ADN et de 0,72°C pour l’ARN.


53

Figure 13 : Représentation schématique du principe de la technique CARD-FISH appliquée à la

bactériologie.

Les symbiotes bactériens possèdent des ribosomes représentés schématiquement ici en rouge (1). La séquence

3’-CGU CGG UGG GCU TCC TCU-5’ de l’ARNr 16S de ces procaryotes va être la cible d’une sonde

oligonucléotidique d’ADN de séquence 5’-GCT GCC TCC CGT AGG AGT-3’. Cette sonde est couplée à

l’enzyme Horseradish peroxydase (HRP) (2). En présence de péroxyde d’hydrogène, la péroxydase catalyse le

dépôt de plusieurs molécules de tyramide couplées au fluorochrome FITC permettant ainsi l’amplification du

signal (3).

Le signal fournit lors de la révélation peut être faible chez les cellules contenant peu de

ribosomes. Pour pallier cela, on applique un protocole CARD-FISH, dans lequel les sondes

sont couplées à une HRP que l’on fait reconnaître par son substrat : la tyramide. Pour détecter

le signal, on couple un fluorochrome (ici le FITC) à la tyramide.

La sonde utilisée pour ce travail est la EUB 338 III de séquence :

5’-GCTGCCTCCCGTAGGAGT-3’ (Amann et al., 2001). C’est une sonde spécifique de

l’ARNr 16S des bactéries.

Protocole

Les échantillons ont été traités selon le protocole de Pernthaler et al. (2002). Après

déparaffinage et réhydratation, les membranes sont perméabilisées en effectuant un bain de

HCl 0,2 M de 12 minutes, un bain de Tris-HCl 20 mM de 10 minutes, un bain de Tris-


54

Protéinase K à 0,5 µg/ml en Tris-HCl 20 mM, pendant 5 minutes à 37°C puis un bain de Tris-

HCl 20 mM de 10 minutes.

Les lames sont ensuite rincées à l’eau distillée, et séchées à l’air libre. L’inhibition des

péroxydases endogènes se fait par incubation des coupes en HCl 0,01 M pendant 10 minutes.

Les lames sont ensuite rincées en PBS 0,1 M, puis à l’eau distillée et enfin séchées à l’air

libre. La digestion enzymatique des membranes bactériennes se poursuit par incubation des

coupes dans une solution de lysozyme à 10 mg/ml de TE, pendant 1 heure. Elle est suivie par

l’hybridation des amorces à 50 ng/µl à 46°C pendant 2 à 3 heures. A la fin de l’hybridation,

les lames sont rincées dans un tampon de lavage 10 minutes à 48°C puis au PBS 0,1 M,

pendant 15 minutes. L’amplification du signal de la HRP se fait par incubation des lames dans

une solution de tampon d’amplification contenant de l’eau oxygénée H202 et de la tyramide-

FITC, pendant 15 minutes, à l’obscurité. Une fois sèches, les coupes sont montées entre lames

et lamelles dans un milieu de montage pour les observations au microscope à fluorescence.

1.9.2. Marquage de l’ADN au DAPI

Une autre approche a consisté à utiliser des marqueurs d’ADN et d’ARN pour révéler les

symbiotes.

Le DAPI ou 4',6'-diamidino-2-phénylindole, est un marqueur fluorescent des acides

nucléiques, capable de se lier fortement aux nucléotides dG-dC de l’ADN et rA-rU de l’ARN

par intercalation. Il peut également se lier, sans s’intercaler, à des séquences du petit sillon de

l’ADN, riches en A-T (3-4 pb consécutives) pour former des complexes de plus forte

fluorescence (Kapuscinski, 1995). Une fois complexé aux acides nucléiques, son excitation

par les UV (λ max = 358 nm) permet l’émission d’un signal bleu (λ max = 461 nm).

Afin de mettre en évidence les acides nucléiques, les milieux de montage de toutes les lames

issues des protocoles d’immunohistochimie et de CARD-FISH ont été complétés par du DAPI

(100 µg/ml).

1.10. Techniques de coloration histologique

1.10.1. Coloration histologique trichrome

Des colorations trichromes ont été réalisées sur des coupes déparaffinées et réhydratées selon

le protocole établi par Gabe (1968).


55

Les coupes sont immergées dans du bleu alcian (pH=2,5) pendant 30 minutes, puis rincées à

l’eau courante pendant 4 minutes. Ce traitement permet de colorer en bleu les

mucopolysaccharides (ou protéoglycanes). Les coupes incubent ensuite dans de

l’Hématoxyline de Groat (l’Hématoxyline de Groat 0,5‰, acide sulfurique 0,8%, alun de fer

1%, alcool 95° 50%) pendant 5 minutes, puis rincées à l’eau courante pendant 2 minutes. La

coloration est fixée par un bain de carbonate de lithium pendant 2 minutes, avant rinçage à

l’eau courante pendant 1 minute. Avec ce traitement, les noyaux des cellules sont colorés en

noir.

Les coupes sont ensuite immergées dans un bain d’Orange G à 2% dans une solution d’acide

phosphomolybdique à 1% pendant 5 minutes, puis rincées à l’eau acétifiée à 1% pendant

quelques secondes. Ce traitement induit une coloration en orange des protéines acidophiles.

Enfin, les coupes incubent dans de la Fuchsine Ponceau (Fuchsine à 0,33‰, Ponceau à 0,66‰

et acide acétique 2‰) qui colore en rose les protéines acidophiles, mais qui sert surtout ici à

avoir un contraste de fond. Après coloration, les coupes sont déshydratées (alcool 100°, alcool

butylique), passées en toluène, puis montées entre lames et lamelles.

1.10.2. Coloration au bleu de toluidine

Les coupes semi-fines sont directement colorées au bleu de toluidine dans du tampon

Borax à 1% qui colore les structures basophiles (noyaux, cytoplasmes…) avec une intensité

qui varie selon la richesse en acides nucléiques. Il permet d’obtenir un contraste de fond.

1.11. Observations

Les coupes issues des protocoles d’immunohistochimie et de CARD-FISH sont montées entre

lames et lamelles dans un milieu de montage (Fluoprep®, tamponné au PBS 0,1 M et auquel a

été ajouté du 4'6-diamino-2-phenyllindole dihydrochloride (DAPI) à 100 µg/ml) pour les

observations au microscope à fluorescence. Les lames sont conservées à l’obscurité, et à 4°C,

jusqu’à utilisation.

L’observation des lames se fait grâce à un microscope Nikon

Eclipse 80i, auquel est associée

une caméra CCD Nikon

DXM 1200F. Le microscope est utilisé en mode épifluorescence

pour les coupes issues des protocoles d’immunohistochimie et de CARD-FISH.


56

1.12. Techniques de dosages des protéines

1.12.1. Extraction des protéines

Pour chaque échantillon, on procède à l’extraction des protéines en broyant 20 mg de tissu

frais dans 500 µl de tampon de lyse (Triton 100X, NaCl 2,5 M, « Protease inhibitor cocktail »

P840 Sigma®, Tris-EDTA stérile). L’ensemble incube 30 minutes, à 4°C, puis est centrifugé à

13000 g pendant 30 minutes, à 4°C. Le surnageant est récupéré, réparti en aliquotes de 100 µl

et stocké à -80°C avant analyse.

1.12.2. Dosage des protéines totales

Une dilution au 1/1000 est réalisée à partir d’une aliquote de 100 µl de surnageant. 1 ml de

cette dilution incube avec 1 ml de réactif de Bradford (Sigma®), pendant 20 minutes à

température ambiante, et l’absorbance est lue à 595 nm.

Les concentrations en protéines des différents extraits, sont déterminées selon la méthode de

Bradford (1976). Il s’agit d’un dosage colorimétrique utilisant le colorant bleu de Coomassie,

également appelé Blue Brillant G, dont l’absorbance maximale se situe à 465 nm. En présence

de protéines, ce colorant se lie aux acides aminés arginine (ARG), phénylalanine (PHE),

tryptophane (TRP), et proline (PRO), provoquant un déplacement de son absorbance

maximale à 595 nm. Les concentrations sont déterminées avec l’albumine bovine (BSA) prise

comme protéine de référence (gamme étalon : 0 à 10 µg/ml).

1.12.3. Dosage des protéines soufrées

principe

Le dosage des protéines soufrées se fait par chromatographie covalente. Il s’agit d’une

technique d’adsorption sélective dans laquelle les protéines à isoler sont liées de façon

covalente et réversible à l’adsorbant. Ici, il s’agit d’un gel de thiopropyl-agarose (Agarose-O-

CH2-CHOH-CH2-SH).

protocole


57

Le protocole du dosage des protéines soufrées, adapté de Laycock et al. (1989), est synthétisé

par la figure 14.

Figure 14 : Dosage des protéines soufrées.

100 µl de surnageant issus de l’extrait brut des protéines sont déposés sur la colonne. La

colonne est alors éluée par du tampon 1 (Tris-HCl 0,05 M, pH 8,2). Les protéines non

adsorbées (protéines non soufrées et protéines contenant des ponts disulfures S-S) sont

recueillies et constituent la fraction F0 (protéines activables par réduction).

La colonne est ensuite éluée par du tampon 2 (DTT 1M, Cystéine 20 mM dans du tampon 1).

Les protéines adsorbées (protéines soufrées actives contenant des groupements SH) sont

regroupées sous forme de fractions. L’éluat est déposé sur une colonne SEPHADEX®

G50

éluée au tampon 1 afin d’éliminer la cystéine. Les protéines non adsorbées constituent la

fraction F1 (protéines soufrées actives).

Les protéines de la fraction F0 sont réduites à l’aide du DTT. Après incubation, l’ensemble

est déposé sur une colonne Sephadex® G50, élué au tampon 1 afin d’éliminer l’excès de

réducteur. Le produit obtenu est déposé sur une nouvelle colonne de Thiopropyl Sepharose

B6. L’élution est effectuée selon le protocole précédent pour séparer les protéines non

soufrées, non activables par réduction (F2), des protéines contenant des ponts disulfures

activables par réduction (F3).


58

La fraction F3 est récupérée par élution avec du tampon 2 et la cystéine est éliminée sur

SEPHADEX® G50.

Les protéines issues de ces différentes fractions (F0 à F3) sont dosées par la méthode de

Bradford comme décrit au paragraphe précédent. Une dilution au 10ème

a été réalisée pour la

fraction F0.


59

2. Résultats

2.1. Morphologie et structure de la branchie

Figure 15 : Photographies des coquilles ouvertes des 2 espèces étudiées.

A : Coquille ouverte de Codakia orbiculata. B : Coquille ouverte Lucina pensylvanica.br : branchie ; m :

muscle ; M : manteau ; p : pied.

Les branchies sont de couleur beige chez C. orbiculata (Fig.15A) et brun clair chez

L. pensylvanica (Fig.15B). Epaisses, homorhabdiques, et non plissées, elles recouvrent la

quasi-totalité de la masse viscérale. Chaque branchie est constituée d’une unique lame interne

comprenant un feuillet direct ou descendant, et un feuillet réfléchi ou ascendant. Chacun des


60

deux feuillets est constitué de filaments branchiaux ciliés et parallèles, reliés entre eux au

niveau de la zone abfrontale par des ponts tissulaires (Fig. 16).

Figure 16 : Représentation schématique de l'organisation de la branchie des Lucinidae.

(A) Photographie montrant la branchie (br) en place dans la coquille de Codakia orbiculata m : muscle ;

M : manteau ; p : pied. (B) Représentations schématiques de l’agrandissement du tissu branchial prélevé,

représenté par un rectangle en A (modifié d’après Distel Felbeck, 1987). c : canal interfilamentaire ; ei :

espace interfoliaire ; fb : filament branchial ; fd : feuillet direct ; fr : feuillet réfléchi ; pt : pont tissulaire ; zc :

zone ciliée ; zi : zone intermédiaire ; zl : zone latérale. (C) Micrographie montrant les canaux interfilamentaires

(c) ou « bacteriocytes channels ». Les parois de ces canaux sont formées par les bactériocytes. m : mucocyte ;

tête de flèche : cellule à grains. (D) Micrographie d’une coupe transversale de la branchie montrant la

juxtaposition des filaments branchiaux constitutifs de la branchie chez C. orbiculata après coloration trichrome.

zc : zone ciliée.

Le filament branchial de C. orbiculata (Fig.17) et L. pensylvanica (Fig.18) est un épithélium

simple pseudo-stratifié. Chaque filament se compose de trois zones : une zone ciliée, une zone

intermédiaire et une zone latérale.


61

Gros ©


62

Figure 17 : Structure du filament branchial de Codakia orbiculata.

(a) Coupe semi-fine d’un individu T0 de Codakia orbiculata , colorée au bleu de toluidine, montrant

l’organisation du filament branchial. La zone ciliée (zc) s’organise autour d’un axe de collagène. La zone latérale

(zl) est composée de quatre types cellulaires dont deux sont visibles ici : les bactériocytes (bc) qui hébergent les

bactéries symbiotiques et les cellules à grains (cg). Les bactériocytes sont localisés dans la partie frontale de la

zone latérale, alors que les cellules à grains sont surtout présentes dans la zone abfrontale. (b) A plus fort

grossissement, on peut voir que la zone ciliée (zc) se caractérise par l’absence de bactéries symbiotiques et la

présence de nombreux cils aux pôles apicaux des cellules qui la composent. Dans les bactériocytes (bc) de la

zone latérale, on peut voir les bactéries symbiotiques chimio-autotrophes caractérisées par la présence de

granules de soufre qui apparaissent ici comme des vésicules vides du fait des différents traitements à l’alcool

réalisés pour l’inclusion. La zone latérale est parcourue par une lacune sanguine dans laquelle circulent des

hémocytes (*). (c) Ultrastructure de la zone latérale permettant de distinguer les bactériocytes (bc), les cellules à

grains (cg), les cellules intercalaires (flèches) et les cellules de l’hémolymphe (*). Photo O. Gros (d)

Représentation schématique de l’organisation des filaments branchiaux en coupe transversale. Le plan de coupe

passe par trois canaux interfilamentaires traversés par l’eau de mer, dont le trajet est représenté par les flèches

bleues. Chaque filament est constitué de deux zones principales : la zone ciliée, dépourvue de symbiotes et la

zone latérale. La zone latérale se compose de quatre types cellulaires : les bactériocytes qui hébergent les

symbiotes ; les cellules intercalaires reconnaissables par leur forme allongée, leur pôle apical élargi et leur noyau

apical ; les cellules à grains principalement cantonnées à la partie abfrontale du filament ; les mucocytes épars

(non représentés ici). Cet épithélium pseudostratifié s’organise autour de la lacune sanguine au travers de

laquelle circule l’hémolymphe qui contient les hémocytes. Certains filaments branchiaux ininterrompus relient

les deux feuillets de la branchie par des ponts tissulaires (flèches noires). fb : filament branchial.

d


63

La zone ciliée, qui constitue la partie frontale du filament, est une zone courte d’environ 45

µm, dépourvue de bactéries endosymbiotiques. Elle est constituée de plusieurs types

cellulaires dont la majorité possède des cils ou des cirri. Ces cellules sont organisées autour

d’un axe de collagène.

La zone intermédiaire (non représentée sur les schémas) se limite à une unique couche de

cellules. Elle est située entre la zone ciliée et la zone latérale. Elle est également dépourvue de

bactéries symbiotiques. Difficilement repérable au microscope photonique chez C. orbiculata,

(Fig. 17a, b), elle est relativement longue chez L. pensylvanica (Fig. 18) où elle mesure

environ 30 µm.

La zone latérale est la zone la plus abfrontale du filament. C’est également la plus longue des

trois zones (environ 300 µm chez C. orbiculata). Elle est traversée par une lacune sanguine

dans laquelle circulent des hémocytes. Chez C. orbiculata, elle est constituée de quatre types

cellulaires différents : les bactériocytes, les cellules à grains, les cellules intercalaires et les

mucocytes, d’après la dénomination utilisée par Frenkiel Mouëza (1995) (Fig. 17c).

-Les bactériocytes sont les cellules majoritaires du filament branchial. Ils occupent

principalement le tiers supérieur de la zone latérale qu’ils partagent essentiellement avec les

cellules intercalaires. Ils sont moins nombreux dans la partie abfrontale du filament qu’ils

partagent principalement avec les cellules à grains. Les bactériocytes sont de grandes cellules

arrondies (environ 20 µm de hauteur chez C. orbiculata et 30 µm chez L. pensylvanica), qui

possèdent un noyau basal. Comme le montre les observations réalisées après hybridation

moléculaire par CARD FISH, ce sont les seules cellules du filament branchial à héberger des

bactéries symbiotiques. Celles-ci occupent la quasi-totalité du cytoplasme de la cellule. Elles

sont légèrement allongées et mesurent jusqu’à 5 µm. Elles ont toutes une double membrane

caractéristique des bactéries de type gram-négatif.

-Les cellules à grains (environ 30 µm de hauteur) sont principalement présentes dans

les deux tiers inférieurs du filament branchial. Elles sont composées de nombreux grains dont

le contenu n’a pas été clairement défini, bien qu’il soit coloré en orange par l’Orange G. Ils

sont répartis de façon homogène dans la cellule. Ce type cellulaire, dont le rôle reste inconnu,

se retrouve également chez d’autres espèces comme Codakia orbicularis (Frenkiel &

Moueza, 1995), Divaricella quadrisculta (Gros et al., 2000) et Myrtea tanimbarensis (Brissac

et al ., 2011) mais n’est pas présent chez tous les Lucinidae. On le trouve aussi chez d’autres

bivalves symbiotiques appartenant aux Thyasiridae (Passos et al., 2007).


64

-Les cellules intercalaires s’intercalent entre les bactériocytes. Elles sont

reconnaissables à leur noyau apical et à leur forme triangulaire avec un pôle apical évasé et un

pôle basal étroit. Leur fonction demeure incertaine.

-Les mucocytes (non représentés sur les schémas) sont de grandes cellules arrondies

(environ 30 µm de hauteur), réparties de manière aléatoire le long de la zone latérale. Sur

coupes histologiques, ces cellules sont colorées en bleu par le bleu alcian (pH 2,5) (Fig. 18).

Sur coupes semi-fines, elles sont colorées en rouge-rose par le bleu de toluidine.

L’ensemble des filaments branchiaux chez C. orbiculata est représenté par la figure

17d.

Figure 18 : Histologie du filament branchial de Lucina pensylvanica.

Micrographie d’une coupe transversale de la branchie Lucina pensylvanica après coloration trichrome. bc :

bactériocyte ; m : mucocyte ; zc : zone ciliée ; zi : zone intermédiaire ; zl : zone latérale.

La description de la structure du filament branchial de L. pensylvanica a fait l’objet d’une

publication de Gros et al. (1996). Chez cette espèce, à la différence de C. orbiculata, il n’y a

pas de cellules à grains et la zone latérale se compose essentiellement de bactériocytes

(Fig.18). On y retrouve également quelques cellules intercalaires et mucocytes. La zone

intermédiaire est également plus longue que chez C. orbiculata. Elle se compose de deux à

quatre cellules.


65

2.2. Organisation tissulaire du filament branchial de l’hôte en

fonction de la présence ou de l’absence des symbiotes

2.2.1. Codakia orbiculata

La combinaison des résultats obtenus à l’aide du CARD-FISH, des colorations histologiques

et du DAPI , a permis de mettre en évidence une organisation différente du filament branchial,

en fonction de la présence ou de l’absence des symbiotes sulfo-oxydants chez C. orbiculata

(Figs. 19 ; 20).

En effet, l’équilibre initial observé entre bactériocytes et cellules à grains chez un individu

fraîchement collecté (T0) (Figs. 19A-C) est inversé après un jeûne de cinq mois (T5) (Figs.

19D-F).

A T5, la majeure partie du filament branchial est maintenant occupée par les cellules à grains

(Fig. 19F). L’espace dévolu aux bactériocytes se situe toujours dans la partie frontale de la

zone latérale, mais sa superficie est nettement réduite. Alors qu’à T0, les bactériocytes étaient

visibles sur toute la longueur du filament branchial et qu’ils en occupaient les 4/5, à T5, ils

sont restreints au cinquième supérieur de la zone latérale. Cette diminution du « territoire »

des cellules hôtes est progressive. Visible dès le premier mois de jeûne, elle s’accentue au fil

du temps. Après 3 mois (T3), la diminution des bactériocytes est nette puisque ces derniers

n’occupent plus qu’environ 2/5 du filament branchial. A T5, il devient très difficile de les

observer sur une coloration histologique (Fig. 19F).

La diminution de l’espace occupé par les bactériocytes s’accompagne également d’une

diminution de leur contenu en symbiotes. En effet, le nombre de bactéries détectables au

CARD-FISH à l’intérieur de chaque cellule hôte, diminue progressivement durant le jeûne.

Ceci confirme nos observations histologiques. Au bout de cinq mois de jeûne, le filament

branchial des C. orbiculata ne présente plus que très peu de bactéries symbiotiques

détectables par CARD-FISH ou par DAPI.


66

Figure 19 : Comparaison de l’organisation cellulaire et tissulaire du filament branchial de Codakia

orbiculata observé au CARD-FISH (A, D), au DAPI (B, E) et en histologie (C, F).

(A) Chez un individu T0, la sonde spécifique des eubactéries (EUBIII) permet l’hybridation des endosymbiotes

qui apparaissent colorés en vert grâce au FITC. Les bactéries symbiotiques occupent la totalité du volume

cytoplasmique des bactériocytes (bc). Ceux-ci sont situés dans la zone latérale. La zone ciliée (zc), exempte de

bactéries, n'est pas hybridée. (B) Les noyaux des cellules eucaryotes à T0, sont marqués en bleu par le DAPI. (C)

La coloration histologique trichrome des filaments branchiaux d’un individu T0 montre que les cellules de la

zone ciliée possèdent de nombreux cils. La zone latérale est parcourue par une lacune sanguine contenant des

hémocytes (étoile) caractérisés par un noyau allongé. Les bactériocytes occupent les 4/5 de la zone latérale. Le

cinquième restant est principalement occupé par les cellules à grains (flèche) colorées en orange. m: mucocyte.

(D) Chez un individu T5 l’hybridation de la EUBIII est faible et les bactériocytes sont quasiment dépourvus de

symbiotes. (E) Les noyaux des cellules eucaryotes à T5, sont marqués en bleu par le DAPI. (F) La coloration

histologique (coupe non sériée) montre qu’à ce stade, les cellules à grains (cg) occupent la majeure partie de la

zone latérale.

Afin de savoir si un retour des C. orbiculata dans leur milieu naturel provoquerait la

réapparition des bactéries, certains individus ont été remis dans l’herbier à Thalassia

testudinum après cinq mois de jeûne. Chez ces individus, les résultats obtenus montrent une

augmentation progressive des bactéries symbiotiques et de l’espace occupé par les cellules

hôtes à l’intérieur du filament branchial (Fig. 20).


