UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

ECOLE DOCTORALE SCIENCES DE LA VIE ET DE

L’ENVIRONNEMENT

THESE DE DOCTORAT

Spécialité : BIOTECHNOLOGIE-MICROBIOLOGIE

Soutenue par : ZAFILAZA Armand

Le 29 Avril 2016

Devant les membres du jury composé de :

Président : Professeur Marson RAHERIMANDIMBY

Directeur de thèse : Professeur Abel ANDRIANTSIMAHAVANDY

Co-directeur de thèse : Docteur Daniel RAMAMONJISOA

Rapporteur Externe : Professeur Raphaël RAKOTOZANDRINDRAINY

Rapporteur Interne : Professeur Doll A. Danielle RAKOTO

Examinateurs : Professeur Blandine ANDRIANARISOA

Professeur Ranjàna Hanitra RANDRIANARIVO

Etude de la composition de Spirulina cultivée dans le Nord de Madagascar et fabrication d’un aliment Bio pour crevettes à base de Tacca leontopetaloïdes et de Spirulina

REMERCIEMENTS

Je tiens à exprimer mes vifs remerciements en particulier à Dieu tout puissant de m’avoir donné la santé, la joie, l’intelligence pour réaliser ce travail.

Cette étude a été supervisée par Monsieur Abel ANDRIANTSIMAHAVANDY, Professeur Titulaire à la Faculté des Sciences, département de biochimie fondamentale et appliquée. Il m’a encadré tout au long de mes recherches pour la réalisation de mon travail, veuillez trouver ici mes vifs remerciements.

Que Monsieur Daniel RAMAMONJISOA, Maître de conférences à la Faculté des Sciences, malgré ses multiples obligations, veuille bien trouver ma respectueuse gratitude d’avoir voulu accepté d’être le Co-directeur de Thèse.

Que Monsieur Marson RAHERIMANDIMBY Professeur Titulaire à la Faculté des Sciences trouve ici ma profonde reconnaissance pour avoir accepté de présider le jury de cette soutenance.

Que Monsieur Raphaël RAKOTOZANDRINDRAINY, Professeur Titulaire à l’ESSAgro, trouve toute ma reconnaissance d’avoir bien voulu accepter être mon Rapporteur Externe.

Et que Madame Doll A. Danielle RAKOTO, Professeur à la faculté des Sciences trouve ici également mes vifs remerciements d’avoir accepté d’être mon Rapporteur Interne.

Mes vifs remerciements et ma profonde gratitude vont à l’endroit de mes examinateurs :

Madame Blandine ANDRIANARISOA, Professeur Titulaire à la Faculté des sciences.

Et Monsieur Ranjàna Hanitra RANDRIANARIVO, Professeur à la Faculté des Sciences

Je ne saurais oublier de remercier toute ma famille et mes collègues pour le soutien et l’encouragement qu’ils m’ont apportés tout au long de ce travail.

Et enfin, tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de cette Thèse, qu’ils trouvent ici ma gratitude et mes sincères remerciements.

LISTE DES ABREVIATIONS

AB : Agriculture Biologique

OSO : Overseas Seafood Operations

IPBB : Institut Privée de Biologie Marine de Belgique

MnA : Milieu naturel Amélioré

Mn : Milieu naturel

E223 : Métabisulfite

FMF : Fécule de matière fraîche

FMS : Fécule de matière sèche

JIRAMA: Jiro sy Rano Malagasy

PCA : Plat Count Agar

BP : Baird – Parker

TBX : Tripton Bile Agar

RVS : Rapport Vassiliadis Soja

EPT : Eau Peptonée

AFNOR : Association Française de Normalisation

CDCC: Centre de Developpement de la Culture de Crevettes

JICA: Agence Japonaise de Coopération Internationale

VRBL: Gélose au cristal violet et au rouge neutre biliée et lactosée

UFC: Unité Formant Colonie

GLOSSAIRE

Géniteur :

Animal destiné à la reproduction

Aquaculture :

Elevage d’animaux aquatiques pouvant être pratiqué en eau douce, en eau saumâtre

ainsi qu’en eau de mer. Cet élevage est réalisé souvent dans un ou plusieurs bassins ayant une

dimension choisie selon le type d’espèces à élever.

Aliment Biologique (aliment Bio) :

Lors de la transformation, de la production et de la conservation des denrées alimentaires

biologiques, aucun produit chimique de synthèse ne peut être utilisé.

• Les additifs de synthèse comme les colorants, les édulcorants artificiels,les

exhausteurs de goût sont donc interdits dans les produits biologiques.

• Il s’agit d’un aliment qui contient au minimum 95% d’ingrédients issus de

l’agriculture Bio. Finalement ce n’est pas tellement l’aliment qui est bio mais plutôt

son mode de production.

Crevetticulture Biologique ou culture Bio :

Elle consiste à reproduire des larves à partir de géniteurs sélectionnés et prélevés dans le

milieu naturel. Les reproducteurs seront élevés dans des écloseries adaptées et les post –

larves en grossissement seront disposées dans des bassins naturels. L’aliment doit être

distribué en fonction des bassins et selon le stade de développement des crevettes.

L’engraissement excessif et le gavage sont interdits en culture Bio ainsi que l’usage de farine

animale d’origine terrestre. L’aliment d’origine végétale et d’origine bio est obligatoire.

Agriculture Biologique (AB) :

Agriculture sans organisme génétiquement modifié, sans pesticide, sans herbicide

chimique, sans fertilisant artificiel, sans hormone de croissance.

Plancton :

Ensemble des êtres vivants de petite taille, en suspension dans les eaux marines et les

eaux douces, incapables de se déplacer activement.

- Phytoplancton : plancton végétal

- Zooplancton : plancton animal

LISTE DES TABLEAUX Pages

Tableau 1 : Groupes de virus responsables de maladies ............................................................... 16

Tableau 2 : Espèces sensibles aux maladies virales de crevettes .................................................. 18

Tableau 3 : Méthode de détection de virus à ADN ....................................................................... 21

Tableau 4 : Méthode de détection de virus à ARN ....................................................................... 22

Tableau 5 : Evolution du test ......................................................................................................... 28

Tableau 6 : Taux de éléments minéraux dans les deux échantillons ............................................ 44

Tableau 7 : Taux de lipides et de leurs dérivés ............................................................................ 45

Tableau 8: Taux de pigments ....................................................................................................... 46

Tableau 9 : Taux de protéines ...................................................................................................... 47

Tableau 10 : Taux d’acides aminés .............................................................................................. 48

Tableau 11 : Taux de vitamines ................................................................................................... 49

Tableau 12 : Variation de la teneur en protéines après le séchage ............................................... 51

Tableau 13 : Tableau montrant la différence de taux de protéines après la conservation ............ 51

Tableau 14 : Tableau montrant les taux de vitamines après conservation ................................... 53

Tableau 15 : Taux de lipides après la conservation...................................................................... 54

Tableau 16 : Taux de pigments de Spirulina après conservation ................................................. 55

Tableau 17 : Taux de minéraux après conservation ..................................................................... 56

Tableau 18 :Taux d’acides aminés après conservation ................................................................ 57

Tableau 19 : Qualité microbiologique dans Mn après conservation ........................................... 58

Tableau 20 : Qualité microbilogique dans MnA après conservation ........................................... 60

Tableau 21 : Capacité d’absorption d’eau et indice de solubilité ............................................... 68

Tableau 22 : Densité des fécules .................................................................................................. 68

Tableau 23 : Viscosité des fécules ............................................................................................... 69

Tableau 24 : Température de gélatinisation ................................................................................. 69

Tableau 25 : Taux en minéraux .................................................................................................... 70

Tableau 26 : Valeur nutritionnelle des produits de tubercule ...................................................... 70

Tableau 27 : Taux de facteurs antinutritionnels ........................................................................... 72

Tableau 28 : Taux de microorganismes dans la fécule de Kabija après conservation ................. 73

Tableau 29 : Seuils de l’activité de l’eau ..................................................................................... 74

Tableau 30 : Type de séchage direct ............................................................................................ 78

Tableau 31 : Tableau récapitulatif des résultats ........................................................................... 80

LISTE DES FIGURES Pages

Figure 1 : Principe de la cancérogenèse ....................................................................................... 5

Figure 2 : Principe de l’action des antioxydants sur les radicaux libres ...................................... 6

Figure 3 : Principe de la purification des eaux usées .................................................................. 7

Figure 4 : « Kabija» Tacca leontopetaloïdes: Inflorescence et feuilles ................................... 11

Figure 5 : Tubercules de « Kabija » ............................................................................................. 11

Figure 6 : Etapes de diagnostic des infections des crevettes ........................................................ 24

Figure 7 : Etapes de culture de Salmonella ................................................................................. 41

Figure 8 : Dénombrement de microorganisme dans MnA et Mn................................................. 42

Figure 9 : Courbe des minéraux ................................................................................................... 44

Figure 10 : Courbe des lipides ...................................................................................................... 45

Figure 11 : Courbe des pigments ................................................................................................ 46

Figure 12: Courbe des protéines ................................................................................................ 47

Figure 13 : Courbe des acides aminés .......................................................................................... 48

Figure 14 : Courbe des vitamines……………………………………………………… ............. 49

Figure 15: Taux des protéines après conservation ....................................................................... 52

Figure 16: Taux des vitamines après conservation ...................................................................... 53

Figure 17: Taux des lipides après conservation ........................................................................... 54

Figure 18: Taux des pigments après conservation ....................................................................... 55

Figure 19: Taux des minéraux après conservation ....................................................................... 56

Figure 20: Taux d’acides aminés ................................................................................................. 57

Figure 21: Taux des microorganismes dans le milieu Mn après conservation ............................ 59

Figure 22: Taux des microorganismes dans le milieu MnA après conservation ......................... 60

Figure 23 : Schéma récapitulatif de la préparation de fécule de « Kabija » ................................ 62

Figure 24 : Dénombrement de Salmonella………………………………………………… ....... 66

Figure 25 : Mode de dénombrement de microorganismes………………………………….. ..... 67

Figure 26 : Taux des minéraux dans la fécule de « Kabija » ...................................................... 70

Figure 27 : Valeurs nutritionnelles de la fécule de « Kabija » ..................................................... 71

Figure 28 : Taux des microorganismes de la fécule de « Kabija » .............................................. 73

Figure 29 : Poudre de Spirulina………………………………….. ............................................ 79

Figure 30 : Fécule de « Kabija » ................................................................................................. 80

SOMMAIRE Pages

LISTE DES ABREVIATIONS

GLOSSAIRE

LISTE DES TABLEAUX

LISTE DES FIGURES

INTRODUCTION GENERALE .............................................................................................. 1

PREMIERE PARTIE :ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

I. La spiruline ............................................................................................................................... 3

I.1. Morphologie et cytologie ....................................................................................................... 3

I. 2. Classification ........................................................................................................................ 3

I. 3. Physiologie et paramètres physico-chimiques, composition chimique de Spirulina ........... 4

I.4. Toxicité de Spirulina .............................................................................................................. 5

I.5. Utilisations thérapeutiques ..................................................................................................... 5

I. 6. Utilisations écologiques ........................................................................................................ 7

I.7. Autres utilisations .................................................................................................................. 8

I.8. Retrospective sur Spirulina .................................................................................................... 8

II. Le « Kabija » ........................................................................................................................... 10

II.1 Classification ......................................................................................................................... 10

II.2. Description ........................................................................................................................... 10

II.3. La formation de tubercules de « Kabija » ............................................................................. 11

II.4. Répartion géographique ........................................................................................................ 12

II.5. Usages alimentaires ............................................................................................................. 12

II.6. Usages médicinaux ............................................................................................................... 12

III. Aliment Bio pour crevettes .................................................................................................... 12

IV. Les grands principes de l’élevage des crevettes Bio .............................................................. 13

IV.1. Origine des crevettes .......................................................................................................... 13

IV.2. Zone d’élevage .................................................................................................................... 13

IV.3. Gestion de l’élevage et soins .............................................................................................. 13

IV.4. Alimentation ....................................................................................................................... 14

V. La ferme aux normes Agricultures Biologiques (AB) ............................................................ 14

VI. Microbiologie des crevettes .................................................................................................. 15

VI.1. La maladie des crevettes ..................................................................................................... 15

VI.2. Les responsables de maladies transmissibles. .................................................................... 15

VI.3. Répartition des virus dans le monde ................................................................................... 16

VI.4. Les espèces de crevette Penaeus sensibles aux maladies virales ........................................ 17

VI.5. Les désinfectants et leurs actions ........................................................................................ 18

VI.5.1. Usages effectifs ................................................................................................................ 18

VI.6. Diagnostics .......................................................................................................................... 19

VI.6.1. Schémas du circuit de diagnostic ..................................................................................... 23

VI.6.2. Diagnostic d’anticorps et PCR ......................................................................................... 25

a) Diagnostic d’anticorps ........................................................................................................... 25

b) Diagnostic PCR ....................................................................................................................... 25

VI.6.3. Indentification bactérienne ............................................................................................... 25

VI.6.4. Détermination des facteurs par postulat de Koch. ........................................................... 26

VI.6.5. Diagnostic histopathologique ........................................................................................... 26

VI.6.6. Méthode d’indentification par l’Api 20 NE ..................................................................... 26

VII. Plan de contrôle annuel de la filière crevette Bio ................................................................. 29

a) Dans l’écloserie ....................................................................................................................... 29

b) Fabricant d’aliment et origines des matières premières Bio .................................................. 29

c)Ferme de grossissement Bio ...................................................................................................... 30

d)Manipulation, récolte et transport ............................................................................................ 31

e)Préparation et congélation ....................................................................................................... 31

DEUXIEME PARTIE : COMPOSITION CHIMIQUE , VALEURS

NUTRITIONNELLES ET QUALITE MICROBIOLOGIQUE DE Spirulina

I. Introduction ............................................................................................................................... 33

I.1. Analyse du milieu .................................................................................................................. 33

I.1.2. Caractères physiques du sol et climat ................................................................................. 33

I.2. Culture de Spirulina ............................................................................................................... 33

I.2.1- Culture sur milieu naturel amélioré .................................................................................... 33

I.2.1.1. Principe ............................................................................................................................ 33

I.2.2. Culture sur le milieu naturel ............................................................................................... 34

I.2.2.1. Principe ............................................................................................................................ 34

I.2.3. Etude cinétique de la croissance ......................................................................................... 34

I.2.3.1. Mesure de la densité optique ........................................................................................... 34

I.2.3.2. Comptage des cellules ...................................................................................................... 34

II. Analyses qualitative et quantitative ......................................................................................... 34

II.1. Analyse qualitative ............................................................................................................... 34

II.2. Analyse quantitative ............................................................................................................. 34

II.3. Les éléments principaux ....................................................................................................... 34

II.3.1. Les lipides .......................................................................................................................... 34

II.3.2. Les caroténoïdes ................................................................................................................ 35

II.3.3. Les acide gras .................................................................................................................... 35

II.3.4. Les protéines ...................................................................................................................... 35

II.3.5. Les vitamines ..................................................................................................................... 36

II.3.5.1. Vitamine B1 .................................................................................................................... 36

II.3.5.2.Vitamine B2 (riboflavine) ............................................................................................... 36

II.3.5.3. Vitamine pp (niacine) ..................................................................................................... 37

II.3.5.4. Vitamine C (acide ascorbique) ....................................................................................... 37

II.3.6. Les glucides ....................................................................................................................... 37

III. Etude de l’influence de la conservation sur la qualité microbiologique ................................ 37

III.1. Récolte et séchage de Spirulina .......................................................................................... 37

III.2. Etude la qualité microbiologique après conservation ......................................................... 37

III.2.1. Mode de calcul ................................................................................................................. 38

III.2.2. Méthode de dénombrement de la flore aérobie mésophile totale ..................................... 38

III.2.3. Méthode de dénombrement des levures et moisissures ................................................... 39

III.2.4. Méthode de dénombrement des bactéries anaérobies sulfitoréductrices.......................... 39

III.2.5. Méthode de dénombrement d’Escherichia coli β-glucuronidase. .................................... 39

III.2.6. Méthode de dénombrement des Coliformes totaux. ......................................................... 39

III.2.7. Méthode de dénombrement des Staphylocoques coagulases positives............................ 40

III.2.8 . Méthode de dénombrement de Salmonella ..................................................................... 40

IV. Resultats-Interprétations-Discussions .................................................................................... 43

IV.1. Culture sur le milieu naturel amélioré ................................................................................. 43

IV.2. Culture sur le milieu naturel ................................................................................................ 43

IV.3. Interprétations et discussions .............................................................................................. 43

IV.3.1. Le milieu .......................................................................................................................... 43

IV.3.2. La croissance .................................................................................................................... 43

IV.4. Analyses qualitative et quantitative .................................................................................... 43

IV.4.1. Les minéraux .................................................................................................................... 43

IV.4.2. Les lipides ........................................................................................................................ 44

IV.4.3. Les caroténoides ............................................................................................................... 46

IV.4.4. Les protéines .................................................................................................................... 46

IV.4.5. Composition en acides aminés des protéines globales ..................................................... 47

IV.4.6. Les vitamines…………………………………………………………………….. ......... 49

V. Influence sur les éléments constitutifs ..................................................................................... 50

V.1. Influence de l’eau de culture et du milieu environnant ....................................................... 50

V.1.1. Les lipides .......................................................................................................................... 50

V.1.2. Le calcium ......................................................................................................................... 50

V.1.3. Les protéines ...................................................................................................................... 50

V.2. Influence du mode de séchage .............................................................................................. 51

V.2.1.Les protéines…………………………………………………………………………. ...... 51

V.2.1. Les acide gras et sels minéraux ......................................................................................... 51

V.3. Influence de la conservation sur la composition de Spirulina .............................................. 51

V.3.1. Les protéines ...................................................................................................................... 51

V.3.2. Les acides gras et les vitamines, les pigments, les acides aminés et les minéraux après

conservation ................................................................................................................................. 52

VI. Qualité microbiologique de Spirulina après conservation ..................................................... 58

VI.1. Qualité microbiologique dans le milieu naturel .................................................................. 58

VI.2. Qualité microbiologique dans le milieu naturel amélioré ................................................... 59

VII. Conclusion ............................................................................................................................ 61

TROISIEME PARTIE : PREPARATION DE FECULE DE KABIJA ET ANALYSES

NUTRITIONNELLES, ANTI-NUTRITIONNELLES, MICROBIOLOGIQUES

I. Production des fécules de « Kabija »par la méthode artisanale ................................................ 62

I.1. Méthode de traitement ........................................................................................................... 62

I.1.1. Production de la fécule de la matière fraiche (FMF) ......................................................... 62

I.1.2. Production de la fécule de la matière sèche (FMS) ........................................................... 63

I.1.3. Conditionnement ................................................................................................................. 63

II. Analyses des propriétés physico- chimiques de Tacca leontopetaloides ................................ 63

II.1. Analyses physiques .............................................................................................................. 63

II.2. Analyse des minéraux .......................................................................................................... 63

II.3. Analyse de la valeur nutritionnelle ...................................................................................... 64

III. Dosage de facteurs antinutritionnels et de poisons dans la farine de « Kabija » ................... 65

IV. Analyse microbiologique après stockage des fécules de « Kabija » ...................................... 65

IV.1. Méthodes .............................................................................................................................. 65

V. Résultats et discussions ........................................................................................................... 68

V.1. Propriétés physico- chimiques de Tacca leontopetaloides ................................................... 68

V.1.1. Analyse physique .............................................................................................................. 68

V.1.2. Dosage des minéraux ......................................................................................................... 69

V.1.3. Valeur nutritionelle du tubercule de « Kabija » ............................................................... 70

V.1.4. Teneurs en quelques facteurs antinutritionnels ................................................................. 71

V.2. Qualité microbiologique dans la fécule de « Kabija » après 1à 2 mois de conservation ..... 72

VI. Conclusion .............................................................................................................................. 75

QUATRIEME PARTIE : PROCEDE DE FABRICATION DES ALIMENTS BIO

I. Fabrication d'aliment Bio ...................................................................................... …………….76

I.1. Procédés de fabrication… ..................................................................... ……………………..76

I.2. Test des produits Bio .............................................................................................................. 77

I.2.1. Test I : dureté des aliments Bio dans différents types d'eaux .............................................. 77

I.2.2. Test II : aliments Bio de crevettes Penaeus monodon… ..................................................... 77

II. Résultats de la fabrication des aliments Bio ............................................................................. 78

II.1. Procédé de la fabrication Bio ......................................................................................... ……78

II.2. Test des produits ........................................................................ ……………………………80

II.3. Tableau des résultats ...................................................................... …………………………81

II.4. Résultats du test en aliment Bio ....................................................................................... ….82

II.5. Conclusions ........................................................................................................................... 83

DISCUSSION GENERALE ......................................................... ……………………………..84

CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES ................................................................................... 87

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

ANNEXES

RESUMES

1

INTRODUCTION GENERALE

L’élevage de crevettes est en expansion considérable depuis une dizaine d’années et il

est soutenu par des organisations internationales qui voient en lui une opportunité de

croissance économique pour les pays en voie de développement. La production atteint environ

1,5 million de tonnes en 2010 dans les pays asiatiques et à Madagascar.

Toutefois, pour répondre à la demande croissante des pays industrialisés, les

techniques d’élevages ont dû évoluer et les conditions d’élevage des crevettes se sont

intensifiées. Des conséquences néfastes sont apparues : les crevetticulteurs sont confrontés à

des problèmes sanitaires (parasitismes, épizooties graves) qui ont fait chuter la production. De

plus, des problèmes environnementaux sont apparus avec la destruction des mangroves (lieux

idéaux pour l’élevage) par le rejet massif d’effluents.

Actuellement, deux facteurs sont prépondérants dans le monde économique :

– le facteur "capital"

– le facteur "technologie"

Ces deux facteurs sont indissociables si l’on veut développer le monde économique.

L’efficacité de l’utilisation de la technologie moderne dans la ferme aquacole mérite alors

d’être reconsidérée.

De nos jours, le retour à l’élevage des crevettes Bio est indispensable, autrement dit la

population mondiale préfère retourner à la culture traditionnelle.

A Madagascar, la société Overseas Seafood Operations (OSO) basée dans l’Ankarana

représente un des promoteurs de l’élevage de crevettes dans le respect total des normes Bio.

La qualité des crevettes Bio de la société OSO est reconnue mondialement depuis l’année

2006. Cependant pour la crevetticulture, la fabrication d’aliment Bio reste un grand problème.

Elle rencontre des difficultés dans la technique de production mais aussi des problèmes de

matières premières.

Dans cette optique, nos recherches s’orientent vers un aliment de culture Bio pour

crevettes. De nos jours, les consommateurs ont une nette préférence pour les produits Bio. Ils

sont très exigeants actuellement en matières consommables pour des produits aquatiques ou

des produits issus de l’agriculture. Des caractères, tels le goût et la texture du produit, font

l’objet d’une observation rigoureuse. Ainsi, les produits Bio ont un coût élévé sur le marché

mondial.

2

Le Kabija (Tacca leontopetaloides) et la spiruline (Spirulina) sont des matières premières

utilisées dans la fabrication d’aliments Bio pour les crevettes. « Kabija » est très abondant

dans la partie Nord de Madagascar. Il est considéré comme une plante sauvage, mais il peut

être également cultivé en association avec le riz sur culture sur brûlis.

La fécule obtenue est considérée comme naturelle sans engrais chimiques et

fertilisants. Par ailleurs, la culture de Spirulina est très développée à Madagascar surtout dans

le Nord, où les conditions sont très favorables sur les plans climatique, édaphique et

environnemantal. La disponibilité de la matière première constitue ainsi une garantie pour la

réalisation de la présente recherche à Madagascar.

La recherche d’aliments Bio justifie le choix du thème : « Etude de la composition de

Spirulina cultivée dans le Nord de Madagascar et fabrication d’un aliment Bio pour crevettes

à base de Tacca leontopetaloïes et de Spirulina ».

Le présent travail comporte quatre parties :

- La première partie consiste en une étude bibliographique sur Spirulina, « Kabija » et

l’élevage Bio.

- La deuxième partie est consacrée à l’étude de la valeur nutritionnelle, de la

composition et de la microbiologie de Spirulina pendant la conservation.

- La troisième partie porte sur la préparation de la fécule de « Kabija » ainsi que l’étude

de sa valeur nutritionnelle et anti- nutritionnelle.

- La quatrième partie décrit la fabrication d’aliment Bio à base de « Kabija » et de

Spirulina.

PREMIERE PARTIE :

ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

3

I. La spiruline

I.1. Morphologie et cytologie

Spirulina est une algue bleue qui possède des cloisons transversales pouvant être mis

en évidence par un moyen approprié. Il n’y a donc pas lieu, actuellement, de retenir la section

dans la nomenclature. La description est la suivante : tricholosomes vert érugineux, articlés,

enroulés en spirale, atteignant 350µm de long, de 5 à 11µm de diamètre, un peu rétrécis au

niveau des articulations, tour de spires de 3 à 9µm distants de 10 à 75µm les unes des autres,

de 20 à 50µm de diamètre, diminuant légèrement vers les extrémités ; articles 1/3 à 1 fois

aussi longs que larges de 3 à 6µm de long, à cloisons assez nettes, mais parfois masqués par le

protoplasme irrégulièrement et assez grossièrement granuleux (Busson, 1971).

Spirulina est peu connu malgré une littérature dense quelquefois difficilement

exploitable par suite de confusions d’espèces ou de variétés. Elle est abondante sous les

climats tropicaux ou subtropicaux, mais elle est également présente dans des régions à climat

tempéré, presque toujours dans des eaux carbonatées sodiques de pH autour de 8,5 (Busson,

1971 ; Rasamoelina, 1999 ; htt://w.w.w.spiruline-perigord.fr/histoire de la micro-algue bleue)

I. 2. Classification

La nomenclature des espèces est basée sur les morphologies des filaments, sur la

composition en acides aminés et sur le lieu d’origine.

En ce qui concerne le genre à Madagascar, la nomenclature de l’espèce n’est pas

encore définitivement arrêtée car les études de détermination ne sont pas encore terminées.

La classification est la suivante :

Règne : PROTISTES

Embranchement : SCHIZOPHYTES

Classe : CYANOPHYCEES

Sous-classe : HORMOGONOPHYCIPEDES

Ordre : NOSTOCALES (OSCILLATORIALES)

Famille : OSCILLATORIACEAE

Tribu : LYNGBYEES

Genre : Spirulina (Bourrelly, 1985)

Nom vernaculaire : Spiruline

Le genre possède de nombreuse espèces dont :

4

- platensis

- geitleri

- seejibai

I. 3. Physiologie et paramètres physico-chimiques, composition chimique de Spirulina

a) Salinité

Le taux de salinité joue un rôle très important dans la vie et dans la culture de

Spirulina, qui nécessite une plage de salinité entre 0,7% et 5,6% (M/V) (Busson,

1971 ; Rasamoelina, 1999)

b) Lumière

La lumière est un paramètre indispensable à la vie des êtres vivants photosynthétiques.

En général, les Cyanophycées supportent une lumière plus intense que les autres algues.

Spirulina a une vitesse de croissance supérieure à celle des plantes de l’agriculture et très

voisine de celle des micro-organismes unicellulaires. Cette particularité de Spirulina réside

dans son rendement d’absorption de l’énergie solaire qui se situe entre 3 et 4,5% (Busson,

1971 ; Bourrelly, 1985 ; Causy et al., 1946 ; Fanjanarivo, 1999 ; Fox, 1986)

c) Température

Les Spirulina sont thermophiles : déterminée sur les espèces platensis et geitleri, la

température optimale pour leur développement est de 40°C en période lumineuse et de 25°C

en période obscure (Busson, 1971 ; Causy, 1946 ; Fanjanarivo, 1999 ; Fox, 1986).

d) Le pH

Le pH alcalin facilite la fixation du CO2 atmosphérique. Il varie aussi suivant la

période de la journée.

e) Composition chimique de Spirulina

Spirulina est une bonne source de protéines, car elle en a une forte teneur de plus de

60%. La composition en acides aminés est satisfaisante. La teneur en acides aminés soufrés

est relativement pauvre, mais le métabolisme est normal.

Spirulina possède un taux relativement bas en lipides variant de 6% à 7%. Les acides

gras ont une teneur assez élevée variant de 48% à 57%(Busson, 1971 ; Causy, 1946 ;

Fanjanarivo, 1999 ; Fox, 1986).

