UNIVERSITE ANTANANARIVO ------------------------ ECOLE ...open-library.cirad.fr/files/4/2081__MEMOIRE_ANDREAPRIMING_EFFE… · RESUME Le « priming effect » (PE) est la stimulation

UNIVERSITE ANTANANARIVO

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ECOLE SUPERIEURE DES SCIENCES

AGRONOMIQUES

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Mention : Agriculture Tropicale & Développement Durable

Parcours : Bio-fonctionnement des Sols et Environnement

Mémoire de fin d’études en vue de l’obtention d’un diplôme d’Ingénieur Agronome au

grade de Master II

Présenté par FANOMEZANA ROTA Andréa

Promotion : VAHATRA

Soutenu le 01 Juin 2016 devant le jury composé de :

Président : Dr. RAZAFIMAHATRATRA Hery Manantsoa

Examinateur : Dr. RANDRIAMAMPIONONA Denis

Maître de stage :Dr. BERNARD Laetitia

Encadreur pédagogique : Dr. ANDRIAMANIRAKA Jaona Harilala

EFFET DE LA QUALITE DES MATIERES

ORGANIQUES FRAICHES SUR LE PRIMING

EFFECT EN FONCTION DU TYPE DE SOL

i

REMERCIEMENTS

Avant toute chose, je tiens à glorifier Dieu qui dans sa bonté et sa bienveillance nous a donné vie

et santé et force durant la réalisation de ce mémoire.

Ensuite, au terme de ce mémoire, je souhaite adresser mes vifs remerciements à :

Madame BERNARD Laetitia, Docteur en Océanologie Biologique, Chercheur à l’IRD, mon

maitre de stage, qui a apporté son aide et ses précieux conseils durant l’élaboration de ce travail

de recherche, qui a su patiemment transférer ses connaissances.

Veuillez recevoir mes sincères remerciements.

Monsieur RAZAFIMAHATRATRA Hery Manantsoa, Docteur en Sciences Agronomiques,

Enseignant chercheur à l’Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques, et Responsable du

Parcours Biofonctionnement des Sols et Développement Durable, d’avoir accepté de présider le

jury et d’apporter son point de vue pour l’amélioration de ce travail.

Veuillez accepter mes respects les plus sincères.

Monsieur RANDRIAMAMPIONONA Denis, Docteur en Sciences de la vie, spécialité

Physiologie végétale, Enseignant Chercheur à l’Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques,

d’avoir accepté d’examiner mon travail, d’apporter des améliorations et des perspectives dans le

cadre de la recherche et du développement de l’Agronomie dans notre pays.

Veuillez retrouver l’expression de ma profonde gratitude.

Monsieur ANDRIAMANIRAKA Jaona Harilala, Docteur en Sciences Agronomiques, Chef de la

mention Agriculture Tropicale et Développement Durable d’avoir accepté d’être mon tuteur, et

d’offrir ses conseils judicieux.

Veuillez agréer ma profonde reconnaissance.

Madame RAZAFIMBELO-ANDRIAMIFIDY Tantely, Professeur en Agro-pédologie, Directeur

du Laboratoire des RadioIsotopes (LRI) – Université d’Antananarivo de m’avoir accueilli

chaleureusement au sein du laboratoire.

Madame RAZANAMALALA Kanto, Doctorante au LRI, de m’avoir aidé et appuyé pendant

mon stage.

Madame GAUTHIER Claude Ane, la représentante de l’IRD à Madagascar, de m’avoir accueilli

chaleureusement au sein de cet institut et d’avoir financé notre stage.

Madame FALINIRINA Virginie, Docteur en Sciences Agronomiques, Enseignant chercheur,

pour ses conseils et ses encouragements.

ii

Tous les enseignants, les personnels administratifs de la mention Agriculture Tropicale et

Développement Durable et de l’ESSA, ainsi qu’à tous les personnels de L’IRD et du Laboratoire

des Radio Isotopes (LRI) pour leurs contributions directes ou indirectes dans mon travail.

Tous mes collègues de la mention AT2D et de ma promotion VAHATRA ainsi que tous les stagiaires du

LRI et mes amis à l’ESSA particulièrement Mirana, Harilefitra, Hasina.

Ma famille : mon Père, ma Mère, ma sœur Naomy, Miora et Fréderic pour leur soutien

financier, matériel et moral.

iii

SOMMAIRE

REMERCIEMENTS ....................................................................................................................... i

SOMMAIRE .................................................................................................................................. iii

LISTE DES CLICHES ................................................................................................................... v

LISTE DES FIGURES ................................................................................................................... v

LISTE DES TABLEAUX ............................................................................................................. vi

LISTE DES ABREVIATIONS .................................................................................................... vii

GLOSSAIRE ............................................................................................................................... viii

FINTINA ....................................................................................................................................... ix

RESUME ....................................................................................................................................... ix

ABSTRACT .................................................................................................................................... x

1 INTRODUCTION .................................................................................................................... 1

2 MATERIELS ET METHODES ............................................................................................... 4

Zone d’étude et matériels utilisés .................................................................................................. 4 2.1

Zone d’étude .......................................................................................................................... 4 2.1.1

Matériels utilisés ................................................................................................................... 4 2.1.2

Caractérisation des substrats utilisés ..................................................................................... 7 2.1.3

Dispositif expérimental. ................................................................................................................ 7 2.2

Incubation des sols ........................................................................................................................ 8 2.3

Analyses effectuées ....................................................................................................................... 9 2.4

Mesure de l’humidité du sol .................................................................................................. 9 2.4.1

Détermination du point de saturation en eau du sol .............................................................. 9 2.4.2

Mesure pH eau ...................................................................................................................... 10 2.4.3

Granulométrie...................................................................................................................... 10 2.4.4

Analyse par fractionnement granulométrique de la matière organique du sol .................... 10 2.4.5

Mesure de la teneur en carbone organique .......................................................................... 11 2.4.6

Mesure de la teneur en phosphore assimilable .................................................................... 11 2.4.7

Mesure de la teneur en azote minéral NH4 .......................................................................... 11 2.4.8

Biomasse moléculaire ......................................................................................................... 11 2.4.9

Mesure d’émission de CO2 .................................................................................................. 12 2.4.10

Détermination du priming effect ......................................................................................... 13 2.4.11

Analyse statistique....................................................................................................................... 13 2.5

3 RESULTATS ......................................................................................................................... 14

iv

Description des sols de départ ..................................................................................................... 14 3.1

Cinétique de minéralisation des matières organiques ................................................................. 15 3.2

Minéralisation Basale .......................................................................................................... 15 3.2.1

Minéralisation des substrats ................................................................................................ 16 3.2.2

Priming effect .............................................................................................................................. 18 3.3

Priming dans le sol noir ...................................................................................................... 19 3.3.1

Priming dans le sol rouge .................................................................................................... 19 3.3.2

Priming dans le sol jaune .................................................................................................... 20 3.3.3

Biodisponibilités des nutriments : Delta nutriments ................................................................... 20 3.4

Biodisponibilité de N et P dans le sol noir .......................................................................... 21 3.4.1

Biodisponibilité de N et P dans le sol rouge ....................................................................... 22 3.4.2

Biodisponibilité de N et P dans le sol jaune ........................................................................ 23 3.4.3

Biomasse moléculaire ................................................................................................................. 23 3.5

Delta-BM dans le sol noir ................................................................................................... 24 3.5.1

Delta biomasse dans le sol rouge ........................................................................................ 24 3.5.2

Delta biomasse dans le sol jaune ......................................................................................... 25 3.5.3

4 DISCUSSION ........................................................................................................................ 26

Processus générateurs de PE ....................................................................................................... 27 4.1

Processus générateurs du PE précoce. ................................................................................. 27 4.1.1

Processus générateurs du PE tardif. .................................................................................... 30 4.1.2

Déterminants des deux mécanismes générateurs de priming effect ............................................ 32 4.2

La nature des substrats ........................................................................................................ 32 4.2.1

Les propriétés physico-chimiques du sol ............................................................................ 33 4.2.2

5 CONCLUSION ...................................................................................................................... 36

6 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................................... 38

LISTE DES ANNEXES .................................................................................................................. I

v

LISTE DES CLICHES

Cliché 1 : Matériels de prélèvements de sol .................................................................................... 5

Cliché 2 : Prélèvement de sol à l’aide d’un carottier ....................................................................... 5

Cliché 3 : Récupérations et tamisage du sol à un tamis de maille de 2mm .................................... 5

Cliché 4 : Mise en sachet des trois sols ........................................................................................... 5

Cliché 5 : Sol noir tamisé à 2mm .................................................................................................... 6

Cliché 6 : Sol rouge tamisé à 2mm .................................................................................................. 6

Cliché 7 : Sol jaune tamisé à 2 mm ................................................................................................. 6

Cliché 8 : Ajout d’eau avec une pipette de précision au temps T0 ................................................. 9

Cliché 9 : Flacons dans la salle d’incubation .................................................................................. 9

Cliché 10 : Mesure de l’émission de CO2 avec un micro CPG ..................................................... 12

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Calcul de priming effect ................................................................................................ 13

Figure 2 : Respiration basale des trois sols (a) : en T7 et (b) : en T42 ......................................... 15

Figure 3 : Moyenne de la minéralisation des trois substrats par temps dans le sol noir................ 16

Figure 4 : Moyenne de minéralisation des trois substrats par temps dans le sol rouge ................. 17

Figure 5 : Moyenne de minéralisation des trois substrats par temps dans le sol jaune ................. 17

Figure 6 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol noir .................... 19

Figure 7 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol rouge ................. 19

Figure 8 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol jaune .................. 20

Figure 9 : Libération des nutriments dans le sol noir a : delta N et b : delta P .............................. 21

Figure 10 : Libération des nutriments dans le sol rouge a : delta N et b : delta P ........................ 22

Figure 11 : Libération des nutriments dans le sol jaune a : delta N et b : delta P ......................... 23

vi

Figure 12 : Delta biomasse dans le sol noir .................................................................................. 24

Figure 13 : Delta biomasse moléculaire dans le sol rouge ............................................................ 24

Figure 14 : Delta biomasse moléculaire dans le sol jaune ............................................................. 25

Figure 15 : Schéma conceptuel des deux processus de priming effect ......................................... 35

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 Coordonnée géographiques des points de prélèvements ................................................ 4

Tableau 2 : Caractéristiques biochimiques des substrats................................................................. 7

Tableau 3 : Description des modalités du dispositif expérimental .................................................. 8

Tableau 4 : Caractéristiques physico-chimique des sols de départ ............................................... 14

vii

LISTE DES ABREVIATIONS

ADN : Acide désoxyribonucléique

ATP : L'adénosine-5′-triphosphate

BM : Biomasse moléculaire

C : Carbone

CMR : Capacité Maximale de Rétention

CPG : Chromatographe en Phase Gazeuse

F : Fraction

FGMO: Fractionnement granulométrique de la matière organique

FLE : Fraction légère

H% : Humidité en pourcentage

HSD : Honestly Significant difference

INRA : Institut National de la Recherche Agronomique

M : Mole

MOE : Matière organique évoluée

MOF : Matière organique fraîche

MOS : Matières organiques du sol

N : Azote

NADPH : Nicotinamide adénine dinucléotide phosphate

P : Phosphore

pH : potentiel hydrogène

PE : Priming Effect

Vs : Versus

viii

GLOSSAIRE

Cofacteur : C’est une substance dont la présence est nécessaire en plus d'une enzyme pour

qu'une certaine réaction se déroule, il prend la forme d'un ion métallique ou d'une coenzyme.

Co-métabolisme (microorganisme): Dégradation simultanée de la matière organique du sol et de

la matière organique fraîche.

Matière Organiques: La matière organique est l’ensemble des composés carbonés et azotés

issus de la dégradation des produits de la faune et de la flore, de surface et du sous-sol.

Microorganismes : il existe trois types de microorganismes.

- Opportuniste : Microorganisme à développement rapide. Ils ont une affinité à dégrader

les fractions solubles.

- Décomposeur : Microorganisme à développement lent. Ils ont une affinité à dégrader les

fractions polymérisées comme les hémicelluloses.

- Mineur : Microorganisme à développement très lent. Ces microorganismes se spécialisent

à dégrader les fractions très récalcitrantes comme les lignines. Ces microorganismes font

des « nutrient mining ».

Minéralisation : transformation, dans un milieu biologiquement actif, en particulier le sol, de

substances organiques, aboutissant à la libération de substances minérales.

« N mining »: Les microorganismes utilisent les carbones labiles comme source d’énergie pour

décomposer les matières organiques plus évoluées qui sont riche en N.

Priming effect: La stimulation de la minéralisation de la matière organique stable lors de

l’apport de matière organique fraîche, plus labile.

Turnover microbien : Renouvèlement de la biomasse microbienne.

Stœchiométrie : La stœchiométrie est la science qui mesure les proportions quantitatives ou

rapports de masse dans lesquels les éléments chimiques sont impliqués.

ix

FINTINA

Ny « priming effect » (PE) dia fanafainganana ny fivadihan’ny zaka organikan’ny tany ho zaka

mineraly amin’ny alalan’ny fanampiana zaka organika vaovao. Ny PE dia mety amérina ireo

singa mineraly ao anaty tany mba ahafahan’ny voly maka azy . Ny famehezana io tranga io dia

mety ho fanohitra ampiroboroboana ny tontolo iainana indrindra ho an’ny firenena andalam-

pandrosoana tahaka an'i Madagasikara. Ny tantsaha Malagasy mantsy dia tsy manana fahefana

hividy ireo zezika simika , ka dia ny fako no ampiasaina amin’ny fambolena. Ireo anton-javatra

mifehy io tranga io anefa dia mbola zara raha azo, satria io tranga io dia vokatry ny mpanetsika

roa. Ny tanjon’ity fianarana ity dia hahatakatra hoe ahoana ny fomba hamehezana ireo

mpanetsika roa ireo ao amin’ny tany «ferrallitique» Malagasy. Noho izany, karazana tany telo

arak any lokony (mainty, mena, ary mavo) avy amin’ny tanimboly tany Itasy nafangaro tamin’ny

karazana zaka organika telo samihafa (glikaozy, mololom-bary, mololom-barimbazaha) ary

nokotrehana tanaty toerana misy ireo fepetra voafehy . Ny valin’ny fikarohana dia nanome fa

ny fizotra ny PE dia voafehin’ny anton-javatra samihafa, mifandray amin’ny karazana akora

nampiasaiana sy ny tany, ary ireo anton-javatra izay mety afaka miaraka mientana. Ankoatra

izany, ny fihetsehin’ny fahamarin-toerana amin’ireo fizotra ny PE ireo dia mety hisy vokany eo

amin’ny hahabetsahan’ny azota sy fosiforo ao anaty ny tsiron-tany ary indrindra eo amin’ny

niaviany (zaka organika tanora sy efa antitra ).

Teny manan-danja: Fivadiana zaka, mpamaritra, herin-kanina, pitin-java manana aina, tany.

RESUME

Le « priming effect » (PE) est la stimulation de la minéralisation de la matière organique du sol

(MOS) par un apport en matière organique fraîche (MOF). Le PE peut remettre à disposition les

minéraux pour les cultures. La maitrise de ce phénomène pourrait être un levier d’intensification

écologique spécialement dans les pays du Sud comme à Madagascar où les fertilisants minéraux

ne sont pas à la portée des agriculteurs et où ceux-ci ont principalement recours à la gestion des

matières organiques résiduaires de la ferme. Pourtant les facteurs contrôlant l’intensité de ce

phénomène demeurent mal connus, car ce phénomène est le résultat de deux mécanismes.

L’objectif de cette étude était donc de comprendre comment ces deux mécanismes étaient

contrôlés dans les sols ferralitiques malgaches. Trois types de sol, issus de parcelles paysannes

de la région d’ITASY (de couleur noir, rouge, jaune), ont été croisés avec trois qualités de

matières organiques différentes (glucose, paille de blé et paille de riz) lors d’une incubation en

conditions contrôlées. Les résultats ont montré que chacun de ces processus était contrôlé par des

déterminants différents, liés à la qualité des substrats comme des sols et que ces facteurs

pouvaient s’exercer en synergie. De plus, le déplacement de l’équilibre entre ces processus

pouvaient générer des conséquences sur la quantité de N et de P remobilisés dans la solution du

sol et probablement sur leur origine (MO peu décomposée vs humifiée).

Mots clés : Déterminants, microorganismes, minéralisation, nutriments, sol.

x

ABSTRACT

Priming effect (PE) refers to a stimulation of soil organic matter (SOM) mineralization by a fresh

organic matter (FOM) amendment. This phenomenon could be an agroecological tool to

remobilize nutrients for crop growth, especially in South countries like Madagascar. Mineral

fertilizers are actually to expensive for farmers who have no other alternative than manage

organic wastes from farm activities. However, biotic or abiotic factors controlling PE intensity

are still poorly understood, because this phenomenon is the result of two different mechanisms

insteed of one. The objectif of this study was to understand how these mechanisms are

controlled in Malagasy ferralsols . Three types of ferralsol (black, red and yellow colored), from

cultivated parcels of the ITASY region, have been crossed with three different organic

amendments (glucose, wheat straw and rice straw), during a 42 days laboratory incubation.

Results showed that each mechanism was driven by different factors corresponding to some

quality parameters of substrate or soil, and showing a synergistic effect. Moreover, variations in

the balance between each mechanism could induce strong consequences on the amount of

nutrients remobilized into the soil solution, and probably on their original stock (young or

humified OM)

Key words: Controlling factors, microorganisms, mineralization, , nutrients, soil.

