EXPERTISE ET PRESTATIONS DE SERVICE QUALITE ......Immunohistochimie, rapport global définitif 2019/2. Date de publication: 17/ 01/2020. FORM 43/124/F V13 2/12 ISSN: 2294-3390 GROUPE

EXPERTISE ET PRESTATIONS DE SERVICE QUALITE DES LABORATOIRES

COMMISSION D’ANATOMIE PATHOLOGIQUE

GROUPE DE TRAVAIL EEQ

EVALUATION EXTERNE DE LA QUALITE ANALYSES D’ANATOMIE PATHOLOGIQUE

Sciensano/Immunohistochimie/7-FR Expertise et prestations de service Qualité des laboratoires Rue J. Wytsman, 14 1050 Bruxelles | Belgique www.sciensano.be

RAPPORT GLOBAL DEFINITIF

IMMUNOHISTOCHIMIE – CD34/TTF1

ENQUETE 2019/2

Immunohistochimie, rapport global définitif 2019/2. Date de publication: 17/01/2020. FORM 43/124/F V13 2/12

ISSN: 2294-3390

GROUPE DE TRAVAIL EEQ

Sciensano

Secrétariat TEL: 02/642.55.21 FAX: 02/642.56.45

Vanessa Ghislain Coordinateur d’enquête

TEL: 02/642.52.08

e-mail: [email protected]

Anne Marie Dierick Coordinateur d’enquête remplaçant

TEL: 02/642.53.95

e-mail: [email protected] Membres groupe de travail EEQ Institution

Gabriela Beniuga IPG (Gosselies)

Bart De Wiest OLV (Aalst)

Bart Lelie AZ-ZENO (Knokke-Heist)

Marie-Paule Van Craynest Hôpital Erasme (Anderlecht)

Une version provisoire de ce rapport a été transmise aux membres du groupe de travail EEQ le : 13/01/2020. Ce rapport a été discuté lors de la réunion du groupe de travail EEQ du : /. Tous les rapports sont également consultables sur notre site web: https://www.wiv-isp.be/QML/Anapath/external_quality/rapports/_fr/rapports.htm

Autorisation de diffusion de rapport: Par Vanessa Ghislain, coordinateur d’enquête, le 17/01/2020.

mailto:[email protected]

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https://www.wiv-isp.be/QML/Anapath/external_quality/rapports/_fr/rapports.htm


TABLE DE MATIERES

1. Introduction .................................................................................................................................................... 4 1.1. Objectif de l’EEQ ....................................................................................................................................... 4 1.2. Activités sous-traitées ................................................................................................................................ 4 1.3. Matériel de l’EEQ ....................................................................................................................................... 4 1.4. Demande ................................................................................................................................................... 4 1.5. Formulaire de réponse ............................................................................................................................... 4

2. Relecture ......................................................................................................................................................... 5 2.1. Critères généraux ...................................................................................................................................... 5 2.2. Critères spécifiques par épitope ................................................................................................................ 5

2.2.1. CD34 ................................................................................................................................................5 2.2.2. TTF1 .................................................................................................................................................5

2.3. Evaluation finale ........................................................................................................................................ 6 3. Résultats ......................................................................................................................................................... 6

3.1. Participation à l’EEQ .................................................................................................................................. 6 3.2. Aperçu des résultats .................................................................................................................................. 6 3.3. Résultats par anticorps .............................................................................................................................. 7

3.3.1. CD34 ................................................................................................................................................7 3.3.2. TTF1 .................................................................................................................................................7

4. Discussion des résultats ............................................................................................................................... 8 4.1. CD34.......................................................................................................................................................... 8 4.2. TTF1 .......................................................................................................................................................... 9

5. Images ........................................................................................................................................................... 10


1. Introduction Ce document comprend un résumé ainsi qu’une discussion des résultats de l’évaluation externe de la qualité (EEQ) Immunohistochimie 2019/2 (CD34/TTF1) et un résumé des commentaires individuels et des recommandations.

1.1. OBJECTIF DE L’EEQ Cette EEQ avait pour objectif d’évaluer la qualité des colorations immunohistochimiques CD34 et TTF1.

1.2. ACTIVITÉS SOUS-TRAITÉES Le matériel tissulaire a été fourni par le laboratoire d’Anatomie Pathologique de l’hôpital OLV d’Alost.

