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Colloque Adebiotech

Les lipides du futur :

les lipases au cœur des développements

scientifiques et industriels

23 et 24 novembre 2015

Biocitech, Cité des entreprises de santé et de biotechnologies, Romainville

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Table des matières

Préface ............................................................................................................................. 5

Programme détaillé .......................................................................................................... 6

Résumés des Conférences ............................................................................................... 11

JEAN-FRANÇOIS ROUS - PIVERT, AVRIL ...................................................................................................................................................... 11 CARINE ALFOS - ITERG ............................................................................................................................................................................... 11 NATHALIE BEREZINA - YNSECT ................................................................................................................................................................... 12 BENOIT LENNON - POLARIS ....................................................................................................................................................................... 12 JEAN-MARC NICAUD – INRA ...................................................................................................................................................................... 13 OLIVIER LÉPINE - ALGOSOURCE ET JACK LEGRAND - GPEA-CNRS, UNIVERSITE DE NANTES....................................................................... 13 LIONEL MUNIGLIA - BIOLIE ........................................................................................................................................................................ 14 ERWAN OGES - SARIA ................................................................................................................................................................................ 14 PIERRE CALLEJA - FERMENTALG ................................................................................................................................................................ 15 ABDELKARIM ABOUSALHAM - ICBMS ....................................................................................................................................................... 15 JÉRÔME BOUVIER - PHOSPHOTECH .......................................................................................................................................................... 15 FREDERIC CARRIÈRE - IBSM/EIPL ............................................................................................................................................................... 16 JEAN-FRANÇOIS CAVALIER - CNRS, UNIVERSITE AIX-MARSEILLE ................................................................................................................ 16 DORIANE GÉRARD - INSA TOULOUSE ........................................................................................................................................................ 17 FREDERIC CARRIÈRE - IBSM/EIPL ............................................................................................................................................................... 18 MICHEL LAGARDE - UNIVERSITE DE LYON ................................................................................................................................................. 18 DAVID GUERRAND - TOULOUSE WHITE BIOTECHNOLOGY......................................................................................................................... 19 HUGUES ROBERT - GROUPE SOUFFLET ..................................................................................................................................................... 19 AUDREY ROBIC - PROTEUS ........................................................................................................................................................................ 20 GAËLLE PENCREAC'H - MER MOLECULES SANTE, UNIVERSITE DU MAINE ................................................................................................. 20 PATRICK FICKERS - UNIVERSITE. DE LIEGE, GEMBLOUX ............................................................................................................................. 21 MÉLANIE LE PLAINE-MILEUR - SYNPA ........................................................................................................................................................ 21 ERIC POLLET - UNISTRA ............................................................................................................................................................................. 22 DAVID BASSARD - UTC/TIMR ..................................................................................................................................................................... 23 FREDERIC BEISSON - CEA CNRS – UNIVERSITE AIX-MARSEILLE .................................................................................................................. 24 NICOLAS BRIDIAU - UNIVERSITE DE LA ROCHELLE ..................................................................................................................................... 24 LAURENT POISSON - MER MOLECULES SANTE, UNIVERSITE DU MAINE .................................................................................................... 25 PETER HALLING - UNIVERSITY OF STRATHCLYDE ....................................................................................................................................... 26 ALEXIS RANNOU - SOLIANCE ..................................................................................................................................................................... 27 FLORENT YVERGNAUX - SOLABIA .............................................................................................................................................................. 27 MICHEL MILLARES - GECCO ....................................................................................................................................................................... 28

Résumés des posters ....................................................................................................... 29

JULIEN HOARAU - LABORATOIRE DE CHIMIE DES SUBSTANCES NATURELLES ET DE SCIENCES DES ALIMENTS .......................................... 29 JEROME LE NÔTRE - SAS PIVERT ................................................................................................................................................................ 30 FABIENNE LE GRAND - LEMAR-CNRS ......................................................................................................................................................... 30 PIERRE BERNARD-SAVARY - CLUB DE CCM ................................................................................................................................................ 31 LILIANE BERTI - UMR-CNRS 6134 UNIVERSITE DE CORSE .......................................................................................................................... 32 CLAIRE BOURLIEU - INRA UMR STLO- UMR IATE ....................................................................................................................................... 33 ERIC HUSSON - UNIVERSITE DE PICARDIE JULES VERNE (GEC FRE CNRS 3580).......................................................................................... 34 ANNE-HELENE JAN - UMR 1208 IATE ......................................................................................................................................................... 34 CHRISTOPHE LEPLAT - INRA MICALIS ......................................................................................................................................................... 35 AMANDINE FLOURAT - CHAIRE ABI - AGROPARISTECH .............................................................................................................................. 36 FLORENT YVERGNAUX - BIOEUROPE / GROUPE SOLABIA .......................................................................................................................... 36

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FLORIAN LE JOUBIOUX - VALBIOTIS ........................................................................................................................................................... 37 MAEVA SUBILEAU - MONTPELLIER SUPAGRO ............................................................................................................................................ 37 VERONIQUE BONNET - UNIVERSITE DE PICARDIE JULES VERNE ................................................................................................................ 38 MAGALI MARIANI - UNIVERSITE DE CORSE ............................................................................................................................................... 39 CLAIRE BOURLIEU - INRA ........................................................................................................................................................................... 40 ALEXIS RANNOU, SOLIANCE ...................................................................................................................................................................... 40

Parcours des intervenants et des membres des comités ................................................. 42

ABDELKARIM ABOUSALHAM ..................................................................................................................................................................... 42 CARINE ALFOS ........................................................................................................................................................................................... 42 DAVID BASSARD ........................................................................................................................................................................................ 42 FREDERIC BEISSON .................................................................................................................................................................................... 43 NATHALIE BEREZINA .................................................................................................................................................................................. 43 LILIANE BERTI ............................................................................................................................................................................................ 43 JEROME BOUVIER ..................................................................................................................................................................................... 44 NICOLAS BRIDIAU ...................................................................................................................................................................................... 44 PIERRE CALLEJA ......................................................................................................................................................................................... 44 FREDERIC CARRIÈRE .................................................................................................................................................................................. 44 JEAN-FRANÇOIS CAVALIER ......................................................................................................................................................................... 45 CHARLES DELANNOY ................................................................................................................................................................................. 45 PASCAL DHULSTER .................................................................................................................................................................................... 46 ANTOINE DREVELLE................................................................................................................................................................................... 46 PATRICK FICKERS ....................................................................................................................................................................................... 46 RENATO FROIDEVEAUX ............................................................................................................................................................................. 46 DORIANE GÉRARD ..................................................................................................................................................................................... 47 DAVID GUERRAND ..................................................................................................................................................................................... 47 PETER HALLING ......................................................................................................................................................................................... 47 ÉRIC HUSSON ............................................................................................................................................................................................ 48 MICHEL LAGARDE...................................................................................................................................................................................... 48 MELANIE LE PLAINE-MILEUR ..................................................................................................................................................................... 48 JACK LEGRAND .......................................................................................................................................................................................... 48 BENOIT LENNON ....................................................................................................................................................................................... 49 OLIVIER LÉPINE ......................................................................................................................................................................................... 49 THIERRY MAUGARD .................................................................................................................................................................................. 50 MICHEL MILLARES ..................................................................................................................................................................................... 50 LIONEL MUNIGLIA ..................................................................................................................................................................................... 50 JEAN-MARC NICAUD ................................................................................................................................................................................. 50 ERWAN OGES ............................................................................................................................................................................................ 51 2009-2016 RESPONSABLE COMMERCIAL (SARIA INDUSTRIES) .................................................................................................................. 51 2009-2016 EXPERT TECHNIQUE SCIENTIFIQUE ET REGLEMENTAIRE (SARIA INDUSTRIES) ......................................................................... 51 2006-2009 NUTRITIONNISTE (NUTREA) ................................................................................................................................................... 51 2006-2009 FORMULATEUR (UNICOOPA NA) ............................................................................................................................................ 51 2006 : INGENIEUR AGRONOME (AGROPARISTECH) ................................................................................................................................... 51 GAËLLE PENCREAC’H ................................................................................................................................................................................. 51 LAURENT POISSON .................................................................................................................................................................................... 51 ERIC POLLET .............................................................................................................................................................................................. 51 ALEXIS RANNOU ........................................................................................................................................................................................ 52 HUGUES ROBERT ....................................................................................................................................................................................... 52 AUDREY ROBIC .......................................................................................................................................................................................... 52 JEAN-FRANÇOIS ROUS ............................................................................................................................................................................... 53 CATHERINE SARAZIN ................................................................................................................................................................................. 53 CLARISSE TOITOT ....................................................................................................................................................................................... 53 FLORENT YVERGNAUX ............................................................................................................................................................................... 53

Sponsors ......................................................................................................................... 55

Liste des Participants ...................................................................................................... 58

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Préface

Nouveaux lipides et lipases, nouvelles valeurs ajoutées,

une explosion des marchés industriels est en marche !

Adebiotech est ravie de vous accueillir au colloque Les lipides du futur : les lipases au cœur des dé-

veloppements scientifiques et industriels.

Il s’inscrit dans la démarche d’Adebiotech qui a pour but de décloisonner les secteurs d’applications

des biotechnologies et de rapprocher les acteurs publics et privés en vue de collaborations et

d’ouvertures scientifiques, technologiques et réglementaires.

L’utilisation des lipides et des lipases, quelques soient leurs origines (algues, végétaux, levures,

microorganismes, insectes, déchets etc.), connait un engouement depuis quelques années et selon

les secteurs d’applications, des méthodologies différentes sont développées pour être plus perfor-

mantes, innovantes et économiquement avantageuses.

Le contexte économique et écologique nécessite une réflexion collective pour aller vers de nouveaux

procédés industriels. Des verrous technologiques, scientifiques, réglementaires et socio-

économiques persistent et seront discutés durant ce colloque afin de proposer des solutions.

Cet évènement a pu s’organiser grâce à la collaboration fructueuse des membres du Comité

d’Organisation et du Comité Scientifique, que nous remercions chaleureusement.

A travers les communications, les posters et les entreprises qui ont pris des stands, il sera possible de

discuter, d’échanger et d’apporter des solutions concrètes aux enjeux industriels qui découlent de

ces nouvelles huiles et lipases.

Nous adressons notre reconnaissance à nos sponsors, Avril et Soliance qui apportent leur soutien à

notre colloque.

Nous remercions aussi nos parrains, le pôle Nutrition Santé Longévité (NSL), le pôle Industries Agro-

Ressources (IAR) et la Toulouse White Biotechnology (TWB).

Merci à Biocitech, le Département de la Seine-Saint-Denis et Sup’Biotech pour leur aide permanente.

Nous vous souhaitons un excellent colloque, qu’il apporte à tous des échanges fructueux et des col-

laborations pour la réalisation de projets futurs.

Clarisse TOITOT Responsable Scientifique

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Programme détaillé

Lundi 23 Novembre 2015

8h30 Accueil café

8h55 Bienvenue, Clarisse TOITOT, Adebiotech

9h00 Conférence inaugurale, Jean-François ROUS, PIVERT, AVRIL

L'innovation dans la chimie des lipides : du laboratoire au développement industriel, mythe

ou réalité ?

9h30 Conférence plénière, Carine ALFOS, ITERG Lipides actuels et enjeux pour les marchés alimentaires et non alimentaires

10h00-13h15 Session 1 – Les nouveaux enjeux des lipides

Coordinateurs : Catherine SARAZIN, UPJV, GENESYS/PIVERT, Charles DELANNOY, Procidys

10h00 Nathalie BEREZINA, Ynsect Insectes : une nouvelle source d’huiles pour une diversité d’applications

10h15 Benoît LENNON, Polaris Les lipases au cœur de l’industrie des Oméga-3

10h30 Jean-Marc NICAUD, INRA Yarrowia lipolytica, a platform for the production of usual and unusual lipids

10h45 Olivier LÉPINE, Algosource et Jack LEGRAND, GPEA-CNRS, Université de Nantes Bioraffinerie des microalgues pour la production de lipides

11h00-11h45 Pause café/Posters/Exposition

11h45 Lionel MUNIGLIA, Biolie Extraction propre de lipides d'origine végétale par un procédé enzymatique sans solvant

organique

12h00 Erwan OGES, SARIA Valorisation déchets animaux, Composants nutritionnels, fertilisants

12h15 Pierre CALLEJA, Fermentalg Cleantech, Microalgues, Oméga 3, Antioxydants

12h30 Débats/discussions sur l’ensemble des présentations

13h15-14h45 Buffet/Posters/Exposition

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14h45-17h45 Session 2 – Les lipases d’intérêt médical

Coordinateur : Liliane BERTI, Université de Corse Pasquale Paoli, Pascal Dhulster, Institut Charles Viollette - Université Lille 1

14h45 Abdelkarim ABOUSALHAM, ICBMS Le développement des tests enzymatiques pour le criblage à haut débit des activités et/ou des inhibiteurs de lipases et phospholipases d'intérêt médical

15h00 Jérôme BOUVIER, PhosphoTech Transestérification d’une lécithine marine pour la production de Phosphatidylsérine-DHA

15h15 Frédéric CARRIÈRE, IBSM/EIPL Yarrowia Lipolytica LIP2 Lipase, a Potent Drug Candidate for Enzyme Replacement Therapy in Pancreatic Exocrine Insufficiency

15h30 Jean-François CAVALIER, CNRS, Université Aix-Marseille Mycobacterial lipolytic enzymes: From molecular aspects to therapeutics

15h45-16h15 Pause café/Posters/Exposition

16h15 Doriane GÉRARD, INSA Toulouse Efficient resolution of ester racemates of pharmaceutical interest by engineered Yarrowia lipolytica Lip2p lipase

16h30 Frédéric CARRIÈRE, IBSM/EIPL La production de lipases digestives pour les modèles de digestion in vitro

16h45 Michel LAGARDE, Université de Lyon Acide docosahexaénoïque, son rôle protecteur dans les maladies neuro-dégénératives

17h00 Débats/discussions sur l’ensemble des présentations

17h45-18h45 Session Flash Poster

Coordinateur Renato FROIDEVAUX, Institut Charles Viollette

Session 1

17h45 Pierre BERNARD-SAVARY, Club de CCM About the interest of HPTLC in the bio-clinical research and food industry: how does it work, and typical results in the lipid analysis

17h49 Liliane BERTI, UMR - CNRS 6134 Université de Corse Olive oil lipid profiles strongly depend on the olive variety : the case of Corsican oils

17h53 Caroline HILLAIRET, PIVERT Vers la bioraffinerie oléagineuse du futur

17h57 Julien HOARAU, Laboratoire de Chimie des Substances Naturelles et de Sciences des Aliments Les vinasses de distilleries, un milieu nutritif alternatif en vue de la production de lipides microbiens pour des applications en biocarburants de troisième génération

18h01 Fabienne LE GRAND, LEMAR - CNRS Plateforme LIPIDOCEAN : Expertises, outils et possibilités analytiques appliquées aux bio-technologies bleues

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Session 2

18h05 Claire BOURLIEU, INRA UMR STLO - UMR IATE Comportements interfaciaux d’extraits lipidiques membranaires humains et bovins et leur influence sur l’adsorption de la lipase gastrique

Session 3

18h09 Eric HUSSON, Université de Picardie Jules Verne Lipase-catalyzed transesterification of industrial lignin in ionic liquids

18h13 Anne-Hélène JAN, Montpellier SupAgro Improvement of the acyltransfer activity in lipases/acyltransferases

18h17 Christophe LEPLAT, INRA MICALIS Yarrowia lipolytica, a platform for the production of heterologous enzymes

Session 4

18h21 Véronique BONNET, Université de Picardie Jules Verne Lipase catalysed Synthesis of Glycerolipidyl-Cyclodextrins

18h25 Erwann DURAND, CIRAD Synthèse enzymatique de phénolipides et applications en tant que nouveaux agents an-tioxydants et antimicrobiens aux propriétés optimisées

18h29 Amandine FLOURAT, Chaire ABI - AgroParisTech Chemo-enzymatic synthesis of key intermediates (S)-γ-hydroxymethyl-α,β-butenolide and (S)-γ-hydroxymethyl-γ-butyrolactone via lipase-mediated Baeyer–Villiger oxidation of levoglucosenone

18h33 Florian LE JOUBIOUX, VALBIOTIS Continuous lipase-catalyzed production of pseudo-ceramides in a packed-bed bioreactor

18h37 Magali MARIANI, Université de Corse Use of biocatalytic processes for the production of value-added compounds

18h41 Maeva SUBILEAU, Montpellier SupAgro Implementation of lipases/acyltransferases biocatalytic processes for simple and efficient

valorization of biomass lipids

18h45 Florent YVERGNAUX, Bioeurope / Groupe Solabia Unexpected depigmentant and anti-inflammatory lipophilic piperonyl ester obtained by bi-otechnological process from Brazilian passion fruit oil

18h49 Alexis RANNOU, Soliance Youthfulness state maintenance: a molecular approach

18h55 Cocktail/Posters/Exposition

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Mardi 24 Novembre 2015

8h30 Accueil café

9h00-11h00 Session 3 – Les lipases au service des Agro-industries

Coordinateurs : Antoine DREVELLE, Groupe Soufflet, David GUERRAND, TWB

9h00 David GUERRAND, Toulouse White Biotechnology Lipases used in agro-industries and food processing. A review of main applications, recent developments, markets and key players

9h15 Hugues ROBERT, Groupe Soufflet Les lipases en panification : principales applications et mode d’action

9h30 Audrey ROBIC, Proteus

Enzymes for industrial applications

9h45 Gaëlle PENCREAC'H, Mer Molécules Santé, Université du Maine Lipase-catalyzed production of lysophospholipids

10h00 Patrick FICKERS, Université de Liège, Gembloux Yarrowia lipolytica lipases: genetics, production, regulation, biochemical characterization and biotechnological applications

10h15 Mélanie LE PLAINE-MILEUR, SYNPA Use of lipases in food: which rules apply to business operators?

10h30 Débats/discussions sur l’ensemble des présentations

11h15-11h45 Session Flash Stands

11h15 Nicolas DEMAREST, LEBAS INDUSTRIES

11h25 Yann THERY, PALL Agroalimentaire

11h35 Thierry VAN REETH, Delphi Genetics

11h45-12h30 Pause café/Posters/Exposition

12h30-17h00 Session 4 – Transformation de lipides pour de nouvelles fonctions et de nouvelles

valeurs ajoutées : les marchés de l’énergie, dermocosmétique, plastique

Coordinateurs : Florent YVERGNAUX, Solabia, Alexis RANNOU, Soliance, Thierry MAUGARD, Univer-sité de La Rochelle

12h30 Eric POLLET, Unistra Lipase catalyzed synthesis of polyesters

12h45 David BASSARD, UTC/TIMR

Les co-produits de la transformation des lipides sont-ils des déchets

ou des valeurs ajoutées ?