67

Figure 20 : Réorganisations cellulaire et tissulaire du filament branchial observées au CARD-FISH (A, B,

C) et en histologie (D, E, F) chez Codakia orbiculata en recolonisation.

(A) Chez un individu T5+4j, les expériences d’hybridation in situ montrent que les symbiotes sont de nouveau

présents dans les bactériocytes (bc), situés dans la partie frontale de la zone latérale. (D) Les cellules à grains

(cg) occupent encore la majeure partie du filament branchial (coupe non sériée). (B) A T5+8j, le signal dû aux

bactéries symbiotiques est plus important. (E) L’espace occupé par les cellules à grains (flèche) a nettement

diminué. (C) A T5+15j, les symbiotes occupent la majeure partie du filament branchial. (F) Les cellules à grains

(flèche) sont cantonnées à la zone abfrontale du filament. zc : zone ciliée.

Chez les individus remis moins de 4 jours (T5+1j et T5+2j) dans le sédiment, la réinfection n’est

pas évidente. Les tissus semblent désorganisés et fragilisés, et il est difficile d’obtenir un plan

de coupe convenable. Il est donc impossible de distinguer clairement les bactériocytes sur une

coloration histologique. A ces délais, les hybridations CARD-FISH et le DAPI n’ont pas

permis la détection des symbiotes. A T5+4j (Figs. 20A, D) quelques bactéries sont détectables

dans le filament. Le nombre de bactéries à l’intérieur de chaque cellule hôte augmente

progressivement. Ainsi, à T5+8j (Figs. 20B, E) le remplissage des bactériocytes par les

symbiotes se poursuit. Les bactériocytes sont, dès lors, clairement identifiables après

coloration histologique, et sont situés dans la partie frontale de la zone latérale, à proximité de

la zone ciliée. Le reste du filament est majoritairement occupé par les cellules à grains. A

T5+15j, (Figs. 20C, F) l’espace occupé par les bactériocytes s’étend jusqu’à la zone abfrontale


68

du filament branchial qu’ils partagent avec les cellules à grains. Etonnamment, à ce délai, les

intensités de fluorescence du CARD-FISH et du DAPI sont telles qu’elles surpassent celles du

T0 suggérant une augmentation excessive des bactéries et peut-être indirectement des

bactériocytes. Cette situation ne dure pas puisqu’à T5+30jl’organisation du filament ressemble

en tout point à ce qui est observé à T0 suggérant la disparition des cellules en excès.

2.2.2. Lucina pensylvanica

Figure 21 : Evolution de la population symbiotique analysée au CARD-FISH et au DAPI chez Lucina

pensylvanica en décolonisation.

(A) L’observation d’un T0 marqué au DAPI, montre l’emplacement des noyaux eucaryotes ainsi que la présence

de très nombreux symbiotes tout le long de la zone latérale des filaments branchiaux. (B) Ceci est confirmé par

l’hybridation in situ (CARD-FISH). (C) A T3, et (D) à T6, les bactéries symbiotiques semblent toujours aussi

nombreuses qu’à T0. (E-F) le nombre de bactéries semble diminuer progressivement entre (E) T8, et (F) T14 sans

toutefois être suffisamment faible pour considérer les individus comme étant aposymbiotiques.


69

Contrairement à ce qui est observé chez C. orbiculata, chez L. pensylvanica le jeûne prolongé

ne s’accompagne pas d’une réorganisation intense du filament branchial (Fig. 21). Chez

Lucina pensylvanica, après six mois de jeûne (T6), le filament présente toujours la même

structure (Fig. 21D). Après huit mois (T8) (Fig. 21E), les hybridations CARD-FISH montrent

que le nombre de bactéries détectées par bactériocyte diminue. A T14 (Fig. 21F), qui

correspond au temps d’observation maximal que nous ayons effectué, les bactéries

symbiotiques sont toujours présentes dans le filament, même si leur nombre a nettement

diminué. Après 6 mois de jeûne, comparativement à ce qui a été montré chez C. orbiculata à

un délai proche (Fig. 19D), le nombre de symbiotes à l’intérieur du filament branchial de

L. pensylvanica est resté trop élevé pour nous permettre de réaliser des expériences de

recolonisation. Après 14 mois de jeûne, le niveau en symbiote avait suffisamment diminué

pour permettre la réalisation des expérimentations de recolonisation mais le faible nombre

d’individus (2) n’a permis de réaliser qu’une expériementation préliminaire d’après laquelle il

semble qu’il soit également possible d’amorcer la réinfection chez les individus de Lucina

pensylvanica au bout de 26 jours dans l’herbier (Fig. 22).

Figure 22 : Lucina pensylvanica ayant jeûné 14 mois avant d'être remis 26 jours dans le milieu.

2.3. Prolifération cellulaire

La mise en évidence de la prolifération cellulaire résulte du suivi immunohistochimique sur

coupe de la phospho-histone 3, ainsi que du BrdU préalablement incorporé in vivo. Dans un

souci de simplification, les cellules présentant une immunoréactivité au BrdU seront notées

« BrdU+ », et les cellules présentant une immunoréactivité à la phospho-histone 3 seront


70

notées « PH3+ ». Comme mentionné dans la partie Matériel et méthodes, ces deux anticorps

permettent un marquage nucléaire des cellules en prolifération.

Les expériences préliminaires réalisées pour élaborer le protocole expérimental nous ont

montré que :

-L’inclusion en résine de polyester est préférable à l’inclusion en paraffine, pour la détection

par immunohistochimie de l’intégration du BrdU. En effet, les analyses effectuées sur les

coupes issues d’inclusion en paraffine, n’ont pas donné de résultats. L’utilisation de coupes

épaisses, réalisées à froid, a donné des résultats positifs mais elle ne permet pas la distinction

des types cellulaires de la zone latérale, contrairement à la résine de polyester.

-La concentration choisie pour la solution de BrdU (200 µg/ml) est suffisante pour permettre

son intégration et sa détection dans les tissus de la moule Brachidontes exustus (Fig. 23), et de

Codakia orbiculata.

-Une incubation de 2 heures dans cette solution est également suffisante pour permettre

l’incorporation et la détection du BrdU dans les tissus. En effet, nous n’avons pas observé de

différence de marquage entre les individus incubés 2 heures et les individus incubés 5 heures.

La mise en évidence de la prolifération cellulaire a ensuite été réalisée chez des individus de

l’espèce Codakia orbiculata fraîchement collectés de l’herbier (T0), ayant subit un jeûne de

cinq mois (T5) et réintroduits dans l’herbier pour des durées variables (T5+1j à T5+30j). Une

synthèse des résultats est présentée dans le tableau 6 et une attention particulière est donnée

au temps T5+8j, (Fig. 25) pour lequel une forte immunoréactivité aux BrdU et à la PH3 a été

observée.

Figure 23 : Micrographies de la masse viscérale de Brachidontes exustus obtenues au microscope à

fluorescence pour validation du protocole BrdU.

A : Les noyaux positifs au BrdU (flèche) sont révélés en vert (FITC). B : L'ensemble des noyaux est révélé en

bleu (DAPI).


71

Rappelons que les expériences d’immunohistochimie (BrdU, PH3), de contre-coloration au

DAPI et les expériences de CARD-FISH ont été effectuées sur coupes sériées, afin de pouvoir

identifier les types cellulaires grâce à la présence ou à l’absence des bactéries, ainsi qu’à la

position des noyaux. Les résultats sont présentés de manière semi-quantitative car, du fait de

l’organisation du tissu (épithélium pseudo-stratifié comportant quatre types cellulaires dont

trois avec un noyau basal), il ne nous a pas toujours été permis d’attribuer avec précision un

type cellulaire à tous les noyaux révélés au DAPI. De ce fait, l’acquisition de données

quantitatives était compromise. De plus, les noyaux sont trop nombreux sur une coupe pour

pouvoir tous les compter. Les marquages n’étant pas homogènes sur la coupe, il n’était pas

non plus possible de choisir aléatoirement des zones de comptage, sans risquer de fausser les

résultats.

Tableau 6 : Synthèse des résultats relatifs à la prolifération cellulaire, obtenus par immunohistochimie sur

coupes histologiques chez Codakia orbiculata.

Les résultats sont présentés de manière semi-quantitative : (-) correspond à une absence de marquage. La

présence de marquage est notée par le signe (+), elle est croissante de (+) à (+++). Ainsi, (+) correspond à peu de

noyaux marqués, (++) correspond à un nombre modéré de noyaux marqués, (+++) correspond à de nombreux

noyaux marqués . correspond à l’absence d’observation d’un type cellulaire.

Délai

Type cellulaire

T0 T5 T5+8j T5+15j

BrdU PH3 BrdU PH3 BrdU PH3 BrdU PH3

Cellules de la zone ciliée ++ - + - ++ + ++ -

Bactériocytes + - - - + - - -

Cellules indifférenciées +++ ++

Cellules à grains - - - - - - - -

Cellules intercalaires + - - - +++ ++ + -

Hémocytes + - ++ - + + + +

D’une manière générale, les types cellulaires concernés par l’immunoréactivité au BrdU

étaient les mêmes que ceux concernés par l’immunoréactivité à la PH3. Les cellules BrdU+

étaient toutefois beaucoup plus nombreuses que les cellules PH3+ (Fig. 25C, E). Des cellules

BrdU+ ont été observées dans tous les échantillons analysés, et ce, dans des proportions

variables. Cette variabilité était surtout fonction du marquage des cellules de la zone latérale,


72

car la zone ciliée et la lacune sanguine présentaient de manière systématique une

immunoréactivité positive au BrdU (Fig. 25A). Partant de ce constat, ces zones ont été

choisies comme témoins positifs internes à nos expérimentations.

L’immunoréactivité de la zone ciliée ne semblant pas concerner un type cellulaire particulier

et n’étant pas directement liée à la plasticité tissulaire et cellulaire observée au niveau de la

zone latérale, nous n’en ferons qu’une brève description.

Chez les individus témoins, fraîchement collectés de l’herbier (T0), une faible

immunoréactivité au BrDU est détectée dans l’ensemble des zones du filament branchial

(Fig. 24). Seules quelques cellules de la zone ciliée sont positives au BrdU, et la majorité des

cellules BrdU+ de la zone latérale sont des cellules intercalaires. Aucune immunoréactivité au

BrdU n’a été détectée dans les ponts tissulaires.

Figure 24 : Prolifération cellulaire chez Codakia orbiculata à T0.

Illustration de la faible immunoréactivité au BrDU du filament branchial à T0. Sur cette micrographie, on

distingue une cellule de la zone ciliée et une cellule intercalaire, positives au BrdU. zc : zone ciliée.

Quelques bactériocytes épars sont également marqués ainsi que quelques hémocytes. Aucune

immunoréactivité à la PH3 n’a été détectée pour ce délai.

Chez les individus ayant subit cinq mois de jeûne prolongé (T5), la prolifération cellulaire est

moins importante que chez les T0. Seule une faible immunoréactivité au BrdU des hémocytes

et des cellules de la zone ciliée est détectable à ce délai. Par ailleurs, aucune cellule PH3+

n’est observable.


73

Chez les individus recolonisés (Fig. 25), de manière surprenante, nous n’avons pas observé de

bactériocyte BrdU+. Durant les premiers jours de retour dans le sédiment, l’observation des

tissus, qui semblent désorganisés, ne révèle qu’un très faible niveau de prolifération cellulaire,

essentiellement localisé dans la zone ciliée et les cellules de la lacune sanguine.

La période comprise entre quatre et huit jours de recolonisation, est celle qui conduit aux

observations les plus intéressantes. Elle se caractérise tout d’abord par une augmentation

générale de l’immunoréactivité de la zone latérale aux marqueurs de la prolifération cellulaire.

La zone ciliée présente classiquement quelques noyaux BrdU+ (Figs. 25A, B), mais dans la

zone latérale, des zones de forte prolifération cellulaire sont détectées au niveau des ponts

tissulaires (Figs. 25C-E). Ces zones sont caractérisées par une forte immunoréactivité au

BrdU, et dans une moindre mesure, à la PH3. Si l’on observe ces mêmes zones sur une coupe

sériée après hybridation in situ (CARD-FISH), on constate que les cellules BrdU+ (Fig. 25C)

et PH3+ (Fig. 25E) sont totalement vides de bactéries (Figs. 25D-E). La majeure partie d’entre

elles peuvent être identifiées comme étant des cellules intercalaires, car elles possèdent un

noyau en position apicale. En revanche, d’autres cellules BrdU+ sont aussi détectées. Elles ont

la particularité de présenter un noyau en position basale et d’être dépourvues de bactéries, de

grains et de mucus (Figs. 25C-D). Ces cellules, que l’on pourrait qualifier de cellules

indifférenciées, n’ont été observées qu’à ce délai de recolonisation.

Après quinze jours de recolonisation, la prolifération cellulaire revient à des niveaux

relativement faibles dans le filament branchial, et ce, quelle que soit la zone considérée.

Seules quelques cellules de la zone ciliée, quelques cellules intercalaires et quelques

hémocytes sont encore BrdU+ et/ou PH3

+.

2.4. Mort cellulaire

La mise en évidence de la mort cellulaire résulte du marquage sur coupe des cellules par la

méthode TUNEL et du suivi par immunohistochimie de la caspase 3. Par souci de

simplification, les cellules présentant un marquage de leur noyau seront notées « TUNEL+ »

ou « CASP3+ ».

Au cours des expériences préliminaires que nous avons menées, l’utilisation de l’anti-caspase

3 a donné des résultats positifs sur le foie de rat (Rattus norvegicus) (Fig. 26). Il en va de

même pour le marquage par la méthode TUNEL. Toujours d’après nos expériences

préliminaires, les inclusions en résine de polyester et en paraffine donnent des résultats

équivalents. Nous avons donc opté pour la résine de polyester qui permet de mener les


74

Figure 25 : Prolifération cellulaire chez Codakia orbiculata après huit jours de ré-infection.

Chez un individu T5+8j (A), quelques noyaux BrdU+ sont visibles dans la zone ciliée. (B) Le double marquage

CARD-FISH (rouge) et DAPI (bleu) montre que ces cellules sont dépourvues de symbiotes. (C) Au niveau des

ponts tissulaires, de nombreuses cellules intercalaires, caractérisées par un noyau apical (encadré, flèches fines)

sont BrdU+. Des cellules indifférenciées possédant un noyau basal sont également BrdU

+ (flèches). (D) Notons

que le double marquage CARD-FISH (rouge) et DAPI (bleu) montre que ces cellules sont dépourvues de

bactéries (flèches). (E) Le double marquage PH3 (noyaux verts) et DAPI (noyaux bleus) permet également de

mettre en évidence des cellules intercalaires en prolifération dans les ponts tissulaires. (F) Le triple marquage

CARD-FISH (rouge), anti-PH3 (noyau vert) et DAPI (noyaux bleus) montre la prolifération cellulaire au niveau

de la zone ciliée. zc : zone ciliée ; pt : pont tissulaire ; tête de flèche: hémocyte marqué.

Figure 26 : Micrographies du foie de Rattus norvegicus obtenues au microscope à fluorescence pour validation du

protocole caspase 3.


75

A : Les noyaux positifs à la caspase 3 sont révélés en vert (FITC). B : L'ensemble des noyaux est révélé en bleu

(DAPI). (C) Superposition des marquages montrant que les structures immunopositives sont bien des noyaux.

Les noyaux positifs à l’anti-caspase 3 apparaissent en violet.

expériences sur des coupes adjacentes à celles réalisées pour la détection de la prolifération

cellulaire.

Comme pour les expériences de prolifération cellulaire, la mort cellulaire a été étudiée chez

des individus Codakia orbiculata fraîchement collectés de l’herbier (T0), chez des individus

ayant subit un jeûne de cinq mois (T5) et chez des individus réintroduits dans l’herbier (T5+1j à

T5+30j). Une synthèse des résultats est présentée dans le tableau 7.

Rappelons que les expériences de mise en évidence de la mort cellulaire (TUNEL, caspase 3)

contre-colorées au DAPI et les expériences de CARD-FISH ont été effectuées sur coupes

sériées afin de pouvoir identifier les types cellulaires, grâce à la présence ou à l’absence des

bactéries, ainsi qu’à la position des noyaux.

Tableau 7 : Synthèse des résultats relatifs à la mort cellulaire, obtenus par immunohistochimie sur coupes

histologiques chez Codakia orbiculata.

Les résultats sont présentés de manière semi-quantitative : (-) correspond à une absence de marquage. La

présence de marquage est notée par le signe (+), elle est croissante de (+) à (+++). Ainsi, (+) correspond à peu de

noyaux marqués, (++) correspond à un nombre modéré de noyaux marqués, (+++) correspond à de nombreux

noyaux marqués. correspond à l’absence d’observation d’un type cellulaire.

Délai

Type cellulaire

T0 T5 T5+8j T5+15j

TUNEL CASP3 TUNEL CASP3 TUNEL CASP3 TUNEL CASP3

Cellules de la zone ciliée ++ + ++ + ++ + ++ +

Bactériocytes ++ + ++ + + + +++ ++

Cellules indifférenciées

Cellules à grains ++ - +++ ++ +++ ++ ++ -

Cellules intercalaires ++ + +++ ++ ++ + ++ +

Hémocytes ++ + +++ ++ ++ + ++ +

Pour les mêmes raisons que celles énoncées pour les résultats de la prolifération cellulaire, les

résultats relatifs à la mort cellulaire, sont présentés de manière semi-quantitative.

Les résultats, obtenus par la méthode TUNEL et par l’utilisation d’anti-caspase 3, sont

convergents. Toutefois, le nombre de cellules TUNEL+ est toujours beaucoup plus important


76

que le nombre de cellules CASP3+. Quels que soient les délais étudiés, la zone ciliée et la

lacune sanguine ont présenté une forte proportion de cellules immunoréactives.

Chez les individus T0, nous avons détecté du marquage chez tous les types cellulaires.

Chez les individus T5 (Fig. 27), exception faite des bactériocytes, pour lesquels le niveau

d’immunoréactivité reste relativement constant, la mort cellulaire augmente dans tous les

types cellulaires de la zone latérale comparativement aux T0. Cette augmentation est

particulièrement remarquable pour les cellules à grains.

Figure 27 : Mort cellulaire chez Codakia orbiculata après cinq mois de jeûne prolongé.

(A) Les noyaux CASP3+ (noyaux verts, flèches), (B) contre-colorés au DAPI (bleus, flèches) montrent qu’il

existe une mort cellulaire importante des cellules à grains et des cellules intercalaires. Le signal obtenu avec

l’anti-caspase 3 est plus faible que (C) le signal obtenu à l’issue du TUNEL (noyaux verts) (D) contre-coloré à

l’aide du DAPI (noyaux bleus). (E) L’observation à plus fort grossissement de la zone latérale permet de mettre

en évidence des noyaux CASP3+ de cellules à grains (noyaux verts, flèche), dépourvues de bactéries (F) comme

cela est confirmé par la contre-coloration au DAPI (noyaux bleus, flèche). zc: zone ciliée.


77

Chez les individus replacés dans leur habitat naturel, la mort cellulaire au sein de la zone

latérale diminue de façon progressive au fil des jours de recolonisation bactérienne,

comparativement aux T5. Après huit jours consécutifs dans le sédiment, l’apoptose concerne

surtout les hémocytes et les cellules à grains. Rares sont les bactériocytes et les cellules

intercalaires à présenter des noyaux marqués. Après quinze jours passés dans le sédiment, le

niveau d’apoptose diminue un peu plus chez tous les types cellulaires, à l’exception des

bactériocytes. En effet, le niveau d’apoptose, qui est resté relativement faible, mais constant

dans les bactériocytes, subit une augmentation entre les stades de T5+15j à T5+30j suggérant

l’élimination des cellules en excès. A T5+30j, ce niveau revient à des valeurs comparables à

celles du T0.

2.5. Evolution des protéines au cours du jeûne

2.5.1. Chez C. orbiculata

Figure 28 : Evolution de la concentration en protéines chez Codakia orbiculata au cours du jeûne.

Pour chaque temps de traitement, les dosages ont été effectués sur trois individus et répétés trois fois par

individu. Les protéines soufrées correspondent à la somme des fractions F1 (les protéines soufrées actives

possédant des thiol libres) et F3 (les protéines contenant des ponts disulfures activables par réduction). Les

barres d’erreur représentent les écarts-types.

L’observation de l’évolution de la concentration en protéines totales en décolonisation

(courbe bleue) montre une diminution de la concentration massique en protéines totales


78

durant le jeûne. Au cours des 4 premiers mois de jeûne, on observe une perte de 29% en

protéines totales. Cette valeur atteint 46,7% à la fin de l’expérimentation (T15). Les cellules à

grains ayant été décrites comme riches en protéines soufrées (Frenkiel & Moueza, 1995) nous

avons également suivi l’évolution de ces protéines durant le jeûne. Contrairement aux

résultats obtenus en histologie et en CARD-FISH, qui montrent une augmentation de la part

occupée par ces cellules dans la zone latérale, les concentrations massiques en protéines

soufrées (courbe orange) restent constantes durant les 4 premiers mois de jeûne. Elles

diminuent également de près de moitié (42,4%) entre T4 et T15 durant le jeûne.

2.5.2. Chez L. pensylvanica :

Figure 29 : Evolution de la concentration en protéines totales chez Lucina pensylvanica au cours du jeûne.

Pour chaque délai, les dosages ont été effectués sur trois individus et répétés trois fois par individu. Les barres

d’erreur représentent les écarts-types.

Contrairement à ce qui est observé chez C. orbiculata, chez L. pensylvanica les

concentrations massiques en protéines totales restent relativement stables au cours du jeûne.

Entre T0 et T6, on observe une diminution de 4,6%. Les cellules à grains étant absentes de la

zone latérale de cette espèce, nous n’avons pas procédé au suivi de l’évolution des protéines

soufrées durant le jeûne.


79

3. Discussion

3.1. Organisation du filament branchial

Les résultats de notre étude sur Codakia orbiculata, sont en accord avec la description des

filaments branchiaux d’un bivalve du même genre, C. orbicularis, faite par Frenkiel &

Mouëza (1995). Comme chez C. orbicularis, le filament branchial de C. orbiculata s’organise

en trois zones : une zone ciliée, une courte zone intermédiaire et une zone latérale comprenant

quatre types cellulaires (bactériocytes, cellules à grains, mucocytes et cellules intercalaires).