5

I.4.Toxicité de Spirulina

Une étude faite sur des sujets en état de dénutrition a montré qu’une proportion de

15,30 à 50% de Spirulina dans la ration de protéines ne modifie pas le bilan nutritionnel de

l’azote, du sodium et du potassium. La concentration en acide urique dans l’urine n’est pas

changée, mais elle est légèrement augmentée dans le sérum (9mg/1000 ml).

Pour l’étude de toxicité subaiguë, outre la concentration de 10% de Till et Willems,

des concentrations de 20 à 30% ont été utilisées, afin de déterminer si des doses supérieures

impliquent éventuellement une toxicité sans déséquilibre nutritionnel. L’étude de la toxicité

chronique avec épreuves fonctionnelles vise à observer l’effet à long terme de la

consommation de Spirulina sur l’effet hématologique des fonctions rénales, la biochimie du

sérum, le poids et l’histologie de quelque organes (Fox, 1986 ; Bodène et al., 1976 ;

Deboer,1999).

I.5. Utilisations thérapeutiques

Le cancer est considéré comme le résultat d’un processus multifactoriel. En général, il

provient de la formation des radicaux libres dérivés de l’oxygène dans l’organisme sous

l’influence des différents facteurs tels que les ultraviolets et certains composés toxiques

contenus dans les aliments. Les radicaux libres peuvent endommager l’ADN, les protéines

structurales, les enzymes et les membranes cellulaires de l’organisme (Nicolaid, 1977 ; Neish

et al., 1977).

Figure 1 : Principe de la cancérogenèse

Stress oxydant

Radicaux libres Effet régulateur Effet mutagène

Cancérogenèse Proliférations et progression tumorale

6

L’organisme possède des moyens de lutte contre les radicaux libres. Son système de

défense repose surtout sur les vitamines antioxydantes, les caroténoïdes et les

micronutriments.

Les facteurs antioxydants comme la vitamine E, certains acides, certains flavonoïdes,

la vitamine PP et les caroténoïdes doivent être apportés par les aliments. La β-carotène qui est

transformée dans le foie en vitamine A est l’un des principaux caroténoïdes impliqués dans le

système de défense contre les radicaux libres. Elle doit être apportée par les aliments dans le

système de défense car elle n’est pas synthétisée dans le corps humain. Elle se présente dans

la nature sous deux formes : la forme « cis » et la forme « trans ». Elle est en quantité très

importante dans Spirulina (Goodwin, 1955 ; Parker, 1967)

D’après des études, la β-carotène contenant les deux formes « cis » et « trans »

présentes dans Spirulina est beaucoup plus efficace contre le cancer que la β-carotène

synthétique (Goodwin, 1955).

Selon Nicolaid en 1977, le principe de l’action des radicaux libres et des antioxydants

est résumé comme suit.

Figure 2 : Principe de l’action des antioxydants sur les radicaux libres

Radicaux libres

Effet mutagène Effet régulateur

Antioxydants

β-carotène, vitamine C, E, A

Glutathion et Sélénium

7

I. 6. Utilisations écologiques

La purification des eaux usées se déroule selon le principe avancé par Durand-

Chastell (1970) et schématisé comme suit :

Figure 3 : Principe de la purification des eaux usées

Le rôle écologique de Spirulina, lors du traitement préliminaire des eaux usées, est

multiple :

- Elimination du gaz carbonique atmosphérique produit par les bactéries aérobies en vue

de la production d’oxygène pendant la photosynthèse. Cette action a pour conséquence

la réduction de la quantité de gaz carbonique émise dans l’atmosphère et

l’augmentation de la teneur en oxygène.

- Production de biomasse par l’utilisation permanente du gaz carbonique et des sels

minéraux du milieu en présence de lumière c'est-à-dire lors de la photosynthèse, selon

la réaction chimique suivante (Rasamoelina, 1999 ; Fox, 1986 ; Levin et al., Parker,

1967).

Lumière évaporation

Spirulina + 6H2O + 6CO2 Matière organique (C6H12O6) + CO2

Matière organique

Oxygène

Lumière

CO2 + Sels minéraux

Bactéries aérobies Algues

8

Le seul facteur dans l’utilisation de Spirulina dans le traitement préliminaire des eaux

usées est qu’elle a une exigence en ce qui concerne les conditions du milieu

I.7. Autres utilisations

Spirulina a de multiples utilisations. Elle peut servir de complément protéique dans

l’alimentation humaine et animale. Les différentes propriétés qu’elle possède permettent son

utilisation dans différentes industries telles que les industries pharmaceutiques, cosmétiques,

agricoles et les industries des aliments énergétiques.

Spirulina possède de nombreuses propriétés fonctionnelles. Grâce à son pouvoir

épaississant, stabilisant, émulsionnant, réducteur de cristaux, elle est utilisée dans les

industries agro-alimentaires et dans les cimenteries. Spirulina est utilisée comme un aliment

naturel d’excellence, bien qu’il existe des concentrés protéiques artificiels plus riches.

Spirulina est transformée en comprimés comme coupe-faim. En effet, elle présente une faible

teneur en lipides ainsi qu’un faible indice calorique. Par conséquent l’énergie fournie par

Spirulina se trouve à la dose minimale. Toutefois, elle fournit tous les éléments nécessaires

pour la nutrition (Fox, 1986 ; Sheen, 1992 ; htt://w.w.w.spiruline-perigord.fr/histoire de la

micro-algue bleue).

I.8. Rétrospective sur Spirulina

Consommée au Mexique depuis quelque quarante ans, cette algue est également

utilisée comme aliment, sous une forme rudimentaire, par les autochtones d’Afrique centrale

qui la récoltent dans le lac Tchad dont les eaux, comme celles du lac Texacoco, présentent des

conditions de salinité, de pH, de lumière et de température propices à son développement

(Clément et al. ,1970).

Après la redécouverte de Spirulina, la société mexicaine Sosa Texacoco se met à l’étudier en

collaboration avec l’Institut National Mexicain de la Nutrition. Par la suite, l’Organisation des

Nations Unies pour le Développement Industriel s’est vivement intéressée à ce projet et a

apporté son aide à certaines études importantes entreprises par divers établissements

nationaux et étrangers. Ainsi, le Conseil National des Sciences et de la Technologie et

l’Institut National de la Nutrition organisèrent des réunions scientifiques à Paris et à Mexico,

auxquelles participèrent des experts de la question des protéines unicellulaires (Nicolaid,

1977 ; htt://w.w.w.spiruline-perigord.fr/histoire de la micro-algue bleue).

9

Spirulina a une vitesse de croissance supérieure à celle des plantes de l’agriculture et

très voisine de celle des micro-organismes unicellulaires grace à son rendement d’absorption

de l’énergie solaire qui se situe entre 3 et 4,5% (Durand et al., 1977).

L’algue sèche en poudre s’obtient actuellement par pré-concentration, filtrage par le

vide, fluidisation, pasteurisation, homogénéisation et séchage.

Quant à l’aspect nutritionnel, Spirulina est une bonne source de protéines, avec une

forte teneur de 65% et sa composition en acides aminés est satisfaisante. La teneur en acides

aminés soufrés est relativement faible, mais le métabolisme est normal (Bourges et al. ,1971). L’algue contient de 6 à 7% de lipides totaux, dont 83% d’acide gras (Hudson et al.

,1974). Les hydrates de carbone comptent pour 13 à 17% et leur valeur énergétique est faible.

La teneur de l’algue en acides nucléiques est de 4,2 à 4,5%. Le Programme

Alimentaire (PAG) propose 2 grammes d’acides nucléiques par jour comme apport maximal

par les cellules unicellulaires au régime alimentaire de l’adulte.

Quant aux métaux et éléments non métalliques, des échantillons de différentes

époques ont été analysés pour en déterminer la présence. Boudène et al. (1976) ont

essentiellement trouvé une contamination par l’arsenic atteignant 8,5 ppm, tandis que d’autres

équipes signalent des valeurs variant de 0,7 à 2,4 ppm (Jevner et al. ,1965). Le cadmium est

présent à des concentrations de 0,05 à 0,1 ppm, le mercure de 0,01 à 0,6 ppm, le sélénium de

0,4 ppm et le cyanure de 0,2 à 1,4 ppm. Des analyses ont également portés sur les résidus de

pesticides. Elles n’ont révélé que des traces de 1, 2, 3, 4, 5, 6 hexachlorocyclohexane sous

formes α,β,γ et δ (Wagner et al. , 1990).

Les analyses microbiologiques ont révélé une flore banale composée de bactéries et de

protozoaires halophytes vivant librement, des microbes libres du groupe B d’Escherichia coli.

En revanche, aucun organisme pathogène tel Salmonella, Shigella et Escherichia coli n’a été

rencontré (Wagner et al. 1990). Cette absence est compréhensible puisqu’il s’agit d’un milieu

de culture hypersalin à pH nettement alcalin qui n’est donc pas favorable à l’invasion et à la

prolifération d’organismes incapables de survivre dans un milieu à pH élevé (Wagner et al.,

1990). L’installation du matériel de pasteurisation intervenant dans les dernières phases de la

production présente des avantages certains en ce qui concerne le produit final. Par ailleurs,

quelques auteurs ont pu montrer que diverses substances extraites de Spirulina avaient des

propriétés antibactériennes (Missouri, 2006).

Spirulina a été utilisée, avec de bons résultats, comme source de protéines dans

l’alimentation des porcs (Randrianandy, 2002), des poulets (Kanazawa, 1982). De même, des

10

rats alimentés pendant 100 jours avec Spirulina ont montré une bonne tolérance et l’on n’a

observé aucune anomalie de croissance, d’aspect physique et de comportement. De même

aucune altération histopathologique du foie, des poumons, des reins et autres organes

examinés n’a été rapportée (Durrand et al. ,1977).

II. Le « Kabija »

Plante de la famille des Dioscoreacea, « Kabija » est très répandu dans la région Nord,

Nord – Est et Nord – Ouest de Madagascar. Il est utilisé comme complément alimentaire

pendant la période de soudure. Il est vendu au marché sous formes de fécule ou en poudre.

Auparavant, la population de la région se limite à récolter « Kabija » qui pousse à l’état

sauvage dans la forêt. Actuellement, la population commence à cultiver « Kabija » en

association avec le riz sur brûlis.

II.1 Classification de Kabija :

Règne : PLANTAE

S/règne : TRACHEOBIONTA

Superdivision : SPERMATOPHYTES

Division : MAGNOLIOPHYTA

S/Classe : LILIOPSIDA

Classe : LILIIDAE

Ordre : DIOSCOREALES

Famille : DIOSCOREACEAE

Genre : Tacca

Espèce : leontopetaloïdes (Krauss, 1979)

Nom vernaculaire : « Kabija »

II.2. Description

Une à plusieurs feuilles proviennent du centre de la plante avec des pétioles (tiges

feuilles) de 17 à 150 cm de long. Les feuilles sont grandes et profondément divisées, de 30 à

70 cm de long et jusqu’à 12 cm de largeur. La face supérieure des feuilles a des veines

déprimées alors que la surface inférieure est brillante avec des veines grasses jaunes. Les

fleurs, en grappes verdâtres violettes, sont portées par les tiges hautes. La plante est

habituellement dormante pour une partie de l’année.

11

Plus tard, les nouvelles feuilles proviennent de la ronde des tubercules souterrains. Les

tubercules sont durs comme les pommes de terre, avec une peau brune et un intérieur blanc

(Krauss, 1979 ; Andreas et al., 2008).

Figure 4 : « Kabija », Tacca leontopetaloïdes : Inflorescence et feuilles

II.3. La formation de tubercules de « Kabija »

Les nouvelles feuilles de « Kabija » se développent à partir de la fin du mois d’octobre

plus précisément pendant la saison de pluie. Au bout de 4 mois, « Kabija » est récolté même

si la tige ne meurt pas.

Un pied de « Kabija » comporte au moins 2 sortes de tubercules, l’une petite et les

autres protubérantes. Le grand tubercule est pendu pour produire la fécule. Le petit tubercule

assure la récolte de la saison suivante.

Ainsi, le nombre de tubercules protubérants correspond au nombre de saisons de

« Kabija ». En outre, les tubercules de « Kabija » restent dormants presque 4 mois dans le sol.

Figure 5 : Tubercules de « Kabija »

12

II.4. Répartition géographique

Tacca leontopetaloïdes est naturellement distribué en Afrique occidentale, en Asie du

Sud, au Nord de l’Australie. Il a été introduit dans les régions tropicales des îles du Pacifique

avec les premières migrations humaines (Hudinga, 1942).

A Madagascar il est très répandu dans les régions côtières du Nord et du Nord-Ouest

de Madagascar.

II.5. Usages alimentaires

L’arrow-root polynésien est préparé à partir de la farine pour constituer une variété de

dessert. Les tubercules sont d’abord râpés et réduits en purée ou laissés tremper dans l’eau

fraîche. L’amidon obtenu est rincé à plusieurs reprises pour enlever l’amertume puis séché. La

farine est mélangée avec du taro en purée, du fruit à pain ou d’extraits de fruits de Pandanus

et de la crème de noix de coco. Aujourd’hui, à Madagascar, l’arrow-root polynésien est

largement remplacé par l’amidon de maïs. La fécule de « Kabija » est utilisée comme

complément alimentaire pour les nourrissons et sert de coupe-faim pour les adultes dans les

zones rurales. Il remplace le manioc ou la patate douce en période de pluie ou de soudure

(Hudinga, 1942 ; Sheen et al. ,1992).

II.6. Usages médicinaux

En médecine traditionnelle hawaïenne, les tubercules en mélange avec de l’eau et de

l’argile rouge, sont consommés pour traiter la diarrhée et la dysenterie. Cette combinaison est

également utilisée pour arrêter une hémorragie interne de l’estomac et aussi appliquée sur les

blessures pour arrêter le saignement (Hudinga, 1942).

III. Aliment Bio pour crevettes

En France, un produit Bio contient au minimum 95% d’ingrédients issus de

l’agriculture Bio. Pour les cinq pour cent restants, il s’agit d’ingrédients qui ne sont pas

disponibles sous forme d’ingrédients Bio (Graham, 1983).

- Lors de la transformation, de la production et de la conservation des denrées alimentaires

biologiques, aucun produit chimique de synthèse n’est utilisé.

- Les additifs de synthèse, comme les colorants, les édulcorants artificiels, les exhausteurs de

goût sont donc interdits dans les produits biologiques.

- Un produit issu de l’Agriculture Biologique ne contient pas d’OGM.

13

- Les animaux Bio reçoivent des aliments à 90% d’origine biologique. Ces animaux sont

élevés en plein air et seul deux traitements antibiotiques sont autorisés par an.

- Le temps de croissance des animaux biologiques est plus long.

- L’aliment biologique est fabriqué en tenant compte des principes de production relevant de

l’agriculture biologique. L’objectif du Bio est de refuser tout apport chimique à la production

alimentaire de manière à préserver la nature (Graham, 1983).

Ainsi un aliment biologique est un aliment sans :

- pesticidess

- herbicides chimiques

- fertilisants artificiels

- hormones de croissance (Letner et al. ,1998)

Finalement, ce n’est pas l’aliment qui est Bio mais plutôt son mode de production.

IV. Les grands principes de l’élevage des crevettes Bio

IV.1. Origine des crevettes

Les géniteurs sélectionnés sont prélevés dans le milieu naturel selon la période de

pêche et selon les quotas (Ifoam, 2007 ; Randrianasolonjanahary et al., 2000 ; Rabodomalala

et al. , 2001).

IV.2. Zone d’élevage

L’objectif est d’éviter toute perturbation de l’écosystème. L’implantation doit se faire

obligatoirement dans des zones agricoles ou aquacoles adaptées (hors zones naturelles

humides) avec une étude d’impacts écologiques au préalable. Des analyses sur la qualité de

l’eau doivent être effectuées régulièrement (Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ;

Randrianasolonjanahary et al., 2002).

IV.3. Gestion de l’élevage et soins

Le bien-être des animaux doit être respecté. La concentration doit être évitée pour

stopper la propagation des maladies. Les reproducteurs sont élevés dans des écloseries

adaptées et les post-larves en grossissement sont disposées dans des bassins naturels.

L’aliment doit être distribué en fonction des besoins de l’animal et selon leur stade de

développement. L’engraissement excessif et le gavage sont interdits dans l’élevage Bio.

14

Un vide sanitaire est obligatoire entre chaque lot et le délai est limité à 24 heures entre

la pêche et la congélation des crevettes. Le quota maximal de production est de 5 tonnes par

an et par hectare. Un seul traitement allopathique est autorisé et uniquement en écloserie

(Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ; Randrianasolonjanahary et al., 2002).

IV.4. Alimentation

La farine animale d’origine terrestre est interdite. Comme dans le cahier des charges

« poisson Bio », une partie d’origine végétale et d’origine Bio est obligatoire pour alimenter

les crevettes. Cette part doit être entre 10% et 30% du poids (Japan Food Research

Laboratory, 1975 et 1977 ; Randrianasolonjanahary et al., 2002 ; Araki, 1956 ; Araki, 1966).

V. La ferme aux normes Agriculture Biologique (AB)

La société Overseas Seafood Operations (OSO) est le promoteur mondial de l’élevage

de crevettes dans le respect total des normes Bio. La société a obtenu le Label Agriculture

Biologique pour la filière crevette en 2007. Les techniques d’élevage de crevette d’OSO se

font dans le total respect des principes régissant le label AB. Les pesticides et les ingrédients

chimiques sont entièrement exclus du processus d’élevage des crevettes de la société. Les

crevettes sont essentiellement nourries de végétaux terrestres et marins (Duck et al., 1971). La

société OSO exporte chaque année ses gambas Bio vers la quasi-totalité des pays de l’Union

Européenne. Suite à l’exigence en qualité, la société limite sa production de gambas à 2000

tonnes par an. Cette quantité est toujours maintenue malgré la crise politique et financière

sévissant dans la Grande Ile depuis plusieurs mois en 2009. En outre, OSO est une des rares

sociétés et, peut être même l’unique société, à proposer des crevettes Bio sur le marché

mondial. La qualité des crevettes Bio de la société OSO est reconnue mondialement depuis

l’année 2006. En effet, les consommateurs et les professionnels européens viennent d’élire les

gambas d’OSO « meilleur produit de la mer de l’année ». L’information a été rendue publique

lors de la remise des trophées de l’événement « Saveur de l’année 2011 » qui s’est récemment

déroulé à l’Olympia à Paris. Les gambas de la société OSO reçoivent cette reconnaissance

pour la sixième fois consécutive. Un exploit que la société OSO souhaite pérenniser dans les

années à venir (Ifoam, 2007 ; Randrianasolonjanahary et al., 2000 ; Emmerson, 1980).

15

VI. Microbiologie de crevettes

VI.1. Les maladies des crevettes

Les maladies des crevettes sont des facteurs bloquants de la production. Il existe deux

types de maladies : les maladies infectieuses et les maladies non infectieuses.

Les maladies se différencient par le système de culture : culture intensive, culture

semi-intensive et culture extensive.

Dans le système intensif et semi-intensif les maladies sont transmissibles, car la

densité de crevettes est très forte (Japan Food Reseach Laboratory, 1975 et 1977 ;

Rasoarinoro et al., 1999 et 2000).

VI.2. Les responsables de maladies transmissibles

a)Bactéries

Les bactéries produisent des agents pathogènes pour les crevettes : toxines, enzymes.

L’émission de toxines par les bactéries engendre une nécrose de l’épiderme de la cellule de la

crevette. Son noyau peut également être affecté. Ces bactéries pathogènes produisent des

infections systémiques chez les larves de crevettes, lesquelles sont dépourvues d’un

mécanisme de défense nécessaire pour lutter contre les agents pathogènes.

Ces bactéries appartiennent à diverses classes :

1) Les eubactéries Gram– dotées d’une paroi cellulaire

. Groupe Spirochètes

. Groupe bactéries aérobies, microaérophiles

. Groupe bactéries immobiles

. Groupe Cocci alcaligenes, Pseudomonas

. Groupe bactéries anaérobies facultatives, Escherichia coli, Salmonella

. Groupe bactéries dissimulatrices de sulfates (Japan Food Research Laboratory,

1975 et 1977 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ; Fanjanarivo,

2005 ;http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm).

2) Les eubactéries Gram+ munies d’une paroi cellulaire

. Groupe Enterococcus, Streptococcus, Staphylocoques

. Groupe cocci Gram+ producteurs d’endospores Clostridium, Bacillus (Rasoarinoro

et al., 1999 et 2000).

16

3) Les eubactéries non pourvues de paroi

. Groupe mycoplasmas

4) Les archéobactéries

b) Virus

Actuellement, pas moins de 11 virus sont connus comme responsables de maladies

transmissibles dans la culture de crevettes. Il existe deux classes de virus responsables de ces

maladies.

1) Virus à ADN

. Groupe Parvovirus

. Groupe Baculovirus

(Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ;

Fanjanarivo,2005 ;http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm).

2) Virus à ARN

. Groupe Picornavirus

. Groupe Reovirus

. Groupe Togavirus apparentés

. Groupe Rhabdovirus

(Japan Food Research Laboratory, 1975; 1977; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000; Fanjanarivo,

2005; http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm).

VI.3. Répartition des virus dans le monde

Le tableau 1 présente quelques virus responsables de maladie dans les deux

hémisphères.

Tableau 1 : Groupes de virus responsables de maladie.

Groupes de virus Hémisphère oriental Hémisphère occidental

Baculovirus Baculovirus du Penaeus monodon MBV Baculovirus nécrotique du mi-noyau BMMV Baculovirus du viremia WSBV (PRDV) Baculovirus non occlusif PHRV

Baculovirus penaeid BP

17

Parvovirus Virus hypodermique infectieux hématopoïétique nécrotique IHHNV Parvovirus hépatopancréatique HPV Parvovirus apparenté lymphoïde LPV Virus de la mortalité des

géniteurs

SMV

Virus hypodermique infectieux hématopoïétique nécrotique IHHMV Parvovirus hépatopancréatique HPV

Picornavirus Scan Syndrome du taura

TSV Rhabdovirus Virus des organes

lymphoïdes et virus associé

des branchies

Reo-virus apparenté au type

III et IV

Virus à tête jaune

YHV Rhabdovirus du penaeid RPS Virus des organes

lymphoïdes et virus associé

des branchies

Reo-virus apparenté au type

III et IV

LOV/GAV

Reovirus Reo-virus apparenté au type III Reo-III

Reo-virus apparenté au type III Reo-III

Toga virus Aucun Virus de la vacuolisation des organes lymphoïdes LOVV

Iridovirus Aucun Iridovirus de la crevette IRDO

Hémisphère oriental : Asie, Australie, Europe, Afrique,

Hémisphère occidental : Amérique du Sud et Amérique du Nord, Hawaii.

18

VI.4. Les espèces de crevettes Penaeus sensibles à la plupart des maladies virales

Le tableau 2 indique les espèces très sensibles aux maladies virales dans le genre

Penaeus.

Tableau 2 : Espèces sensibles aux maladies virales de crevettes.

Virus Espèces sensibles Phases sensibles

Baculovirus penaeid BP P. stylirostris, P. vannamei, P. aztecus L, PL, J

Baculovirus du Penaeus

monodon MBV

P. monodon, P.penicillatus PL, J

Baculovirus nécrotique du mi-

noyau BMNV

P.japonicus, P.monodon, P.plebectus L, PL.

Baculovirus du viremia

WSBV

P. Japonicus, P. monodon,

P.chinensis, M. ensis, etc…

Toutes

Virus hypodermique infectieux

hématopoïétique nécrotique

IHHMV

P.stylirostris, P. Japonicus, P.

chineusis

J

Virus à tête jaune YHV P.monodon, P. merguiensis, M. ensis PL, J, Ad

Syndrome du taura TSV P. vannamei, P.schmitti, P. aztecus. PL, J, Ad

L : Larve ; PL : Post larve ; J : Juvénile ; Ad : Adulte

Dans l’espèce de crevettes il existe deux sources de maladie :

– Soit des animaux qui, sensibles aux agents pathogènes, montrent des signes cliniques et

peuvent également mourir selon les circonstances : les individus qui survivent bien que

portant l’agent pathogène sont une source de maladie.

– Soit des animaux qui, bien que sensibles aux agents pathogènes, ne montrent ni signes

cliniques ni mortalité. Toutefois, ces individus retiennent et portent les agents pathogènes. Ils

sont également une source de maladie (Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ;

Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ; Fanjanarivo, 2005).

VI.5. Les désinfectants et leurs actions

Les traitements physiques sont deux types :

- Traitements physiques pour la désinfection (irradiation UV, séchage)

- Traitements physiques pour la stérilisation (autoclavage, filtration)

19

VI.5.1. Usages effectifs

Généralement, le désinfectant est efficace dans l’ordre suivant pour les bactéries, les

virus munis d’enveloppe, les virus dépourvus d’enveloppe (les spores ou les moisissures sont

rarement éliminées).

Chaque désinfectant présente des avantages et des inconvénients. Les choix adéquats

et l’usage du désinfectant varient selon les circonstances :

- Aseptisation dans une hotte aspiratrice propre : traitement avec de l’éthanol

- Préparation de l’équipement : autoclavage

- Aire de nettoyage (sol) : traitement avec une solution aqueuse de benzalconium

- Equipement après usage : stérilisation à l’autoclave

- Plateaux de la culture : stérilisation à l’autoclave

- Bac d’élevage et sol pour la production de semences : bain dans une solution

chlorique.

- Les pieds de l’opérateur : bain dans une solution chlorique,

- les mains : bain dans une solution iodée,

- Les œufs : bain dans une solution aqueuse de benzalconium.

Les BMMV et le PRDV(WSBV) appartiennent à la famille des virus enveloppés qui sont plus

sensibles aux désinfectants que les virus non enveloppés comme les IHHNV (parvovirus) et

les TSV (picornavirus). Un dosage plus fort de désinfectant est nécessaire pour tuer

complètement les virus non enveloppés (Japan Food Reseach Laboratory, 1975 et 1977 ;

Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ; Fanjanarivo, 2005).

VI.6. Diagnostics

a) Les bactéries

Le diagnostic des infections bactériennes repose sur :

- Les signes de maladie : il convient d’observer la surface du corps, l’œil, les

appendices, les branchies, la couleur des excréments (noirâtre, jaunâtre) ou les anomalies

(pourrissements).

- L’examen histologique sous hématoxyline.

- L’examen bactériologique comportant :

• Frottis d’un échantillon : les frottis des lésions sont mis sur une lame de verre, imbibés

de teinture puis observés au microscope.

• Isolement de la bactérie : Isolement des organes internes, incluant habituellement un

organe lymphoïde, le cœur et les organes de réplication, à l’aide d’une aiguille

20

bactériologique et ce, dans le milieu approprié, tel l’agar tryptique, en y ajoutant 2%

de NaCl. Le milieu sera incubé à la température d’eau d’élevage (15 -30°C) pendant 1

à 3 jours en général.

Dans le cas d’une maladie bactérienne, l’agent étiologique est isolé d’une manière

dominante dans le milieu approprié. Si une quelconque coloration est constatée sur les

plateaux, d’autres causes de mortalité des crevettes sont suspectées : causes d’origine

nutritionnelle, virale ou environnementale (Japan Food Reseach Laboratory, 1975 et 1977 ;

Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ; Fanjanarivo, 2005).

• L’dentification des bactéries isolées peut être :

- Soit phénotypique : morphologie des colonies, test de Gram, motilité, croissance

aérobie ou anaérobie, catalase, oxydase cytochrome, test de réaction à l’O/F,

nécessité du NaCl pour la croissance et autre caractéristiques biochimiques (pour

les genres ou une espèce)

- Soit immunologique : test d’agglutination, test de coagglutination aux billes de

latex, technique de fluorescence des anticorps (TFA) avec utilisation d’anticorps

spécifiques qui proviennent habituellement de lapins, de souris.

- Soit moléculaire : analyse de l’ADN (hybridation en « dot-blot »), technique de

PCR (Réaction en chaine de la Polymérase).

b) Les virus

Le diagnostic des infections virales est réalisé par :

- Examen au microscope de parties claires ou sombres : faire un frottis de sang, de

lésion ou d’organe et l’appliquer sur une lamelle. L’observation est ensuite realisée

au microscope, pour constater la présence d’une partie claire ou sombre afin de

découvrir une inclusion typique ou une occlusion du corps des baculovirus.