13h00 Frédéric BEISSON, CEA CNRS – Université Aix-Marseille Lipases, microalgae and biofuels

13h15-14h45 Buffet/Posters/Exposition

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14h45 Nicolas BRIDIAU, Université de La Rochelle Candida antarctica lipase B : a performing tool for the continuous production of pseudo-ceramides

15h00 Laurent POISSON, Mer Molécules Santé, Université du Maine

Lipids and lipolytic enzymes of the microalga Isochrysis galbana

15h15 Peter HALLING, University of Strathclyde

Control of equilibrium position in lipase catalysed synthesis

15h30 Alexis RANNOU, Soliance Sophorolipid a new industrial effective biosurfactant with an ecofriendly profile

15h45 Florent YVERGNAUX, Solabia Lipases: effective tools for the development of dermo-cosmetic active ingredients

16h00 Michel MILLARES, Gecco Valorisation d’huiles et de matières grasses usagées issues de l’industrie agro-alimentaire : les lipases comme réponse à la diversité des matières premières

16h15 Débats/discussions sur l’ensemble des présentations

17h00-17h15 Conclusions

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Résumés des Conférences

L'innovation dans la chimie des lipides : du laboratoire au développement industriel, mythe ou réalité ?

Jean-François ROUS - PIVERT, AVRIL

Inutile de dire que l’oléochimie est une science très ancienne datant de l’antiquité ! Les huiles et les corps gras ont de multiples vertus, et surtout de fabuleuses propriétés, qui leur ont permis d’avoir une place privilégié dans les développements industriels de tout âge.

De la chandelle aux polymères techniques, en passant par les lubrifiants de haute technicité, on retrouve des huiles (corps gras) et dérivés dans les secteurs d’activité. Il n’en reste pas moins que les huiles végétales sont aussi (et peut-être avant tout !) une matière première indispensable de l’alimentation humaine et animale.

Dans les différents domaines de la chimie, les produits issus des huiles et corps gras que l’on retrouve sont issus de procédés chimiques souvent très bien connus : hydrolyse, estérification, trans-estérifaction, réduction… Depuis quelques années on trouve aussi des technologies, développées principalement pour la pétrochimie, et qui trouve avec les huiles des matières premières attractives. La métathèse, la coupure oxydante sont autant de techniques, un peu plus complexe qui ont commencées à voir le jour à des échelles industrielles (Elevance avec la métathèse, Novamont avec la coupure oxydante par exemple). Ces développements sont d’autant plus difficiles qu’il existe, ou pas, un marché applicatif.

Depuis quelques temps on commence aussi à voir un certain nombre de projets faisant appel à des procédés de biotechnologie industrielle pour la production de nouvelles molécules : des huiles produites par voie fermentaire, des molécules plus ou moins nouvelles issues de la bioconversion de lipides, d’autres produites à partir du glycérol. Ceux sont là beaucoup de projets, encore au stade de recherche (même si certains arrivent à un stade de démonstration), qui pourraient ou pas amener à un développement industriel à plus ou moins courte échéance.

De nombreux dispositifs existent de par le monde dédiés au développement de ces nouvelles technologies, d’importants moyens sont mis en œuvre pour lever ces verrous techniques, mais est-ce que tout cela est justifié ? Et si oui, est-ce que cela sera suffisant pour des développements industriels économiquement acceptables ? Quel sera l’impact du coût de l’énergie d’une part et des matières premières agricoles de l’autre sur les développements futurs ? Tout autant de questions qui doivent nous occuper si nous voulons, en tant qu’acteurs de la recherche et de l’innovation, voir un jour tous ces efforts récompenser par des développements industriels d’ampleurs.

Lipides actuels et enjeux pour les marchés alimentaires et non alimentaires

Carine ALFOS - ITERG

Résumé non parvenu

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Insects: novel source of lipids for a fan of applications

Nathalie BEREZINA - Ynsect

Until now, insects were mainly considered as harmful pests for humans, animals and plants. Therefore, the huge biodiversity they represent was completely under-considered and underused by human kind. Indeed, the main human efforts were directed towards the elimination of insects, thus the tremendous potential, more than million species already known and new ones discovered almost every day, was completely neglected.

Lipids are among different molecules of interest produced by insects. The variety of their intimate structure, the diversity of fatty acids, presence of saturation, etc. is directly related to the diversity of diets used by insects to grow, and their energetic and other specific needs.

The aim of this presentation is to slightly reveal the wonderful potential of lipids produced by insects and to show the diversity of applications available for these substrates.

Les lipases au cœur de l’industrie des Oméga-3

Benoît LENNON - Polaris

Polaris, 5 chemin du Quilourin, 29170 Pleuven – France

b.lennon@polaris.fr

Lipases figure prominently for many years ago in the health ingredients industry. They have contributed to the initiation of biotechnological processes which have gradually replaced chemicals processes.

Today, whole panel of marketed lipases strains are available to the industrial lipochemistry to replace chemical catalysts.

Within the industry of Omega-3 fatty acids, lipases have taken their place in processes like degumming, de-acidification, hydrolysis/ethanolysis, or transesterification, to produce natural or concentrated Omega-3 oils with better organoleptic and nutritional quality.

These enzymatic processes are eco-friendly, use no organic solvent, generate less waste and have a much lower environmental impact than chemical processes.

Polaris has acquired, through its R&D team, a strong expertise on lipase and has thus developed its own enzymatic processes, applied to its products and its industrial requirements.

Concentration of polyunsaturated fatty acids Omega-3 EPA/DHA is thus carried out by molecular distillation and enzymatic way.

The combination of these two processes has enabled Polaris won the Pierre Potier award in 2011 for the development of a green chemistry process combining these two techniques for the production of a polyunsaturated fatty acids enriched oil.

In 2015, Polaris Innovation launched on the market a fish oil based product, with DHA as mono and diglycerides, resulting from this new technology.

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Yarrowia lipolytica, a platform for the production of usual and unusual lipids

Jean-Marc NICAUD – INRA

INRA, UMR1319, MICALIS, Jouy-en-Josas

The oleaginous yeast Yarrowia lipolytica is a non-conventional yeast model for fundamental and applied studies on lipid metabolism. Several groups have focused on improving Single Cell Oil production by Y. lipolytica. Advance research in Y. lipolytica aiming to lipid metabolism will be presented. First, work focused on identifying the key enzymes involved in precursor’s synthesis and fatty acid production (GUT2, GPD1, ACL1/ACL2, PHD1, ACC1, MAE) [1] and for triglycerides synthesis and remobilization, i. e. the diacyl-glycerol:acyl-transferases (DGA1, DGA2, LRO1) and the triglyceride lipases (TGL3, TGL4). Secondly, the mains genetic modifications improving Y. lipolytica ability to accumulate higher amounts of biolipids and third, a recent lipid metabolism model of fatty acid transport and activation [2] will be presented.

Although, TAG synthesis by microorganisms is one of the most promising alternatives to petroleum-based chemistry, the carbon sources price represent a large part of SCO cost. Therefore, recent efforts for increasing the panel of substrates that could be used by Y. lipolytica will be described such as the use of molasses and crude glycerol [3], cellobiose [4], starch [5] and galactose [6].

[1] Dulermo T, Lazar Z, Dulermo R, Rakicka M., Haddouche R, Nicaud JM (2015) Analysis of ATP-citrate lyase and malic enzyme mutants of Yarrowia lipolytica points out the importance of mannitol metabolism in fatty acid synthesis. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular and Cell Biology of Lipids 1851 (9): 1107-1117.

[2] Dulermo R, Gamboa-Melendez H, Ledesma R, Thevenieau F, Nicaud JM (2015) Unraveling fatty acid transport and activation mechanisms in Yarrowia lipolytica. Biochem Biophys. Acta, - Molecular and Cell Biology of Lipids 1851 (9):1202-1217.

[3] Rakicka M, Lazar Z, Dulermo T, Fickers P, Nicaud JM (2015). Lipid production by the oleaginous yeast Yarrowia lipolytica using industrial by-products under different culture conditions. Biotechnology for Biofuels, 8: 1-10.

[4] Guo ZP, Duquesne S, Bozonnet S, Nicaud JM, Marty A, O'Donohue MJ. (2015) Development of cellobiose-degrading ability in Yarrowia lipolytica strain by overexpression of endogenous genes. Biotechnol Biofuels. 8:109.

[5] Ledesma R., Dulermo T, Nicaud JM (2015). Engineering Yarrowia lipolytica to produce biodiesel from raw starch. Biotechnology for Biofuels, 8:148.

[6] Lazar Z, Gamboa-Meléndez H, Crutz-Le C A-M, Neuvéglise C, Nicaud JM (2015) Awakening the endogenous Leloir pathway for efficient galactose utilization by Yarrowia lipolytica. Biotechnology for Biofuels, in press.

Contact: Jean-Marc Nicaud, Directeur de Recherche INRA Responsable de l’équipe Biologie intégrative du Métabolisme Lipidique (BIMLip) INRA, UMR1319, MICALIS, Domaine de Vilvert, F-78352 Jouy-en-Josas, France. INRA, UMR1319, MICALIS, AgroParisTech, Centre de Biotechnologie Agro-Industrielle, F-78850 Thiverval-Grignon, France Tél.: (33) 01 30 81 54 50 Fax : (33) 01 30 81 54 57 Email : jean-marc.nicaud@grignon.inra.fr https://www.micalis.fr/micalis_eng/Poles-and-teams/Pole-Biosys/BIMLip-Nicaud-Neuveglise/Team-members/Jean-Marc-Nicaud

Bioraffinerie des microalgues pour la production de lipides

Olivier LÉPINE - Algosource et Jack LEGRAND - GPEA-CNRS, Université de Nantes

The microalgal biomass is a source of value, from monetary, ecological and ethical perspectives. This value must be gained by a well designed processing of the biomass. There is no proven set of unit operations leading to separated oils, proteins, carbohydrates, fine products, etc., in a sustainable and economic manner. The challenge is to find an efficient process where consecutive steps can give access to the different product classes, with minimal source destruction when going from one step to the other (Rios et al. 2013a).

It is so necessary to develop an “AlgoRefinery”, a production unit separating the various components by a cascade of extractions and treatments, and to optimize their value at the consecutive steps. This strategy can be considered as the eco-conception of an integrated production of microalgae.

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AlgoSource is a company which has three main activities: the development of functional ingredient from microalgae, the process engineering for the production and the biorefining of microalgae and the design and exploitation of industrial units for microalgae based products. It produces different extracts from Arthrospira platensisalready in the market through a refinery approach. These products include, among others a phycocyanin rich extract and a Spirulina oil. Due to its knowledge and its expertise, AlgoSource is involved into an European project (FP7 Biofat) which goal is to develop the biorefinery of the strains Nannochloropsis and Tetraselmis for biodiesel and biethanol production respectively. AlgoSource is also involved in several Algorefinery projects in France.

Sustainable extraction of plant lipids by enzymatic process without organic solvent

Lionel MUNIGLIA - Biolie

The lipid extraction is still done primarily through organic solvents often ensuring the most effective returns for the recovery of total lipids from a raw material. However other alternative solutions to organic solvents exist and are used to limit the environmental impact of such processes. These innovative processes include the Enzymatic Aqueous Extraction. During the implementation of these methods, the solvent used is water and enzymes, catalytic proteins, can facilitate the release of oils by targeted disintegration of plant raw materials and in particular the walls. The oil contained in organelles is then driven by the water; separation of phases is followed by physical treatments. Generally the yields are lower than the performance of extractions with organic solvents. But the benefit is not there. Enzymatic aqueous extraction allows obtaining higher quality oils compared to oils extracted by organic solvent but also compared to « green » oils obtained by simple mechanical pressure. The action of the enzyme results in the release of active molecules entrapped in the cell structure or fixed by covalent bonds. Thus, the observed quantities of lipophilic compounds were generally higher than those obtained by other treatments. The oils obtained are richer, more active, more stable. Another complementary advantage lies in obtaining a complementary product, an aqueous phase enriched in water-soluble active molecules. This new product, absent from the organic solvent extraction, pressure or other alternative techniques not involving water represents a real added value to offset, if required, the extra cost due to the use of enzymes. Beyond the products, the use of an environmentally friendly method, simple to implement, using only water and enzymes, minimizing waste and valuing all of a plant raw material offers a competitive advantage. It is also interesting to note that all the raw materials are eligible, including those on which traditional methods such as pressure are ineffective.

Thus, the technique will be presented and examples of applications will be developed to illustrate the benefits of enzymatic extraction of lipids.

Valorisation déchets animaux, Composants nutritionnels, fertilisants

Erwan OGES - SARIA

- Nature et de la quantité des sous produits animaux collectés en france - Procédés de transformation mis en œuvre - Produits dérivés générés en détaillant les différentes catégories de corps gras et les débouchés associés

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Cleantech, Microalgues, Oméga 3, Antioxydants

Pierre CALLEJA - Fermentalg

Résumé non parvenu

Le développement des tests enzymatiques pour le criblage à haut débit des activités et/ou des inhibiteurs de lipases et phospholipases d'intérêt médical

Abdelkarim ABOUSALHAM - ICBMS

Lipids are essential biomolecules whose the metabolism is essentially assumed by (phospho) lipases. (phospho) lipases are therefore promising targets for the development of new drugs in the fields of obesity, diabetes, and atherosclerosis. The characterization of the catalytic activity of these enzymes require specific assays that are continuous, sensitive, use lipidic substrates and could be applied to high throughput screening. We have designed a convenient, specific, sensitive and continuous (phosphor) lipase assay based on the use of either natural triglycerides (TG) from the

Aleurites fordii seed oil which contains -eleostearic acid (9Z,11E,13E-octadecatrienoic acid) or

synthetic -eleostearic acid-containing phosphatidylcholine (PC) and which was coated in the wells of microtiter plates. The coated TG or PC film cannot be desorbed by the various buffers used during the

lipase assay. Upon (phospho) lipase action, -eleostearic acid is liberated and desorbed from the -

eleostearic acid is considerably enhanced due to the transformation from an adsorbed to a water soluble state. The (phospho) lipase activity can be measured continuously by recording the variations with time of the UV absorption spectra. The rate of lipolysis was monitored by measuring the increase of OD at 272 nm, which was found to be linear with time and directly proportional to the amount of added (phospho) lipase. The development of a sensitive enzymatic method using coated substrates (PC and TG) analogues to natural lipid is a relevant improvement from current assays for measuring continuously (phosphor) lipases activities and/or their inhibitors due to the α-eleostearic acid UV spectroscopic properties.

Trans-esterification of a marine lecithin to produce a phosphatidylserine (PS) esterified with DHA

Jérôme BOUVIER - PhosphoTech

Phosphatidylserine (PS) and docosahexaenoic acid (DHA) are major components of neuronal cell membranes and are implied in various brain functions. These two active lipids, and particularly their combination as PS-DHA, have great nutritional interest for humans in the context of neurodegenerative diseases. However PS esterified with DHA is poorly available as a natural source and hardly produced by the chemical route. Phosphotech previously developed a natural lecithin called LC60®. LC60® is rich in DHA but PS is only a minor phospholipid. In this work, we investigated the enzymatic conversion of LC60® into DHA-rich PS using a phospholipase D (PLD) and L-Serine as an alcohol acceptor. PS synthesis was performed on phospholipids assembled into liposomal structures. We first identified the optimal parameters of this transphosphatidylation reaction and then we studied the first stages of PS-DHA scale-up production.

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Yarrowia lipolytica LIP2 Lipase, a Potent Drug Candidate for Enzyme Replacement Therapy in Pancreatic Exocrine Insufficiency

Frédéric CARRIÈRE - IBSM/EIPL

CNRS, Aix-Marseille Université, UMR 7282 Enzymologie Interfaciale et Physiologie de la Lipolyse, Marseille, France

Pancreatic exocrine insufficiency (PEI) is characterized by a reduced secretion of pancreatic enzymes, including lipase, and results in fat malabsorption and malnutrition. The biochemical properties of LIP2 lipase from the yeast Yarrowia lipolytica (YLLIP2) suggest that this enzyme might be a good drug candidate for enzyme replacement therapy in patients with PEI. We investigated its ability to digest triglycerides (TAG) under test meal conditions and its efficacy in reducing fecal fat in an animal model of PEI. The specific activity on dietary TAGs and the stability of YLLIP2 were measured in vitro under conditions mimicking those prevailing in the gastrointestinal (GI) tract during the digestion of a meal. Various pH conditions were tested in the presence and absence of bile and pepsin in order to predict the possible action of YLLIP2 in vivo. Similar in vitro digestion experiments were carried out using recombinant gastric (rDGL) and pancreatic (rHPL) lipases, the digestive lipases normally present in the GI tract, in order to identify the lipases with the highest potency. YLLIP2 displayed the highest specific activity on test meal TAG in the 4 to 7 pH range where it was highly stable and poorly degraded by pepsin. The doses of YLLIP2 to be administered to PEI patients were deduced from YLLIP2 specific activity on meal TAG and compared to the doses of porcine pancreatic extracts (pancreatin) currently given to these patients. These doses were then tested in pancreatic duct-ligated minipigs used as a model of PEI. Coefficient of fat absorption (CFA) values increased from 60.1%±9.3% after surgery to 90.5%±3.2% after administration of 1200 mg pancreatin (P<.05); CFA values increased to a range of 84.6%±3.0% to 90.0%±3.8% after administration of 4–80 mg YLLIP2 (P<.05). In conclusion, oral administration of mg amounts of YLLIP2 significantly increased CFA values, similar to that of 1.2 g pancreatin, in a minipig model of PEI.

Reference: Yarrowia lipolytica lipase 2 is Stable and Highly Active in Test Meals and Increases Fat Absorption in an Animal Model of Pancreatic Exocrine Insufficiency. Aloulou A, Schué M, Puccinelli D, Milano S, Delchambre C, Leblond Y, Laugier R, Carrière F. Gastroenterology (2015), in press; doi: 10.1053/j.gastro.2015.08.047.

Mycobacterial lipolytic enzymes: From molecular aspects to therapeutics

Jean-François CAVALIER - CNRS, Université Aix-Marseille

J.-F. Cavalier, S. Canaan EIPL UMR7282 CNRS Marseille, France

Mycobacteria are able to accumulate large amounts of neutral lipids in their cytoplasm leading to structures called intracellular lipid inclusions (ILIs). This lipid accumulation can be observed during both the infection process and the granulomas formation as in the case of Mycobacterium tuberculosis (M. tb), the causative agent of tuberculosis (TB). The internalisation of M. tb in granulomas induced the formation of foamy macrophages bearing large amounts lipid bodies in their cytoplasm. Acquisition of host lipids from these lipid bodies by M. tb is likely to be performed by lipolytic enzymes and may provide a carbon source for the pathogen.1 Such lipid storage could thus contribute to the survival of the mycobacteria in a non-replicating state during the latent and/or reactivation phase.2

Since 2006, several lipolytic enzymes, such as lipases and phospholipases, have been used as biomarkers of active Tuberculosis3 and also described to be involved in very different physiological roles: structure of the cell wall,4 degradation of intra/extracellular lipids,5 and virulence.6

In that context, lipase inhibitors could be considered as potential anti-mycobacterial agents (growth inhibitor, clearance of bacteria) as well as powerful probes for deciphering the physiological role of mycobacterial lipolytic enzymes in M. tb lipid metabolism. Although lipolytic enzymes are also

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present in host cells, preliminary results have suggested that mycobacterial lipolytic enzymes may therefore be considered as potential therapeutic targets.7-8 Specific inhibitors of such enzymes might thus turn out to be valuable anti-tuberculosis agents.