En plus de ces types cellulaires, nous avons également mis en évidence la présence de cellules

que l’on pourrait qualifier d’indifférenciées, situées au niveau des ponts tissulaires de la

branchie, chez les individus remis huit jours dans l’herbier. D’après la position basale de leurs

noyaux, ces cellules pourraient se différencier en bactériocytes, en cellules à grains ou en

mucocytes. Dans une étude portant sur les juvéniles de C. orbicularis, Gros et al. (1997) ont

décrit l’existence de cellules indifférenciées, situées dans la zone latérale, au contact direct de

l’eau de mer, car non recouvert par le pôle apical des cellules intercalaires. Ces cellules

possèdent un noyau basal et contiennent quelques rares organites. Les branchies des juvéniles,

observées dans cette étude ne présentaient qu’un feuillet et donc pas de ponts tissulaires,

puisque ceux-ci apparaissent avec la mise en place du second feuillet (Olivier Gros,

communication personnelle). Notre étude montre l’existence d’autres cellules non

différenciées situées, cette fois dans les ponts tissulaires, chez les Codakia orbiculata adultes.

Dans une étude récente, Pflugfelder et al. (2009) ont également montré l’existence de cellules

souches unipotentes de type bactériocyte dans le trophosome de Siboglinidae adultes.

Chez le soudon, Lucina pensylvanica, l’observation que nous avons faite de l’organisation du

filament branchial est également en accord avec la description antérieure de Gros et al.

(1996). Le filament branchial présente lui aussi trois zones : la zone ciliée plus courte que

chez C. orbiculata ; la zone intermédiaire plus longue et composée d’une ou deux couches de

cellules ; la zone latérale, dépourvue de cellules à grains.


80

3.2. Les mécanismes de la plasticité tissulaire et cellulaire

3.2.1. Plasticité des filaments branchiaux

L’étude de la plasticité tissulaire au cours d’un jeûne prolongé, menée durant ce travail de

thèse, est la première à rapporter des résultats réalisés sur une période aussi longue, chez les

Lucinidae. En effet, pour ce travail, certains individus ont été maintenus au laboratoire sans

apport direct de nourriture, ni de soufre dissous, pendant quinze mois. La filtration de l’eau de

mer à 0,22 µm ne permettant pas d’éliminer la matière organique dissoute et les sulfates, il se

pourrait que ces éléments constituent une source d’énergie pour le couple symbiotique.

Les résultats de cette étude montrent que durant le jeûne, l’espace occupé par les bactériocytes

au sein de la zone latérale diminue progressivement. Ceci s’accompagne d’une diminution

progressive du nombre de bactéries intracellulaires détectables par hybridation in situ.

Des études portant sur d’autres bivalves ont également montré une diminution des symbiotes

chez les animaux privés de soufre. C’est le cas des Vésicomyidae Calyptogena kilmeri et

C. pacifica, gardés en captivité deux et neuf jours (Goffredi et al., 2004). C’est le cas de

Thyasiridae côtiers Thyasira flexuosa maintenus trois semaines en microcosme au laboratoire

(Dufour & Felbeck, 2006). Cette étude a montré que la diminution des symbiotes chez les

individus maintenus avec de faibles concentrations en sulfure était plus importante que chez

les individus maintenus en présence de fortes concentrations en sulfure. C’est également le

cas chez les Bathymodiolidae des sources hydrothermales, Bathymodiolus azoricus,

maintenus 30 jours en laboratoire ( d r et al., 2005). Dans cette étude, les auteurs ont

montré que ce bivalve pouvait survivre en absence totale de sulfure ce qui entraînait une

diminution de sa population bactérienne symbiotique. Aucune de ces études n’a toutefois

permis d’obtenir des individus aposymbiotiques, c’est à dire vides de tout symbiote.

Plus récemment, une étude réalisée chez Codakia orbicularis (Caro et al., 2009) a montré,

qu’en réponse à un jeûne prolongé de quatre mois, la diminution des bactéries symbiotiques

détectables au CARD-FISH était d’environ 30% par mois. Chez C. orbiculata, une étude

similaire menée durant un mois (Brissac et al., 2009) a également montré une diminution des

symbiotes observables au CARD-FISH. Nos travaux viennent confirmer ces résultats et les

complètent, montrant que la diminution des symbiotes se poursuit dans le temps et conduit à

une réorganisation du filament branchial.

De manière surprenante, le filament branchial de L. pensylvanica semble réagir différemment

au jeûne prolongé. En effet, alors que chez C. orbiculata une diminution des symbiotes est


81

clairement observée en CARD-FISH et au MET dès les premiers mois de décolonisation, chez

le soudon, après six mois de jeûne, le filament branchial observé au CARD-FISH semble

pratiquement identique à celui observé chez un individu fraîchement collecté. Chez cette

espèce, la population symbiotique ne diminue visiblement qu’au bout de huit mois de jeûne et

nos expérimentations, pourtant menées sur quatorze mois, ne nous ont pas permis d’atteindre

un niveau nul de symbiotes détectables par hybridation in situ. Plusieurs éléments peuvent

expliquer cette différence :

(i) les symbiotes appartiennent à la même espèce bactérienne mais à des clades différents.

Une récente étude menée sur des Lucinidae philippins (Cardiolucina quadrata ; Gloverina

rectangularis ; Myrtea flabelliformis ; Myrtea tanimbarensis et deux espèces non identifiées)

et sur deux espèces des Antilles françaises (Codakia orbicularis ; Phacoides pectinatus) a

montré l’existence de trois clades chez les symbiotes des Lucinidae (Clade A, B et C) (Brissac

et al., 2011). Les symbiotes de C. orbicularis, qui partagent le même habitat que

C. orbiculata, appartiennent au clade A (ou SoLuc-1 pour l’espèce bactérienne symbiont of

Lucinidae 1), tandis que ceux de Phacoides pectinatus, qui occupent un habitat proche de

celui de Lucina pensylvanica, appartiennent au clade C (ou SoLuc-3 pour l’espèce bactérienne

« symbiont of Lucinidae 3 »). Ces différences entre clades pourraient expliquer des

fonctionnements métaboliques différents chez les symbiotes.

(ii) Les symbiotes hébergés par L. pensylvanica présentent une quantité plus importante de

soufre S8 que les symbiotes hébergés par C. orbiculata, leur permettant ainsi de survivre plus

longtemps en absence de soufre dissous. Ces résultats, apportés par les analyses de

spectrométrie de fluorescence X, seront développés au Chapitre 3.

(iii) Le nombre de symbiotes présents chez L. pensylvanica est plus important que chez

C. orbiculata. Bien qu’aucune donnée quantitative ne soit pour le moment disponible, les

observations CARD-FISH laissent à penser que le filament de L. pensylvanica est plus riche

en bactéries que celui de C. orbiculata. L’observation des coupes histologiques montre

également que l’espace occupé par les bactériocytes est plus important chez le soudon qui ne

possède pas de cellules à grains. Ceci devra être confirmé par une analyse quantitative des

populations symbiotiques qui peut être réalisée à l’aide de PCR quantitatives.

(iv) Les deux espèces hôtes gèrent différemment leurs populations symbiotiques. En cas de

stress alimentaire, la réaction de l’hôte vis-à-vis du symbiote sera différente. La détection

d’enzymes lysosomiales dans la vacuole entourant certaines bactéries symbiotiques du

Lucinidae, Lucina pectinata fraîchement collecté, montre que certains hôtes peuvent digérer


82

leurs symbiotes (Liberge et al., 2001). Ceci a également été montré chez le Mytilidae

Bathymodiolus azoricus (Kádár et al., 2008). Bien qu’aucune étude cyto-enzymatique n’ait

été réalisée chez des Lucinidae ayant subit un jeûne prolongé, il est probable que chez

C. orbiculata, il y ait consommation des bactéries symbiotiques. Brissac et al. (2009) ont

d’ailleurs montré qu’au cours d’une période de jeûne prolongé, il y avait diminution des

bactéries détectables au CARD-FISH à l’intérieur du filament branchial sans expulsion de ces

dernières. Au contraire, chez L. pensylvanica la relation pourrait s’en rapprocher du fait de

l’absence de consommation des symbiotes.

Comme pour la décolonisation bactérienne, la recolonisation du tissu par les bactéries

entraîne une réorganisation du filament branchial de C. orbiculata. Ainsi, nous avons observé

une augmentation progressive de l’espace occupé par les bactériocytes ainsi que du contenu

en symbiotes de ces cellules, après avoir remis des individus décolonisés dans leur milieu

naturel (Gros et al., 2011).

3.2.2. Techniques de détection de la prolifération cellulaire

La réalisation de cette étude a nécessité d’optimiser l’incorporation du BrdU à l’ADN

eucaryote ainsi que sa détection par immunohistochimie. Il a donc fallu déterminer la

concentration et le temps d’incubation adéquat. La concentration choisie, 200 µg/ml, est celle

qui est généralement utilisée chez les petits vertébrés (Tighilet et al., 2007) auxquels on

injecte la solution deux heures avant de les sacrifier. Nous avons suivi le même protocole.

Des travaux menés sur des branchies de moules font mention de concentrations plus faibles :

40 µg/ml (Tighilet et al., 2007), 4 µg/ml (Martinez Exposito et al., 1994). Toutefois nos

premiers résultats sur coupes paraffine n’ayant pas donné satisfaction nous avons choisi de ne

pas travailler à faible concentration pour limiter l’effet de ce facteur. L’incorporation du BrdU

chez les bivalves est généralement réalisée par simple balnéation, car ces mollusques sont

souvent de grands filtreurs. Dans notre cas, les lucines sont connues pour filtrer peu et

l’essentiel de leurs apports énergétiques provient des produits de la symbiose (Fisher, 1990).

Afin de nous assurer de l’incorporation du BrdU, nous avons pris soin de compléter la

balnéation par l’injection d’une partie de la solution de BrdU à l’intérieur de la cavité palléale.

Concernant la détection du BrdU par immunohistochimie, il a également fallu adapter le

protocole, notamment pour l’étape de dénaturation de l’ADN. Celle-ci est indispensable car

l’anticorps ne peut reconnaître que le BrdU présent dans l’ADN simple brin (Leif et al.,

2004).


83

Le BrdU, utilisé ici comme marqueur de la prolifération cellulaire, est avant tout un marqueur

de la synthèse d’ADN puisqu’il s’y intègre en phase S du cycle cellulaire. Ceci rend possible

le fait que des cellules positives au BrdU ne soient pas des cellules néo-synthétisées, mais des

cellules en pleine réparation de leur ADN puisque la réparation de l’ADN nécessite la

synthèse d’ADN (Gratzner, 1982; Taupin, 2007).

Nos résultats ont montré que les cellules BrdU+ étaient toujours beaucoup plus nombreuses

que les cellules PH3+. Ceci s’explique par le fait que : (i) le BrdU intégré en phase S du cycle

cellulaire, subsiste durant la phase G2 et la phase M et, est encore détectable sur plusieurs

cycles de division (Martinez Exposito et al., 1994; Evarts et al., 1996), (ii) l’histone 3 est

phosphorylé en prophase et déphosphorylé en anaphase ce qui ne permet sa détection que sur

une courte période du cycle cellulaire (Hendzel et al., 1997; Dai et al., 2005).

3.2.3. Techniques de détection de l’apoptose

Selon le comité de nomenclature sur la mort cellulaire, celle-ci peut résulter de phénomènes

non apoptotiques (nécrose, autophagie ou kératinisation) ou apoptotiques (Kroemer et al.,

2009). L’apoptose, qui est un type de mort cellulaire programmée, se caractérise, entre autres,

d’un point de vue biochimique, par l’activation de protéines proapoptotiques de la famille des

Bcl-2, l’activation des caspases, la perméabilisation membranaire mitochondriale et la

fragmentation de l’ADN. De nombreuses méthodes, basées sur la détection de ces caractères

biochimiques ou sur la reconnaissance de caractéristiques morphologiques, sont utilisées pour

mettre en évidence l’apoptose (Willingham, 1999; Stadelmann & Lassmann, 2000; Barrett et

al., 2001; Rodriguez & Schaper, 2005). La plus employée est probablement la méthode

TUNEL (Rodriguez & Schaper, 2005). Cette technique est basée sur le marquage des

extrémités 3'-OH libres de l'ADN par la « terminal transferase » (TdT) qui catalyse l’ajout de

nucléotides dUTP couplés à un fluorochrome (Gavrieli et al., 1992). Toutefois, la

fragmentation de l’ADN n’est pas spécifique à l’apoptose et peut également résulter de la

nécrose ou d’autres altérations de l’ADN. C’est pourquoi cette technique doit être complétée

par d’autres méthodes permettant la détection des caractéristiques de l’apoptose. C’est le cas

par exemple de l’activation des caspases. Dans les cellules en bonne santé, la DNase

responsable de la fragmentation de l’ADN durant l’apoptose (CAD pour caspase activated

DNase) forme un complexe avec son inhibiteur l’ICAD (inhibitor of caspase activated

DNase). Durant l’apoptose, les caspases 3 et 7 libèrent le CAD, conduisant ainsi à la

fragmentation de l’ADN (Chang & Yang, 2000). Certains auteurs ayant relaté l’activation de


84

caspases dans des phénomènes non létaux, il n’est pas possible de se baser uniquement sur

leur détection pour mettre en évidence l’apoptose. Pour ce travail de thèse, nous avons donc

choisi de combiner la méthode TUNEL et la détection de la caspase-3. De manière générale,

dans nos résultats, les noyaux TUNEL+ étaient toujours plus nombreux que les noyaux

CASP3+. Cela peut être dû au stress environnemental qui provoquerait la fragmentation de

l’ADN après un jeûne prolongé ou après un retour soudain dans l’herbier. Cela peut

également s’expliquer par le fait que les fragments d’ADN sont détectables plus longtemps

que la caspase 3 (D’haeseleer et al., 2006).

3.2.4. Hypothèses permettant d’expliquer les

remaniements tissulaires au sein du filament branchial de

C. orbiculata

Les résultats obtenus chez C. orbiculata soulèvent plusieurs questions quant aux mécanismes

sous-jacents à la plasticité cellulaire et tissulaire du filament branchial :

i. Que deviennent les bactéries au cours du jeûne prolongé ?

ii. D’où proviennent les bactéries détectables dans le filament branchial après retour dans

l’herbier ?

iii. Que deviennent les bactériocytes au cours du jeûne prolongé ? Sont-ils éliminés par

apoptose ou sont-ils invisibles du fait d’une simple réduction de leur volume cellulaire ?

iv. D’où proviennent les bactériocytes après retour dans l’herbier ? Correspondent-ils à des

bactériocytes résiduels, jusqu’alors trop petits pour être visibles, qui auraient augmenté

leur volume cellulaire ? Sont-ils issus de la multiplication de ces bactériocytes résiduels?

Concernant le devenir des bactéries en décolonisation (i), après un mois d’expérimentation,

aucun rejet de symbiotes n’a pu être mis en évidence à l’aide du CARD-FISH dans l’eau des

bacs contenant les Lucinidae maintenus en eau de mer filtrée (Brissac et al., 2009). Ceci reste

à confirmer par d’autres techniques, mais ces résultats, mis en lien avec la détection de la

digestion enzymatique des bactéries intracellulaires chez un autre Lucinidae (Liberge et al.,

2001) nous amènent à penser qu’il pourrait y avoir digestion enzymatique des symbiotes par

l’hôte. Des pistes de travail sur ce point seront développées dans le chapitre Conclusion

générale et perspectives.

L’origine des bactéries en recolonisation (ii), sera développée au Chapitre 3.


85

Plusieurs hypothèses sont envisageables pour expliquer les remaniements tissulaires au sein

de la zone latérale et répondre aux interrogations concernant le devenir des bactériocytes en

décolonisation et leur origine en recolonisation (iii et iv). Quatre hypothèses, résumées à la

figure 30, peuvent ainsi être émises:

A. Le nombre de bactériocytes augmente par division cellulaire ou diminue par apoptose

en fonction de la quantité de bactéries présentes dans le filament branchial. L’origine

des nouvelles cellules se trouverait essentiellement dans la zone latérale.

B. Le nombre de bactériocytes ne varie pas, mais leur volume fluctue (augmentation ou

réduction) en fonction de la quantité de bactéries qu’ils ont à stocker.

C. Le nombre et le volume de bactériocytes varient en fonction de la quantité de bactéries

présentes dans le filament branchial. L’origine des nouvelles cellules se trouvant

essentiellement dans la zone latérale. Cette hypothèse est en fait une combinaison des

deux précédentes.

D. Le nombre et le volume de bactériocytes varient en fonction de la quantité de bactéries

présentes dans le filament branchial. L’origine des nouvelles cellules se trouvant

essentiellement dans les ponts tissulaires.

La plasticité du filament branchial pouvant s’expliquer soit par la variation du volume des

cellules soit par la variation de leur nombre, dans les cas où la plasticité ne résulte pas

d’une variation du nombre, nous supposons qu’elle est due à une varition du volume.

Ainsi, dans ces différentes hypothèses, la diminution de volume est déduite de l’absence

de variation du nombre.


86


87

Figure 30 : Représentation schématique des quatre hypothèses permettant d'expliquer les remaniements tissulaires au

sein des filaments branchiaux chez Codakia orbiculata.

3.2.5. Eléments de réponse

Les résultats obtenus durant ce travail donnent une série d’indices qui permettront de

sélectionner l’hypothèse la plus probable.


88

Tout d’abord, nous avons montré que des divisions éparses de cellules différenciées

pouvaient avoir lieu dans tout le filament branchial. L’importance de ce type de division varie

en fonction du type cellulaire concerné et du délai de décolonisation ou de recolonisation

étudié. Nous avons par exemple observé des bactériocytes BrdU+ uniquement à T0, alors que

les hémocytes BrdU+ étaient présents à tous les délais étudiés et qu’aucune immunoréactivité

au BrdU n’a été détectée au niveau des cellules à grains. Au niveau de la zone ciliée, nous

avons toujours observé des cellules BrdU+. Ce qui reflète leur fort taux de renouvellement.

Deuxièmement, et de manière plus surprenante, nous avons mis en évidence l’existence

d’importantes zones de prolifération cellulaire au niveau des ponts tissulaires de la

branchie. Ces zones de prolifération, observées uniquement entre quatre et huit jours de

recolonisation, semblent être des aires préférentielles de division des cellules de la branchie

chez les Codakia. Deux types de cellules présentaient une immunoréactivité importante au

BrdU et à la PH3 :

Des cellules intercalaires reconnaissables par leur forme en trompette et leur noyau

apical. Leur fonction est encore mal connue. Il a été proposé qu’elles produisent de

nouveaux bactériocytes (Fiala-Médioni & Métivier, 1986; Reid & Brand, 1986). D’après

nos résultats et au vu de la position de leur noyau, cette hypothèse nous semble peu

probable. Il a également été proposé que ces cellules modulent la surface de contact des

bactériocytes avec l’eau de mer en fonction des paramètres physico-chimiques de l’eau

(Frenkiel et al., 1996) mais chez C. orbiculata elles semblent recouvrir peu le pôle apical

des bactériocytes (Gros et al., 1997, Gros et al., 2011).

Des cellules indifférenciées possédant un noyau basal. Ces cellules sont vides de

bactéries, de grains ou de mucus. Il pourrait s’agir de cellules indifférenciées, qui, au vu

de la position de leurs noyaux, se différencieraient en bactériocytes, cellules à grains ou

en mucocytes, en fonction des conditions environnementales. Elles migreront par la suite

dans la zone latérale comme cela a été décrit dans l’intestin des mammifères par exemple

(Sancho et al., 2003). Une étude récente, menée sur les vers tubicoles profonds de la

famille des Siboglinidae, a proposé l’existence d’un tissu spécifique, composé de cellules

souches unipotentes qui donneront des bactériocytes dans la région centrale du

trophosome (Pflugfelder et al., 2009). A l’aide de la microscopie électronique à

transmission, ils ont montré l’existence de bactériocytes « vides » qui pourraient

correspondre aux cellules indifférenciées que nous avons observées chez C. orbiculata.

Par analogie, nous pouvons suggérer l’existence, au niveau des ponts tissulaires de la

branchie de C. orbiculata, d’une zone spécifique constituée de cellules indifférenciées.


89

Il est intéressant de mettre en relation ces données et celles obtenues par Gros et al. (1997;

1998) sur l’ultrastructure des filaments de juvéniles aposymbiotiques, encore dépourvus de

ponts tissulaires, de Codakia orbicularis. Ces études ont montré l’existence de cellules

indifférenciées correspondant à de futurs bactériocytes dans la zone latérale. Ces cellules,

comme en attente, sont, au départ, dépourvues de bactéries et, au fur et à mesure d’un contact

prolongé entre ces juvéniles et le sédiment, ces bactériocytes voient leur volume

cytoplasmique augmenter pour contenir un nombre grandissant de bactéries infestant le

filament branchial. Nos résultats suggèrent qu’il existe également chez l’adulte des cellules

initialement vides de bactéries qui seraient capables de les acquérir au cours du temps.

Toutefois, la localisation des cellules indifférenciées n’est pas la même chez le juvénile et

chez l’adulte puisque, chez l’adulte, elles sont situées dans les ponts tissulaires.

Troisièmement, nous n’avons pas observé d’apoptose massive des bactériocytes après cinq

mois de jeûne prolongé. Nous n’avons pas non plus observé d’apoptose massive des cellules à

grains des individus aux premiers stades de recolonisation. Il faudrait toutefois étudier la mort

cellulaire durant les premiers mois de jeûne, pendant lesquels les bactériocytes sont encore

visibles, pour confirmer ceci.

3.2.6. Reconstitution du scénario et choix de l’hypothèse

permettant d’expliquer les remaniements tissulaires au

sein du filament branchial

A partir des trois éléments développés plus haut, le scénario de la plasticité cellulaire et

tissulaire du filament branchial chez C. orbiculata peut être reconstitué. De manière générale,

les bactériocytes existants peuvent se diviser de façon sporadique en fonction de l’abondance

des symbiotes. Après un jeûne prolongé, les bactéries symbiotiques n’étant plus disponibles,

certaines de ces cellules vont réduire leur volume tandis que les autres seront éliminées.

L’apport de nourriture et de soufre ayant été supprimé, les produits de la digestion seront

intégrés aux réserves, avant redistribution vers les différentes fonctions physiologiques.

Quand les bactéries symbiotiques et la nourriture sont de nouveaux disponibles dans le milieu,

les bactériocytes qui avaient réduit leur volume cellulaire l’augmentent et se remplissent

rapidement de symbiotes. Ceci a lieu durant les premiers jours de recolonisation, entre un et

quatre jours. Entre quatre et huit jours de recolonisation, les cellules indifférenciées,


90

localisées au niveau des ponts tissulaires se multiplient, vont potentiellement migrer au sein

de la zone latérale du filament branchial et se différencier en bactériocytes afin d’augmenter

le nombre de cellules hôtes déjà en place. La production de ces cellules est si importante

qu’après quinze jours de recolonisation, les bactériocytes sont plus nombreux qu’à T0. Les

cellules en excès sont éliminées par apoptose entre quinze et trente jours de recolonisation.