- Technique de fluorescence des anticorps : faire un frottis de sang, de lésion ou

d’organe et le fixer par un solvant organique (méthanol, acétone). La lamelle réagit

au virus spécifique à l’antisérum (ex : spécifique du lapin, de souris, polyclonal ou

monoclonal) qui fonctionne comme un premier anticorps. Est ensuite ajoutée une

IgG fluorescente anti IgG de l’animal qui a fourni le premier anticorps.

L’échantillon teinté est observé au microscope fluorescent, pour détecter un

antigène viral spécifique.

- Analyse de l’ADN et de PCR : les ADN sont extraits de lésions ou d’organes, puis

analysés par hybridation de « dot-blot » ou par le procédé de la PCR pour détecter

21

un ADN génomique d’un virus à ADN, comme le parvovirus (IHHNV) et le

baculovirus (WSBV) (Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ;

Rasoarinoro et al.,1999 et 2000 ; Fanjanarivo, 2005 ;

http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm ).

Le tableau 3 montre la méthode utilisée pour détecter de virus type ADN.

Tableau 3 : Méthodes de détection de virus à ADN (source : JICA /C.D.C.C., 2003)

Type des virus Méthode

IHHNV HPV LPV MBV BMN BP PHRV WSSV IRDO

BF/LM - ++ - +++ ++ +++ - ++ + Phase contraste - - - ++ ++ ++ - + + Dark-field LM - - - ++ ++ ++ + ++ + Histopathology ++ ++ ++ ++ ++ ++ + ++ ++ Enhancement/Histology ++ ++ - ++ - ++ - - - Bioassay/Histology ++ - - - + + - ++ - Transmission EM + + ++ + + + + + ++ Scaning EM - - - - - + - - + Fluorescent antibody R&D - - - ++ + - - - ELISA withPAbs R&D - - - - + - - - ELISA withMAbs R&D R&D - - + + - - - DNA probes +++/k +++/p - ++/p + ++/p - ++k - PCR +++ +++ - + - +++ - +++ -

Définitions et références de clef pour chaque virus :

- - = inconnu ou application de techniqe publiée

- + = application de technique publiée

- ++ = application de technique considérée par des auteurs pour fournir avec exactitude un diagnostic suffisant ou susceptible de mener à la découverte du pathogène

- +++ = technique fournit à un haut degré de sensibilité pour la découverte du pathogène

- K = équipement diagnostique disponible de DiagXotics (Wilton, CT, USA)

- P = enquête ADN Coup-Étiquetée disponible de DiagoXotics

Méthodes : BF = champ clair LM de smcars de l'impression du tissu, montagnes mouillées, montagnes entières tachées,

- LM = microscope à lampe

22

- EM = microscope éléctronique de section purifiée ou virus semi-purifiée

- ELISA = enzyme-linked immunosorbent assay ou dosage d'immunoabsorption par enzyme liée

- PAbs = anticorps polyclonal

- MAbs = anticorps monoclonal

R&D = techniques dans la phase recherche et développement

(Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ;

Fanjanarivo, 2005 ; http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm ).

Le tableau 4 montre la méthode utilisée pour détecter de virus type ARN.

Tableau 4: Méthodes de détection de virus à ARN (source : JICA /C.D.C.C., 2003)

Type des virus

Méthode

TSV YHV REO-III REO-IV LOVV

BF/LM ++ ++ - - -

Phase contraste - - - ++ ++

Dark-field LM - - - ++ ++

Histopathology +++ +++ +/ ? +/ ? +/ ?

Enhancement/Histology ? ? - - -

Bioassay/Histology +++ +++ - - -

Transmission EM + + ++ ++ ++

Scaning EM - - - - -

Fluorescent antibody ++/R&D - - - --

ELISA with PAbs ++/R&D R&D - - -

ELISA with MAbs R&D R&D - - -

DNA probes +++/k, p R&D - ++/p +

PCR + /R&D R&D - - -

Définitions et références de clef pour chaque virus :

- - = inconnu ou application de techniqe publiée

23

- + = application de technique publiée

- ++ = application de technique considérée par des pour fournir avec exactitude un diagnostic suffisant ou susceptible de mener à la découverte du pathogène

- +++ = la technique fournit à un haut degré de sensibilité pour la découverte du pathogène

- K = équipement diagnostique disponible de DiagXotics (Wilton, CT, USA)

- P = enquête ADN Coup-Étiquetée disponible de DiagoXotics

Méthodes : BF = champ clair LM de smcars de l'impression du tissu, montagnes mouillées, montagnes entières tachées,

- LM = microscope à lampe

- EM = microscope éléctronique de section purifiée ou virus de semi-purifiée

- ELISA = enzyme-linked immunosorbent assay ou dosage d'immunoabsorption par enzyme

liée

- PAbs = anticorps du polyclonal

- MAbs = anticorps du monoclonal

R&D = techniques dans la recherche et phase du développement

(Japan Food Research Laboratory, 1975 et 1977 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000 ;

Fanjanarivo, 2005 ; http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm ).

VI.6.1. Schémas du circuit de diagnostic

La figure 6 résume les différentes étapes effectuées au cours de l’analyse des

infections des crevettes.

24

Détection du problème

Analyse des facteurs conditionnels et de l’itinéraire de la mortalité

Mesure de l’échantillon

Examen interne et externe de l’échantillon de crevettes

- Couleur, pourrissement - Observation d’un « environnement » ou frottis de branchies et de

lésions au microscope Parasites Protozoaires (cilié, microspore) Bactéries Virus (microscope en champ lumineux ou sombre)

Examen bactériologique gélose marine ou TS agar avec 2,5% de sel

Si une bactérie est isolée d’une manière dominante, alors

Tests d’identification, avec utilisation de la culture pure, test d’agglutination FAT, tests de caractérisation

Examen viral

Observation d’inclusion typique ou d’occlusion d’un corps sous un microscope clair,en champ sombre ou lumineux

FAF, RCF ou hybridisation « dot blot » Examen histopathologique fixation dans une solution Davidson pendant 1 jour

Remplacer par de l’éthanol 70%

Enfoncer dans la paraffine

Jugement (présomptif) : pour les travaux de routine

Test expérimental d’infections pour confirmer le postulat de Koch

Appréciation (déterminative) : pour les maladies inconnues

Sections de paraffine avec H&E ou autres teintures

25

Figure 6 : Etapes de diagnostic des infections des crevettes

VI.6.2. Diagnostic d’anticorps et PCR

a) Diagnostic d’anticorps

La technique d’anticorps dépend de la spécificité des anticorps. Elle permet la

détection de certains antigènes d’agents pathogènes. Cette méthode est divisée en deux :

- Méthode directe : l’anticorps spécifique fluorescent conjugué est mis en contact direct

avec un échantillon, et la fluorescence est directement détectée, au microscope

fluorescent. Les enzymes spécifiques marquant les anticorps sont également

disponibles.

- Méthode indirecte : les anticorps spécifiques réagissent à l’échantillon et sont lavés.

Un anticorps secondaire couplé à un produit fluorescent est ajouté. La fluorescence

peut être détectée sous un microscope à fluorescence. Les enzymes marquant des

anticorps secondaires sont également disponibles commercialement. Ainsi, la protéine

A ou les protéines concernées, qui peuvent être liée à l’IgG du mammifère, conjuguées

avec la fluorescence, peuvent être utilisées comme anticorps secondaire. Cette

méthode est plus sensible que la méthode directe, mais des réactions non spécifiques

peuvent être observées pour de fortess concentrations de réactifs. (Rasoarinoro et al.,

2000 ; Randianasolonjanahary et al., 2000 ;

http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm ).

b) Diagnostic par PCR

La PCR est une méthode d’amplification in vitro de l’acide nucléique. Elle permet la

détection d’ADN ou d’ARN spécifique d’agents pathogènes d’un animal infecté sur un gel

électrophorétique (Rasoarinoro et al., 2000 ; Randianasolonjanahary et al.,

2000 ; http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm ).

VI.6.3. Indentification bactérienne

Les bactéries sont identifiées par des tests biochimiques, immunologiques ou

génétiques.

- Le test biochimique est une méthode standard de classification de procéduress

conventionnelles. Un système pratique et rapide est également disponible. Les

teintures de références devraient être utilisées.

26

- Le test immunologique ne peut être adapté aux espèces bactériennes présentant une

variation antigénique.

- Test génétique : l’hybridation ADN-ADN est une caractéristique importante parmi les

espèces apparentes, mais la position de l’analyse génétique en taxonomie n’est pas

encore bien établie (Rasoarinoro et al., 2000 ; Randianasolonjanahary et al., 2000).

VI.6.4. Détermination des facteurs par postulat de Koch

Nous devons confirmer ce postulat pour prouver que la bactérie isolée est l’agent

étiologique de la maladie.

Le postulat est le suivant :

- La bactérie peut toujours être observée dans les lésions de l’animal affecté de la

maladie caractérisée par un symptôme spécifique.

- La bactérie peut être isolée de l’animal malade et cultivée à l’état pur dans un milieu.

- La bactérie isolée cause un même symptôme chez l’animal après infection.

- La bactérie peut être ré-isolée de l’animal infecté (Rasoarinoro et al., 2000 ;

Randianasolonjanahary et al., 2000).

VI.6.5. Diagnostic histopathologique

L’histopathologie est nécessaire et utile au diagnostic des maladies. Des examens

histopathologiques révélent des réactions de l’hôte, non seulement, contre une invasion des

agents pathogènes, mais aussi contre des facteurs nutritionnels et environnementaux qui

évoluent vers la nécrose : mélanisation, encapsulation, formation d’une inclusion cellulaire.

Des conclusions normales de l’histologie sont essentielles pour l’observation des tissus

malades. Le groupe normal et le groupe affecté ou malade doivent être simultanément

échantillonnées, si possible (Rasoarinoro et al., 2000 ; Randianasolonjanahary et al., 2000).

VI.6.6. Méthode d’indentification par l’Api 20 NE

L’Api 20 NE est un système d’identification des bactéries non-entéritiques

(Pseudomonas, Acinetobacter, Flavobactérium, Moraxella, Vibrio, Aeromonas). Il combine 8

tests biochimiques et 12 tests d’anabolisme. Les bactéries qui n’appartiennent pas aux

Enterobactéridae peuvent être correctement et facilement identifiées sur le tableau et sur

l’index du profil de l’Api 20 NE.

27

Ce système comporte 20 microtubes pour 20 tests individuels (8 tests biochimiques et

12 tests d’anabolisme). Les bactéries à examiner sont appliquées dans chaque microtube, puis

la plaquette de test est incubée pendant 24h à une température appropriée à l’élevage des

crevettes (25-30°C). Après réaction, il est procédé à un enregistrement et à l’identification des

espèces de bactéries selon le répertoire de classement de l’Api 20 NE en suivant les

procédures suivantes :

- Prélèvement d’une colonie

- Préparation de la feuille de test

- Réglage des bactéries examinées dans ce système

- Inoculation de la plaquette de test par une solution bactériologique (Japan Food

Reseach laboratoire, 1975 et 1977 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000).

Après ces procédures, les réactions dans le test sont évaluées par :

1) Test biochimique

- Après incubation, les réactifs suivants sont ajoutés dans les microtubes :

• NO3 : une goutte de chaque de NIT1 et de NIT2 est ajoutée dans la coupe NO3. Après

5 min, une coloration rouge traduit la réaction positive. Si la réaction est négative, de

la poudre de zinc est ajoutée au micro-tube pour détecter les résidus de nitrates. Après

5 min, le résultat est positif si la coloration vire au rose ou au rouge, parce que le

résidu de nitrate est réduit en nitrite grace à la poudre de zinc.

• TRP (production d’indole) : une goutte de réactif de James est ajoutée dans la coupe

de TRP. La coloration immédiate en rose traduit une réaction positive.

• La réaction des GLU, ADH, URE, ESC, GEL et PNPG est détectée et aucun réactif

n’est ajouté.

2) Test d’anabolisme

Les coupes de couleur trouble traduisent une réaction positive. Comparativement, si

une faible croissance de bactéries testées est constatée, elle doit être enregistrées « ± ».

3) Identification

Le résultat de chaque réaction est noté sur la feuille de score, selon le tableau

d’évaluation.

- Dans le cas d’un taux positif du tableau, l’identification des espèces de bactéries est

déterminée avec le résultat de la feuille de score (+ou -)

28

- Dans le cas du répertoire de classement d’Api du labo système, le résultat de la feuille

de score (+ ou -) doit être converti en un code de classement (Rasoarinoro et al.,

1999 et 2000 ; Kanazawa, 1982 ; Clément, 1975).

Le tableau 4 montre l’évaluation des tests sur les bactéries.

Tableau 5 : Evaluation des tests.

Test substrats Réaction/enzymes Positif Négatif

NO3 Nitrate de potassium avec

réactif NIT1 et NIT2

Réduction du

nitrate au nitrite

Rose-rouge Clair

Avec de la poudre du zinc Réduction du

Nitrate au gaz N2

Clair Rose

TRP L- Tryptophane : avec un

réactif de jaunes

Production

d’indole

Rose Clair (faible couleur

vert-jaune)

GLU Glucose Acidification Jaune Bleu-vert

ADH Hydrochlorure

L- arginine

Déshydrase de

l’arginine

Orange/rose/rouge Jaune

URE Urée Uréase Orange/rose/rouge Jaune

ESC Esculine β- glucoside Gris/brun/noir Jaune

GEL Gélatine Protéase Solution de pigment

noir

Inchangé

PNPG P- nitrophényl-β-D-

Galactopyranosidé

β-galactosidase Jaune Clair

GLU

ARA

MNE

MAN

NAG

MAL

GNT

CAP

ADI

MLT

CIT

BAC

Glucose trouble

L- arabinose

D- mannose

D- mannitol

N- acétyl-D-glucosamine

Maltose

Gluconate de potassium

n- acide caprique

Acide adipique

Acide d-maltique

Citrate de sodium

acétate de phényle

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Anabolisme

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Trouble

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

Clair

29

(Japan Food Reseach Laboratory, 1977 et 1975 ; Rasoarinoro et al., 1999 et 2000).

VII. Plan de contrôle annuel de la filière crevettes Bio

La production des aliments Bio provenant des végétaux terrestres ou marins est

seulement autorisée pour les géniteurs à l’écloserie et à la ferme de grossissement. Elle est

soumise à des audits ainsi qu’à des analyses en laboratoire. Cependant en France pour

l’importateur dans le circuit des grossistes aux distributeurs, les audits et les contrôles sont

réalisés deux fois par an avec inscription obligatoire sur l’emballage de la loge AB.

a) Dans l'écloserie

- Pour les geniteurs :

• Traçabilité de la quarantaine, vérification des résultats d’analyses (agents

pathogènes OIE,…).

• Vérification du certificat d’origine de pêche « légale » pour les géniteurs

sauvages.

- Mode d’élevage géniteur et post larve Bio :

• La traçabilité est de rigueur. Il faut faire le nettoyage, la désinfection et surtout

l’enregistrement sur le cahier d’élevage concernant la nature du produit, la

durée du traitement, le délai d’attente et l’archivage des ordonnances

vétérinaires.

• Pour les aliments, la vérification des méthodes et l’enregistrement de la culture

de proies vivantes comme les phytoplanctons et les zooplanctons doivent être

effectués. Pour les aliments importés, le contrôle des bons de livraisons

d’aliments et des étiquettes des sacs est une condition sine qua non (Ifoam,

2007 ; Japan Food Research Laboratory, 1975 ; Rasoarinoro et al. ,1999).

b) Fabricants d'aliments et origine des matières premières Bio

- Pour les aliments Bio :

• vérification des documents d’achats et contrôle de réception des matières

premières végétales issues d’agriculture Bio ainsi que vérification des

certificats par les certificateurs.

30

• analyse en laboratoires des matières premières : détéction de la présence de

dioxine, de pesticides, de métaux lourds, d’OGM,….

• contrôle des additifs autorisés par les certificateurs.

• visites des sites de fabrication pour évaluer l’analyse de risques de

contamination croisée comme aliments non Bio, OGM et surtout séquences de

rinçage.

• étiquetage AB validé conforme à la formule et surtout prélèvement d’aliments

sur site par l’auditeur. (Ifoam, 2007 ; Japan Food Research Laboratory, 1975 ;

Rasoarinoro et al., 1999).

c) Ferme de grossissement Bio

Il faut faire :

- Pour l’infrastructure d’élevage :

• la vérification du plan détaillé de la ferme (localisation, infrastructure, capacité

de production, etc…)

• l’enregistrement des risques de pollution environnementale potentielle et des

mesures à prendre pour éviter les risques de contamination.

• l’enregistrement des distances séparant la pisciculture Bio de toute autre

pisciculture et l’évaluation environnementale comme étude d’impacts

disponible à la ferme.

• l’enregistrement de la date de la visite sanitaire et la durée de conversion de la

ferme sur une durée 6 mois au minimum.

• La vérification des mesures prises contre l’échappement par fuite d’animaux.

- Pour la maitrise de l’eau et de l’oxygène :

• le plan d’analyses physico-chimiques de l’eau d’élevage (DBO, pH, O2) et des

rejets.

• les contrôles visuelles in situ pour la preuve d’utilisation d’aérateurs

mécaniques sur les taux de renouvellement de l’eau.

- Pour la méthode de nourrissage et la réduction de l’impact de l’aliment :

• la traçabilité complète de l’alimentation (stockage et distribution) et types,

quantités d’aliments distribués par bassin, cahier d’élevage, calcul de FCR en

fin de cycle.

31

- Pour la maitrise des densités et du bien-être animal :

• évaluation de l’ensemencement (nombre/m2) et de la biomasse instantanée

estimée par registre d’élevage, tris et transferts enregistrés.

• analyse au laboratoire, si dépassement ou déclassement du lot et relance de

l’habilitation du site d’élevage.

• traitement allopathique (antibiotique), identification et isolement des lots traités

(déclassements du Bio) (Ifoam, 2007 ; Japan Food Research Laboratory,

1975 ; Rasoarinoro et al., 1999).

d) Manipulations, récolte et transport

Il convient de réaliser :

- la vidange de bassin et la vérification du bien-être animal :

• vérification et contrôle du taux d’O2 sur le terrain, l’asphyxie ne devrait pas

être supérieure à 2 ppm.

- l’abattage par choc thermique et froid :

• plan de contrôle des températures « à cœur » réalisé et enregistré

• traitement au métabisulfite (E223) comme procédure formalisée en précisant la

concentration et la durée par renouvellement.

• méthodes de traitement vérifiées in situ pour être réalisées sur une plateforme

isolée.

• maitrise des rejets dans l’environnement des effluents et les résultats d’analyses

de résidus de métabisulfite (Ifoam, 2007 ; Japan Food Research Laboratory,

1975 ; Rasoarinoro et al. ,1999).

e) Préparation et congélation

- Les mesures suivantes sont nécessaires pour :

• une maitrise sanitaire et de la qualité du produit.

• Un enregistrement des heures de pêche et de congélation pour chaque lot (délai

inférieur à 24 h).

• Une vérification des procédures et instructions HACCP et application en

atelier.

• Le plan d’analyses bactériologiques et chimiques formalisées (crevettes, eau,

surface).

32

- La traçabilité des crevettes issues d’une ferme Bio:

• tests de traçabilité ascendante et descendante et comptabilité matière comme

vérification des étiquettes validées par les certificateurs.

• existence de factures complètes, documents commerciaux valides.

- Le transport, l’importation et le stockage en norme Union Européen (UE) :

• traçabilité ascendante et descendante.

• identification physique en stockage, certificat par lot, demande annuelle

d’importation auprès du ministère de l’agriculture.

- La transformation et la cuisson:

• vérification des recettes, ingrédients et additifs autorisés

- Le grossiste et la distribution :

• balise à la vente sans risque de mélange avec produits « non Bio » (Ifoam,

2007 ; Japan Food Research Laboratory, 1975 ; Rasoarinoro et al. ,1999).

DEUXIEME PARTIE :

COMPOSITION CHIMIQUE, VALEURS

NUTRITIONNELLES ET QUALITE

MICROBIOLOGIQUE DE Spirulina

33

I. Introduction

La culture de Spirulina s’adapte bien dans la région Nord de l’île. En effet, le climat

de la région, caractérisé par une saison chaude durant toute l’année et soumis à la mousson du

mois de Novembre à Avril, est favorable à la culture.

La température moyenne annuelle de l’eau est de 27°C avec un pH entre 8 et 11, une

salinité de 20‰ à 38‰. Le sol est halomorphe.

I.1. Analyse du milieu

L’analyse du milieu de culture porte sur la mesure des paramètres physico-chimiques

comme la température, la salinité, le pH, la tenneur en Oxygène, en Bicarbonates, en

Carbonates, en Ammoniac, en Fer, et en Nitrites.

I.1.1. Méthodes

Pour mesurer la température, le thermomètre est plongé pendant 3 minutes dans l’eau

de mer. Quant à l’oxygène la mesure se fait, soit le matin entre 5 à 6 heures, soit l’après-midi

entre 16 et 17 heures. La salinité de la mer est mesurée par un salinomètre plongé dans le

milieu pendant deux minutes. Les éléments chimiques du milieu sont mesurés par

spectrophotomètrie d’absorption atomique (annexe 3).

I.1 2. Caractères physiques du sol et du climat

La nature du sol est déterminée par sa structure et sa texture en se référant à la

proportion relative de sable, de limon et d’argile. La terre est creusée à l’aide d’une jauge sur

une profondeur de 50 cm à 100 cm. Dans cette méthode, est utilisé le triangle du sol qui

détermine le pourcentage de sable, de limon et d’argile. Pour le climat, la carte climatologique

de la région est employée (Busson, 1971 ; Rasamoelina, 1999 ; Flegel et al., 1997 ; Sano,

1999).

I.2. Culture de Spirulina

I.2.1. Culture sur milieu naturel amélioré

I.2.1.1. Principe

Il s’agit d’une culture naturelle améliorée en bassin plastique de 100 l et 200 l avec un

pH de l’eau de mer égal à 8 et une salinité comprise entre 260/00 et 280/00. Pour préserver la

qualité de Spirulina, la multiplication doit être suivie jusqu’à ce que la D.O reste constante à

34

la lumière solaire. Dans la culture, le soleil joue un rôle important sur la multiplication de

Spurilina.

I.2.2. Culture sur le milieu naturel

I.2.2.1. Principe

Il s’agit d’une culture en terre creusée de 5m x 2m avec un pH de l’eau de mer entre 7

à 9 et une de salinité comprise entre 25‰ et 29‰. La multiplication doit être suivie jus’à ce

que la densité optique reste constante à la lumire solaire.

I.2.3. Etude cinétique de la croissance

I.2.3.1. Mesure de la densité optique

La mesure de la D.O est effectuée tous les jours sans dilution, à l’aide d’un

spectrophotomètre à 560 nm.

I.2.3.2. Comptage des cellules

Le principe est basé sur le dénombrement visuel des cellules contenues dans un

volume donné. Le comptage est effectué au microscope (Hong et al. ,1969). II. Analyses qualitative et quantitative

II. 1. Analyse qualitative

L’analyse chimique de Spirulina est effectuée sur deux échantillons. L’un des

échantillons provient du milieu naturel amélioré et l’autre du milieu naturel. Les deux

échantillons sont analysés par spectrographie dans l'UV ou par spectrophotométrie atomique

(Busson, 1971 ; Sees, 1969 ; Oro et al., 1965).

II.2. Analyse quantitative

Les algues cultivées dans les deux milieux sont lavées avec de l’eau distillée puis

incinérées pour l’analyse des minéraux. L’analyse est réalisée par spectrophotométrie

d’absorption atomique (Maudet et al. ,1965 ; Busson, 1965 ; Orntein et al., 1964 ; Feed,

1966 ; Lefevre et al., 1963 ; Nicholls, 1951 ; Horwitz, 1965 ; Garnier, 1964 ; Cole, 1967).

II.3. Les éléments principaux

II.3.1. Les lipides

L'extraction des lipides est effectuée au Soxhlet par l'éther de pétrole. L'extrait est

soumis à une saponification par la potasse alcoolique : après refroidissement, le mélange est

dilué à l'eau distillée pour obtenir un milieu hydro-alcoolique. L'insaponifiable est

35

chromatographié sur une couche mince de Silicagel 0,22mm avec comme éluant un mélange

hexane/éther 50/50 (v/v). La révélation se fait par pulvérisation d'un mélange sulfochromique

suivie d'un chauffage à 180°C. Cette méthode chromatographique met en évidence une

quantité non négligeable de produits de faible polarité : il s’agit d’hydrocarbures (Busson,

1971 ; Goodwin,1957 ; Garnier,1964 ; Jevner, 1965 ; Moyse et al., 1963 ; Weedon, 1965 ;

Arpin, 1969 ; Van der meer, 1977 ; Neish et al., 1977).

II.3.2. Les caroténoïdes

L’extraction au Soxhlet de 5g d’algues en poudre est réalisée à l’éther de pétrole.

L’extrait éthéro-soluble est concentré à sec. L’extrait sec, resuspendu, est chromatographié

sur plaque TLC Silicagel. Le mélange d’élution est composé de 45 ml d’acétone, de 45 ml

d’éther de pétrole et de 10 ml d’hexane. La migration des fractions étudiées est comparée à

celle des produits de référence (Busson, 1971 ; Palla et al. ,1970 ; Buyard et al. ,1970 ; Heller,

1969 ; Cole, 1967).

II.3.3. Les acides gras

La phase hydro alcoolique des extraits lipidiques, débarrassée de son insaponifiable est

diluée à l’eau, acidifiée par l’acide chlorhydrique et épuisée à l’oxyde d’éthyle. Les acides

gras totaux sont estérifiés par du méthanol chlorhydrique puis chromatographiés sur plaque

TLC Silicagel (Busson, 1971 ; Hudson et al. ,1974 ; Cole, 1967 ; Lowry et al ; ,1951 ;

O’heocha, 1962 ; Prat et al. ,1969 ; htt://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-valeurs-

nuritionnels).

II.3.4. Les protéines

Deux techniques d’extraction des protéines de Spirulina sont utilisées.

a) La poudre de Spirulina est suspendue dans un tampon phosphate de sodium (0,05

mole.l-1 à pH 8,0) à raison de 4 g dans 9 ml. Les débris sont éliminés par centrifugation à

20 000 g. Les protéines du surnageant et du culot de centrifugation sont ensuite précipitées en

présence de TCA à 50 g.l-1. Elles sont dissoutes dans de la soude décinormale et dosées selon

la méthode de LOWRY (Busson, 1971 ; htt://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-valeurs-

nuritionnels).

b) La poudre Spirulina est suspendue dans un tampon phosphate de sodium (1mole.l-

1à pH 0,8) à raison de 1 g dans 9 ml et broyée sous pression constante (420 kg/cm2). Les

débris cellulaires sont éliminés et la suspension centrifugée à haute vitesse dans les conditions

décrites dans la technique. Les protéines solubles obtenues, d’après les deux techniques sont

séparées en deux groupes par chromatographie et les surnageants extraits après centrifugation

à haute vitesse sont dialysés pendant 16 h contre un tapon phosphate de sodium (0,01 mole.l-

36

1à pH 8,0) contenant de l’urée à une concentration finale de 8 mole.l-1. Les dialysats sont

ensuite chromatographiés dans une colonne de diéthylaminoéthylcellulose équilibrée avec le

même tampon. Dans cette méthode la protéine cationique retenue par la résine et dans d’autre

cas les protéines anioniques restent adsorbées. Les protéines cationiques et anioniques

séparées par chromatographie sont hydrolysées à 140°C pendant 24 h en présence de HCl 6N.

Leur composition respective en aminoacides est déterminée après analyse des hydrolysats

(Cozzone et al. ,1970 ; Horwitz, 1965 ; Walsh et al., 1962 ; Spackman et al., 1958 ; Pellegrini,

1970 ; Dubois et al. ,1956 ; Million, 1999 ; Wang et al., 1987 ; Emmerson, 1980).

II.3.5. Les vitamines

Les vitamines constituent un élément indispensable à la vie des êtres vivants.

Ces dosages sont effectués sur Spirulina récoltée et séchée dans les deux milieux (MnA et

Mn). Quatre types de vitamines majeures (vitamine B1 ou thiamine, vitamine B2 ou

riboflavine, vitamine PP ou niacine, vitamine C ou acide ascorbique) sont évaluées (Million,

1973 et 1978 ; Arontt et al., 1974 ; Afnor, 1984 ; htt://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-

valeurs-nuritionnels ; htt://w.w.w.doctissimo.fr/nutrition et vitamines).