More particularly, the design and synthesis of compounds that specifically inhibit the activity of selected microbial enzymes is of fundamental value not only for understanding the molecular mechanisms involved in lipase catalytic activities, but above all for identifying new targeted enzymes involved in the lipid metabolism of various TB strains.

Taking together, all these data enlighten the importance of the fields of lipolytic enzymes in M. tb.

Selected references: [1] Peyron et al. PLoS Pathog (2008). [2] McKinney et al. Nature (2000). [3] Brust et al. PLoS One (2011). [4] Dhouib et al. J. Bacteriol. (2010). [5]

Dhouib et al. Biochim Biophys Acta (2011). [6] Schué et al. Faseb J (2010). [7] Point et al. J. Med. Chem. (2012). [8] Point et al. J. Med. Chem. (2013).

Efficient resolution of ester racemates of pharmaceutical interest by engineered Yarrowia lipolytica Lip2p lipase

Doriane GÉRARD - INSA Toulouse

Doriane Gérard, Marc Guéroult, Yaocihuatl Medina Gonzalez, Severine Camy, Jean-Stéphane Condoret, Isabelle André, Sophie Duquesne, Alain Marty

LISBP (Laboratoire d’Ingénierie des Systèmes Biologiques et des Procédés), 135 Av de Rangueil, 31400 Toulouse.

LGC (Laboratoire de Génie Chimique), 4 Allée Emile Monso, 31030 Toulouse.

The 2-arylpropionic acids are a very important class of non-steroidal anti-inflammatory drugs

(profen family). These molecules presenting an asymmetric carbon in the position of the carboxylic function are produced under the form of a racemic mixture while only one enantiomer exerts the biological activity. As the inactive enantiomer can have detrimental side effect, enantiomeric resolution of these molecules is crucial and the use of enantioselective enzymes thus appears as an appealing alternative to chiral chromatography for the separation of these enantiomers.

It was demonstrated in our Lab that variants of the lipase Lip2p from Yarrowia lipolytica are very efficient for the resolution of 2-bromo phenyl and tolyl acetic acid esters (Bordes et al., 2009 ; Cambon et al., 2010). For the resolution of Ibuprofen and naproxen, two important anti-inflammatory molecules, the lipases from Candida rugosa were demonstrated as efficient. Nevertheless, if there specificities are high, their activities are very low.

In this study, the first objective was to test the lipase Lip2p from Y. lipolytica and the available library of its variants for the resolution of Ibuprofen and Naproxen. Molecular modelling was used to discover new targets for site-directed mutagenesis in order to optimize the enzyme.

With this strategy, two variants of the lipase Lip2p from Y. lipolytica are efficient both from the point of view of enantioselevtivity and activity. Finally, in order to avoid organic solvent, Supercritical carbon dioxide (ScCO2) use was investigated to realize this reaction.

Bordes F, Cambon E, Dossat-Létisse V, André I, Croux C, Nicaud JM, Marty A. 2009. Improvement of Yarrowia lipolytica lipase enantioselectivity by using mutagenesis targeted to the substrate binding site. ChemBioChem 10:1705–1713.

Cambon E., Piamtongkam R., Bordes F., Duquesne S., André I., Marty A. 2010 Rationally engineered double-variants of Yarrowia lipolytica lipase with enhanced activity coupled with highly inverted enantioselectivity towards 2-halogeno-carboxylic acid esters. Biotechnol & Bioeng., 106, 6, 852-859

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Production of digestive lipases for in vitro digestion models

Frédéric CARRIÈRE - IBSM/EIPL

Laura Sams1,2, Julie Paume2, Jacqueline Giallo2 and Frédéric Carrière1

1CNRS, Aix-Marseille Université, UMR 7282 Enzymologie Interfaciale et Physiologie de la Lipolyse, and 2GERME S.A., Marseille, France

There is a growing interest for in vitro digestion models because they are useful tools for studying food bioaccessibility, digestibility and bioavailability without, or before, performing animal and human studies [1]. This interest is not limited to food research: in vitro digestion models find important applications in pharmaceutical research for preclinical studies of oral drug bioavailability. These models are critical for establishing good in vitro-in vivo correlations when drug dispersion and dissolution are highly dependent on digestive processes, as experienced with poorly water soluble drugs and lipid-based formulations for instance [2].

The development of in vitro digestion models relies on in vivo data such as digestive enzyme levels, pH values and their dynamic variations along the GI tract, as well as on the availability of the digestive enzymes. While most digestive enzymes secreted along the GI tract are commercially available (pepsin, pancreatic extracts containing proteases, amylase and lipolytic enzymes), the access to gastric lipase remains limited to a few laboratories. As a result, gastric lipolysis is often omitted in most digestion models or is carried out with non-relevant microbial lipases [3]. We will review here the various attempts to produce gastric lipase as a recombinant enzyme or from animal sources, this latter approach offering the possibility to obtain a mixture of gastric enzymes for in vitro digestion studies [4].

References:

[1] Minekus et al., A standardised static in vitro digestion method suitable for food - an international consensus. Food & Function, 2014, 5, 1113-1124.

[2] Williams et al., Toward the establishment of standardized in vitro tests for lipid-based formulations, part 1: method parameterization and comparison of in vitro digestion profiles across a range of representative formulations. J Pharm Sci, 2012, 101, 3360-3380.

[3] Sams et al., Relevant pH and lipase for in vitro models of gastric digestion. Food & Function, 2015, in press, DOI: 10.1039/c5fo00930h

[4] Capolino et al., In Vitro Gastrointestinal Lipolysis: Replacement of Human Digestive Lipases by a Combination of Rabbit Gastric and Porcine Pancreatic Extracts. Food Digestion, 2011, 2:43–51

Acide docosahexaénoïque, son rôle protecteur dans les maladies neuro-dégénératives

Michel LAGARDE - Université de Lyon

Michel Lagarde, Madeleine Picq, Michel Guichardant, Nathalie Bernoud-Hubac

Université de Lyon, UMR 1060 Inserm, UMR 1397 Inra, IMBL, INSA-Lyon, Villeurbanne

Docosahexaenoic acid (DHA) is a long-chain polyunsaturated fatty acid (PUFA) of the omega-3 family. It is the main PUFA in brain lipids as well as the retina and spermatozoa, whereas arachidonic acid is the second PUFA, but the first in other animal tissues. DHA is essential to the brain development, learning and visual acuity. It is significantly lowered in brain from patients suffering from neurodegenerative diseases.

Although DHA may be produced from its indispensable precursor alpha-linolenic acid, such a production in humans, which only occurs in the liver, is scarce and evaluated at 1-2%. Brain DHA must be then taken up from the blood circulation. Such an uptake has been reported to be more efficient (10-fold) when DHA is esterified at the sn-2 position of lyso-phosphatidylcholine (LysoPC-DHA), when compared with non-esterified DHA, both forms circulating in blood bound to albumin (Thies et al. 1994). Indeed, this preference has also been observed with a re-constituted blood-brain barrier (BBB) (Bernoud et al. 1999). Interestingly, a recent article has reported that the BBB expresses a protein that specifically binds LysoPC-DHA, explaining the preferential brain uptake of DHA in LysoPC-DHA

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compared with non-esterified DHA (Nguyen et al. 2014).

However, we found that blood LysoPC-DHA has around 80% DHA at the sn-1 position and 20% at the sn-2 position, as a result of isomerization of the newly-formed 1-lyso,2-DHA-PC at neutral pH (Croset et al. 2000). We then decided to prevent such isomerization by acetylating the sn-1 position of 1-lyso,2-DHA-PC providing 1-acetyl,2-DHA-PC (Polette et al. 1999), named AceDoPC®. Since, we have found that AceDoPC® is more potent than DHA to prevent the post-ischemic stroke brain lesions, when injected in blood of rats one hour following the stroke induction (Chauveau et al. 2011). More recently, we have found that AceDoPC® is more efficient than both PC-DHA and non-esterified DHA to cross a re-constituted BBB. Also, AceDoPC® is well taken up by the rat brain when injected in blood, and the transported DHA is well processed to be esterified in brain PC and PE (Hachem et al. 2015).

It is concluded that AceDoPC® is a stable structured DHA-containing phospholipid which mimicks endogenous Lyso-PC-DHA as a privileged carrier of DHA to the brain.

Lipases used in agro-industries and food processing. A review of main applications, recent developments, markets and key players

David GUERRAND - Toulouse White Biotechnology

Lipases are an important group of enzymes valuable for many industrial applications (oleo-chemical industry, detergents, polymers, pharmaceuticals, food processing, flavors and fragrances…). In the agro-industry and food processing sector, the lipases category is typically getting less attention as compared to carbohydrases (amylases, cellulases, pectinases…) and proteases categories. Agro-industry and food applications of lipases mainly address dairy (cheese), baking, oils & fats processing and flavors. The application of phospholipases in oil degumming and quality improvement of food dressings will be detailed.

Industrial lipases are developed and produced by enzyme global players (Novozymes, DSM, Dupont, AB Enzymes …) and new technologies are also developed by various biotechnology companies. A few specialized companies are also showing interesting developments based on “extremophiles” micro-organisms.

The global market for lipases is estimated at less than 10 % of the global market for industrial enzymes and is expected to grow significantly in the coming years. Depending on market analysts and experts, lipases market growth is calculated to be at a CAGR of 5 to 6 % between now and 2020.

Novel applications of lipases will be discussed in the light of most recent genetic engineering tools with potential in high value creation end markets, such as nutraceuticals or flavors and fragrances.

Les lipases en panification : principales applications et mode d’action

Hugues ROBERT - Groupe Soufflet

La farine de blé, ingrédient principal du pain, contient une proportion de lipides faible : entre 1 et 2%. Néanmoins ces lipides ont un rôle technologique majeur dans les procédés de panification de part les interactions avec les macroingrédients fondamentaux de la farine : l’amidon et les protéines du gluten.

La qualité et la quantité de l’amidon et du gluten sont directement responsables des propriétés de panification d’une farine et fluctuent de façon importante selon l’origine du blé, les pratiques culturales ou encore le procédé de mouture. Ainsi depuis plus de 30 ans, un certain nombre

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d’ingrédients sont utilisés par les meuniers et les industriels de la panification pour réguler et up-grader la qualité des farines de blé tels que l’acide ascorbique, le gluten exogène, la farine de blé malté mais aussi un certain nombre d’activités enzymatiques. Parmi elles, les lipases occupent une place importante car elles permettent d’améliorer la rétention gazeuse au sein de la pâte durant la fermentation et d’augmenter significativement le volume spécifique des pains. Ainsi les lipase représentent pour les meuniers un ingrédient supplémentaire pour optimiser la formulation de leurs farines et apportent aux boulangers davantage de tolérance sur leurs procédés de fermentation. Le but de l’utilisation des lipases est à terme de fabriquer des pains plus réguliers en nivelant les variations de qualité des farines.

L’utilisation de lipases en panification s’est beaucoup développée depuis les années 2000. En effet, elles sont devenues une alternative « clean-label » à certains émulsifiants utilisés traditionnellement en panification (tels que les E472) tout en permettant de réduire les coûts de corrections des farines.

La recherche de tolérance à la fermentation est un enjeu clé car un aspect critique de la panification. Les lipases sont particulièrement utilisés dans les diagrammes « pénalisant » le réseau de gluten (en présence d’inclusions ou autres farines de céréales, lors de phases de fermentation longues, lors d’étapes de surgélation…).Cependant, comme toute activité enzymatique, elles ont néanmoins leurs limites et leurs contraintes en application Boulangerie-Viennoiserie-Pâtisserie.

Enzymes for industrial applications

Audrey ROBIC - Proteus

Audrey ROBIC, Pascal AUFFRAY, Sabrina GUILLEMER, Juliette MARTIN

Protéus, Parc Georges Besse, 70 allée Graham Bell, 30035 Nîmes cedex 1, France

arobic@proteus.fr

Protéus is a biotechnology company specializing in the discovery, engineering and production of enzymes for industrial applications, as well as in the development of innovative bioprocesses implementing these enzymes. Protéus is a subsidiary of fine chemicals and specialty PCAS Group, producer of high-value complex molecules. Protéus' expertise combined with the PCAS capabilities allows the production of new molecules with high productivity in a context of green chemistry. Indeed, enzymes allow considering original functionalizations that are difficult to achieve by conventional chemical means.

In this context, two examples of recent achievements will be presented. The first example has required screening of the Protéus’ lipase toolbox to produce a chiral intermediate used in health field. The second example shows the power of directed evolution tools to improve the selectivity of lipases.

Lipase-catalyzed production of lysophospholipids

Gaëlle PENCREAC'H - Mer Molécules Santé, Université du Maine

Gaëlle Pencreac'h, Taha Mnasri, Josiane Hérault, Laurent Guavry, Céline Loiseau, Laurent Poisson, Françoise Ergan

Laboratoire Mer, Molécules, Santé (EA 2160)

Université du Maine, IUT de Laval, Laval, France

Lysophospholipids are important cell signalling molecules produced in vivo through the action of phospholipase A2 on membrane phospholipids. Due to the numerous roles they play in various physiological processes, lysophospholipids and their receptors are found in a wide range of cell types.

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However, most of these processes remain incompletely elucidated. At the same time, lysophospholipids are well-known emulsifying and solubilising agents for applications in food, cosmetic and pharmaceutical industries, mostly used in combination with phospholipids. Finally, they are recognized as suitable chemical forms for DHA supplementation in food.

For both fundamental and applied research, synthesis methods of lysophospholipids are essential to provide fully characterized stuctured molecules. Although various chemical pathways have been described, enzyme-catalyzed processes have been less frequently studied.

Both hydrolysis of natural phospholipids and esterification of glycerophosphocholine can be considered for lipase-catalyzed processes in order to produce structured lysophospholipids. The hydrolytic approach relies on selective lipase-catalyzed hydrolysis of natural phospholipids carrying bioactive fatty acids. For instance, docosahexaenoic acid (DHA)-rich lysophospholipids can be obtained via lipase-catalyzed hydrolysis of phospholipids naturally rich in DHA extracted from microalgae. Using the esterification reaction, lysophospholipids are obtained from glycerophosphocholine and free fatty acids. This approach allows the choice of the fatty acid depending on required lysophospholipid properties.

Yarrowia lipolytica lipases: genetics, production, regulation, biochemical characterization and biotechnological applications

Patrick FICKERS - Université. de Liège, Gembloux

Microbial Processes and Interactions, Université de Liège – Gembloux Agro BioTech, Passage des Déportés, 2, 5030 Gembloux, Belgium pfickers@ulg.ac.be

Lipases are serine hydrolases that catalyze in nature the hydrolysis of ester bonds of long chain triacylglycerol into fatty acid and glycerol. In favorable thermodynamic conditions, they are also able to catalyze reactions of synthesis such as esterification or amidation. The non-conventional yeast Yarrowia lipolytica possesses 16 paralogues of genes coding for lipase. However, little information on all those paralogues has been yet obtained. Lipase synthesis is triggered by fatty acid or oil used as carbon source confirming the high adaptation of Y. lipolytica to hydrophobic substrate utilisation. To date, only three isoenzymes, namely Lip2p, Lip7p and Lip8p have been partly characterised.

Here, we will focuses on the biochemical characterization of those enzymes with special emphasize on the Lip2p lipase which is the isoenzyme mainly synthesized by Y. lipolytica. Crystallographic data highlight that this latter is a lipase sensu stricto with a lid covering the active site of the enzyme in its closed conformation. Recent findings on enzyme conditioning in dehydrated or liquid formulation, in enzyme immobilization by entrapment in natural polymers from either organic or mineral origins are also discussed together with long-term storage strategies. The development of various biotechnological applications in different fields such as cheese ripening, waste treatment, drug synthesis or human therapeutics is also presented.

Use of lipases in food: which rules apply to business operators?

Mélanie LE PLAINE-MILEUR - SYNPA

Food business operators need a clear, predictable and reliable regulatory framework. Otherwise their business could be endangered. Does the regulation on food enzymes reply to these criteria?

From a French business operator point of view, food enzymes are regulated at both European and national levels.

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Depending on the uses of lipases, different rules may apply. Is lipase used for technological or nutritional purposes? Does lipase help to produce a novel ingredient? A few examples to understand what a regulatory approach may be to support the development of a new product.

Lecture by Mélanie Le Plaine-Mileur, Secretary General of the SYNPA, feed and food specialty ingredients. www.synpa.org

Lipase catalyzed synthesis of polyesters

Eric POLLET - Unistra

BioTeam/ICPEES-ECPM, UMR CNRS 7515, University of Strasbourg, 25 Rue Becquerel, 67087 Strasbourg, Cedex 2, France

Nowadays, organo-metallic catalysis is the main way to obtain well-controlled polyesters such as polycaprolactone (PCL), polylactide (PLA) or other aliphatic (co)polyesters like PBS or PBSA. However these catalytic systems may induce some toxicity (which could be detrimental for e.g., biomedical applications) [1], environmental pollution (in the case of e.g., compostability) and also increase the polymer degradation kinetics. Currently, enzymatic catalysis shows a great potential to substitute metal-based catalysts, and to limit final toxicity, environmental impacts and abiotic degradation, in perfect agreement with a sustainable development and concepts of green chemistry.

The enzyme-catalyzed synthesis of polyesters can be performed by two main routes. The first one is the ring-opening polymerization of cyclic monomers (lactones) while the second strategy consists in the polycondensation of diols with diacids. Enzymatic Ring Opening Polymerization (eROP) of lactones has been studied since 1993 [2] but still shows some limitations: kinetics is usually slow and only some monomers can be polymerized by this way. Most of the studies concern ε-caprolactone and the few ones on lactide often show inconsistent results. Some methods to improve the polymerization kinetics have been used, such as microemulsion or continuous flow reaction [3] or by using ionic liquid as solvent. However, the main investigations concerned the immobilization of proteins onto various supports (e.g. nanoclays, silicones or acrylic resins) to increase the enzyme stability and catalytic activity for polyester synthesis [4].

The first part of this presentation is thus dedicated to the analysis of different lipases potential to polymerize lactones and lactides and the corresponding optimized conditions of polymerization. For that, some of the aforementioned methods, such as copolymerization or enzymes immobilization on nanoclay, have been investigated [4] to improve enzymes efficiency. We also developed a new approach of solvent-assisted activation of the monomers and the prepolymers for the ROP of lactide. Hence, we improved the reactions kinetics and the molecular weight of the resulting PLA.

The second part of this work concerns the synthesis of biodegradable aliphatic (co)polyesters, like PBS or PBSA, from lipase-catalyzed polycondensation of fully biobased monomers such adipic acid, succinic acid and butanediol.

All the polyesters have been fully characterized by thermal (DSC, TGA) and chemical methods (NMR, Maldi-ToF spectroscopy, infrared spectroscopy), highlighting the relationships between the molecular architectures and the physico-chemical properties. Effects of these biocatalytic syntheses on the corresponding macromolecular architectures have been analyzed. [1] Tanzi, M.; Verderio, P.; Lampugnani, M.; Resnati, M.; Dejana, E.; Sturani, E.; Journal of Materials Science: Materials in Medicine; 1994; Vol 5 (6-7), p.393–396. [2] Uyama, H.; Kobayashi, S.; Chem. Lett. 1993; p.1149-1150 [3] Kundu S., Bhangale A.S., Wallace W.E., Flynn K. M., Guttman C.M., Gross R.A., Beers K. L.; J. Am. Chem. Soc.; 2011; p.6006-6011 [4] Öztürk Düşkünkorur, H., Pollet, E., Phalip, V., Güvenilir, Y., Avérous, L.; Polymer (United Kingdom); 2014; Vol 55 (7), p.1648-1655 [5] Duchiron, S., Pollet, E., Givry, S., Avérous, L.; RSC Advances; 2015; Vol 5, p.84627-84635

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Les co-produits de la transformation des lipides sont-ils des déchets ou des valeurs ajoutées ?