INTRODUCTION

INTRODUCTION

1

1 INTRODUCTION

Selon une projection réalisée par International Statistics (2012), la population

malgache atteindra 28 374 000 en 2020, par contre les gains en production alimentaire,

surtout pour le riz, restent inférieurs au rythme de croissance de la population. Près de 76% de

la population souffrent d’une carence alimentaire à Madagascar (INSTAT, 2013). Le

développement agricole durable est fondamental pour la sécurité alimentaire et la lutte contre

la pauvreté, (Pretty et al., 2011). Les zones de bas-fonds les plus fertiles, sont de plus en plus

saturées (Razafimahatratra, 2011). Les collines ou « tanety » des Hautes Terres, occupant

65% de la surface agricole utile à Madagascar, représentent actuellement les seuls terroirs

potentiels pour augmenter la production agricole (Rabeharisoa, 2004). Le sol des « tanety »,

majoritairement du type Ferralsol cité par Andriamananjara (2011), présente des teneurs

élevées en oxyhydroxydes de fer et d’aluminium (Segalen, 1995 ; Sanchez et al., 1997),

limitant ainsi la disponibilité du phosphore (P) vis-à-vis des plantes. Quant à l'azote minéral, il

est principalement perdu par lixiviation. Le coût des intrants chimiques les rend pratiquement

inaccessibles à la majorité des paysans (Andrianjafy, 2004). La gestion des déchets

organiques, tels que les résidus de récolte, composts ou fumiers animaux, semble la seule

façon de fertiliser les systèmes de culture et la meilleure alternative pour eux. L’apport de ces

matières organiques fraîches peut toutefois entrainer un autre phénomène au niveau des

composants organiques du sol. En effet, de nombreuses études ont montré que l’incorporation

de matières organiques fraîches (MOF) pouvait stimuler la minéralisation des matières

organiques du sol (Jenkinson et al, 1985, Kuzyakov et al., 2000; Fontaine et al. 2004, 2007;

Blagodatskaya et Kuzyakov ; 2008; Kuzyakov, 2010). Bingemann et ses collaborateurs

(1953) ont appelé ce phénomène « priming effect ».

Le « Priming Effect » (PE), découvert par Löhnis (1926), a fait l’objet de nombreuses études

et a été observé dans toutes les sphères écologiques caractérisées par des apports en matière

organique fraîche (MOF) (Kuzyakov, 2002 ; Blagodatskaya et Kuzyakov, 2008 ; Cheng, 2009

; Nottingham et al., 2009 ; Bernard et al., 2012 ; Bityutskii et al., 2012 ; Fontaine et al., 2004,

2007; Bernard et al., 2007, 2009). Toutes ces études ont eu pour objectif de comprendre les

mécanismes qui en sont à l’origine ainsi que leurs déterminants. Une matière organique

fraîche qui arrive dans le sol est décomposée par une succession de populations microbiennes

hétérotrophes ayant des capacités enzymatiques spécifiques et complémentaires. Au cours de

la décomposition, les matières organiques s’enrichissent en N et P par unité de C à cause de la

perte de C par respiration. Elles deviennent aussi de plus en plus récalcitrantes à la

biodégradation. Le PE serait généré par plusieurs processus qui reposeraient sur des

interactions entre groupes fonctionnels de microorganismes (Fontaine et al. 2003).

INTRODUCTION

2

Le PE indirect serait généré par la libération d’enzymes extracellulaires dirigées contre les

polymères de la MOF mais qui permettrait également d’aider à la décomposition d’une

matière organique plus évoluée (c’est à dire en cours de décomposition). Il est reconnu que

dans le sol, la disponibilité en carbone labile (source d’énergie) est le facteur limitant des

activités des microorganismes (Daufresne et Loreau, 2001). Toutefois les microorganismes

ont également besoin des nutriments comme l’azote ou le phosphore pour croître ou même

seulement être actifs. La faible disponibilité des nutriments dans la solution du sol va générer

une compétition entre les microorganismes et de nombreuses populations ayant des capacités

enzymatiques spécialisées vont aller les chercher dans les matières organiques plus évoluées.

Le PE direct est donc issu du co-métabolisme réalisé par certaines populations qui vont

utiliser l’énergie de la MOF pour aller chercher les nutriments dans la matière organique

humifiée. C’est ce que l’on appelle également la théorie du « nutrient mining ». Cette théorie

a été déjà démontré par Chen et collaborateurs (2014.) pour l’azote mais en revanche son

application au phosphore est encore débattue (Djikstra et al., 2013 ; Nottingham et al., 2015 ;

Sullivan et Hart, 2013).

Le PE entraîne donc une remise à disposition des nutriments pour les cultures par la

minéralisation des matières organiques des sols. En revanche, il peut également jouer un rôle

important dans la détermination du potentiel de stockage du carbone du sol (Kuzyakov et al.,

2000) et peut même conduire à un déstockage de la matière organique dans les sols pauvres

(Fontaine et al., 2004a). Contrôler ce processus permettrait aux cultivateurs de gérer la

fertilité de leurs sols de façon durable. Cependant, malgré les nombreuses expériences en

laboratoire et sur le terrain, les mécanismes de régulation du priming effect restent encore mal

compris (Kuzyakov et Demin, 1998 ; Fontaine et al., 2004a ; Kuzyakov et Bol, 2006 ; De

Nobili et al., 2001 ; Pascault et al., 2013 ; Brant et al., 2006 ; Guenet et al.,2010 ;

Blagodatskaya et al. 2016). Cette méconnaissance des facteurs de régulation du priming effect

est probablement liée au fait qu’il est le résultat de deux processus et non d’un seul, ce qui

complique l’interprétation des données. La question centrale que nous nous sommes posée

dans cette étude était : « Quels sont les facteurs environnementaux qui déterminent

l’équilibre entre ces deux processus ? ».

Cette question nous a amenée à poser plusieurs hypothèses :

Hypothèse 1 : Les déterminants respectifs de chacun des deux mécanismes de génération du

PE (PE direct et indirect) peuvent agir en synergie.

Hypothèse 2 : Ces deux processus peuvent avoir des dynamiques différentes dans le temps.

Hypothèse 3 : Chaque mécanisme génère des conséquences différentes sur la remise à

disposition de N et de P dans la solution du sol.

L’objectif général de cette étude est d’identifier les déterminants du priming effect, ainsi les

objectifs spécifiques de cette étude sont donc :

INTRODUCTION

3

1- De croiser les déterminants physicochimiques du sol et la qualité du substrat déclencheur,

afin de voir en quoi leur interaction pouvait agir sur le déclenchement de PE direct vs indirect.

2- D’identifier, dans les substrats ou les sols, les facteurs déterminants l’équilibre entre l’un

ou l’autre des mécanismes.

3- De comprendre l’impact des différents mécanismes sur la remise à disposition du N et du

P dans la solution du sol.

La réalisation de cette étude s’est basée sur des expérimentations en laboratoire suivant un

dispositif croisant 3 types de sols agricoles de la région d’ITASY, avec 3 apports de matière

organique fraîche de qualités différentes (paille de blé, de riz et glucose), et suivant une

cinétique en 2 temps.

Les parties suivantes de ce document détailleront les matériels et méthodes adoptés lors de

cette étude, puis les résultats seront présentés et ensuite discutés en lien avec la littérature.

Nous conclurons enfin par un schéma conceptuel reprenant nos principaux résultats ainsi que

quelques perspectives à cette étude.

MATERIELS

ET

METHODES

MATERIELS ET METHODES

4

2 MATERIELS ET METHODES

Zone d’étude et matériels utilisés 2.1

Zone d’étude 2.1.1

Nous nous sommes intéressés à un réseau de parcelles d’un paysan faisant partie d’un

programme de formation et de diffusion de techniques agroécologiques, dirigé par l’ONG

AGRISUD international. Le site de prélèvement se trouve dans le Fokontany d’Antamboho I,

commune rurale Imerintsiatosika, district d’Arivomamo, région d’Itasy au Nord-Ouest

d’Antananarivo dont l’altitude se trouve à 1383m. Le climat de la région est un climat tropical

d’altitude. La température moyenne annuelle de 18,2°C mais elle est variable selon la saison. Les

précipitations sont en moyenne de 1332 mm.

Matériels utilisés 2.1.2

2.1.2.1 Echantillonnage

3 types de sols ont été étudiés, ils proviennent de 3 toposéquences différentes :

De bas fond pour le sol noir

De bas de pente pour le sol jaune

De tanety pour le sol rouge

Les coordonnées géographiques des prélèvements des trois sols sont présentées dans le tableau 1.

Tableau 1 Coordonnée géographiques des points de prélèvements

Au moment de l’étude, le sol noir était nu. La culture précédente était du taro. La propriétaire a

fait de l’écobuage sur ce sol au lieu d’apporter des fertilisants. Le sol rouge était en jachère

depuis 3 ans. En 2012, cette parcelle avait été cultivée en riz pluvial, et fertilisée avec de la

cendre. La culture en place sur la parcelle au sol jaune était du riz pluvial, fertilisé avec du

compost et de la cendre. Ce sol était considéré par le cultivateur comme le moins fertile des 3.

Donc depuis 2012, Il a mis beaucoup d’effort pour le restaurer via des paillages et des fumures

de fonds.

Les prélèvements de sols ont été réalisés le 16 septembre 2015 durant la fin de la saison sèche et

ne concernent que les 10 premiers centimètres du sol. Environ 2kg de sol ont été prélevés pour

les trois types de sols étudiés.

Sol noir Sol rouge Sol jaune

Latitude Sud 19° 02' 10. 1'' 19° 01' 98.8'' 19° 02' 56.8''

Longitude Est 47° 27' 45. 5'' 47° 27' 40.6'' 47° 27' 27.6''


5

Les prélèvements ont été effectués à l’aide d’un cylindre métallique (carottier) de 10cm de

hauteur et de volume connu. Chaque échantillon est constitué d’un pool de 5 prélèvements au

carottier qui ont été mélangés et tamisés à 2 mm pour homogénéiser les sols et enlever les

éléments minéraux grossiers ainsi que les débris organiques (racines, parties aériennes). Après

prélèvement, les sols ont été conservés aux réfrigérateurs à une température de 4°C avant la

réalisation des analyses.

Source : Auteur, 2016

Cliché 1 : Prélèvement de sol à l’aide d’un carottier

Cliché 3 : Récupérations et tamisage du sol à un tamis

de maille de 2mm

Cliché 4 : Mise en sachet des trois sols

Cliché 2 : Matériels de prélèvements de sol


6

2.1.2.2 Sols

Trois types de sols ont été étudiés: sol noir, rouge et jaune. Ces appellations ont été attribuées par

les paysans d’après leurs couleurs mais ceux-ci leur associent également des fertilités différentes

(selon leur perception). Les cultures implantées par les paysans de la région sont ainsi différentes

selon ces couleurs de sol.

Les 3 sols appartiennent à des groupes différents d’après la classification FAO (FAO, 1974) :

Le sol noir, peu évolué et recevant des apports de colluvion, est un fluvisol.

Le sol rouge, correspondant à un sol ferrallitique, est un Ferralsol.

Le sol jaune, étant un sol ferrallitique rajeuni, correspond à un cambisol.


Cliché 7 : Sol jaune tamisé à 2 mm

Cliché 5 : Sol noir tamisé à 2mm Cliché 6 : Sol rouge tamisé à 2mm


7

Caractérisation des substrats utilisés 2.1.3

Trois types de substrats marqués ont été testés pour cette étude de priming effect : des pailles de

blé, des pailles de riz et du glucose. Ces substrats étaient enrichis en 13

C qui est l’isotope stable

du carbone. L’utilisation de matière organique fraîche (MOF) enrichie en 13

C permet de mesurer

la part de C minéralisé sous forme de CO2 provenant de cette MOF et donc de le discriminer de

celui provenant de la matière organique du sol (MOS). On peut ainsi par différence évaluer le

Priming effect (PE) généré par l’apport de cette MOF.

Les pailles de blés sont des mélanges de tiges et de feuilles qui sont enrichis à 7% en carbone 13

C. Les pailles de riz sont quant à elles des mélanges de racines, tiges et de feuilles et sont

enrichies à 10,27% en 13

C. Ces 2 pailles ont été broyées en poudre avec une grande précaution

pour éviter toutes formes de contaminations. Le glucose sous forme d’une poudre commerciale

(Sigma Aldricht) était enrichi à 99% au carbone 13

C. Les caractéristiques des substrats utilisés

sont présentées dans le tableau 2.

Tableau 2 : Caractéristiques biochimiques des substrats

Paille de blé Paille de Riz Glucose

Soluble = 100 - NDF 39,56 26,51 100

hémicellulose = NDF-ADF 27,64 32,87 0

cellulose = ADF-ADL 29,4 35,13 0

Lignine = ADL 3,4 5,49 0

Matière Azotées totales 9,6 5,98 0

C% 42,2 38,9 100

N% 1,68 1,6 0

C/N 25,2 24,3

P % 0,39 0,31

C/N/P 108/4,3/1 125/5,16/1

Marquage 13C 7% 10% 99%

(1) NDF :Neutral detergent fiber ;

(2) ADF : Acid detergent fiber ;

(3) ADL : Acid detergent lignine ;

(4) les paramètres surlignés en gris ont été obtenus par analyse en spectrométrie moyen infra-rouge des

pailles et prédiction des paramètres VanSoest au moyen d’une base de donnée établie par le CIRAD

Réunion sur un grand nombre de fourrages.

Dispositif expérimental. 2.2

Durant ces travaux de recherche, les différents types de sol ont été incubés en microcosmes en

présence ou absence des différents types de matières organiques décrit précédemment, et en

suivant un dispositif croisé. Ainsi pour chaque modalité, 3 fois 20 g d’équivalent sol sec ont été

placés dans des flacons en verre de 150 ml. Les modalités croisées ont donné 12 traitements

chacun répété 3 fois dans le but de minimiser les influences des facteurs aléatoires et d’obtenir

des moyennes estimées plus proches de la moyenne réelle.


8

Ce total de 36 microcosmes a donc été réalisé en deux séries, chaque série étant sacrifiée pour

être analysée après 7 et 42 jours d’incubation. Ces 12 traitements sont détaillés dans le tableau 3.

Tableau 3 : Description des modalités du dispositif expérimental

Traitement Type de sol Substrat Quantité de substrat Eau

Unité (g) (ml)

NC Noir - - 4,36

NB Noir P. blé 0,08 4,36

NR Noir P. riz 0,08 4,36

NG Noir Glucose 0,02 4,36

RC Rouge - - 6,51

RB Rouge P. blé 0,08 6,51

RR Rouge P. riz 0,08 6,51

RG Rouge Glucose 0,02 6,51

JC Jaune - - 6,56

JB Jaune P. Blé 0,08 6,56

JR Jaune P. riz 0,08 6,56

JG Jaune Glucose 0,02 6,56

(1) Le P. blé substrat signifie paille de blé.

(2) Le P. riz du substrat signifie paille de riz.

Le sol de chaque microcosme (contrôle ou amendé) a été mélangé avant d’être placé en salle

d’incubation.

Incubation des sols 2.3

Les microcosmes ont été incubés à l’obscurité et à une température constante de 28°C, Les

flacons ont été hermétiquement fermés pour éviter l’évaporation de l’eau du sol et disposées en

randomisation totale sur les étagères de la salle d’incubation. L’incubation s’est déroulée en deux

phases:

Une période de pré-incubation de 7 jours avant apport des substrats, et à l’humidité du terrain,

de manière à stabiliser les activités microbiennes. Cette période correspond à une réactivation

des microorganismes qui était en dormance lors de la conservation des sols à 4°C.

Une période d’incubation proprement dite débutant par l’apport des substrats organiques et

ajustement de l’humidité des microcosmes. A T0, les résidus de pailles de blé et de riz ainsi que

le glucose ont été ajoutés aux microcosmes sous forme de poudre. Les pailles ont été apportées

au sol à raison de 0,4% de la quantité d’équivalent sol sec. Pour le glucose, la masse du substrat

ajoutée est équivalent à ¼ du carbone total de la paille. En se référant sur le travail de Chen et al

en 2014, cette quantité pourrait stimuler suffisamment de priming effect et correspondait à peu

près à la fraction soluble des pailles.


9

Chaque microcosme a été humidifié jusqu’à 70% de sa capacité maximale de rétention, vu que

cette humidité assure des conditions optimales pour l’activité biologique du sol (Stanford et al.,

1974). Les calculs sont détaillés dans l’annexe 1. Cette incubation a été menée sur une durée de

42 jours et les flacons ont été aérés tous les 2 jours à l’aide d’une seringue de 60 ml.

Analyses effectuées 2.4

Certaines analyses ont été réalisées uniquement sur les trois sols de départ afin de les caractériser

sur les plans physicochimique et microbiologique. Il s’agit des mesures d’humidité et de

saturation des sols en eau, du pH, de la granulométrie, du fractionnement granulométrique de la

matière organique. D’autres analyses ont été réalisée à la fois sur les sols de départ mais

également incubés. Il s’agit des mesures de la teneur en C organique, du P assimilable, du N

minéral (uniquement NH4) et de la biomasse moléculaire (contenus en ADN des sols). Enfin, les

mesures de CO2 et de 13

CO2 n’ont été réalisées que sur les sols incubés

Mesure de l’humidité du sol 2.4.1

L’humidité est obtenue par séchage à l’étuve à une température de 105 °C pendant 24 h. la

formule permettant de calculer l’humidité est la suivante :

H% = (Poids frais – Poids sec) / poids frais

Détermination du point de saturation en eau du sol 2.4.2

Le point de saturation a été déterminé le plus tôt possible après le retour des prélèvements au

laboratoire. Le principe de la méthode est de saturer tous les pores du sol afin de déterminer le

volume d’eau saturant. Pour ce faire, 20g de sol frais ont été mis dans un bécher puis le bécher a

été placé sur une balance. On a ajouté petit à petit de l’eau distillée avec une pipette pasteur

jusqu’à qu’il y a apparition d’un film d’eau à la surface du sol.

Cliché 8 : Flacons dans la salle d’incubation


Cliché 9 : Ajout d’eau avec une pipette de précision au

temps T0


10

Le poids donné par la balance correspond au point de saturation du sol. D’après la mesure de

l’humidité du sol prélevé, on a pu en déduire le volume d’eau à saturation et calculer le volume

d’eau à ajouter au sol humide pour se placer à 70% de la saturation.

Mesure pH eau 2.4.3

Le pH eau correspond à la concentration en ion hydrogène (H+) de la solution du sol également

appelé acidité active du sol. La détermination du pH eau a été faite à partir de 5 g de sol sec dans

lequel on a ajouté 12,5 ml d’eau distillée et qui a été agité pendant 30 min. la mesure a été

effectuée à l’aide d’une électrode de verre et d’un pHmètre (Compagnie).

Granulométrie 2.4.4

La texture du sol est déterminée par tamisages successifs du sol sur différentes tailles de mailles

suivis d’une sédimentation sol après destruction de la MO afin de séparer les particules

élémentaires du sol (sables grossiers et fins, limons grossiers et fin, argile). Plus précisément, 10

g de sol sont ajoutés à 50 ml d’H2O2 et incubés à froid pendant une nuit. Un volume de 20 ml de

pyrophosphate de sodium à 40g.l-1

est ensuite ajouté et le mélange est agité pendant 4h. Les

fractions sont ensuite séparées par tamisage sur des tamis de mailles de 200, de 50 et de 20 μm

afin de séparer les sables grossiers, sables fins, limons grossiers. Le filtrat qui passe à travers le

tamis de 20 μm est ensuite sédimenté afin d’isoler les limons fins et l’argile. Toutes les fractions

recueillies sont séchées à l’étuve à 105°C et pesées.