II.3.5.1. Vitamine B1 (Thiamine)

L’échantillon est autoclavé dans du HCl 0,1N pendant 15 minutes à 120°C, refroidi

vers 50°C et soumis à l’action d’une phosphatase pour obtenir la fusion des esters

phosphoriques de la vitamine B1 dont les produits d’oxydation sont insolubles dans

l’isobutanol. Une partie aliquote du filtrat est passée sur colonne de Decalso. Après lavage à

l’eau, la thiamine est éluée avec une solution acide de KCl puis oxydée en milieu alcalin par

du ferricyanure de potassium (Afnor, 1994 ; Lipinsky et al., 1970).

II.3.5.2. Vitamine B2 (Riboflavine)

La méthode fluorimétrique est utilisée. Elle repose sur la différence de fluorescence de

la riboflavine avant et après réduction sous excitation à 440 nm. La riboflavine est en effet

transformée par réduction en leuco-flavine fluorescente (Busson, 1971 ; Afnor, 1994 ;

Lipinsky et al., 1970 ; Gupta et al., 1965).

Une oxydation par MnO4K, dont l’excès est détruit par H2O2, contrairement à la

première mesure de flavescence, permet d’éliminer en grande partie les substances

interférentes (htt://w.w.w.doctissimo.fr/nutrition et vitamines).

37

II.3.5.3. Vitamine PP (Niacine)

La vitamine du complexe B, active sous la forme d’acide nicotinique ou de

nicotinamide, réagit avec le bromure de cyanogène pour donner un sel de pyridium qui subit

une restructuration menant à des dérivés pouvant se combiner à des amines aromatiques avec

formation de colorant (Busson, 1971 ; Afnor, 1994 ; Lipinsky et al., 1970 ; Gupta et al.,

1965 ; htt://w.w.w.doctissimo.fr/nutrition et vitamines). La lecture est faite au photomètre à

410 nm par rapport à une solution étalon.

II.3.5.4. Vitamine C (Acide ascorbique)

L’acide ascorbique ou vitamine C coexiste presque toujours dans les aliments avec

l’hydroascorbique dont l’activité biologique équivaut à 80% de celle de l’acide ascorbique. Il

importe donc de doser l’ensemble des deux formes, appelé vitamine C « totale » (Busson,

1971 ; Afnor, 1994 ; Lipinskyetal., 1970 ; Guptaetal., 1965 ; http://w.w.w.

spirulinestaugustin.com/anlyse-valeurs-nutritionnels ; http://w.w.w.doctissimo.fr/nutrition et

vitamines).

II.3.6. Les glucides

L’extrait de l’algue délipidé par le Benzène au Soxhlet est repris par le chloroforme et

l’alcool. L’analyse est faite par chromatographie à l’aide de réactif à l’urée et trétracetate de

plomb.

III. Etude de l’influence de la conservation sur la qualité microbiologiquede Spirulina

III.1. Récolte et séchage

Spirulina récoltée dans deux milieux différents (milieu naturel et milieu naturel

amélioré) est lavée deux fois à l’eau de robinet. Elle est ensuite séchée dans un séchoir

solaire, puis broyée à l’aide d’un broyeur mécanique. Pendant le broyage, la température doit

rester constante. La poudre obtenue est conditionnée dans du papier en aluminium et mise

dans un sac en polyéthylène. Cette démarche assure la protection du produit sec contre

l’humidité (Busson,1971 ; Rasamoelina, 1999 ; http://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-

valeurs-nuritionnels).

III.2. Étude la qualité microbiologique après la conservation

Après la conservation, deux échantillons de poudre provenant de deux milieux différents, milieu naturel et milieu naturel amélioré, sont soumis à la recherche des germes tests :

– flore aérobie mésophile totale à 30°C

– Coliformes totaux à 30°C

38

– Escherchia coli β-glucuronidase (+) à 37°C

– Staphylocoques coagulases (+) à 37°C

– bactéries sulfitoréductrices à 37°C

– levures et moisissures à 25°C

– Salmonella à 27°C

La solution mère est préparée à partir de 10 g de Spirulina additionnée de 90 g d’eau

peptonée tamponnée. L’ensemble est broyé pendant 60s au STOMACHER. La solution mère

subit ensuite une série de dilutions décimales.

III.2.1. Mode de calcul

– ensemencement en profondeur

N = ou N =

avec

N : Nombres de colonies

: La somme des Ufc dans deux dilutions

V : Volume d’inoculum ensemencé

n1 : nombre de boîtes de 1ère dilution

d : facteur de dilution correspondant à la 1ère dilution

n2 : nombres de boîtes de la deuxième dilution

n : nombre de boîtes

– ensemencement en surface pour Staphylocoques coagulase (+)

N =

a = + cc + . Cnc

avec

Ac : nombre de colonies caractéristiques repiquées

Anc : nombre de colonies non caractéristiques repiquées

bc : nombre de colonies caractéristiques de Staphylocoques positives présumées

bnc : nombre de colonies non caractéristiques de Staphylocoques positives présumées

cc : nombre de colonies caractéristiques de Staphylocoques positives présumées pour la boite

bnc

Anc

c

c

39

Somme des colonnes de Staphylocoques à coagulases positives identifiées dans deux

boites.

F : taux de dilution à la 1èredilution

V : volume étalé sur chaque boîte

III.2.2. Méthode de dénombrement de la flore aérobie mésophile totale

Un (1) ml des dilutions décimales provenant des deux milieux différents : le milieu

naturel (Mn) et le milieu naturel amélioré (MnA) est mis dans des boîtes de pétri. Puis, 15 ml

de PCA sont ensuite coulés dans chaque boîte et l’ensemble est mélangé. L’incubation se fait

à 30°C pendant 72 heures (Afnor, 2001 ; Bourgeois et al., 1991 ;

htt://w.w.w.spirulineburkina.org/datas/analyses microbiologiques).

III.2.3. Méthode de dénombrement des levures et moisissures

Des dilutions décimales de 0,1 ml provenant des deux milieux différents (Mn et

MnA), sont inoculées sur des boîtes de Petri contenant du milieu OGA. Les boîtes sont

incubées à température ambiante (25°C) pendant 5 jours. Le nombre de colonies par boîte est

entre 15 et 300 (Afnor, 2001 ; Bourgeois et al., 1991 ;

htt://w.w.w.spirulineburkina.org/datas/analyses microbiologiques).

III.2.4. Méthode de dénombrement des bactéries anaérobies sulfitoréductrices

Cinq (5) ml de la solution mer (SM) des deux milieux (Mn et Mn A), de dilution 10-1

sont mis dans un tube de 20 ml contenant 20 ml de TSC. L’ensemble est incubé à 37°C

pendant 24 à 48 heures.

III.2.5. Méthode de dénombrement d'Echerchia coli β-glucuronidase

La SM de volume 10 ml des deux milieux différents est mise dans six boîtes de Petri

dans la proportion de 2 boites x 1,6 ml et 4 boites x 1,7 ml. En outre, 10 ml de chaque dilution

décimale des deux milieux différents (Mn et Mn A) sont mis dans six boîtes de Petri dans la

proportion de 2 boîtes x 1,6 ml et 4 boîtes x 1,7 ml. Pour les deux cultures, 15 ml de milieux

TBX sont coulés dans les boîtes de Petri. L’ensemble est mélangé en tournant au moins 6 fois

le poignet. Après solidification, l’incubation est faite pendant 24 heures dans une étuve à

44°C (Afnor, 2001 ; Bourgeois et al., 1991 ; htt://w.w.w.spirulineburkina.org/datas/analyses

microbiologiques).

III.2.6. Méthode de dénombrement des coliformes totaux

La SM de volume de 2 x 1 ml provenant des deux milieux (Mn et Mn A) sont

ensemencés dans deux boites de Petri. En outre, après une dilution de 10-1, 2 x 1 ml des deux

dilutions dans des milieux différents sont ensemencés dans 2 boites de Petri. Pour les deux

40

cultures, 15 ml de milieu VRBL sont coulés par boîte de Petri. Après agitation et

solidification, une deuxième couche du milieu est versée par-dessus. Après solidification,

l’incubation est faite pendant 24 heures à l’étuve à 30°C (Afnor, 2001 ; Bourgeois et al.,

1991).

III.2.7. Méthode de dénombrement de Staphylocoques coagulases positives

La SM 0,1ml provenant des deux milieux différents (Mn et Mn A) est ensemencé dans

des boîtes de Petri contenant un milieu BP (Baird-Parker agar). L’incubation est réalisée à

37°C pendant 48 heures (Afnor, 2001 ; Bourgeois et al., 1991).

III.2.8. Méthode de dénombrement de Salmonella

Les différentes étapes suivantes sont utilisées pour détecter Salmonella dans un échantillon (Figure 7 et figure 8).

41

pré-enrichissement 25g de Spirulina+ 225 g EPT

(Mn et Mn A)

Incubation pendant 18h

à 37°C

Enrichissement

Sélectif

Au moins une colonie caractéristique pour chaque milieu et quatre colonies si la première est négative

Ensemencement sur Gélose nutritive et incubation pendant 24h à 37°C

Figure 7 : Etapes de culture de Salmonella

0,1 ml de culture

10ml de bouillon RVS

Incubation 24 heures à 42°C

1 ml de culture

10ml de bouillon MKTTn

Incubation 24 heures à

37°C

Culture sur milieu XLD à une température 37°C

pendant 24h Isolement

Pré-enrichissement

Confirmation

Confirmation

Biochimique

Confirmation

Sérologique

Expression

Des résultats

42

a) Culture des microorganismes dans les boîtes de Petri

b) Culture des micoorganismes dans les tubes à Vis Figure 8 : Dénombrement de micro-organisme dans MnA et Mn

43

IV. Résultats, interprétations et discussions

IV.1. Culture sur milieu naturel amélioré

Dans le bassin plastique, de capacité de 1001 à 2001, 21 de Spirulina sont ajoutés à

200 1 d’eau de mer. Le mélange est agité lentement pour aérer la culture. Après 5 à 10 jours

de culture, la croissance est presque maximale.

IV.2. Culture sur le milieu naturel

Spirulina de volume 5 l sont ajoutés dans un bassin de 5 m x 2 m. L’aération est

assurée par une planche transformée en hélice. Après 8 à 11 jours de culture la croissance est

maximale.

IV.3. Interprétations et discussions

IV.3.1. Le milieu

Les deux types de culture sont utilisés dans nos recherches : le milieu naturel amélioré

(Mn A) et le milieu naturel (Mn). Ils sont différenciés par leur composition chimique

respective de Spirulina. La Spirulina récoltée est analysée et conservée.

IV.3.2. La croissance

– Milieu naturel : dans le milieu naturel, la croissance de Spirulina est plus ou moins lente

sous l’influence de nombreuses bactéries. Le taux de salinité augmente à cause de

l’évaporation de l’eau de mer. Après 1 mois, le taux passe de 29 0/00 à 360/00 alors que le pH

fluctue dans le milieu naturel entre 8 et12.

La détérioration du milieu est un facteur bloquant pour la croissance de Spirulina.

– Milieu naturel amélioré : au contraire, la croissance est très rapide après trois jours de

culture. L’eau est renouvelée à chaque récolte. Une telle culture est la mieux adaptée pour

Spirulina.

IV.4. Analyses qualitative et quantitative

IV.4.1. Les minéraux

Le tableau 6 et la figure 9 montrent les taux des minéraux dans les deux différents milieux de culture de Spirulina.

44

Tableau 6 : Taux des éléments minéraux dans les 2 échantillons en milieu naturel

amélioré (MnA) et en milieu naturel (Mn)

Spirulina MnA Spirulina Mn Na (mg/100g) 30 25 P (mg/100g) 820 730 K (mg/100g) 1500 1200 Ca (mg/100g) 1400 1200 Cu (mg/100g) 0,5 0,9 Fe (mg/100g) 60 55 Mg (mg/100g) 200 170 Mn (mg/100g) 2 2,5 Zn (mg/100g) 2,5. 3,5 Pb (mg/100g) 0,2 0,4 Al (mg/100g) 0,3 0,7 Co (mg/100g) 0,1 0,2

Figure 9 : La courbe des minéraux

D’après les résultats, les taux des minéraux K, Ca, Na, Mg, P dans Spirulina cultivée

dans le milieu naturel amélioré sont supérieurs à ceux du milieu naturel. Cependant, pour les

métaux lourds comme de Pb, Al, Cu, Co, Zn, les taux sont plus élevés dans Spirulina cultivé

sur milieu naturel par rapport à Spirulina cultivée sur milieu naturel amélioré, exception faite

pour le Fer (Fe).

Les différences sont dues aux niveaux de renouvellement de l’eau et à la propreté de la

culture. Le renouvellement d’eau mer après chaque récolte améliore le taux de salinité et le

pH qui influent au niveau de la composition des minéraux dans Spirulina. Comme dans la

45

culture naturelle améliorée, le taux de salinité et le pH sont stables, le métabolisme des

minéraux à l’intérieur de Spirulina se déroule à un niveau normal.

Si le taux de salinité et le pH varient, l’assimilation des minéraux subit également des

modifications. La variation de formation est due à la pollution du milieu qui provoque

l’augmentation de métaux lourds dans Spirulina cultivée en milieu naturel. Ainsi la stabilité

des taux des minéraux présents dans Spirulina dépend des paramètres physico-chimiques du

milieu de culture.

IV.4.2. Les lipides

Les différents taux des lipides dans les deux milieux sont présentés dans la figure 10 et le tableau 7.

Tableau 7 : Taux de lipides et ses dérivées

Spirulina MnA Spirulina Mn

Acide gras libres (g/100g)

Glycérides (g/100g)

Triglycérides (g/100g)

Diglycérides (g/100g)

Monoglycérides (g/100g)

0,07

0,25

0,15

0,09

0,10

0,05

0,20

0,10

0,07

0,10

Figure 10 : La courbe des lipides

La teneur en matières grasses dans Spirulina cultivée dans le milieu naturel amélioré est

supérieure à celle de Spirulina cultivée dans le milieu naturel. La différence entre les deux

cultures est sous l’influence directe des paramètres physico-chimiques du milieu qui affectent

l’assimilation des éléments constitutifs des cellules.

46

IV.4.3. Les caroténoïdes

La coloration de Spirulina dépend des taux de pigments comme les Chlorophylles A et B, le Xanthophylle. Les résultats sont présentés dans le tableau 8 et la figure 11.

Tableau 8 : Taux de pigments

SpirulinaMnA Spirulina Mn

β- carotène (g/100g)

Chlorophylle A (g/100g)

Chlorophylle B (g/100g)

Xanthophylle (g/100g)

0,19

0,76

0,10

0,18

0,15

0,61

0,09

0,17

Figure 11 : Courbe des pigments

La β- carotène est toujours le pigment majoritaire dans Spirulina. De plus, le taux de la

chlorophylle A est plus élevé par rapport à celui de la Chlorophylle B. Le taux des 4 éléments

identifiés varie d’un milieu à l’autre. Dans le MnA le taux de β- carotène est plus élevé que

dans le Mn. De même, le taux de chlorophylle A et B est plus important dans le MnA que

dans le Mn. Dans les deux milieux Mn et MnA, le taux de Xanthophylle ne montre aucune

différence.

IV.4.4. Les protéines

Les protéines restent un élément très abondant et très important dans la composition

des éléments constitutifs de Spirulina (tableau 9 et figure 12).

47

Tableau 9 : Taux de protéines

Eléments Spirulina Mn SpirulinaMnA

Protéines (g/100g)

Azote (g/100g)

58

9

61

10

Figure 12: Qualité des protéines

Le taux de protéines varie en fonction du milieu de culture. Les autres protéines qui

constituent quelque partie des protéines totales varient aussi.

IV.4.5. Composition en acides aminés des protéines globales

De nombreux acides aminés essentiels sont présents dans Spirulina (tableau 10 et

figure 13).

48

Tableau 10 : Taux d’acides aminés

Acides aminés (mg/100g ) Spirulina Mn SpirulinaMnA

Acide aspartique Thréonine Sérine Acide glutamique Valine Hydroxylysine Méthionine Isoleucine Leucine Tyrosine Acide diaminopimélique Phénylalanine Lysine Histidine Arginine Alanine Glycine Proline

10,14 4,8 4 12,5 6,2 0 1,9 6,1 9,0 4,3 Trace 5,1 6,6 Trace 9,1 7,2 5,7 4,8

11 5,4 4,8 16,3 7,5 0,5 2,2 6,4 10,4 5,0 Trace 5,4 4,4 1,8 9,5 7,6 5,4 3,7

Figure 13 : La courbe des acides aminés

Le taux des différents acides aminés varie d’un milieu à l’autre. La présence des acides

aminés essentiels justifie la qualité des protéines dans Spirulina. Les êtres vivants ont besoin

des acides aminés surtout des acides aminés essentiels. Au niveau de la synthèse des acides

aminés dans Spirulina, il apparait que le taux d’acides aminés présents dans le milieu naturel

amélioré est supérieur à celui du milieu naturel.

49

IV.4.6. Les vitamines

Le tableau 11 et la figure 14 présentent le taux des vitamines intéressantes dans Spirulina.

Tableau 11 : Taux de vitamines

Vitamine mg/ 100g Souches Mn Souche MnA

Vitamine B1

Vitamine B2

Niacine

Vitamine C

Vitamine B12

Vitamine pp

Pyridoxine B6

Acide folique

Inositol

- Ca pantothénate

4,00

3,7

6,7

9,0

0,12

Traces

0,32

0,034

34

0,15

4,3

4

6,8

10

0,13

Traces

0,30

0,056

39

1,12

Figure 14 : La courbe des vitamines

Le taux de vitamines dans la Spirulina reste faible ou à l’état de trace. Il varie d’un

milieu à l’autre. Il est plus élevé dans la souche provenant de MnA que dans celle issue du

Mn. Les paramètres physico-chimiques influencent la synthèse des vitamines dans Spirulina

cultivée sur le milieu naturel amélioré.

50

V. Influence sur les éléments constitutifs

V.1. Influence de l’eau de culture et du milieu environnant

La salinité de l’eau de mer dans les 2 milieux n’est pas la même. Dans le milieu

naturel, la salinité varie de temps en temps de 28‰ à 35‰ alors que dans le milieu naturel

amélioré, la salinité reste constante (29‰ à 30‰) à cause du renouvellement de l’eau tous

les 7 jours. En conclusion, la stabilité du taux de salinité dans le milieu MnA influence sur

la stabilité des compositions chimiques dans Spirulina. Par contre, l’évaporation, donc

l’augmentation de la concentration en sels dans le milieu naturel, impacte sur le taux en

quelques éléments constitutifs.

V.1.1. Les lipides

La teneur en lipides dans le milieu MnA est plus élevée par rapport celle du milieu

Mn. Nous pouvons constater que l’échantillon dans Mn n’a subi aucun changement d’eau en

dehors du lavage hebdomadaire. Après la récolte, Spirulina subit un lavage à l’eau de robinet

de la JIRAMA. Ce lavage semble avoir une influence sur le taux des lipides.

D’après ces résultats, nous pouvons déduire que les algues venant de l’eau à forte

salinité ou soumises à un lavage à l’eau de robinet subiraient l’éclatement des cellules. Il en

résulte une perte considérable de constituants cellulaires particulièrement de matières grasses.

V.1.2. Le calcium

Le taux de calcium varie suivant le milieu de culture. Dans le milieu MnA, le taux

moyen de calcium est de 1400 mg/100 g alors que dans milieu Mn il diminue à 1200 mg/100

g. L’élévation de taux de calcium est reliée à la nature du milieu auquel adhère l’algue sans

provoquer un éclatement des cellules.

V.1.3. Les protéines

Les protéines sont des éléments important dans la composition de Spirulina.

Le milieu de culture a beaucoup d’influence sur le taux de protéines.

Le taux de protéines dans le MnA est légèrement plus élevé par rapport à celui du Mn.

Il est respectivement de 61% et de 58%.

V.2. Influence du mode de séchage

V.2.1. Protéines

Le tableau 12 montre que le procédé de séchage a une influence majeure sur la teneur

en protéines des produits à sécher.

51

Les échantillons des deux milieux Mn et MnA sont séchés à l’air libre et au soleil.

Tableau 12 : Variation de la teneur en protéines après le séchage

Echantillons Mn MnA Mn MnA

Type de séchage Air libre Air libre Soleil Soleil

Protéines(g / 100g) 58 60 55 58

D’après le tableau, la chaleur et la radiation ont un impact sur la teneur en protéines.

Le séchage entraine la déshydration des cellules et provoquent la cristallisation, influençant

ainsi le taux de protéines dans Spirulina. A l’air libre, ce dernier est supérieur à celui du

séchage au soleil. La présence de protéines comme l’albumine, la globuline, la prolamine et la

glutéline modifie grandement ces variations car ces éléments coagulent à une température de

50°C.

V.2.2. Les acides gras et les sels minéraux

La chaleur altère la teneur en certains sels minéraux. Elle provoque l’évaporation des

acides gras.

V.3. Influence de la conservation sur la composition de Spirulina

V.3.1. Les protéines

Le tableau 13 et la figure 15 présentent les differences des taux de protéines. Les

échantillons provenant de Mn et MnA sont conservés dans du papier aluminium et placés

dans des sacs en plastique, la durée de conservation étant de 2, 3 et 6 mois.

Tableau 13 : Tableau montrant la différence de taux des protéines après conservation

Type de milieu Mn MnA

Durée de conservation en mois 2 3 6 2 3 6

Taux de protéines (g/100g) 58 56 50 61 59 52

52

Figure 15 : Taux des protéines après conservation

Ainsi, le taux de protéines diminue au fur et à mesure que la conservation se prolonge.

Au bout de 6 mois de conservation, Spirulina perd 1/3 de ses protéines.

V.3.2. Les acides gras, les vitamines, les pigments, les acides aminés et les minéraux

après conservation

a) Les vitamines

Les vitamines sont des éléments très sensibles et sont en quantité très faible dans

Spirulina (tableau 14 et figure 16).

53

Tableau 14 : Tableau de taux des vitamines contenues dans Spirulina après conservation

Type de milieu Mn MnA

Durée de conservation (mois) 2 3 6 2 3 6

Taux des vitamines (mg/100g)

- Vitamine B1

- Vitamine B2

- Niacine

- Vitamine C

- Vitamine B12

- (Cyanocobalamine)

- Vitamine pp

- Pyridoxine B6

3,9

3,2

6,0

4,7

0,10

Trace

0,20

2,7

2

4

4

0,8

0

0,10

1,8

0,7

2

2

0,5

0

0,7

4,2

3,7

6,5

9

0,10

Trace

0,27

3,6

2,1

4

5

0,9

0

0,11

1,7

1

2

3

0,6

0

0,7

Figure 16 : Taux des vitamines après conservation

Les vitamines sont des éléments très volatiles dans Spirulina. Leur taux diminue avec

la durée de conservation. La connaissance de cette derniere est indispensable pour l’utilisation

alimentaire ou médicamenteuse de Spirulina.

b) Les lipides

Les lipides sont des éléments constitutifs de Spirulina. Leur présence dans Spirulina

est influencée par la durée de conservation et le taux de lipides diminue avec le temps.

54

Tableau 15 : Taux des lipides

Type de milieu Mn MnA

Durée de conservation

Taux de lipide (g/100g)

2 3 6 2 3 6

Acides gras

Glycérides

Triglycérides

Diglycérides

Monoglycérides

0,05

0,17

0,10

0 ,07

0,10

0,04

0,12

0,08

0,05

0,09

0,01

0,09

0,03

0,01

0,04

0,08

0,19

0,10

0,07

0,10

0,06

0,12

0,08

0,06

0,08

0,03

0,10

0,04

0,03

0,04

Figure 17 : Taux des lipides après conservation

Après 6 mois de conservation, les taux des composants lipidiques diminuent de presque 1/ 3.

55

c) Les pigments

Les pigments sont très sensibles à la durée de conservation (tableau 16 et figure 18).

Tableau 16 : Taux des pigments de Spirulina après conservation

Type de milieu Mn MnA

Durée de conservation (mois)

Taux de pigments (g/100g)

2 3 6 2 3 6

β-Carotène

Chlorophylle A

Chlorophylle B

Xanthophylle

0,15

0,61

0,08

0 ,16

0,12

0,52

0,06

0,15

0,03

0,20

0,02

0,07

0,18

0,70

0,10

0,15

0,15

0,50

0,09

0,12

0,04

0,22

0,03

0,03

Figure 18 : Taux des pigments après la conservation

Le taux des pigments diminue rapidement dans le temps. Après 6 mois de

conservation, Spirulina perd presque les ¾ de sa composition initiale.

d) Les minéraux

Les minéraux sont des éléments abondants dans Spirulina, mais la conservation affecte le taux de chacun d’eux (tableau 17 et figure 19).

56

Tableau 17: Taux des minéraux de Spirulina après conservation Milieux MnA Mn Durée de conservation (mois) Minéraux (mg/100g)

2 3 6 2 3 6

Na 28 23 15 25 20 12 P 800 750 500 700 650 400 K 1300 1100 952 1120 1000 750 Ca 1250 1100 800 1150 1001 620 Cu 0,4 0,2 0,1 0,7 0,5 0,3 Fe 60 52 35 55 45 31 Mg 188 150 79 168 145 68 Mn 1,8 0,9 0,3 2 1,2 0,5 Zn 2 1,02 0,5 2,4 2 1,5 Pb 0,12 0,06 0,02 0,2 0,09 0,03 Al 0,2 0,1 0,03 0,3 0,12 0,4 Co 0,09 0,06 0,01 0,1 0,07 0,02

Figure 19 : Taux des minéraux après conservation Après la conservation les taux des minéraux diminuent des 3/4. Les éléments volatiles

comme les Ca, K, P, Mg perdent beaucoup plus de leurs valeurs par rapport aux autres

minéraux.

e) Les acides aminés

La présence massive des acides aminés dans la Spirulina joue un rôle important dans

l’efficacité de son usage au niveau alimentaire ou medicamenteux. Le tableau 18 et figure 20

montrent que le taux d’acides aminés chute avec le temps.

57

Tableau 18 : Taux d’acides aminés après conservation

Milieux MnA Mn Durée de conservation (mois) Acides aminés

2 3 6 2 3 6

Acide aspartique 10 8 5 9 7 4 Thréonine 5 4 2 4,2 3 1,5 Sérine 4 3 1,9 3,5 2,2 1 Acide glutamique 15,6 13,5 10,5 11,5 9 7,5 Valine 7 5 3,5 6 4,2 2,06 Hydroxylisine 0,4 0,2 0,09 0 0 0 Méthionine 2 1 0,07 1,3 0,09 0,05 Isoleucine 6 5,2 3,02 5,02 4 2,01 Leucine 10 8,60 5,2 9 7,5 4,08 Tyrosine 4,09 3 2,01 3,75 2,5 1,07 Acide diaminopimelique 0,001 0 0 0 0 0 Phénylalanine 5 4,02 3 4 3,7 2,02 Lysine 6,02 5 3,5 5,5 4 2,99 Histidine 1,5 0,09 0,02 0,001 0 0 Arginine 9 8,5 7 8 6 5 Alanine 7 6 4,5 6 4,5 3,09 Glycine 5,2 4,03 3 5,5 4,1 3,5 Proline 3,2 2,8 1,5 3,4 2,9 2

Figure 20 : Taux d’acides aminés

58

VI. La qualité microbiologique de Spirulina après conservation de 1 à 2 mois

VI.1. Qualité microbiologique dans le milieu naturel

L’analyse microbiologique est très importante pour vérifier l’efficacité de la traçabilité

(tableau 19 et figure 21).

Types d’échantillons

Microbiologique en ufc

01

02

03

04

Critères UE

(m)

Flore aérobie mésophile total à

30°C/g

2.105

4.106

105

3.106

105

Coliformes totaux à 30° C / g Ne = 10 Ne = 11 Ne = 15 Ne = 10 100

Escherichia coli β-

glucuronidase(+) à 44°C/g

11

12

10

13

10

Staphylocoques coagulases (+)

à 37°C/g

111

97

112

100

100

Bactéries sulfitoreductrices

à 37°C/g

1,4.103

1,4.103

7.103

1,4.103

10

Levures et moisissures à

25°C/g

9.103 10.103 7.103 12.103 104

Salmonella /25g Absenc

e

Absence Absence Absence Absence

Conclusion par échantillon Non

satisfais

ant

Non

satisfaisa

nt

Non

satisfaisant

Non

satisfaisant

Tableau 19 : Tableau de la qualité microbiologique dans Mn après conservation

59

Figure 21 : Taux des microorganismes dans le milieu Mn après conservation

Ne : Nombre estimé ; (m) : critères pour des produits végétaux déshydratés

Les critères concernent les produits végétaux déshydratés.