David BASSARD - UTC/TIMR

Bassard D., Docteur de l’Université de Technologie de Compiègne - Génie des Procédés Industriels et Développement Durable

Les processus de transformation des lipides impliquent, malgré l’optimisation croissante des taux de conversion, une production de co-produits qui, bien souvent, sont considérés comme des déchets de l’activité industrielle. En cela, le traitement des co-produits lipidiques génère une charge financière directement imputable à la viabilité économique des produits finaux. Or, l’intégration d’un processus de biotransformation des co-produits lipidiques par méthanisation permet, aujourd’hui, de modifier leurs paradigmes industriels et sociétaux.

La méthanisation, ou digestion anaérobie (DA), se définit comme un ensemble de processus biologiques symbiotiques concourant à la transformation de la matière organique (MO) sous des conditions exemptes d’oxygène gazeux ou dissous. Les deux produits obtenus sont d’une part un biogaz composé essentiellement de méthane (CH4) et de dioxyde de carbone (CO2), d’autre part un digestat. Le CH4 et le digestat sont les deux principales fractions valorisables, respectivement en tant que combustible et amendement organique des sols agraires. Lorsque la digestion d’au moins deux types de substrats organiques est opérée simultanément, on parle alors de codigestion anaérobie (CoDA).

Dès 1933, Symons et Buswell [1] ont formulé le bilan réactionnel de la DA des substrats organiques, introduisant ainsi la notion de potentiel biométhanogène (PBM) de ces derniers, exprimé en Nm3CH4.tMO-1. Ainsi, en considérant les formulations moyennes des glucides ([C6H10O5]n), des protéines ([C16H24O5N4]n) et des lipides ([C50H90O6]n), leurs PBM respectifs sont d’environ 415, 634 et 990 Nm3CH4.tMO-1 (1 Nm3CH4 = 1,15 L d’essence = 9,7 kW.h-1 d’électricité). En conséquence, les co-produits lipidiques apparaissent comme une manne énergétique pour l’industrie qui les produit.

Toutefois, dans le cas des substrats lipidiques, de nombreuses études ont indiqué qu’une charge élevée (> 1 kg.m-3) appliquée au digesteur provoquait une déstabilisation, voire une inhibition, des processus de biotransformation [2]; [3] (p.71-76); [4]. Les problématiques recensées dans la littérature sont notamment : (i) l’inhibition des activités biologiques par l’adsorption massive d’AGLC sur les flocs microbiens, (ii) la diminution du pH par l’accumulation de métabolites secondaires (p.ex. : acide propionique).

A partir de ce constat, il est apparu qu’un traitement par CoDA des substrats lipidiques associés à des co-substrats majoritairement protéiques (p.ex. : boues biologiques), ou glucidiques (p.ex. : lisier de porc), était une solution adéquate à l’augmentation de la charge appliquée au digesteur [3] (p.273-280). En effet, la formulation des mélanges de substrats en CoDA doit permettre la dilution des inconvénients constitutifs des substrats unitaires et de cumuler leurs points forts afin de constituer une synergie méthanogène [5]. [1] Symons, G. E. et A. M. Buswell. 1933, « The methane fermentation of carbohydrates1,2 », Journal of the American Chemical Society, vol. 55, no 5, p. 2028–2036. [2] Pereira, M., A. Cavaleiro, M. Mota et M. Alves. 2003, « Accumulation of long chain fatty acids onto anaerobic sludge under steady state and shock loading conditions: effect on acetogenic and methanogenic activity », Water Science & Technology, vol. 48, n°6, p.33-40. [3] Girault, R. 2011, « Etude des cinétiques de dégradation anaérobie et des interactions entre substrats organiques : impact sur les filières de co-digestion », Thèse de doctorat, Université de Rennes 1. [4] Zonta, Z., M. Alves, X. Flotats et J. Palatsi. 2013 « Modelling inhibitory effects of long chain fatty acids in the anaerobic digestion process », Water Research, vol.47, n°3, p.1369-1380. [5] Mata-Alvarez, J., S. Macé et S. Astals. 2009 « Codigestion of solid wastes : a review », dans International Workshop on Anaerobic Digestion : An old story for today and tomorrow, Laboratoire de Biotechnologie de l’Environnement, Narbonne, p.83-89

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Lipases, microalgae and biofuels

Frédéric BEISSON - CEA CNRS – Université Aix-Marseille

In the last decade, declining fossil fuel reserves and increasing concern over greenhouse gas emissions have provided a strong incentive to develop biofuels. Use of plant oils extracted from seeds (e.g. canola) or fruits (oil palm tree) to produce biodiesel has met with strong criticisms due to competition with food use and environmental issues. Production of lipid-based biofuels from microalgal or cyanobacterial biomass has thus emerged as a promising solution because it competes less with food production and use of arable lands. However, despite the high biomass productivity and high oil content of algal cells, algal biofuel is still not economically competitive. Some of the major issues that need to be solved include the high costs of biomass harvest, biomass drying and lipid extraction. To circumvent these bottlenecks, a variety of improvements related to the cultivation methods and to the algal strains have been described in the literature in the past few years. This presentation will focus on the development of algal strains that express lipases, either to excrete fatty acids in the culture medium or to synthesize volatile hydrocarbons from lipids.

Candida antarctica lipase B : a performing tool for the continuous production of pseudo-ceramides

Nicolas BRIDIAU - Université de La Rochelle

LE JOUBIOUX F.1, BRIDIAU N.2*, SANEKLI M.2, GRABER M.2 and MAUGARD, T.2 1 VALBIOTIS - 1 rue de la Trinquette, 17000 La Rochelle, France 2 UMR 7266 CNRS-ULR, LIENSs, Equipe Approches Moléculaires, Environnement-Santé, Université de La Rochelle, Avenue Michel Crépeau, 17042 La Rochelle, France *E-mail: nicolas.bridiau@univ-lr.fr

Ceramides are natural compounds derived from the N-acylation of sphingosine and are key intermediates in the biosynthesis of all complex sphingolipids. Like their synthetic analogs, they have been widely used in the agro- (tensioactive agents), and pharmaceutical industries (antimicrobial, antiviral or anti-tumor drugs). Moreover, they have a wide range of commercial applications in the cosmetic industry as active ingredients included in hair and skin care products, due to their major role in preserving the water-retaining properties of the epidermis [1-2].

In this context, the selective acylation of amino alcohol-based multifunctional compounds to produce ceramide analogs, the so-called “pseudo-ceramides”, is of growing interest. The aim of our work thus consisted to develop a new enzymatic continuous process to product pseudo-ceramides, in a packed-bed bioreactor. This process was based on a two-step synthesis method involving Novozym® 435 (immobilized Candida antarctica lipase B) as the biocatalyst (fig. 1).

Fig. 1. Experimental setup for the continuous Novozym® 435-catalyzed acylation reaction conducted in a packed-bed bioreactor system.

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First, the behaviour of Novozym® 435 during the O- and N-acylations of various multifunctional substrates was evaluated in a batch bioreactor. A structure-activity of the acyl acceptor was carried out, using various amines or amino-alcohols. The crucial roles of the group located in β-position of the amino group and of the carbon chain length between the alcohol and amino groups were thus demonstrated [3]. The effect of the solvent nature on the acylation of three amino-alcools (alaninol, 4-amino-1-pentanol and 6-amino-1-hexanol) was then studied using two organic solvents exhibiting different polarities, 2-methyl-2-butanol and n-hexane, and one ionic liquide, [Bmim] [PF6], as reactional media. This allowed to better understand the parameters affecting the chemoselectivity and catalytic activity of Novozym® 435 during the acylation of amino-alcohols [4].

Secondly, the process was optimized by investigating the effects of various factors (reactional medium, geometry of the bioreactor, flow, ...), in terms of productivity, yield and economic cost for each of the two synthesis steps involved [5]. [1] J.F. Molina et al., Household and Personal Care todays, 2008, 2, 12-15. [2] D-H. Kim et al., Colloids Surf., B., 2009, 73, 207-211. [3] F. Le Joubioux et al., J. Mol. Catal. B Enzym., 2013 85-86, 193-199. [4] F. Le Joubioux et al., J. Mol. Catal. B Enzym., 2013, 95, 99-110. [5] F. Le Joubioux et al., J. Mol. Catal. B Enzym., 2014, 109, 143-153.

Lipids and lipolytic enzymes of the microalga Isochrysis galbana

Laurent POISSON - Mer Molécules Santé, Université du Maine

L. Poisson, F. Hubert, C. Loiseau, L. Gauvry, G. Pencréac’h, J. Hérault & F. Ergan Laboratoire Mer, Molécules, Santé (EA 2160), Université du Maine, IUT de Laval, Laval, France laurent.poisson@univ-lemans.fr

Marine microalgae are known for their ability to produce omega-3 long chain polyunsaturated acids (PUFAs) such as docosahexaenoic acid (DHA) and eicosapentaenoic acid (EPA). Among these microalgae, Isochrysis galbana, has received increasing interest especially because of its high DHA content and its common use in hatchery to feed fish larvae and clams. The large amount of DHA in I. galbana may also suggest the presence of lipolytic enzymes with potential interesting selectivities and substrate specificities.

For these reasons we further investigate the potential of this microalgae for the production of valuable lipids and lipolytic enzymes.

Isochrysis galbana was cultivated in Erlenmeyer flasks at laboratory scale or in 100L photobioreactor. After lipid extraction optimization and fatty acid analysis, it was shown that DHA was mainly located at the sn-2 position of the phospholipids. Thus, I. galbana was considered an interesting starting material for the lipase catalyzed production of structured phospholipids containing one DHA and one medium chain fatty acid in order to combine therapeutic benefits and rapid energy release.

Starting from total RNA extract from I. galbana, coding sequences of putative lipolytic enzymes were obtained by RACE and nested PCR. An expression plasmid was constructed by ligating one coding sequence to a plasmid vector and then cloned in E. coli. A C-terminal histidine tag has been introduced to allow purification and immunochemical detection of the target enzyme. Results showed the effective functionality of plasmid construction for the recombinant protein production and western blot identification showed the production of a protein with the expected size. Local alignment using BLASTP and biochemical evidences support the hypothesis that the expressed protein was a thioesterase.

KEYWORDS Microalgae

-3 polyunsaturated fatty acids Phospholipids Lipolytic enzymes

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Control of equilibrium position in lipase catalysed synthesis

Peter HALLING - University of Strathclyde

WestCHEM, Department of P & A Chemistry, University of Strathclyde, Glasgow G1 1XL, UK

Nearly all reactions catalysed by lipases are reversible. In consequence the position of chemical equilibrium often determines the achievable conversion in preparative processes. So to obtain acceptable equilibrium conversions we need to choose the right conditions, and would like to understand and predict how these affect equilibrium position. Such effects are of course independent of the type of catalyst (lipase or other), so in principle predictions are easier – we do not have to consider effects on the enzyme molecule, just on reactants and products.

Long ago it was realised that in non-aqueous media lipases can catalyse ester synthesis. This is often attributed as an automatic consequence of the use of low water conditions, but in fact water mass action does not necessarily contribute. Reversal of hydrolysis only becomes more favoured when the thermodynamic activity of water is reduced significantly below 1, the value for pure water. But a water-saturated medium has a water activity close to 1, even though the water concentration can be tiny. Many lipases can remain catalytically active at water activity well below 1, but using this to shift equilibrium towards synthesis usually requires active means to remove product water continuously.

So if water mass action does not promote reversal of hydrolysis in many non-aqueous media, what does? It is the solvation of the ester, compared with the alcohol and acid reactants. And one simple trend is that esterification is progressively more favoured as the medium becomes less polar. Indeed these equilibrium effects can be a problem when ester hydrolysis is the desired reaction, but organic solvents are chosen to promote reactant solubility.

It would clearly be desirable to predict how reaction equilibria depend on the medium employed. This requires knowledge of the solvation of reactants and products, which might be estimated from experimental data or theoretical predictions. Some early approaches used partition coefficient data and correlations, and then the group contribution method UNIFAC. But recently the COSMO-RS method has proved effective, and is the best current option. This method uses quantum chemical calculations to obtain effective surface charge distributions for each type of molecule, reactant, product or solvent. These are then used in a relatively fast statistical mechanics calculation to predict activity coefficients for solvation. We showed that COSMO-RS could describe effects on the equilibria for partial glyceride hydrolysis and synthesis, a case where the UNIFAC method was inaccurate (Fermeglia et al, 2006, Biotechnol. Prog. 22, 1146). Since then several other studies have shown its value (Castillo et al, 2012, Methods Mol. Biol. 861, 383; Voulgaris et al, 2015, Fluid Phase Equil. 398, 51; and references cited therein), including in ionic liquids and two-phase reaction systems.

One interesting application of lipases is in the esterification of polysaccharides, notably starch and cellulose. It is hard to dissolve or disperse these in non-aqueous media. But in fact the equilibrium position gives useful degrees of acylation in substantially aqueous conditions (Alissandratos & Halling, 2012, Bioresource Tech. 115, 41). One contribution to making the equilibrium for esterification favourable is the transfer of a hydrophobic fatty acid chain into ordered water around the polymer surface, where the hydrophobic effect will be effectively weaker.

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Sophorolipid a new industrial effective biosurfactant with an ecofriendly profile

Alexis RANNOU - Soliance

Surfactants are produced & used in large amount & for many applications such as hygiene, detergency, additive, cosmetic etc...

The production is estimated around 15 million tons/year.

Surfactants are currently produced from both biobased renewable ressources such as the lipid phase & petrochemical feedstock .

Surfactants synthesis mostly requires hazardous chemical such as ethylene oxyde & during the process because of the heat & catalyst, chemical reaction produce side toxics product.

There is a risk for the environement with the discharge in the aquatic medium.

The regulation such as Reach for Europe reinforce tests to protect people & environment.

In addition detergency regulation is now imposing minimal degradation limits (EC N° 648/2004) & consumers want to use substainable products.

Moreover the use of palm oil in a larges quantity for surfactant industry impacts the primary Forest & biodiversity in Asia & LATAM.

New generation of Surfactants using green chemistry appeared with sucro ester and Alkyl PolyGlucosides (APG) 30 years ago and is now fully industrialized even if still expensive versus Lauryl ethyl sulfate (LAS).

For 20 years now Soliance develops a new type of glycolipid biosurfactants using biotech with yeast (Candida Bombicola) able to graft vegetal lipid tail to vegetal glucose head without any catalyst except air.

The process presents a high yield of bioconversion and use local renewable biomass ressources such as rapeseed oil & glucose from wheat.

Sophorolipid is a low foarm surfactant, very efficient for detergency as hard surface cleaning & additives applications or petrol soil depolution, able to degrease & solubilise perfum & essential oil .

The environment profile is very effective: Biodegradable & less aquatoxic versus standard surfactant.

To conclude Sophorolipid is new class of effective biosurfactant able to fit with consumer needs using clean technology with a high relevant environement profile.

Lipases: effective tools for the development of dermo-cosmetic active ingredients

Florent YVERGNAUX - Solabia

Enzymatic processes represent one of the most important ways to develop new kinds of compounds with respect of green chemistry. Among these enzymes, lipases (triacylglycerol hydrolases) are a family with a huge potential for industrial applications. Lipases find many interesting and promising applications in the field of lipids or lipids derivatives. Linked to their wide-ranging significance, these biological catalysors remain a subject of intensive studies particularly for the development of ingredients for skin applications. For example sugar esters are bio-surfactant with applications in formulations. In many cases the use of lipases for the development of these kinds of molecules plays advantages over chemical reaction (selectivity, mild conditions, purity, …). Other kinds of molecules for actives ingredients applications are also well known. Some examples for skin applications will be described and a development of a family of ceramides analog will be more detailed in this presentation. In this case, the use of 2 kinds of lipases is necessary to have a better regio-selectivity. Generally, these enzymes are very good helper for the synthesis of high value molecules for skin applications.

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Valorisation d’huiles et de matières grasses usagées issues de l’industrie agro-alimentaire : les lipases comme réponse à la diversité des matières premières

Michel MILLARES - Gecco

Petroleum products still account for 95% of European road transport fuel consumption and represent 21% of European Greenhouse Gas (GHG) emissions. Meanwhile, price levels and volatility pose a growing threat to this sector.

As a result, the need for renewable energies becomes urgent. The European Union’s renewable energy target – every Member-State must ensure that at least 10% of their transport fuels come from renewable sources by 2020 – also seriously boosted the first generation biofuels’ sector:

• Agricultural bioethanol is meant to be used in gasoline engines,

• Biodiesel, made from oilseed crops, is meant to be used in standard diesel engines.

First generation biofuels generally help reducing GHG emissions but their environmental performance remains mitigated due to their negative impact on water and soils. Besides, their acceptability has been reconsidered since the 2010s because their processing is in competition with food production since they use the same crops. By 2013, EU strategy was re-oriented toward “advanced” biofuels, made from wastes or agricultural & forestry residues (2nd generation) or algae (3rd generation).

Used Cooking Oils (UCO) are processed from food industry and catering wastes; cheap and largely available, UCO are playing a rising role in the development of advanced biofuels. Their recovery and valorisation is progressing, thanks to European regulation; but to date, less than 40% of discarded UCO are actually collected and the biofuels processed from them are still associated with negative environmental impacts.

Indeed, on the current industrial scale, biodiesel are produced either from UCO or pure vegetal/animal oils and fats by chemical transesterification processes using methanol as reactant. These processes have several environmental drawbacks: high water consumption for washing, non-recyclable catalyst, use of non-renewable and toxic chemicals (methanol). On a technical point of view, chemical catalysis processes have low tolerance to Free Fatty Acids (FFA) that can be found in high concentrations in UCO.

Moreover, biofuels production chains still massively resort to import and long-distance transport to large-capacity processing units: freight accounts for up to 20% of the GHG impact of these biofuels life cycle.

UCO can be divided in four main categories: Low FFA (<5 %) liquid vegetal UCO, low FFA (<5 %) solid vegetal UCO, high FFA (>5%) UCO and animal greases.

The transesterification reaction is possible by enzymatic catalysis. Since lipase have generally a low sensibility to FFA, different categories of UCO can be processed into biodiesel under similar operational conditions, usually at low temperature. These advantages plus the fact that lipase can be recycled make them of great interest for biodiesel production

Gecco is a Social SME based in Lille that collects WCO from restaurants and industries. Gecco collaborates with Lille 1 University since 2008 and has implemented a research program to develop an alternative enzymatic process with the Institut Charles Viollette. The aim is to obtain high environmental and social performances on the whole biodiesel life cycle thanks to the enzymatic process and its implementation in circular economy loops at a regional scale.