1.3. MATÉRIEL DE L’EEQ Le matériel transmis comportait 2 coupes de paraffine non colorées avec des biopsies au trépan provenant des pièces opératoires. Les biopsies comportaient des tissus normaux ainsi que des tumeurs cliniquement pertinentes. Les biopsies ont montré différents niveaux d’expression de protéines (forte, modérée, faible, aucune expression). La coupe CD34 comportait des biopsies avec : 1. Foie 2. Appendice 3. Tumeur stromale gastro-intestinale (GIST) 4. Tumeur surrénalienne*

(*) Contrairement à ce qui était indiqué dans la lettre d’accompagnement, la biopsie 4 consistait en une tumeur surrénalienne et non un léiomyome. La coupe TTF1 comportait des biopsies avec : 1. Foie 2. Thyroïde 3. Poumon normal 4. Carcinome de la thyroïde 5. Poumon, carcinome épidermoïde 6. Poumon, tumeur carcinoïde atypique 7. Adénocarcinome du colon

L’homogénéité des échantillons a été testée par le laboratoire d’Anatomie Pathologique de l’hôpital OLV d’Alost. L’homogénéité a été vérifiée par contrôle microscopique de la coloration immunohistochimique à plusieurs niveaux (effectuée toutes les 30 coupes). Les échantillons ont été considérés comme homogènes (au sens où chaque entité de 2 coupes renferme une information identique) et stables jusqu’à la fin de la période d’analyse.

1.4. DEMANDE Il était demandé de réaliser les colorations CD34 et TTF1, selon les procédures habituelles du laboratoire. Le laboratoire pouvait ajouter son propre contrôle. Il était précisé que le traitement des échantillons devait être le même que celui des échantillons des patients, c.-à-d. qu’ils devaient être intégrés dans le circuit habituel des échantillons des patients.

1.5. FORMULAIRE DE RÉPONSE Il a été demandé de remplir un formulaire de réponse concernant les méthodes utilisées. Ce formulaire a été établi par le coordinateur d’enquête et a été joint aux lames.


2. Relecture L’évaluation des lames a été réalisée conjointement et simultanément par 3 pathologistes, dont 1 interne (le Dr. AM. Dierick, Sciensano) et 2 externes à Sciensano (le Dr. N. D’Haene et le Dr. V. Segers) et par le coordinateur d’enquête, Vanessa Ghislain (Sciensano). Dans ce but, les évaluateurs se sont réunis à la date du 22 octobre 2019 au CHU Brugmann à Bruxelles. Cette structure administrative et scientifique garantit la qualité et l’anonymat des résultats. Pour plus d’anonymat, les lames des laboratoires n’étaient pas identifiées par leur numéro de participant (QMLxxx), mais par un numéro aléatoire uniquement connu du coordinateur EEQ. Les témoins n’ont pas été évalués.

2.1. CRITÈRES GÉNÉRAUX Globalement, l’évaluation* est basée sur :

• la spécificité : un signal suffisant et spécifique doit être présent ; • le bruit de fond : en principe, une coloration immunohistochimique ne doit pas générer

de bruit de fond aspécifique ; • la morphologie : la coloration doit modifier le moins possible la morphologie.

(*) Référence : www.nordiqc.org

2.2. CRITÈRES SPÉCIFIQUES PAR ÉPITOPE

2.2.1. CD34 1) Foie :

• coloration (essentiellement membranaire) modérée à forte des cellules endothéliales des espaces portes et des cellules endothéliales sinusoïdales periportales (zone 1 sinusoïdes)

• aucune coloration des hépatocytes 2) Appendice :

• coloration (essentiellement membranaire) modérée à forte des cellules de Cajal de la musculeuse et des cellules stromales « fibroblast-like »

• aucune coloration des cellules épithéliales 3) GIST : coloration (essentiellement membranaire) forte de la majorité des cellules néoplasiques 4) Tumeur surrénalienne : aucune coloration des cellules néoplasiques Tous les tissus :

• coloration (essentiellement membranaire) forte de de la majorité des cellules endothéliales

• aucune coloration des cellules musculaires lisses

2.2.2. TTF1 1) Foie* : aucune coloration nucléaire 2) Thyroïde : coloration (nucléaire) forte de toutes les cellules épithéliales folliculaires (expression élevée) 3) Poumon normal :

• coloration (nucléaire) forte de tous les pneumocytes de type II, des cellules de Clara et des cellules basales des bronchioles terminales (expression élevée)

• coloration (nucléaire) modérée à forte de la majorité des cellules épithéliales cylindriques des bronchioles terminales (expression faible : contrôle de la sensibilité)