Ainsi, l’hypothèse D (le nombre et le volume de bactériocytes varient en fonction de la

quantité de bactéries présentes dans le filament branchial. L’origine des nouvelles cellules se

trouvant essentiellement dans les ponts tissulaires) correspondrait au scénario le plus probable

pour expliquer les remaniements tissulaires au sein de la zone latérale.

Chez le Veneridae Mercenaria mercenaria, en utilisant l’antigène nucléaire de prolifération

cellulaire (PCNA), Hanselmann et al. (2000) ont montré l’existence de cellules épithéliales

prolifératives à la base des branchies. Des cellules éparses, en prolifération, ont également été

observées tout au long de l’épithélium branchial de la moule Mytilus galloprovencialis

(Gómez-Mendikute et al., 2005). Toutefois, aucune étude sur les bivalves n’a clairement

établi l’existence de plusieurs voies de régénération des cellules de la branchie. Notre étude

est la première à rapporter le fait que le renouvellement du tissu branchial et notamment des

bactériocytes, se fait à la fois par multiplication de bactériocytes existants et par

différenciation de cellules indifférenciées. L’existence de plusieurs mécanismes de

régénération a déjà été démontrée dans plusieurs autres tissus. C’est le cas, par exemple, au

niveau des vaisseaux sanguins, où la régénération peut se faire grâce à des cellules

endothéliales préexistantes ou grâce à des cellules progénitrices endothéliales (Tepper et al.,

2003). Les cellules progénitrices résultent de la division asymétrique de cellules souches,

donnant une cellule souche et une cellule progénitrice déterminée, laquelle ne donnera que

des cellules spécialisées. Les sources d’hépatocytes impliqués dans la croissance du foie sont

également multiples. Les nouveaux hépatocytes proviennent de la réplication d’hépatocytes

déjà présents dans le tissu, mais aussi des cellules progénitrices et des cellules souches

(Fausto, 2004).

L’éclaircissement des mécanismes qui sous-tendent la plasticité tissulaire du filament

branchial des lucines, révèle la complexité de ces processus. Ces phénomènes de plasticité

combinent prolifération, apoptose et variation du volume cellulaire afin de maintenir

l’homéostasie du tissu et de contrôler la population symbiotique.


91

3.2.7. Cas des Hémocytes

Nous avons constaté la présence de cellules dans la lacune sanguine du filament branchial.

Ces cellules correspondent à des hémocytes. Chez les bivalves, leur rôle varie d’un type

cellulaire à l’autre (Hine, 1999), mais ils jouent souvent un rôle dans la phagocytose, la

réponse immunitaire, et la reconnaissance de particules étrangères. L’immunoréactivité au

BrdU et à la PH3 de ces cellules permet de dire qu’elles sont capables de se diviser dans la

lacune sanguine, suggérant que leur prolifération n’est pas cantonnée à un organe ou à une

zone spécifique, tel que cela a été décrit chez les crustacés (Johansson et al., 2000). Cette

information vient confirmer les résultats d’études précédentes menées sur des bivalves de la

famille des Veneridae, Mercenaria mercenaria (Hanselmann et al., 2000) et Ruditapes

philippinarum (Matozzo et al., 2008) et de la famille des Mytilidae du genre Mytilus (Zaldibar

et al., 2004; Gómez-Mendikute et al., 2005; Mayrand et al., 2005).

D’une manière générale, nos données expérimentales, obtenues par la méthode TUNEL ou

par le marquage de la caspase 3, concernant la mort cellulaire des hémocytes, sont

convergentes. La mort cellulaire des hémocytes a un niveau basal relativement élevé, comme

le confirment les résultats obtenus chez les palourdes témoins (T0), et les palourdes en

recolonisation bactérienne dans l’herbier (T5+8j et T5+15j). Cette forte mobilisation des

hémocytes, en permanence, pourrait refléter leur rôle immunitaire, et leur participation au

contrôle de la population bactérienne intégrée dans les bactériocytes avec leur capacité de

phagocytose.

C’est au délai de jeûne de 5 mois (T5) que nos résultats sont les plus remarquables. Une forte

prolifération cellulaire de ces cellules est associée à une mort cellulaire importante de ces

mêmes cellules. Ces résultats sous-tendent le fait que les hémocytes sont sensibles aux effets

de jeûne induits par le maintien en laboratoire en absence de soufre réduit et de nourriture, ce

qui entraînerait une forte mortalité de ces cellules. Parmi les études portant sur les effets des

conditions environnementales sur le système immunitaire des bivalves, quelques unes se sont

intéressées à l’effet du régime alimentaire sur les hémocytes (Carballal et al. 1998 ; Hégaret et

al. 2004 ; Delaporte et al. 2006). Toutefois, peu d’études se sont intéressées à l’effet des

restrictions alimentaires. C’est le cas de trois études menées sur des bivalves (Oubella et al.

1993 ; Delaporte et al. 2006 ; Butt et al. 2007) qui ont montré que les restrictions alimentaires

avaient des conséquences sur le système immunitaire des bivalves en mettant en évidence une

diminution du nombre d’hémocytes. Une étude menée chez C. virginica a également montré


92

que le jeûne total conduisait à une diminution de la taille et de la viabilité des hémocytes

(Hégaret et al. 2004).

Les hémocytes des bivalves sont capables de phagocyter des éléments étrangers à la cellule,

comme des bactéries pathogènes (Oubella et al., 1996; Allam et al., 2001), des particules de

latex (Nakayama et al., 1997) et des particules de carbone (Reade & Reade, 1976). Leur rôle

putatif dans l’élimination des déchets, suggéré par Reade Reade (1976), pourrait expliquer

le fort taux de division de ces cellules à T5, qui serait dû à une importante quantité de matériel

à dégrader (bactéries, cellules du filament branchial). La concomitance de la prolifération des

hémocytes et de leur mort pourrait s’expliquer par un fort taux de renouvellement de ce type

cellulaire au cours du jeûne. Le turnover important observé au niveau des cellules

immunitaires pourrait également s’expliquer par un mauvais état de santé des bivalves après 5

mois de jeûne. Toutefois des études supplémentaires manquent pour mieux comprendre la

longévité des cellules de l’hémolymphe des bivalves (Hégaret et al. 2004 citant Cheng, 1996).

3.3. Suivi des protéines

La capacité d’un organisme à résister à des périodes de jeûne dépend de la quantité de

réserves nutritives qu’il possède, mais également de la réponse adaptative au stress

alimentaire qu’il adopte. Celle-ci peut être comportementale et/ou physiologique. Dans le cas

des Lucinidae, l’étude du comportement s’avérant difficile, nous nous sommes intéressés à

l’étude de la physiologie. En cas de jeûne, le principal changement physiologique est la perte

de masse liée à l’utilisation des trois principaux « carburants physiologiques » que sont les

protéines, les lipides et les glucides.

Un animal bien nourri, qui n’est pas en phase de croissance, maintien une balance protéique

neutre dans laquelle le taux de protéines synthétisées est égal au taux de protéines dégradées,

tandis qu’un animal privé de nourriture présente une balance négative, où la dégradation des

protéines est en excès par rapport à leur synthèse.

Chez le rat Rattus norvegicus, des expériences de jeûne menées sur une longue période ont

montré une diminution de 29% des protéines totales (Cherel et al., 1992). Chez les vertébrés

marins, la consommation des protéines constitutives de l’organisme en cas de jeûne est

également observée dans diverses expériences menées chez les Téléostéens et notamment

chez la perche barramundi, Lates calcarifer (Glencross & Bermudes, 2011). Cette étude a


93

également montré que la perte en protéines est accentuée par l’augmentation de la température

de l’eau.

Bien que beaucoup moins étudiées, les conséquences du jeûne chez les invertébrés marins

semblent très proches de celles retrouvées chez les vertébrés pour ce qui est des protéines.

Chez les Veneridae Ruditapes decussatus et Venerupis pullastra au bout de 84 jours de jeûne,

les concentrations en protéines de l’ensemble du corps, ont diminué respectivement de 20 et

40% (Albentosa et al., 2007). Chez les Mactridae Rangia cuneata, après 134 jours d’inanition

les protéines ont été utilisées à 60% par tout l’organisme (Lane, 1986). Chez l’huître

Crassostrea gigas après 175 jours de jeûne, Riley (1976) observe une diminution de 55% de

la concentration en protéines dans l’ensemble du corps et de 25% dans la branchie. Toujours

chez C. gigas, après 405 jours, Whyte et al. (1990) observent une diminution de 67% des

protéines du corps.

Chez le modèle symbiotique Codakia orbiculata, nos résultats sont en accord avec ce schéma

puisque nous avons observé une diminution de 46,7% de la concentration en protéines des

branchies, durant les quinze mois (450 jours) de jeûne. Toutefois, chez L. pensylvanica, entre

T0 et T6 on observe une diminution de seulement 4,6%. Chez l’isopode Stenasellus virei,

après 180 jours de privation de nourriture la concentration en protéines totales du corps

diminue de 20% tandis que cette valeur atteint 20% en seulement 28 jours chez l’isopode

Asellus aquaticus (Hervant & Renault, 2002).Cette dernière espèce adopte une réponse

monophasique caractérisée par une diminution linéaire et importante de toutes ses réserves

énergétiques, tandis que S. virei adopte une réponse en trois phases, utilisant successivement

les différentes réserves. On peut supposer que les différences observées entre nos deux

modèles symbiotiques peuvent s’expliquer de la même manière. En effet, il se peut que

L. pensylvanica utilise successivement les principaux « carburants physiologiques » et que

l’utilisation des protéines soit tardive. D’ailleurs, de nombreux spécialistes des effets du jeûne

considèrent les protéines comme étant le carburant de dernier recours (McCue, 2010).

C. orbiculata pourrait au contraire utiliser bien plus rapidement ses réserves de protéines.

L’hypothèse d’une réponse monophasique rapide, telle celle présentée chez A. aquaticus,

semble peu probable vu la longévité des lucines en cas de jeûne. Des données

supplémentaires restent à acquérir sur l’utilisation des lipides et des glucides dans nos

modèles symbiotiques en décolonisation.

Le délai maximum de jeûne chez les bivalves que nous avons trouvé dans la bibliographie est

de 405 jours. Il concerne l’espèce non symbiotique Crassostrea gigas (Whyte et al., 1990).

C. orbiculata peut rester 450 jours sans apport de nourriture. La présence de symbiotes


94

pourrait être une source supplémentaire d’énergie consommable par C. orbiculata en cas de

jeûne. Pour information, en dehors des cas d’hibernation, le record chez les vertébrés est

détenu par l’anguille européenne Anguilla anguilla, capable de rester jusqu’à 1594 jours sans

se nourrir (Olivereau & Olivereau, 1997).

Chapitre 3 : Etude du mode

d’acquisitiOn des symbiotes et

de leur plasticite

Chapitre 3 : Etude du mode d’acquisition des symbiotes et de leur plasticité.

97

1. Matériel et méthodes

1.1. Matériel biologique

Les expériences conduites dans le cadre de l’étude du mode d’acquisition des symbiotes ont

été réalisées uniquement chez l’espèce Codakia orbiculata, tandis que les expériences menées

dans le cadre de l’étude de la plasticité des symbiotes concernaient à la fois C. orbiculata et

Lucina pensylvanica.

1.1.1. Collecte des échantillons, conditions de maintien et

de réinfection

Les individus de l’espèce C. orbiculata ont été collectés dans l’herbier à Thalassia testudinum

de l’îlet Cochon en Guadeloupe tandis que les individus de l’espèce L. pensylvanica, ont été

collectés dans l’herbier à T. testudinum de la presqu’île du François, en Martinique. Les

individus sont repérés dans l’herbier à l’aide de tournevis et de coutelas, puis ont été

récupérés à la main.

Les individus prélevés ont été maintenus au laboratoire dans les mêmes conditions que celles

décrites pour le jeûne au Chapitre 2. Chaque mois, plusieurs individus ont été prélevés au

hasard pour analyser les branchies en CARD-FISH, en cytométrie en flux et par spectrométrie

de fluorescence X (Figs. 31 ; 32).

Après une période de jeûne de 6 mois (T6), les symbiotes n’étant plus détectables chez

C. orbiculata, des individus ont été utilisés pour des expériences de réinfection allant de 2 à

31 jours (T6+2j à T6+31j) comme décrit au Chapitre 2. Les individus ainsi récupérés ont servi

aux expériences d’acquisition des symbiotes (actine, BrdU, CARD-FISH), et de

caractérisation des symbiotes par la cytométrie en flux et par la spectrométrie de fluorescence

X (Fig. 31).


98

Figure 31 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Codakia orbiculata

dans l’étude du mode d’acquisition des symbiotes et de leur plasticité.


périodes de jeûne en laboratoire. Le temps de jeûne est indiqué en mois (e.g. T6=6 mois de jeûne) et le retour

dans l’herbier en mois de jeûne + jours dans l’herbier (e.g. T6+4j=6 mois de jeûne remis 4 jours dans l’herbier).

En parallèle, 3 bacs de 5 individus servant de témoins aux expérimentations de réinfection,

ont été maintenus au laboratoire pendant 21 jours (T6+21j), i) en eau de mer filtrée à 0,22 µm

avec ajout de sulfure tous les 2 jours (à une concentration finale de Na2S de 50 µM), ii) en eau

de mer filtrée à 0,22 µm avec ajout de nourriture sous forme d’un mélange d’algues

unicellulaires (80% de Nannochloropsis sp. et 20% de Isochrysis tahiti à une concentration de

1000 cellules/ml), iii) en eau de mer filtrée à 0,22 µm avec à la fois ajout de sulfure et de

nourriture.


99

Figure 32 : Représentation schématique du protocole expérimental mis en œuvre chez Lucina pensylvanica

dans l’étude de la plasticité des symbiotes.


périodes de jeûne en laboratoire. Le temps de jeûne est indiqué en mois (e.g. T6=6 mois de jeûne).

Les individus C. orbiculata, non utilisés pour les expériences de réinfection ont été maintenus

en condition de jeûne jusqu’à 15 mois. La durée des expériences de jeûne pour les individus

L. pensylvanica a été de 14 mois.


100

1.2. Techniques de détection du mode d’acquisition des

symbiotes

1.2.1. Détection de la phagocytose

Protocole d’immunolocalisation de l’actine

Les coupes sont débarassées du milieu d’inclusion et réhydratées. Elles ont ensuite pré-incubé

dans une solution-tampon de PBS à 0,1 M contenant 2% de BSA ou Bovine Serum Albumin,

et 0,3% de Triton X-100, pendant 2 heures, à température ambiante. Les coupes ont ensuite

incubé en présence de l’anticorps primaire polyclonal anti-actine (Stressgen®

) (dilution

1 :500), pendant 2 heures, à température ambiante. Puis, l’excès d’anticorps primaire est rincé

dans 2 bains successifs de PBS à 0,1 M, pendant 10 minutes. Les coupes ont alors incubé en

présence de l’anticorps secondaire anti-lapin (Stressgen®) (dilution 1 :200), pendant 1 heure, à

température ambiante. L’élimination de l’excédent en anticorps secondaire se fait par deux

rinçages successifs de 10 minutes chacun dans du PBS à 0,1 M. L’étape d’amplification du

signal immunohistochimique démarre avec l’incubation des coupes dans 1 ml de tampon

d’amplification contenant 10 l d’eau oxygénée et 2 l de tyramide-FITC, pendant 15

minutes, à 37°C, et à l’obscurité. La tyramide a la particularité d’interagir avec les molécules

de HRP couplées à l’anticorps secondaire, ce qui permet d’amplifier le signal. Les coupes

sont ensuite rincées dans du PBS à 0,1 M pendant 10 minutes, dans de l’eau distillée pendant

une minute, puis passées à l’éthanol à 95% pendant 1 min.

1.2.2. Détection de la prolifération bactérienne

Protocole d’immunolocalisation du BrdU dans les cellules

procaryotes

Afin de savoir si le BrdU peut s’intégrer à l’ADN procaryote, des bactéries de type gram-

négatif Escherichia coli et Citrobacter sp. en phase de latence ont été cultivées sur milieu

liquide TSB (Trypticase Soy Broth, pH= 7.3 ± 0.2, durant 2 heures, à 37°C). En phase de

croissance exponentielle, elles ont incubé en présence d’une solution de BrdU (Sigma®

) à 200

g/ml réalisée en PBS 1X pendant 2 heures et 5 heures à 37°C. Les bactéries sont ensuite

fixées durant 2 heures à 4°C, dans une solution de PFA à 2% en PBS 1X. Elles sont ensuite


101

centrifugées 2 minutes à 8000 g. Une fois le surnageant éliminé, le culot bactérien est de

nouveau suspendu en PBS 1X. Il servira à la réalisation d’un frottis bactérien sur lequel on

effectuera la détection immunohistochimique du BrdU selon le même protocole que celui

utilisé pour la détection de l’actine, en utilisant l’anticorps primaire anti-BrdU monoclonal de

chez Dako® (650 mg/l, dilution 1/500) et l’anticorps secondaire anti-souris de chez AnaSpec

®

(dilution 1/200).

A chaque délai de réinfection analysé, 3 individus issus du protocole de réinfection ont incubé

dans une solution de BrdU (Sigma®) à 200 μg/ml réalisée en eau de mer filtrée à 0,22 µm,

pendant 2 heures à température ambiante. Les branchies sont ensuite fixées dans une solution

de PFA diluée à 2% dans de l’eau de mer filtrée à 0,22 µm, pendant 3 heures à 4°C. Elles sont

ensuite déshydratées et incluses. Les coupes de 5 µm subissent ensuite le protocole

d’immunolocalisation du BrdU qui comprend une étape de pré-incubation dans une solution-

tampon de PBS à 0,1 M contenant 2% de BSA et 0,3% de Triton X-100 pendant 5 heures, à

température ambiante. Vient ensuite un bain de Tris-Protéinase K à 0,5 µg/ml de 5 minutes à

37°C. Les coupes sont rincées en HCl 0,1 N à 4°C, pendant 10 minutes avant d’incuber en

HCl 2 N, pendant 1 heure. Après rinçage les coupes ont incubé en présence de l’anticorps

primaire, pendant 2 heures, à température ambiante. Les coupes sont ensuite rincées dans du

PBS 0,1 M pendant 10 min, dans de l’eau distillée pendant 1 minute puis à l’éthanol à 95%

pendant 1 minute avant d’être montées entre lames et lamelles.

Afin de mettre en évidence l’ADN symbiotique procaryote, les milieux de montage de toutes

les lames issues des protocoles d’immunohistochimie, ont été complétés avec du DAPI (100

µg/ml) qui est un marqueur de l’ADN. Les observations se font au microscope à

épifluorescence, microscope Nikon

Eclipse 80i, auquel est associée une caméra CCD

Nikon

DXM 1200F.

1.3. Techniques de détection des symbiotes

1.3.1. CARD-FISH

Les échantillons ont été traités selon le protocole de Pernthaler et al. (2002). Ce protocole est

décrit au chapitre 2. A la fin de l’hybridation, le signal est amplifié. Les coupes sont montées

entre lames et lamelles dans un milieu de montage complété avec du DAPI (100 µg/ml) afin


102

de marquer l’ADN. Elles sont ensuite observées au microscope à épifluorescence microscope

Nikon

Eclipse 80i, auquel est associée une caméra CCD Nikon

DXM 1200F.


103

1.4. Techniques de caractérisation des symbiotes

1.4.1. Caractérisation du contenu en soufre élémentaire

des symbiotes par la spectrométrie de fluorescence X

Principe

Figure 33 : Représentation schématique du principe de la spectrométrie de fluorescence X.

L’échantillon est soumis à des rayonnements émanant d’un tube à rayons X. Une faible proportion des rayons X

n’est pas absorbée (flèches discontinues) et est rétrodiffusée. Les rayons X absorbés vont, eux, exciter les

couches internes des atomes de l’échantillon en leur transmettant leur énergie. Cette énergie sera réémise sous

forme de photons X caractéristiques dont la détection puis l’analyse permettront de déterminer la composition

élémentaire de l’échantillon. Dans ce travail de thèse, il s’agit entre autres, de la détection du chlore (Cl), du

potassium (K), du calcium (Ca) et du soufre (S).

Cette technique a été réalisée en collaboration avec Thierry Césaire et Jean-Louis Mansot du

laboratoire GTSI (Groupe de Technologie des Surfaces et des Interfaces) de l’Université des

Antilles et de la Guyane. La spectrométrie de fluorescence X (Fig. 33) est une technique

d’analyse élémentaire couramment utilisée depuis les années 50. Elle permet, après une

préparation relativement simple des échantillons, d’en déterminer qualitativement et

quantitativement la composition chimique et ce, même pour des mélanges difficilement

séparables.

Dans le cadre de ce travail de thèse, la spectrométrie de fluorescence X a été utilisée pour

déterminer le soufre élémentaire présent dans la branchie. Cette technique ne permettant pas


104

de distinguer les formes chimiques des éléments, nous avons contourné ce problème en

adaptant le protocole. Pour chaque analyse, l’échantillon est divisé en deux fractions

identiques : l’une est traitée à l’éthanol absolu pour extraire de manière sélective le soufre

élémentaire S8 associé aux bactéries endosymbiotiques sulfo-oxydantes et l’autre non. Pour

chaque échantillon, la concentration en soufre élémentaire S8 a été obtenue en soustrayant la

valeur obtenue pour la fraction de l’échantillon traité à l’éthanol, de la valeur obtenue pour la

fraction non traitée.

Protocole

Toutes les portions de branchies utilisées pour ces analyses avaient une masse humide

minimale de 22 mg pour C. orbiculata et de 100 mg pour L. pensylvanica. Les branchies ont

été homogénéisées en eau de mer filtrée à 0,22 µm grâce à un broyeur de Dounce®. Les

broyats sont réalisés de façon à obtenir un volume final de 3 ml dont la concentration est de

7,33 mg/ml pour C. orbiculata et de 22,22 mg/ml pour L. pensylvanica. Les 3 ml de solution

sont répartis en deux fractions égales auxquelles sont ajoutées respectivement 1,5 ml d’eau de

mer filtrée à 0,22 µm. Les échantillons sont centrifugés à 10 000 g pendant 2 minutes, à 4°C.

Une fois le surnageant évacué, les culots sont mis en éthanol absolu pour la première fraction

et en eau de mer pour la seconde pendant 15 minutes. Après centrifugation, l’opération est

renouvelée 3 minutes, puis l’ensemble des échantillons est rincé en eau de mer filtrée. 3 ml

d’échantillons sont placés dans des porte-échantillons adaptés, puis analysés au spectromètre

de fluorescence X Panalytical® Axios PW2400 dont l’anode du tube à rayons X est en

rhodium (Rh). Les résultats sont traités à l’aide du logiciel Super Q.