Analyse par fractionnement granulométrique de la matière organique du sol 2.4.5

Pour le fractionnement granulométrique de la MO organique, la méthode utilisée est une

méthode adaptée de Gavinelli et al. (1995). Le principe est de fractionner les particules du sol en

taille différente, à savoir les FLE (Fraction légère), F>200 µm, F : 50-200 µm et F<50 µm et

quantifier les teneurs en carbone dans chaque fraction. Brièvement, 20 g de sol ont été agités

pendant une nuit (12h) dans 200 ml d’eau déminéralisée, 0,8 g d’hexamétaphosphate de sodium

et en présence de 5 billes d’agate, sur un agitateur rotatif à la fréquence de 45 agitations par

minute. Les billes servent à détruire les agrégats organo-minéraux de taille supérieures à 50µm.

La fraction organique légère (FLE) est isolée en premier par flottaison. La suspension de sol est

ensuite tamisée successivement à 200 μm puis 50 μm pour isoler les fractions de la taille des

sables grossiers (F: 200-2000 μm) et de la taille des sables fins (F50-200). Les fractions <50 sont

récupérées. Du chlorure de stronium SrCl2 pour permettre une floculation de l’argile. Toutes les

fractions sont récupérées dans des boîtes en inox et sont séchées à 60°C, pesées et broyées pour

les analyses de C organique.


11

Mesure de la teneur en carbone organique 2.4.6

La détermination de la teneur en carbone organique total a été effectuée selon la méthode de

Walkley et Black (1934) par combustion en voie humide. Les carbones organiques sont oxydés

par un excès d’une solution de bichromate de potassium, en milieu acide (en présence d’acide

sulfurique). L’excès est ensuite déterminé par titration à une solution de sulfate ferreux. Les

réactions correspondantes seront les suivantes : la réaction se fait à froid, et l’oxydation est

incomplète et correspond en moyenne à 77% du carbone présent dans le sol. Le titrage par le sel

de Mohr est fait à partir d’un « titrateur Crison ». Le mode opératoire est présenté dans l’annexe

3.

Mesure de la teneur en phosphore assimilable 2.4.7

Cette méthode consiste à utiliser des bandes de résines échangeuses d’anion pour extraire les

phosphores (P) généralement assimilable par la plantes et les transférer vers la surface de la

résine. 2 g d’équivalent de sol sec a été introduit dans un tube de falcon avec 30 ml d’eau ultra

pure et une bande de résine. Ainsi Le P du sol est adsorbé au niveau de la résine après 16 heures.

Il est par la suite libéré dans une solution mixte de NaCl/HCl à 0,1 M. La lecture se fait ensuite

par la méthode au vert de malachite au spectrophotomètre à une longueur d’onde de 610 nm. Le

mode opératoire est détaillé dans l’annexe 4.

Mesure de la teneur en azote minéral NH4 2.4.8

La mesure consiste à agiter l’équivalent de 5g de sol sec dans 50 ml de KCl à 1M pendant 1

heure, puis centrifuger pendant 5 mn et filtrer les surnageants sur papier filtre. Les filtrats ont été

conservés au congélateur à une température de -18°C jusqu’à la détermination de la

concentration de N-NH4+.

. Les extraits sont analysés par colorimétrie sur un analyseur en flux

continu (SKALAR) utilisant la méthode de Berthelot pour le dosage de N-NH4. Le mode

opératoire est détaillé dans l’annexe 5.

Biomasse moléculaire 2.4.9

2.4.9.1 Extraction d’ADN

Le but de ce travail est d’extraire l’ADN des microorganismes du sol directement de la matrice

sol, sans passer au préalable par une extraction des organismes qui génère beaucoup de perte et

sous-estime fortement la biomasse des microorganismes. L’extraction a été faite au FOFIFA

Ambatobe/Cirad Forêt sur la plateforme interinstitutionnelle de biologie moléculaire. La

méthode est basée sur le kit d’extraction d’ADN (FastDNA™ SPIN Kit for Soil, MP

Biomedicals, Solon, Etats-Unis) en suivant les instructions données par le fournisseur (voir

annexe 6). Après extraction des ADN, les éluât ont été conservés à -18°C avant analyse.


12

2.4.9.2 Quantification

Les ADN ont été quantifiés par fluorescence au moyen du kit. En fait, grâce à une excitation à

480 nm du Quant-iT™ PicoGreen®, la fluorescence de celui-ci est lue à 520 nm, lorsqu’il est

intercalé entre les bases d’ADN. Le protocole est détaillé dans l’annexe 7.

Mesure d’émission de CO2 2.4.10

Les mesures d’émission de CO2 sur chaque microcosme ont été faites sur une cinétique à 2

temps d’analyses : T7 et T42. Chaque microcosme a été aéré 1 jour avant la mesure soit à T6 et

T41. Les 36 microcosmes (12 traitements répétés 3 fois) étant réalisé en triplicats, à chaque

temps de mesure du CO2, une série de 36 microcosmes a été sacrifiée pour la réalisation des

autres mesures.

Le CO2 dégagé a été mesure à l’aide d'un chromatographe en phase gazeuse (CPG) de type

microcatharomètre (Varian CP-4900) qui sépare les gaz de l’échantillon selon leur conductibilité

thermique vis-à-vis du gaz vecteur, ici l’hélium (Fonteneau, 2008).

Un volume de 6 ml de la phase gazeuse a ensuite été prélevé avec une seringue et transféré dans

un tube Exatainer sous vide pour le dosage du 13

CO2. Ce dosage a été réalisé par IRMS (Isotopic

Ratio Mass spectrometry) en prestation de service par la plateforme d’isotopie de l’INRA de

Montpellier (France). Les résultats obtenus correspondent à un pourcentage de 13

CO2 par rapport

au CO2 total (A%), qui permettra ensuite, connaissant la teneur en 13

C du substrat, de calculer le

pourcentage CO2 provenant de sa minéralisation.

Cliché 10 : Mesure de l’émission de CO2 avec un micro CPG



13

Détermination du priming effect 2.4.11

Comme illustré sur la figure1, issue de l’article de Kuzyakov et al (2000). Le Priming Effect a

été calculé à partir du CO2 total de la modalité amendée auquel on retranche le CO2 total de la

modalité contrôle et le CO2 provenant de la matière organique amendée, obtenu grâce au dosage

de 13

CO2.

Analyse statistique 2.5

Les données brutes obtenues au cours de l’incubation ont été enregistrées sous Microsoft Excel

2010.

L’analyse de la variance (ANOVA), en utilisant le test de Tukey HSD a été effectuée pour

vérifier l’existence ou non de différence significative entre les traitements effectués avec un seuil

de α = 5 %. Le logiciel utilisé pour traiter les données est XLSTAT version 2008.6.03. L’analyse

de variance est significative lorsque le niveau de probabilité (P) est inférieur au niveau de

probabilité théorique au risque (α= 5 %) c'est-à-dire P < 0,05.

Le même logiciel XLSTAT a servi à réaliser diverses matrices de corrélation de Pearson pour

voir les corrélations entre les variables et mieux expliquer les résultats. La significativité des

corrélations a aussi été déterminée au seuil de 5%.

Figure 1 : Calcul de priming effect

Source : Kuzyakov, 2000

RESULTATS

RESULTATS

14

3 RESULTATS

Description des sols de départ 3.1

Le tableau ci-dessous montre les résultats des analyses physicochimiques des trois sols au temps

T0.

Tableau 4 : Caractéristiques physico-chimique des sols de départ

Paramètres SOL

Unité Noir Rouge

Jaune

Humidité % 22,19 ±0,42 14,35 ±0,09 9,65 ±0,508

pH 4,72 ±0,01 5,51 ±0,01 4,85 ±0,005

Granulométrie A 42,39 ±1,47 47,77 ±1,31 47,32 ±5,24

LF 23,21 ±0,75 16,88 ±1,3 16,79 ±4,59

% LG 8,64 ±0,89 8,93 ±0,4 5,43 ±0,35

SF 9,26 ±0,63 10,59 ±0,52 7,69 ±0,34

SG 16,49 ±0,32 15,83 ±0,35 22,82 ±0,13

Saturation eau g.kg-1

de sol 430,56 ±12,85 535,12 ±20,95 494,39 ±6,74

C.org g C kg

-1 de

sol

34,51 ±1,71 18,85 ±0,71 24,82 ±0,36

NH4+

N mg.kg-1

sol

1,59 ±0,25 2,52 ±0,39 2,33 ±0,16

P disponible mg.g-1

sol 1,02 ±0,04 0,44 ±0,03 1,75 ±0,72

FGMO FLE 0,51 ±0,06 1,29 ±0,30 1,12 ±0,02

C F>200 0,59 ±0,96 0,06 ±0,002 0,08 ±0,01

F:50-200 2,04 ±0,22 1,2 ±0,17 1,54 ±0,06

F<50 28,13 ±0,59 13,69 ±0,50 20,04 ±0,27

Ces trois sols présentent une texture argileuse, avec un contenu en argiles + limon fins supérieur

à 60%. Le sol noir a une capacité de rétention en eau plus élevée que les deux autres. Il avait

d’ailleurs une humidité supérieure au moment du prélèvement, suivi du sol rouge. Le sol jaune

est le sol qui retient le moins d’eau avec une humidité de 9,65%. Pour l’état d’acidité du sol, le

pH eau du sol rouge est le plus élevé parmi les trois avec un pH de 5,51 ±0,01, c’est un « sol

fortement acide » alors que le sol jaune et noir sont des « sols très fortement acide ».

La teneur en carbone (C) dans les sols étudiés varie de 18,85 ±0,71 à 34,51 ±1,71g C kg-1

de sol

selon le type de sol. Le sol noir, qui a la teneur en carbone la plus importante, peut être

caractérisé comme sol humifère. Le sol rouge contient le moins de carbone organique avec 18,85

g C kg-1

de sol, c’est un sol peu humifère. Le sol jaune est aussi un sol peu humifère avec une

teneur intermédiaire. Concernant le phosphore P assimilable, le sol jaune présente la

biodisponibilité la plus élevée avec 1,02±0,04 mg P.kg-1 de sol sec suivi du sol noir. Le

phosphore assimilable est corrélé positivement à la biomasse moléculaire du sol. Le sol rouge est

très pauvre en phosphore avec une quantité de 0,44 mg P kg-1 ±0,03.

RESULTATS

15

Le taux de recouvrement lors de l’analyse de fractionnement granulométrique de la matière

organique du sol FGMO était de 94,3% pour le noir, 91,9% pour le rouge et 90% pour le sol

jaune. Les fractions grossières (F > 50 μm) sont formées de matières organiques reconnaissables

dites figurées (résidus d'origine végétale non décomposés ou en cours de décomposition, parfois

partiellement humifiés, débris racinaires...) alors que les fractions fines (F < 50 μm) contiennent

une matière organique non reconnaissable liée aux limons et argiles qui inclut la matière

organique humifiée ou en voie d’humification et une partie de la biomasse microbienne. Les

résultats de fractionnement montrent que plus de 80% de la teneur en C du sol sont associés à la

fraction fine F < 50 μm, cette teneur tend à diminuer ensuite en fonction de la taille des fractions

et la fraction F>200 μm ne contient qu’une infime partie. (0,59 ±0,96 g C kg-1

de sol pour le sol

noir, 0,06 ±0,002 g C kg-1

pour le sol rouge et 0,08 ±0,01 g C kg-1

). La fraction F:50- 200 μm

contient une fraction non négligeable en C. Dans le sol rouge, la fraction FLE contient encore

une concentration de carbone assez élevée par rapport aux deux autres sols. Cela laisse à dire que

les MO du sol noir sont déjà humifiées et en voie de stabilisation alors que le sol rouge contient

encore des MO jeunes. Le carbone organique mesuré sur le sol total apparaît principalement lié à

la fraction fine (R2= 0,99) de la MO alors qu’il est inversement corrélé à la fraction légère de la

MO (R2= 0,99) (voir. annexe 8 a et b).

Cinétique de minéralisation des matières organiques 3.2

Minéralisation Basale 3.2.1

Les figures 2 a et b illustrent la vitesse de respiration basale enregistrée pour les trois sols (noir,

rouge, jaune) en T7 et T42 des cinétiques d’incubation.

(1) A, B, C indiquent le groupe de chaque traitement, une même lettre indique dans un graphe indique une

absence significative au seuil de signification α=0,05 d’après le test de Tukey.

C

B A

0

0,5

1

1,5

NOIR ROUGE JAUNE

CO

2 µ

g .

h-1

g-1

sol

Type de sol

Respiration basale du sol en

T7

B

A A

0

0,5

1

1,5

NOIR ROUGE JAUNE

CO

2 µ

g h

-1 g

-1 s

ol

type de sol

Respiration basale du sol en

T42

Figure 2 : Respiration basale des trois sols (a) : en T7 et (b) : en T42

RESULTATS

16

La respiration basale baisse significativement pour les trois sols entre le T7 et le T42. A T7, le

dégagement de CO2 est significativement plus élevé pour le sol jaune (1,06 ±0,07 CO2 µg. CO2

h-1

g de sol sec), que pour le sol rouge (0,9 ±0,04 CO2 µg.h-1

g de sol sec), le sol noir étant le

plus faible (0,49 ±0,02 µg CO2.h-1

g de sol sec) (p-value <. 0,0001). En T42, la respiration du sol

rouge et jaune sont très proches mais sont encore significativement supérieure à la respiration du

sol noir (p-value <.0, 0001). Le sol noir est celui qui respire le moins avec une émission

maximale de 0,49 µg CO2 h-1

et minimale de 0,21 µg CO2.h-1

. (Voir annexe 9).

Minéralisation des substrats 3.2.2

Les cinétiques de minéralisation (du carbone organique) des trois substrats (paille de blé, paille

de riz, et glucose) aux temps T7 et T42, sont illustrées dans les figures 3, 4 et 5, chaque figure

correspondant à chacun des 3 sols.

3.2.2.1 Minéralisation des substrats dans le sol noir

La figure 3 montre la vitesse de minéralisation des trois substrats dans le sol noir aux deux

temps d’incubation.

(1) Les lettres indiquent le groupement de chaque traitement.

(2) Les caractères majuscules (T7) et minuscules (T42)

(3) Une même lettre indique dans un graphe indique une absence significative au seuil de signification α=0,05

d’après le test de Tukey.

La minéralisation des substrats dans le sol noir est faible par rapport aux deux autres sols. En

T7, la vitesse de minéralisation de la paille de blé n’est pas différente de celle du riz mais elle

est significativement supérieure (p-value<0,0001). Sur les deux temps analysés, la

minéralisation du glucose est restée très faible par rapport aux pailles (Annexe 10).

B c

A

a

A

b

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

T7 T42

CO

2 d

égag

é en

µg

h-1

g-1

de

sol

Temps d'analyse (jours)

Minéralisation des substrats dans le sol noir

Glucose

Blé

Riz

Figure 3 : Moyenne de la minéralisation des trois substrats par temps dans le sol noir

RESULTATS

17

3.2.2.2 Minéralisation des substrats dans le sol rouge

Légende : voir figure 3

La minéralisation des trois substrats présente une différence significative en T7 ainsi qu’en T42.

En T7, la paille de riz (3,82 ± 0,05 µg CO2 h-1

g-1

de sol) est minéralisée plus vite que celle du

blé (3,23 ±0,12 µg. CO2 h-1

g-1

de sol) (p-value < 0,0001) (Annexe 11 a). En T42, cette tendance

est inversée. On observe toujours une différence significative de minéralisation entre les trois

substrats (p-value < 0,0001) (Annexe 11 b). Mais la vitesse est réduite de moitié par rapport au

temps précédent.

3.2.2.3 Minéralisation des substrats dans le sol jaune

C

c

B

a

A

b

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

T7 T42

CO

2 d

égag

é en

µg

h-1

g-1

de

sol

Temps d'analyse(jours)

Minéralisation des substrats dans le sol rouge

Glucose

Blé

Riz

Figure 4 : Moyenne de minéralisation des trois substrats par temps dans le sol rouge

B b

A

a

A

a

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

T7 T42

CO

2 d

égag

é en

µg

h-1

g-1

de

sol


Minéralisation des substrats dans le sol jaune

Glucose

Blé

Riz

Figure 5 : Moyenne de minéralisation des trois substrats par temps dans le sol jaune


RESULTATS

18

Comme pour les sols précédents, la vitesse de minéralisation des pailles reste largement

supérieure à celle du glucose (p-value <0,001) (Annexe 12 a). Par contre, la minéralisation des

pailles n’affiche pas de différence significative entre elles. Cette tendance de minéralisation est

encore constatée en T42 même si la paille de blé (1,11 ± 0,03 µg CO2 h-1

g-1

de sol) se minéralise

encore plus que le riz (0,99 ± 0,09 µg CO2 h-1

g-1

de sol), mais cette différence n’est pas

statistiquement significative au seuil choisi (p-value < 0,0001) (Annexe 12 b).

En globalité, la minéralisation des substrats en T7 est significativement plus élevée que

celle de T42, elle diminue de moitié en T42. A chaque temps d’analyse, la vitesse de

minéralisation dépend fortement de la qualité des substrats apportés aux sols, mais peu de la

qualité des sols (cas du glucose). Par contre, la minéralisation des pailles est significativement

plus élevée que celle du glucose (p-value <0,001) dans les deux temps. Si on compare le taux de

minéralisation de chaque substrat dans les sols, le sucre ne présente aucune variabilité

significative à chaque temps d’analyses, par contre la minéralisation (émissions de CO2) entre

les sols présente des différences significatives. L’émission maximale est constatée dans le sol

rouge (T7) avec 0,43 ± 0,12 µg CO2 h-1

g de sol sec, alors que dans le sol noir elle n’est que de

0,04 ± 0,05 µg CO2 h-1

g de sol sec. La cinétique de minéralisation de la paille de blé et riz sont

très proche mais ils présentent quelques variations au cours du temps et dans les trois sols.

Priming effect 3.3

L’apport de matières organiques fraîches a entrainé une augmentation du taux d’émission de CO2

du sol par rapport au sol témoin. Le PE en T7 est le plus intense. La moyenne de PE pour chaque

substrat varie en fonction du sol. En T7, Le PE présente une différence significative entre les

trois sols (p-value<0,001) mais pas entre les trois substrats (p-value= 0,781) (Annexe 13).alors

qu’en T42 le PE présente une différence entre les trois sols et les trois substrats.