La présence de flore aérobie mésophile totale dans Spirulina marque la présence de

nombreux micro-organismes. Dans d’autres cas, la présence de Staphylocoques suggère la

production de toxines. Les bactéries Sulfitoréductrices sont très abondantes dans Spirulina

cultivée dans les milieux naturels. Cette présence traduit la contamination par des matières

fécales ou l’insalubrité de la qualité hygiénique de la technologie adoptée. D’après l’analyse

microbiologique, les 4 échantillons de Spirulina analysés sont non satisfaisants selon les

critères de l’UE (Union Européenne).

VI.2. Qualité microbiologique dans le milieu naturel amélioré

Les types de microorganismes analysés sont les mêmes dans les deux cas (Mn et

MnA). Le tableau 20 et figure 22 montrent la concentration des microorganismes rencontrés

dans 4 échantillons provenant du milieu naturel amélioré (MnA).

60

Tableau 20 : Tableau montrant la qualité microbiologique dans MnA

Ne : Nombre estimé ; (m) : critères pour des produits végétaux déshydratés

Figure 22 : Taux des microorganismes dans le milieu MnA après conservation

Types d’échantillons

Microbiologique en ufc

01

02

03

04

Critères UE

(m)

Flore aérobie mésophile total à

30°C/g

5.104

2.104

8.104

4.104

105

Coliformes totaux à 30% C / g Ne = 1 Ne = 2 Ne = 2 Ne = 2 100

Escherichia coli β-glururonidase

(+) à 44°C/g

<10

<10

<10

<10

10

Staphylocoques coagulasses (+)

à 37°C/g

<100

<100

<100

<100

100

Bactéries sulfitoreductrices

à 37°C/g

10

9

8

10

10

Levures et moisissures à 25°C/g 1,8.103 6,2.102 1,8.103 1,8.103 104

Salmonella /25g Absence Absence Absence Absence Absence

Conclusion par échantillon Satisfaisant Satisfaisant Satisfaisant Satisfaisant

61

Le taux de flore aérobie mésophile totale dans les milieux naturels améliorés est à peu

près égal à la limite des normes UE. Il varie entre 2.104 et 8.104. Nous constatons que la

majorité de la flore aérobie mésophile totale est composée par des germes halophiles.

Parmi les microorganismes pathogènes, les Coliformes totaux et les Staphylocoques

coagulases sont inférieurs à 100. En ce qui concerne les bactéries sulfitoréductrices, leur taux

est à la limite des normes de l’UE entre 8 à 10. Elles sont en proportion élevées et risquent de

produire des toxines. Quant à la présence des bactéries sulfitoréductrices dans Spirulina, elle

est remise en question car Spirulina vit dans un milieu à salinité élevée constitué de nitrites

qui servent de sources d’azote. Ainsi ces bactéries devraient être absentes dans le milieu et

seraient apportées de l’extérieur.

D’après les deux tableaux montrant la qualité microbiologique de Spirulina, la

présence ou non de micro-organismes pathogènes dépend de la qualité microbiologique de

l’eau de lavage. Cependant pour les bacteries sulfitoréductrices, qui ne sont pas présentes

dans les milieux de culture, l’opération de séchage est plutôt responsable de la post-

contamination car elle est effectuée de manière traditionnelle sur claies à l’air libre. Les

produits sont ainsi exposés à tous les agents vecteurs de contamination.

Comme ces germes sont telluriques c'est-à-dire vivants dans le sol et commensaux

dans l’intestin, ils se trouvent donc dans les matières fécales et peuvent ainsi être apportés par

la poussière, le vent, les insectes, les matériels et les manipulateurs.

VII. Conclusion

Spirulina vit dans un milieu spécifique où les conditions ne conviennent pas à la

majorité des formes de vie. Elle se développe à une température comprise entre 25°C et 40°C,

à un pH entre 8 et 10,5 et avec un taux de salinité superieur à 28‰. La composition et les

valeurs nutritionnelles de Spirulina sont influencées par le milieu de culture, le séchage et

surtout par le temps de conservation. Ainsi la qualité microbiologique de Spirulina après

conservation dépend de la propreté de l’eau de lavage, du milieu de culture et de la propreté

des matériels en contact avec le produit. En somme, la structure, les composants, les éléments

constitutifs présents dans Spirulina sont en relation avec les paramètres physico-chimiques du

milieu de culture et sont influencés par le mode de préparation après la récolte.

TROISIEME PARTIE :

PREPARATION DE LA FECULE DE Tacca

leontopetaloïdes ET ANALYSES

NUTRITIONNELLES, ANTI-

NUTRITIONNELLES ET

MICROBIOLOGIQUES

62

INTRODUCTION

La fécule de « Kabija » ou Tacca leontopetaloïdes constitue l’alimentation principale des

populations de la brousse dans la partie nord de Madagascar, en substitution du riz pendant les

périodes de soudure et de pluie.

I. Production de la fécule de "Kabija" par la méthode artisanale

I.1. Méthode de traitement

La cueillette des tubercules se fait toujours à la fin du mois de juin. Les tubercules sont

méticuleusement nettoyés pour les débarrasser de toutes impureetés avec de l’eau propre et sont

laissés s’égoutter.

I.1.1. Production de la fecule de la matiere fraiche (FMF) selon la methode traditionnelle

Pour extraire de la fécule de la matiere fraiche (FMF), les tubercules frais ont été râpés à

l’aide d’une rape inoxydable aux mailles de 0.09 mm2 de section.

Figure 23 : Schéma récapitulatif de la préparation de la fécule de « Kabija »

Les râpages sont soumis à un traitement de 3 trempages répétitifs de 6 heures dans l’eau de

robinet pour une dureée totale de 18 heures. Chaque trempage est fait avec 15 litres d’eau pour 1

kg de râpage. Les cycles de dilutions et décantations sont présentés dans la figure 23. Après

chaque tranche d’heures, l’eau de décantation est jetée, une autre quatité d’eau ajoutée pour un

malaxage suivi d’un repos. Puis de l’eau de robinet est ajoutée pour un dernier malaxage suivi

immédiatement du pressage et d’une décantation. La fécule est recueillie après que l’eau

Trempage 2 + malaxage (repos 6 heures)

Eau de décantation 2 versée

Trempage 3 + malaxage (repos 6 heures)

Eau de décantation 1versée Eau de décantation 3 versée

Trempage 1 + malaxage (repos 6 heures)

Décantation du pressât (60 minutes)

Tubercules lavés, égouttés, et râpés

Surnageant jeté, fécule recueillie et séchée

Dilution + malaxage + pressage

63

surnageante, devenue limpide au bout de 60 minutes, ait été versée. La fécule est séchée au soleil

sur un imprméable en polyéthylène (Zarrouk, 1966 ; Wouters, 1969 ; Zechmeister, 1962).

I.1.2. Production de la fécule de la matière sèche (FMS)

La fécule de la matière sèche (FMS) est obtenue après trois trempages successifs de la

farine (500µm) de Tacca leontopetaloides pendant 3 heures. Les cycles de dilutions/décantations

sont de 15 litres d’eau pour 700 g de farine de tubercule. Les différences entre les deux trempages

se situent au niveau du temps de repos après malaxage (6 heures pour FMF et 3 heures pour FMS)

et du temps de décantation après pressage (1 heure pour FMF et 1,50 heures pour FMS) (Zarrouk,

1966 ; Wouters, 1969 ; Zechmeister, 1962).

I.1.3. Le conditionnement

La fécule séchée est enveloppée dans du papier aluminium et stockée dans des sacs en

plastique.

II. Analyses des propriétés physico-chimiques de Tacca leontopetaloïdes II.1. Analyses physiques

La densité massique est définie comme étant la masse de l’échantillon dans un volume qui

la divise. La capacité d’absorption d’eau est déterminée par la méthode de Philips et l’indice de

solubilité dans l’eau selon la méthode d’Anderson.

• un Rhéomètre à contrainte imposée est utilisé pour mesurer l’écoulement. La contrainte

imposée varie dans les essais d’écoulement de 20 Pa à 200 Pa. Les suspensions de fécule de la

matière sèche et fraîche sont préparées à 1 %, 2,5 % et 5 %. Après chauffage à ébullition, les

suspensions sont refroidies, ensuite elles sont introduites dans un viscosimètre.

• la température de gélatinisation est mesurée par DSC. Dix (10) mg par échantillon de la FMF

et FMS sont utilisés (Chouteau, 1961 ; Naudet et al. ,1965 ; Nichols et al., 1968 ;Mead, 1960).

II. 2. Analyses des minéraux

La fécule est enfournée dans un four à moufle à 550°C pour obtenir une cendre blanche qui

contient les minéraux.

Les teneurs en minéraux Ca, Mg, K, Na sont déterminées par spectrophotomètrie

d’absorption atomique. Après humidification, 5 à 25 ml d’acide chlorhydrique concentré sont

ajoutés. La suspension est ensuite portée à ébullition, puis filtrée. Le taux de phosphore est

déterminé par colorimétrie ou par spectrophotomètrie à 560 nm (Junes et al., 1999 ; Leonard,

1967 ; Block, 2000).

64

II .3. Analyse de la valeur nutritionnelle

-Les lipides : l’échantillon est traité par l’hexane. Cinq grammes d’échantillon sont

introduits dans des cartouches à extraction pendant six heures. L’extrait prélevé est mis dans

une étuve à dessiccation à 75 °C pendant une heure jusqu’à obtention d’une masse constante.

- Les cendres brutes : l’échantillon de 5 g prélevé est placé dans un four à moufle réglé à

550°C. Les cendres blanches sont pesées après refroidissement. (Junes et al., 1999 ; Leonard,

1967 ; Block, 2000).

- Les protéines :

Deux techniques d’extraction des protéines sont utilisées.

a) La fécule obtenu est suspendue dans un tampon phosphate de sodium (0,05 mole.l-1 à

pH 8,0) à raison de 4 g dans 9 ml. Les débris sont éliminés par centrifugation à 20 000 g. Les

protéines du surnageant et du culot de centrifugation sont précipitées en présence de TCA à

50g.l-1. Elles sont dissoutes dans de la soude décinormale et dosées selon la méthode de LOWRY

(Busson, 1971 ; htt://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-valeurs-nuritionnels).

b) La fécule est suspendue dans un tampon phosphate de sodium (1mole.l-1à pH 0,8) à

raison de 1 g dans 9 ml et broyée sous pression constante (420 kg/cm2). Les débris cellulaires sont

éliminés et la suspension centrifugée à haute vitesse dans les conditions décrites dans la technique.

Les protéines solubles obtenues, d’après les deux techniques sont séparées en deux groupes par

chromatographie et les surnageants extraits après centrifugation à haute vitesse sont dialysés

pendant 16 h contre un tapon phosphate de sodium (0,01 mole.l-1à pH 8,0) contenant de l’urée à

une concentration finale de 8 mole.l-1. Les dialysats sont ensuite chromatographiés dans une

colonne de diéthylaminoéthylcellulose équilibrée avec le même tampon. Dans cette méthode la

protéine cationique retenu par la résine et dans d’autre cas les protéines anioniques restent

adsorbées. Les protéines cationiques et anioniques séparées par chromatographie sont hydrolysées

à 140°C pendant 24 h en présence de HCl 6N. Leur composition respective en aminoacides est

déterminée après analyse des hydrolysats (Cozzone et al. ,1970 ; Horwitz, 1965 ; Walsh et al.,

1962 ;Spackman et al. , 1958 ; Pellegrini, 1970 ; Dbois et al. ,1956 ; Million, 1999 ; Wang et al. ,

1987 ; Emmerson, 1980).

-Les glucides sont dosés par spectrophotomètrie à 490 nm. La méthode de

Fischer et Stein est appliquée et elle utilise le DNS à 540 nm pour évaluer les sucres solubles

(Zarrouk, 1966 ; Zechmeister, 1962 ; Wu Leug et al., 1970).

65

III. Dosage de facteurs antinutritionnels et des toxines dans la farine de « Kabija »

Dans cette méthode, le dernier trempage et malaxage sont utilisés, car ils contiennent des

substances toxiques et des tanins anti-nutritionnels (Zarrouk, 1966).

IV. Analyse microbiologique après le stockage des fécules de « Kabija »

La qualité microbiologique de la fécule de Kabija fait l’objet d’une étude intéressante après

la fabrication et le stockage, car la fécule est très sensible à la moisissure du fait de l’humidité

pendant le séchage. Les micro-organismes dans la fécule de « Kabija » préexistent dans la matière

brute avant sa transformation, mais peuvent aussi être apportés accidentellement dans la fécule.

Les micro-organismes présents sont des micro-organismes nuisibles constitués par des germes

pathogènes, des micro-organismes d’altération et de contamination (Maneik et al., 2003 ;

Whistler, 1979 ; Fuse et al. , 1974).

V. 1. Méthodes :

Sept types de micro-organismes sont étudiés (Kany, 1987 ; Maneik et al., 2003 ; Smidsrodo et al. ,

1967 ; Lia et al. ,1969).

- flore aérobie mésophile totale

- coliformes totaux

- Escherichia coli β – glucuronidase

- Staphylocoques coagulases

- Bactéries sulfitoréductrices

- Levures et moisissures

- Salmonella

66

Dénombrement de Salmonella

Le dénombrement de salmonella comporte quatre etapes : pré-enrichissement,

enrichissement sélectif, isolement, confirmation (Figure 24).

Figure 24 : Dénombrement de Salmonella

25g de fécule de Kabija + 225g EPT à

température ambiante

Pré- enrichissement

Incubation pendant 18h

à 37°C

Enrichissement

Sélectif

0,1ml de culture +

10ml bouillon RVS

Incubation pendant 24h à

42°C

1ml de culture +

10ml bouillon MKT Tn

incubé pendant 24h à 37°C

Isolement

Milieu XLD incubation

pendant

24h à 37°C

Au moins une colonie

caractéristique pour chaque

milieu et quatre colonies si la

première est négative

Gélose nutritive, incubation

pendant 24h à 37°C

Confirmation

Confirmation

biochimique

Confirmation

sérologique

Expression des

résultats

67

b) Méthode de dénombrement de flore aérobie mésophile totale (Voir 2ème partie III.1.1. Étude

de la qualité microbiologique après la conservation, page 38)

c) Méthode de dénombrement de levure et moisissure (Voir partie III.1.1. Étude de la qualité

microbiologique après la conservation, page 38)

d) Méthode de dénombrement de bactéries sulfitoréductrices (Voir 2ème partie III.1.1. Étude de

la qualité microbiologique après la conservation, page 38)

e) Méthode de dénombrement d’Echerchia coli β – glucuronidase (Voir 2ème partie III.1.1.

Étude de la qualité microbiologique après la conservation, page 38)

f) Méthode de dénombrement des coliformes totaux (Voir 2ème partie III.1.1. Étude de la

qualité microbiologique après la conservation, page 38)

g) Méthode de dénombrement de staphylocoques coagulase (+) (Voir 2ème partie III.1.1. Étude

de la qualité microbiologique après la conservation, page 39)

a) Culture de microorganismes sur boîte de Petri

b) Culture de microorganismes dans des tubes à vis

Figure 25 : Mode de dénombrement de micro-organismes

68

V. Résultats et discussions

V.1. Propriétés physico-chimiques de Tacca leontopetaloides

V.1.1.Analyses physiques

a) Densité et absorption d’eau

L’analyse de l’indice de solubilité et de la densité fournit les renseignements sur la fraîcheur

de la fécule (tableau 21 et 22).

Tableau 21 : Résultats de la capacité d’absorption d’eau Ceau % et de l’indice

de solubilité Ideau% de la fécule séchée (FMS) et de la fécule fraîche (FMF).

Echantillons FMS FMF

Ceau( % ) 110,40% 90%

Ideau( % ) 3,5% 0,6%

Les protéines et les hydrates de carbone sont responsables des variations des capacités

d’absorption d’eau car les fécules sont constituées en très grande partie d’amidon insoluble dans

l’eau. La capacité d’absorption d’eau de la matière fraîche est inferieure à celle de la matière

sèche. De même, l’indice de solubilité est plus élevé pour la matière sèche (3,5%) que pour la

matière fraîche (0,6%).

Tableau 22 : Résultats de la mesure et de la densité de la fécule fraîche (FMF) et de la

fécule sèche (FMS)

Echantillons FMF FMS

Densité (g/l) 0,90 0,80

La densité expliquerait au mieux le caractère poreux de la FMS (0,8 g/l) alors que la FMF (0,90

g/l) est plus dense. L’extraction de la fécule par trempage de tubercule frais présente l’avantage de

fournir un produit consistant et moins poreux par rapport à la FMS.

b) Viscosité de la fécule

La constante de viscosité K est mésurée pour les 2 types de fécules (Tableau 23).

69

Tableau 23 : Résultats de la mesure de la constante de viscosité K des fécules fraîches FMF

et séches FMS

Echantillons Proportions (%) K

FMF 1

2,5

5

0,0004

12

18,07

FMS 1

2,5

5

0,0002

13

18,70

La viscosité des deux échantillons dans l’eau n’est pas la même. Cependant, lorsque la

concentration est augmentée à 2, 5% ou 5%, les deux échantillons ont quasiment la même

viscosité qui est alors fortement accrue.

c) Température de gélatinisation

La température varie de 63,69°C au début de la gélatinisation (température initiale) à 72oC

à la gélatitinisation effective (température finale) pour la FMS, et de 62oC à 70 oC pour la FMF

(Tableau 24).

Tableau 24 : Résultats de la température de gélatinisation des fécules séche FMS et fraîche

FMF

Echantillons Toi (

oc) Tof (

oc)

FMS 63,69 72

FMF 62 70

Toi(

oc) : température initiale

Tof(

oc) : température finale

V.1.2. Dosage des mineraux de « Kabija » Le tableau 25 et la figure 26 montrent les taux des minéraux majeurs dans la fécule de

« Kabija » à l’état frais (FMF) et à l’état sec (FMS).

70

Tableau 25: Taux en minéraux dans la fécule de « Kabija »

Minéraux FMF FMS

Ca (mg/100g) 10,19 33,93

K (mg/100g) 45,93 128,64

Mg (mg/100g) 7,80 22,90

Na (mg/100g) 1,54 4,50

P (mg/100g) 11,99 31,50

Figure 26: Taux des minéraux dans la fécule de « Kabija »

Les taux des minéraux sont très différents dans les deux échantillons. Celui du Ca est

nettement plus élevé dans la FMS que dans la FMF. Le taux des 5 éléments est plus important

dans FMS que dans FMF.

V.1.3. Valeur nutritionnelle du tubercule de « Kabija »

Le tableau 26 et la figure 27 indiquent le taux des grands composés organiques dans la

fécule sèche (FMS) et fraîche (FMF).

Tableau 26 : Valeur nutritionnelle des produits de tubercule

Paramètres FMF FMS

Eau % 7,7 5,3

Cendre g/100g 0,30 0,80

Lipides g/100g 0,14 0,15

Protéines g/100g 0,09 0,12

Glucides g/100g 91,02 87,07

71

Figure 27: Les valeurs nutritionnelles de Kabija

La faible teneur en eau de chacun de ces échantillons déshydratés constitue un facteur

limitant la prolifération des microorganismes, agents de détermination des constituants

alimentaires. Elle permet ainsi une conservation facile de la farine et des fécules de « Kabija »

La teneur en cendre d’un aliment est indicatrice de sa teneur globale en sels minéraux. Les

fécules de la matière sèche (FMS) sont nettement plus riches en cendres. La faible teneur en

cendres des fécules serait due au lessivage par l’eau de trempage.

La teneur en lipides : les teneurs en lipides de « Kabija » montrent des valeurs

particulièrement faibles. La FMF a une teneur de 0,14 g/100 g et la FMS une teneur de 0,15 g/100

g. Ces résultats montrent que Tacca leontopetaloïdes ne constitue pas une bonne source lipidique.

La teneur en protéines de FMF est à peu près égale à celle de FMS. Il n’existe

pratiquement pas de différence entre les teneurs en protéines des 2 échantillons. De plus cette

teneur en protéine est faible dans tous les cas.

Le taux de sucres : dans FMF de « Kabija », il est égal à 91,02 g/100 g, tandis que dans

le FMS il est de 87,07 g/100 g. Les sucres des tubercules de « Kabija » sont essentiellement

composés d’amidon. En effet, l’amidon digestible et les sucres solubles constituent les sucres

disponibles. Les fécules de « Kabija » se révèlent être de bonnes sources d’amidon digestible.

V.1.4.Teneur en quelques facteurs antinutritionnels

Le tubercule de Kabija contient des composés toxiques pour l’homme et le bétail.

Le tableau 27 présente quelques taux de ces facteurs antinutritionnels.

72

Tableau 27 : Taux de facteurs antinutritionnels

Paramètres FMF FMS

Polyphénols (mg/100g) 2,01 3,6

Oxalate (mg/100g) 140,2 270,8

Saponines (mg/100g) 60,19 23

- Il n’existe pas de différence des taux de ces facteurs entre FMF et FMS. Par ailleurs, il est

montré que des concentrations en phénols de 2,7 mg/100 g ne produisent pas d’effets négatifs

lorsque ces produits sont consommés par les animaux. Ainsi le trempage constitue l’une des voies

de détoxification du tubercule.

- Le tableau montre par contre une différence nette entre la teneur en oxalate de FMF

(140,2 mg/100 g) et celle de la FMS (270,8 mg/100 g). Cependant, à raison de 0,78 %, les oxalates

se lient au calcium et à d’autres minéraux comme le fer dont ils réduisent la biodisponibilité.

Donc, le risque nutritionnel potentiel de consommation de Tacca leontopetaloides s’estompe,

surtout que l’on sait que les raphides responsables de l’irritation de la bouche, de la gorge et de

l’acreté sont en faible pourcentage (5 à 20%) par rapport aux formes en rosettes. De plus,

lorsqu’on effectue une cuisson correcte avant toute consommation, la totalité de l’oxalate est

détruite (Zarrouk, 1966 ; Zechmeister, 1962 ; Wu Leug et al., 1970).

- Les saponines sont des précurseurs naturels des corticostéroïdes. La teneur en saponine

des fécules est de 60,19 mg/100 g (0,060%) chez la FMF et de 23 mg/100 g (0,023%) chez la

FMS.

En fait, les saponines sont inoffensives à 1%, elles sont irritantes à 5%. A un taux 1,5%, leurs

effets sont réversibles. Par ailleurs, ingérées quotidiennement à la quantité de 15 mg, les saponines

ne sont pas assimilées mais sont dotées d’un pouvoir hypocholestérolémiant lorsqu’elles se fixent

au cholestérol et aux sels biliaires. Il en résulte une réduction de l’absorption intestinale du

cholestérol. Ainsi, les saponines ont un intérêt à la fois délétère et bénéfique (Zarrouk, 1966 ;

Zechmeister, 1962 ; Wu Leug et al., 1970).

V.2. Qualité microbiologique de la fécule de « kabija »après 1 à 2 mois de conservation

Le tableau 28 et la figure 28 montrent l’efficacité de traçabilité de la fabrication de la fécule de « Kabija ».

73

Tableau 28 : Taux des microorganismes dans la fécule de « Kabija »

Type d’échantillon

Micro organisme UFc/g

01 02 03 04 Critères

UE (m)

Flore aérobie mésophile totale à 30°C/g

Coliformes totaux à 30°C/g

Escherichia coli β-glucuronidase à 44°C/g

Staphylocoques coagulases(+) à 37°C/g

Bactéries sulfiloréductrices à 37°C/g

Levures et moisissures à 25°C/g

Salmonella /25g à 37°C

3.105

3.101

<10

<100

101

2.103

Absence

2.105

2.101

<10

<100

101

3.103

Absenc

e

2.105

2.101

<10

<100

101

4.103

Absence

2.105

2.101

<10

<100

101

3.104

Absence

105 100 10 100 10

104

Absence

Conclusion par échantillon Non

satisfais

ant

Non

satisfais

ant

Non

satisfaisa

nt

(m): critères pour des produits végétaux déshydratés

Figure 28 : Taux des microorganismes dans la fécule de « Kabija »

74

Les Staphylocoques sont des microorganismes qui produisent des neurotoxines. Ils

proviennent des porteurs sains ou malades pendant la fabrication. Le taux est inférieur à 10 c'est-à-

dire inférieur à la norme de critère de l’UE.

Les levures et moisissures sont des microorganismes d’altération. Elles provoquent la

pigmentation, la formation d’un film visqueux, le dégagement gazeux dans les produits. Les

moisissures entraînent les changements de l’aspect, de la texture, du goût, de l’odeur et la

dégradation de la qualité organoleptique du produit par la production d’indole et de H2S. Il est très

difficile de conserver la fécule de « Kabija » à cause de l’humidité. Il est nécessaire de bien la

sécher avant le stockage ou la vente sur le marché.

Les Coliformes sont des bactéries pathogènes comme Escherchia coli. Ils sont indicateurs

de contamination fécale. Le taux de Coliformes est supérieur à la norme de l’UE alors que celui

d’Escherchia coli β-glucuronidase (+) est inférieur à cette norme. Ils sont apportés par le vent et

les poussières pendant le séchage.

Les staphylocoques coagulases (+) sont des microorganismes peu nombreux dans le milieu

de production. Le lavage et le trempage diminuent leur taux pendant la fabrication. Dans cette

analyse, leur taux est inférieur à 100, normes instaurées par l’UE.

Les bactéries anaérobies sulfitoréductrices sont des commensaux de l’intestin. Elles se trouvent

également dans le sol et réduisent les sulfites en sulfures. Elles sont sous formes végétatives ou

sporulées très résistantes. Le taux de bacteries sulfitoréductrices est supérieur à la norme de l’UE.

La fécule de « Kabija » est directement exposée à l’étalage au marché. Ces bactéries sont très

abondantes dans la fécule.

Pour être à la norme il convient de respecter les modes de préparation, de la manipulation

jusqu’au stockage. Pour limiter la croissance microbienne pendant la production, il faut diminuer

la teneur de l’eau non liée ou de l’eau libre et utiliser la méthode H.A.C.C.P pendant la préparation

et la fabrication de produits (Tableau 29). Ainsi le séchage peut être consideré comme une

méthode de conservation. En effet, il empêche la prolifération des microorganismes avant qu’ils

ne soient trop nombreux.

75

Tableau 29 : Les seuils de l’activité de l’eau

Activité de l’eau minérale Types de microorganismes susceptibles de se

multiplier

0,95 – 0,91 Bactéries normales

0,89 Moisissures hydrophiles

0,88 – 0,85 Levures normales

0,80 Moisissures normales ou mésophiles

0,75 Bactéries halophiles

0,70 – 0,65 Moisissures xérophiles

0,60 Levures osmophiles

VI. Conclusion

Dans la fécule de « Kabija », le taux de protéines est plus faible que dans Spirulina.

Cependant, les glucides, le calcium, le potassium sont à un taux plus ou moins acceptable dans la

fécule de « Kabija ». La préparation de « Kabija » est très sensible aux microorganismes. Aussi, il

faut améliorer la technologie de préparation en s’appuyant sur la méthodologie HACCP.

QUATRIEME PARTIE:

PROCEDE DE FABRICATION DES

ALIMENTS BIO

76

INTRODUCTION

La vague Bio touche l’ensemble des secteurs alimentaires, plus particulièrement les

produits aquatiques. Le marché de la crevette Bio (AB) connait un bond depuis ces trois

dernières années. Cependant, il ne faudrait pas que l’industrie aquacole, qui porte cette

dynamique Bio dans la filière halieutique, sème la confusion chez les consommateurs en

opposant, avec un parti pris, la crevette issue d’un élevage Bio de la crevette sauvage issue de

la pêche. Face à la progression de l’aquaculture Bio, nos recherches se sont concentrées sur la

fabrication des aliments Bio à partir de matières premières locales présentes en quantité dans

notre pays. L’utilisation de « Kabija » associé à Spirulina constitue une bonne base dans la

fabrication d’aliment Bio selon la norme AB. L’aliment Bio exige une réussite dans la culture

Bio.

I. Fabrication d’aliment Bio

Dans la fabrication d’aliments Bio pour crevettes, deux procédés sont utilisés :

- Le procédé artisanal

- Le procédé semi-industriel

Notre étude sera concentrée sur le procédé semi-industriel.