1.4.2. Caractérisation du contenu génomique et de la taille

des symbiotes par la cytométrie en flux

Principe

La cytométrie en flux (CMF) est une technique qui permet une analyse multiparamétrique de

cellules isolées entraînées par un flux liquide (Fig. 34). L’échantillon contenant les cellules à

analyser est aspiré par une buse dans un conduit du cytomètre en flux contenant du liquide de

gaine. Le liquide de gaine provoque l’alignement des cellules en suspension. Celles-ci passent

les unes après les autres devant un laser d’argon (λexc = 488nm). Elles émettent alors deux


105

types de signaux : 1) la diffraction aux grands angles (SSC : side scatter) donnant la taille

relative des cellules (proportionnelle à la taille et à la granulosité du cytoplasme) et 2) la

fluorescence FL1 suite au marquage des cellules par le fluorochrome Sybr Green I.

Figure 34 : Représentation schématique du principe de la cytométrie en flux.

Chaque cellule analysée est affectée d’une valeur de SSC et d’une valeur de FL1, et apparaît

sous forme de point sur une représentation graphique appelée « cytogramme » ; l’ensemble

des cellules d’une population apparaît sous forme d’un nuage de points (représentation en

« dot plot »). Le cytogramme brut en « dot plot » peut être converti en « contour plot » ou

courbes d’isodensité par le logiciel d’analyse Cell Quest.

Pour cette étude, les échantillons ont été préparés au laboratoire et l’analyse en cytométrie en

flux a été réalisée par Audrey CARO et Patrice GOT du Laboratoire Ecologie des Systèmes

Marins Côtiers de l’université de Montpellier II. Le cytomètre utilisé est le FacsCalibur

(Becton Dickinson®) qui possède un laser d’argon dont la longueur d’onde d’excitation est de

488 nm. Cet appareil permet de détecter : la fluorescence rouge (FL3 : em > 670 nm), la

fluorescence orange (FL2 : 543 nm < em < 627 nm) et la fluorescence verte (FL1

500 nm < em < 560 nm), caractéristique du fluorochrome utilisé, ici le Sybr Green (λem=

530 nm).


106

Protocole

Avant de procéder à l’analyse par cytométrie en flux, les endosymbiotes sont extraits des

branchies et purifiés selon le protocole décrit par Caro et al. (2007). Pour ce faire, les

branchies sont disséquées, puis homogénéisées dans 3,5 ml d’eau de mer filtrée à 0,22 µm

grâce à un broyeur de Dounce®. Toutes les étapes qui suivent sont réalisées à 4°C pour éviter

la multiplication d’éventuelles bactéries contaminantes. L’homogénat est centrifugé à 30 g

pendant 1 minute, puis le surnageant est centrifugé à 400 g pendant 2 minutes. Le culot, qui

concentre les bactéries, est suspendu dans 1,5 ml d’eau de mer filtrée. Cette suspension est

déposée sur un gradient de Percoll (Sigma®) dilué en tampon imidazole 2,5X, dont la

concentration varie en fonction de l’espèce et de la durée du jeûne. En effet, cette méthode de

purification est basée sur les différences de densité entre le symbiote et les organites des

cellules hôte. Le jeûne provoquant une diminution de la densité des symbiotes due à une perte

en S8, la concentration de Percoll fixée à 60% chez les T0 est ajustée au cours de l’expérience.

Aux stades les plus avancés de jeûne, la concentration en Percoll était de 30%. Une fois

déposée sur le gradient, la suspension est centrifugée à 1000 g pendant 6 minutes. Le culot est

rincé dans 1 ml d’eau de mer filtrée puis centrifugé à 400 g, pendant 2 minutes. Une fois le

surnageant évacué, le culot est suspendu dans 1,6 ml d’eau de mer filtrée et fixé en PFA à 1%,

1 à 2 heures, à 4°C avant d’être conservé à -80°C jusqu’à analyse.

Une fois les symbiotes purifiés, leur taille relative et leur contenu en acide nucléique ont été

analysés par cytométrie en flux. La solution purifiée est diluée (1/1000) en eau de mer. Les

acides nucléiques sont marqués à l’aide du SYBR green I (Molecular Probes, Eugene, OR)

dilué au 10 000 ème

selon la méthode décrite par Marie et al. (1997). Deux lots de billes

fluorescentes (1 et 2 µm) (Polysciences, Inc.), servant de référence de taille pour les

symbiotes, sont ajoutés aux échantillons. Des billes, non fluorescentes, de concentrations

connues, nommées TrueCount (Becton Dickinson Biosciences), sont également ajoutées aux

échantillons. Elles permettront de déduire le volume analysé. Le liquide de gaine (NaCl 30‰)

est filtré sur une membrane de 0,22 µm. Les analyses sont effectuées à faible vitesse (18

µl/min) et l’acquisition s’effectue pendant 2 minutes, correspondant à environ 20 000 cellules

analysées. La fluorescence des symbiotes marqués au SYBR Green I, reflète leur contenu en

acides nucléiques et est détectée via le canal FL1 (530 nm). Le SSC est utilisé comme

indicateur de la taille relative des cellules.


107

2. Résultats

2.1. Variation du nombre de symbiotes détectables au CARD-

FISH

Nous avons montré au Chapitre 2, que chez Codakia orbiculata (Figs. 35A-C), le nombre de

bactéries endocellulaires détectables par hybridation CARD-FISH diminuait progressivement

au fil des mois de jeûne. Au bout de 6 mois de jeûne, il n’y a plus de bactéries, détectables à

l’aide du CARD-FISH ou des marqueurs ADN/ARN, dans les bactériocytes. Les individus,

vides de symbiotes détectables par les techniques employées au cours de ce travail, replacés

dans leur biotope naturel, présentent à nouveau des bactéries détectables dans les

bactériocytes. Les résultats des expériences de jeûne et de réinfection ont été répétés sur 15

lots différents d’environ 70 C. orbiculata, prélevés de l’herbier à différents moments de

l’année. Chez Lucina pensylvanica (Figs. 35D-E), après 6 mois de jeûne, le nombre de

bactéries symbiotiques détectables par les mêmes méthodes, ne semble pas diminuer.

2.2. Mode d’acquisition des bactéries symbiotiques

Les expériences préliminaires réalisées pour élaborer le protocole expérimental

d’immunolocalisation de l’actine et du BrdU nous ont montré que les durées de fixation en

PFA de 2 ou 24 heures conduisent à des résultats similaires.

2.2.1. Immunolocalisation de l’actine

Les analyses immunohistochimiques montrent que la protéine d’actine est exprimée au pôle

apical de certains bactériocytes, et uniquement de ce type cellulaire, chez des individus T0 de

C. orbiculata (Fig. 36). Les cellules positives à l’actine ne constituent pas la majorité des

bactériocytes et semblent ne pas être cantonnées à une région particulière de la zone latérale.

L’immunoréactivité à l’actine ne se retrouve pas dans tous les filaments branchiaux.


108

Figure 35 : Evolution des populations symbiotiques de Codakia orbiculata et Lucina pensylvanica analysées par

CARD-FISH.

(A) Chez un individu T0 de C. orbiculata, la sonde eubactéries (EUBIII) permet l’hybridation des endosymbiotes

qui apparaissent colorés en vert grâce au FITC. Les bactéries symbiotiques occupent la totalité du volume

cytoplasmique des bactériocytes (bc). La zone ciliée (zc) n'est pas hybridée. (B) Chez un individu T6 de C.

orbiculata, il n’y a pas de signal et les bactériocytes semblent dépourvus de symbiotes. (C) Chez un individu

T6+4j de C. orbiculata, les symbiotes sont de nouveau présents dans les bactériocytes (bc). (D) Chez un individu

T0 de L. pensylvanica, l’hybridation des endosymbiotes avec la même sonde montre la présence de très

nombreux symbiotes le long de la zone latérale des filaments branchiaux aussi bien à T0 (D) qu’à T6 (E).


109

Figure 36 : Micrographies en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata témoins.

Sur un même champ d’observation :(A) Illustrations de l’ immunoréactivité cellulaire à l’actine chez un individu

T0 (B) Observation à plus fort grossissement de l’expression de l’actine. zc : zone ciliée ; flèche : zone

d’immunoréactivité.

Chez les individus ayant jeûné 6 mois, aucune expression de l’actine n’a été détectée par

immunohistochimie. Il en va de même pour les individus recolonisés 2 jours (T6+2j). En

revanche, la quasi-totalité des bactériocytes présentait une immunoréactivité à l’actine chez

les individus ayant jeûné 6 mois et recolonisés 8 jours (T6+8j) (Fig. 37). Le marquage occupe

toute la longueur du filament dans la zone latérale, et est absent de la zone ciliée. Il est

localisé au niveau du pôle apical des bactériocytes, la partie centrale du filament restant

immuno-négative. Ce marquage se superpose parfaitement à la contre-coloration DAPI des

symbiotes, suggérant que l’internalisation de bactéries compétentes libres dans

l’environnement, mobilise le cytosquelette d’actine aux pôles apicaux des bactériocytes.

2.2.2. Immunolocalisation du BrdU

Les expériences préliminaires de validation du protocole BrdU ont été concluantes. Ainsi,

quel que soit le délai d’incubation, 2 heures ou 5 heures, en présence d’une solution de BrdU

(200 g/ml), le frottis bactérien montre que les bactéries intègrent le BrdU au cours de leur

division cellulaire. Comme l’illustre la figure 38, une stricte superposition entre le marquage

bleu DAPI (Fig. 38A) (marquage de l’ADN bactérien d’Escherichia coli) et le marquage vert

FITC (Fig. 38B) (marquage des molécules de BrdU) est observée, ce qui montre bien

l’intégration du BrdU au sein du génome bactérien. Ce résultat est confirmé par le fait que la

culture bactérienne non incubée en présence de BrdU, présente bien un marquage au DAPI

(Fig. 38C), mais pas de marquage au FITC (Fig. 38D).


110

Figure 37 : Micrographies en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata ayant jeûné 6 mois et

recolonisé 8 jours.

Sur un même champ d’observation : Illustrations (A) de l’ immunoréactivité cellulaire à l’actine révelée au FITC

et (B) des noyaux (N), et de l’ADN bactérien, marqués au DAPI chez un individu T6+8j. (C) Superposition des

marquages. flèche : zone d’intérêt montrant la colocalisation de la protéine d’actine et des bactéries

symbiotiques, exclusivement situées aux pôles apicaux des bactériocytes.

La même expérience menée sur des cultures de Citrobacter sp. conduit à des résultats

identiques.

En dépit de la nette augmentation des bactéries détectables au CARD-FISH chez les individus

recolonisés (T6+2j, T6+4j, T6+8j, T6+15j), aucune immunoréactivité au BrdU de ces bactéries

intracellulaires n’a été détectée comme l’illustrent les figures 25 (T5+8j, chapitre 2) et 39

(T6+4j).


111

Figure 38 : Micrographies en microscopie à fluorescence de frottis bactériens d’Escherichia coli. (gram-).

Sur un même champ d’observation : (A) Comparaison de l’ADN bactérien révélé au DAPI et (B) de l’ADN

bactérien ayant intégré le BrdU révélé au FITC d’une solution bactérienne cultivée en présence de BrdU. (C)

Comparaison de l’ADN bactérien révélé au DAPI et (D) de l’ADN bactérien ayant intégré le BrdU révélé au

FITC d’une solution bactérienne cultivée en l’absence de BrdU.

Toutefois, comme le montrent les résultats BrdU du Chapitre 2, le protocole BrdU fonctionne

puisque certains noyaux d’échantillons déshydratés, inclus et auxquels on a retiré la résine se

sont révélés positifs au BrdU.


112

Figure 39 : Micrographie en microscopie à fluorescence de branchies de Codakia orbiculata ayant jeûné 6 mois puis

recolonisé 4 jours puis incubé en présence de BrdU.

Illustration de l’absence d’immunoréactivité des bactéries intracellulaires au BrdU chez un individu T6+4j. zc :

zone ciliée. Les points verts, présents dans la zone ciliée et dans la zone latérale, ne correspondent pas à des

bactéries car ils ne sont pas colorés au DAPI.

2.3. Suivi des populations bactériennes symbiotiques

2.3.1. Caractérisation du contenu en soufre élémentaire

des symbiotes par la spectrométrie de fluorescence X

Chez Codakia orbiculata

Chez un individu fraîchement collecté, la concentration en soufre élémentaire, donnée par le

rapport Sdissous/Cl est de 0,057. La courbe d’évolution de la concentration en soufre S8 en

fonction du temps, montre une décroissance rapide en début de jeûne pour atteindre une

valeur nulle après 1,5 mois (Fig. 40A). Cette valeur est atteinte alors que des symbiotes sont

encore détectables dans la branchie. La teneur en soufre élémentaire reste nulle jusqu’à la fin

des 15 mois de jeûne.


113

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0 1,5 4 9 15

Rap

po

rt d

e c

on

trat

ion

S/C

l

Durée du jeûne (mois)

Soufre total (S/Cl)

soufre après soustraction du soufre élémentaire (S/Cl alcool)

Soufre élémentaire (S/Cl -S/Cl alcool)

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0 8 15 31

Rap

po

rt d

e c

on

cen

trat

ion

S/C

l

Durée de retour dans l'herbier (Jours)

Soufre total (S/Cl)

soufre après soustraction du soufre élémentaire (S/Cl alcool)

Soufre élémentaire (S°=S/Cl-S/Cl)

Figure 40 : Evolution du soufre chez Codakia orbiculata.

(A) Evolution du soufre chez C. orbiculata au cours du jeûne. (B) Evolution du soufre chez C. orbiculata au

cours de la recolonisation. Les concentrations en soufre sont exprimées sous la forme d’un rapport S/Cl, le chlore

de l’eau de mer étant l’étalon interne de quantification (concentration constante en chlore dans les différentes

suspensions). Les courbes bleue et rouge correspondent respectivement à l’évolution de la concentration de

soufre total dans les broyats bruts de branchies et après traitement des broyats à l’éthanol absolu (extraction

sélective du soufre élémentaire S8) en fonction du temps de jeûne des spécimens. La courbe verte, obtenue par

différence entre les deux premières courbes, correspond ainsi à l’évolution de la concentration de soufre

élémentaire S8 dans les spécimens en fonction de la durée du jeûne.

A

B

Rap

po

rt d

e c

on

cen

trat

ion

S/C

l


114

La courbe d’évolution de la concentration en soufre S8 en fonction du temps montre une très

faible augmentation du soufre S8 entre 0 et 15 jours de retour dans l’herbier (Fig. 40B). La

majeure partie du soufre élémentaire est acquise entre 15 et 31 jours de retour dans l’herbier

soit après le début de la réapparition des bactéries à l’intérieur de la branchie. Sur cet

intervalle, le rapport Sdissous/Cl pour le soufre élémentaire est pratiquement multiplié par 30. Il

va de pair avec l’augmentation des bactéries détectables en CARD-FISH. Notons qu’après 31

jours de recolonisation, ce rapport dépasse largement la valeur observée chez un individu

fraîchement collecté (0,057) puisqu’il est de 0,17. A ce délai le nombre de bactéries

détectables en CARD-FISH semble également plus important qu’à T0 (non illustré).

Chez Lucina pensylvanica

Chez un individu fraîchement collecté, la concentration en soufre élémentaire, donnée par le

rapport Sdissous/Cl est de 0,149 soit plus de 2,5 fois la concentration observée chez

C. orbiculata. La courbe d’évolution de la concentration en soufre S8 en fonction du temps

montre également une décroissance rapide en début de jeûne. La concentration en S8 est

divisée par 9,31 au bout de 3 mois de jeûne. Cette valeur reste à peu près stable jusqu’à 6

mois de jeûne. Au bout de 8 mois, elle est quasi-nulle (0,007) (Fig. 41) bien que de nombreux

symbiotes restent encore détectables dans la branchie.

Figure 41 : Evolution du soufre chez Lucina pensylvanica au cours du jeûne.

Rap

po

rt d

e c

on

cen

trat

ion

S/C

l


115

Les concentrations en soufre sont exprimées sous la forme d’un rapport S/Cl, le chlore de l’eau de mer étant

l’étalon interne de quantification (concentration constante en chlore dans les différentes suspensions). Les

courbes bleue et rouge correspondent respectivement à l’évolution de la concentration de soufre total dans les

broyats bruts de branchies et après traitement des broyats à l’éthanol absolu (extraction sélective du soufre

élémentaire S8) en fonction du temps de jeûne des spécimens. La courbe verte, obtenue par différence entre les

deux premières courbes, correspond ainsi à l’évolution de la concentration de soufre élémentaire S8 dans les

spécimens en fonction du temps de jeûne.

2.3.2. Caractérisation du contenu génomique et de la taille

des symbiotes par la cytométrie en flux

Chez Codakia orbiculata

La fraction symbiote de la branchie a été isolée puis analysée en cytométrie chez 10 individus

T0 et a conduit à des résultats similaires. Chez un individu fraîchement collecté (T0), on

distingue une unique population symbiotique, homogène, avec des niveaux de fluorescence

(correspondant au contenu génomique) (FL1=0,93) et de taille relative (SSC=0,24)

relativement faibles (Fig. 42A). Le paramètre SSC, qui est généralement utilisé comme

« proxy » de la complexité des cellules, est un bon « proxy » de la taille des symbiotes car les

granules sont constitués de soufre élementaire dont la concentration diminue au cours du

jeûne en même temps que la taille des cellules. Au cours du jeûne, l’analyse de 3 individus

« réplicats » à T1, T2, T3, T4, T5 et T6 a montré que la taille relative des symbiotes ainsi que

leur contenu génomique diminuent rapidement. Si l’on considère que la plus petite valeur de

FL1 correspond à un équivalent génome (0,06=1n), alors à T0 les symbiotes de C. orbiculata

présentent quatre équivalents génome (4n). Entre T1 et T5 ils possèdent un équivalent génome.

En effet, dès le premier mois de jeûne, le contenu génomique a été divisé par 11,6 (0,08) et la

taille relative moyenne des bactéries qui constituent les populations symbiotiques, a été

divisée par 8,5 (0,11). Ces valeurs restent relativement constantes jusqu’à 6 mois de jeûne

(Fig. 42C) où les symbiotes possèdent deux équivalents génome. A ce stade, où les symbiotes

ne sont plus détectables en CARD-FISH et ont une teneur en soufre élémentaire nulle, leur

taille moyenne est divisée par 23 par rapport à T0 (0,04). On distingue alors deux sous-

populations symbiotiques qui se mettent en place progressivement durant le jeûne (Fig. 42B),

laissant apparaître une hétérogénéité au niveau de la population.


116

Figure 42 : Analyses par cytométrie en flux des populations de bactéries sulfo-oxydantes symbiotiques hébergées par

Codakia orbiculata durant le jeûne.

Diagrammes de contour d’isodensité des populations symbiotiques (A) chez un individu à T0, (B) chez un

individu à T4 et (C) chez un individu à T6. (D) Sur ce graphique, chaque point représente la valeur moyenne de

SSC et FL1 obtenue à partir de plusieurs populations « réplicats », associées aux intervalles de confiance. Pour

chaque « réplicat », la population symbiotique est caractérisée par une valeur de SSC et de FL1 (barycentres)

calculée en faisant la moyenne des valeurs de SSC et de FL1 obtenues pour chaque cellule symbiotique de la

population. Les valeurs données correspondent à la moyenne de 10 « réplicats » pour le T0 et 3 « réplicats » pour

les autres temps. Toutes les valeurs de SSC et de FL1 présentées sur cette figure sont normalisées en fonction de

billes fluorescentes de 2 µm (étoile). P : population symbiotique.

Chez les individus replacés dans leur milieu naturel (Fig. 43), on observe dès le 4ème

jour,

délai auquel la réapparition des symbiotes est sans équivoque en CARD-FISH, une

augmentation progressive de la taille relative des symbiotes qui est multipliée par 10,5 (0,42)

par rapport à la valeur obtenue à T6 (0,04), mais qui reste environ 2 fois moins élevée que la

valeur obtenue à T0 (Fig. 43C). Cette augmentation se poursuit jusqu’au 14ème

jour, où la taille

relative moyenne des bactéries symbiotiques dépasse largement la valeur obtenue à T0 (1,32

D


117

contre 0,93). Le processus de recolonisation bactérienne se traduit par l’augmentation du

contenu génomique des symbiotes. En considérant que la plus petite valeur de FL1


Codakia orbiculata durant la recolonisation.

Diagrammes de contour d’isodensité des populations symbiotiques (A) chez un individu à T6 et (B) chez un

individu à T6+21j. (C) Sur ce graphique, chaque point représente la valeur moyenne de SSC et FL1 obtenue à

partir de plusieurs populations « réplicats », associées aux intervalles de confiance. Pour chaque « réplicat », la

population symbiotique est caractérisée par une valeur de SSC et de FL1 (barycentres) calculée en faisant la

moyenne des valeurs de SSC et de FL1 obtenues pour chaque cellule symbiotique de la population. Les valeurs

données correspondent à la moyenne de 10 « réplicats » pour le T0 et 3 « réplicats » pour les autres temps.

Toutes les valeurs de SSC et de FL1 présentées sur cette figure sont normalisées en fonction de billes

fluorescentes de 2 µm (étoile). P : population symbiotique.

correspond à un équivalent génome (1n), l’augmentation du contenu génomique des

symbiotes peut être traduite en équivalent génome. On observe qu’entre T6 et T6+21j, les

symbiotes de C. orbiculata passent de deux équivalents génome (2n) à quatre équivalents


118

génome (4n). En effet, à partir du 8ème

jour, et jusqu’au 14ème

jour, la fluorescence moyenne

réémise par les symbiotes, reflétant le contenu génomique, est doublée (0,15 contre 0,37). La

fluorescence atteint alors une valeur supérieure à celle observée chez les T0 (0,37 contre 0,24).

Après 21 jours de recolonisation des bactériocytes par les symbiotes, les valeurs moyennes de

SSC et de FL1 des symbiotes sont comparables à celles d’un T0. Contrairement au T0, on note

une hétérogénéité pour les valeurs de SSC (Fig. 43B) au sein de la population replacée 21

jours dans le milieu naturel, montrant que toutes les cellules de la population symbiotique ne

récupèrent pas leurs tailles relatives initiales de façon synchronisée. Comme à T0 (Fig. 43A),

on ne distingue plus qu’une seule population.