4) Carcinome de la thyroïde : coloration (nucléaire) modérée à forte de la majorité des cellules néoplasiques

http://www.nordiqc.org/


5) Poumon, carcinome épidermoïde♦ : au minimum une coloration (nucléaire) locale faible des cellules néoplasiques (contrôle de la sensibilité et de la spécificité) 6) Poumon, tumeur carcinoïde atypique : au minimum une coloration (nucléaire) modérée à forte de la majorité des cellules néoplasiques (contrôle de la sensibilité) 7) Adénocarcinome du colon : aucune coloration nucléaire (contrôle de la spécificité) (*) Coloration cytoplasmique des hépatocytes a été acceptée lors de l’utilisation de l’anticorps 8G7G3/1. (♦) L’absence de positivité dans la tumeur épidermoïde est acceptée pour un résultat optimal à condition que les autres critères soient rencontrés.

2.3. ÉVALUATION FINALE A chaque coloration a été attribuée une évaluation finale basée sur les critères* suivants :

• Optimal : coloration parfaite ou quasi parfaite pour tous les tissus • Bon : coloration suffisante pour tous les tissus ; néanmoins, une optimisation de la

méthode est possible pour améliorer la sensibilité et/ou le ratio signal-bruit de fond • Borderline : coloration insuffisante, p. ex. coloration globale trop faible ou coloration

faussement négative ou faussement positive pour un des tissus ; une optimisation de la méthode est nécessaire

• Insuffisant : coloration très insuffisante, p. ex. coloration faussement négative ou faussement positive pour plusieurs tissus ; une optimisation de la méthode est nécessaire et urgente

(*) Référence : www.nordiqc.org

3. Résultats 3.1. PARTICIPATION À L’EEQ Le taux de participation a été de 66/71 (93%).

Région

Nombre de laboratoires ayant reçu des coupes

(inscrits)

Nombre de laboratoires ayant renvoyé une coupe

CD34

Nombre de laboratoires ayant renvoyé une coupe

TTF1 Région Flamande 42 40 41 Région Bruxelloise 11 10 10 Région Wallonne 16 15 15 Sociétés pharm. 2 1 1 Total 71 66 67

3.2. APERÇU DES RÉSULTATS Les sociétés pharmaceutiques (fournisseurs des anticorps) n’ont pas été incorporées aux résultats.

Evaluation finale CD34 TTF1 Optimal 62 (95%) 20 (30%) Bon 3 (5%) 7 (11%) Borderline 0 39 (59%) Insuffisant 0 0 Total 65 66

http://www.nordiqc.org/


3.3. RÉSULTATS PAR ANTICORPS

3.3.1. CD34 Les sociétés pharmaceutiques (fournisseurs des anticorps) n’ont pas été incorporées aux résultats.

CD34

Clone N Fournisseur Optimal Bon Border-line

Insuf-fisant Acceptable*

Anticorps concentrés (n = 8)

ms QBEnd 10

6 Dako/Agilent Technologies 5 1 0 0 100%

2 Leica/Novocastra 2 0 0 0 2/2 Anticorps prêts à l’emploi (n = 56)

ms QBEnd 10

27 Dako/Agilent Technologies 26 1 0 0 100%

26 Cell Marque/Ventana/Roche

26 0 0 0 100%

3 Leica/Novocastra 3 0 0 0 3/3 Anticorps prêts à l’emploi et ensuite dilué (n = 1)

ms QBEnd 10 1 Dako/Agilent

Technologies 0 1 0 0 1/1 (*) optimal/bon ms = anticorps monoclonal de souris

3.3.2. TTF1 Les sociétés pharmaceutiques (fournisseurs des anticorps) n’ont pas été incorporées aux résultats.


TTF1

Clone N Fournisseur Optimal Bon Border-line

Insuf-fisant Acceptable*

Anticorps concentrés (n = 9)

ms SPT24 4 Leica/Novocastra 3 1 0 0 100% 1 Immunologic 0 0 1 0 0/1

ms 8G7G3/1 3 Dako/Agilent Technologies 0 0 3 0 0/3

1 Biocare 0 0 1 0 0/1 Anticorps prêts à l’emploi (n = 57)

ms 8G7G3/1 23 Dako/Agilent

Technologies 0 1 22 0 4%

10 Cell Marque/Ventana/Roche

0 0 10 0 0

ml SP141 20 Cell Marque/Ventana/Roche

15 4 1 0 95%

ms SPT24 4 Leica/Novocastra 2 1 1 0 75% (*) optimal/bon ms = anticorps monoclonal de souris ml = anticorps monoclonal de lapin