I.1. Procédé de fabrication

Lors de la fabrication, une quantité de Spirulina (poudre) est mélangée à deux

quantités de fécule de « Kabija ». Les ingrédients sont alors chargés dans un mélangeur. Le

mélange est une opération importante dans la mesure où la formule de l’aliment sera respectée

uniquement si cette opération a été réalisée dans de bonnes conditions. L’ensemble est placé

dans le pétrin avec un mélangeur à spirale. Après le mélange, l’ensemble est placé sur le feu

ou dans un four spécial. A la fin de cuisson, l’ensemble est passé au presseur. Il s’agit d’une

opération simple qui consiste, à l’aide de rouleaux, à forcer le passage de la farine à travers les

orifices de diamètre et d’épaisseur spécifique. Les granulés qui sortent de l’autre côté du

presseur sont coupés par un couteau à des longueurs définies. Une fois le granulé formé,

l’excès d’eau doit être enlevé et sa température ramenée à un niveau ne dépassant pas 10% de

la température ambiante. Dans notre étude, le séchage utilise le rayon solaire indirect sous un

hangar à l’air libre. Après le séchage les granulés peuvent être émiettés pour produire des

micro- granulés adaptés aux stades juvéniles des crevettes. Les granulés ou les micro-granulés

sont alors tamisés pour enlever les parties fines qui ont pu se former pendant les différentes

77

opérations. L’élimination des parties fines est nécessaire pour éviter la pollution éventuelle

des eaux d’élevage car elles ne sont pas consommées par les animaux (Duck worth et al.,

1971 ;Gordon et al., 1997 ; Hong et al., 1969 ; Emmerson, 1980 ;

htt://w.w.w.pharmanath.com/spiruline-bio-detoxication; htt://w.w.w.phytolise/spiruline bio).

I.2. Test des produits Bio

I.2.1. Test I: Dureté des aliments Bio dans les différents types d’eaux (milieu)

Cinq cent grammes (500 g) de granulés sont mis dans 50 l d’eau de la JIRAMA, ou

d’eau minérale (EAU VIVE) ®, ou de l’eau saumâtre naturelle (2 à 5‰ de salinité), ou de

l’eau de mer. Le temps de fonte totale est noté.

I.2.2. Test II : Aliments Bio pour des crevettes Penaeus monodon

Dans la réalisation de ce travail, deux bassins différents sont utilisés :

- un premier bassin en terre

- un deuxième bassin en bac artificiel

a) Préparation du bassin

D’une part, la terre « Fasira », est creusé à coté d’une mangrove aux dimensions

suivantes : 8 m de long, 3 m de large et 80 cm profondeur. D’autre part, un bac de 500 l en

plastique de Makiplast® est utilisé comme bassin artificiel. Les deux bassins sont placés côte à

côte.

b) Méthode de culture

Les deux bassins sont remplis de la même eau (pH 8 à 9, 28‰ salinité) avec les

mêmes conditions d’aération, d’ensoleillement et d’oxygènation. Dans la culture, aucun agent

chimique n’est utlisé pour traiter les eaux de mers. Ainsi le traitement au métabisulfite (E223)

est exclu dans la culture.

c) Traitement des eaux

Des produits naturels sont utilisés pour préserver la culture quasi naturelle et Bio. Les

fientes de poule sont employées de même que la plante « Fahavalonkazo » à la place

d’antibiotique artificiel pour traiter les crevettes en cas de maladie. Le « Fahavalonkazo »

(nom de code) est une plante efficace contre la maladie des crevettes en aquaculture.

d) Ensemencement de post-larves

Dans cette culture, la norme européenne en bassin est utilisée. Le nombre de crevettes

est maintenu entre 8 à 25 par m2 pour le label Bio (Cheftel, 1977 ; Dabbah, 1970 ;

Randrianasolonjanahary, Suemitsu, 2000).

78

e) Ration alimentaire

Dans la culture, les crevettes sont nourries 2 fois par jours : le matin entre 8 et 9h, et

l’après midi entre 16h et 18h.

Les micro-granulés ont une taille de 2 à 3 mm pour le 1er mois de culture. A partir du

2ème mois, les micro-granulés sont de 4 à 5 mm. La culture prend fin quand le poids des

crevettes atteint 29 g. Le passage des crevettes en bassin est limité au moins à 60 j (Cheftel,

1977 ; Sheen, 1991 ; Sheen et al., 1992 ; Shiaus et al. , 1991 ; Sirouval, 1993 ; Araki, 1966 ;

Randrianasolonjanahary, Suemitsu, 2000). L’eau doit être changée au moins une fois par

semaine pour assurer la propreté du milieu.

II. Résultats de la fabrication d’aliments Bio

II.1.Procédé de fabrication d’aliments Bio

a) Les ingrédients

La composition pondérale de l’aliment Bio est la suivante :

- 100 kg de fécule « Kabija »

- 50 kg de Spirulina

- Une quantité d’eau suffisante

- 5 l d’huile de table

b) La cuisson

Un pétrin à four avec un mélangeur à spirale est utilisé. 51 d’huile de table sont

ajoutés au pétrin formé de 100 kg de fécule de « Kabija » et de 50 kg de Spirulina. Le

mélange est maintenu sous agitation constante.

c) Pressage

L’ensemble est mixé au mixeur électrique ou mécanique. Les granulés sont ensuite

placés dans le séchoir.

d) Séchage

Les granulés sont séchés à l’air libren, à l’abri du soleil : il s’agit donc d’un type de

séchage indirect (Tableau 30). Le hangar est construit pour former un séchoir conforme aux

normes afin de conserver les éléments volatils. Le séchoir à tiroir utilisé permet une

production à grande échelle.

79

Tableau 30 : Type de séchage indirect

Caractéristiques Séchoir

Capacité 50 à 100 kg

Temps de séchage 5 à 7 jours

Matériaux Planche à bois

Dimensions Longueur : 10 à 15 m

Largeur : 4 à 5 m

Exigences Pas de rayon de soleil direct

Pas d’humidité

Ventilation Pas besoin aération

e) Broyage

Les granulés séchés sont broyés à la main ou à la machine en fonction de la qualité des

produits. Ils deviennent des micro-granulés (2 à 4 mm de longueur avec 2 mm de

diamètre) adaptés aux stades juvéniles des crevettes.

Figure 29 : Poudre de Spirulina

80

Figure 30 : Fécule de « Kabija »

f) Conditionnement

Après séchage et broyage les granulés, enveloppés de papier aluminium, sont stockés

dans un sac en plastique fermé hermétiquement pour les protéger de l’alteration.

I I.2. Test des produits

a) L’eau du produit de la JIRAMA

L’eau de la JIRAMA est mise dans une cuvette de 50 l où sont ajoutés par la suite des

granulés réduits à 2 ou à 4 mm de longueur. Le pH de l’eau est neutre alors que la teneur en

chlorure est de 1,9 mg/l.

Au temps initial t =0, 500 g de granulés sont mis dans la cuvette. Au bout de 3 h 10 min les

granulés sont réduits en petits morceaux ou en poudre.

b) L’eau en bouteille « Eau vive »

50 l d’«Eau vive» sont mis dans la cuvette avec des paramètres de salinité 0 ‰ et

divers taux de minéraux : Ca 1,60mg / l, Mg 0,97 mg/l, Na 1,15 mg/l, bicarbonate 9,76 mg/l,

Chlorure 1,57 mg/l.

Au temps t = 0, 500 g des granulés sont mis dans la cuvette. Au bout de 3h 15 min, les

granulés de 4 mm de longueur sont totalement dégradés.

c) L’eau saumâtre (naturelle)

Dans l’eau saumâtre, le taux de salinité varie entre 2‰ et 5‰ avec un pH plus ou

moins neutre, du chlorure à 2 mg/l, du calcium à 1 mg/l, du carbonate à 30 mg/l et du

bicarbonate à 20 mg/l.

81

Au temps t =0, dans la cuvette sont mis 500 g de granulés produits de taille de 4 mm.

Au bout de 3 h les granulés fondent.

d) L’eau de mer (naturelle)

50 l d’eau de mer naturelle sont placés dans la cuvette avec un taux de salinité à 30‰, un

pH de 8,2, du Calcium 65 mg/l, du Bicarbonate à 3960 mg/l, du Carbonate à 4015 mg/l,

du Nitrite NO2 à 6 mg/l, du Nitrate NO3 à 150 mg/l.

Au temps t =0, sont ajoutés dans l’eau de mer 500 g de granulés. Après 3 h, les granulés

fondent.

II.3. Tableau des résultats

Les crevettes ne détectent les aliments qu’au bout d’un certain temps après leur

introduction dans le milieu d’élevage. L’évaluation de la pérennité des granulés dans l’eau est

determinante. Les crevettes ont besoin de plus d’une heure pour détecter les aliments dans

l’eau avant leur dissolution totale.

Tableau 31 : Tableau récapitulatif des résultats de l’intégrité des granulés dans le milieu

Milieu Volume d’eau Poids de granulés Durée de

conservation de

l’intégrité dans

l’eau

M1eauJirama 50l 500g 3h 10

M2 eau vive 50l 500g 3h 15

M3 eau saumâtre 50l 500g 3h

M4 eau de mer 50l 500g 3h

Dans les 4 milieux, la durée de l’intégrité des granulés dans l’eau peut être liée au

degré de salinité de l’eau : si la salinité est faible, la résistance des granulés dans l’eau est

longue. Au contraire si la salinité est élevée, les granulés se desintègrent rapidement. Par

ailleurs, si le taux de carbonate et de bicarbonate est élevé dans l’eau, les granulés

disparaissent rapidement.

82

II.4. Résultats du test en aliments Bio

a) Durée de culture

Dans les deux bassins, une différence de croissance des crevettes est observée. Dans le

bassin artificiel, la couleur des crevettes est plus claire, mais la durée de culture est de 75

jours pour permettre d’avoir des crevettes de 29 à 30 g. Dans la culture en bassin creusé à

même le sol, la couleur de crevettes est plus sombre, et une durée de culture de 80 jours est

nécessaire pour atteindre la même pondération.

b) Effets bassins et aliments Bio

La croissance des crevettes nourries avec des aliments Bio est plus lente par rapport à

celle des animaux recevant des aliments artificiels. La différence de croissance est également

liée au type de bassin et aux paramètres du milieu.

Dans les bassins en terre creusée, les aliments Bio accompagnés de phytoplanctons et

de zooplanctons assurent la croissance des crevettes. Cependant, l’eau de mer est plus ou

moins polluée. Quant au bassin artificiel, les eaux utilisées sont moins polluées par rapport à

celles en terre creusée. Pour cette raison, la carapace des crevettes est plus claire par rapport à

celle des crevettes cultivées dans la terre creusée.

De plus, la culture dans la terre creusée présente à peu près les mêmes conditions de

vie sauvage pour les crevettes du point de vue du milieu de culture. Cependant, la différence

principale reside dans le traitement avec les fientes et l’antibiotique naturel

« Fahavalonkazo ». Ainsi, aucun antibiotique, ni pesticide, ni hormone ne sont utilisés. Les

crevettes sont élevées dans des conditions les plus proches possibles de celles de leur milieu

naturel. Les contrôles de qualité sont systématiques pour s’assurer notamment de la pureté du

milieu naturel (eau de mer sans filtration pendant la culture).

L’avantage du bassin en terre creusée réside dans la grande disponibilité des

phytoplanctons et des zooplanctons qui constituent des aliments complémentaires aux

crevettes ; dans la lagune, les phytoplanctons et les zooplanctons sont capables de se

régénérer. Pendant la croissance, les crevettes séjournent dans les lagunes. Par contre, dans les

bassins artificiels, elles sont moins développées. Les paramètres de l’eau de mer ne variant

pas jusqu’au changement d’eau, l’eau reste claire et sans pollution. La présence d’oxygène

bien contrôlé représente également un autre avantage de la culture en bassin artificiel.

c) Effet d’aliments Bio sur la texture et le goût

La forte progression de la culture Bio est considérée comme un retour à la source

(aliment frais, sain et de saveur excellente). L’aliment Bio conserve la texture et le goût des

crevettes. Cependant, les crevettes sont des animaux très sensibles et la récolte doit etre

83

entreprise avec soins car le moindre geste inapproprié modifie de 40% le goût des crevettes.

Au moment de « l’abattage » et pendant la pêche, le moindre stress peut provoquer la

formation de toxines, ce qui altère le goût unique de la crevette. La récolte manuelle est

effectuée de préférence la nuit pour ne pas exposer les crevettes aux chaleurs élevées de la

journée. Elles sont immédiatement « endormies » dans un bain de glace fondante, puis mises

sur de la glace en caisse fermée pour être envoyées vers l’atelier de conditionnement du site.

Elles sont surgelées à -18°C en 15 minutes. Ce procédé réduit les phénomènes de

déshydratation pendant le stockage en chambre froide et assure le respect de l’intégrité de la

chair de la crevette afin de conserver ses qualités organoleptiques. Le gout est plus ou moins

identique dans les deux bassins, mais au niveau de couleur, la clarté de carapace différencie

les deux cultures.

d) Conservation

L’aliment Bio fabriqué est conservé dans du papier en aluminium dans les boîtes de

stockage. L’ensemble est placé dans un endroit froid et sec, à l’abri de la lumière, de

l’humidité et des insectes.

II.5. Conclusion

La valeur nutritionnelle essentiellement énergétique sous forme d’amidon hautement

digestible dans le « Kabija » et la composition de Spirulina comme élément nutritif

constituent une réussite de la fabrication d’aliments Bio. La disparation des granulés dans

l’eau de mer dépend du degré de salinité, des taux des minéraux et de l’élévation de pH.

DISCUSSION GENERALE

84

DISCUSSION GENERALE Spurilina est un aliment très complet. Un des objectifs de ce travail est l'analyse

microbiologique, chimique et biochimique de Spirulina cultivée dans deux milieux différents.

Concernant les minéraux, comme le P, Ca, K, Mg, Na, Fe, leur taux sont élevés dans la

culture naturelle améliorée (MnA) par rapport à la culture naturelle (Mn). Cette différence

vient du renouvellement d'eau effectué tous les 15 jours. Les autres minéraux comme les

métaux lourds Pb, Co, Al, Cu, ont des taux élevés dans le milieu Mn (milieu naturel) par

rapport au milieu naturel amélioré (MnA). Pour les autres éléments comme les protéines, les

lipides, les acides aminés, les vitamines, les pigments, les taux sont supérieurs dans le milieu

MnA par rapport au milieu Mn. Il en est ainsi des vitamines 4 mg/100 g pour le milieu Mn et

4,3 mg/100 g pour le milieu MnA; des protéines 58 g/100 g dans le milieu Mn et 60 g/100 g

pour le milieu MnA. Le même constat est valable pour les acides aminés comme l’acide

aspartique 10,14 mg/100 g pour le Mn et 11 mg/100 g pour le MnA, contrairement à quelques

acides aminés comme la proline et la lysine dont les taux sont plus élevés dans le milieu Mn

par rapport au milieu MnA.

Du point de vue microbiologique, l'analyse montre que la présence des bactéries dans

les deux milieux est véritablement différente. Dans le cas du milieu Mn, la flore aérobie

mésophile totale à 30°C est de 2.105/g après 1 à 2 mois de conservation alors que les normes

UE sont de 105/g. Pour les Staphylocoques coagulases (+) à 37°C, le taux est supérieur à la

norme UE. Il en est de même pour les autres Bactéries sulfutoréductrices, les Coliformes

totaux, les levures et les moisissures. Ainsi, les résultats dans le milieu Mn sont passables.

Cependant pour le milieu MnA, les résultats sont satisfaisants pour les concentrations des

Coliformes totaux, des Staphylocoques coagulases (+), des Bactéries sulfutoréductrices, et

des levures et des moisissures. Les concentrations de ces germes sont inférieures à celles

préconisées par la norme UE. De plus, Salmonella est absente dans les deux milieux.

La conservation et les taux des éléments sont étroitement liés. L'analyse montre que la

stabilité du taux des éléments dépend du mode et du type de conservation utilisé. Les résultats

indiquent que les taux des éléments diminuent rapidement si la conservation est longue. Après

deux mois de conservation, les Ca, K, Fe, Mg, N perdent 1/3 de leur taux initial, et près de

3/4 après 6 mois. Il en est de même pour les protéines, les lipides, les vitamines, les acides

gras, les pigments. Spurilina est très sensible à la conservation et surtout aux différents modes

de culture. La culture de Spurilina dépend des paramètres physico-chimiques, de la salinité,

du pH, et surtout de la maîtrise de l’eau.

85

Ainsi, le milieu naturel amélioré est conseillé pour la culture de Spirulina.

Le «Kabija» contient des minéraux majeurs (Ca, P, K, Na, Mg) en petite quantité. Il renferme

des éléments nutritionnels comme les lipides, protéines, les glucides en quantité moyenne. Les

taux des lipides et des protéines sont plus ou moins identiques dans les deux cas FMF et FMS

alors que le taux de glucides est très important dans les éléments nutrutionnels avec 91,02

g/100 g pour FMF et 87,07 g/100 g pour FMS. La présence de l’amidon en quantité massive

dans le tubercule augmente le taux de sucre dans la fécule de «Kabija». Cependant «Kabija»

contient des éléments anti-nutritionnels comme des oxalates avec un taux de 140,2 mg/100 g

pour le FMF et de 270,8 mg/100 g pour le FMS, des polyphénols au taux de 2,01 mg/100 g

pour le FMF et de 3,6 mg/100 g pour le FMS ; les saponines sont également présentes dans

«Kabija». Les trois éleménts anti-nutritionnels sont toxiques pour l’homme et le betail. 0,78

mg d’oxalates sont suffisants pour inhiber l’action de la trypsine ; les saponines sont dotées

d’un pouvoir hypocholestérolemiant lorsqu’elles se fixent aux cholestérols et aux sels

biliaires. La fécule de «Kabija» est très sensible aux microorganismes pendant la

conservation. L’analyse microbiologique après la conservation montre la présence de

Coliformes totaux, d’Escherichia coli, de Staphylocoques coagulases, de Bactéries

sulfitoréductrices avec des concentrations supérieures aux normes UE. Cette contamination

survient, soit au moment de préparation, soit au moment du stockage. Ainsi, la préparation de

la fécule de «Kabija» doit se faire avec soin en suivant la méthode HACCP.

L’aliment Bio à base de Spirulina et de «Kabija» est très éfficace pour la culture des

crevettes Bio. Les différents tests sont éffectués sur divers milieux : l’eau de la JIRAMA,

l’eau de mer, l’eau saumâtre et l’ « Eau vive ». Les granulés fondent d’une façon differente

dans chaque milieu. Les granulés fondent en 3 h10 min après leur introduction dans l’eau de

la JIRAMA, en 3h 15 min dans l’ « Eau vive », en 3 h dans de l’eau saumâtre et en 3 h dans

l’eau de mer. Les tests avec les crevettes sont éffectués dans deux bassins : bassin en terre

creusée et bassin artificiel. Les crevettes cultivées dans le bassin en terre creusée sont

avantagés au niveau du complement alimentaire par apport des phytoplantons et des

zooplactons. Par contre, les crevettes dans le bassin artifiel sont avantagées au niveau du

contrôle de l’oxygène car l’eau reste claire et non polluée. Pour atteindre un poids de 29 g à

30 g, la crevette a besoin de 75 jours de culture en bassin artificiel et de 80 jours en bassin

terre creusée. La croissance des crevettes nourries avec des aliments Bio est plus lente par

rapport à celle des crevettes recevant des aliments artificiels. Les crevettes Bio conservent

leurs textures et leurs goûts. Toutefois, il faut être vigilant pendant la pêche et la recolte car le

moindre stress provoque la formation de toxines qui altére le goût.

86

La présente étude menée dans le Nord de Madagascar, dans la région DIANA, dans le

district d’Ambanja met ainsi en exergue des résultats satisfaisants tant au niveau des

caracteristiques physico-chimiques des milieux de culture, qu’au niveau de la qualité

nutritionnelle des produits obtenus.

CONCLUSION GENERALE

87

CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

La culture de Spirulina dans la région Nord de Madagascar est une réussite. Les

facteurs environnement tels que le taux de salinité et le pH de l’eau, la nature du sol et la

température ambiante répondent aux besoins de la culture. L’analyse physico-chimique

évoque la présence d’éléments intéresants aux niveaux des minéraux, des protéines, des

lipides et surtout d’acides aminés essentiels. Spirulina est sensible aux microorganismes au

niveau de la culture jusqu’à la conservation.

« Kabija » est très abondant dans la région Nord-ouest de Madagascar. Il contient des

éléments nutritionnels comme l’amidon, les glucides et les protéines. Cependant, il renferme

aussi des éléments anti-nutritionnels sous formes de polyphénols, d’oxalates et de saponines.

La préparation de la fécule de « Kabija » exige des expériences qualifiées. Les tubercules de

« Kabija » sont utilisés pendant le periode de soudure comme complément alimentaire par la

population du Nord de Madagascar, plus particulièrement par la population active de la

brousse. Toutefois, la conservation de la fécule obtenue reste un problème majeur. La fécule

de « Kabija » renferme divers microorganismes : Coliformes totaux, germes aérobies

mésophiles, Escherichia coli, Staphylocoques coagulases, levures et moisissures.

Actuellement, la demande en produit naturel est en pleine expansion dans les pays

riches. Une telle situation est à l’origine du développement de l’agriculture biologique.

Depuis le troisième millénaire, la filière aquaculture est aussi touchée par l’utilisation des

produits Bio. Deux types de bassin sont utilisés dans notre étude : bassin en terre creusée et

bassin artificiel. La croissance de la crevette cultivée dans le bassin artificiel est plus rapide

que celle en bassin en terre creusée. Pour atteindre un poids de 30 g, la crevette a besoin 80

jours dans le bassin en terre creusée et de 75 jours dans le bassin artificiel.

La culture Bio est difficile à réaliser à cause des conditions de culture trop exigeantes.

« Kabija » et Spirulina sont des produits naturels et ils assurent la croissance des crevettes de

taille normative. L’aliment Bio est un aliment sans ingrédients chimiques supplémentaires.

Dans la culture Bio, aucun additif chimique n’est utilisé. L’aliment fabriqué sous forme de

granulé peut persister presque 3 h environ dans l’eau de mer, 3h 10 min dans l’eau de

JIRAMA, 3h 15 min dans l’eau minerale « Eau vive » et 3 h l’eau saumâtre. La disparition

rapide des granulés dans ces divers milieux aqueux est influencée par le taux de salinité et le

pH.

Les crevettes provenant de la culture Bio sont très recherchées à cause de la texture de

leur chair et de leur goût. Le goût de crevettes venant de la culture Bio est très proche de celui

88

des crevettes sauvages. La culture Bio améliore les qualités organoleptiques du produit.

Devant l’évolution de la technologie actuelle, l’homme prend conscience de la nécessité des

aliments naturels à cause des problèmes d’obésité et d’intoxication alimentaire répandus à

travers le monde. La recherche actuelle révèle l’importance des produits naturels sains et frais.

L’une des préoccupations majeures des consommateurs envers le « Kabija » concerne

son mode de préparation et son procédé de transformation tant pour l’alimentation humaine

qu’animale. Il est ainsi nécessaire de réaliser une détoxification :

- premièrement pour éliminer les éléments antinutritionnels (polyphénol, oxalates,

saponines), les étapes de la préparation doivent être entreprises dans l’ordre malaxage,

trempage, pressage et décantation.

- deuxièment, il faut sécher au soleil la fécule obtenue pendant 6 à 24 h.

Une telle procédure permet d’éliminer 95% des éléments antinutritionnels. Lorsque la

température est supérieure à 28 °C, les éléments antinutritionnels se volatilisent.

- troisièment, la cuisson de la fécule est nécessaire avant son utilisation ou sa

consommation.

Cette ultime étape permet non seulement de se débarrasser des facteurs

antinutritionnels mais aussi des microorganismes introduits dans le « Kabija » pendant la

préparation.

Spirulina constitue un produit alimentaire connu pour ses nombreux effets bénéfiques

sur la santé. Elle est appréciée pour sa composition très complète. Elle renferme notamment

des protéines, du fer, diverses vitamines et des oligo-éléments. Il convient toutefois de

signaler, en cas de mauvaise utilisation (notamment en cas d’excès), l’apparition de quelques

effets secondaires. Pour l’éfficacité du traitement, il est conseillé d’ingérer le produit d’une

manière progressive. Pour les personnes allergiques aux algues, sujettes à de la

phénylcétonurie ou de l’hyperparathyroïdie, la prise de Spirulina est déconseillé, même à

petite dose. Une grande prudence doit être observée pour les femmes enceintes. En cas de

doute, il ne faut pas hésiter à consulter un médecin. Pour une utilisation confortable de

Spirulina et pour limiter les risques d’effets secondaires, il est vivement recommandé de

demander conseil auprès d’un professionnel de santé.

Par conséquent, Spirulina n'est pas présente dans les protocoles de lutte contre la

malnutrition au profit des farines enrichies et des laits de substitution. Ces produits

89

d'importation sont certes utiles en cas de pénurie alimentaire, mais à la différence de

Spirulina, ils ne favorisent aucunement l'initiative locale et entretiennent une dépendance des

populations à l’égard des pays développer. Il convient alors de sensibiliser les populations à

cultiver Spirulina.

Pour préserver la qualité microbiologique, il est préconisé d’utiliser la méthode

HACCP au niveau de la préparation de la poudre de Spirulina, de la fécule de « Kabija » et

surtout des granulés Bio. Par ailleurs notre étude a revélé une influence de l’emballage sur la

prolifération des germes. Il convient ainsi de renforcer la sécurité microbiologique.

À ce jour, l'évaluation des risques et des bénéfices sanitaires et nutritionnels des

aliments issus de l'agriculture biologique n'a pas été faite. Au cours des discussions,

l'attention est attirée à plusieurs reprises sur le risque d'inquiéter abusivement les

consommateurs par une vulnérabilité sanitaire propre à certaines pratiques Bio. Il s’agit d’un

problème récurent des études sur le Bio qui présentent bien souvent des lacunes. Plus

généralement, les chercheurs se heurtent à l'insuffisance des données disponibles que ce soit

en termes d'études spécifiques de l'agriculture biologique ou de travaux comparatifs. Aucune

donnée ne permet encore d'évaluer l'influence d'un mode de production, Bio ou

conventionnel, sur la biodisponibilité des constituants d'un aliment et ses effets sur la santé du

consommateur : seuls les aspects quantitatifs pourront être pris en compte, se limitant à une

comparaison sur les teneurs d'un nutriment.

La présente étude est loin d’être exhaustive. Divers axes de recherche méritent d’être

prospectés à l’avenir. Dans une prochaine étude, il faut faire une comparaison approfondie du

goût des crevettes Bio, naturelles et conventionnelles. De même, il est intéressant de

prospecter les effets secondaires propables de « Kabija » qui peuvent survenir chez les

consommateurs de crevettes nourries au mélange « Kabija – Spirulina ». En revanche,

concernant les aspects sanitaires des risques microbiologiques ou parasitaires, les effets des

traitements alternatifs administrés aux animaux, méritent encore une étude approfondie. Il

serait souhaitable de mettre en place une surveillance des agents pathogènes les plus sensibles

en termes de risques sanitaires pour l'homme, et de réaliser des études afin de mieux apprécier

l'impact de l'ensemble des pratiques et des mesures mises en œuvre dans le cadre des crevettes

Bio.

90

Comme la production annuelle de « Kabija » et de Spirulina à Madagascar reste

encore faible, il faudrait mettre en place un plan de culture de Tacca leontopetaloides et

Spirulina avec des financements de projets nationaux et internationaux. Devant la

consommation encore très faible par rapport à celle des autres pays, une plus grande

campagne de vulgarisation portant sur les apports sanitaires et commerciaux de ces produits

doit être entreprise.

En outre l’insuffisance d’unités de transformation spécialisées, l’absence de matériels de

transformation adéquats et la déficience des savoir-faire technologiques domestiques

constituent autant de contraintes qui méritent d’etre levées.

Ainsi, des actions sont à entreprendre en matière de sensibilisation et de formation des

transformateurs, l’augmentation de la capacité des unités de production par la disponibilité

d’équipements adéquats et dans le domaine de la sélection de cultivars améliorés sur le plan

génétique par exemple.