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Résumés des posters

POSTER #2 - SESSION 1

Les vinasses de distilleries, un milieu nutritif alternatif en vue de la produc-tion de lipides microbiens pour des applications en biocarburants de troi-sième génération

Julien HOARAU - Laboratoire de Chimie des Substances Naturelles et de Sciences des Aliments

Julien HOARAU, Isabelle GRONDIN, Yanis CARO, Thomas PETIT

Les biocarburants de troisième génération devront être moins couteux, plus respectueux de l’environnement et ne pas entrer en concurrence avec les usages alimentaires. L’utilisation de vinasses de distilleries en tant que milieu de culture pour la production de biomasse microbienne et de lipides adresse ces 3 critères simultanément.

Seize souches de champignons filamenteux et quatorze souches de levures, sélectionnées en fonction de leur caractère oléagineux ou de leur capacité à croitre sur vinasse, ont été criblées pour leur potentiel de croissance et de production de lipides en culture liquide sur vinasse pure.

Les souches de champignons produisent globalement plus de biomasse que les souches de levures, 90% de ces dernières produisant moins de 8 g/L de biomasse contre 40% des souches de champignons filamenteux produisant plus de 10g/L de biomasse.

Parmi les souches criblées, six ont été sélectionnées, dont deux comme souches de référence (A. niger et Y. lipolytica), deux autres pour leur capacité de production de biomasse (A. awamori et C. curvata avec 19g/L et 9g/L, respectivement, de biomasse produite ; matière sèche (MS)), et enfin deux pour leur capacité d’accumulation de lipides (M. vinacea et R. toruloides avec 16% MS et 18% MS respectivement).

Parmi ces souches, la meilleure productrice de lipides est A. awamori avec 2.27 g de lipides produits par litre de vinasse. Les lipides microbiens produits sont principalement composés d’acide palmitique (C16:0) entre 21 et 33% des acides gras totaux, d’acide oléique (C18:1 n-9) entre 15 et 28% et d’acide linoléique (C18:2, n-6) entre 16 et 42%. Cette composition en acides gras est similaire à celle obtenue à partir d’huiles végétales couramment utilisées pour la production de biodiesel de première génération. Les propriétés du biodiesel obtenu avec A. niger et Y. lipolytica sont compatibles avec les normes européennes en ce qui concerne l’indice de cétane, la viscosité, la densité et les propriétés d’écoulements au froid.

Ces résultats montrent que l’utilisation des vinasses de distilleries, comme source nutritive pour la production de lipides microbiens pour des usages en biocarburants, est réalisable, tout en respectant les normes européennes existantes. Des travaux sont actuellement en cours pour optimiser les rendements en biomasse et l’accumulation de lipides en fermenteur.

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POSTER #7 - SESSION 1

Vers la bioraffinerie oléagineuse du futur

Jérôme LE NÔTRE - SAS PIVERT

Dr. Caroline Hillairet et Dr. Jérôme Le Nôtre

La SAS PIVERT a été créée en 2012 dans le cadre du programme « Investissements d’Avenir » pour porter l’Institut de Transition Energétique ITE P.I.V.E.R.T. (Picardie Innovations Végétales, Enseignements et Recherches Technologiques). A l'interface de la recherche et de l'industrialisation, la SAS PIVERT joue un rôle clé dans le processus d'innovation et de valorisation de technologies innovantes.

L'originalité de la SAS PIVERT repose sur un triptyque combinant un ambitieux programme de recherche, le programme GENESYS, une plateforme technologique pour l'industrialisation des procédés, le BIOGIS Center, et un Club d'Industriels.

Pour construire son portefeuille de technologies, la SAS PIVERT s’appuie principalement sur le programme de recherche précompétitive GENESYS et vise à développer la bioraffinerie oléagineuse du futur. Ce programme prend en compte l’ensemble du cycle de vie de la biomasse, de sa production à sa transformation en produits chimiques, tout en intégrant une dimension socio-économique. A ce jour, il se base sur le financement de 63 projets collaboratifs de recherche qui constituent une source importante d’innovations susceptibles de valorisation.

Parmi ses 7 sous-programmes de recherche, le sous-programme 4 porte sur la production microbienne de lipides et dérivés et se base sur le développement de procédés fermentaires et de bioconversion. Il vise l’obtention des souches permettant une production économiquement viable de molécules pour des applications en chimie de spécialité.

POSTER #10 - SESSION 1

Plateforme LIPIDOCEAN : Expertises, outils et possibilités analytiques appli-quées aux biotechnologies bleues

Fabienne LE GRAND - LEMAR-CNRS

Fabienne LE GRAND, Claudie QUERE, Gauthier SCHAAL et Philippe SOUDANT

LEMAR-IUEM, Technopole Brest Iroise, 29280 Plouzané

La plateforme LIPIDOCEAN est dédiée à l’analyse des lipides complexes d’origine marine mettant à profit 20 ans d’expertise sur ces molécules.

Les matrices biologiques pouvant être analysées sont variées, que ce soient des animaux, des végétaux, des organismes uni- ou pluricellulaires, des sédiments, de l’eau de mer ou des co-produits industriels.

L’équipement de la plateforme se compose de : • 5 GC-FID pour l’analyse en routine des acides gras et des stérols • 1 GC-MS qui permet de caractériser et d’identifier des structures chimiques complexes • 1 système HPTLC qui permet de quantifier rapidement différentes classes de lipides • 5 systèmes HPLC qui permettent la purification non destructive de différentes classes de lipides et

la récolte de fractions pour des analyses complémentaires

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Grâce à ces instruments analytiques performants et à son équipe possédant une expertise reconnue dans le domaine des lipides marins, la plateforme LIPIDOCEAN permet :

• l’analyse fine de la composition lipidique des organismes marins, dans sa complexité et sa diversité, avec un niveau de détail particulièrement élevé et unique au monde

• l’étude des mécanismes physiologiques, cellulaires et subcellulaires régulant cette composition lipidique

La plateforme d’analyse lipidique a pour but de concevoir, développer et conduire en spécialistes des outils analytiques dans le cadre de projets de recherche transversaux aussi bien au niveau local qu’avec des partenaires industriels et scientifiques, nationaux et internationaux.

Les principaux axes de recherche développés sont la physiologie et la biologie cellulaire, la nutrition aquacole, l’écologie trophique, l’écologie chimique et les biotechnologies bleues.

Cet axe biotechnologie se développe particulièrement au sein de la plate-forme « LIPIDOCEAN », les lipides marins présentant un intérêt dans 3 domaines notamment :

• l’énergie, pour la fabrication de biocarburant. Les lipides d’intérêt sont les triglycérides, les hydrocarbures et les alkénones produits par les microalgues

• la nutrition, par la valorisation d’acides gras essentiels comme les omégas 3, EPA et DHA, contenus dans les poissons et les mollusques marins mais aussi les microalgues marines

• la santé où il s’agit de valoriser la forte chimio-diversité des structures lipidiques des organismes marins qui peut être source de lipides bioactifs

POSTER #13 - SESSION 1

About the interest of HPTLC in the bio-clinical research and food industry: how does it work, and typical results in the lipid analysis.

Pierre BERNARD-SAVARY - Club de CCM

Pierre Bernard-Savary, Club de CCM, l’ancienne église, F-38340 Pommiers la Placette, France

Résumé HPTLC (for high-performance thin-layer chromatography) is a rapid liquid chromatography, with a very wide application field due to its detection capabilities and low matrix sensitivity. It is a quantitative method which is hyphenated with MS. When many analysts are now confronted with situations where HPTLC is a suitable solution to their problems and might be favored over better known and more widely used analytical methods, they usually miss up-to-date and adequate information-training in HPTLC.

This poster will intend to show with some examples in the lipids analytical field, how does it work, and what are its possibilities and limits.

HPTLC is an off-line method where each step is fully independent and gives therefore an extreme flexibility. One key element is that all the sample content remains dried on the plate after separation, for any detection means. Therefore this method is favored in any case when the interesting compounds of the sample have no UV absorbance, which is the case of most of the lipids. The first step of the method is spray-on application, and enables HTS (high throughput screening). The automatic sampler (ATS) applies up to 30 samples on each side of a 20x10 plate, with any solvent, including polar ones as water. The second step, the migration of the plate, takes place in a horizontal anti-parallel chamber. This needs only a small volume of solvent, 3 mL for 30 samples, i. e. 100 µL / sample only, which is good for the economy and the ecology as well.

The speed of the analysis, which is proven to be much quicker than UPLC, is due to the parallel chromatography of many samples on the plate. The matrix tolerance of the chromatographic plate avoids heavy sample preparation steps, reduces time consumption and improves the results reliability.

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Besides the various ways to develop an HPTLC plate, vertically or horizontally, manually or automatically, the ultimate method for high separation power is the AMD gradient method. Invented first for pesticides in water, it is widely used in lipids analysis. The potential of this method is both in high resolution and sensitivity because of the focusing effect of this method. This automated process is absolutely reproducible, and independent of matrix effect (i.e. the migration distances are the same with or without matrix for reference and sample).

The detection is a major strength of the HPTLC method, as the separated samples remain accessible on the plate. Many detection ways are compatible on the same plate, from densitometry, with or without staining, until anti-body antigenic reaction directly on the plate. HPTLC-MS interface, in elution mode enables today the extraction of the substances of the plate for on-line coupling with ESI-MS or for isolation and further analysis, through NMR for instance.

This poster would have reached its goal when it gives an overview on this HPTLC method and motivates to search for more information via the TLC French Club www.clubdeccm.com or during the next symposium for HPTLC (6-8th July 2017, Berlin, Germany). Trials and analytical feasibility studies are also possible on request by the authors.

POSTER #15 - SESSION 1

Olive oil lipid profiles strongly depend on the olive variety : the case of Corsi-can oils

Liliane BERTI - UMR-CNRS 6134 Université de Corse

Sophie Vincenti, Sabrina Jacopini, Magali Mariani, Virginie Brunini Bronzini de Caraffa, Claude Gambotti, Jean Giannettini, Jacques Maury et Liliane Berti

The main product of olive, olive oil, is the oldest known edible oil. This oil, produced without any refining process, is a genuine fruit juice obtained from simple pressure of the olive paste. Today, olive oil is highly valued for its flavor and its health benefits. It has a good balance of fats and contains minor compounds with nutritional properties of interest (natural antioxidants, vitamins). Its high content of monounsaturated fatty acids and natural oxidants offers protection against some diseases as cardiovascular diseases. Moreover, it is known that olive oil has beneficial effects on bone growth and digestive system, it reduces the risk of developing certain cancers and prevents cell aging.

France is a modest producer of olive oil with only 5100 tons produced during the harvest period 2012/2013 (23th world rank). In Corsica, the average of annual olive oil production correspond to 10% of the national production. A PDO « Huile d’olive de Corse » was obtained in 2004. Six olive varieties are authorised for the production of Corsican olive oil under PDO. Among these six varieties, it was established that four are local varieties, selected from local oleasters. The lipid composition of the four main Corsican varieties cultivated in different geographical areas under different denominations (different cultivars) was analysed. Results show that the fatty acid and triacylglycerol compositions strongly depend on olive variety. Indeed, the oils from cultivars of the same variety had very close lipid compositions even they are produced in different geographical areas. Moreover, by chemometric methods, oils are completely discriminated on the basis of variety. The Capanacce oil seems to be particularly interesting with a very low level of polyunsaturated fatty acids (4,0% to 4,2% of linoleic acid) and a high level of monounsaturated fatty acids (80,5% to 80,7% of oleic acid).

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POSTER #11 - SESSION 2

Comportements interfaciaux d’extraits lipidiques membranaires humains et bovins et leur influence sur l’adsorption de la lipase gastrique

Claire BOURLIEU - INRA UMR STLO- UMR IATE

C. Bourlieu 1,2* and W. Mahdoueni 1,2, G. Paboeuf 3, S. de Oliveira 1,2, S. Pezennec 1,2, J.-F. Cavalier 4, O. Ménard 1,2, A. Deglaire 1,2, S. Bouhallab 1,2, D. Dupont 1,2, F. Carrière 4, V. Vié 3

1 INRA UMR 1253 STLO, France; 2 Agrocampus Ouest UMR 1253 STLO, France; 3 IPR Institute of Physics, Rennes University 1, France; 4 CNRS, Aix-Marseille Université, UMR 7282 Enzymologie Interfaciale et Physiologie de la Lipolyse, France ;

*Claire.bourlieu@rennes.inra.fr

La membrane du globule gras laitier conditionne sa réactivité chimique et sa susceptibilité enzymatique. L’utilisation d’extraits membranaires bovins pour formuler des laits infantiles plus biomimétiques du lait humain a été proposée récemment [1, 2]. Une comparaison du comportement physico-chimique des extraits membranaires humains et bovins et de leurs interactions avec la lipase gastrique humaine n’a jamais été réalisée pour déterminer si leur comportement interfacial est vraiment similaire. Cette comparaison est ici entreprise en utilisant des outils biophysiques complémentaires : tensiométrie, ellipsométrie, microscopie à angle de Brewster et de force atomique en présence ou en absence de lipase.

Des extraits membranaires comprenant environ 70 % de lipides polaires (30 % triglycérides résiduels) ont été obtenus par extraction Folch puis acétonique à partir d’un pool de lait humain mature (n=5) ou de babeurre bovin. Des films de Langmuir et isothermes de compression (0 to 50 mN/m, 20°C) ont été réalisés à partir des deux extraits. Les films ont été transféré sur mica en présence ou en absence de lipase gastrique dans la sous-phase (pH 5, tampon d’acétate de sodium).

L’extrait membranaire humain présentait une plus grande compressibilité avec une cohésion latérale moindre que l’extrait bovin. Des domaines condensés (LC) étaient visibles dans l’extrait humain dès 10 mN/m tandis que des domaines plus petits étaient observés dans l’extrait bovin. En compression, ces domaines LC devenaient plus nombreux mais restaient individualisés tandis qu’ils avaient tendance à fusionner dès 20 mN/m dans l’extrait bovin. En présence de lipase gastrique, la coexistence de phase liquide-liquide a impacté la distribution latérale de la lipase de façon similaire à ce qui avait été observé pour l’extrait bovin [3]: la lipase gastrique s’adsorbe dans la phase liquide expansée (LE) et à plusieurs niveaux de hauteurs indiquant différents mécanismes d’interaction avec la membrane.

Les extraits membranaires humains et bovins partagent certaines propriétés physico-chimiques et présentent une réactivité interfaciale proche en conditions gastriques. L’approche biophysique proposée dans ce projet est intéressante pour caractériser les intéractions ‘lipase-lipides complexes’ et pourrait être appliquée à d’autres sources de lipides membranaires laitiers (e.g. equidae) ou végétaux.

References: [1] Gallier S. et al. (2010). J. Agric. Food Chem. 58, 12275–12285 [2] Bourlieu, C.; et al. (2015). Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, accessible en ligne. [3] Vié V., et al. (2015). Delivery of Functionality Congress, Paris, 12-14/07/2015.

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POSTER #5 - SESSION 3

Lipase-catalyzed transesterification of industrial lignin in ionic liquids

Eric HUSSON - Université de Picardie Jules Verne (GEC FRE CNRS 3580)

Lise Hulin (1), Eric Husson (1), Tatjana Stevanovic (2), Catherine Sarazin (1).

(1) Unité de Génie Enzymatique et Cellulaire, FRE CNRS 3580, Université de Picardie Jules Verne, 33 Rue Saint-Leu, 80039 Amiens, France

(2) Sciences du Bois et de la Forêt, Centre de Recherche sur les Matériaux Renouvelables, Université Laval, 2425 Rue de la Terrasse, Québec, QC G1V 0A6, Canada.

Valorization of lignin is essential for the economic viability of the biorefinery concept. For example, the enhancement of lignin hydrophobicity by chemical esterification is known to improve its miscibility in apolar polyolefin matrices, thereby helping the production of bio-based composites. To this end and due to its many reactive hydroxyl groups, lignin is a challenging macromolecular substrate for biocatalyzed esterification in non-conventional media. The present work describes for the first time the lipase-catalyzed transesterification of Kraft lignin in ionic liquids (ILs). Three lipases, three 1-butyl-3-methylimidazolium based ILs and ethyl oleate as long chain acyl donor were selected. Best results were obtained with a hydrophilic/hydrophobic binary IL system (1-butyl-3-methylimidazolium trifluoromethanesulfonate/1-butyl-3-methylimidazolium hexafluoro- phosphate, 1/1 v/v) and the immobilized lipase B from Candida antarctica (CALB) that afforded a promising transesterification yield (ca. 30%). Structural characterization of lignin oleate was performed by spectroscopic studies. The synthesized lignin oleate exhibited interesting textural properties, different from those of the original Kraft lignin.

POSTER #8 - SESSION 3

Improvement of the acyltransfer activity in lipases/acyltransferases

Anne-Hélène JAN - UMR 1208 IATE

Anne-Hélène Jan, Maeva Subileau, Charlotte DEYRIEUX, Véronique PERRIER, Eric Dubreucq

Montpellier SupAgro, UMR 1208 IATE, 2 Place Viala, F-34060 Montpellier cedex, France

The modification of fats and oils into high value added lipids is an important economic issue, as they are used in many fields, including cosmetics, pharmaceuticals, nutrition, food and fine chemicals. In this context, the development of efficient bioconversions in media free of organic solvents is particularly challenging for the green chemistry of lipids. Lipases are now widely used for catalytic and stereospecific transesterification reactions, but lipases/acyltransferases such as CpLIP2 from Candida parapsilosis are of special interest for biocatalysis applications in aqueous media. Indeed, these enzymes preferentially catalyze acyltranfer over hydrolysis when a suitable nucleophile is present, even in media with a very high thermodynamic activity of water (>0,9) (Briand et al, 1995a; Briand et al, 1995c; Vaysse et al, 2002). Based on protein sequence homologies, several other lipases/acyltransferases, such as CaLIP4 from C. albicans or CtroL4 from C. tropicalis, have been later characterized (Roustan et al, 2004; Neang et al, 2013).

In the recent years, we have focused on the identification of the structural determinants of the activity of lipases/acyltransferases in order to better understand their properties and to develop a set of improved lipases/acyltransferases with various specificities. For this, our strategy has been first to explore the natural diversity among homologous proteins to find new enzymes with different properties. Selected enzymes were produced by overexpression in P. pastoris and functionnally

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characterized. Then, their structures were analyzed using homology models based on the crystal structure of lipase A from Pseudozyma antarctica, in order to identify structural differences associated with acyltransferase activity. Protein engineering then allowed us to develop improved enzymes with increased acyltransferase activity and varied substrate specificities.

POSTER #9 - SESSION 3

Yarrowia lipolytica, a platform for the production of heterologous enzymes

Christophe LEPLAT - INRA MICALIS

Christophe Leplat, Marion Trassaert, Jérémy Vion, Rémi Dulermo et Jean-Marc Nicaud

Yarrowia lipolytica was used for more than 20 years as an alternative host for heterologous protein expression [1, 2]. An expression kit YLEXTM is currently commercialized by Yeastern [3]. Recent advances were recently reported of the development of Y. lipolytica expression systems including for enzyme evolution, systems permitting cell surface protein display and glycol-engineered strains developed by Oxyrane company [4, 5].