Chez Lucina pensylvanica

Les symbiotes purifiés, obtenus à partir des 10 individus analysés chez cette espèce à T0,

(Fig. 44C), présentent des niveaux de SSC et de FL1 nettement supérieurs à ceux obtenus

chez C. orbiculata. En effet, la taille relative moyenne des symbiotes de L. pensylvanica est

2,6 fois supérieure à celle des symbiotes de C. orbiculata et le contenu génomique (représenté

par la fluorescence réémise) est 1,7 fois supérieur. Il est possible de distinguer deux sous-

populations symbiotiques à T0, montrant une hétérogénéité en termes de taille relative et

contenu génomique au niveau de la population (Fig. 44A). L’analyse de 3 individus

« réplicats » à T1, T2, T3, T4, T5 et T6 a montré une diminution progressive de la taille des

symbiotes (Figs. 44B-C) au cours du jeûne. Comparativement à la valeur obtenue à T0 (2,4),

la taille moyenne des symbiotes a été divisée par 1,3 à T1, et 2 à T2. Cette valeur reste

constante jusqu’à T4, temps à partir duquel la taille relative moyenne recommence à chuter. A

T6, la valeur obtenue a été divisée par 8,3 par rapport à la valeur obtenue à T0. Elle reste

toutefois 2,5 fois supérieure à la valeur obtenue chez les individus T6 de C. orbiculata.

Parallèlement à la diminution de la taille relative, le contenu génomique moyen des symbiotes

augmente durant les 4 premiers mois de jeûne, passant de 0,4 à T0 à 0,7 à T4, avant de

diminuer progressivement jusqu’à T6 où il atteint 0,3, soit une valeur proche de celle obtenue

à T0. Ainsi, en considérant que la plus petite valeur de FL1 pour cette espèce correspond à un

équivalent génome (0,2=1n), le nombre d’équivalents génome va de 2n à T0 à 1n à T6 en

passant par 4n à T4. L’hétérogénéité des populations, observée à T0, persiste durant le jeûne

puisqu’à T6 on observe deux sous-populations (Fig. 44B).


119


Lucina pensylvanica durant le jeûne.

Diagrammes de contour d’isodensité des populations symbiotiques (A) chez un individu à T0 et (B) chez un

individu à T6. (C) Sur ce graphique, chaque point représente la valeur moyenne de SSC et FL1 obtenue à partir

des plusieurs populations « réplicats », associées aux intervalles de confiance. Pour chaque « réplicat », la

population symbiotique est caractérisée par une valeur de SSC et de FL1 (barycentres) calculée en faisant la

moyenne des valeurs de SSC et de FL1 obtenues pour chaque cellule symbiotique de la population. Les valeurs

données correspondent à la moyenne de 10 « réplicats » pour le T0 et 3 « réplicats » pour les autres temps.

Toutes les valeurs de SSC et de FL1 présentées sur cette figure sont normalisées en fonction de billes

fluorescentes de 2 µm (étoile). P : population symbiotique.


120

3. Discussion

3.1. Mode d’acquisition des bactéries symbiotiques

Nous avons montré qu’à partir d’individus adultes au sein desquels plus aucun symbiote n’est

détectable en CARD-FISH (individus décolonisés), il est possible de réobtenir des individus

symbiotiques semblables aux T0 (individus recolonisés). Ces résultats ont été répétés sur plus

de 15 lots différents d’environ 70 individus. Ils nous apportent des éléments de réflexion

quant au mode d’acquisition des symbiotes.

3.1.1. Hypothèses permettant d’expliquer le mode

d’acquisition des bactéries symbiotiques de C. orbiculata

Une fois les individus T6 de Codakia orbiculata remis dans l’herbier, ils sont de nouveau en

présence de soufre réduit et de la forme libre des symbiotes présents dans l’environnement

(Gros et al., 2003).

Deux hypothèses peuvent alors expliquer la détection des bactéries symbiotiques dans les

bactériocytes après quelques jours dans l’herbier :

-une multiplication rapide de symbiotes résiduels non détectés au CARD-FISH après 6 mois

de jeûne et qui, une fois dans les conditions environnementales optimales, se diviseraient pour

remplir les bactériocytes.

Figure 45 : Hypothèse d’une multiplication intracellulaire des symbiotes en recolonisation.


121

-une acquisition de bactéries environnementales compétentes. En effet, Gros et al. (2003), ont

montré la présence de la forme libre du symbiote dans le sédiment des herbiers à Thalassia

testudinum.

Figure 46 : Hypothèse d’une acquisition environnementale des symbiotes en recolonisation.


Les résultats obtenus durant ce travail donnent une série d’indices qui permettront de choisir,

parmi ces deux hypothèses, la plus probable.

Tout d’abord, nous avons montré qu’en privant les individus adultes de nourriture et de soufre

réduit, pendant 6 mois, il était possible d’éliminer grandement les bactéries symbiotiques de

la branchie et d’obtenir, ainsi, des individus quasi-aposymbiotiques que nous avons appelé

décolonisés. Ces résultats ont été obtenus après observations au microscope des analyses

CARD-FISH et de la contre-coloration au DAPI. Ils ont été répétés sur plus de 15 lots

différents. Les résultats ont été répétés de manière systématique sur toutes les coupes

analysées quelle que soit la partie de la branchie. Nos résultats sont confirmés par l’absence

d’amplification du gène codant pour l’ARNr 16S des symbiotes par PCR (Gros et al., 2011).

Toutefois, bien que l’analyse en cytométrie en flux ne nous ait pas permis de quantifier


122

précisément les symbiotes, cette technique a révélé la présence de bactéries symbiotiques à 6

mois de jeûne. Les purifications de symbiotes ayant été réalisées en eau de mer filtrée, ces

bactéries peuvent provenir de l’eau de mer présente entre les filaments branchiaux, ou de

symbiotes résiduels non détectés par la technique du CARD-FISH ce qui constituerait une des

limites de cette technique.

Nous avons également montré qu’il y avait réapparition et augmentation progressive des

bactéries intracellulaires chez les individus adultes décolonisés réintroduits dans l’herbier à

T. testudinum. Là encore, ces résultats, obtenus après analyses CARD-FISH et contre-

coloration au DAPI, sont confirmés par Gros et al. (2011), qui ont à nouveau amplifié le gène

de l’ARNr 16S à partir de broyats de branchies d’individus réintroduits dans leur milieu

naturel. Par ailleurs, des lots d’individus témoins ont été constitués au laboratoire à partir

d’individus décolonisés, maintenus en eau de mer filtrée. L’eau de ces bacs a été supplée en

sulfure et en algues. Aucun des témoins n’a présenté de symbiotes détectables à l’aide du

CARD-FISH, du DAPI ou de la PCR. Ceci laisse à penser que c’est bien la disponibilité en

symbiotes qui explique la réapparition des bactéries intracellulaires au sein des bactériocytes.

-Parallèlement à cela aucune division de bactéries intracellulaires n’a été observée chez les

individus adultes recolonisés. En effet, nous n’avons pas noté d’intégration du BrdU chez les

symbiotes, alors même que leur nombre augmentait dans les bactériocytes. Les témoins

réalisés à partir de bactéries cultivables, nous ont pourtant montré que l’incorporation du

BrdU est possible et détectable au moyen des techniques immunohistochimiques classiques

chez des bactéries gram-négatives Escherichia coli et Citrobacter sp.. L’incorporation du

BrdU par des bactéries a déjà été démontrée dans d’autres études, permettant ainsi la détection

de bactéries du sol (Artursson & Jansson, 2003), d’une vingtaine d’espèces de bactéries

marines (Pernthaler et al., 2002), d’E. coli (Szkaradkiewicz et al., 2000), de Staphylococcus

epidermis (Rani et al., 2007; Broekhuizen et al., 2010). Toutefois, il est possible que les

symbiotes de C. orbiculata ne puissent pas incorporer le BrdU car toutes les bactéries ne sont

pas capables de l’assimiler même quand elles sont métaboliquement actives (Overmann,

2006). Certaines souches de bactéries, notamment de E. coli et de Bacillus subtilis ne peuvent

incorporer le BrdU à moins de présenter une mutation affectant la synthèse de la thymidine

(Hewitt et al., 1967; Coote & Binnie, 1986). Deux études récentes, menées dans le laboratoire

de Monika Bright, sur des organismes associés à des bactéries sulfo-oxydantes gram-

négatives, n’ont pas montré d’incorporation du BrdU par les symbiotes (Kloiber et al., 2009;

Pflugfelder et al., 2009). Notons que l’obtention de noyaux marqués sur des échantillons


123

déshydratés, fixés, inclus, prouve que le protocole BrdU que nous avons appliqué fonctionne

sur coupe.

Nous avons également observé la présence de nombreuses bactéries aux pôles apicaux de

la plupart des bactériocytes au cours des premiers jours de recolonisation. A cela, s’ajoute la

mobilisation du cytosquelette d’actine, parfaitement superposable aux marquages des

bactéries apicales des bactériocytes. L’actine est connue pour être impliquée dans les

phénomènes d’endocytose (Engqvist-Goldstein & Drubin, 2003) et plus spécifiquement dans

la phagocytose de bactéries pathogènes (Rottner et al., 2005). Bien que certains pathogènes,

comme Vibrio tapetis responsable de la maladie de l’anneau brun chez le Veneridae

Ruditapes philippinarum (Paillard, 2004; Flye-Sainte-Marie et al., 2008), pénètrent les tissus

de leur hôte via des lésions de l’épithélium, d’autres sont capables de bouleverser

l’organisation du cytosquelette d’actine pour favoriser leur internalisation. L’endocytose de

bactéries symbiotiques se retrouve également dans le modèle végétal Sinorhizobium–

Medicago (Jones et al., 2007).

Des observations d’ouvertures dans la membrane des bactériocytes, indiquant une endocytose

possible des bactéries, ont été faites chez plusieurs espèces de bivalves symbiotiques comme

Bathymodiolus azoricus et B. heckerae (Salerno et al., 2005), Maorithyas hadalis (Fujiwara et

al., 2001), B. thermophilus, Thyasira flexuosa, Lucinella divaricata (Le Pennec et al.,

1988).C’est également le cas chez d’autres espèces de mollusques associés à des bactéries

thioautotrophes comme les gastéropodes des sources hydrothermales Alviniconcha hessleri

(Endow & Ohta, 1989) et Ifremeria nautilei (Windoffer & Giere, 1997). Toutefois, compte

tenu du caractère figé de la microscopie à transmission, il est difficile d’affirmer qu’il s’agit

effectivement de preuves d’endocytose et non d’exocytose.

Bien que le cytosquelette d’actine soit également mobilisé durant les processus d’exocytose

(Battey et al., 1999), au vu des résultats obtenus dans cette étude, il est peu probable que

l’immunoréactivité à l’actine soit l’expression du processus d’exocytose. L’expulsion des

symbiotes au moment même de leur réapparition dans la branchie paraît improbable. Brissac

et al. (2009) ont d’ailleurs montré que la diminution des bactéries symbiotiques détectables en

CARD-FISH durant le jeûne n’était pas en lien avec leur expulsion dans l’eau de

l’environnement, puisqu’aucun symbiote n’a été détecté dans l’eau des bacs contenant des

individus maintenus en jeûne. Des expériences complémentaires permettant de confirmer

l’endocytose seront proposées dans le chapitre Conclusion générale et perspectives.


124

Il est intéressant de noter que chez Codakia orbiculata, seuls les bactériocytes présentent ce

type de marquage ce qui confirme le lien entre la mobilisation du cytosquelette d’actine et

l’apparition des symbiotes.

Notons également que le cytosquelette d’actine était également mobilisé aux pôles apicaux de

quelques bactériocytes, et uniquement de ce type cellulaire, chez des individus fraîchement

collectés de l’herbier. Ceci laisse à penser qu’une internalisation des bactéries est possible

tout au long de la vie des individus. Bien que l’acquisition soit souvent restreinte à un stade de

vie spécifique, comme le stade juvénile chez le calamar Euprymna scolopes (Nyholm &

McFall-Ngai, 2004) ou le stade larvaire après colonisation du substrat chez certains vers

tubicoles des sources hydrothermales (Nussbaumer et al., 2006), certains symbiotes peuvent

accéder à leur hôte durant la majeure partie de la vie de ce dernier. L'acquisition

d’endosymbiotes au stade adulte a été décrite chez très peu d’organismes. Elle est connue

chez les coraux associés aux algues unicellulaires Symbiodinium (Baker, 2001) ainsi que chez

certains végétaux symbiotiques. Ainsi, la transmission des symbiotes à partir d’un stock

environnemental est largement documentée chez les légumineuses associées à des bactéries

fixatrices d’azote du genre Rhizobium, dont l’acquisition peut se faire tout au long de la

croissance de la plante (Gage, 2004) et chez les végétaux associés à des cyanobactéries (Rai et

al., 2000).

Chez les invertébrés marins associés à des bactéries chimioautotrophes, peu d’études se sont

intéressées à la transmission des symbiotes chez les adultes. Au cours d’expériences menées

en laboratoire, Kádár et al. (2005) ont montré que les moules Bathymodiolus azoricus adultes,

privées de sulfure pendant 30 jours accusaient une perte substantielle en symbiotes et, étaient

ensuite capables d’en réacquérir une fois remises en présence de sulfure. Ces nouvelles

infections seraient dues à une contamination passive à partir des bactéries libérées dans le

milieu par des individus n’ayant pas perdu leurs symbiotes. En observant la diversité des

symbiotes et leur répartition, Verna et al. (2010) ont émis l’hypothèse d’une acquisition

continue des endosymbiotes hétérotrophes tout au long de la vie des vers Siboglinidae Osedax

frankpressi, qui se nourrissent directement des os des baleines.

Notre travail vient compléter les rares études menées sur l’acquisition des endosymbiotes

chez les adultes.

La transmission environnementale des symbiotes a été clairement mise en évidence chez les

juvéniles de plusieurs invertébrés marins associés à des bactéries, tels les vers Siboglinidae du


125

genre Osedax (Goffredi et al., 2007; Rouse et al., 2009; Verna et al., 2010) ou des genres

Riftia, Tevnia et Oasisia des sources hydrothermales (Nussbaumer et al., 2006).

Chez les moules du genre Bathymodiolus, les expériences de réinfection en laboratoire et les

observations cytologiques dont nous avons fait mention plus haut (Le Pennec et al., 1988;

d r et al., 2005), ainsi que des analyses génétiques (Won et al., 2003; Won et al., 2008),

ont prouvé l’existence d’un mode de transmission horizontal. Toutefois, ce modèle

symbiotique pourrait être un exemple d’organisme possédant un mode mixte de transmission

des symbiotes puisque des indices de transmission verticale ont été apportés par Cary et al.

(1993). La transmission mixte des symbiotes a été clairement démontrée chez les

Vesicomyidae des sources hydrothermales (Stewart et al., 2008). Elle existe également chez

les parasites Microsporidia comme Amblyospora connecticus qui infecte le moustique Aedes

cantator avec pour hôte intermédiaire le copépode Acanthocyclops vernalis (Dunn & Smith,

2001).

Il existe un large faisceau d’indices, apportés par des études antérieures sur le mode

d’acquisition des symbiotes chez les juvéniles des espèces du genre Codakia :

(i) Aucun symbiote n’a été détecté dans les gonades, les gamètes, les œufs, les embryons et

les jeunes larves de bivalves (Gros et al., 1996; Gros et al., 1997; Gros et al., 1998).

(ii) Les symbiotes peuvent être acquis par des juvéniles aposymbiotiques à partir de sédiment

naturel (Gros et al., 1996).

(iii) La forme libre du symbiote a été détectée dans l’habitat des ces lucines (Gros et al.,

2003).

Notre étude vient élargir le faisceau des indices permettant de conclure à une acquisition

environnementale des endosymbiotes de C. orbiculata et permet de généraliser ce processus à

tout le cycle de vie de l’individu.

3.1.3. Reconstitution du scénario et choix de l’hypothèse

permettant d’expliquer le mode d’acquisition des bactéries

symbiotiques de Codakia orbiculata

D’après ces différents éléments, il semble que l’hypothèse d’une multiplication des bactéries

intracellulaires (hypothèse 1) soit l’hypothèse la moins probable pour expliquer le

renouvellement du stock de bactéries symbiotiques chez C. orbiculata. A contrario, les


126

résultats apportés par cette étude montrent que le renouvellement des symbiotes se ferait selon

l’hypothèse 2. Ainsi, l’acquisition de nouvelles bactéries symbiotiques se ferait, chez

C. orbiculata, par phagocytose, aux pôles apicaux des bactériocytes, de bactéries compétentes

libres dans l’environnement, et ce, tout au long de la vie de l’individu.

3.2. Plasticité des symbiotes bactériens

Les résultats, obtenus lors des expériences de décolonisation et de recolonisation bactériennes

du filament branchial, nous amènent à nous interroger sur les effets d’un jeûne prolongé et

d’une réintégration dans la branchie, sur les symbiotes.


Les analyses cytométriques, menées sur les modèles symbiotiques C. orbiculata et

L. pensylvanica, ont été réalisées selon les protocoles décrits chez un autre Lucinidae,

Codakia orbicularis à T0 (Caro et al., 2007) et durant un jeûne prolongé de 4 mois (Caro et

al., 2009). En se basant sur le fait que des études antérieures, menées sur les branchies de six

espèces de Lucinidae, dont C. orbiculata, C.orbicularis, Lucina pensylvanica, ont mis en

évidence un seul type de gène bactérien ARNr 16S amplifié par PCR (Durand & Gros, 1996b;

Durand & Gros, 1996; Gros et al., 2000; Gros et al., 2003), Caro et al. (2007) ont considéré la

branchie de C. orbicularis comme étant le lieu d’une culture bactérienne monospécifique,

comparable à une culture pure. Ainsi le FL1, qui correspond à l’intensité de fluorescence des

éléments marqués par le SYBR green I, peut être considéré comme reflétant le contenu

génomique des symbiotes présents dans les bactériocytes, le taux d’ARN marqué par ce

fluorochrome étant deux fois moins important que le taux d’ADN (Lebaron et al., 1998). De

ce fait, l’augmentation de la fluorescence traduit une augmentation du contenu génomique et

vice-versa. Ces conclusions ont été transposées aux modèles de cette étude. L’analyse du

contenu en acide nucléique des cellules individuelles, peut se faire facilement par cytométrie

en flux. Cette approche a été utilisée dans plusieurs études sur des bactéries aquatiques,

comme la bactérie pathogène du saumon Yersinia ruckeri (Thorsen et al., 1992), Alteromonas

haloplanktis (Lebaron & Joux, 1994) ou des microcosmes bactériens (Gasol et al., 1999;

Lebaron et al., 2001).

Le second paramètre d’analyse par cytométrie en flux utilisé ici, est le SSC. Il reflète

généralement la taille relative des bactéries mais, la particularité des symbiotes de


127

C. orbicularis qui possèdent des grains de soufre intracellulaires, a conduit à en faire à la fois

un « proxy » de la taille et de la granulosité des cellules, ces deux paramètres étant

indissociables (Caro et al., 2007). Là encore, ces conclusions ont été transposées aux modèles

de cette étude.

Chez les individus T0 de C. orbiculata, nos résultats montrent que la population bactérienne

est homogène et ne peut être subdivisée en fonction du contenu génomique ou de la taille

relative des cellules, alors qu’à ce même stade, chez C. orbicularis, il n’existe pas moins de

sept sous-populations (Caro et al., 2007). Chez L. pensylvanica, la population symbiotique se

divise à T0 en deux sous-populations de taille relative importante, qui diffèrent par leur

contenu génomique. En effet, la population P1 peut être considérée comme étant à fort

contenu en acide nucléique, et la population P2 comme étant à faible contenu en acide

nucléique.

Si l’on considère la plus petite valeur de FL1 comme étant équivalente à une copie de génome

(1n), alors à T0 les symbiotes de C. orbiculata (4n) possèdent un génome 2 fois plus important

que L. pensylvanica (2n). Chez C. orbicularis, les individus fraîchement collectés présentent

six copies de génomes. D’après Caro et al. (2007), la présence de multiples copies de génome

est caractéristique des bactéries à croissance rapide et traduit la présence de multiples

fourches de réplication. Ces auteurs suggèrent que la réplication du génome symbiotique est

autorisée par l’hôte mais, que la division cellulaire qui devrait en résulter, est bloquée par la

sécrétion interne de molécules bactériostatiques par le bactériocyte. Il leur semble également

possible que cette inhibition se fasse par le biais du quorum sensing (Whiteside & Munglani,

1998; Miller & Bassler, 2001; Waters & Bassler, 2005). Ce mécanisme renseigne chaque

bactérie sur la densité de sa population. Une fois le quorum atteint, toutes les bactéries

peuvent agir de concert pour une même fonction (virulence, bioluminescence…), en régulant

l'expression de gènes cibles grâce à la sécrétion et la détection dans le milieu environnant de

petites molécules "signal" auto-inductrices. Les expériences préliminaires menées à partir

d’extrait des branchies de trois Lucinidae (Codakia orbicularis, Lucina pensylvanica et

Phacoides pectinatus), montrent que les molécules auto-inductrices, impliquées dans

l’inhibition de la cytodiérèse des symbiotes des Lucinidae, seraient de type homosérine

lactone (Olivier Gros, communication personnelle).

Chez les Lucinidae, le contrôle des bactéries, avant leur intégration par phagocytose dans les

bactériocytes de la branchie, pourrait se faire par le biais des hémocytes. Les hémocytes, qui


128

participent à la défense interne de l’organisme, vont phagocyter les organismes étrangers et

les éliminer en sécrétant des espèces réactives de l’oxygène toxiques. Pour ce faire, ces

cellules vont migrer dans le tissu et se lier à l’organisme étranger avant de le phagocyter

(Lopez-Cortes, 1999).A notre connaissance, il s’agit des seules cellules de la branchie pour

lesquelles un rôle phagocytaire a déjà été mis en évidence, en dehors des bactériocytes pour

lesquels notre étude suggère une activité phagocytaire. La reconnaissance de l’organisme

étranger entraîne une réponse moléculaire des hémocytes. Toutefois, certaines bactéries

peuvent contourner le système de défense de l’organisme hôte en dérégulant les voies de

signalisation impliquées dans la reconnaissance et la phagocytose. Chez la moule Mytilus

edulis (Canesi et al., 2005) et l’ormeau Haliotis tuberculata (Travers et al., 2009), la

transduction du signal implique la voie de la MAP kinase p38 (p38 mitogen-activated protein

kinase), protéine impliquée dans la réponse cellulaire au stress, la différenciation cellulaire,

l’apoptose mais également la défense de l’organisme (Plotnikov et al., 2011; Seger et al.,

1995). Il en va de même chez la moule symbiotique des profondeurs Bathymodiolus azoricus

(Bettencourt et al. 2009). Dans le cas de l’ormeau Haliotis tuberculata, la réponse

moléculaire des hémocytes varie en fonction de la souche de Vibrio harveyi. Contrairement à

la souche non virulente, la souche virulente est capable d’inhiber la réponse hémocytaire en

retardant la phosphorylation de la MAP kinase p38 ce qui lui permet de se multiplier

rapidement au sein du sérum et d’induire une septicemie (Travers et al., 2009). La recherche

de voies de signalisation impliquées dans la phagocytose au niveau des hémocytes et surtout

au niveau des bactériocytes, cellules dont le rôle phagocytaire était jusqu’alors inconnu chez

les bivalves symbiotiques, devrait permettre de confirmer le rôle phagocytaire de ces cellules

et d’identifier les acteurs moléculaires de la transduction du signal en réponse à la présence

des bactéries sulfo-oxydantes.