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WEBIOGRAPHIE

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2. htt://w.w.w.doctissimo.fr/nutrition et vitamines

3. htt://w.w.w.spiruline-perigord.fr/histoire de la micro-algue bleue

4. htt://w.w.w.spiruline-effetes.trouver.fr/effets secondaires

5. htt://w.w.w.regimesmegrir.com/avantages et effets secondaires

6. htt://w.w.w.pharmanath.com/spiruline-bio-detoxication

7. htt://w.w.w.amazon.fr/compléments à base de plantes

8. htt://w.w.w.phytolise/spiruline bio

9. htt://w.w.w.spirulineburkina.org/datas/analyses microbiologiques

10. htt://w.w.w.umonto.dz/proprétés pharmacologiques et biologiques

11. htt://w.w.w.spirulinestaugustin.com/analyse-valeurs-nuritionnels

12. http://w.w.w.pac.dfo.ca/sealane/pacific.htm

ANNEXES

I

Annexe I

I- Culture de Spirulina :

Matériels

- Thermomètre

- Oxymètre

- pH-mètre

- Disque de Secchi

- Spectrophotomètre

- Aérateur

- Microscope

- Makiplast100 l ,500 l

II- Analyse de Spirulina

Matériels

- Centrifugeuse

- Electrophorèse

- Phosphate de Sodium

- Soude

- TCA

- Chloroforme

- Alcool

- Poudre de Spirulina

III – Analyse de « Kabija »

Matériels

- Viscosimètre

- Plaque chauffante

- Rhéomètre

- Différential scanning calorimetry (DSC)

- Fécule de « Kabija »

II

- Evaporateur

- Ballon

- Chauffe ballon

- Hexane

- Four à moufle

- Creuset à incinération

- Acide sulfurique

- Sulfate de potassium

- Hydroxyde de sodium

- Rouge de méthyle

- Eau peptoné

- Stomacher

- Comptage de colonie

- Boite de pétri

- Tamisage

- Séchage

IV – Fabrication aliment Bio

Matériels

- Pétrin

- Mixeur électrique

- Presseuse électrique

- Presseuse mécanique

- Marmite de cuisson

- Séchage

- Four

- Boite à plastique

- Papier en aluminium

III

Annexe II

I – Préparation de solution mère dans l’analyse microbiologique

On prend 10 g de « Kabija » et ajouter 90g d’eau peptoné tamponnée.

L’ensemble est broyé pendant 60s au STOMACHER. Après la solution mère, elle doit subir

une série de dilution décimale

Mode de préparation :

• Milieu Plate Count Agar (PCA) : MERCK

Agar à la peptone de caséine au glucose et à l’extrait de levure

- Peptone de caséine 5g/l

- Extrait de levure 2,5g/l

- Agar agar 14g/l

pH du milieu 7 à 25°C (AFNOR, 1994)

• Milieu BAIRD – PARKER (BP) : MERCK

Milieu sélectif des staphylocoques selon Baird Parker pour la microbiologie

- Peptoné de caséine 10g/l

- Extrait de viande 5g/l

- Extrait de levure 1g/l

- Sodium pyruvate 10g/l

- Glycine 12g/l

- Lithium chloride 5g/l

- Agar agar 15g/l

pH du milieu : 6,8 à 25°C (AFNOR, 1984)

• Eau peptone tamponnée :

- Peptone 10g/l

- Chlorure de sodium 5g/l

- Phosphate’ disodique 12H2O 9g/l

- Phosphate monopotassique 1,5g/l

- Eau distillée 1000 ml

pH du milieu : 7,2 à 25°C

IV

Annexe III

I- Principe d’absorption atomique

La spectrométrie d’absorption est une méthode d’analyse utilisant la propriété qu’ont les

atomes, c'est-à-dire les éléments minéraux, d’absorber une quantité bien définie d’énergie ou

de photon de fréquence bien définie ou passer d’un état fondamental à un état excité.

Plus il y a atome ou éléments minéraux dans la solution, plus il y a d’énergie sous forme

rayonnement qui est absorbé.

Un spectre d’absorption atomique comprend :

- Un générateur de photon qui émet la vraie de résonnance de l’élément à doser

- Un générateur d’atome (flamme) qui nébulise l’échantillon transformant ainsi

l’élément en atome capable d’absorber le photon ou l’énergie ou la lumière envoyée par la

lampe à cathode creux

- Un instrument de mesure, photomultiplicateur, qui mesure la quantité de lumière

absorbée ou absorbance, et transforme les informations en données exploitable, donc il donne

des concentrations de l’élément à doser

a) Préparation des gammes étalon pour l’absorption atomique

A partir d’une solution comme en concentration de l’élément à mesurer on réalise des

gammes à différentes concentrations.

On fait la mesure de l’absorption atomique à partir de la couche obtenue. Cette mesure, on

détermine la concentration de l’élément à mesurer dans l’échantillon à concentration

comme après avoir mesurer la densité optique.

b) Mise en solution des minéraux

• Ses cendres sont d’abord mouillées avec un peu d’eau par une pissette

• 5 à 25 ml d’acide chlorhydrique concentrée sont ajoutés suivant la quantité de cendre

obtenu

• La solution acide obtenue est transvasée dans un bécher de 50 à 250 ml suivant la

quantité de centre, en prenant soins de bien rincer le creuset avec de l’eau distillée

• Porter à ébullition sur plaque chauffante sous botte pendant quelques minutes

• La solution est filtrée sur papier filtre à filtration rapide

• Se filtrat est recueilli dans des fioles jaugées de volumes adapté : 50ml à 500ml

suivant la quantité de cendre

• Les minéraux seront dosés dans cette solution

V

c) Préparation solution mère

1- Sodium Na

Na solution mère à 1g/l

NaCl→ PM = 58,44 (Na = 23)

Peser exactement 2,54 g de NaCl et diluer dans 1000ml d’eau distillée

Préparer une solution intermédiaire à 20µg/ml → 1000mg/ml

Soit

Donc dilution à c'est-à-dire 10ml dans 500ml d’eau

2 – Potassium K

• Solution mère préparer 1g/l

KCl =7 4,5g → 1,007g de KCl à peser et mettre dans 1000ml H2O

Solution intermédiaire à 20µg/ml soit 10ml dans 500 ml

3 – Calcium (Ca)

Solution mère à 1g/l

- Peser 2,49g de carbonate de calcium préalablement séché à 105°C durant 1h et diluer

dans une fiole de 1l. Ajouter 50ml HCl concentré à compléter à 1l d’eau.

La solution intermédiaire à 40µg/ml

Après placer 10ml de cette solution mère dans une fiole de 250ml, ajouter quelques gouttes

HCl à completer à 250ml avec de l’eau.

1ml de cette solution contient 40µg de calcium Ca

4 – Magnésium, Fer, Cuire, Zinc, Manganèse

La préparation de solution mère est à peu près les mêmes.

VI

Annexe IV : Marque Bio Cohérence

Deux textes pour l’agriculture biologique française :

• Règlement européen : Règlement (CE) N° 710 / 2009 de la

commission du 5Août 2009 modifiant le règlement (CE) N°

889/2008 portant modalités d’application du règlement (CE) N° 834

/ 2007 du conseil en ce qui concerne la production biologique

d’animaux d’agriculture et d’algues marines.

• Règlement français : le cahier des charges français (CCF) a été

homologué par l’arrête inter ministériel du 5 janvier 2010 paru au

JORF du 15 janvier 2010. Le CCE reprend également les

dispositions du CC REPAB-F concernant la production agricole

bio. En effet, la règlementation européenne bio permet aux

pisciculteurs bio français de continuer à produire selon les règles

français et ceci à la plupart jusqu’au 1ère juillet 2013.

Les grands principes d’élevage des crevettes bio

• Origine des crevettes :

Géniteurs sélectionnés. Prélèvements de géniteurs dans le milieu

naturel selon période de pêche et selon quota

• Zones d’élevages :

L’objectif est d’éviter toute perturbation de l’écosystème.

L’implantation doit se faire obligatoirement dans des zones

agricoles on aquacoles adaptées (hors zones naturelles humides)

avec sur la qualité d’eau doivent être effectuées régulièrement.

• Gestion de l’élevage et soins :

Le bien-être des animaux doit être respecté. La concentration doit

être évitée afin de diminuer la propagation des maladies. Les

reproducteurs seront élevés dans des écloseries adaptées et les post-

larves en grossissements seront disposées dans des bassins naturels.

L’aliment doit être distribué en fonction des besoins de l’animal et

selon leur stade de développement. L’engraissement excessif et le

gavage sont interdits en bio un vide sanitaire est obligatoire entre

chaque lot et le délai est limité à 24 heures entre la pèche et la

congélation des crevettes. Le quota maximum de production est de

VII

5 tonnes par an et par hectare. Un seul traitement allopathique est

autorisé et uniquement en écloserie.

Alimentation :

La farine animale d’origine terrestre est interdite. Dans le cahier des

charges une partie d’origine végétale et d’origine bio est obligatoire

pour alimenter les crevettes. Cette part doit être située entre 10 et

30%.

VIII

Annexe V : CAHIER DES CHARGES ENVIRONNEMENTALES RELATIF A

L’UNITE DE FABRICATION D’ALIMENTS BIO DE CREVETTES

I. OBJET

Article 1. Le présent cahier de charges environnementales (CCE) est assigné à la Société. Il

définit les engagements du promoteur dans le cadre des dispositions à prendre par le

promoteur pour le suivi environnemental du projet d’installation d’une unité de fabrication

d’aliments de crevettes sise… (Commune, District, Région)

II. GENERALITES SUR L’UNITE

Article 2. Le promoteur a pour activité principale la fabrication d’aliments des crevettes.

En application des dispositions du Décret n° 99-954 du 15 Décembre 1999 relatif à la mise en

compatibilité des investissements avec l’environnement (MECIE), modifié par le décret n°

2004-167 du 03 Février 2004, le présent projet est soumis aux procédures d’évaluation d’une

Etude d’impact Environnemental.

Article 3. Les coordonnées géographiques relatives à l’emplacement de l’unité (surface de

l’usine, capacité de production, effectif du personnel)

III. PRESCRIPTIONS GENERALES

Article 4. Après évaluation sur site du dossier de l’Etude d’Impact Environnement (EIE) de

l’unité de fabrication d’aliments de crevettes de la société, le permis environnemental est

octroyé, selon les dispositions du décret n°99-954 du 15 décembre 1999 relatif à la mise en

compatibilité des investissements avec l’Environnement (MECIE), modifié par le décret

2004-167 du 03 février 2004, sous réserve du respect du PGEP et des clauses de présent CCE.

Article 5. Le permis environnemental délivré par l’ONE concerne la fabrication d’aliments de

crevettes.

Toute extension ou diversification d’activités par le promoteur doit faire l’objet d’une

déclaration préalable et d’une étude d’impact supplémentaire par le promoteur dégageant les

impacts additionnels. La démarche y afférente doit être concertée avec l’ONE et le Comité

Technique d’Evaluation (CTE) suivant la procédure prévue par le décret MECIE.

Article 6. L’évaluation du dossier d’EIE permet de conclure l’existence d’impacts négatifs,

lesquels sont gérables, sous réserve du respect par le promoteur des clauses du présent cahier

des charges environnementales (CCE).

Article 7. Ce CCE, annexé au Permis Environnemental, fait partie intégrante du dossier MEC

constitué par le rapport incluant le plan de Gestion Environnemental, le résumé et les

IX

compléments d’informations. Toutefois, le CCE demeure prépondérant si des contradictions

subsistent au niveau du dossier de MEC.

Article 8. Pour ses installations spécifiques et constructions des infrastructures, le promoteur

est tenu de se conformer aux dispositions et réglementations en vigueur au niveau de la

commune ou des services sectoriels concernés.

Article 9. Le non-respect des prescriptions de ce CCE par le promoteur pourrait entraîner

l’engagement des procédures de sanctions prévues par les réglementations en vigueur dont

celles prévues par l’article 34 et suivant (nouveaux) du Décret MECIE cité supra.

Article 10. Afin d’assurer la mise en œuvre du présent CCE, le promoteur a l’obligation

d’envoyer à l’ONE les éléments suivants trois (03) mois après l’émission du présent CCE :

• La planification des activités pour l’exécution des prescriptions contenues dans le

présent CCE ;

• La nomination du responsable environnemental ;

Article 11. Dans le cadre de son installation et de ses activités, le promoteur doit respecter les

us et coutumes ainsi que la tradition de sa zone d’implantation pour assurer son insertion

sociale.

Article 12. A tout moment, les autorités communales et/ou régionales, les services

techniques déconcentrés concernés, les représentants des organismes de conservation et

développement et/ou les ONG ainsi que les associations locales sont invités à envoyer

directement à l’ONE, pour information au CTE, leurs remarques et constats dans la réalisation

du présent cahier des charges environnementales par le promoteur.

Article 13. Le présent CCE ne demeure pas figé, l’ONE en concertation avec les membres du

comité de suivi environnemental, se réserve le droit de modifier ou de réajuster le CCE en

fonction des rapports périodiques établis par le promoteur, suivant les travaux de suivis

coordonnées par l’ONE, ou de contrôles assurés conjointement par les ministres sectoriels

concernés ainsi que le selon les éventuels changements de textes en vigueur.

IV. RAPPORT DE SUIVI ENVIRONNEMENTAL(RSE) et RESPONSABLE

ENVIRONNEMENTAL

Article 14. Le promoteur est soumis au présent CCE pour le suivi environnement de son

projet. Il doit enregistrer dans le cahier de surveillance environnemental à pages pré

numérotées, cotées et paraphées par le Maire de la commune urbaine ou suburbaine, les

paramètres de suivi environnemental décrits ci-dessus.

X

Chaque point du paragraphe intitulé « suivi environnemental » doit faire l’objet d’un

rapport de suivi environnemental (RSE) mentionné ci-dessus suivant le modèle précisé qui

pourra éventuellement être amélioré par le promoteur.

Article 15. Le cahier de surveillance environnementale constitue la base du rapport de

suivi environnemental du projet. Il doit être tenu à jour par le promoteur. Ce dernier doit avoir

un responsable environnemental pour assurer le suivi et la mise à jour du rapport environnemental du projet. So nom, son titre et ses coordonnées sont à communiquer à l’ONE dans les trois (3) mois suivent l’émission de ce CCE.

En cas de remplacement de la personne qui assure ce poste, le promoteur est tenu d’en

aviser l’ONE, avec copie au ministère chargé de l’environnement et le ministère chargé de

l’industrie, en indiquant le nom et le profil du nouveau responsable environnemental dans le

rapport de suivi environnemental.

Article 16. Le rapport de suivi environnemental dûment visé par le Maire de la commune est

à envoyer à l’office National pour l’environnement en sept (7) exemplaires avec la version

électronique et tous les douze (12) mois à compter de la date d’émission du présent CCE.

Il devrait être présenté à toute réquisition par l’ONE, le ministère chargé de l’industrie ou

autres autorisés compétentes.

Article 17. Le rapport de suivi environnemental doit être élaboré sur la base du cahier de

surveillance environnemental, il doit au moins décrire les informations suivantes :

- Les activités entreprises (article par article du CCE),

- Les commentaires et interprétations des résultats obtenus dans le cahier de

surveillance pour chaque indicateur de suivi,

- L’évaluation de l’effectivité des mesures prescrites dans le CCE ainsi que l’évaluation

post opération des impacts environnementaux relatifs au projet,

- L’évaluation de l’effectivité et les performances des mesures si les impacts sont

comme prévus ou autorisé,

- L’adéquation ou convenance des mesures par rapport aux problématiques

environnementales et sociales réelles,

- Les actions sociales effectuées par le promoteur et le planning des actions sociales à

réaliser.

Des proportions des mesures correctives ou actions à engager pour gérer des éventuels

changements imprévus doivent être exposées dans le rapport de suivi.

XI

Article 18. Le non remise du RSE suite à deux rappels successifs constitues un cas de non-

respect du CCE pouvant aboutir à l’application des sanctions prévues dans le décret MECIE,

notamment le retrait du certificat de conformité.

Article 19. Dans le cadre du suivi des impacts des activités entreprises, le rapport de suivi

environnemental doit également regrouper les travaux qui lui sont assignés.

Le promoteur doit enregistrer dans le rapport de suivi environnemental de son projet les

informations de base relatives à l’évolution de l’environnement de son projet et est tenu de

poursuivre les mesures environnementales déjà entreprises pour le suivi environnemental.

Article 20. Le rapport de suivi environnemental devra refléter les objectifs environnementaux

du promoteur, dont notamment l’amélioration continue de l’environnement des sites

(réduction à la source des émissions) et le développement de bonnes pratiques.

V. SUIVI ENVIRONNEMENTAL

V.1. Eaux

Article 21. L’approvisionnement en eau est assuré par le branchement de la JIRAMA.

Consiste essentiellement à l’utilisation des salles d’eau et des sanitaires par le personnel.

Article 22. L’unité en soi ne génère pas d’eaux usées industrielles.

V. 2 Emissions atmosphériques et nuisances olfactives

Article 23. Due à la nature même des activités, un dégagement d’odeurs légèrement

désagréables à lieu au niveau des locaux non conditionnés par le groupe froid. Les employés

opérant dans les postes y afférents doivent ainsi être équipes de masques.

Article 24. Les mêmes Equipements de Protection Individuelles (EPI) sont requis pour les

personnes travaillant au niveau de la chaîne de production comme le broyage où certaines

étapes causent l’émission de poussière.

Article 25. Des extracteurs d’air devront être mis en place pour les locaux non conditionnées.

Mention en sera faite dans le premier rapport de suivi environnemental.

Article 26. Les cas d’émission inhabituelle d’odeur dans le site de l’usine et des alentours

seront notés comme suit :

Indicateur à

suivre

Paramètres Date Protocole de mesure Mesures de

redressement

Observations

Emission d’odeur Odeur anormale Méthode olfactive

V.3 Produits chimiques et autres produits dangereux

Article 27. Des produits chimiques sont utilisés pour le nettoyage des locaux et des

équipements :

XII

• Produit alcalin chloré détergent utilisable en canon à mousse pour le nettoyage du

matériel : 10kg/mois ;

• Produit acide désincrustant : 40kg/an ;

• Bactéricide – Fongicide pour la désinfection des locaux par voie aérienne :

20kg/mois ;

• Savon bactéricide pour le lavage hygiénique des mains : 40kg/mois ;

• Produit à base d’eau oxygénée et de glycérine pour la désinfection inox en surface :

10kg/mois.

Article 28. Les fiches toxicologiques relatives aux produits chimiques utilisés au niveau de

l’unité doivent être annexées aux différents rapports de suivi environnemental.

Les détails relatifs au mouvement de stock annuel de chaque produit chimique doivent être

reportés dans les différents rapports de suivi environnemental suivant le format ci-après :

Produits chimiques

Quantités des produits Stock initial Stock final Responsable de la sortie

des produits Entrants Utilisées

Article 29. Les produits chimiques doivent être stockés dans un endroit clos et en restreint.

Article 30. Compte tenu du fait que les produits chimiques pourraient constituer des dangers

pour les employés qui les manipulent, ces derniers doivent être équipes des matériels de

productions adéquats (gant, bottes…).

Article 31. Aucun produit chimique ne peut être directement rejeté dans le système

d’évacuation des eaux usées.

V.4. Déchets

Article 32. Le promoteur doit séparer les déchets biodégradables et non biodégradables. Le

registre des déchets produits, détaillant les quantités par type, leur méthode d’élimination /

valorisation est ainsi à annexer au rapport de suivi environnemental.

Article 33. Les matières plastiques ne doivent pas être incinérées.

Article 34. Les déchets solides sont estimés à 25kg/jour. Ces derniers sont jetés dans le site de

décharge publique.

Article 35. Dans tous les cas, seuls les endroits ayant fait objet d’autorisation par le

propriétaire du terrain, et par l’autorité locale compétente peuvent servir de zone de décharge

pour les déchets susdits.

V. 5. Nuisances sonores

XIII

Article 36. Selon ses engagements, un mur avec isolation phonique sera construit par le

promoteur pour l’abri du groupe électrogène. Un renforcement du blindage anti-bruit sera

également entrepris au niveau du broyeur.

Article 37. Le promoteur doit fournir à ses employés un obturateur d’oreilles dont le port est

obligatoire dans les périmètres à risque.

V.6. Huiles usées, lubrifiants et hydrocarbures

Article 38. En matière de consommable énergétique, l’usine consomme annuellement 15 000l

de carburant et 200l de lubrifiant.

Article 39. Compte tenu du fait que les huiles, les lubrifiants et hydrocarbures pourraient

constituer des dangers pour les employés et pour l’environnement, le registre contenant des

informations sur leur mouvement (entrées, sorties et élimination) ainsi que les mesures

Relatives à la diffusion des consignes sur leur manipulation sont à annexer dans les rapports de suivi environnemental.

Article 40. Les aires de manipulation de ces produits doivent être imperméabilisées par un

revêtement de chape en ciment. Les réservoirs de stockage doivent être étanches et conformes

aux normes y afférentes.

Article 41. En cas de déversement accidentel, un système de drainage récupérera les

déversements accidentels. Un système de séparation eau/hydrocarbure permettra de récupérer

les hydrocarbures des eaux usées avant leur déversement dans un drain de surface. Les

hydrocarbures récupérés seront acheminés dans un centre de récupération agrée.

Article 42. Tout déversement accidentel de ces produits doit être mentionné dans le rapport

de suivi. La date et l’heure du déversement, la quantité déversée et les mesures prises en

conséquence devront être précisées.

V.7 Santé des employés

Article 43. Dans un souci de préservation de la santé des employés, ceux opérant au niveau

des chambres froides doivent être équipées de vêtements de type polaire afin d’éviter l’effet

de forte variation de température.

Article 44. L’obligation de son personnel concernant le port des différents Equipements de

Protection Individuelle incombe au promoteur.

Article 45. Dans tous les cas, des visites médicales du personnel doivent être faites

annuellement. Ces dernières doivent tenir compte des postes occupés par chaque personne. Le

résultat du contrôle annuel sur l’état de santé des travailleurs est à annexer au rapport de suivi

environnemental.

XIV

V.8. Plan d’urgence

Article 46. Le promoteur est tenu de présenter le plan d’urgence de son unité dans le premier

rapport de suivi environnemental.

Article 47. Le rapport de surveillance environnementale de l’année concernée doit

Doit rapporter le plan d’urgence en vigueur dans l’entreprise et le cas échéant, les

modifications amenées en tant que de besoins.

Article 48. Le personnel doit être formé sur les mesures d’urgences en cas d’incident.

Article 49. Tout type d’incident devra être consigné dans le cahier de surveillance.

Article 50. Il est recommandé au promoteur de désigner des responsables pour les différentes

activités relatives à la mise en œuvre du plan d’urgence. La liste et les attributions des

responsables désignés doivent être affichées aux différents endroits pertinents à cet effet.

Article 51. Le nombre d’extincteur au sein de l’usine est à mettre, en conformité avec les

normes internationales APSAD R4 qui exige, au minimum une unité de base (correspondant à

un extincteur de 9 litres d’eau ou 9kg de poudre ABC ou 3 extincteurs de 5kg de CO2) par

atelier et local de 200 m2.

Les nombres et caractéristiques des extincteurs ainsi que leurs emplacements respectifs sont à

reporter dans les rapports de suivi environnemental successifs.

Article 52. Le personnel est ainsi à former sur le mode d’utilisation de ce dispositif de lutte

contre l’incendie. Mention en sera faite dans le premier rapport de suivi environnemental où

les détails sur la formation et les participants devront être en annexe.

V.9. Plan social

Article 53. Pour assurer l’effectivité de l’intégration du projet dans l’environnement

économique et social de la région, et en guise de compensation aux nuisances induites par les

activités de l’unité, le promoteur s’est engagé et a ainsi l’obligation de prendre en

considération les préoccupations soulevées par des représentants de la population riveraine et

des autorités de proximité, notamment :

- Recrutement de la main d’œuvre local dans la limite de leurs compétences ;

- Appui aux populations locales pour la création d’une association des petits pêcheurs

afin de promouvoir les ventes ;

- La construction de bâtiment à deux salles de classes en vue d’une Ecole.

Les détails sur les activités entreprises dans ce cadre sont à envoyer à l’ONE après visa par le

maire de la commune.

Article 54. Par ailleurs, un programme de sensibilisation, de communication et d’éducation

sur l’environnement, sur le projet ainsi que sur la prévention et la lutte contre le VIH/SIDA

XV

doit être assuré par le promoteur à l’attention de la population locale. Le procès-verbal des

séances conduites dans ce cadre est à annexer au rapport de suivi environnemental.

Article 55. Les actions d’intégration sociale doivent être menées en continu durant toute la

phase du projet. Les résultats dans ce cadre sont à reporter systématiquement dans les rapports

environnementaux successifs.

V.10. Plaintes

Article 56. Toute plaine collectée par le promoteur doit être enregistrée dans un registre

ouvert à cet effet et tenus au niveau de la commune concernée. On entend par plainte toute

doléance écrite ou verbale reçue par le promoteur des personnes physiques et/ou morales sur

son site d’exploitation ou dans le cadre de la conduite de ses activités.

Article 57. Une copie de toute plainte écrite doit être annexée dans le rapport

environnemental du projet. Toute plainte verbale, par contre, doit être consignée dans le

registre de plainte. Le registre des plaintes devra mentionner les inscriptions suivantes :

Date Description de la plainte

Description des ententes et autres mesures prises

Nom et N° CIN du plaignant

Signatures Observations Plaignant Autorité

locale Promoteur

V.11 Fermeture

Article 58. Le promoteur est tenu d’aviser l’ONE avec copie au ministère chargé de

l’environnement et au ministère chargé de l’industrie de la décision de cessation temporaire

de ses activités ou de la fermeture définitive de son projet, ce dans un délai d’au moins deux

(2) mois au préalable.

Article 59. Conformément aux dispositions du décret n°99-954 du 15 décembre 1999

modifié par le décret n° 167-2004 du 03 février 2004, relatif à la mise en comptabilité des

investissements avec l’environnement (MECIE), à la fin de l’exploitation ou fermeture avant

terme de ses activités, le promoteur doit mener un audit environnemental de son site

d’exploitation.

Article 60. Le dossier d’audit doit être soumis à l’ONE, pour évaluation, en concertation avec

le ministère chargé de l’environnement, le ministère de tutelle et éventuellement avec tous

autres ministères sectoriels ou organismes intéressés par le projet. Ledit dossier doit être

accompagné d’une demande de quitus environnemental adressée à l’office national pour

l’environnement.

Pour le promoteur pour l’Office national

Pour l’Environnement (ONE)

XVI

Nom et Prénoms :

Fonction :

Signature (précédée de la mention « lu et approuvé »)

V.12 Fiche de diagnostic

Date : De : Bassin N°

Espèces : Stade : Source : nature produit par

Problèmes :

Condition : vif / fraichement congelé / âgé/ congelé : mort/ non bond / affecté

Nombre d’échantillon individus

PC (g) LC (mm)

N°1 : 4 : N°1 : 4 :

N°2 : 5 : N°2 : 5 :

N°3 : 6 : N°3 : 6 :

Conclusion externes : (couleur, pourrissement, autres anomalies) N=normal

Corps : N/ Queue : N/

Appendices : N/ Œil : N/

Branchies : N/ pattes : N/

Autres :

Conclusions internes : (« watmount » sous microscope)

Branchies : N/

Lésions :

Bactériologie

Frottis :

Isolement : milieu ; temps d’incubation

Résultat (date : / /)

Viriologie : examinée par la méthode de

Histologie : organes : fixé avec :

Conclusions :

Evaluation

PUBLICATION

International Journal of Food Science and Nutrition Engineering 2015, 5(3): 101-114 DOI: 10.5923/j.food.20150503.01

An Evaluation Study of the Cultivation of Spirulina in the Area of Sambirano, Madagascar

Zafilaza Armand1, Andriantsimahavandy Abel1, Ramamonjisoa Daniel Joseph1, Andrianainarivelo Mahandrimanana 2,*

1University of Antananarivo Madagascar, Faculty of Sciences, Department of Fundamental and Applied Biochemistry

2University of Antananarivo Madagascar, Faculty of Sciences, Department of Inorganic Chemistry and Physics Chemistry

Abstract The area of Sambirano is very favourable to the cultivation of Spirulina. The climates, salinity, the pH, the structure of the ground allow the cultivation of Spirulina. The results show that the rates of the components are not differing in the South from Madagascar. Therefore, to ensure and stabilize the components, it is necessary to set up the method HACCP and the strict method of conservation.