Les figures 6, 7 et 8 présentent l’intensité du PE en T7 et T42 dans chacun des trois sols étudiés.

RESULTATS

19

Priming dans le sol noir 3.3.1

En T7, le glucose génère le PE le plus élevé des trois substrats (0,34 ± 0,12 µg CO2 h-1

par g de

sol). La moyenne du PE ne présente pas de différence significative entre les pailles le modèle

présente une différence significative (p-value < 0,013) (Annexe 14 a). En T42, le PE généré par

la paille de blé (0,13 ± 0,08 µg CO2 µg.h-1

par g de sol) est plus élevé que celui de la paille de riz

(0,10 ± 0,04 µg CO2 µg.h-1

par g de sol), néanmoins la différence n’est pas significative au seuil

choisi.

Priming dans le sol rouge 3.3.2

A

b

B

a

B

ab

-0,1

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

T7 T42

CO

2 d

éga

gé

µg

h-1

g-1

de

sol


PE sol dans le sol noir

Glucose

Blé

Riz

Figure 6 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol noir

C c

B a

A

b

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

T7 T42

CO

2 d

éga

gé

µg

h-1

g-1

de

sol


PE dans le sol rouge

Glucose

Blé

Riz

Figure 7 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol rouge



RESULTATS

20

Contrairement au sol noir, le PE en T7 généré par le glucose dans ce sol reste significativement

inférieur à celui du priming généré par les deux pailles (p-value< 0,001) (Annexe 15). La paille

de riz a généré plus de PE que la paille de blé. Inversement, en T42, la paille de blé génère plus

de PE que la paille de riz. Le PE du T7 est significativement supérieur que celui du T42 (p-value

< 0,001) (Annexe 15 c).

Priming dans le sol jaune 3.3.3

Le PE généré par la paille de blé dans le sol jaune est plus important que celui généré par la

paille de riz, alors que le PE était équivalent dans le sol noir en T7. La moyenne de PE la plus

importante est celle de la paille de blé (0,50 ± 0,07 µg CO2 h-1

g de sol) suivi du glucose et enfin

de la paille de riz. (p-value< 0,001) (Annexe 16 a). En T42, les trois sols gardent la même

tendance. Le sol jaune discrimine bien le PE généré par les 2 pailles.

Biodisponibilités des nutriments : Delta nutriments 3.4

Le priming effect étant le résultat d’une soustraction entre le CO2 provenant du sol dans la

condition amendé et celui de la condition contrôle, il est en quelque sorte un « delta-CO2 sol ».

Pour étudier les relations entre ce PE et la dynamique des nutriments générés par les différents

amendements, il nous a paru opportun de raisonner également en termes de delta-nutriments. Les

valeurs de delta nutriments ont donc été obtenues par la soustraction de la teneur en nutriment

dans le microcosme contrôle à la teneur en nutriments dans le microcosme amendé.

A

a

A

a

B

b

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

T7 T42

CO

2 d

égag

é µ

g h

-1 g

-1 d

e so

l


PE dans le sol jaune

Glucose

Blé

Riz

Figure 8 : Moyenne de priming effect des trois substrats par temps dans le sol jaune


RESULTATS

21

Quels que soient les sols, l’apport des pailles (blé et riz) a entrainé une augmentation du niveau

de phosphore assimilable dans la solution du sol (delta-P positif). Par contre l’apport de glucose

a généré une immobilisation des phosphores assimilables dans la solution du sol (delta-P

négatif), ce qui explique que la teneur en P dans la solution du sol contrôle soit supérieure à celle

des sols qui ont eu des apports en glucose, et donc que les delta-P soient négatifs. Concernant la

cinétique de libération de NH4, l’apport des pailles dans les trois sols a augmenté le niveau de

NH4 dans le sol (delta-NH4 positif) en T7 et en T42, mais le glucose génère à la fois une

augmentation et une diminution de la teneur en NH4 du sol en fonction du traitement et du

temps.

Biodisponibilité de N et P dans le sol noir 3.4.1

Les biodisponibilités des éléments N et P dans le sol noir sont présentées dans les figures 9 a et

b.

Dans le sol noir, la paille de riz engendre un delta-NH4 inférieur à celui du blé en T7 mais

supérieur en T42. Inversement la paille de riz a généré un delta-P (1,62 ± 0,27 mg P. kg-1

sol sec)

supérieur au blé en T7 et en T42.

Après apport du glucose, la teneur en P dans le sol a baissé de 0,45 ± 0,17 mg P kg-1

sol sec par

rapport au sol du microcosme contrôle en T7, mais en T42 une libération de P dans la solution du

sol est constatée, ce qui correspond à une augmentation de la teneur en P par rapport au temps

T7. Dans le sol noir, la biodisponibilité de P est significativement différente entre les deux temps

d’analyses, de même entre les traitements (p-value < 0,0001) (Annexe 17).

C

c

B b

A

a

-1

-0,5

0

0,5

1

1,5

2

2,5

T7 T42

P l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta P dans le sol noir

Glucose Blé Riz

C

c

A

b B

a

-2

-1

0

1

2

3

4

T7 T42

N l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta N dans le sol noir

Glucose Blé Riz

Figure 9 : Libération des nutriments dans le sol noir a : delta N et b : delta P


RESULTATS

22

Biodisponibilité de N et P dans le sol rouge 3.4.2

A T7, le traitement avec paille de riz présentait un delta-NH4 (1,55 ± 0,26 mg N kg-1 sol sec) (p-

value < 0,0001) et un delta-P (0,7 ± 0,11 mg N kg-1 sol sec) (p-value < 0,0001) supérieur à celui

du traitement avec paille de blé . Les delta-NH4 et P du glucose étaient tous négatifs. (Annexe 18

a et c).

En T42, seul le delta-NH4 du blé était positif tandis que les deltas-P générés par les amendements

variaient entre les trois substrats. Le delta-P du riz (0,47 ± 0,13 mg P kg-1

sol sec) reste supérieur

à celui du blé (0,24 ± 0,14 mg P kg-1

sol sec), les trois génère un niveau de libération différente

de delta NH4 et delta P (p-value < 0,0001) (Annexe 18 b et d).

C

b

B

a A

b

-2

-1

0

1

2

3

4

T7 T42N l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta N dans le sol rouge

Glucose Blé Riz

C c

B b

A a

-1

-0,5

0

0,5

1

1,5

2

2,5

T7 T42P l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta P dans le sol rouge

Glucose Blé Riz

Figure 10 : Libération des nutriments dans le sol rouge a : delta N et b : delta P


RESULTATS

23

Biodisponibilité de N et P dans le sol jaune 3.4.3

En T7, la paille de blé a généré un delta-NH4 plus élevé que celui de la paille de riz.

Inversement le riz a généré un delta P supérieur à celui de la paille de blé. En T42, les delta-NH4

du blé et du riz sont identiques mais la paille de riz a généré un delta-P plus élevé que la paille de

blé. Le sol jaune est celui qui a une teneur en P assimilable la plus élevée, pourtant

l’immobilisation du P est très forte dans ce sol après apport de glucose. Le delta-P en T7 était

significativement inférieur à celui du T42. L’immobilisation du P était maximale en T7 (par

rapport à tous les traitements), avec une baisse de 0,62 ± 0,21 mg P kg-1

sol sec. En T42, une

libération de P a été constatée par rapport au temps précédent, le delta-P était de 0,46 ± 0,21 mg

P kg-1

sol sec.

Biomasse moléculaire 3.5

La biomasse moléculaire (BM) correspond à la quantité d’ADN extrait par unité de sol. Quand

un microorganisme se réplique, sa quantité d’ADN double. La BM reflète donc en quelque sorte

la densité des microorganismes dans le sol. Pour les raisons exposées précédemment, nous avons

préféré raisonner en termes de delta-BM. A l’image des delta-nutriments, le delta biomasse

moléculaire (delta BM) est obtenu par différence entre la BM de la condition amendée et celle de

la condition contrôle.

Les figures 12 à 14 montrent le delta-BM associé à chaque type d’amendement et dans chacun

des trois sols.

C

b

A

ab B a

-2

-1

0

1

2

3

4

T7 T42

N l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta N dans le sol jaune

Glucose blé Riz

Figure 11 : Libération des nutriments dans le sol jaune a : delta N et b : delta P

C c

B

b

A

a

-1

-0,5

0

0,5

1

1,5

2

2,5

T7 T42

P l

ibér

é en

mg

.kg

-1 d

e so

l


Delta P sol dans le jaune

Glucose Blé Riz


RESULTATS

24

Delta-BM dans le sol noir 3.5.1

Par rapport au sol contrôle, l’apport des substrats a entrainé une augmentation de la BM en T7.

Les delta-BM dans les trois traitements ne diffèrent pas significativement entre eux en T7 (p-

value = 0,359) (Annexe 20 a) mais en T42, il présente une différence significative en delta BM

entre les trois substrats (p–value=0,047) (Annexe 20 b), où le delta BM tend vers 0. On peut dire

que dans le sol noir les effets des amendements sur la densité des microorganismes sont résilients

à T42.

Delta biomasse dans le sol rouge 3.5.2

A

b

A

a

A

ab

-5

-3

-1

1

3

5

7

9

T7 T42

AD

N µ

g.g

-1 d

e so

l


Delta biomasse dans le sol noir

Glucose

Blé

Riz

Figure 12 : Delta biomasse dans le sol noir

B

a

A

a

AB

a

-5

-3

-1

1

3

5

7

9

T7 T42AD

N µ

g.g

-1 d

e so

l

temps d'analyse (jours)

Delta biomasse dans le sol rouge

Glucose

Blé

Riz

Figure 13 : Delta biomasse moléculaire dans le sol rouge



RESULTATS

25

En T7, on note une différence significative de delta-BM entre les pailles et le sucre (p-value

<0,001) (Annexe 21 a). Par contre entre les pailles (blé et riz), le delta biomasse généré par

l’apport en paille de blé (1,85 ± 1,72 µg ADN.g-1 de sol) est supérieur à celui de la paille de riz

(0,35 ± 1,20 µg ADN.g-1 de sol), mais l’analyse statistique montre que cette différence n’est pas

significative au seuil choisi. Le delta-BM observé en T42 est significativement supérieur à celui

du T7 (p-value < 0,001) (Annexe 21 c). Contrairement au sol noir, le delta-BM moyen en T42 a

augmenté 2 fois pour le blé et jusqu’à 5 fois pour le glucose et le riz par rapport au T7. Mais

entre les traitements, il ne présente pas de différence significative de delta-BM entre les pailles et

le sucre (p-value=0,575) (Annexe 21 b).

Delta biomasse dans le sol jaune 3.5.3

Les pailles sont significativement supérieures en delta BM que le sucre (p-value= 0,002). Le

delta-BM dans le sol amendé en paille de blé a augmenté de 2,124 ± 3,422µg ADN.g-1

de sol en

T42 par rapport au T7. Dans le sol amendé en paille de riz, la population microbienne a diminué

en T42. En dépit de ces variations de delta biomasse moléculaire, aucune différence significative

n’est perçue que ce soit entre les traitements avec pailles comme entre les deux temps de

l’incubation T7 et T42, en raison d’une forte variabilité entre les réplicats biologiques

Pour le glucose, le delta-BM est passé de -3,99 ± 4,43 µg ADN.g-1

de sol (en T7) à -0,81 ± 2,27

µg ADN.g-1

de sol entre le T7 et le T42 mais cette variation n’est pas statistiquement

significative. En T42, les trois substrats ne présentent pas de différence significative en delta BM

(p-value=0,068) (Annexe 22 a et b).

B

a

A

a

A a

-9

-7

-5

-3

-1

1

3

5

7

9

T7 T42

AD

N µ

g. g

-1 g

de

sol


Delta biomasse dans le sol jaune

Glucose

Blé

Riz

Figure 14 : Delta biomasse moléculaire dans le sol jaune


DISCUSSION

DISCUSSION

26

4 DISCUSSION

Un apport de MOF peut augmenter la minéralisation des matières organiques du sol de 12 à

400% en fonction de différents déterminants lié à la nature du sol, à la nature du substrat qui le

génère (Fontaine et Barot, 2005), et à la composition fonctionnelle des communautés

microbiennes (Bernard et al, 2009). Notre étude a conduit à des niveaux de PE compris entre 11

et 70% de la respiration basale, en fonction des sols et des substrats. L’amendement du sol en

glucose a généré un priming effect pour les trois sols. Ce résultat rejoint les résultats trouvés par

(Mary et al., 1993; Asmar et al., 1994; Dalenberg et Jager, 1989), pourtant d’autres auteurs ont

trouvé que le glucose n’avait aucun effet sur la minéralisation de la MOS (Wu et al., 1993).

Fontaine et ses collaborateurs (2003) expliquent que le glucose ne génère du PE que lorsque la

solution du sol est carencée en azote. Si l’azote n’est pas limitant, les populations opportunistes

sont plus compétitives que les populations à croissance plus lente pour le fixer dans leur

biomasse et se multiplier. L’addition des pailles de blé et de riz a également accéléré la

minéralisation des MOS. Ce résultat est en accord avec les études de Löhnis (1926), Broadbent

(1947), Broadbent et Bartholomew (1948), Bingeman et al., (1953), Broadbent et Nakashima

(1974), Sørensen (1974) Wu et al (1993).

D’après les hypothèses posées dans la littérature (Fontaine et al., 2003 ; Kuzyakov et al, 2000),

le PE pourrait résulter de deux types de mécanismes :

(1) un PE indirect (PEI) généré par la libération d’enzymes extracellulaires provenant des

populations microbiennes à croissance plutôt rapide, dirigées contre la fraction polymérisée de la

MOF, mais qui permettrait également d’aider à la décomposition d’une matière organique plus

évoluée, en cours de décomposition.

(2)- un PE direct (PED) par co-métabolisme des matières organiques fraîches et humifiées par

les populations à croissance plutôt lente ; la MOF apportant l’énergie nécessaire aux

microorganismes pour décomposer la matière organique évoluée afin d’y chercher des

nutriments autres que le carbone.

Ces mécanismes étant sensés être le résultat d’activités microbiennes ayant des vitesses de

croissance différentes, nous avons posé l’hypothèse qu’ils pouvaient alterner dans le temps en

fonction des sols et des substrats. Nous avons donc observé ces processus à un temps

relativement précoce après l’apport des différentes MOF (7 jours) ainsi qu’à un temps plus tardif

(42 jours).

DISCUSSION

27

Processus générateurs de PE 4.1

Processus générateurs du PE précoce. 4.1.1

4.1.1.1 Cas particulier du Glucose

Le glucose est un sucre simple de la famille des monosaccharides, sa formule chimique est de

C6H12O6, il n’apporte pas d’autres éléments (nutriments). Dans le sol, il ne constitue qu’une

source d’énergie pour les microorganismes. Vue cette structure simple, il ne passe plus par

l’étape de dépolymérisation (Fontaine et al., 2003). Son entrée dans le sol ne déclenche donc pas

les systèmes enzymatiques des microorganismes. Le PE généré par le glucose ne peut donc être

qu’un PE direct par co-métabolisme.

L’incorporation du carbone dans la biomasse provenant du sucre requiert des nutriments.

D’après la littérature, les microorganismes du sol doivent encore se procurer des nutriments

dissouts dans la solution du sol pour pouvoir utiliser les carbones frais apportés (Sterner et Elser,

2002; Hungate et al., 2003; Cleveland et Liptzin, 2007; Reed et al., 2011). Dans les trois sols

étudiés, la minéralisation de ce substrat était significativement corrélée au NH4 de la solution du

sol (r = 0,714) ainsi le N du NH4 semble être l’élément limitant pour la minéralisation du

glucose. (Voir matrice de corrélation de Pearson des variables du glucose dans l’annexe 23).

Dans ce cas, une compétition survient entre les opportunistes (microorganismes à stratégie r,

c’est à dire croissance rapide) et les autres. Les opportunistes seront plus compétitifs pour les

nutriments directement assimilables de la solution du sol, puisqu’ils sont capables de se

développer rapidement, (Paul et Clark, 1989). Quand les nutriments contenus dans la solution du

sol seront épuisés (NH4), ces r-stratèges meurent ou entrent en phase de dormance (Fontaine et

al ,2003) puisqu’ils n’ont pas les capacités enzymatiques pour aller chercher le N dans les MOE

(matière organique évoluée) riches en nutriments. Les microorganismes à croissance plus lente,

K-stratèges, incluant les décomposeurs et les mineurs dans la terminologie de Moorhead et

Sinsabaugh (2006), auront donc la possibilité d’utiliser le carbone labile restant comme source

d’énergie pour aller chercher de l’azote dans la MOE par co-métabolisme. C’est ce qu’on appelle

théorie de « N-mining », cette théorie a été déjà démontré dans les œuvres de certains auteurs

(Moorhead et Sinsabaugh, 2006 ; Blagodatskaya et Kuzyakov 2008 ; Chen et al., 2014).

Dans notre étude, alors que la minéralisation du glucose était corrélé au NH4, le PE résultant était

corrélé positivement au phosphore disponible dans la solution du sol pour les trois sols (r =

0,794). De cette façon, le phosphore disponible est le facteur limitant pour le PE généré par ce

substrat. Ceci signifie que les microorganismes doivent fixer du P disponible dans la solution du

sol pour générer du PE direct. Ici la minéralisation du Glucose est très vite limitée par le N de la

solution du sol et le PE lui est significativement négativement corrélé (r= -0,476). Plus la part de

glucose qui va aux opportunistes est rapidement limité plus il en reste pour les autres. Ainsi, les

opportunistes sont limitées au profit des décomposeurs ou des mineurs pour aller acquérir du N

dans les MOS. Nos résultats corroborent ceux de Blagodatskaya et Kuzyakov (2008) et

DISCUSSION

28

réaffirment donc la théorie de « N-mining ». L’ajout d’un substrat riche en énergie et ne

contenant pas de N, entraine bien une stimulation des activités de décomposition des MOS pour

accéder au N. Le glucose, ne contenant pas non plus de P, nous avions posé l’hypothèse qu’il

pourrait générer du PE direct par « P-mining ». Cependant, le fait que l’intensité du PE soit

limitée (corrélation positive) par le niveau de P dans les sols et qu’inversement le P remobilisé

(Delta P) dans la phase soluble soit inversement corrélé à ce PE, montre apparemment que les

microorganismes ont besoin de P inorganique facilement assimilable pour réaliser du « N-

mining » et qu’ils vont donc le chercher dans la MOE du sol.