Les analyses effectuées en cytométrie en flux lors du présent travail montrent que les

bactéries présentent de plus grandes vacuoles de soufre ce qui induit une taille moyenne des

symbiotes plus importante à T0 chez les deux espèces étudiées que durant les mois de jeûne.

De plus, les analyses en spectrométrie de fluorescence X montrent qu’à ce délai, les teneurs

en soufre élémentaire sont également plus importantes qu’au cours du jeûne. L’analyse de la

teneur en soufre élémentaire en fonction de taille des symbiotes, chez les T0 de C. orbicularis,

a également montré que la teneur en soufre élémentaire augmentait avec la taille relative des


129

symbiotes (Caro et al., 2007). Ainsi, les plus grosses cellules bactériennes permettent le

stockage de plus de soufre.

Chez C. orbiculata, les observations réalisées au MET à T0 (Olivier Gros, communication

personnelle), montrent que les bactériocytes présentent, à leurs pôles apicaux, de petites

bactéries tandis qu’aux pôles basaux, il s’agit de grosses bactéries. Cette tendance à héberger

des symbiotes de tailles différentes semble s’accentuer avec le jeûne, ce qui crée

progressivement deux sous-populations distinctes. Ainsi à T6, P2 comprend les symbiotes de

plus grande taille et de plus fort contenu en acide nucléique, alors que P1 comprend les

symbiotes de plus petite taille et de plus faible contenu en acide nucléique. Rappelons

toutefois que la taille relative et le contenu génomique des symbiotes diminuent

progressivement au cours du jeûne. Au cours du premier mois de jeûne, la taille des bactéries

est divisée par 8 et les variations au cours des mois suivants sont bien plus faibles ce qui laisse

supposer que les bactéries les plus grosses disparaissent les premières.

Chez L. pensylvanica, le nombre de sous-populations ne varie pas durant le jeûne. Toutefois,

comme chez C. orbiculata, la taille relative des symbiotes diminue durant le jeûne mais le

contenu génomique présente une toute autre tendance. On observe en effet, une augmentation

du contenu génomique entre T0 (2n) et T4 (4n), puis une diminution de ce contenu jusqu’à la

dernière mesure à T6 (1n). Cette courbe en cloche a également été décrite chez C. orbicularis

dans les mêmes conditions de jeûne, avec une augmentation du contenu génomique entre T0

(6n) et T1 (15n), suivie d’une diminution jusqu’à la dernière mesure à T3 (1n) (Caro et al.,

2009). Les bactéries qui possèdent un fort contenu génomique sont des bactéries

particulièrement actives (Gasol et al., 1999). L’augmentation du contenu génomique des

bactéries pourrait être due au fait que, pendant le jeûne, les symbiotes restants cherchent à se

multiplier sans toutefois pouvoir achever leur division.

Un cas similaire de contrôle eucaryote du cycle cellulaire et de la différenciation des

symbiotes a été mis en évidence chez le modèle rhizobium-légume (Mergaert et al., 2006).

Ces auteurs ont montré que des molécules végétales, présentes dans les nodules de certaines

légumineuses, provoquaient des réplications répétées du génome des symbiotes et bloquaient

la division bactérienne.

Les résultats, obtenus grâce à la spectrométrie de fluorescence X, montrent que le S0 est

présent au plus 1,5 mois chez Codakia orbiculata puisqu’à T1,5 la valeur de soufre

élémentaire devient nulle. Ceci confirme les résultats obtenus par Lechaire et al. (2008) qui


130

ont montré que Codakia orbicularis utilise le soufre élémentaire, stocké dans l’espace

périplasmique des bactéries, en cas d’épuisement des sulfures dans l’environnement. D’après

cette étude, les granules denses aux électrons de l’espace périplasmique sont composés de

soufre élémentaire ou d’un mélange de soufre élémentaire et de sulfates (S042-

). Au bout de 6

semaines de jeûne, la composition des granules change, ils ne contiennent plus de soufre

élémentaire mais uniquement des sulfates. Chez Lucina pensylvanica, il semble que

l’utilisation du soufre élémentaire peut se prolonger un peu plus de 8 mois puisque la valeur

enregistrée à T8 n’atteint pas encore zéro.

Des mesures biochimiques réalisées sur des Vesicomyidae maintenus en captivité, ont permis

de quantifier la perte en S0 chez deux espèces de cette famille en montrant une diminution du

S0 d’environ 6 à 8 mg par jour chez Calyptogena kilmeri et d’environ 1 à 2 mg chez par jour

Calyptogena pacifica (Goffredi et al., 2004).

Rappelons qu’après un mois d’expérimentation en condition de jeûne, aucun rejet de

symbiotes n’a pu être mis en évidence à l’aide du CARD-FISH dans l’eau des bacs contenant

les Lucinidae maintenus en eau de mer filtrée (Brissac et al., 2009) ce qui suggère une

probable digestion enzymatique des symbiotes par l’hôte. Il est toutefois difficile de dire si ce

processus résulte d’un besoin de régulation de la population symbiotique, ou si c’est le signe

d’un transfert trophique du symbiote vers l’hôte. De nombreuses études se sont intéressées à

la contribution des symbiotes à la relation symbiotique, en terme d’échanges trophiques, en

utilisant l’autoradiographie (Felbeck, 1983; Fisher & Childress, 1986; Distel & Felbeck,

1988; Bright et al., 2000) et les ratio isotopiques (Rau & Hedges, 1979; Rau, 1981a; Rau,

1981b; Brooks et al., 1987; Conway et al., 1989; Conway & McDowell Capuzzo, 1991;

Johnson et al., 1994) montrant l’existence d’un transfert à l’hôte de carbone inorganique fixé

par le symbiote.

Les produits, résultant de la fixation du carbone par les symbiotes, peuvent être transférés

directement à l’hôte (Prechtl et al., 2004; Kneip et al., 2008) ou indirectement par digestion

lysosomiale des symbiotes (Fiala-Médioni & Métivier, 1986; Herry et al., 1989; Fiala-

Medioni et al., 1990; Epstein et al., 1998; Ott et al., 2005). Cette activité lysosomiale a été

largement décrite chez les bivalves (Le Pennec & Hily, 1984; Southward, 1986; Le Pennec et

al., 1988; Fiala-Medioni et al., 1990; Fiala-Medioni et al., 1994; Frenkiel & Moueza, 1995;

Liberge et al., 2001; Goffredi et al., 2004; Kádár et al., 2008). Le contrôle de la prolifération

de pathogènes tels Vibrios tapetis, met également en jeu une augmentation de l’activité


131

lysosomiale dans les fluides extrapalléaux et dans l’hémolymphe du Veneridae Ruditapes

philippinarum (Allam & Paillard, 1998; Allam et al., 2000). Les études antérieures réalisées

chez les Lucinidae, ont montré la présence de bactéries partiellement détruites associées à des

structures lysosomiales chez des individus de l’espèce C. orbicularis fraîchement collectés

(Frenkiel & Moueza, 1995). Chez un autre Lucinidae, Phacoides pectinatus, ces observations

s’accompagnent de la détection d’enzymes lysosomiales dans la vacuole entourant certaines

bactéries symbiotiques, ou au niveau d’agrégats de bactéries à un stade avancé de dégradation

(Liberge et al., 2001). Toutefois, aucune étude cyto-enzymatique n’a été réalisée chez des

Lucinidae ayant subit un jeûne prolongé. Des pistes de travail sur ce point seront développées

au chapitre Conclusion générale et perspectives.

En comparant les séquences du gène codant pour l’ARN 16s, Brissac (2009) a montré que les

symbiotes de C. orbiculata et L. pensylvanica appartiennent à des clades bactériens différents.

Une récente étude menée sur 17 espèces de Lucinidae a montré l’existence de trois clades

chez les symbiotes des Lucinidae (Clade A, B et C) (Brissac et al., 2011). Ceci pourrait

expliquer les différences de comportement observées au cours du jeûne chez les deux modèles

symbiotiques, notamment en matière d’évolution des contenus génomiques. Nos résultats

montrent que les symbiotes de L. pensylvanica sont de plus grande taille. Ils peuvent ainsi

stocker plus de soufre élémentaire et fournir l’énergie nécessaire à la production de dérivés

carbonés plus longtemps. Ces éléments expliqueraient pourquoi après 14 mois de jeûne, les

branchies de ce bivalve ne sont toujours pas purgées des symbiotes.

La décolonisation bactérienne du filament branchial de L. pensylvanica n’ayant été que

faiblement amorcée après 14 mois de jeûne, nous n’avons pas effectué d’expérience de

recolonisation chez cette espèce.

Parallèlement à l’augmentation du nombre de bactéries observées après CARD-FISH, les

analyses effectuées en cytométrie en flux chez les individus C. orbiculata réinfectés, montrent

une augmentation progressive de la taille des symbiotes qui commence à T6+4j et se poursuit

jusqu’à T6+14j. Ainsi, les symbiotes semblent grossir durant les premiers jours de recrutement.

L’analyse par spectrométrie en flux du soufre élémentaire présent dans la branchie montre que

la proportion en S8 est faible durant les 15 premiers jours de recolonisation. Elle est multipliée

par 27 entre 15 et 31 jours. Ainsi, les symbiotes nouvellement acquis, stockent

progressivement le soufre élémentaire dans leur espace périplasmique.


132

Les symbiotes nouvellement acquis seraient particulièrement actifs puisqu’ils possèdent un

fort contenu génomique (Gasol et al., 1999). L’augmentation du contenu génomique des

bactéries traduit ici une réplication intensive du génome, sans pour autant que cela ne se

traduise par une division des bactéries, bloquée probablement par la sécrétion d’une molécule

bactériostatique émise par l’hôte ou par le phénomène de quorum sensing comme cela a été

suggéré par Caro et al. (2007).

De manière intéressante, après 31 jours de recolonisation le signal observé après CARD-FISH

est plus intense que celui observé à T0 (voir Chapitre 2). De même, les proportions de S8

observées à T6+31j sont également supérieures à celles observées à T0. Il en va de même pour

la taille relative des bactéries, supérieure à T6+21j à la taille relative des bactéries à T0. La mise

à disposition soudaine de nouvelles bactéries après 6 mois de jeûne semble conduire l’hôte à

constituer un stock de symbiotes plus important que le stock d’un T0 pour tenter de résorber

rapidement les carences accumulées. Le nouveau lot de bactéries est progressivement ramené

à une taille normale puisqu’après quelques mois, aucune différence dans l’intensité des

signaux n’est perceptible après CARD-FISH (observation personnelle, non illustrée).

Plusieurs techniques permettent de repérer le soufre chez des organismes symbiotiques. La

microanalyse en énergie filtrée (EFTEM) a permis de détecter la présence de soufre

élémentaire S0 dans l’espace périplasmique des bactéries et un mélange de soufre élémentaire

et de sulfates dans le cytoplasme des bactéries symbiotiques de C. orbicularis (Lechaire et al.,

2008) ou dans de petites vésicules situées aux pôles basaux des bactériocytes de Phacoides

pectinatus (Lechaire et al., 2006). Toutefois, pour éviter le lessivage du soufre élémentaire par

l’alcool, cette technique doit être couplée à de la cryofracture. Il en va de même pour

l’analyse par dispersion d’énergie des rayons X (EDX) couplée à un microscope électronique

à transmission. Ces techniques nécessitent une préparation longue et coûteuse. Elles

requièrent également des compétences techniques avancées. La spectroscopie Raman, quant à

elle, permet la détection rapide du soufre S8 chez les organismes symbiotiques car elle

nécessite peu de préparation et permet l’analyse d’organismes vivants. Elle a d’ailleurs été

utilisée au sein du laboratoire, pour caractériser l’ectosymbiose du nématode de mangrove

Eubostrichus dianae, ainsi que l’endosymbiose du bivalve C. orbicularis (Himmel et al.,

2009).


133

3.2.2. Reconstitution du scénario permettant d’expliquer le

devenir des symbiotes chez les Lucinidae

Au cours du jeûne, les bactéries symbiotiques disparaissent progressivement en commençant

par les plus grosses. On peut penser que l’hôte contrôle la densité de la population bactérienne

par digestion enzymatique. En condition limitante de sulfure et de nourriture, il tend à utiliser

l’avantage symbiotique jusqu’à épuisement des réserves en soufre élémentaire des bactéries,

c'est-à-dire jusqu’à ce que l’oxydation du soufre ne soit plus possible et ne fournisse plus

l’énergie nécessaire à la production de dérivés carbonés via le cycle de Calvin par exemple.

L’avantage initialement apporté par l’association avec les endosymbiotes n’est plus, mais les

besoins en carbone de l’hôte, nécessaires au maintien de son métabolisme de base, subsistent.

La longévité des bactéries ayant épuisé leurs réserves en soufre élémentaire, pourrait

s’expliquer par leur faculté à oxyder les molécules thiosulfates présentes naturellement dans

l’eau de mer. Ce processus qui fournit moins d’énergie, ne permet sans doute que le maintien

du métabolisme de la bactérie. Le modus vivendi de cette relation symbiotique « donnant-

donnant » n’a plus lieu d’être, cet ancien partenaire bactérien devient inutile car il n’est plus

nécessaire de détoxiquer le milieu en sulfures dans les conditions expérimentales de jeûne.

Dans ces conditions extrêmes de survie, le symbiote continue à bénéficier d’un abri sans rien

offrir en retour. Ce changement d’environnement (herbier versus bacs de jeûne), bouleverse

les besoins de l’hôte et par conséquent l’équilibre relationnel hôte-symbiote. De partenaire, le

symbiote passerait alors au statut de proie idéale, une source de carbone déjà intégrée qu’il ne

reste plus qu’à digérer. Cette finalité est atteinte plus ou moins rapidement en fonction de la

physiologie de l’espèce bactérienne, plus ou moins prompte à utiliser les sulfures stockés. La

longévité des hôtes, qui va bien au-delà de celle des bactéries intracellulaires, pourrait

s’expliquer par l’utilisation combinée des bactéries comme source de carbone et l’absorption

par pinocytose de matière organique dissoute, présente dans l’eau des bacs de maintien. Ce

dernier processus serait le seul à subsister une fois l’individu devenu totalement

aposymbiotique.

Une fois les bivalves remis en présence des bactéries environnementales compétentes, ils vont

intégrer ces dernières par phagocytose aux pôles apicaux des bactériocytes. Elles sont de

nouveau considérées comme des partenaires avantageux, les besoins de l’hôte ayant encore

une fois changé en fonction de l’environnement. L’équilibre relationnel hôte-symbiote peut à


134

nouveau s’établir dans une relation symbiotique « donnant-donnant ». En effet, ces bactéries

qui, libres, sont de petite taille et possèdent peu de grains de soufre (Caro et al., 2007), vont

migrer vers le pôle basal de la cellule en augmentant progressivement leur taille et leur teneur

en soufre, devenant 5 fois plus volumineuse que leurs congénères libres (Gros et al., 2003).

« Vue d’un peu loin, une association mutualiste présente les deux caractères du ménage

parfait, fidélité et bonne entente [...] » (Combes, 1995).

Dans les interactions durables de type mutualiste, l’association est à bénéfice réciproque.

Pourtant en les regardant autrement on peut les considérer comme parasitaires.

La récompense donnée par chaque partenaire à l’autre, pour le service rendu, a un coût qui

peut fluctuer en fonction de l’environnement. Le coût et les bénéfices sont souvent difficiles à

évaluer et dépendent de l’angle d’étude que l’on choisit d’aborder (succès reproducteurs de

l’un ou l’autre des partenaires, physiologie de l’un ou l’autre des partenaires, densités des

partenaires…). Ainsi, il est possible que deux chercheurs différents considèrent une même

relation comme appartenant au mutualisme ou au parasitisme. D’après Combes (1995), il

existe le parasitisme vrai et le parasitisme mutualisme dans lequel le symbiote bénéficie de

l’habitat-hôte mais se fait exploiter et devient source d’énergie. Ainsi, il existe dans ce que

l’on pourrait considérer au départ comme des symbioses mutualistes, des cas de tricherie où

l’un des partenaires exploite celui auquel il apportait auparavant un bénéfice.

La plupart des relations, liant les invertébrés marins à des bactéries symbiotiques capables de

chimiosynthèse, sont considérées comme des interactions durables de type mutualiste

(Cavanaugh et al., 2006). C’est également le cas des Lucinidae associés à des gamma-

protéobactéries sulfoxydantes. Dans cette relation, le bivalve héberge la bactérie en échange

de quoi celle-ci détoxique le milieu en oxydant le soufre réduit. Du point de vue des bivalves,

il existe une prévalence de 100%. Gros et al. (1998) ont montré que les bivalves symbiotiques

avaient une croissance plus importante que les non-symbiotiques. D’autre part les symbiotes

des associations chimioautotrophes ne sont pas considérés comme délétères (Stewart et al.,

2005).

Pourtant plusieurs éléments permettent de mettre en doute la fidélité et la bonne entente de ce

« ménage ». Le test de la fidélité réalisé par Brissac et al. (2011) en comparant la phylogénie

des symbiotes à celle des hôtes, a montré que les Lucinidae ne co-évoluent pas avec leurs


135

symbiotes, mais s’associent aux bactéries compétentes présentes localement, dans leur

environnement. De plus, l’association n’est pas obligatoire pour le symbiote qui présente une

forme libre (Gros et al., 2003; Caro et al., 2007). Cette forme libre va permettre l’infection

des juvéniles (Gros et al., 1996) et des adultes (Gros et al., 2011). Une fidélité à toute épreuve

des partenaires impliquerait une symbiose obligatoire avec co-évolution des partenaires et

transmission verticale des symbiotes.

Cela étant, le parasite n’est peut-être pas forcément celui auquel on pense. Les Codakia

pourraient exploiter les capacités métaboliques du symbiote sans rien fournir en échange.

Cette thèse a été développée par Brissac (2009) qui suggère que la relation liant les Lucinidae

aux bactéries sulfo-oxydantes serait une relation « durable avec renouvellement continu des

symbiotes qui constitueraient des pseudo-organelles permettant à l’hôte hétérotrophe de

devenir autotrophe ». Caro et al. (2007) ont également suggéré un contrôle des symbiotes par

l’hôte, via des molécules bactériostatiques qui, bien que permettant la réplication du génome

bactérien, empêchent la cytodiérèse. Toutefois, ces auteurs ont également émis l’hypothèse

d’une autorégulation de la population via le quorum sensing. Des expériences préliminaires,

menées à partir d’extrait des branchies de Lucinidae de trois espèces différentes, montrent que

les molécules auto-inductrices, impliquées dans l’inhibition de la cytodiérèse des symbiotes

des Lucinidae, seraient de type homosérine lactone (Olivier Gros, communication

personnelle). Ainsi, le contrôle de la population bactérienne se ferait par les symbiotes eux-

mêmes et non par l’hôte.

Mais en maintenant les individus en situation de jeûne, Brissac et al. (2009) ont montré qu’il

n’y avait pas de rejet des symbiotes ce qui suggère une digestion enzymatique de ces derniers

et donc un contrôle de la population symbiotique par l’hôte.

Chapitre 4 : CONCLUSION

GENERALE ET PERSPECTIVES

Chapitre 4 : Conclusion générale et perspectives.

139

Des réponses… qui amènent de nouvelles questions.

Les différentes approches utilisées durant cette étude ont permis d’appréhender l’association

symbiotique Lucinidae-bactéries chimioautotrophes sous plusieurs angles : l’hôte seul, le

symbiote seul et l’association des deux.

Les résultats obtenus au cours de cette étude sont synthétisés par la figure 47.

Ce travail nous a permis de confirmer la plasticité tissulaire et cellulaire déjà observée chez

les Lucinidae du genre Codakia (Gros et al., 1997; Caro et al., 2009). En effet, nous avons

montré que l’organisation du filament pouvait varier en fonction de l’environnement, en

mettant en évidence une décolonisation bactérienne du filament branchial quand les individus

étaient maintenus en condition de jeûne (absence de soufre réduit, de nourriture et de

symbiotes libres dans l’environnement) et une recolonisation bactérienne quand ces éléments

étaient de nouveau disponibles. Cette plasticité tissulaire implique principalement les

bactériocytes et les cellules à grains. Ce dernier type cellulaire reste peu connu, si ce n’est

qu’il a été suggéré que ces cellules étaient riches en protéines soufrées (Frenkiel & Moueza,

1995). Une caractérisation plus poussée pourrait se faire à partir d’un broyat de branchie,

suivi de l’isolation de ces cellules à l’aide d’un cytomètre en flux équipé d’un trieur de

cellules, avant caractérisation biochimique de la fraction pure. Nous proposons également une

caractérisation plus poussée du contenu des mucocytes, la production de

mucopolysaccharides sulfatés chez les Lucinidae Lucinoma aequizonata and Parvilucina

tenuisculpta étant une voie de détoxication supposée (Duplessis et al., 2004). Ceci pourra se

faire par coloration histologique à l’azur A.

La décolonisation et la recolonisation bactériennes observées par hybridation in situ ont été

confirmées par PCR. En effet, après 6 mois de jeûne aucune amplification de l’ADNr 16S des

symbiotes n’a été obtenue à partir d’une extraction d’ADN total réalisée sur une partie de la

branchie. Une fois les individus remis dans leur milieu naturel, ces gènes sont de nouveau

amplifiés traduisant la réapparition des symbiotes dans la branchie. Ces résultats mériteraient

d’être confirmés par des PCR quantitatives réalisées à partir d’extractions d’ADN total

obtenues sur toute la branchie. La PCR quantitative qui permet de dénombrer les copies de

gène, permettrait de chiffrer la perte en symbiotes et de conclure, s’il y a lieu, à l’obtention

d’individus aposymbiotiques en fin de décolonisation. Cette technique doit être réalisée en


140

parallèle de la cytométrie en flux puisque comme nous l’avons vu en résultats, les symbiotes

de Lucinidae peuvent présenter plusieurs copies de génome.

Figure 47 : Schéma de synthèse.


141

Schéma proposé pour récapituler l’évolution de l’association Codakia orbiculata-/bactéries sulfo-oxydantes en

fonction de la disponibilité en bactéries compétentes libres dans le milieu. Ce schéma se focalise sur l’évolution

des cellules hôtes dans le tissu (partie du haut) ainsi que sur l’évolution de leur contenu (partie du bas). (1) Chez

un individu fraîchement collecté de l’herbier à Thalassia testudinum la majeure partie du filament est occupée

par des bactériocytes. Ces cellules sont nombreuses dans la zone latérale et bordent les ponts tissulaires. Elles

sont remplies de bactéries symbiotiques sulfo-oxydantes de tailles variables. Ces bactéries contiennent des

granules de soufre élementaire. (2,3). Au cours du jeûne, l’espace occupé par les bactériocytes diminue sans

doute par apoptose d’une partie de ces cellules ainsi que par diminution du volume des cellules restantes. Le

nombre de symbiotes présents dans les cellules hôte diminue donc progressivement conduisant à une

décolonisation du filament branchial qui serait totale à partir de 6 mois minimum de jeûne. Au cours de la

décolonisation, les réserves en soufre élementaire contenues dans les symbiotes sont rapidement consommées.