Moreover, several strong promoters have been developed: the constitutive TEF promoter, the oleic acid inducible POX2 promoter and the hybrid Hp4d. Additional hybrid synthetic promoters containing several copy of UASTEF or UAS1B have been recently developed allowing high protein expression level [6]. Expression cassette could be introduce in Y. lipolytica genome using different integration systems: either at docking platform (PBR322, or ZETA Platforms) or in random integration in strain devoid of YLT1 transposon. Multicopy integration could be also obtain using defective markers such as URA3d1. Either in the rDNA or in random integration in the genome. However, it was shown that overexpression of defined proteins could results to strains instability due to overload of the secretary pathway [7].

Here we will present a versatile set of plasmids that could be used for the isolation of strains overexpressing enzymes. Genes of interest could be clone either using the in-vivo LR clonase Gateway system or by classical in-vitro cloning using restriction enzymes. Thus allowing rapid evaluation of the best promoters to be used for a specific protein, especially with the development of high throughput transformation methods that have been recently developed [8]. Three examples of heterologous enzymes production will be reported showing that the best promoter to be used depend on the protein to be expressed.

[1] Nicaud JM, Madzak C, van den Broek P, et al. 2002. FEMS Yeast Res 2: 371–379. [2] Madzak C, Gaillardin C, Beckerich JM. 2004. J Biotechnol 109: 63–81. [3] Yeastern expression kit, Yeastern Biotech Co., Taiwan; http://www.yeastern.com [4] De Pourcq K, et al. 2012. Microb Cell Fact 11: 53. [5] Nicaud JM. 2012 Yeast 2012 Oct;29(10):409-18 [6] Blazeck J. et al.. 2013 Appl Microbiol Biotechnol. 97(7):3037-52 [7] Ogrydziak DM, Nicaud JM. 2012 FEMS Yeast Res. 12(8):938-48. [8] Leplat C, Nicaud J-M, Rossignol T 2015 FEMS Yeast Res. 15(6). pii:fov052

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POSTER #1 - SESSION 4

Chemo-enzymatic synthesis of key intermediates (S)-γ-hydroxymethyl-α,β-butenolide and (S)-γ-hydroxymethyl-γ-butyrolactone via lipase-mediated Baeyer–Villiger oxidation of levoglucosenone

Amandine FLOURAT - Chaire ABI - AgroParisTech

Amandine L. Flourat, Aurélien A. M. Péru, Andreia R. S. Teixeira, Fanny Brunissen, Florent Allais*

Levoglucosenone (LGO), a valuable chiral platform chemical that can be efficiently produced from catalytic fast pyrolysis of cellulose, has been efficiently converted into optically pure (S)-γ-hydroxymethyl-α,β-butenolide (HBO) using a two-step sequence involving a lipase-mediated Baeyer–Villiger oxidation and an acid hydrolysis. In the same fashion, (S)-γ-hydroxymethyl-γ-butyrolactone (2H-HBO) was successfully obtained through a three-step sequence (Baeyer–Villiger, palladium-catalysed hydrogenation and acid hydrolysis). The use of solid buffers in the lipase-mediated Baeyer–Villiger oxidation has proved beneficial in two ways: not only the reaction time and the enzymatic load were both reduced four-fold (from 8 to 2 hours and 464 to 113 U mmol−1) to reach conversions

≥83%, but solid buffers also prevented lipase from denaturation, thus preserving its enzymatic activity and allowing its use for further oxidation cycles.

POSTER #3 - SESSION 4

Unexpected depigmentant and anti-inflammatory lipophilic piperonyl ester obtained by biotechnological process from Brazilian passion fruit oil

FLORENT YVERGNAUX - Bioeurope / Groupe Solabia

Mario Gonçalves, T. Saguet, L. Lehr, and F. Yvergnaux

BioEurope, SOLABIA Group, Route d’Oulins, 28260 Anet, France

Herein we present an enzymatic free-solvent synthesis of a piperonyl ester using Brazilian passion fruit oil as a source of polyunsaturated fatty acid. Different key regulators of melanogenesis and inflammatory processes were targeted in order to evaluate the potent cutaneous applications of our piperonyl alcohol derivative.

Our piperonyl ester was synthesized with a free solvent biotechnological synthesis using an immobilized lipase (scheme 1). Ethyl linoleate or omega 6 rich oil, i.e. Brazilian passion fruit oil, and piperonyl alcochol were introduced in an equimolar ratio. Conversion is greater than 97% after 20 hours of reaction under vacuum and heating conditions.

Scheme 1: Free-solvent enzymatic synthesis of piperonyl linoleate

Piperonyl esters derivatives such as piperonyl acetate have well-known fragrance and aroma properties. As we have previously worked on a piperonyl omega-6 ester derivative, we decided to explore this piperonyl linoleic ester and its effects on melanogenesis. Our results led us to the unexpected conclusion that our product is an effective multi-target melanogenesis inhibitor with anti-inflammatory properties.

With this example we demonstrate that lipases constitute very good tools for the development of active ingredients for skin care applications.

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POSTER #4 - SESSION 4

Continuous lipase-catalyzed production of pseudo-ceramides in a packed-bed bioreactor

Florian LE JOUBIOUX - VALBIOTIS

Florian Le Joubioux a, Nicolas Bridiaub, Mehdi Saneklib, Marianne Graberb, Thierry Maugardb

a VALBIOTIS - 1 rue de la Trinquette, 17000 La Rochelle, France

b Université de La Rochelle–LIENSs-UMR 7266- Avenue Michel Crépeau, 17042 La Rochelle, France

Ceramides are key intermediates in the biosynthesis of all complex sphingolipids. They have been widely used in the cosmetic and pharmaceutical industries. Indeed, ceramides have a wide range of applications as active ingredients included in hair and skin care products. Moreover, ceramides can be used as active components in dermatological therapy and as potential anti-viral or anti-tumor drugs and anti-oxidant stabilizers. As a result of these numerous commercial applications, there is a growing interest in the development of new processes for ceramide synthesis. Ceramide synthesis is usually performed by acylation of sphingoid bases. However, due to the high cost of these compounds, other approaches have been developed to synthesize ceramide analogs, the so-called pseudo-ceramides, by the selective acylation of other compounds such as amino-alcohols.

In our work, the synthesis of pseudo-ceramides was carried out using for the first time a two-step continuous enzymatic process in a packed-bed bioreactor, using Novozym® 435 as biocatalyst. The first step involved the N-acylation of 3-amino-1,2-propanediol using stearic acid as the first acyl donor (i). This was followed by the selective O-acylation of the product synthesized in the first step, with myristic acid, to produce a N,O-diacyl 3-amino-1,2-propanediol-type pseudo-ceramide (ii). The process was first optimized by evaluating the effects of various factors: feed flow rate, quantity of biocatalyst, substrate concentration and molar ratio. Under optimal conditions, a synthesis yield of 92% with a satisfying production rate of 1 g h-1 gbiocatalyst-1 were obtained for the first step and a pseudo-ceramide synthesis yield of 54% with a production rate of 0.3 g h-1 gbiocatalyst-1 were reached for the second step. In addition, it was demonstrated that this two-step process has great potential for the production of pseudo-ceramides on an industrial scale. It was shown in particular that Novozym® 435 could be used for more than 3 weeks without a drop in the yield, proving that this biocatalyst is very stable under these operational conditions.

POSTER #6 - SESSION 4

Implementation of lipases/acyltransferases biocatalytic processes for simple and efficient valorization of biomass lipids

Maeva SUBILEAU - Montpellier SupAgro

Maeva SUBILEAU, Anne-Hélène JAN, Véronique PERRIER, Eric DUBREUCQ

The valorization of lipids through biorefinery processes often requires time and energy consuming procedures such as solvent extraction steps and eventually pre-drying of the biomass. Our team’s long term experience in the identification and the optimization of enzymes has allowed us to build a collection of peculiar lipases that exhibit exceptional ability to catalyze acyltransfer reactions in high water content media. Such biocatalysts can be used directly on wet biomass with only very limited pre-treatment steps. These wild-type, mutant and chimeric enzymes are related to the

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lipase/acyltransferase of Candida parapsilosis (CpLIP2) and to Lipase A of Pseudozyma (C.) antarctica (CaLA). Several rounds of selection and optimization have allowed the identification of remarkable enzymes that have been tested in simple biphasic bioprocesses. In oil-buffer-alcohol (< 6M) media, the selected enzymes have shown ability to synthetize fatty acid esters at high yield and productivity. Considering the large range of substrate specificity of these enzymes and their high specific activity, their implementation in biorefinery processes could allow simple and eco-efficient valorization of the biomass lipid fraction.

POSTER #12 - SESSION 4

Lipase catalysed Synthesis of Glycerolipidyl-Cyclodextrins

Véronique BONNET - Université de Picardie Jules Verne

Véronique Bonnet,a Cédric Gervaise,a,b Audrey Favrelle,a,b Florence Djedaïni-Pilard,a Catherine Sarazin,b

a Laboratoire de Glycochimie des Antimicrobiens et des Agroressources FRE-CNRS 3517 Université de Picardie Jules Verne, 33 Rue Saint-Leu 80039 Amiens Cedex (France) b Unité de Génie Enzymatique et Cellulaire FRE CNRS 3580 Université de Picardie Jules Verne, 33 Rue Saint-Leu 80039 Amiens Cedex (France)

veronique.bonnet@u-picardie.fr;catherine.sarazin@u-picardie.fr

Cyclodextrins (CD) are cyclic oligosaccharides obtained by enzymatic degradation of starch. Numerous chemical modifications of CD were reported to form safer compounds or new structures able to self-organize in water. Among CD derivatives, amphiphilic cyclodextrins which have capacity to form nanoparticles without cosolvent, could be excellent drug delivery systems.1 To create a new family of amphiphilic cyclodextrin easily available, the grafting of esters by lipases catalyzed reactions in non-conventional media was promising. In previous work, we reported that the reaction of permethylated 6-amino-6-deoxy- β-cyclodextrin and vinyl esters catalysed by various lipases without solvent led to acyl permethylated β-CD.2,3 Using vinyl esters, polyenyl-derivatives of cyclodextrins were obtained and fully characterized.4

After optimization of this reaction with few simple substrates, we have worked with 6-(glyceryl)-amidosuccinamide-6-deoxy-permethylated β-CD, 6-(1,3-dihydroxy-propionamidyl)-6-deoxy-permethylated β-CD and, 6-(2,3-dihydroxy-propionamidyl)-6-deoxy-permethylated β-CD (Scheme 1).5

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R,R' = H, COC7H15, COC17H35

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Scheme 1 lipase-catalyzed esterifications on derivatives of cyclodextrins

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The chemo-enzymatic synthesis and the influence of the nature of the cyclodextrins will be discussed. These novel compounds were fully characterized by HR-MS and NMR. Studies of critical micelle concentration of auto-assembled objects in water and in buffer solutions will be presented.

Ce travail a été financé par le Conseil Régional de Picardie. Les thèses de AF et CG ont été co-financées par le Conseil Régional de Picardie et l’Union européenne dans le cadre du programme IBFBio et du projet « Nanovecteurs ». [1] Bonnet, V.; Gervaise, C., Djedaïni-Pilard, F.; Furlan, A., Sarazin, C. Drug Discovery Today 2015, doi 10.1016/j.drudis.2015.05.008 [2] Favrelle, A.; Bonnet, V.; Sarazin, C.; Djedaıni-Pilard, F. J Incl Phenom Macrocycl Chem 2007, 57, 15-20. [3] Favrelle, A.; Bonnet, V.; Avondo, C.; Aubry, F.; Djedaïni-Pilard, F.; Sarazin, C. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic 2010, 66, 224-

227. [4] Favrelle, A.; Bonnet, V.; Sarazin, C.; Djedaïni-Pilard, F. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 2240-2245. [5] C. Gervaise, V. Bonnet, F. Nolay, C. Cézard, I. Stasik, C. Sarazin, F. Djedaïni-Pilard. Eur. J. Org. Chem 2014, 28, 6200-6209.

POSTER #14 - SESSION 4

Use of biocatalytic processes for the production of value-added compounds

Magali MARIANI - Université de Corse

Mariani M, Jacopini S, Vincenti S, Brunini V, Gambotti C, Paquet P, Muselli A, Desjobert JM, Costa J, Maury J, Berti L

The volatile compounds, responsible for the fresh odor of cut grass known as "green note", have a particularly interest for flavor and food industries. These compounds (hexanal, 3Z-hexenal and 2E-hexenal) are naturally synthesized in higher plants through the lipoxygenase pathway. The lipoxygenase catalyzes, first, the oxygenation of linoleic and linolenic acids to form fatty acid hydroperoxides, which are then cleaved by hydroperoxide lyase (HPL) to generate short-chain aldehydes and oxoacids.

Unfortunately, the amount of these compounds is too low to consider their extraction from raw plant, and the processes of production currently used are highly polluting or lead to a low yield. To overcome these drawbacks, the use of recombinant, or commercial enzymes, in such processes constitutes an attractive alternative because they would allow producing these molecules in a more effective way, while benefiting from the "natural" label.

The combined action of a Candida rugosa lipase and a soybean 13-lipoxygenase was performed on two vegetable oils. The sunflower oil, which contains around 67 grams of linoleic acid for 100 grams of oil and traces of linolenic acid, is mainly used to produce 13-hydroperoxides of linoleic acid. The second oil, linseed oil, which contains around 56 grams of linolenic acid and 15,5 grams of linoelic acid for 100 grams of oil, is mainly used to produce a large amount of 13-hydroperoxides of linolenic acid and a lesser amount of 13-hydroperoxides of linoleic acid.

There is no commercial 13-Hydroperoxyde lyase available, so we have produced, purified and used an olive recombinant 13-Hydroperoxyde lyase (HPLwt) in several experimental conditions. We have obtained conversion yields of 93 % and 73 % for hexanal and 3Z-hexenal productions respectively.

The aim of this project is the optimization of a process combining the commercial lipase and 13-lipoxygenase to produce substrates that will be hydrolyzed by the olive recombinant 13-HPLwt to generate the compounds with the particularly odor of the green note. Then, this process could be developed for industrial scale.

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POSTER #16 - SESSION 4

Synthèse enzymatique de phénolipides et applications en tant que nouveaux agents antioxydants et antimicrobiens aux propriétés optimisées

Claire BOURLIEU - INRA

DURAND E, LECOMTE J, BOURLIEU C, CHABI B, WRUTNIAK-CABELLO C, WEISS J, VILLENEUVE P

Les composés phénoliques suscitent depuis ces dernières décennies un intérêt croissant dans les secteurs pharmaceutiques ou cosmétiques pour leurs propriétés antioxydantes (lutte contre le stress oxydant) ou antimicrobiennes. Ainsi, l’extraction de ces composés de la biomasse végétale, leur caractérisation et leur mise en œuvre ont progressivement émergé ces dernières années comme une voie prometteuse de valorisation des co-produits et sous-produits des filières agricoles. Cependant, le problème majeur régissant la réelle efficacité de ces molécules reste leur forte hydrophilie, laquelle limite leur capacité à franchir les membranes lipidiques et, de ce fait, altère leur efficacité en tant qu’antioxydant dans le milieu intracellulaire ou en tant qu’agent antimicrobien capable d’interférer avec la membrane du microorganisme cible.

Dans ce contexte, nous avons mis au point des réactions de lipophilisations enzymatiques de composés phénoliques permettant d’augmenter leur lipophilie par le greffage covalent d’une ou deux chaines aliphatiques. Les « Phénolipides » ainsi obtenus ont ensuite été évalués pour leurs activités antioxydantes contre le stress oxydant (sur fibroblastes du derme humain et pour leur activité antimicrobienne sur bactéries gram positives et gram négatives. Concernant les activités antioxydantes sur le système cellulaire choisi, nos résultats montrent que les phénolipides présentent globalement de meilleures activités antioxydantes que le composé initial dont elles dérivent. A l’aide de la microscopie confocale, nous avons pu montrer que cette meilleure activité pouvait être directement corrélée à la capacité des phénolipides à franchir la membrane cellulaire. De plus, suivant la nature de la tête polaire du phénolipide et la nature de la chaine lipidique greffée il est possible d’obtenir de nouveaux agents antioxydants à activité mitochondriale ciblée. Concernant les activités antimicrobiennes, là encore, les phénolipides obtenus montrent une activité bactéricide bien meilleure que la molécule native, et cette efficacité est directement liée à la capacité des phénolipides à interférer avec la membrane lipidique du microorganisme cible.

En conclusion, la modification enzymatique de composés phénoliques en phénolipides ouvre des perspectives prometteuses pour la conception de nouveaux antioxydants ou agents microbiens à haute valeur ajoutée.

POSTER #17 - SESSION 4

Youthfulness state maintenance: a molecular approach

Alexis RANNOU, Soliance

Louis Lamy, Emilie Venera, Romain Reynaud

Background: In case of cell defenses deficiency, apoptosis is programmed. This mechanism originates from the mitochondria. The ‘death signal’ is triggered by pro-apoptotic cell proteins called Bax (Bcl-2–associated protein). When it is activated, Bax forms oligomers, generating pores, leading to cytochrome C release outside mitochondria.

To prevent this phenomenon BCl2 (B-cell lymphoma 2) anti-apoptotic protein makes a complex with Bax into a shape, pore building inhibitive. Under stress conditions or with aging, a phosphorylated

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protein (Bad) will stick to the complex. This process enables Bax channel generation and depletion of cytochrome C from inside to outside mitochondria.

Aims: In this study, Crocin mechanism was investigated on Bax and BCL2 gene expression in the dermis cells. Crocin is found to have a dose dependent anti-apoptotic effect. Furthermore the product is able to nforce protection by neo-synthesis activation of ceramides.

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Parcours des intervenants et

des membres des comités

Abdelkarim ABOUSALHAM Professeur des Universités, Universités Claude Bernard Lyon 1

Cursus universitaire :

1990 DEA Chimie organique, Université d'Aix-Marseille III

1995 Doctorat « Enzymologie », Université d'Aix-Marseille II.

2000 Habilitation à Diriger des Recherches, Université d'Aix-Marseille II

Parcours professionnel :

1991-1995 Stage doctoral au Laboratoire d’Enzymologie Interfaciale et de Physiologie de la Lipolyse (EIPL)-UPR9025 du CNRS, Marseille

1995-1997 Stage post-doctoral - Laboratoire 'Signal Transduction Laboratories, Lipid and Lipoprotein Research Group', University of Alberta, Edmonton, Canada.

1997-2004 Chercheur contractuel – EIPL-UPR9025 du CNRS, Marseille

2005-2007 Directeur Scientifique du laboratoire coopératif société GERME S.A. - EIPL-UPR9025 du CNRS, Marseille

Depuis 2007 Professeur des Universités, Universités Claude Bernard Lyon 1

Activités de recherche : Abdelkarim ABOUSALHAM est professeur de biochimie dans le département de Chimie et Biochimie de l’université Claude Bernard Lyon 1. Il effectue sa recherche dans l’Institut de Chimie et Biochimie Moléculaires et Supramoléculaires (ICBMS)-UMR 5246 CNRS-Lyon 1 où il anime l’équipe "Mécanismes Moléculaires et Interfaciaux des (Phospho)Lipases" au sein du laboratoire "Organisation et Dynamique des Membranes Biologiques". La thématique de recherche de l’équipe qu’il dirige est axée principalement vers la compréhension des mécanismes moléculaires et interfaciaux de la lipolyse enzymatique et notamment des lipases et phospholipases et concernent principalement :

Mécanismes moléculaires de la lipolyse adipocytaire : Lipase hormono-sensible, lipase du tissu adipeux (ATGL) et CGI-58 ;

Relations structure-fonction de la phospholipase D ;

Développement des tests enzymatiques applicables au criblage à haut débit des activités et/ou inhibiteurs de (phospho)lipases.