Il est évident que les apports de glucose à l’état pur ne reflètent pas les conditions habituelles

rencontrées dans l’environnement. Toutefois, nous avons décidé d’observer l’effet d’un substrat

simple et uniquement carboné afin de nous aider à interpréter ensuite les données obtenues avec

les pailles.

4.1.1.2 Cas des Pailles

Contrairement au glucose, les deux pailles sont composées d’une fraction soluble et d’une

fraction polymérisée. Elles apportent différentes quantités de N et de P en plus de l’énergie

véhiculée par le C (Rappel tableau 2). En se rapportant à la littérature (Fontaine et al, 2003) les

pailles de blé et de riz pourraient donc générer du PE direct comme indirect. Comme les pailles

avaient des ratios fraction soluble sur fraction polymérisée et C:P différents (C:N étaient presque

identiques), nous avons posé l’hypothèse que ces deux substrats pouvaient générer du PE via des

mécanismes différents en fonction des conditions physicochimiques de chaque sol. Nous avons

donc adopté une approche d’analyse par sol, après avoir vérifié que l’approche intégrative des

trois sols ne dégageait aucune tendance commune.

Sol rouge

Le sol rouge est le sol le plus pauvre en MO, mais dont la fraction légère (MO peu évoluée) est

la plus importante. Il semble que dans ce sol le PE généré par les substrats soit positivement

corrélé à leur fraction polymérisée (r=0,922) (Voir matrice de corrélation de Pearson du sol

rouge dans l’annexe 24). Si le PE est lié à la fraction polymérisée, il est fort probable, qu’à ce

stade précoce, ce soit du PE indirect (enzymes dirigées contre cette fraction) qui domine. En

effet, le PE direct devrait être plutôt généré dans les premiers temps par la fraction soluble des

pailles. De plus, nous avons observé une corrélation positive entre la minéralisation des pailles et

leur PE associé (r = 0,924), ce qui confirmerait que ce sont bien les mêmes enzymes qui

dépolymérisent la MOF et la MOS en même temps. Enfin, ce sol étant le plus riche en NH4, les

résultats obtenus sur le glucose ont montré que le PE direct était inversement corrélé à la teneur

en NH4 dans la phase soluble des sols, les microorganismes ayant moins besoin de faire du « N-

mining », tout au moins dans les premiers temps.

DISCUSSION

29

Contrairement à ce qu’on a pu observer pour le PE direct généré par le glucose, le PE indirect

augmente la remobilisation du N comme celle du P (Voir figure10). Notre hypothèse, est que les

enzymes libérées contre la fraction polymérisée des pailles que nous avons apportées ont aidé

également à décomposer la fraction polymérisée des MO légères assez importantes dans ce sol,

et dont la structure est encore assez proche des substrats apportés. Les nutriments N et P

remobilisés doivent provenir du turnover microbien lié au développement des niveaux trophiques

supérieurs (Griffiths, 1994 ; Zwart et Kuikman, 1994).

Sol noir

A l’inverse du sol rouge, le sol noir est celui qui est le plus riche en MO et notamment en MOE

(fractions fines). C’est aussi le sol le plus limité en NH4 et a une teneur intermédiaire en P

disponible. Dans ce sol et à ce stade, il semble que le PE soit plutôt relié à la MO soluble (r =

0,524) (voir matrice de corrélation dans annexe 25). Aux vues des données acquises sur le

glucose, il est fort probable que ce PE soit généré par co-métabolisme. Cependant, ce ne doit pas

être le seul mécanisme car on ne discrimine pas les PE des deux pailles sur leur seule teneur en

fraction soluble. La minéralisation des 2 pailles et leur PE respectifs sont identiques (voir figure

3 et figure 6), pourtant elles ne remobilisent pas du tout les nutriments de la même façon. En

effet, les deltas NH4 et P sont inversés (voir figure 9). Apparemment, le blé génère plus de

recyclage de N que le riz qui génère plus de recyclage de P. Si on était face à un même

processus, on aurait dû avoir les mêmes deltas nutriments (N et P), or ce n’est pas le cas.

Nous avons donc émis l’hypothèse que les deux pailles avaient engendré deux mécanismes de

génération de PE différents. En fait, le blé étant plus riche que le riz en fraction soluble et en P, il

pourrait favoriser un PE direct par co-métabolisme via la fraction soluble (mécanisme semblable

à celui du glucose). Tandis qu’à l’inverse, le riz pourrait favoriser un PE indirect via la libération

d’enzyme contre sa fraction polymérisée comme observé dans le sol rouge. Cette hypothèse

pourrait expliquer les différences de remobilisation des nutriments. En effet, le blé devrait

générer plus de recyclage de N que le riz, puisque le PE direct conduit au « N-mining ». Il

sollicite donc une réserve supplémentaire de N jusque là inaccessible. A l’inverse il devrait

remobiliser moins de P que le riz puisque, d’après ce que nous avons observé pour le glucose, le

« N-mining » requiert la fixation du P assimilable.

Ainsi il semble que nous puissions valider l’hypothèse que les deux mécanismes, direct et

indirect, de génération du PE se sont produits dans le sol Noir, et que l’équilibre entre ces

mécanismes soit fonction de la teneur en fraction soluble vs polymérisée de la MOF ainsi que de

sa teneur en P.

DISCUSSION

30

Sol jaune

Le sol Jaune a une teneur en MO et en NH4 intermédiaire entre les sols Rouge et Noir. Par contre

il est le plus riche en P disponible. Cette caractéristique devrait favoriser le PE direct via la

fraction soluble. C’est d’ailleurs ce que l’on observe avec l’amendement en glucose. Mais ce

n’est pas le seul processus en jeu sinon le glucose génèrerait le plus fort PE dans ce sol. Or, le PE

généré par la paille de blé est le plus fort bien que la différence avec le glucose ne soit pas

significative au seuil de α = 5%. Mais comme déjà évoqué pour le sol noir, le blé est un substrat

plus riche en P que le riz, et forcément plus que le glucose. Les remobilisations de N et de P vont

dans le même sens que dans le sol noir. Comme dans le sol noir, on est donc face à deux

mécanismes différents.

En résumé, le PE précoce est le résultat de deux mécanismes différents, PE direct et indirect. La

dominance d’un mécanisme sur l’autre dépend de la composition du substrat générateur en

fraction soluble et polymérisée ainsi que de sa teneur en phosphore, en interaction avec la teneur

en MO jeune et en nutriment du sol. Le PE direct généré par la fraction soluble des substrats

mène au « N-mining » mais requiert du P assimilable. Il semble donc qu’il n’y ait pas de « P

mining » à ce stade.

Processus générateurs du PE tardif. 4.1.2

En nous basant sur les cinétiques de minéralisations de résidus végétaux présentées dans la

littérature (Chen et al, 2009, Sharma et al., 1988 ; Chanakya et al., 2009), nous sommes partis de

l’hypothèse qu’après 42 jours d’incubation, la fraction soluble des deux pailles avait été

complètement minéralisée, Ce qui reste est donc la fraction complexe et plus récalcitrante de la

paille. Les deux mêmes mécanismes de génération du PE, direct et indirect, peuvent avoir lieu.

Cependant, le PE direct par co-métabolisme devrait être généré par la fraction polymérisée des

pailles et plus par la fraction soluble. Les populations concernées devraient être d’après Fontaine

et collaborateurs (2003) les espèces à croissance lente (K-stratèges). Le PE indirect devrait être

généré par des populations à croissance intermédiaires et qui utiliseraient les nutriments recyclés

par le turnover microbien (Des décomposeurs dans la terminologie de Moorhead et Sinsabaugh,

2006).

Dans les deux cas, les organismes concernés sont ceux qui ont les capacités enzymatiques de

dégrader la fraction polymérisée de la MOF (Décomposeurs ou mineurs), le PE doit être

positivement corrélé à la minéralisation de la MOF. D’après nos résultats, cette hypothèse est

vérifiée, car le PE et la minéralisation des substrats (si on prend en compte les 3 sols et les deux

substrats complexes blé et riz) sont significativement corrélées (r = 0,576 ; annexe 26).

Si c’est du PE direct, on a deux possibilités:

1- on retrouve la même tendance que pour le soluble : consommation de P disponible

pour le « N-mining ». Donc le delta P doit être corrélé négativement au PE.

DISCUSSION

31

2- Des populations différentes sont impliquées et on peut observer du « P-mining ».

Donc le delta P doit être corrélé positivement à PE

Or nos résultats montrent une corrélation négative entre le delta P et le PE (r = 0,669) (voir

annexe 28), donc plus on a du PE, plus le Phosphore assimilable est immobilisé dans la solution

du sol. Donc, on n’a toujours pas de « P-mining » et cette corrélation négative suggère que nous

sommes donc plutôt en présence de PE direct (co-métabolisme).

D’après l’analyse statistique, le blé et le riz ont l’air de générer le même processus. La

minéralisation du blé et du riz sont corrélées positivement (r = 0,893). De plus, les PE générés

par les deux pailles sont corrélées positivement aussi (r =0,711). Toutefois, le riz génère un delta

P plus élevé que le blé pour les raisons déjà évoquées pour le PE direct enregistré dans les sols

noir et jaune du temps précoce. Le riz génère aussi des deltas NH4 très différents dans les trois

sols (Figure 9a et 10a), ce qui n’est pas le cas du blé, et qui apparemment sont négativement

corrélés à la minéralisation du riz. Or, la minéralisation du riz est très fortement liée à la fraction

légère de la MO dans les sols (R2= 0,923) (annexe 27 a). On peut poser l’hypothèse qu’il y a une

communauté adaptée à la décomposition des résidus de riz dans les sols. En effet, le riz étant la

céréale cultivée dans cette région (contrairement au blé), on peut être en présence de « home field

advantage ». Cette théorie soutient que la litière a tendance à se décomposer plus rapidement

dans l'habitat dont elle est dérivée que dans d'autres habitats. Les populations microbiennes sont

adaptées à l’essence qu’elles colonisent (Ayres et al., 2006; Gholz et al.2000,Vivanco et Austin,

2008). Comme ce sont des sols agricoles, les microorganismes natifs ont donc l’habitude de

dégrader les biomasses du riz mais pas de blé. D’autre part le delta NH4 est positivement corrélé

à la fraction lourde de la MO des sols (R2= 0,978 ; annexe 27 b). Cette relation est en accord

avec le fait que la fraction lourde (F<50µm) est formée par les MO qui sont déjà humifiées ou en

voie de stabilisation, et que le PE direct, menant au « N mining », remobilise le N contenu dans

cette MOS humifiée. Il semble donc cohérent que la teneur en N remobilisée soit fonction du

volume de son compartiment d’origine.

En résumé, le PE tardif est plutôt de nature directe pour les deux pailles. Il doit donc résulter de

l’activité des populations à croissance lente qui utilisent l’énergie de la fraction polymérisée des

pailles pour remobiliser l’azote de la matière organique humifiée, mais toujours en utilisant le

phosphore assimilable de la solution du sol. La paille de riz est par contre plus minéralisée que

celle du blé suggérant un « home field advantage » aux vues de l’historique de culture des

parcelles.

DISCUSSION

32

Déterminants des deux mécanismes générateurs de priming effect 4.2

La nature des substrats 4.2.1

Dans notre étude, les 3 substrats utilisés ont généré des intensités de PE différentes. Il est

d’ailleurs reconnu que la qualité du substrat contrôle fortement l’intensité du PE qu’il génère

(Kuzyakov et al., 2000). En effet la dynamique de décomposition de la matière organique

dépend pour beaucoup de sa composition biochimique (Rousk et al., 2007).

La proportion des fractions hydrosolubles et fractions polymérisées influencent l’activité des

microorganismes opportunistes et décomposeurs (Yadav et al., 2007). Ces différents composés

n’ont pas les mêmes temps de dégradation et peuvent varier de 14 jours pour l’hémicellulose à

500 jours pour la lignine (Killham, 1994). Ce résultat peut expliquer en partie la variation de

l’intensité du priming que nous avons observée dans chaque traitement. En effet, l’apport de

matières directement assimilables comme le glucose, fructose et acides aminés n’ont

généralement pas ou peu d’effet sur la minéralisation des MOS, comparé à l’effet des celluloses,

du ray gras et de la paille de blé. Ceci peut s’expliquer par le fait que les petites molécules ne

peuvent générer de PE indirect, car elles ne stimulent pas la production d’exo-enzymes. De plus

la majorité des études provenant de sols plutôt riches en nutriments, les fractions hydrosolubles

sont généralement minéralisées par les populations opportunistes qui ne réalisent pas de « N-

mining ». Ce n’est pas le cas de notre étude (les sols étant relativement pauvres en nutriments),

où on a pu observer que dans les sols plus riches en MO humifiée (sols noir et jaune), la fraction

soluble des substrats pouvait générer un PE précoce important par co-métabolisme et « N-

mining », tandis que la fraction polymérisée générait un PE précoce indirect dans le sol riche en

résidu végétaux (sol rouge). L’intensité du PE indirect dépend aussi de la complexité des MOF

qui le génère. Plus la MOF apportée présente une composition biochimique diverse, plus les

enzymes produites par les microorganismes seront diversifiées et ont une capacité des dégrader

une large gamme de MO déjà présente. Cela peut intensifier le degré du priming indirect (Wu et

al., 1993). Dans notre étude, nous n’avons pas discriminé finement la composition biochimique

des pailles de blé et de riz mais il est fort probable qu’une différence de composition ait pu jouer

un rôle dans l’équilibre entre le ratio PE direct/PE indirect que chacune a généré.

Nous avons pu observer que la teneur en P des substrats pouvait jouer un rôle en favorisant le PE

direct par co-métabolisme afin de réaliser du « N-mining » dans les sols plutôt enrichis en MO

humifiée. Ce mécanisme est mis en évidence dans le sol jaune et noir. Le blé présentant une

teneur plus importante en phosphore favorise plus le PE direct par rapport au riz. Les

microorganismes ont besoin de P pour aller chercher le N dans la MO humifiée. En effet,

l’assimilation du N dans les cellules se fait majoritairement sous forme organique, puis le N est

minéralisé à l’intérieur des cellules par l’action d’oxydoréductases (minéralisation biologique,

(Burns et al, 2013 ; Djikstra et al., 2013). Ces réactions requièrent des cofacteurs de type

NADPH ainsi que de l’ATP, c’est à dire des composés riches en P.

DISCUSSION

33

Les microorganismes ont donc besoin de P facilement assimilable pour réaliser du « N-mining ».

Les études menées par différents auteurs se sont surtout focalisées sur la nature des composants

biochimiques qui composent la MOF, mais ils n’ont pas tenu en compte la teneur en nutriment

du substrat. Nous n’avons d’ailleurs pas trouvé d’étude ayant cherché à voir cet effet, ne

regardant que la teneur en nutriments dans la solution du sol.

Les propriétés physico-chimiques du sol 4.2.2

Dans notre étude, chaque substrat a généré des intensités de PE différentes en fonction des sols

amendés, ce qui prouve bien que certains paramètres physicochimiques ou biologiques

déterminent l’intensité du PE ou même l’équilibre entre les processus impliqués. Nous nous

sommes concentrées sur le stade précoce puisqu’au stade tardif, les PE générés par les deux

pailles provenaient du même mécanisme. Parmi tous les paramètres édaphiques que nous avons

mesurés, ceux qui ont montré des corrélations avec les différents mécanismes de génération du

PE étaient la disponibilité en NH4 et en P assimilable ainsi que la qualité de la matière organique

intrinsèque.

La disponibilité en N dans le sol a souvent été décrite comme un des principaux déterminants

du PE dans les sols (Fontaine et al. 2003). Mais cette relation n’était pourtant pas très claire, car

tantôt le PE était positivement relié à la disponibilité en N, tantôt négativement. En effet, l’azote

disponible limite la décomposition des résidus pauvres en nutriments comme la paille, car la

croissance des microorganismes nécessite un apport en N, constituant important des protéines

(Mary et al., 1996; Henriksen et Breland, 1999; Sakala et al., 2000). La disponibilité en N du sol

influence donc la croissance des microorganismes, spécialement celle des populations qui n’ont

pas accès au N emprisonné dans la matière organique humifiée. Une récente étude de Chen et

collaborateurs (2014), a clarifié les choses en montrant que la teneur en NH4 dans les sols ne

contrôlait pas directement l’intensité du PE mais indirectement en contrôlant le processus

générateur de PE impliqué. En effet, une teneur élevée en NH4 déclencherait un PE indirect par

la « théorie stœchiométrique » et une carence en NH4 déclencherait un PE direct par

cométabolisme menant au « N-mining ». Nos résultats sont en total accord avec cette étude. Par

contre, notre étude apporte une information supplémentaire sur le rôle du P disponible dans cette

relation. Nous avons pu observer que la teneur en phosphore disponible dans la solution du sol

influençait positivement l’intensité du PE direct par co-métabolisme. Les microorganismes

utilisent donc l’énergie de la MOF pour aller chercher le N dans la MO humifiée du sol, mais ils

utilisent préférentiellement le P disponible dans la solution du sol avant de réaliser

éventuellement du « P-mining ». Nos résultats ne peuvent exclure l’hypothèse d’un « P-mining »

mais il semble toutefois qu’il ne soit pas simultané au « N-mining ». Une explication peut être

avancée. Les enzymes impliquées dans chacun des processus ne sont pas les mêmes (Djikstra et

al. 2013). Celles responsables du « N-mining » sont des oxydases dont la synthèse nécessite de

l’énergie sous forme d’ATP. Le « N-mining » requiert donc du P (pour l’ATP).

DISCUSSION

34

Le « P-mining »fait appel à des enzymes de type hydrolase moins gourmandes en énergie mais

ce sont des enzymes différentes dont la synthèse nécessiterait du N supplémentaire si le « P-

mining » devait se faire en même temps que le «N-mining . Il est donc compréhensible que le

«N-mining» soit prioritaire sur le P-mining . Le « P-mining » devrait donc être favorisé par une

meilleure disponibilité en NH4 dans le milieu, ce qui correspondait à la situation rencontrée dans

le sol rouge. Mais il a pu être masqué par le PE indirect, favorisé par les mêmes conditions. Il

semble donc que dans des sols globalement pauvres en N comme en P facilement assimilables,

comme les sols ferralitiques malgaches, le P contrôle directement l’intensité du PE direct

précoce comme tardif. Le NH4 par contre contrôle la minéralisation de la MOF et donc

directement le PE indirect qui lui est corrélé, ainsi que indirectement le PE direct via une

compétition entre les opportunistes non génératrice de PE et les populations à croissance plus

lente et génératrices de PE.