Keywords Spirulina, Physico, Chemical Analysis, Microbiological Study

1. Introduction

Sambirano is in the northewest, District of Ambanja in the region DI.A.N.A. The climate is rainy. The pH, the salinity and the turbidity are favorable to the cultivation. Spirulina is easy to cultivate but requires adequate parameters to develop. A potential problem of Spirulina production in open system is the hazard of water contamination with pathogenic organisms. Handling of the product during processing, harvesting and drying, can also result in microbial contamination. The final microbial load of the product will therefore depend on how carefully the culture and product are handled at the various stages of production [7]. Only good manufacturing practices and direct analysis of microbial flora as well as concentration in each lot of product can guarantee the safety of the product. The final product should meet microbiological standards set by the various national and international standards [7, 14].

The production of high quality Spirulina therefore requires the use of high-grade nutrients and routine analysis of heavy metals in the culture medium and the product. This is particularly important in situations where food-grade Spirulina is produced from open-ponds or natural lakes [7, 23, 41].

Our study is based in the two more or less different cultivations. One is cultivated in the natural environment (Mn) and the other in the improved natural environment (MnA). That’s why the main aim of this work is physicochemical analysis of the two samples and follow-up

* Corresponding author: m.andria@moov.mg (Andrianainarivelo Mahandrimanana) Published online at http://journal.sapub.org/food Copyright © 2015 Scientific & Academic Publishing. All Rights Reserved

the microbiological analysis. This study is divided into three parties. Firstly, bibliographical study. Second is devoted to the methods of analysis followed by results of the parameters physicochemical and microbiological before and after the conservation. Third, the discussion and finally the conclusion.

2. Material and Methods

2.1. Description of the Study Area

Sambirano is an area in the Northwest of Madagascar, in the region of Diana. The name refers to the Sambirano Valley as well as the Sambirano River which runs from the foothills of the Tsaratanana Massif into the Ampasindava Bay where it joins with the Ramena River, south of Ambanja. Due to the proximity of the Tsaratanana mountain range and trade winds, a particular micro-climate occurs in the Sambirano region. During the rainy season, the river floods and deposits extremely fertile alluvia along its river banks, providing ideal conditions for many types of crops, especially cacao.

The rainfall is approximately, 2,000 mm per year in the Sambirano area in the northwest. The temperatures at higher elevations are mainly moderate, between 15° and 25°C. There is a cool, dry season between July and September and a warmer wet season during the rest of the year.

2.2. Morphology and Taxonomy

a) Morphology

Spirulina is symbiotic, multicellular and filamentous blue-green microalgae with symbiotic bacteria that fix nitrogen from air. Spirulina can be rod- or disk-shaped. Their main photosynthetic pigment is phycocyanin, which is blue

International Journal of Food Science and Nutrition Engineering 2015, 5(3): 101-114 102

.

in colour. Spirulina are photosynthetic and therefore autotrophic. Spirulina reproduce by binary fission. The helical shape of the filaments (or trichomes) is characteristic of the genus and is maintained only in a liquid environment or culture medium. The presence of gas-filled vacuoles in the cells, together with the helical shape of the filaments, result in floating mats. The trichomes have a length of 50 to 500 µm and a width of 3 to 4 µm. Under light microscopy, the blue-green non-heterocystous filaments, composed of vegetative cells that undergo binary fission in a single plane, show easily visible transverse cross-walls.

Filaments are solitary and free floating and display gliding motility. The trichomes, enveloped by a thin sheath, show more or less slightly pronounced constrictions at cross-walls and have apices either slightly or not at all attenuated [11, 16].

Spirulina is characterized by its regularly coiled trichomes. Under some conditions of temperature and pressure, its helical filaments can convert to abnormal morphologies, such as irregularly curved and even linear shapes, that are considered as a permanent degeneration that could not be reversed. However, the linear filaments of Spirulina platensis could spontaneously revert to the helical form with the same morphology as the original filaments. The ultra-structural, physiological, and biochemical characteristics of linear filaments are different from those of the original filaments, whereas they are the same for the reverted and the original filaments [40].

Spirulina is naturally found in tropical regions inhabiting alkaline lakes (pH 11) with high concentration of NaCl and bicarbonates [31].

4. Risk Evaluation Microbial Contamination

a) Studied Samples

– powder of Spirulina coming from the natural environment (Mn)

– powder of Spirulina coming from the improved natural environment (MnA).

b) Types of the studied microbes

– aerobic flora mésophile total with 30°C – Coliforms totals with 30°C – Escherchia colib-glucuronidase (+) with 37°C – Staphilococca coagulases (+) with 37°C – bacteria sulfitoreducer with 37°C – yeasts and moulds with 25°C – Salmonella [3-5]

c) Mother solution

One takes 10g of Spirulina and to add 90g plugged peptoned water. The unit is to crush during 60s with the STOMACHER. After the solution mother is sudden a serie of decimal dilutions b) Way of calculating – in-depth sowing [2-5].

N = ∑ ����

����−����.����

N = ∑ ����

����(����1 +0.1 ����2)���� ∑ ����

b) Taxonomy

According to the classification in Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology, Spirulina belongs to the

ou N =

N: Number of colonies

����−����.����

oxygenic photosynthetic bacteria that cover the groups Cyanobacteria and Prochlorales, which are, by phylogeny, related to the sequence of the rRNA (ribosomal ribonucleic acid) sub-unit 16s. As a function of the sequence data of this sub-unit and the rRNA sub-unit 5s, these prokaryotes are classified within the Eubacteria group.

3. Qualitative Analysis

The spirulina is cultivated in the North of Madagascar beside mangrove swamp called “Fasira”.

The sum of Ufc in two dilutions V: Volume of inoculum ensemenced n1: number of limp of the 1st dilution D: factor of dilution corresponds to the 1st dilution n2: numbers of limp of the second dilution N: number of limps

– sowing on the surfaces [2-5] for the Staphilococcus coagulase (+)

N = ∑ ����

The chemical analysis of Spirulina is done in two more or less different samples. One sample coming in the improved natural environment and the other comes in the natural environment. The two samples are analyzed by

bc

c

����.1.1.����

bnc nc

spectrophotometer u.v. or atomic absorption spectrophotometer [6, 8, 13, 15, 32].

a = + c + . C

Ac: many mended characteristic colonies Anc: many mended noncharacteristic colonies bc: many colonies of positive characteristics of supposed Staphilococca bnc: colonies number noncharacteristic of supposed Staphilococca positive DC: many colonies characteristic of Staphilococca positive supposed for limp Sum of the columns of positive Staphilococca with coagulase identified in two limp. F: bypass ratio with the 1st dilution V: volume spread out over each limps

d) Method of enumeration of total aerobic flora mesophile

One takes 1 ml of the two marine solutions and his decimal dilutions coming from the two differents cultivation (Mn and MnA). They are put in limp of Petri. After one makes run 15 ml of PCA in limps and the unit is mixed while turning at least 6 times. After the mixture, let solidify the culture. Incubation is done with 30°C during 72 hours [3-5].

e) Method of enumeration of yeasts and moulds

One takes 0.1 ml of solutions marinates (SM) and his decimal dilutions of the two different cultures (Mn and MnA). The unit is inoculated on the surface of limp of Petri. Container of cultivation OGA. They are incubated at room temperature (25°C) during 5 days. The reading of the colonies is between 15 and 300 [4, 5].

f) Method of enumeration of the anaerobic bacteria sulfitoreducer

One takes 5 ml of the marine solution (SM) of the two cultures (Mn and MnA) and to put in a tube of 20 mm. After, make a dilution of 10-1 and take 5 ml of the dilution of the two cultivation and put in a tube of 20 mm. Run in a tube approximately 20 ml of TSC and the unit is carefully mixed

while turning the wrist at least 8 times. After this mixture, let solidify them. Incubation is done with 37°C during 24 to 48 hours in the study.

g) Method of enumeration of Escherichia coli-glucuronidase

One takes 10 ml of SM of the two different cultures and to put in six limp of Petri in the proportion of 2 limp X 1.6 ml and 4 limp X 1.7 ml.

Secondly, one takes 10 ml of decimal dilution of the two different cultivation (Mn and Mn A) and to put in six limp of Petri in the proposal of 2 limps X 1.6 ml and 4 limp X 1.7 ml.

In two cultures, make run approximately 15 ml of cultivation TBX in limp of Petri. The unit is mixed while turning at least 6 times the wrist. Let it solidify, the incubation is made with 44°C during 24 hours in the drying oven [5].

h) Method of enumeration of coliforms total

One takes 2 X 1 ml of SM coming from the two different cultivation (Mn and Mn A). They are senescences in two limps of Petri.

Then, make a dilution 10-1 and take 2 X 1 ml of two dilutions in different cultures to sow in 2 limp of Petri.

In two cultures, make run approximately 15 ml of culture VRBL. The unit is mixed while turning at least 6 times the wrist. Let the unit solidify itself and after addition a second layer of in-top culture. Let it solidify, the incubation is done with 30°C during 24 hours in the drying oven [3].

i) Method of enumeration of positive Staphilococca coagulases

One takes 0.1 ml of SM coming from the two different cultivation (Mn and MnA). And make run in limps of Petri containing of cultivation BP (Baird-Parker agar). Incubation is done with 37°C during 48 hours [2-5].

d) Method of enumeration of Salmonella

rate

(mg

)

5. Results of Analyses

Qualitative analysis before the conservation

a. Rates of minerals in 100g of Spirulina

Elements(mg) Spirulina MnA Spirulina Mn

Na 30 25

P 820 730

K 1500 1200

Ca 1400 1200

Cu 0,5 0,9

Fe 60 55

Mg 200 170

Mn 2 2,5

Zn 2,5. 3,5

Pb 0,2 0,4

Al 0,3 0,7

Co 0,1 0,2

1600

1400

1200

1000

800

600

400

200

0

Na P K Ca Cu Fe Mg Mn Zn Pb Al Co

Spirulina MnA

Spirulina Mn

The results show that the rates of the minerals K, That, Na, Mg, P in cultivated Spirulina in the improved natural

environment are higher compared to the natural environment. But, for heavy minerals like Pb, Al, Cu, Co, Zn, the rates are higher in Spirulina than the natural environment compared to Spirulina cultivated in the natural environment improved except for Iron (Fe).

According to the analysis the differences are due to the levels of water change is the cleanliness of culture. The water sea renewal after each harvest improves of rate salinity and the pH which influences on the level of parameters of composition of minerals in Spirulina. As in the improved natural culture the rate of salinity and pH is stable. Thus, the formation of minerals inside Spirulinase unroll normal.

If rate salinity and pH vary, the mineral formation varies too. However, the variation of formation is due to the pollution of the culture which causes the increase in heavy metals in Spirulina cultivated in the natural environment. Thus the stability of the mineral rates present in Spirulina depends of the physicochemical parameter of the culture.

b. Rates of Lipids in 100g of Spirulina

Lipids (g) Spirulina MnA Spirulina Mn

Free fat acids

Glycerids

Triglycerids Diglycerids

Monoglycerids

0,07

0,25

0,15

0,09

0,10

0,05

0,20

0,10

0,07

0,09

rate

(g)

rate

(g)

0.3

0.25

0.2

0.15

0.1

Spirulina MnA

Spirulina Mn

0.05

0

free fatty acid Glyceride Triglyceride Diglyceride Monoglyceride

The content of fat in Spirulina cultivated in the improved natural environment is higher by Spirulina report cultivated in the natural environment. The difference between of the two cultures is due to the level of sea water, i.e. physicochemical parameter of the affected culture influences it the formation of the components of the cells.

a. Rates of pigments in 100g of Spirulina

The table shows some trace or the presence of pigments in Spirulina.

Elements (g) Spirulina MnA Spirulina Mn

β- carotenoid 0,19 0,15

Chlorophylle A 0,76 0,61

Chlorophylle B 0,10 0,09

Xanthophylle 0,18 0,17

0.8

0.7

0.6

0.5

0.4

0.3

0.2

0.1

0

β- carotène Chlorophyll

A

Chlorophyll Xanthophyll

B

Spirulina MnA

Spirulina Mn

The β- carotenoid is always the majority pigment in Spirulina. One notices also the presence of high rate of chlorophyl A compared to Chlorophyl B.

The rate of 4 identified elements is varied from culture to the other. The rate of β- carotene in MnA is high compared to mn. Thus, the chlorophyl A rate and B are higher in MnA compared to

mn. But in the two cultures mn and MnA, the Xanthophyll rate does not vary

b. Rates of Proteins in 100g of Spirulina

The proteins remain a very abundant and very important element in the Composition of the components of Spirulina.

Elements(g) Spirulina Mn SpirulinaMnA

Protein

Nitrogen

58

9

61

10

rate

(g)

70

60 50 40 30 20 10

0

Spirulina Mn

SpirulinaMnA

Protein 58 61

Nitrogen 9 10

The protein rate varies according to the culture. But the other proteins which constitute some part of total proteins.

a. Composition in amino-acids of total proteins in 100g of Spirulina

In the result, one notices the presence of many essential amino-acids.

aminoacids (mg) Spirulina Mn SpirulinaMnA

aspartic Acid 10,14 11

Threonine 4,8 5,4

Serine 4 4,8

glutamic Acid 12,5 16,3

Valine 6,2 7,5

Hydroxylisine 0 0,5

Methionine 1,9 2,2

Isoleucine 6,1 6,4

Leucine 9,0 10,4

Tyrosine 4,3 5,0

diaminopimelic Acid Trace Trace

Phenylalanine 5,1 5,4

Lysine 6,6 4,4

Histidine Trace 1,8

Arginine 9,1 9,5

Alanine 7,2 7,6

Glycine 5,7 5,4

Proline 4,8 3,7

rate

(mg

)

The rate various amino-acids in two stocks different coming from the two different cultivation vary from one cultivation to another. The presence of the essential acids justifies the protein importance in Spirulina. The living beings need the amino-acids especially the essential amino-acids. With the education level of the amino-acids in Spirulina, it appears that 99% of rate of amino-acids, present in the natural environment improve is higher compared to the natural environment.

a. Rates of Vitamins in 100 g of Spirulina

The table shows the interesting vitamins in Spirulina

Vitamin (mg) Spirulina Mn Spirulina MnA

Vitamin B1 4,00 43

Vitamin B2 3,7 4

Niacine 6,7 6,8

Vitamin C 9,0 10

Vitamin B12 0,12 0,13

Vitamin pp Trace Trace

Pyridoxin B6 0,32 0,30

folic Acid 0,034 0,056

Inositol 34 39

∝- Ca pantothenate 0,15 1,12

45 40 35 30 25 20 15 10 Spirulina Mn

5

0 Spirulina MnA

The vitamins in Spirulina remain with a very small rate or with the state of trace. The rate of vitamins varies one with the other. One notice in the stock coming from MnA, the rate of the vitamins are higher compared to Mn. That explains why the physicochemical parameters influence the formation of the vitamins in Spirulina. B. Qualitative Analysis after the conservation a) Rates of minerals in 100g of Spirulina

Spirulina MnA Spirulina Mn

months Minerals (mg)

2

3

6

2

3

6

Na 28 23 15 25 20 12

P 800 750 500 700 650 400

K 1300 1100 952 1120 1000 750

Ca 1250 1100 800 1150 1001 620

Cu 0,4 0,2 0,1 0,7 0,5 0,3

Fe 60 52 35 55 45 31

Mg 188 150 79 168 145 68

Mn 1,8 0,9 0,3 2 1,2 0,5

Zn 2 1,02 0,5 2,4 2 1,5

Pb 0,12 0,06 0,02 0,2 0,09 0,03

Al 0,2 0,1 0,03 0,3 0,12 0,4

Co 0,09 0,06 0,01 0,1 0,07 0,02

1400

rate

(mg

)

1200

1000

800

600

400

200

0

Na

P

K

Ca

Cu

Fe

Mg

Mn

Zn

Pb

Al

Co

Spirulina MnA 2 28 800 1300 1250 0.4 60 188 1.8 2 0.12 0.2 0.09

Spirulina MnA 3 23 750 1100 1100 0.2 52 150 0.9 1.01 0.06 0.1 0.06

Spirulina MnA 6 15 500 952 800 0.1 35 79 0.3 0.5 0.02 0.03 0.01

Spirulina Mn 2 25 700 1120 1150 0.7 55 168 2 2.4 0.2 0.3 0.1

Spirulina Mn 3 20 650 1000 1001 0.5 45 145 1.2 2 0.09 0.12 0.07

Spirulina Mn 6 12 400 750 620 0.3 31 68 0.5 1.5 0.03 0.04 0.02

After the conservation, the rates of minerals decrease almost 3/4 and especially the minerals very volatile like Ca,

Mg.

a) Rates of Pigments in 100g of Spirulina

Spirulina MnA Spirulina Mn

months

Pigments (g)

2

3

6

2

3

6

β-carotenoid 0,17 0,14 0,05 0,15 0,09 0,02

Chlorophylle A 0,70 0,55 0,30 0,59 0,40 0,25

Chlorophylle B 0,09 0,05 0,02 0,08 0,04 0,01

Xanthophylle 0,11 0,06 0,03 0,10 0,05 0,02

International Journal of Food Science and Nutrition Engineering 2015, 5(3): 101-114 110

rate

(g)

c. Rates of Lipids in 100g of Spirulina

Spirulina MnA Spirulina Mn

Months

Lipids

2

3

6

2

3

6

Free fat acid 0,06 0,04 0,02 0,04 0,02 0,01

Glycerids 0,23 0,15 0,10 0,19 0,16 0,09

Triglycerids 0,14 0,12 0,09 0,09 0,07 0,05

Diglycerids 0,08 0,06 0,03 0,06 0,04 0,02

Monoglycerids 0,09 0,07 0,04 0,09 0,06 0,04

0.25

0.2

0.15

0.1

0.05

0

2 3 6

Spirulina MnA

2 3 6

Spirulina Mn

Free fatty acid 0.06 0.04 0.02 0.04 0.02 0.01

Glyceride 0.23 0.15 0.1 0.19 0.16 0.09

Triglyceride 0.14 0.12 0.09 0.09 0.07 0.05

Diglyceride 0.08 0.06 0.03 0.06 0.04 0.02

Monoglyceride 0.09 0.07 0.04 0.09 0.06 0.04

d) Rates of amino-acids in 100g of Spirulina

Spirulina MnA Spirulina Mn

months amino Acid (g)

2

3

6

2

3

6

aspartic Acid 10 8 5 9 7 4

Threonin 5 4 2 4,2 3 1,5

Serin 4 3 1,9 3,5 2,2 1

glutamic Acid 15,6 13,5 10,5 11,5 9 7,5

Valin 7 5 3,5 6 4,2 2,06

Hydroxylisin 0,4 0,2 0,09 0 0 0

Methionin 2 1 0,07 1,3 0,09 0,05

Isoleucin 6 5,2 3,02 5,02 4 2,01

Leucin 10 8,60 5,2 9 7,5 4,08

Tyrosin 4,09 3 2,01 3,75 2,5 1,07

diaminopimelic Acid 0,001 0 0 0 0 0

Phenylalanin 5 4,02 3 4 3,7 2,02

Lysin 6,02 5 3,5 5,5 4 2,99

Histidin 1,5 0,09 0,02 0,001 0 0

Arginin 9 8,5 7 8 6 5

Alanin 7 6 4,5 6 4,5 3,09

Glycin 5,2 4,03 3 5,5 4,1 3,5

Prolin 3,2 2,8 1,5 3,4 2,9 2

d) Rates of Vitamins in 100g of Spirulina

Spirulina MnA Spirulina Mn

Months

Vitamins(mg)

2

3

6

2

3

6

Vitamin B1 4 3 1,9 3,8 2,7 1

Vitamin B2 3,7 2,01 1,3 3 2 1,03

Niacine 6,2 4,9 2,2 6 4 2

Vitamine pp 0,001 0 0 0,001 0 0

Pyridoxine B6 0,29 0,18 0,10 0,30 0,22 0,13

folic Acid 0,05 0,03 0,01 0,04 0,02 0,009

Inositol 38 36 30 37 35 28,5

α-Ca pantothenate 1,10 0,09 0,05 0,15 0,08 0,04

Vitamin C 9 8 3,5 8 6,8 3

Vitamin B12 0,11 0,08 0,04 0,10 0,075 0,03

C- Microbiological analysis after ten days of conservation

The test of microbiological is done in two different cultivation microbiological

a) Quality in the natural environment (Mn)

The criteria are referred in the dehydrated crop products. The presence of aerobic flora mesophilic total in Spirulina marks the presence of many micro-organisms. In other case the presence of Staphilococcus marks the presence of toxin. The Sulfitoreducer bacteria are very abundant in Spirulina cultivated in the natural environments. This presence marks the contamination by faeces and the hygienic quality of adopted technology is not clean.

Samples

01

02

03

04 UE

standard

All Aerobic mesophilic Flora at 30°C/g

2.105

4.106

105

3.106

105

All Coliforms at 30° C / g Ne = 10 Ne = 11 Ne = 15 Ne = 10 100

Escherichia coli β-glucuronidase (+) at 44°C/g

11

12

10

13

10

Staphylococcus coagulases (+)

at 37°C/g

111

97

112

100

100

Bacteries sulfitoreducer

at 37°C/g

1,4.103

1,4.103

7.103

1,4.103

104

Yeasts and moulds at 25°C/g 9.103 10.103

7.103 12.103

104

Salmonella at 25°C/g Absence Absence Absence Absence Absence

Conclusion per sample unsatisfied unsatisfied unsatisfied unsatisfied

4000000

3500000 N

3000000 u

m 2500000

b 2000000

e 1500000 r

1000000

500000

0

Samples 1

Samples 2

Samples 3

Samples 4

Samples UE

According to the microbiological analysis, the 4 analyzed samples of Spirulina are nonsatisfactory. b) Microbiological quality in the improved natural environment (MnA)

The rate of aerobic flora mesophilic total in the improved natural environments is about equal to the limit of standard

EU. The rate varies between 2.104 to 8.104. We note that majority of aerobic flora mesophilic total is composed by halophile germs.

In the pathogenic micro-organisms Coliforms totals

and Staphilococca coagulases are lower than 100. With

regard to the Bacteria sulfitoreducer, the rate is limited

to the standa

of EU between 8 to 10. They are in proportion high and are likely to produce toxins. But the presence of bacteria sulfitoreducer, in Spirulina put in question because Spirulina sharp in a high salinity and constitutes nitrite which are used as sources of nitrogen. Thus the bacteria are non-existent in the culture of development and can be brought outside.

According to the two tables giving the microbiologic quality of Spirulina, the presence or not of micro-organism pathogenic depends on the microbiological quality of the water of washing. But for the sulfitoreducer which are not present in the culture media, the operation of drying is rather responsible for the post contamination because it is carried out in a traditional way on trays of the free air. The products are thus exposed to all the vectors of contamination. And as these germs are the telluric ones i.e. live in the ground and of the table companions of the intestine thus are in the feces, they can thus be brought by dust, the winds, the insects, equipment and the manipulators.

5. Discussion

Spirulina is a very complete food, but one some remark on the level of the two different cultivation. The rates of heavy metals are increased in the cultivation of Spirulina Mn compared to the Spirulina MnA. Therefore, the difference comes from sea water and is in hiding. Even of another element like the pigments, the amino-acids, the lipids and the protein are important in the natural cultivation compared to the improved natural cultivation. The microbiological analysis show that the number of bacteria in the improved natural environment is satisfactory compared to the standard of European Union. On the level of conservation, Spirulina loses almost 3/4 of value of the components after 6 months of conservation. The fall of this rate comes from mode of conservation and preparation. Therefore, for the cultivation, the natural environment is advised for the interested party with the cultivation of Spirulina. Our study is made in the North of Madagascar, therefore the results are very satisfactory that it is on the level of the physicochemical parameters, that it is on the level biochemical parameters.

6. Conclusions

The area of Sambirano is very favorable to the cultivation of Spirulina. The climates, salinity, the pH, the structure of the ground allow the cultivation of Spirulina. The results show that the rates of the components are not differing of those from the South of Madagascar. Therefore, to ensure and stabilize the components, it is necessary to set up the method HACCP and the strict method of conservation.

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Name: ZAFILAZA

First name: Armand

Title: « Survey of the Spirulina composition grown in the North of Madagascar and manufacture of a Bio food for shrimps to basis of Tacca leontopetaloïdes and Spirulina ».

Abstract

The middle of culture is a factor determining for the chemical compositision and the microbiological quality of the Spirulina. In the setting of the present thesis, two surroundings are used: the natural habitat (Min.) and the improved natural habitat (MnA).

For the natural habitat (Min.) the quality of microbiological of Spirulina after the storage is not satisfying while in the improved natural habitat (MnA) it is in the norm of the European union(EU). However, in the two surroundings Salmonella is absent.

The nutritional value, Spirulina of this survey doesn't differ to the other cultures in different regions of the island, but the rate of proteins is particularly increased, superior to 64%.

The Kabija is a food rich in glucide. It constitutes a food of substitution for the farmers in the bush during the period of soldering. However, it contains anti-nutritional factors as oxalates, the polyphenols and saponines that can be eliminated however at the time of the preparation of the starch. This last remains delicate and must be entrepised aside from tuote microbiological infection and of all other factor of change (humidity, bugs…).

After 1 less storage, the microbiological quality is not satisfying but Salmonella is absent.

A Bio food for the shrimps is prepared by a mixture of "Spirulina" with the starch of" Kabija ". This Bio food proves to be very efficient for the culture of shrimps. For the juvenile shrimps it is used as granules keep their integrity without disintegrating during 3 hours about in various types of used waters. This persistence allows them to be located by the animals in culture. At the end of 90 days of culture, the weight of the Bio shrimps can reach 25 to 35g. The Biofood allows pérmet a culture without chemical additive and contribute to protect the environment.

Keys words : "Kabija" Tacca leontopetaloides, Spirulina, Bio food, Bio crevetticulture,

Coaches Professor: ANDRIANTSIMAHAVANDY Abel

Doctor : RAMAMONJISOA Daniel

Nom : ZAFILAZA

Prénom : Armand

Titre : « Etude de la composition de Spirulina cultivée dans le Nord de Madagascar et fabrication d’un aliment Bio pour crevettes à base de Tacca leontopetaloïdes et Spirulina ».

RESUME

Le milieu de culture est un facteur déterminant pour la compositision chimique et la

qualité microbiologique de la Spirulina. Dans le cadre de la présente thése, deux milieux

différents sont utilisés : le milieu naturel (Mn) et le milieu naturel amélioré (MnA).

Pour le milieu naturel (Mn) la qualité de microbiologique de Spirulina après le stockage

n’est pas satisfaisante tandis que dans le milieu naturel amélioré (MnA) elle est dans la norme

de l’Union Européenne (UE). Toutefois, dans les deux milieux Salmonella est absente.

La valeur nutritionnelle, de Spirulina de cette étude ne diffère pas de celle des autres

cultures dans différentes régions de l’Ile, mais le taux de protéines est particulierement élévé,

supérieur à 64%.

Le Kabija est un aliment riche en glucide. Il constitue un aliment de substitution pour

les cultivateurs dans la brousse pendant la période de soudure. Cependant, il contient des

facteurs anti-nutritionnels tels que des oxalates, des polyphenols et des saponines qui peuvent

toutefois être éliminés lors de la préparation de la fécule. Cette dernière reste delicate et doit

etre entrepise à l’écart de toute infection microbilogique et de tout autre facteur d’altération

(humidité, insectes…).

Après 1 moins de stockage, la qualité microbiologique n’est pas satisfaisante mais

Salmonella est absente.

Un aliment Bio pour les crevettes est préparé par un mélange de « Spirulina » avec de

la fécule de « Kabija ». Cet aliment Bio se révèle très efficace pour la culture de crevettes.

Pour les crevettes juvéniles il est utilisé sous forme de granulés. Ces granulés gardent leur

intégrité sans desagréger pendant 3 heures environ dans divers types d’eaux utilisées. Cette

persistance leur permet d’etre repérér par les animaux en culture. Au bout de 90 jours de

culture, le poids des crevettes Bio peut atteindre 25 à 35g. L’aliment Bio pérmet une culture

sans additif chimique et contribue à protéger l’environnement.

Mots- clés : « Kabija » Tacca leontopetaloides, Spirulina, aliment Bio, crevetticulture

Bio

Encadreurs Professeur : ANDRIANTSIMAHAVANDY Abel

Docteur : RAMAMONJISOA Daniel