Carine ALFOS De profil Ingénieur Chimiste, diplômée de l’école supérieur de chimie de Clermont Ferrand, Carine ALFOS a tout d’abord démarré sa carrière à l’IFP (Institut Français du Pétrole) où elle a pris en charge pendant trois ans la conduite d’un projet de valorisation des bruts pétroliers lourds. A l’issu de cette expérience c’est à l’ITERG (Centre Technique Industriel des Corps Gras) qu’elle va démarrer sa carrière dans le monde du végétal et de l’oléochimie, en intégrant un poste d’ingénieur d’étude puis en prenant la direction du département de Lipochimie ce qui lui permettra d’assoir le développement de cette compétence au sein de l’Institut. Parallèlement elle œuvrera à la mise en place d’une cellule dédiée à la Relation Client avant de la piloter. Aujourd’hui elle a pris en charge la Direction du Département Innovation de l’ITERG regroupant l’ensemble des activités de recherche, développement et transfert de l’ITERG sur des marchés aussi diversifiés que ceux de l’industrie agroalimentaire ; nutrion/santé, cosmétique, ou industrie (bâtiment, transports, matériaux, biomolécules, additifs,….).

David BASSARD Au cours de sa formation initiale en ingénierie des procédés énergétiques réalisée à l’Ecole des Mines de Saint-Etienne, David Bassard s’est rapidement intéressé aux potentiels industriels de la mise en œuvre des biosystèmes. En cela, il participa à divers travaux de recherche relatifs à la biodégradation aérobie et anaérobie des matières organiques en contexte épuratoire ou énergétique, et ce, dans des instituts tels que le Cemagref (devenu IRSTEA) et l’INRA.

A la suite de sa formation généraliste, il opta pour la réalisation d’une thèse de doctorat sur les problématiques relatives à la production de méthane par co-digestion anaérobie (CoDA) de substrats organiques. La thèse de doctorat de David Bassard

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fut ainsi réalisée à l’Université de Technologie de Compiègne (UTC) dans l’unité de recherche Transformations Intégrées de la Matière Renouvelable (TIMR), sous la codirection du Pr. André Pauss (UTC) et du Dr. Thierry Ribeiro de l’Institut LaSalle Beauvais.

Les travaux réalisés au cours de la thèse intitulée « Méthodologie de prédiction et d’optimisation du potentiel méthane de mélanges complexes en co-digestion » étaient inscrits dans un double objectif, industriel et scientifique, dont les résultats ont permis de :

Mettre en œuvre des méthodes simples, peu chronophages et surtout peu coûteuses, pour la caractérisation des intrants et de suivi de la CoDA

Déterminer les invariants nécessaires à une définition rigoureuse de la notion de potentiel biométhanogène (PBM)

Développer des outils de prédiction du PBM des mélanges de substrats, ainsi que de la biodégradabilité globale et spécifiques de ces derniers.

Améliorer la compréhension des interactions entre les substrats codigérés et le consortium microbien de digestion, ainsi que la capacité de ce dernier à s’adapter aux diverses charges organiques qui lui sont appliquées.

Les travaux de thèse de David Bassard lui ont ainsi permis de participer à 3 articles dans des revues internationales à comité de lecture et 4 articles dans des revues nationales. Il a également contribué à 29 présentations dans des conférences scientifiques, dont 19 internationales.

Frédéric BEISSON Laboratoire de Biotechnologie et Bioénergétique des Bactéries et Microalgues (LB3M) Institut de Biologie Environnementale et Biotechnologie (IBEB) UMR 7265 CEA-CNRS-Aix Marseille Université, 13108 Cadarache, France email: frederic.beisson@cea.fr

FORMATION et POSTES OCCUPES Maîtrise de Biochimie (1993), Aix Marseille Université DEA de Microbiologie et Biologie Cellulaire (1995), Aix Marseille Université Doctorat ès Sciences (1999), laboratoire R. Verger, CNRS-Aix Marseille Université (Sujet: Etude des Oléosomes de plantes et de leur lipolyse ; Méthodes de dosage de l’activité des lipases). Chercheur Postdoctoral (2001-2008), laboratoire J. Ohlrogge, Michigan State University (Sujet : Biosynthèse de la cutine et de la subérine chez la plante modèle Arabidopsis thaliana) Chargé de Recherche CNRS (2008-2009), laboratoire R. Lessire, CNRS Bordeaux

PRIX et DISTINCTIONS Prix Anton Lang 2007, chercheur postdoctoral (US Department of Energy/MSU)

INTERETS SCIENTIFIQUES 1. Biosynthèse des alcanes et alcènes chez les microalgues 2. Métabolisme des lipides chez la microalgue Chlamydomonas reinhardtii 3. Biosynthèse et fonction des polyesters de plantes (cutine, subérine)

Nathalie BEREZINA Nathalie Berezina occupe la fonction de Directeur R&D DSP chez Ynsect, une start-up française, spécialisée dans la biotechnologie des insectes. Dans ce cadre, Nathalie étudie essentiellement l’extraction, la purification et la modification des produits issus des insectes. Avant de rejoindre Ynsect, Nathalie a travaillé dans un centre de R&D belge, Materia Nova, en tant que chercheur senior et chef de projet dans le domaine de la chimie verte et de la biotechnologie industrielle. Scientifique reconnue, elle a co-écrit de nombreux articles et chapitres d’ouvrages scientifiques ainsi que des brevets. Plusieurs organisations gouvernementales, d’allocations de fonds de recherches et des journaux scientifiques font également appel à son expertise pour l’évaluation des projets et travaux de recherche. Nathalie est titulaire d’un diplôme d’ingénieur chimiste, obtenue au sein de l’Ecole Nationale de Chimie de Mulhouse, ainsi que d’une thèse de doctorat, soutenue au sein de l’université d’Aix-Marseille II.

Liliane BERTI Professeur à Université de Corse

Depuis 2001, Liliane BERTI s'intéresse à la valorisation des ressources naturelles. Cette thématique comporte deux axes : un axe agroalimentaire (huile d'olive et agrumes) et un axe à l'interface avec la chimie sur lequel elle travaille sur les mécanismes d'action de molécules à activité antibactérienne et anti-efflux issues d'huiles essentielles.

En 1993, Liliane BERTI a intégré le Laboratoire de Lipolyse Enzymatique dirigé par R. Verger, à Marseille. Elle s'est intéressée à la digestion des lipides alimentaires et plus particulièrement à la lipase gastrique. L'étude de cette enzyme a été abordée sur le plan de sa fonction et de sa structure tridimensionnelle par cristallographie grâce à la production de l'enzyme recombinante par le système Baculovirus-cellules d'insectes.

En 1985, elle intègre le Laboratoire de Biochimie et de Biologie de la Nutrition dirigé par A. Puigserver, à Marseille. Ses travaux ont porté essentiellement sur le métabolisme hépatique et rénal de la méthionine et de son analogue hydroxylé, le MHA, et plus particulièrement sur une enzyme clé de leur oxydation : l'hydroxyacide oxydase.

Liliane BERTI est l'auteur d'une thèse de Nutrition sur les aspects moléculaires et cellulaires à la Faculté des Sciences et Techniques de Saint-Jérôme.

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Jérôme BOUVIER Responsable R&D / Production

De formation Ingénieur INSA-Biosciences, Jérôme Bouvier a réalisé sa thèse de doctorat sous la direction du Pr. Michel Lagarde, au sein de l’Institut Multidisciplinaire de Biochimie des Lipides où il a étudié les relations métaboliques et fonctionnelles dans les macrophages entre les phospholipides, le DHA et le cholestérol. Jérôme Bouvier réalise ensuite en 2009 un post-doctorat chez Sanofi Pasteur où il étudie le rôle du cholestérol dans la production du vaccin recombinant contre la Dengue. En 2010 il rejoint la jeune équipe du Laboratoire Phosphotech comme responsable R&D sur l’axe « lipides et phospholipides ». Il participe également à l’activité production en forte croissance depuis 2012.

Phosphotech est spécialisée dans la production et la distribution d’ingrédients naturels marins sous forme d’huile et de poudre pour la nutrition humaine et animale ainsi que la cosmétique.

Nicolas BRIDIAU Après une licence et une maîtrise de Biochimie structurale suivies d’un master recherche spécialité « Biochimie, Biologie cellulaire et moléculaire, et Chimie bio-organique » (BBC), obtenu en 2005, Nicolas Bridiau a effectué sa thèse de doctorat en « Génie enzymatique, Bioconversion et Microbiologie » de 2005 à 2009, au sein de l’équipe BIotechnologie ENvironnementale (BIEN) de l’UMR 6250 CNRS-ULR LIttoral, ENvironnement et Sociétés (LIENSs) de l’Université de La Rochelle, sous la direction du Dr. Thierry Maugard. Ses travaux de thèse portaient sur la synthèse de pseudo-glyco-aminoacides, analogues de l'antigène Lewis x sialylé, par voie chimique (réaction d’Amadori) et enzymatique (utilisation de glycosidases et lipases en milieu non conventionnel).

Il a poursuivi ses recherches au sein de la même équipe, de 2009 à 2010, en tant qu’ATER puis chercheur post-doctoral, avec pour objet d’étude l'acylation sélective de composés multifonctionnels catalysée par des lipases appliquée à la synthèse de pseudo-céramides.

Il a par la suite été recruté en 2010 en tant que maître de conférences en 64ème section du CNU, au sein du département Biotechnologies de l’Université de La Rochelle et de l’équipe « Approche Moléculaire, Environnement-Santé » (AMES) du laboratoire LIENSs devenu UMR 7266 CNRS-ULR. Il poursuit depuis ses recherches avec deux thématiques principales : d’une part la compréhension des modifications physico- et bio-chimiques du microenvironnement tumoral mammaire, ainsi que l’utilisation des données fondamentales obtenues à des fins de conception de nano-outils théragnostique pour la cancérologie ; et d’autre part la valorisation de biomasses marines et particulièrement de polysaccharides issus d’algues dans les domaines de la thérapeutique (activités anti-coagulantes, -oxydantes, -tumorales, …) et de la cosmétique (stimulation des fibroblastes et de la synthèse de collagène, élastine, …).

Il est par ailleurs, depuis 2013, responsable scientifique de la plateforme d’analyse haute résolution de biomolécules du laboratoire LIENSs, plateforme technique impliquant des systèmes analytiques de RMN, UHPLC-MS HR et électrophorèse bidimensionnelle, accessible à la fois pour les chercheurs du laboratoire, ainsi que dans le cadre de collaborations externes ou prestations de service.

Pierre CALLEJA Président directeur général et fondateur de Fermentalg

Biologiste de formation, Pierre Calleja entame sa carrière à l’IFREMER sur un projet de mise au point des techniques d’élevage larvaire dans les fermes marines.

Il crée Kurios (filiale de Sanofi Aquaculture) en 1992 et développe une gamme innovante d’aliments larvaires et compléments nutritionnels aquacoles destinés à optimiser les techniques d’élevage. Kurios atteint en 1999 un chiffre d’affaires de 4 M€ en doublant ses revenus tous les ans et en réalisant 80% de ses ventes à l’export. En 2000, Pierre Calleja cède Kurios au leader mondial de la nutrition larvaire aquacole, INVE.

De 2000 à 2005, Pierre Calleja travaille sur un projet de R&D avec l’IFREMER sur la technique de production massive de microalgues en hétérotrophie.

En 2005, il rachète la société Aquatyca (spécialisée dans l’alimentation de poissons d’aquariologie) puis la cède en 2008.

En 2007, Pierre Calleja dépose 2 brevets sur la culture des microalgues qui sont à l’origine de la création, en 2009, de Fermentalg.

Frédéric CARRIÈRE Frédéric Carrière, né en 1963 à Aix-en-Provence, est Directeur de Recherche (DR1) au Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS) et Directeur du laboratoire Enzymologie Interfaciale et Physiologie de la Lipolyse, une unité mixte (UMR7282) du CNRS et d’Aix-Marseille Université. Il a obtenu un Diplôme d’Ingénieur Chimiste de l’Ecole Supérieure de Chimie de Marseille (ESCM) en 1986 et un Doctorat en Enzymologie d’Aix-Marseille Université en 1992. De 1988 à 1992, il a préparé sa thèse dans le laboratoire de Robert Verger dans le cadre d’une convention CIFRE avec les Laboratoires Jouveinal. Ses travaux portaient sur les propriétés biochimiques et le rôle physiologique de la lipase gastrique. De 1992 à 1994, il a travaillé comme chercheur chez Novo Nordisk A/S (Bagsvaerd, Denmark) dans le département de Protein Chemistry dirigé par Lars Thim où il s’est intéressé aux relations structure-fonction des lipases pancréatiques. Il a au cours de cette période développé la production de lipases recombinantes et contribué à la caractérisation de nouvelles lipases pancréatiques (PLRP1 et PLRP2) identifiées chez l’homme mais aussi chez diverses espèces animales. Ses travaux sur les PLRP2s sont toujours d’actualité avec de nouvelles fonctions au niveau du système immunitaire et des applications associées à leurs

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activités phospholipase A1 et galactolipase. Frédéric Carrière a obtenu un poste de chercheur permanent au CNRS en 1995 et il a dirigé une équipe dans le laboratoire de Robert Verger avant de devenir son successeur en 2004. Il a aujourd’hui une expérience de 25 ans dans le domaine des enzymes lipolytiques. Ces travaux ont fait l’objet de 36 conférences internationales invitées, de 180 publications dans des revues internationales et dans des ouvrages consacrés aux lipases (voir http://eipl.cnrs-mrs.fr/). Au niveau moléculaire, ses travaux ont pour objectifs de mieux comprendre le mécanisme d’action des lipases et leur spécificité souvent liée à la reconnaissance spécifique d’une interface (émulsion versus micelle ou membrane) et aux changements conformationnels qui l’accompagnent. La compréhension de ces mécanismes trouve diverses applications industrielles (détergents, biotransformation des huiles et corps gras, réaction énantiosélective) et médicales (Enzymothérapie de substitution chez l’insuffisant pancréatique, inhibition des lipases pour le traitement de l’obésité). Au-delà de ces aspects moléculaires, Frédéric Carrière s’intéresse à l’aspect clinique de la lipolyse gastro-intestinale en collaboration avec les médecins gastroentérologues de l’Hôpital de La Timone (Marseille ; Prof René Laugier and Jacques Sarles) associés à son laboratoire. Il a notamment pu mettre en évidence les contributions respectives des lipases gastrique et pancréatique à la digestion des triglycérides alimentaires chez l’homme sain, le malade (pancréatite chronique, mucoviscidose) et l’enfant prématuré. Ses travaux sur l’étude quantitative de la lipolyse gastro-intestinale lui ont valu de nombreuses collaborations avec l’industrie agroalimentaire et pharmaceutique (Développement de l’Orlistat avec Roche ; Etudes d’extraits pancréatiques avec Solvay Pharma; Etude de formulations lipidiques orales avec Gattefossé). Ces travaux cliniques sont aujourd’hui à la base du développement de nouvelles lipases pour l’enzymothérapie de substitution (Etude de la lipase LIP2 de Yarrowia lipolytica avec Mayoly-Spindler) et de modèles de digestion in vitro. Cette forte interaction avec l’industrie a permis au laboratoire de Frédéric Carrière d’être associé à l’Institut Carnot LISA (Lipides pour l’Industrie et la Santé) depuis 2007 et il assure aujourd’hui la direction scientifique de cet institut. Parmi d’autres activités, Frédéric Carrière a été Président du GERLI (Groupe d’Etude et de Recherche en Lipidomique ; 2008-2014) et il est expert auprès de la Pharmacopée Américaine depuis 2007 (USP Biologics and Biotechnology Expert Committee ; Enzyme panel chairman). Il a obtenu la Médaille Chevreul en 2007.

Jean-François CAVALIER Ingénieur Chimiste (ENSSPICAM, Marseille – 1993), le Dr. J.-F. Cavalier a effectué son doctorat (1994-1997) sur l’étude de l’inhibition des lipases digestives humaines par des composés alkylphosphonates, dans le cadre d’un programme européen, conjointement au sein du Laboratoire de Synthèse Asymétrique (ENSSPICAM – Dir. Pr. Gérard Buono) et du Laboratoire de Lipolyse Enzymatique (LLE UPR9025 CNRS – Dir. Dr. Robert Verger) à Marseille. Il a ensuite complété sa formation universitaire par 2 stages post-doctoraux en chimie médicinale. Le premier (1998-1999) à l’Université Montpellier II au sein de l’équipe du Pr. Jean-Louis Montero (UMR5032) en collaboration avec la Ligue contre le Cancer ; et le second (1999-2000) dans l’équipe du Pr. Marchand-Brynaert à l’Université Catholique de Louvain (UCL, Belgique). Au cours de cette période, il a travaillé respectivement sur des agents anticancéreux dérivés du rétinol et des moutardes à l'azote ; et sur une nouvelle famille d'antioxydants dérivés de la Coelentérazine. Durant les 7 années suivantes, il a intégré l’industrie et travaillé successivement dans une entreprise 1) de chimie fine (Calaire Chimie, 2000-2004) en qualité de Responsable R&D ; puis 2) pharmaceutique (Macopharma, 2005-2007) en tant que Chef de Projet R&D Pharmaceutique dans le développement de nouvelles solutions médicamenteuses injectables ; et enfin 3) de biotechnologie (Germe sa, 2007-2008) où il a géré pour des partenaires industriels diverses études précliniques et cliniques sous référentiel de la FDA sur de l’enzymothérapie de substitution pour des insuffisants pancréatiques sévères.

Depuis octobre 2008, il a été recruté au CNRS en tant que Chargé de recherche 1ère classe (CR1) au sein de l’EIPL UMR7282 CNRS (Dir. Dr. Frédéric Carrière), et a obtenu l’Habilitation à Diriger des Recherches (HDR) en 2009. Ses projets de recherche portent maintenant sur le développement et les applications d’inhibiteurs de lipases d'intérêt médicinal (lipases digestives, enzymes lipolytiques de Mycobacterium tuberculosis) et sur l’enzymologie interfaciale.

Fonction et Affiliation : Chercheur (CR1) CNRS, EIPL UMR7282

Charles DELANNOY La société Procidys est une société de conseil et d'études en agro-alimentaire et plus particulièrement dans le domaine des produits marins.

Charles DELANNOY en est le dirigeant. Il est ingénieur chimiste est a une expérience de 32 ans dans le domaine des procédés agro-alimentaires.

- Expérience de quelques années dans la production d'acides aminés par fermentation dans le groupe Ajinomoto (responsable de recherche et responsable de production).

- Expérience de 23 ans dans la valorisation des co produits de poisson comme directeur technique et directeur de recherche. Mise au point et transfert industriel de la plupart des produits fabriqués par une société spécialisée dans la valorisation des co produits de poisson et qui produit et commercialise des ingrédients marins pour l'alimentation animale, l'alimentation humaine, la nutraceutique et la cosmétique.