La qualité de la fraction organique dans le sol joue un rôle dans sa dégradation. En effet, la

capacité des microorganismes à dégrader les MO du sol dépend fortement de ses composés

biochimiques, ainsi que de son état d’évolution. En fait, le temps de résidence des MOS varie en

fonction des différents constituants, à des échelles de temps allant de quelques jours (Chen et al.,

2009) à plusieurs milliers d’années (Kögel-Knabner et al., 2008). Ainsi la durée de

minéralisation de cette dernière est liée à sa récalcitrance. La similarité de sa structure avec la

MOF apportée impacte l’intensité du PEI. Par exemple dans le cas du sol rouge qui était enrichi

en MO peu évoluée, la fraction légère de la MOS favorise le mécanisme du PE indirect. Une

libération d’enzyme par les décomposeurs pour dégrader la fraction polymérisée des pailles a

donc pu dégrader en même temps les fractions légères des MOS qui ont une structure encore

proche de la paille apportée. A l’inverse, nous avons pu observer qu’une augmentation de la

taille du stock de matière organique plus évoluée, associée à une carence en azote facilement

assimilable dans la solution du sol, favorisait un PE direct par co-métabolisme entrainant un « N-

mining ».

En résumé, notre étude a montré que dans les sols de la région d’ITASY l’équilibre entre les

différents mécanismes (direct et indirect) générateurs de PE dans les temps précoces était

contrôlé à la fois par la qualité des substrats, la teneur en N et P assimilable de la solution du sol

et la qualité de la MOS et que ces facteurs pouvaient agir en synergie. Plus précisément, le PE

direct est favorisé par la fraction soluble et la teneur en P du substrat dans les sols où la MOS est

plus évoluée et où la solution du sol est plus riche en P assimilable, tandis que la récalcitrance de

la MOF favorise le PE indirect surtout dans les sols où la MOS est peu évoluée et la teneur en

NH4 plus élevée.

DISCUSSION

35

Figure 15 : Schéma conceptuel des deux processus de priming effect

Qualité MOF Qualité MOS

Décomposition de la MOF

NH4 NH4

NH4

N N

N mining

P mining

FS FS

FP

FP

P

P

PO4

3-

PO

4

3-

PO4

3-

FLO

FLE

?

SOLUTION DU

SOL

PED

PEI

(1)Les traits discontinus sont des hypothèses, le dispositif n’a pas pu vérifier ces hypothèses.

(2) FLO : fraction lourde / FS : fraction soluble / FP : Fraction polymérisée

(Source : Auteur)

SOLUTION DU

SOL

CONCLUSION

CONCLUSION

36

5 CONCLUSION

Nous avons pu synthétiser nos résultats en suivant un schéma conceptuel présenté dans la

figure 15. Dans cette étude nous avons voulu comprendre comment les deux processus de

génération du PE, direct et indirect, étaient régulés dans le temps par les paramètres édaphiques

et la qualité des substrats générateurs.

En début d’incubation, après 7 jours, nous avons pu observer que l’intensité du PEI était

contrôlée positivement par la teneur en NH4 de la solution du sol ainsi que sa richesse en résidus

végétaux encore peu évolués (Fractions légères des MO du sol). La teneur en fraction

polymérisée des substrats régulait également positivement le PEI. L’intensité du PED était

contrôlée au niveau du sol par sa richesse en P assimilable ainsi que la taille de sa fraction

évoluée (MO humifiée), et au niveau des substrats par l’importance de la fraction soluble et sa

teneur en P. Nos résultats ont également montré que les déterminants édaphiques et

biochimiques pouvaient agir en synergie, confirmant donc la première hypothèse formulée dans

l’introduction (Hypothèse 1).

En fin d’incubation, après 42 jours, nous avons pu observer que quelque soit le substrat (paille de

riz ou paille de blé) le processus majoritaire était le PED et qu’il était également contrôlé par la

teneur en P assimilable des sols. Considérant la littérature nous avons statué qu’à ce stade de la

cinétique de décomposition, ce PED devait être généré par la fraction polymérisée des substrats

et plus par leur fraction soluble probablement déjà minéralisée. Ce résultat confirme l’hypothèse

que les mécanismes de génération du PE ont bien des dynamiques différentes dans le temps

(Hypothèse 2).

Les résultats ont montré que le PEI permettait de remobiliser à la fois du N et du P, tandis que le

PED permettait de remobiliser du N au détriment du P qui semble nécessaire aux organismes

pour aller chercher le N dans la MO évoluée (N-mining). Ces résultats confirment l’hypothèse

que les deux mécanismes générateurs de PE ont des conséquences différentes sur la

remobilisation des nutriments vers la solution du sol (Hypothèse 3).

Nous n’avons pas observé de PED pour a remobilisation de P dans la solution du sol (P-mining)

mais aux vues de nos résultats, le PED pour « P-mining » devrait être favorisé par la teneur en N

assimilable. Le «P-mining » devrait donc être concomitant avec le PEI. Il a donc pu être masqué

par le PEI pour différentes raisons discutées précédemment. Notre dispositif n’était

probablement pas optimal pour discriminer ces deux processus. De même, nos analyses ne

permettaient pas de tracer directement l’origine des nutriments remobilisés. Il est probable que le

N et le P remobilisés par PEI provenaient des fractions légères de la MO du sol, tandis que le N

provenant du PED provenait de la MO humifiée. Si nous avions pu tracer les nutriments, nous

aurions pu justement vérifier si une partie du P remobilisé en situation de N moins limitant

CONCLUSION

37

provenait de la MO humifiée, et donc vérifier l’hypothèse du « P-mining ». Nous devons

réfléchir à la façon de d’optimiser notre dispositif, peut-être par l’utilisation des isotopes du N et

du P, afin d’éclaircir ces différents points dans une future étude.

La littérature pointe de plus en plus l’importance de la composition des communautés

microbiennes dans l’équilibre entre les deux processus de génération du PE (Bernard et al. 2007,

2009, 2012 ; Fontaine et al., 2013 ; Chen et al. 2014). Nos propres raisonnements dans la

discussion des résultats se sont beaucoup basés sur l’existence de différentes guildes

fonctionnelles au sein des communautés. Il est donc primordial d’avoir accès à la composition

phylogénétique des communautés, dans nos différents traitements. Ces analyses sont en cours

dans un laboratoire étranger. Les résultats seront disponibles dans un mois ou deux et seront pris

en considération pour la rédaction d’un article scientifique qui sera soumis à une revue

internationale avant la fin de l’année en cours.

Enfin, ces résultats ont apporté un éclairage appréciable sur la façon de contrôler le PE en vue de

remobiliser les nutriments du sol en fonction des besoins des cultures. Toutefois, il est

maintenant nécessaire de vérifier si les observations en microcosmes sous conditions contrôlées

sont transposables aux champs. Il nous faudrait tester dans un essai cultivé, des qualités variées

d’apports organiques frais, notamment sur leur ratio N:P et leur degré de polymérisation, et

combinés avec des apports en fertilisants minéraux N ou P. Malgré ces différentes perspectives

avancées, le contrôle du PE comme de moyen de gestion de fertilité du sol est encore en phase

d’essai. Il nécessitera encore plusieurs années d’étude en laboratoire et au terrain avant d’être

transférable aux cultivateurs.

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38

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122.

ANNEXES

ANNEXES

I

LISTE DES ANNEXES

ANNEXE1 : Calcul de la Capacité Maximale de Rétention en eau .............................................. III

ANNEXE 2 : Référence sur les valeurs du pH ............................................................................. IV

ANNEXE3 : Protocole de dosage du carbone organique du sol .................................................... V

ANNEXE 4 : Protocole de l’analyse du phosphore assimilable du sol (P résine) ....................... IX

ANNEXE 5 : Protocole de l’extraction de l’azote minéral dans le sol ........................................ XI

ANNEXE 6 : Protocole d’extraction de l’ADN .......................................................................... XII

ANNEXE 7 : Protocole de quantification de l’ADN ................................................................ XIV

ANNEXE 8 : Relation entre les fractions du sol avec le carbone ............................................ XVII

ANNEXE 9 : ANOVA respiration basale du sol ..................................................................... XVII

ANNEXE 10 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol noir en T7 et T42 ............... XVII

ANNEXE 11 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol rouge en T7 et T42 ........... XVIII

ANNEXE 12 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol jaune en T7 et T42 ............ XVIII

ANNEXE 13 : Priming effect global ....................................................................................... XVIII

ANNEXE 14 : ANOVA Priming effet du sol noir en T7 et T42 ............................................. XIX

ANNEXE 15 : ANOVA priming effet du sol rouge en T7 et T42 ............................................ XIX

ANNEXE 16 : ANOVA priming effet du sol jaune en T7 et T42 .............................................. XX

ANNEXE 17 : ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol noir .......................................... XX

ANNEXE 18 : ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol rouge ...................................... XXI

ANNEXE 19 ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol jaune ........................................ XXI

ANNEXE 20 : ANOVA delta biomasse dans le sol noir ......................................................... XXII

ANNEXE 21 : ANOVA delta biomasse dans le sol rouge....................................................... XXII

ANNEXE 22 : ANOVA delta biomasse dans le sol jaune ...................................................... XXIII

ANNEXE 23 : Matrice de corrélation (Pearson) : GLUCOSE ............................................... XXIV

ANNEXES

II

ANNEXE 24 : Matrice de corrélation (Pearson) : ROUGE T7 ............................................... XXV

ANNEXE 25 : Matrice de corrélation (Pearson) : NOIR T7 ................................................... XXV

ANNEXE 26 : Matrice de corrélation (Pearson) : T42 intégrant le riz et le blé .................... XXVI

ANNEXE 27 : Biplot entre la fraction FLE du sol et la minéralisation du riz (A), entre la fraction

fine du sol et le delta NH4 (B) ................................................................................................. XXVI

ANNEXE 28 : Biplot entre delta P et priming effect ............................................................ XXVII

ANNEXES

III

ANNEXE1 : Calcul de la Capacité Maximale de Rétention en eau

Dans le microcosme, on a jouté 20g de sol sec soit :

25,77g pour le sol noir frais (humidité du terrain : 5,77g d’eau :)

23,35g pour sol rouge frais (humidité du terrain : 3,25g d’eau)

22, 14 pour le sol jaune frais (humidité du terrain : 2,14g d’eau)

Quand on a déterminé le point de saturation, on a pris 20g de sol frais,

Pour le sol noir :

20g de sol noir frais est saturé 6,7g par d’eau (d’après la mesure de point de saturation)

Donc 2 3,35g de sol frais X1= 8,7g d’eau

Pour le sol rouge

20g de sol rouge frais est saturé par 9,2g d’eau (d’après la mesure de point de saturation)

Donc 23,35g de sol frais X2= 10,741g d’eau

Pour le sol jaune

20g de sol jaune frais est saturé par 2,14g d’eau (d’après la mesure de point de saturation)

Donc 2 2,14g de sol frais X3= 10,29g d’eau

Ainsi le poids de l’eau qui saturera le 25, 77g de sol frais (= 20g de sol sec) à 70% sera

CMR (à 70%) = (humidité du terrain+ Humidité de saturation)* 0,7

Attention : Il faut tenir en compte l’humidité du terrain, ainsi le poids de l’eau ajoutée sera :

Y (poids d’eau ajouté) = CRM – Humidité du terrain

SOL CRM y

(H% terrain + H% de saturation)*0,7 CRM-H% terrain

NOIR 10,059 4,359

ROUGE 9,86 6,51

JAUNE 8,7 6,561

ANNEXES

IV

ANNEXE 2 : Référence sur les valeurs du pH

<4,5 : extrêmement acide

4,6 à 5 : très fortement acide

5,1 à 5,5 : fortement acide

5,6 à 6 : moyennement acide

6,1 à 6,5 : faiblement acide

6,6 à 7,3 : neutre

7,4 à 7,8 : légèrement alcalin

7,9 à 8,4 : moyennement alcalin

8,5 à 9 : fortement alcalin

>9,1 : très fortement alcalin

ANNEXES

V

ANNEXE3 : Protocole de dosage du carbone organique du sol

1. PRINCIPE

La matière organique est oxydée sans chauffage externe par une solution sulfurique de

dichromate de potassium. On considère que la chaleur de dissolution de H2SO4 (120°C) est

suffisante pour oxyder 77 % du carbone (résultats expérimentaux).

L'excès de dichromate est dosé par le sel de Mohr : (NH4)2 Fe (SO4)2, 6 H2O

La réaction de titrage du dichromate par le sel de Mohr peut s'écrire :

Cr2O72-

+ 6 Fe2+

+ 14 H+ => 2 Cr

3+ + 6 Fe

3+ + 7 H2O

commentaire

une solution normale de sel de Mohr contient 1 mole/l (1mole Fe2+

libère 1mole e-)

=> une solution normale de Cr2O72-

contient 1/6 mole/l

La réaction d'oxydation du carbone peut s'écrire :

2 Cr2O72-

+ 3 C0 + 16 H

+ => 3 CO2 + 4 Cr

3+ + 8 H2O

commentaire

une mole de Cr2O72-

oxyde 1.5 mole de C

=> une solution normale de Cr2O72-

(M/6) oxyde 1.5/6 = 0.25 mole de C soit 0.25 x 12 =

3 g de C

donc 5 ml de Cr2O72-

N correspond à 3x5/1000x1000 = 15 mg de C

2. MATERIELS

- hotte aspirante

- titrateur Crison équipé d'une électrode rédox combinée

- bechers de 250 ml

- plaque isolante (plateau en bois)

3. REACTIFS

- Dichromate de potassium, solution N (MK2Cr2O7 = 294.19 ; solution normale pour rédox =

M/6):

Peser exactement 49.035± 0.0005 g de K2Cr2O7 P.A. séché à l'étuve à 105°C. Dissoudre

dans 800 ml d'eau distillée. Compléter le volume à 1000 ml dans une fiole jaugée.

- Acide sulfurique, solution 0.5 N environ :

Verser 14 ml de H2SO4 concentré technique (d = 1,84) dans 1 litre d'eau distillée. Utiliser

cette solution pour la préparation du sel de Mohr.

ANNEXES

VI

- Sel de Mohr [(NH4)2 Fe (SO4)2, 6 H2O], M=392.1, solution 0.5 N :

Dissoudre 196.1 g de sel de Mohr P.A. dans 1 litre de H2SO4 0.5 N. Déterminer le titre

exact du sel de Mohr par le dichromate chaque jour de dosage. Conserver la solution en

flacon brun. Cette solution ne se conserve pas plus de 3 jours (si conservation plus longue,

dépôts de fer ferreux qu'il faudra nettoyer à l'acide). Préparer le volume minimum

nécessaire

REMARQUE : suivant les opportunités d'approvisionnement, on peut remplacer le sel de

Mohr par du sulfate de fer ferreux P.A. [Fe (SO4)2, 7 H2O], M=278.0 ; pour préparer 1 litre de

solution 0.5 N, la masse à peser sera alors de 139 g.

4. ATTAQUE

- Dans une fiole cylindroconique de 125 ml (ou un becher de même diamètre à la base), peser

un poids P de sol broyé à 200 µm séché à l'air suivant la procédure. La prise P doit contenir

5 à 12.5 mg de carbone. Elle est déterminée en fonction du taux d'azote du sol pour un

rapport C/N supposé égal à 10.(si on ne connaît pas la teneur en azote: faire un premier essai

sur une prise de 0.5 g de terre)(compost: 0.05 g ; engrais: 0.025 g ; sol riche: 0.25 g ; sol

pauvre: 0.5 g)

- Sous hotte, ajouter 5 ml de dichromate N à la pipette automatique 10 ml d’acide sulfurique

concentré technique (d = 1, 84) avec la dispensette.

- Faire 2 témoins (inexpérimentés plutôt 3) sans sol (titrage du sel de Mohr par le

dichromate).

- Agiter une minute. Laisser 30 minutes sur une plaque isolante résistante à la chaleur (bois).

- Ajouter environ 100 ml d'eau distillée dans chaque témoin et échantillon (la quantité exacte

n'a pas d'influence, mais dosage impossible si le milieu est trop concentré)

5. TITRAGE RÉDOX AUTOMATISÉ (TITRATEUR CRISON)

- Après avoir rempli de sel de Mohr le flacon réactif 2 (gauche),rincer la seringue 3 fois

(Execute Program 5)

ATTENTION : à la question " Return reagent into bottle ? ", répondre NO (touche 2)

- Vérifier que c'est bien l'électrode rédox qui est branchée (anneau de platine), sinon, remplacer

l'électrode pH par la rédox en dévissant la tête de l'électrode

- Vérifier que c'est bien la pointe de burette n°2 qui est positionnée pour le dosage

- Introduire un petit barreau aimanté dans le bécher témoin (les grands barreaux bloquent)

- Introduire l'électrode rédox et la pointe de burette dans le bécher (contrairement à une burette

classique, la pointe de burette doit tremper dans la solution pour une bonne sensibilité)

- Titrer l'excès de dichromate par la solution 0.5 N de sel de Mohr (Execute Program 3)

- Dosage identique pour tous les témoins et échantillons

ANNEXES

VII

Rmq : dans le cas où la prise d'essai de sol est trop forte (tout le dichromate consommé),

l'appareil renvoie un message d'erreur "Erreur de tendance" (le dosage vise 850 mV en

tendance négative, ce qui est impossible si le potentiel est déjà inférieur à 850 mV)

- Noter le volume RESULT de sel de Mohr (ne pas confondre avec le volume final, volume

total délivré par la seringue en fin de manip). Si ce volume sort des limites, recommencer le

dosage en changeant le poids P de la prise d'essai de sol (voir ci-dessous Calcul des limites et

de la prise P' pour le second essai).

6. CALCUL

1°) Détermination du poids P de la prise d'essai :

Si on connaît la teneur en azote : calculer P à partir de la formule suivante :

P = 7.5 /(10 N ‰)

7.5 est le poids moyen en mg de carbone dans la prise P.

10 est la valeur moyenne du rapport C/N

N o/oo est la teneur en azote en g pour 1000 g de sol.

- Si on ne connaît pas la teneur en azote: faire un premier essai sur une prise de 0.5 g de terre.