4. Discussion des résultats 4.1. CD34 • La coloration CD34 a été de qualité optimale ou bonne pour 65/65 participants (voir figure

1). • La coloration a été réalisée par automate par tous les laboratoires. • Une coupe de contrôle a été ajoutée par 26/65 participants (40%). • Le clone QBEnd 10 a été utilisé par tous les laboratoires. • Un anticorps concentré a été utilisé par 8/65 laboratoires (12%), un anticorps prêt à l’emploi

par 56/65 laboratoires (86%) ; un laboratoire a dilué un anticorps prêt à l’emploi (facteur de dilution 1/2) (voir figure 2).

• Le tissu de contrôle positif et négatif recommandé par NordiQC est le foie : les cellules

endothéliales des espaces portes et les cellules endothéliales sinusoïdales periportales


doivent présenter une coloration essentiellement membranaire modérée à forte. Aucune coloration ne doit être observée dans les hépatocytes.

4.2. TTF1 • La coloration TTF1 a été de qualité optimale ou bonne pour 27/66 participants (41%) (voir

figure 1). • La coloration a été réalisée par automate par tous les laboratoires. • Une coupe de contrôle a été ajoutée par 26/66 participants (39%). • Les clones les plus souvent utilisés sont le 8G7G3/1 (37/66 laboratoires soit 56%) et le

SP141 (20/66 laboratoires soit 30%). • Un anticorps concentré a été utilisé par 9/66 laboratoires (14%), un anticorps prêt à l’emploi

par 57/66 laboratoires (86%) (voir figure 3).

• Un résultat inadéquat (borderline) correspond dans tous les cas à une coloration insuffisante (<50% de positivité) de la tumeur pulmonaire carcinoïde. 36 des 39 résultats borderline ont été obtenus avec le clone 8G7G3/1. En effet, ce clone a une affinité significativement plus faible pour TTF1 et donc une sensibilité analytique inférieure par rapport aux clones SPT24 et SP141, pour la détection de l’adénocarcinome pulmonaire*. Par contre, ce clone a la spécificité la plus élevée*.

• Après l’enquête, NordiQC a également coloré la coupe (Leica, anticorps monoclonal de souris SPT24). NordiQC a confirmé nos critères d’évaluation (voir 2.2.2), notamment la coloration positive de la tumeur carcinoïde.

• Le tissu de contrôle positif recommandé par NordiQC est le poumon : les cellules épithéliales cylindriques des bronchioles terminales doivent présenter une coloration modérée à forte (expression faible), les pneumocytes de type II et les cellules basales épithéliales doivent présenter une coloration forte (expression élevée). Lors de de la validation initiale, une tumeur pulmonaire carcinoïde (généralement expression faible) devrait également être incluse comme contrôle positif. Le foie peut être utilisé comme contrôle négatif, cependant, une coloration cytoplasmique des hépatocytes est visible (et acceptée) lors de l’utilisation de l’anticorps 8G7G3/1.

(*) Références :

- NordiQC Assessment Run 46 2016 - Yatabe Y et al. Best Pracices Recommendations for Diagnostic Immunohistochemistry in Lung Cancer. J

Thorac Oncol. 2019;14:377-407


5. Images CD34

Coloration modérée à forte des cellules de Cajal de la musculeuse et des cellules stromales « fibroblast-like » de l’appendice ; coloration forte de la majorité des cellules néoplasiques du GIST

Coloration peu intense sur l’appendice et le GIST

Optimal

Bon


TTF1

Tumeur pulmonaire carcinoïde : au minimum une coloration modérée à forte de la majorité des cellules néoplasiques

Tumeur pulmonaire carcinoïde : coloration insuffisante (<50% de positivité)

Borderline Coloration NordiQC

Coloration NordiQC Borderline


Poumon normal : coloration (nucléaire) forte de tous les pneumocytes de type II, des cellules de Clara et des cellules basales des bronchioles terminales; coloration modérée à forte de la majorité des cellules épithéliales cylindriques des bronchioles terminales

Poumon normal : coloration peu intense

FIN

© Sciensano, Bruxelles 2020. Ce rapport ne peut pas être reproduit, publié ou distribué sans l’accord de Sciensano. Les résultats individuels des laboratoires sont confidentiels. Ils ne sont transmis par Sciensano ni à des tiers, ni aux membres de la Commission, des comités des experts ou du groupe de travail EEQ.

Borderline Optimal

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