Les gros symbiotes disparaissent les premiers, conduisant à une diminution de la taille moyenne de la population

symbiotique. (4) Une fois les individus remis dans le milieu naturel, l’espace occupé par les bactériocytes

réaugmente. Dans un premier temps, les bactériocytes résiduels qui n’étaient plus distinguables en fin de

recolonisation se remplissent de nouveaux symbiotes acquis par endocytose à partir du stock de bactéries

compétentes libres de l’environnement. Les bactéries compétentes libres sont de petite taille et possèdent peu ou

pas de réserves en soufre élementaire. Une fois à l’intérieur du bactériocyte, elles vont commencer à constituer

des réserves. (5,6) Une fois les bactériocytes résiduels remplis, de nouvelles cellules sont synthetisées pour

permettre l’accueil d’un plus grand nombre de symbiotes. La synthèse de nouvelles cellules a lieu aux alentours

de 8 jours de recolonisation. Elle se fait par multiplication de bactériocytes différenciés de la zone latérale mais

également par le biais de cellules a priori indifférenciées des ponts tissulaires, qui se différencieront par la suite

en bactériocytes. La taille des symbiotes augmente progressivement et la majeure partie des réserves en soufre

élementaire se fait à partir de 15 jours de recolonisation. (7) A la fin de la recolonisation, le filament branchial,

les cellules hôtes et les symbiotes présentent des organisations proches de celles observées chez un individu

fraîchement collecté.

En maintenant des individus de l’espèce Codakia orbiculata en situation de jeûne, comme

cela a été réalisé dans notre étude, Brissac et al. (2009) ont montré qu’il n’y avait pas de rejet

des symbiotes. Bien que ces résultats méritent d’être confirmés par une recherche de gènes

des symbiotes dans l’eau de maintien des Lucinidae par PCR, il est fort possible que l’hôte

digère les bactéries intracellulaires. La détection cytochimique d’enzymes lysosomales

comme l’arylsulfatase et la phosphatase acide, devrait permettre de confirmer cette hypothèse.

De telles analyses ont déjà été réalisées chez des individus fraîchement collectés des

Lucinidae Phacoides pectinatus (Liberge et al., 2001), des Mytilidae Bathymodiolus azoricus

(Kádár et al., 2008) et des Vesicomyidae Calyptogena kilmeri et C. pacifica (Goffredi et al.,

2004) ainsi que chez des Mytilidae Bathymodiolus azoricus (Kádár et al., 2008) maintenus 36

heures en situation de jeûne.

En cas de jeûne, l’utilisation des trois principaux « carburants physiologiques » que sont les

protéines, les lipides et les glucides, peut être simultanée ou successive. Nous avons observé

une diminution des protéines totales au cours du jeûne, beaucoup plus discrète chez

L. pensylvanica que chez C. orbiculata. Pour vérifier que le soudon n’utilise ses protéines que


142

tardivement, il serait intéressant de doser les lipides, en utilisant par exemple la méthode de

Folch (Folch et al., 1957), et les glucides, stockés sous forme de glycogène, durant la

décolonisation.

Nous avons également montré que la réorganisation tissulaire associée aux phénomènes de

décolonisation et de recolonisation bactériennes, combine prolifération, apoptose et sans

doute variation du volume des principales cellules du filament branchial. Afin de confirmer

ces variations de volume, une approximation du volume des cellules pourrait être réalisée en

microscopie électronique à transmission selon la méthode proposée par Beninger et al. (2003)

pour les mucocytes de bivalves. La mise en évidence de la mort cellulaire, focalisée sur les

phénomènes apoptotiques, pourrait également être complétée par la mise en évidence de la

nécrose, notamment par utilisation de l’iodure de propidium, marqueur des noyaux des

cellules ayant perdues leur intégrité membranaire.

D’après nos observations, le renouvellement des cellules hôtes de la branchie peut se faire à la

fois par multiplication de bactériocytes existants et par différenciation de cellules a priori

indifférenciées et multipotentes, retrouvées au niveau des ponts tissulaires qui relient les deux

feuillets de la branchie.

Cette hypothèse pourra être confirmée par :

-la quantification des noyaux positifs à l’aide des techniques d’imagerie offertes par les

logiciels tel Image J.

-la recherche des cellules souches chez les individus fraîchement collectés.

-la caractérisation des cellules de l’hémolymphe. Nous avons en effet observé de nombreuses

cellules en renouvellement dans la lacune sanguine que nous avons identifié comme étant des

hémocytes. Toutefois la migration des cellules indifférenciées synthétisées dans les ponts

tissulaires pourrait se faire via la lacune sanguine. La caractérisation des cellules de

l’hemolymphe nous permettrait de savoir si les nouvelles cellules migrent dans le tissu via la

lacune sanguine ou directement dans l’épithélium.

En comparant les résultats obtenus sur Codakia orbiculata à ceux obtenus sur Lucina

pensylvanica, nous avons pu montrer que la plasticité du filament variait en fonction de

l’espèce.


143

Nos résultats montrent également que les phénomènes de décolonisation et de recolonisation

bactériennes du filament branchial s’accompagnent d’une variation de la teneur en soufre

élémentaire de la branchie, ainsi que de la taille relative et du contenu génomique des

symbiotes.

Nos résultats nous ont également permis de confirmer l’acquisition environnementale des

symbiotes des Lucinidae (Gros et al., 1997; Gros et al., 1998; Gros et al., 2003) déjà connue

chez les juvéniles mais jamais démontrée chez les adultes, en mettant en évidence une forte

mobilisation du cytosquelette d’actine aux pôles apicaux des bactériocytes, parfaitement

superposable à la zone de présence des nouvelles bactéries des filaments branchiaux

d’individus adultes recolonisés. L’absence de division massive des bactéries à l’intérieur des

bactériocytes vient corroborer ces résultats. Pour confirmer la phagocytose des bactéries

compétentes, une perspective intéressante serait la détection immunohistochimique de la

clathrine, protéine qui recouvre les vésicules d’endocytose, permettant l’internalisation des

particules allant des nutriments aux virus, et de la dynamine, protéine cytoplasmique associée

aux clathrines. En effet, ces deux protéines peuvent être associées à l’internalisation de

bactéries (Veiga & Cossart, 2005). L’utilisation de la phalloïdine, protéine capable de se lier

de manière spécifique à l’actine F, couplée à une fluorochrome, utilisable du matériel fixé ou

vivant, pourrait également permettre de confirmer ce résultat.

A plus long terme, nous proposons de :

-compléter l’étude de la contribution relative des bactéries symbiotiques à la nutrition de

l’hôte par le suivi du transfert du carbone entre les deux partenaires.

Le carbone qui compose la matière organique produite par le partenaire autotrophe est

supposé transféré à l’hôte. La confirmation du transfert de la matière organique synthétisée

par le symbiote à l’hôte pourrait se faire par l’utilisation combinée d’un protocole pulse/ chase

au 13

C permettant la fixation de carbone lourd par les bactéries, suivi de l’imagerie en SIMS

qui permettrait de visualiser le transfert du carbone fixé.

-compléter l’étude du dialogue moléculaire hôte-symbiote impliqué dans la reconnaissance

entre les partenaires.

L’acquisition environnementale des endosymbiotes suggère l’existence de mécanismes de

reconnaissance entre l’hôte et son symbiote, préalables à l’internalisation des symbiotes. L’un


144

des mécanismes les mieux documentés est l’interaction lectine/glycane (Kilpatrick, 2002).

Chez les Lucinidae, la lectine, nommée codakine, a été mise en évidence à partir des

branchies de Codakia orbicularis (Gourdine & Smith-Ravin, 2007) sans qu’il n’ait été

possible de dire si cette lectine est secrétée avec le mucus du bivalve comme c’est

généralement le cas, ou si elle est présente à la surface d’un type cellulaire particulier comme

les bactériocytes. De plus amples investigations devraient être menées dans ce sens

notamment en recherchant ces lectines à partir de fractions isolées de bactériocytes, ou à partir

du mucus issu des branchies. La localisation de la codakine, pourrait également être mise en

évidence sur coupe par immunohistochimie. En effet, la séquence de cette protéine étant

disponible, il est possible de synthétiser un anticorps dirigé contre cette protéine.

La recherche d’autres protéines impliquées dans la reconnaissance pourrait se faire par

l’utilisation de la protéomique chez des individus aposymbiotiques et symbiotiques. Cette

technique permettra de révéler les protéines présentent uniquement lors de la recolonisation.

L’approche protéomique pourra être complétée par des banques soustractives d’ARNm.

Les résultats obtenus durant ces trois ans de thèse permettent une meilleure compréhension de

la biologie de l’hôte mais aussi des symbiotes impliqués dans la relation symbiotique

Lucinidae-bactéries sulfo-oxydantes. Elle permet de compléter les connaissances déjà

acquises sur le mode d’acquisition des symbiotes associés aux Lucinidae tropicaux côtiers.

Enfin, elle offre une meilleure compréhension des mécanismes tissulaires et cellulaires sous-

jacents à la plasticité du filament branchial observée chez ces bivalves symbiotiques.

147

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Won, Y.-J., Hallam, S. J., O'Mullan, G. D., Pan, I. L., Buck, K. R., & Vrijenhoek, R. C. (2003)

Environmental Acquisition of Thiotrophic Endosymbionts by Deep-Sea Mussels of the Genus

Bathymodiolus. Appl Environ Microbiol 69: 6785-6792.

Z

Zal, F., Leize, E., Oros, D. R., Hourdez, S., Dorsselaers, A. V., & Childless, J. J. (2000) Haemoglobin

sturucture and biochemical characteristic of the sulphide-binding component from the deep-sea

clam Calyyptogena magnifica. Cah Biol Mar 41: 413-423.

170

Zal, F., Leize, E., Lallier, F. H., Toulmond, A., Van Dorsselaer, A., & Childress, J. J. (1998) S-

sulfohemoglobin and disulfide exchange: The mechanisms of sulfide binding by Riftia pachyptila

hemoglobins. Proc Natl Acad Sci USA 95: 8997-9002.

Zaldibar, B., Cancio, I., Marig mez, I. (2008) Epithelial cell renewal in the digestive gland and

stomach of mussels: Season, age and tidal regime related variations. Histol Histopathol 23: 281-

290.

Zaldibar, B., Cancio, I., Marig mez, I. (2004) Circatidal variation in epithelial cell proliferation in

the mussel digestive gland and stomach. Cell Tissue Res 318: 395-402.

ANNEXE

Nathalie Hortensia ELISABETH

[email protected]

05/07/1982

PARCOURS UNIVERSITAIRE

Actuellement en troisième année de thèse à l’université des Antilles et de la Guyane (Pointe à

Pitre, 971) sur le sujet : Plasticité tissulaire et cellulaire du filament branchial

des bivalves côtiers symbiotiques Codakia orbiculata et Lucina pensylvanica:

2007-2008 Deuxième année de Master Biodiversité tropicale parcours marin mention

Assez Bien (Pointe à Pitre, 971)

2006-2007 Première année de Master d'océanographie spécialité biologie et écologie

marines à l’université Aix-Marseille II mention Assez Bien (Marseille, 13)

2005-2006 Licence de biologie marine à l’université de La Rochelle (La Rochelle, 17)

2004-2005 DEUG SV à l’université de la Réunion (Ste Clotilde, 974)

Brevet de secourisme

2002-2003 Première année de D.E.U.G SV à l’université des Antilles et de la Guyane

(Pointe à Pitre, 971)

2000 Baccalauréat scientifique mention Bien au Lycée Montgérald (Marin, 972)

STAGES

2008 Mécanismes cellulaires de la plasticité du filament branchial chez le modèle

symbiotique Codakia orbiculata lors d’un stress environnemental

Stage obligatoire de 6 mois au laboratoire SAE UMR7138 de l’université des Antilles

et de la Guyane.

Techniques utilisées : immunohistochimie, CARD-FISH…

2006 Expérience préliminaire à la mise en place d'un protocole d'élevage de l'hydroméduse

Clytia maccradyi.

Stage obligatoire de 5 semaines prolongé à 9 semaines au laboratoire ECOMAR de

l’Université de la Réunion durant lequel j’ai contribué à l’élaboration d’un protocole

permettant l’élevage de Clytia maccradyi.

Suivi physico-chimique des bassins d'élevage d'ombrine tropicale.

Stage volontaire d’une durée d'un mois et demi au laboratoire d'aquaculture tropicale

de l'IFREMER Martinique durant lequel j'ai réalisé un suivi des nitrates, de

l'ammoniac et de la température sur les bassins de géniteurs et de quarantaine de

Sciaenops ocellatus.

2005 Montage d’un aquarium à Hydraires

Stage volontaire en binôme d’une durée de 2 mois au laboratoire ECOMAR de

l’université de la Réunion durant lequel j’ai travaillé à la mise en place d’un aquarium

spécifique reproduisant au mieux les conditions du milieu naturel et permettant

l’élevage des espèces de la famille des Aglaopheniidae.

mailto:[email protected]

Animation scientifique

Stage volontaire effectué au sein de l’association Sciences Réunion pour la

vulgarisation scientifique dans les établissements scolaires.

2004 Etude de la biologie de Beauveria brongnartii, champignon

entomoanthomopathogène du ver blanc de la canne à sucre.

Stage volontaire en binôme d’une durée de 7 mois à l’UMR Peuplements Végétaux et

Bioagresseurs en Milieu Tropical de l’université de la Réunion durant lequel j’ai

travaillé à la mise en culture du champignon, à l’étude de sa croissance ainsi qu’à la

réalisation d’une iconographie.

COMPETENCES TECHNIQUES

Biologie moléculaire: techniques d’hybridation moléculaire (FISH et CARD-FISH)

Histologie : Fixation, inclusion/coupes en paraffine et Steedman's wax (microtome),

cryomicrotomie, résine, colorations histologiques

Immunologie: immunohistochimie, immunocytochimie

Protéomique: dosage des protéines totales et protéines soufrées. Immunolocalisation

Microscopie: Microscopie optique incluant la microscopie à fluorescence

Microbiologie: culture d’Escherichia coli et Citrobacter sp / purification des symbiotes

bactériens de Lucinidae

Informatique: outil de navigation internet/ Microsoft Office (Word, Excel, PowerPoint) et

Open Office (Writer, Calc, impress)/ GIMP et Image J/ Refworks.

Langues: français et créole (langues maternelles)/ Anglais

Autres: brevet de secourisme et permis de conduire (B)

PUBLICATIONS

Publications internationales à comité de lecture

-O. Gros, N.H. Elisabeth, S.D.D. Gustave, A. Caro and N. Dubilier. Plasticity of symbiont

acquisition throughout the life cycle of the shallow-water tropical lucinid Codakia orbiculata

(Mollusca: Bivalvia). Accepté sous réserve de modification dans Environmental

microbiology.

-N.H Elisabeth, S.D.D Gustave and O. Gros. Cell proliferation and apoptosis in gill filaments

of the lucinid Codakia orbiculata (Mollusca: Bivalvia) during bacterial decolonization and

recolonization. Soumis à Microscopy Research and Technique.

Communications orales dans des congrès internationaux

N.H Elisabeth, M-N Sylvestre, S.D.D Gustave, P. Jean-Louis, T. Césaire, A. Caro, J-L

Mansote and O. Gros. Monitoring of sulfur-oxidizing endosymbiotic bacterial population

inhabiting the tropical lucinid Codakia orbiculata during starvation and bacterial recruitment.

ASLO aquatic science meeting, 2011, San Juan, Puerto-Rico.

Communications orales dans des séminaires nationaux

S.D.D. Gustave, N.H. Elisabeth, B. Lemauff and O. Gros 2008. Les Lucinidae tropicaux

côtiers comme modèles d'étude des symbioses chimio-autotrophes en milieux réduits : Intérêt

pour l'étude de la plasticité du tissu hôte et ses interactions avec les bactéries symbiotiques.

Day of research at the University of Les Antilles-Guyane.

Posters dans des congrès internationaux

N.H. Elisabeth, S.D.D. Gustave and O. Gros 2008. Cellular mechanisms underlying gill-

endosymbiotic bacterial infection process within shallow water Codakia orbiculata (Bivalvia:

Lucinidae) (Montagu, 1802). 61ème conférence annuelle du Gulf Caribbean Fisheries

Institute, Gosier, Guadeloupe.

S.D.D. Gustave, N.H. Elisabeth and O. Gros 2008. Cell interactions induced by bacterial

infection processes within the lateral zone of gill filaments of the lucinid Codakia

orbiculata. 20ème conférence annuelle de l'International Congress of Zoology, Paris, France.

Posters dans des congrès nationaux

A. Caro, N.H Elisabeth, P. Got and O. Gros 2010. Effet de la carence nutritive à long terme

sur les populations bactériennes endosymbiotiques hébergées par 2 bivalves tropicaux et

conséquence de la remise dans le sédiment. Congrès Ecologie 2010, Montpellier, France.

N.H Elisabeth, M-N Sylvestre, S.D.D Gustave, P. Jean-Louis, T. Césaire, A. Caro, J-L

Mansot et O. Gros 2010. Effet de la carence nutritive sur la branchie du bivalve symbiotique

côtier Codakia orbiculata. Congrès Ecologie 2010, Montpellier, France.

PLASTICITE TISSULAIRE ET CELLULAIRE DU FILAMENT BRANCHIAL DES LUCINIDAE

SYMBIOTIQUES COTIERS CODAKIA ORBICULATA ET LUCINA PENSYLVANICA.

La zone latérale des filaments branchiaux des espèces de bivalves littoraux Codakia orbiculata et Lucina pensylvanica

est le lieu d’une symbiose chimioautotrophe avec des bactéries sulfo-oxydantes hébergées dans des cellules

spécialisées, appelées bactériocytes. L'équilibre existant entre les bactériocytes et les autres types cellulaires du

filament branchial peut être fortement perturbé en fonction de la quantité de symbiotes présents dans la branchie. Dans

le cadre de ce travail de thèse nous nous sommes proposés de déterminer les mécanismes qui sous-tendent la plasticité

cellulaire et tissulaire observée, au sein de la zone latérale des filaments branchiaux, au cours des processus de

décolonisation et de recolonisation bactérienne. Pour ce faire, des individus collectés dans leur milieu naturel, ont été

maintenus au laboratoire dans des bacs d'eau de mer filtrée en absence de nourriture et de soufre réduit, afin de

provoquer la décolonisation bactérienne des filaments branchiaux. Lorsque la branchie apparaissait purgée de ses

symbiotes, les individus ont été remis dans leur habitat naturel afin de provoquer la recolonisation de la branchie.

L'analyse des branchies au cours de ces processus a fait appel à des techniques variées (histologie,

immunohistochimie, hybridation in situ, cytométrie en flux, dosage des protéines totales, dosages des protéines

soufrées et spectrométrie de fluorescence X). Les résultats obtenus ont permis de montrer que l’acquisition

environnementale mise en évidence chez les juvéniles des Codakia se poursuivait tout au long du cycle de vie des

adultes. Cette étude a également permis une meilleure compréhension des mécanismes tissulaires sous-jacents à la

plasticité du filament branchial en mettant en évidence les processus d'apoptose et de prolifération cellulaire qui ont

lieu au cours des processus de décolonisation et de recolonisation. En effet, nous avons montré que le renouvellement

des cellules hôtes de la branchie peut se faire à la fois par multiplication de bactériocytes existants et par

différenciation de cellules a priori indifférenciées, retrouvées au niveau des ponts tissulaires de la branchie. Nos

résultats montrent également que les phénomènes de décolonisation et de recolonisation bactériennes du filament

branchial s’accompagnent d’une variation de la teneur en soufre élémentaire, ainsi que de la taille relative et du

contenu génomique des symbiotes. Il serait intéressant de poursuivre ce travail par la recherche d’indices de la

digestion enzymatique des symbiotes au cours de la décolonisation ainsi que la par la mise en évidence des processus

de reconnaissance hôte-symbiote indispensables à l’initiation de l’association.

Mots-clés : acquisition des symbiotes, actine, apoptose, bactéries sulfo-oxydantes, herbier à Thalassia testudinum,

histologie, hybridation in situ, immunohistochimie, prolifération cellulaire, symbiose chimiosynthétique.

TISSUE AND CELL PLASTICITY OF GILL FILAMENTS OF COASTAL SYMBIOTIC LUCINIDAE

CODAKIA ORBICULATA AND LUCINA PENSYLVANICA.

The lateral zone of gills filaments of coastal bivalves Codakia orbiculata and Lucina pensylvanica is the site of

chemoautotrophic symbiosis with sulfur-oxidizing bacteria, housed in specialized cells called bacteriocytes. The

balance between bacteriocytes and the others cell types in the gill filament may be disrupted depending on the level of

these symbionts in the gill. The objective of this thesis is to determine the mechanisms underlying cell plasticity and

tissue plasticity observed in the lateral zone of gills filaments during the processes of bacterial decolonization and

recolonization. In order to do this, the individuals collected in their natural habitat were maintained at the laboratory in

seawater filtered tanks, without food and reduced sulfur, to cause bacterial decolonization. When the gills seemed to be

purged, the individuals were returned to their natural habitat in order to cause the bacterial recolonization of gills

filaments. The analysis of the gills during these processes involves several techniques (histology,

immunohistochemistry, molecular hybridization, flow cytometry, total protein assays, protein sulfur assays, X-ray

fluorescence spectrometry).This study shows that symbiont acquisition can occur during the entire life of Codakia

bivalves. It also allows a better understanding of gills filaments plasticity by highlighting apoptosis and cell

proliferation during decolonization and recolonization processes. Indeed, we showed that host cell renewal in gills can

be done by bacteriocytes multiplication or by differentiation of a priori undifferentiated cells of tissular bridges. It

should allow a better understanding of the biology of symbionts. It will be interesting to search for enzymatic digestion

of symbionts during starvation and to investigate processes of host cell-symbiont recognition.

Key-words : actin, apoptosis, cell proliferation, chemosynthetic symbiosis, histology, immunohistochemistry, in situ

hybridization, symbionts acquisition, sulfur-oxydizing bacteria, Thalassia testudinum.

Documents

THESE Présentée devant L’Université des Antilles et …20... · immunohistochimie, hybridation in situ, cytométrie en flux, dosage des protéines totales, dosages des protéines