2°) Calcul des limites du volume de sel de Mohr :

Soient : Vt le vol ume de sel de Mohr nécessaire pour le témoin

Vs le volume de sel de Mohr nécessaire pour l'échantillon

Vs doit être inférieur à Vt-Vt/19.5 5 (C supérieur à 5 mg), soit Vs maxi = 0.74 Vt

Vs doit être supérieur à Vt-(Vt/19.5) 12.5 (C inférieur à 12.5 mg), soit Vs maxi = 0.36 Vt

soit Vs compris entre 3.6 et 7.4ml pour 5ml de K2Cr2O7 N et Sel de Mohr N/2

3°) Calcul de la prise P' pour le second essai :

Seulement pour le cas où V sort des limites :

Soient C mg de carbone dans la 1ère

prise P : C (Vt - Vs) 2

C' mg de carbone dans la prise P' : C' 8. .

Le poids P' de sol pour la seconde prise est donné par la formule approchée :

P= 4P/(Vt-Vs)

ANNEXES

VIII

7 EXPRESSION DES RÉSULTATS

5 ml de dichromate correspond à 19.5 mg de C (voir base théorique)Soient P la prise

d'essai en grammes Vt le volume de sel de Mohr 0.5 N en ml pour le témoin Vs le volume de

sel de Mohr 0.5 N en ml pour l'échantillon C o/oo le poids de carbone en g pour 1000g de terre

.

C ‰ = (Vt-Vs)×19.5/Vt×1/P

On obtient la teneur en matière organique M.O. o/oo en multipliant le résultat ci-dessus par 1.724.

⁄ ⁄

8. EXPRESSION DES RÉSULTATS

Si l'humidité résiduelle du sol sec à l'air a été mesurée récemment pour d'autres analyses,

utiliser le coefficient de correction existant (Humidité 105°C);

ANNEXES

IX

ANNEXE 4 : Protocole de l’analyse du phosphore assimilable du sol (P résine)

1. PRINCIPE

La résine échangeuse d'anions simule l'adsorption de surface du P dissous par les racines.

2. MATERIELS

- Flacons plastique jetables de 50 ml

- Membranes Echangeuses d'Anions (ref 551642S, VWR/BDH/PROLABO)

- Agitateur rotatif

- Dispensette 50 ml + 2 bouteilles verre 2L.

3. REACTIFS

Sodium hydrogénocarbonate (= bicarbonate ; NaHCO3) 0.5 M dissoudre 84 g NaHCO3 P.A.

+ 1 g de soude (NaOH) P.A. dans 2 litres d'eau distillée (E.D)

HCl 0.5 M : diluer 88.5 ml HCl concentré P.A. / 2 litres d'E.D :sous la hotte - mettre des

lunettes de protection - porter des gants) diluer progressivement l'acide dans environ 1

L avec agitation magnétique ; compléter à 2l.

5-3- solution mixte HCl 0.1M/NaOH 0.1M : remplir à moitié une fiole jaugée de 1L avec eau

distillée E.D. ; y verser 8.85 ml d'HCl donc. P.A. (mesuré à la dispensette) puis 5.845 g

de NaCl et compléter à 1L

4. PREPARATION DES RESINES

Manipuler les bandes avec des pinces plastiques

- découper la membrane de résine, livrée en 125 x 125 mm, en bandelettes de 60 x 20 mm

- immerger les bandelettes dans l'eau distillée pendant 24 heures avant utilisation

- les saturer en HCO3- par 6 bains successifs de ± 12 heures (dont 1 h agitation) dans

NaHCO3 0.5 M

5. CHRONOLOGIE DES OPERATIONS

Jour J : échange sol résines

- dans les flacons jetables numérotés, peser exactement 2 ± 0.020 g de sol 2 mm sec à l'air

- ajouter 30 ml d'eau distillée (utiliser la dispensette)

- rincer les bandes de résine avec 2 bains successifs de qq mn dans H2O distillée et ajouter

1 bande 6 x 2 cm par flacon

ANNEXES

X

- mettre en agitation 16 heures (16h à 8h le lendemain matin), position 5 de l'agitateur (±

50 rpm)

J+1 : échange résines HCl 0.5 M

- préparer flacons plastique jetables numérotés avec 30 ml HCl 0.1M / NaCl 0.1 M

(utiliser une dispensette ou à défaut une éprouvette en ajustant aussi précisément que

possible)

- rincer les bandes de résine avec une pissette d'eau et les mettre dans les flacons HCl/NaCl

0.1M

- agiter à la main, laisser dégazer 30 minutes

- agitater va-et-vient durant 2 heures pour échanger P de la membrane

- ôter les résines, les mettre dans HCl 0.5M pour commencer la régénération

- doser directement le Pi dans l'extrait HCI, méthode au vert de malachite avec dilution

éventuelle

Régénération des résines par HCl 0.5 M puis NaHCO3 0.5 M (pH 8.5)

- laver les résines usagées dans un bain HCl 0.5 M, durant 1 heure sous agitation

- rincer à l'eau désionisée

- saturer par NaHCO3 0.5 M fraîchement préparé, durant 1 heure

- rincer par 3 bains sucessifs à l'eau distillée

- stocker dans l'eau distillée jusqu'à utilisation

6. RESULTATS

P résine est exprimé en mg de Pi par kg de sol.

Formule générale de calcul (à vérifier systématiquement avant d'utiliser les données) :

[PTotal]_(mg/kg)=([ppm]_extrait-[ppm]_blanc )*1/dilution*[vol.extrait]_ml /

[pe]_(g de sol)

Si l'humidité résiduelle du sol sec à l'air a été mesurée récemment pour d'autres analyses, utiliser

le coefficient de correction

ANNEXES

XI

ANNEXE 5 : Protocole de l’extraction de l’azote minéral dans le sol

1. PRINCIPE

Extraction KCl M ; dosage NO2-, NO3

-,(réaction de Griess) et NH4

+ (réaction de Berthelot) pour

le dosage,

2. MATERIELS

- erlens ou autres récipient de 100 ml bouchés pour l'agitation

- rampe d'entonnoirs + filtres papier sans cendres lents

- centrifugeuse + pot centri > 60 ml

- agitateur va-et-vient

3. REACTIFS

- Solution KCl M : 74.55 g de KCl pour analyses séché à 105°C, dissous dans 1 litre E.D.

4. EXTRACTION

1- peser 5 ± 0.010 g de sol broyé à 0.2 mm (ou sol frais) dans un erlen de 100 ml

(si sol frais, peser simultanément 5 g pour détermination de l'humidité à 105°C) [

2- ajouter 50 ml de KCl M

3- boucher et agiter 1 heure sur agitateur va-et-vient

4- transvaser en pot à centrifuger ; vérifier l'équilibre des pots et centrifuger 5 minutes à 5000

tr/mn

3- filtrer sur filtre papier lent une fraction du surnageant suffisante pour le dosage, dans un

tube pour conservation au réfrigérateur en attendant le dosage (aucun ajustement de

volume)

5. DOSAGE SKALAR suivant MO-203 et MO-204

- gamme d'étalonnage habituelle, mais dans une matrice KCl M.

ANNEXES

XII

ANNEXE 6 : Protocole d’extraction de l’ADN

Extraction D’ADN du sol selon le Kit« FASTDNA Spin kit for soil ».

Protocole de co-extraction ADN/ARN inspiré des protocoles des kits « FASTDNA Spin kit for

soil » et RNaid kit with SPIN » et du protocole d’extraction d’ADN du sol de l’UMR Eco&Sols

= co-extraction quantitative

Avant l’extraction d’acide nucléique, toutes les solutions et toute la verrerie doivent être

- « ARNase free » par traitement au diéthylpyrocarbonate (DEPC) ou autoclavé 2 fois pour

extraction ARN

- autoclavé 1 fois pour extraction ADN

- Les consommables plastiques doivent être certifiés ARNase et ADNase free

Extraction ADN

1. Peser 0.5000 g de sol dans un tube de « Lysing matrix E » et mettre à -80°C pendant une nuit

2. Ajouter 978 µl de Sodium Phosphate Buffer puis 122 µl de MT Buffer dans les tubes de

Lysing matrix E

3. Homogénéiser dans un broyeur FastPrep pendant 40 sec à une vitesse de 6.0 m.s-1. Placer les

tubes dans la glace pendant 5 min

4. Centrifuger à 14 000g pendant 5 min et à 4°C et transférer le surnageant dans un tube propre

de 2ml

5. Ajouter 250 µl de PPS (Protein Precipitation Solution) et agiter les tubes 10 fois à la main.

Conserver les tubes dans la glace lorsqu’on s’occupe des autres échantillons avant l’étape

suivante

6. Centrifuger à 14 000g pendant 5 min et à 4°C puis transférer le surnageant dans un tube propre

de 2ml

7. Remettre la DNA Binding Matrix en suspension puis ajouter 1 ml au surnageant récupéré

ultérieurement. Agiter ensuite les tubes dans un agitateur rotatif pendant 12 min et à une vitesse

de 23 rpm (à défaut, agiter à la main)

8. Centrifuger à 14 000g pendant 2 min à 4°C.

a. Transférer le surnageant dans un tube propre de 15ml pour la purification d’ARN et conserver

dans la glace

Purification d’ADN (à température ambiante)

9. Resuspendre la DNA Binding Matrix (qui a précipité durant la centrifugation) dans 500 µl de

Guanidine thiocyanate (5.5M) et transférer dans un SPIN filter avant de centrifuger à 14 000g

pendant 1min.

Puis transférer l’éluat dans le tube de 15ml de l’étape 8.a. et réaliser de suite la purification

d’ARN

10. Ajouter 500 µl de SEWS-M (préparé à l’avance) et resuspendre délicatement le précipité en

créant un flux de liquide à l’aide de la pipette

ANNEXES

XIII

11. Centrifuger à 14 000g pendant 1 min puis jeter l’éluat recueilli dans le catch tube

12. Sans ajout de solution, centrifuger à nouveau à 14 000g pendant 2 min pour « sécher » la

matrix retenue dans le SPIN filter. Placer ensuite les SPIN filter dans un nouveau catch tube.

13. Laisser sécher le SPIN filter pendant 5min à température ambiante

14. Resuspendre délicatement La DNA Binding Matrix dans 150 µl de DTS puis incuber à

55°C pendant 12min

15. Centrifuger à 14 000g pendant 1 min pour permettre l’élution de l’ADN dans les catch

tubes.

Retirer le SPIN filter et conserver les échantillons d’ADN à -20°C avant utilisation.

ANNEXES

XIV

ANNEXE 7 : Protocole de quantification de l’ADN

Hygiène et sécurité

Précautions à prendre : Utilisation d’un agent intercalent de l’ADN. Le Pico green présenterait une

mutagenicité non nulle, les précautions d'usage doivent donc être conservées. Porter des gants en

nitriles.

Après analyse, éliminer les liquides et les consommables plastiques contenant du Pico Green

dans les poubelles déchets solides bet.

Principe de la méthode

Grâce à une excitation à 480 nm du Quant-iT™ PicoGreen®, la fluorescence de celui-ci est lue à

520 nm, lorsqu’il est intercalé entre les bases d’ADN.

Matériels nécessaires

Frigo-congélateur

Glace

Portoir tube 1,5/2 ml

Micro-pipette de 1000µl ; 200µl ; 100µl ; 10µl ; 2,5µl

Cônes de 1000µl ; 200µl ; 10µl

Tubes de 2 ml DNAases free ; 1,5 ml DNases free ;

Plaque de qPCR Biorad de 200µl : Hard-Shell 96-Well PCR Plates, clear well, white

référence (Référence HSP9601)

Film optique Biorad Microseal B Adhesive Sea (réference MSB1001)

Thermocycler Biorad (CFX manager version 3.0)

Préparation de la gamme

- Préparer 4 ml de la solution mère à 2 µg/ml dans un tube falcon de 15 ml en suivant

les indications du tableau ci-dessous.

- Répartir cette solution dans deux tubes Low-Binding de 2 ml. Un tube est utilisé pour

préparer les dilutions de la gamme en suivant les indications du tableau ci-dessous et

l’autre tube sert comme point de gamme.

- Préparer la gamme dans des tubes Low –Binding de 2 ml

ANNEXES

XV

- Les gammes sont conservées à 4°C pour une durée maximum de 1 mois ; penser à

indiquer la date de préparation de la gamme sur les tubes.

- Les réactifs du Kit : TE 20X, ADN de phage Lambda (100 µg/ml) et des aliquots de

PicoGreen (50 µl ; 25 µl correspond à la préparation d’une plaque de 96 échantillons)

sont conservés à 4°C ; attention le PicoGreen doit être conservé à l’abri de la

lumière ; homogénéiser les réactifs en vortexant brièvement avant utilisation.

- Noter le numéro de kit des aliquots PicoGreen et la date de préparation de la

gamme utilisée pour la quantification

Code

solutions

Solutions Quantité

d’ADN (ng)

Concentration

finale

Vol d’ADN Vol H2O

ultra pure

Vol TE

20 x

Vol TE

1x

A SM 100 2 µg/ml 80 µl

d’ADN

phage

Lambda (à

100 µg/ml)

3,72 ml

200 µl

3.92

ml

B SM/2 50 1 µg/ml 1000 µl de

A

0,950 ml 50 µl 1,00

ml

C SM/4 25 0,5 µg/ml 500 µl A 1,425 ml 75 µl 1,50

ml

D SM/10 10 200 ng/ml 200 µl de

A

1,710 ml 90 µl 1.80

ml

E SM/100 1 20 ng/ml 200 µl de

D

1,710 ml 90 µl 1,80ml

F SM/200 0.5 10 ng/ml 100 µl de

D

1, 805 ml 95 µl 1,90

ml

G SM/400 0.25 5 ng/ml 50 µl de D 1, 8525ml 97,5 µl 1,95

ml

Attention : bien vortexer avant de prélever chaque dilution ; utiliser un cône différent entre

chaque dilution.

Dosage des échantillons

- Préparer 30 ml de TE 1X dans un tube falcon de 50 ml

28,5 ml d’Eau milliQ Ultra pure + 1,5 ml TE 20X

- Préparer le mix PicoGreen (TE Pico)

ANNEXES

XVI

5 ml pour une plaque de 96 échantillons ; utiliser un contenant entouré de papier aluminium pour

protéger le PicoGreen de la lumière

25 µl PG + 5 ml de TE 1X

Si une plaque complète n’est pas utilisée, préparer le volume de mix PicoGreen (TE Pico) en

fonction du nombre de puits (cf. préparation du plan de plaque ci-dessus):

1 puit = 0,05 ml de TE Pico

10 puits = 0,5 ml de TE Pico (2,5 µl PG + 0,5 ml de TE 1X)

40 puits = 2 ml de TE Pico (10 µl PG + 2 ml de TE 1X)

1- Puits GAMME :

2- Déposer 50 µl de chaque point de gamme dans les puits de gamme Puits

ECHANTILLONS :

- Déposer 2 µl d’ADN à doser dans les puits des échantillons (cf. préparation du plan de

plaque ci-dessus) ; les échantillons sont déposés en duplicats ; pour un dosage plus précis,

déposer les échantillons en triplicat

Remarque : ajouter un échantillon de contrôle d’une concentration en ADN connue à 10 ng/µL

- Ajouter 48 µl de TE 1X pour les puits des échantillons

3- Puits GAMME et ECHANTILLONS :

- Ajouter 50 µl de mix PicoGreen (TE Pico) dans chacun des puits (gamme et échantillons)

juste avant l’analyse (possibilité d’utiliser le combitip pour distribuer le mix PicoGreen dans les

puits).

- Mettre un film plastique sur la plaque

- Centrifuger la plaque 30 secondes

- Mettre la plaque dans le thermocycleur CFX 96 pour analyse

ANNEXES

XVII

ANNEXE 8 : Relation entre les fractions du sol avec le carbone

ANNEXE 9 : ANOVA respiration basale du sol

ANOVA enT7 (a)

ANOVA T42 (b)

ANNEXE 10 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol noir en T7 et T42

ANOVA enT7 (a)

ANOVA T42 (b)

NOIR

JAUNE

ROUGE

R² = 0,9992

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

10 20 30 40

FL

E (

gC

/kg s

ol)

C‰

A

Source DDL Somme des carrés Moyenne des carrés F Pr > F

Modèle 2 21,287 10,644 564,412 < 0,0001

Erreur 6 0,113 0,019

Total corrigé 8 21,400


Modèle 2 1,346 0,673 294,284 < 0,0001

Erreur 6 0,014 0,002


JAUNE

ROUGE

NOIR

R² = 0,9955

1

6

11

16

21

26

31

0 10 20 30 40

F<

50

(g

C/k

g s

ol)

F<

50

(g

C/k

g

sol)

C‰

B


Modèle 2 0,518 0,259 102,179 < 0,0001

Erreur 6 0,015 0,003



Modèle 2 0,364 0,182 280,606 < 0,0001

Erreur 6 0,004 0,001


ANNEXES

XVIII

ANNEXE 11 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol rouge en T7 et T42

ANOVA T7 (a)

ANOVA T42 (b)

ANNEXE 12 : ANOVA minéralisation des substrats dans le sol jaune en T7 et T42

ANOVA T7 (a)

ANOVA T42 (b)

ANNEXE 13 : Priming effect global

ANOVA PE des trois sols en T7


Modèle 2 19,672 9,836 881,876 < 0,0001

Erreur 6 0,067 0,011



Modèle 2 3,684 1,842 735,723 < 0,0001

Erreur 6 0,015 0,003



Modèle 2 22,581 11,290 703,365 < 0,0001

Erreur 6 0,096 0,016



Modèle 2 1,984 0,992 194,892 < 0,0001

Erreur 6 0,031 0,005



Modèle 8 1,542 0,193 16,067 < 0,0001

Erreur 72 0,864 0,012


Calculé contre le modèle Y=Moyenne(Y)

Analyse Type I Sum of Squares :


TYPE DE SOL 2 0,651 0,325 27,131 < 0,0001

TYPE DE SUBSTRAT 2 0,006 0,003 0,248 0,781

TYPE DE SOL*TYPE DE SUBSTRAT 4 0,885 0,221 18,445 < 0,0001

ANNEXES

XIX

ANOVA PE des trois sols en T42

ANNEXE 14 : ANOVA Priming effet du sol noir en T7 et T42

ANOVA T7 (a)

ANOVA T42 (b)

ANNEXE 15 : ANOVA priming effet du sol rouge en T7 et T42

ANOVA T7 (a)

ANOVA T42 (b)


Modèle 8 0,496 0,062 27,263 < 0,0001

Erreur 72 0,164 0,002




TYPE DE SOL 2 0,230 0,115 50,610 < 0,0001

TYPE DE SUBSTRAT 2 0,135 0,067 29,567 < 0,0001

TYPE DE SOL*TYPE DE SUBSTRAT 4 0,131 0,033 14,437 < 0,0001


Modèle 2 0,281 0,141 5,276 0,013

Erreur 24 0,640 0,027



Modèle 2 0,011 0,005 3,260 0,056

Erreur 24 0,040 0,002



Modèle 2 0,412 0,206 86,761 < 0,0001

Erreur 24 0,057 0,002



Modèle 2 0,188 0,094 48,074 < 0,0001

Erreur 24 0,047 0,002


ANNEXES

XX

ANNEXE 16 : ANOVA priming effet du sol jaune en T7 et T42

ANOVA PE JAUNE T7 (a)

ANOVA T42 (b)

ANNEXE 17 : ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol noir

ANOVA Delta N T7 (a)

ANOVA DELTA N T42 (b)

ANOVA DELTA P T7 (c)

ANOVA DELTA P T42 (d)


Modèle 2 0,198 0,099 14,255 < 0,0001

Erreur 24 0,167 0,007



Modèle 2 0,067 0,034 10,516 0,001

Erreur 24 0,077 0,003



Modèle 2 35,077 17,539 251,900 < 0,0001

Erreur 24 1,671 0,070



Modèle 2 47,162 23,581 227,500 < 0,0001

Erreur 24 2,488 0,104



Modèle 2 19,299 9,649 180,664 < 0,0001

Erreur 24 1,282 0,053



Modèle 2 6,471 3,235 120,445 < 0,0001

Erreur 24 0,645 0,027


ANNEXES

XXI

ANNEXE 18 : ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol rouge

ANOVA DELTA N T7 (a)

DELTA N T42 (b)

ANOVA DELTA P T7 (c)

ANOVA DELTA P T42 (d)

ANNEXE 19 ANOVA Biodisponibilité de N et P dans le sol jaune

ANOVA DELTA N T7

ANOVA DELTA N T42


Modèle 2 31,479 15,739 203,241 < 0,0001

Erreur 24 1,859 0,077



Modèle 2 20,513 10,257 41,330 < 0,0001

Erreur 24 5,956 0,248



Modèle 2 3,785 1,892 129,452 < 0,0001

Erreur 24 0,351 0,015



Modèle 2 1,294 0,647 31,986 < 0,0001

Erreur 24 0,485 0,020



Modèle 2 30,812 15,406 127,308 < 0,0001

Erreur 24 2,904 0,121



Modèle 2 6,579 3,289 5,081 0,014

Erreur 24 15,538 0,647


ANNEXES

XXII

ANOVA DELTA P T7(a)

ANOVA DELTA P T42 (b)

ANNEXE 20 : ANOVA delta biomasse dans le sol noir

ANOVA DELTA BM T7 (a)

ANOVA DELTA BM T42 (b)

ANNEXE 21 : ANOVA delta biomasse dans le sol rouge




Modèle 2 30,756 15,378 365,946 < 0,0001

Erreur 24 1,009 0,042



Modèle 2 10,187 5,094 97,252 < 0,0001

Erreur 24 1,257 0,052



Modèle 2 6,158 3,079 1,071 0,359

Erreur 24 69,004 2,875



Modèle 2 8,412 4,206 3,493 0,047

Erreur 24 28,896 1,204



Modèle 2 35,409 17,705 8,705 0,001

Erreur 24 48,811 2,034



Modèle 2 3,892 1,946 0,566 0,575

Erreur 24 82,558 3,440


ANNEXES

XXIII

ANOVA DELTA BM GLOBAL (c)

ANNEXE 22 : ANOVA delta biomasse dans le sol jaune




Modèle 5 344,097 68,819 25,146 < 0,0001

Erreur 48 131,368 2,737




Temps 1 304,796 304,796 111,368 < 0,0001

substrat 2 9,109 4,554 1,664 0,200

Temps*substrat 2 30,193 15,096 5,516 0,007


Modèle 2 161,349 80,674 8,506 0,002

Erreur 24 227,614 9,484



Modèle 2 41,921 20,961 3,007 0,068

Erreur 24 167,276 6,970


ANNEXES

XXIV

ANNEXE 23 : Matrice de corrélation (Pearson) : GLUCOSE

Les valeurs en gras sont significativement différentes de 0 à un niveau de signification alpha=0,05

C% C: carbone contrôle DP C: Delta carbone contrôle Min G: Minéralisation du glucose

PC: P contrôle DN C: Delta azote contrôle P G: P glucose

NC: N contrôle D BM: Delta biomasse moléculaire cotrôle N G: N glucose

Min bas: Minéralisation basale C%: carbone DC G: Delta carbone glucose

BM C: Biomasse moléculare contrôle D BM G: Delta biomasse moléculaire glucose DPG: Delta P glucose

DC: Delta carbone contrôle BM G: Biomasse moléculaire glucose DN G: Delta N glucose

PE Gl: Priming effect glucose

Variables C‰ C PC NC Min bas BM C DC C DPC DNC D BM C‰ P G N G Min G BM G DC G DP G DN G D BM G PE GL

C‰ C 1,00 -0,01 -0,82 -0,90 -0,05 -0,18 0,33 0,72 -0,66 0,98 -0,08 0,51 -0,73 0,39 -0,08 0,02 0,90 0,53 0,31

P C -0,01 1,00 -0,34 0,39 0,96 -0,82 -0,26 -0,39 0,65 0,11 0,96 0,79 -0,24 0,68 -0,86 -0,87 0,37 -0,39 0,79

N C -0,82 -0,34 1,00 0,63 -0,34 0,55 -0,06 -0,22 0,27 -0,87 -0,29 -0,72 0,71 -0,58 0,38 0,31 -0,90 -0,27 -0,56

Min bas -0,90 0,39 0,63 1,00 0,41 -0,11 -0,49 -0,79 0,83 -0,85 0,45 -0,15 0,57 -0,09 -0,27 -0,36 -0,68 -0,62 0,00

BM C -0,05 0,96 -0,34 0,41 1,00 -0,82 -0,45 -0,46 0,75 0,08 0,96 0,76 -0,21 0,66 -0,86 -0,87 0,33 -0,46 0,79

DC -0,18 -0,82 0,55 -0,11 -0,82 1,00 0,28 0,19 -0,40 -0,37 -0,79 -0,80 0,41 -0,68 0,75 0,73 -0,56 0,21 -0,71

DP C 0,33 -0,26 -0,06 -0,49 -0,45 0,28 1,00 0,49 -0,57 0,27 -0,41 -0,15 -0,14 -0,14 0,32 0,35 0,15 0,39 -0,16

DN C 0,72 -0,39 -0,22 -0,79 -0,46 0,19 0,49 1,00 -0,80 0,66 -0,45 0,04 -0,43 0,01 0,30 0,37 0,50 0,58 -0,14

D BM -0,66 0,65 0,27 0,83 0,75 -0,40 -0,57 -0,80 1,00 -0,57 0,71 0,20 0,33 0,20 -0,54 -0,60 -0,35 -0,69 0,38

C‰ 0,98 0,11 -0,87 -0,85 0,08 -0,37 0,27 0,66 -0,57 1,00 0,05 0,62 -0,75 0,48 -0,15 -0,07 0,96 0,47 0,41

P G -0,08 0,96 -0,29 0,45 0,96 -0,79 -0,41 -0,45 0,71 0,05 1,00 0,76 -0,15 0,59 -0,77 -0,76 0,31 -0,49 0,81

N G 0,51 0,79 -0,72 -0,15 0,76 -0,80 -0,15 0,04 0,20 0,62 0,76 1,00 -0,55 0,77 -0,69 -0,65 0,82 -0,04 0,74

Min G -0,73 -0,24 0,71 0,57 -0,21 0,41 -0,14 -0,43 0,33 -0,75 -0,15 -0,55 1,00 -0,75 0,39 0,29 -0,76 -0,62 -0,48

BM G 0,39 0,68 -0,58 -0,09 0,66 -0,68 -0,14 0,01 0,20 0,48 0,59 0,77 -0,75 1,00 -0,67 -0,70 0,63 0,37 0,71

DC G -0,08 -0,86 0,38 -0,27 -0,86 0,75 0,32 0,30 -0,54 -0,15 -0,77 -0,69 0,39 -0,67 1,00 0,93 -0,39 0,27 -0,60

DP G 0,02 -0,87 0,31 -0,36 -0,87 0,73 0,35 0,37 -0,60 -0,07 -0,76 -0,65 0,29 -0,70 0,93 1,00 -0,30 0,25 -0,56

DN G 0,90 0,37 -0,90 -0,68 0,33 -0,56 0,15 0,50 -0,35 0,96 0,31 0,82 -0,76 0,63 -0,39 -0,30 1,00 0,34 0,56

D BM G 0,53 -0,39 -0,27 -0,62 -0,46 0,21 0,39 0,58 -0,69 0,47 -0,49 -0,04 -0,62 0,37 0,27 0,25 0,34 1,00 -0,14

PE GL 0,31 0,79 -0,56 0,00 0,79 -0,71 -0,16 -0,14 0,38 0,41 0,81 0,74 -0,48 0,71 -0,60 -0,56 0,56 -0,14 1,00

ANNEXES

XXV

ANNEXE 24 : Matrice de corrélation (Pearson) : ROUGE T7


ANNEXE 25 : Matrice de corrélation (Pearson) : NOIR T7


Variables C‰ P résine (mg/Kg)N-NH4 (mg/kg)Minéralisation (flacons )Biomasse moléculaire (µg ADN/g sol sec)Delta C en ‰Delta P) en ‰Delta N-NH4 (Contrôle - T0) (mg/kg)Delta BM (BM contôle-BM T0)PE fraction polymérisées

C‰ 1 0,761 0,671 0,861 0,592 1,000 0,761 0,671 0,500 0,783 0,860

P résine (mg/Kg) 0,761 1 0,987 0,952 0,331 0,761 1,000 0,987 0,279 0,934 0,958

N-NH4 (mg/kg) 0,671 0,987 1 0,908 0,245 0,671 0,987 1,000 0,207 0,908 0,915

Minéralisation (flacons )0,861 0,952 0,908 1 0,588 0,861 0,952 0,908 0,496 0,924 0,998

Biomasse moléculaire (µg ADN/g sol sec)0,592 0,331 0,245 0,588 1 0,593 0,331 0,245 0,844 0,364 0,571

Delta C en ‰ 1,000 0,761 0,671 0,861 0,593 1 0,761 0,671 0,500 0,783 0,860

Delta P) en ‰ 0,761 1,000 0,987 0,952 0,331 0,761 1 0,987 0,279 0,934 0,958

Delta N-NH4 (Contrôle - T0) (mg/kg)0,671 0,987 1,000 0,908 0,245 0,671 0,987 1 0,207 0,908 0,915

Delta BM (BM contôle-BM T0)0,500 0,279 0,207 0,496 0,844 0,500 0,279 0,207 1 0,323 0,482

PE 0,783 0,934 0,908 0,924 0,364 0,783 0,934 0,908 0,323 1 0,922

fraction polymérisées0,860 0,958 0,915 0,998 0,571 0,860 0,958 0,915 0,482 0,922 1

Variables C‰ P résine N-NH4 MinéralisationBiomasse moléculaireDelta C Delta P Delta N Delta BM PE FR SOLUBLE

C‰ 1 0,887 0,479 0,819 0,255 0,428 0,889 0,475 0,234 -0,359 -0,853

P résine 0,887 1 0,423 0,865 0,188 0,458 0,982 0,420 0,172 -0,409 -0,942

N-NH4 0,479 0,423 1 0,807 0,298 -0,421 0,537 0,993 0,273 -0,606 -0,663

Minéralisation 0,819 0,865 0,807 1 0,302 0,066 0,914 0,801 0,277 -0,600 -0,976

Biomasse moléculaire0,255 0,188 0,298 0,302 1 -0,009 0,211 0,296 0,916 -0,175 -0,293

Delta C 0,428 0,458 -0,421 0,066 -0,009 1 0,359 -0,406 -0,007 0,039 -0,224

Delta P 0,889 0,982 0,537 0,914 0,211 0,359 1 0,546 0,150 -0,439 -0,963

Delta N 0,475 0,420 0,993 0,801 0,296 -0,406 0,546 1 0,224 -0,595 -0,658

Delta BM 0,234 0,172 0,273 0,277 0,916 -0,007 0,150 0,224 1 -0,187 -0,268

PE -0,359 -0,409 -0,606 -0,600 -0,175 0,039 -0,439 -0,595 -0,187 1 0,524

FR SOLUBLE -0,853 -0,942 -0,663 -0,976 -0,293 -0,224 -0,963 -0,658 -0,268 0,524 1

ANNEXES

XXVI

ANNEXE 26 : Matrice de corrélation (Pearson) : T42 intégrant le riz et le blé


ANNEXE 27 : Biplot entre la fraction FLE du sol et la minéralisation du riz (A), entre la fraction fine du sol et le delta NH4 (B)

R² = 0,9237

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6

Min

Riz

FLE

Relation linéaire entre le riz et le FLE

(A)

R² = 0,978

-1,0

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

10,0 15,0 20,0 25,0 30,0

Del

ta N

-NH

4 R

iz

F<50 (cC/kgsol)

Relation linéaire entre le delta NH4

du riz et la F<50 (B)

Variables C BLE P BLE N-NH4 BLE Min BLE BM BLE Delta C BLE Delta P BLEDelta N-NH4 BLEDelta BM BLE PE BLE C RIZ P RIZ N-NH4 RIZ Min RIZ BM RIZ Delta C RIZ Delta PRIZDelta N-NH4 RIZDelta BM RIZ PE RIZ

C BLE 1 0,293 -0,659 -0,806 -0,376 0,393 -0,604 0,497 -0,513 -0,873 0,960 0,213 0,789 -0,953 -0,510 0,174 -0,284 0,719 -0,740 -0,667

P BLE 0,293 1 -0,602 -0,785 0,667 0,220 0,163 0,873 -0,402 -0,486 0,303 0,984 0,386 -0,480 0,659 0,376 0,359 0,735 -0,658 -0,765

N-NH4 BLE -0,659 -0,602 1 0,744 -0,014 -0,251 0,284 -0,442 0,623 0,533 -0,596 -0,521 -0,500 0,748 -0,051 -0,019 0,188 -0,662 0,643 0,788

Min BLE -0,806 -0,785 0,744 1 -0,222 -0,417 0,288 -0,858 0,467 0,845 -0,790 -0,744 -0,785 0,896 -0,081 -0,380 -0,107 -0,930 0,865 0,909

BM BLE -0,376 0,667 -0,014 -0,222 1 0,068 0,488 0,482 0,308 0,149 -0,343 0,759 0,023 0,148 0,887 0,327 0,686 0,293 -0,144 -0,353

Delta C BLE 0,393 0,220 -0,251 -0,417 0,068 1 -0,148 0,261 -0,179 -0,329 0,213 0,238 0,255 -0,318 -0,084 -0,163 0,398 0,288 -0,513 -0,478

Delta P BLE -0,604 0,163 0,284 0,288 0,488 -0,148 1 -0,104 0,272 0,610 -0,636 0,206 -0,546 0,562 0,608 -0,147 0,155 -0,391 0,404 0,370

Delta N-NH4 BLE 0,497 0,873 -0,442 -0,858 0,482 0,261 -0,104 1 -0,387 -0,737 0,561 0,857 0,621 -0,645 0,372 0,547 0,353 0,862 -0,785 -0,748

Delta BM BLE -0,513 -0,402 0,623 0,467 0,308 -0,179 0,272 -0,387 1 0,575 -0,491 -0,274 -0,143 0,482 0,048 0,031 0,261 -0,321 0,554 0,366

PE BLE -0,873 -0,486 0,533 0,845 0,149 -0,329 0,610 -0,737 0,575 1 -0,912 -0,424 -0,791 0,883 0,240 -0,369 0,051 -0,816 0,791 0,711

C RIZ 0,960 0,303 -0,596 -0,790 -0,343 0,213 -0,636 0,561 -0,491 -0,912 1 0,235 0,863 -0,954 -0,478 0,332 -0,278 0,774 -0,724 -0,626

P RIZ 0,213 0,984 -0,521 -0,744 0,759 0,238 0,206 0,857 -0,274 -0,424 0,235 1 0,400 -0,416 0,711 0,441 0,485 0,729 -0,616 -0,742

N-NH4 RIZ 0,789 0,386 -0,500 -0,785 0,023 0,255 -0,546 0,621 -0,143 -0,791 0,863 0,400 1 -0,884 -0,261 0,538 0,050 0,887 -0,715 -0,720

Min RIZ -0,953 -0,480 0,748 0,896 0,148 -0,318 0,562 -0,645 0,482 0,883 -0,954 -0,416 -0,884 1 0,314 -0,304 0,193 -0,869 0,829 0,805

BM RIZ -0,510 0,659 -0,051 -0,081 0,887 -0,084 0,608 0,372 0,048 0,240 -0,478 0,711 -0,261 0,314 1 0,189 0,551 0,100 0,026 -0,179

Delta C RIZ 0,174 0,376 -0,019 -0,380 0,327 -0,163 -0,147 0,547 0,031 -0,369 0,332 0,441 0,538 -0,304 0,189 1 0,363 0,545 -0,321 -0,249

Delta PRIZ -0,284 0,359 0,188 -0,107 0,686 0,398 0,155 0,353 0,261 0,051 -0,278 0,485 0,050 0,193 0,551 0,363 1 0,219 -0,152 -0,211

Delta N-NH4 RIZ 0,719 0,735 -0,662 -0,930 0,293 0,288 -0,391 0,862 -0,321 -0,816 0,774 0,729 0,887 -0,869 0,100 0,545 0,219 1 -0,818 -0,884

Delta BM RIZ -0,740 -0,658 0,643 0,865 -0,144 -0,513 0,404 -0,785 0,554 0,791 -0,724 -0,616 -0,715 0,829 0,026 -0,321 -0,152 -0,818 1 0,850

PE RIZ -0,667 -0,765 0,788 0,909 -0,353 -0,478 0,370 -0,748 0,366 0,711 -0,626 -0,742 -0,720 0,805 -0,179 -0,249 -0,211 -0,884 0,850 1

ANNEXES

XXVII

ANNEXE 28 : Biplot entre delta P et priming effect

R² = 0,669

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4

Del

ta P

PE

T42 tous les sols Blé+Riz

Documents

UNIVERSITE ANTANANARIVO ------------------------ ECOLE ...open-library.cirad.fr/files/4/2081__MEMOIRE_ANDREAPRIMING_EFFE… · RESUME Le « priming effect » (PE) est la stimulation