- Gestion de projets d'investissements importants et en particulier participation à la création d'une unité de production de protéines hydrolysées de poisson au Canada.

- Développement de procédés de production d'extraits végétaux à partir de différentes matières premières (soja, pomme de terre, blé, pois, lupin, mélasse de betterave etc…)

- Participation à de nombreux programmes internationaux de recherche dans le domaine des produits marins. Dépôt de 2 brevets et participation à de nombreuses publications scientifiques.

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Pascal DHULSTER Professeur des Universités IUT A

Cursus universitaire :

1976 Diplôme Universitaire de Technologie (DUT) Option Industrie Alimentaire IUT Créteil •1980 Diplôme d’Ingénieur Génie Biologique Université de Technologie de Compiègne (U.T.C.)

1981 DEA (UTC), microbiologie, technologie enzymatique, bioconversion.

1984 Diplôme de Docteur Ingénieur (U.T.C.)

1994 Habilitation à Diriger des Recherches en Sciences Naturelles ( USTL)

Parcours professionnel :

1984-1986: Ingénieur de recherche, UTC- GRADIENT

1986-1989: Assistant associé en GIA, IUT A Lille1

1989-1995 : Maître de conférences en GIA, IUT A Lille1

1995-2011 : Professeur en GIA, IUT A Lille1

2008-2011 : Directeur Laboratoire ProBioGEM (EA 1026)

Activités de recherche, programme et encadrement : L’objectif de ces recherches est de développer dans le laboratoire une recherche en bioprocédé basée sur des approches micro-cinétique et macro-cinétique. La micro-cinétique permettra d’étudier le comportement des catalyseurs biologiques (enzymes, bactéries ou cellules) lors de leurs mises en œuvre en bioréacteurs. Cette approche permettra de concevoir de nouveaux bioprocédés et de modéliser les termes de réactions. Dans le cadre de la macro-cinétique on pourra s’intéresser à l’optimisation et à la maîtrise des bioprocédés qui sont toujours fort complexes, même si par moment ils semblent bien simples. Ainsi les concepts d’intensification de procédé amènent-ils à imaginer des couplages d’opérations originaux ou des modes opératoires nouveaux, où les transferts de quantité de mouvement sont associés aux transferts de matière, les bioréactions associées à des techniques séparatives pour améliorer la productivité et la sélectivité. Notre action porte plus spécifiquement sur le couplage de procédés bio catalytiques et à des techniques séparatives à membrane, avec l’objectif de développer une recherche amont sur le concept de couplage de procédés en étudiant spécifiquement : L’amélioration de la productivité et de la sélectivité d’obtention de peptides à activités ou propriétés physico-chimiques définies par couplage de procédés séparatifs à des bioréacteurs (réacteurs enzymatiques et fermenteurs à membranes). En ce qui concerne le couplage de réacteurs enzymatiques à des techniques séparatives nous cherchons à développer le concept de membrane contacteur en extraction liquide- liquide et d’électro-ultrafiltration à la séparation sélective des peptides. Nous cherchons d’autre part à développer un bioréacteur à membrane pour la production de lipopeptides (surfactine) par Bacillus subtilis : Modification qualitative et quantitative de la production de bio molécules par couplage d’une extraction continue à une fermentation à haute densité cellulaire. Ces recherches s’inscrivent dans le champ plus large de la valorisation de sources de protéines alimentaires (cruor porcin, concentré protéique de luzerne) par hydrolyse enzymatique contrôlée en réacteur à membrane : Conception, mise en œuvre, optimisation de procédés d’obtention d’hydrolysats peptidiques parfaitement définis à l’échelle pilote de 100 litres. Mise en évidence de propriétés d’usage des hydrolysats.

Production scientifique et encadrement

50 articles dans des journaux internationaux à comité de lecture, 62 communications orales et par affiches, nationales et internationales.

Directions et codirections de thèse : 16

Antoine DREVELLE Après une thèse en ingénierie des protéines obtenue à l'Université Paris-Sud 11 dans l'Institut de Biochimie et Biophysique Moléculaire et Cellulaire suivie d'un séjour postdoctoral à l'Université de Strasbourg dans l'Institut de Science et d'Ingénierie Supramoléculaire, Antoine Drevelle a rejoint en 2010 le groupe SOUFFLET dans sa division Biotechnologies. Il a été en charge du transfert technologique d'outils innovants de criblages (microfluidique digitale) au sein de la société où il animait une équipe de 8 personnes. Depuis mars 2014, il a pris la direction du département de recherche de la division Biotechnologies et de son centre de recherche dédié à la valorisation des agroressources et de leurs co-produits dans différents domaines d'applications (alimentation animale, production de biocarburant, nutrition humaine, bioprotection des cultures).

Patrick FICKERS Patrick Fickers has completed a Ph.D in biochemistry from Université de Liège (Belgium) and postdoctoral studies from Polytech’Lille (France). In 2005, he joined the Centre of Protein Engineering (Liège, Belgium) as a FNRS fellow. Form 2009 until 2014, he was an Associated Professor at Université libre de Bruxelles and the head of the Biotechnology and Bioprocess Unit. Since 2015, he is a Professor at Gembloux Agro BioTech, University of Liege, in the Microbial Processes and Interactions. He has published 40 research papers in peer-reviewed journals and 6 book chapters. His researches focus on the development of yeast and bacterial strains by metabolic engineering and on process development in bioreactor for the production of valuable compounds.

Renato FROIDEVEAUX Rénato Froidevaux est titulaire d’un DEA en Génie Enzymatique Bioconversion et Microbiologie (1998), d’un doctorat en Biochimie (2001) et d’une habilitation à diriger les recherches en biochimie (2008). Rénato Froidevaux a travaillé dans le Laboratoire de Technologie des Substances Naturelles (LTSN) qui est aujourd’hui appelé Laboratoire de Procédés Biologiques, Génie Enzymatique et Microbien (ProBioGEM).

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Il a commencé ses travaux de recherche sur l’hydrolyse enzymatique de protéines agro-alimentaires par des enzymes diges-tives dans des environnements plus ou moins destructurants vis-à-vis de la protéine substrat (milieux dénaturants, hydro-alcooliques ou biphasiques liquide-liquide) dans le but de déterminer les cinétiques d’obtention de peptides possédant des activités biologiques. Il a également travaillé sur la mise en œuvre de technologies extractives innovantes de peptides bioac-tifs, telles que l’extraction liquide-liquide assistée par paires d’ions ou l’extraction liquide-gaz (technologie de moussage-drainage). Enfin, des procédés intégrés, combinant la protéolyse enzymatique de protéines avec des enzymes immobilisées en réacteur ouvert et l’extraction de peptides bioactifs, ont été mis en œuvre avec succès pour la préparation de peptides opioïdes et antimicrobiens. Depuis 3 ans, il travaille sur la mise en œuvre d’enzymes libres et immobilisées dans des réac-teurs microfluidiques couplés à des systèmes de séparation pour l’obtention de peptides bioactifs.

En tant qu’enseignant, il donne des cours en biochimie, biochimie alimentaire et génie enzymatique en Licence QEPI, Master HSQE et Master TVIA de l’université Lill1. Il est responsable du Parcours QEPI, comprenant la L3 QEPI et le Master HSQE. Il est également responsable d’un Master Recherche Franco-Roumain double diplôme avec l’université Al. I. Cuza de Iasi.

A ce jour, il a publié 16 publications internationales et plus de 30 communications (conférences, posters) dans des congrès nationaux et internationaux.

Doriane GÉRARD Doriane Gérard a une formation initiale d’ingénieur agroalimentaire (diplômée de l’ENSAIA de Nancy) et s’est spécialisée en biotechnologies/bioprocédés.

Doriane Gérard est actuellement en dernière année de doctorat au Laboratoire de Génie Chimique de Toulouse. Elle effectue un travail de recherche sur la « Biocatalyse enzymatique en CO2 supercritique » dans le cadre d’une collaboration avec le LISBP (Laboratoire d'Ingénierie des Systèmes Biologiques et des Procédés à Toulouse).

Ses travaux de recherche s’articulent suivant deux axes :

- Utiliser les outils du génie génétique pour élaborer une enzyme (lipase) performante pour la réaction envisagée (forte enantiosélectivité en particulier).

- Mettre en œuvre de cette enzyme dans un réacteur haute pression utilisant le CO2 supercritique comme solvant de substitution à un solvant de type hydrocarbure.

En parallèle, Doriane effectue à l’ENSAT (Ecole d’Agronomie de Toulouse) un monitorat d’enseignement de travaux pratiques d’enzymologie.

David GUERRAND David Guerrand est actuellement chargé de partenariats industriels à Toulouse White Technology (TWB).

David Guerrand a été directeur de l'activité Nutrtion & Santé Pet Food chez DIANA, il a auparavant occupé différentes fonctions techniques dans le secteur de l’oenologie au sein de la société LALLEMAND où il a contribué au développement de formulations enzymatiques et de dérivés de levures. Il a ensuite rejoint le groupe néerlandais DSM en tant que responsable du développement technique de l’application des enzymes pour les secteurs « Food & Beverages », couvrant la brasserie, la transformation des fruits, et la valorisation des protéines animales et végétales.

David Guerrand a obtenu son doctorat de biochimie à l’Université de Caen en 1997, ses recherches portant sur la caractérisation et la purification d’enzymes des voies de synthèse de polysaccharides des graminées. Parallèlement à ses travaux de recherche fondamentale, il a alors collaboré à des projets de recherche appliquée avec la société LYVEN.

Il est déjà intervenu dans un événement ADEBIOTECH, pour le colloque «Peptides issus des procédés d’hydrolyse » en octobre 2012.

Peter HALLING Peter Halling est Robertson Professor of Bioprocess Technology à l’Université de Strathclyde dans le centre-ville de Glasgow, Ecosse, Royaume-Uni.

Il a étudié la biochimie aux universités de Cambridge et Bristol, puis il a été plus formé pendant ses travaux dans le département du Génie Biochimique à University College London, et y âpres avec Unilever Research. A Strathclyde il travaille depuis 1983 dans le champ de la biotechnologie industrielle, avec l’utilisation des enzymes comme catalyseurs utiles. Il se concentre sur la chimie biophysique de leur comportement, particulièrement quand elles ne sont pas dans la solution aqueuse diluée (p. ex. milieux organiques, très concentres, presque complètement solide, les enzymes immobilisées). Il est peut-être mieux connu pour ses études sur les effets de l’eau (l’activité thermodynamique), des conditions acido-basiques, et du positionnement de l’équilibre chimique. Plus de la mesure de l’activité catalytique, il utilise les méthodes spectroscopiques, y compris le dichroïsme circulaire et la RMN. Ses recherches sont pluridisciplinaires, à l’interface de la chimie, la biochimie et le génie des procèdes, et il souvent collabore avec les experts complémentaires.

En 1996 il est élu Fellow of the Royal Society of Edinburgh, l’académie nationale de l’Ecosse. Il n’est pas vraiment francophone, mais a déjà fait quelques autres conférences en français – il l’a amélioré en participant dans 2 projets UE avec les coordinateurs français, et ces derniers temps, en parlant avec ses petits-fils (une histoire un peu étrange !). Ses coordonnées sont: Department of Pure & Applied Chemistry, University of Strathclyde, Glasgow G1 1XL; Tel. (+44) 141-548 2683; p.j.halling@strath.ac.uk; http://www.strath.ac.uk/chemistry/staff/academic/peterhalling/.

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Éric HUSSON Après un doctorat en procédés biotechnologiques et alimentaires obtenu en 2008 à l’Institut National Polytechnique de Lorraine (Université de Lorraine), le Dr Eric Husson a poursuivi par un poste d’attaché temporaire d’enseignement et de recherche au sein de ce même institut, puis par plusieurs expériences post-doctorales dont une à l’Université de Picardie Jules Verne à Amiens et une à l’Université Laval à Québec. En 2011, il est nommé maître de conférences en biochimie à l’Université de Picardie Jules Verne et développe au sein de l’Unité de Génie Enzymatique et Cellulaire (FRE CNRS 3580) des activités de recherche en enzymologie et enzymologie en milieux non-conventionnels pour la valorisation de biomolécules et biopolymères issues d’agro-ressources.

Auteur d’une douzaine de publications dans ce domaine, le Dr Eric Husson est porteur d’un projet international France-Canada (FFCR) concernant la fonctionnalisation de lignines par voie enzymatique en milieux liquides ioniques. Il est égale-ment impliqué dans d’autres projets (Région Picardie, SFR Condorcet, GENESYS-PIVERT) portant sur le prétraitement et la bioconversion enzymatique de la biomasse lignocellulosique.

Michel LAGARDE Laboratoire CarMeN, Lyon

Michel Lagarde est Professeur des Universités Emérite à l’INSA de Lyon (Université de Lyon) où il a dirigé une unité de recherche de l’Inserm de 1988 à 2006. Il a fondé l’Institut Multidisciplinaire de Biochimie des Lipides (IMBL) et l’a présidé de 2002 à 2012. L’IMBL est une des composantes de l’institut Carnot LISA (Lipides pour l’Industrie et la Santé) dont il a été directeur scientifique de 2007 à 2012.

Ses travaux ont essentiellement porté sur le métabolisme et les fonctions des acides gras polyinsaturés (AGPI) d’intérêt nutritionnel, au niveau sanguin et vasculaire, notamment dans le contexte du risque thrombotique associé au vieillissement et au diabète. Il s’est plus récemment intéressé à l’acide docosahexaénoïque, AGPI oméga-3 à longue chaîne, d’intérêt cérébral. Il est l’auteur de près de 500 publications selon « web of Science » (facteur H de 47), de 7 brevets. Il est récipiendaire des médailles Normann (2008) et Chevreul (2010). Il a présidé le Groupe d’Etude et de Recherche sur les lipides et Lipoprotéines (GERLI), l’International Conference on the Bioscience of Lipids (ICBL) et l’International Society for the Study of Fatty Acids and Lipids (ISSFAL). Il participe à la création d’une SAS appelée LipTher (Lipides Thérapeutiques / Lipids for Therapeutics).

Pour plus d’information : www.imbl.insa-lyon.fr

Mélanie LE PLAINE-MILEUR Diplômée de l’ENSIA (devenue AgroParisTech Massy), elle obtient son diplôme d’ingénieur des industries agroalimentaires - spécialité « sciences de l’aliment ». Elle apporte un complément juridique et politique à sa formation avec le DESS « Droit de la sécurité sanitaire et alimentaire » (La Sorbonne) et la formation « Alimentation et politiques publiques » suivie à l’ENGREF.

Cette double formation lui ouvre les portes du SYNPA, qu’elle intègre en 2006 en qualité de chargée d’affaires réglementaires. En octobre 2007 elle est nommée Secrétaire Générale du SYNPA.

Mélanie Le Plaine-Mileur intervient régulièrement auprès des professionnels de l’alimentaire (pôles de compétitivité, CRITT, associations professionnelles, Master « Management of Industrial Performance of dairy companies», Adebiotech…) et des futurs professionnels (AgroParisTech, AgroSupDijon).

Le SYNPA - les ingrédients de spécialité de la chaîne alimentaire est l’association professionnelle représentative des producteurs et distributeurs de ces ingrédients, tant en alimentation humaine qu’animale. Créé en 1968, il regroupe 38 sociétés.

Le périmètre des produits représentés au SYNPA couvre les additifs pour l’alimentation animale et en alimentation humaine : les ingrédients fonctionnels (vitamines, minéraux, fibre…), les ferments, les novel foods, les additifs alimentaires et les enzymes alimentaires. La réglementation et la communication sont le cœur de métier du SYNPA. Le SYNPA a développé des brochures pour mieux expliquer les rôles et bénéfices des ingrédients de spécialité, l’une consacrée aux additifs alimentaires, l’autre aux ingrédients santé. Les suivantes seront consacrées aux ferments et aux enzymes alimentaires. La fin de l’année 2015 verra le lancement du nouveau site Internet www.synpa.org.

Tourné vers l’innovation, le secteur consacre 5 % de son chiffre d'affaires au poste de R&D.

Le SYNPA coopère avec plusieurs associations : en France avec l’ANIA (Association nationale des industries alimentaires) et Réséda (réseau pour la sécurité et la qualité des denrées animales) ; au niveau européen, avec l’ELC (Federation of European Specialty Food Ingredients Industries) et la FEFANA (EU Association of Specialty Feed Ingredients and their Mixtures).

Jack LEGRAND Jack Legrand est Professeur de Génie des procédés à l’Université de Nantes, où il enseigne au département Génie Chimique de l’IUT de Saint-Nazaire et dans le département Génie des Procédés et Bioprocédés de l’Ecole Polytechnique de l’Université de Nantes. Ses activités de recherche sont orientées vers l’étude des problèmes fondamentaux concernant les phénomènes de transfert dans les échangeurs de matière (réacteurs, mélangeurs) ou de chaleur. Il a beaucoup participé au développement de méthodes électrochimiques pour l’étude de l’hydrodynamique et des phénomènes de transfert. Depuis une vingtaine d’années, il a orienté avec son équipe ses recherches d’une part vers l’étude des procédés agroalimentaires et d’autre part vers les procédés de valorisation des microorganismes photosynthétiques. Il a publié plus de 210 publications dans des revues internationales. Il a créé et dirige depuis 2002 le Laboratoire de Génie des Procédés – Environnement –

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Agroalimentaire (GEPEA), UMR CNRS 6144 entre l’Université de Nantes, l’Ecole des Mines de Nantes et ONIRIS, qui est constitué par environ 200 personnes. Il est co-animateur depuis 2009 du groupe programmatique « Energies issues de la biomasse (GP1) » de l’Alliance Nationale de Coordination de la Recherche pour l’Energie (ANCRE), où il représente également la CPU (Conférence des Présidents d’Université) dans le consortium de valorisation thématique (CVT). Il est membre nommé depuis 2009 de la commission spécialisée Ecotechnologies de l’IRSTEA. Il est membre depuis 2010 de l’European Science Foundation de l’EUROCORES (EUROpean COllaborative RESearch), programme EuroSolarFuels; Molecular Science for a Conceptual Transition from Fossil to Solar Fuels. Depuis 2014, il représente le CNRS dans le “Joint Programme Bioenergy” de l’European Energy Research Alliance for Bioenergy. Depuis 2010, il participe au bureau de la Société Française de Génie des Procédés (SFGP) et est Vice-President du Conseil Scientifique and Technologique de Council de la SFGP depuis 2013. Il est membre du bureau de l’European Federation of Chemical Engineering depuis 2015 et de l’European Algel Biomass Association depuis 2014.

Benoît LENNON Benoît Lennon occupe la fonction de responsable du laboratoire R&D chez Polaris, société française spécialisée dans les lipides nutritionnels d’intérêt santé, pour les secteurs de la nutraceutique, l’agroalimentaire, la pharmaceutique, le pet-food et la nutrition animale.

Biochimiste de formation (Université de Nantes) et titulaire d’un Master de Biotechnologie et Bioprocédé effectué à l’Université de Bretagne Sud de Lorient, Benoît rejoint en 2007 l’équipe Polaris. Il a pour mission le développement de nouvelles molécules lipidiques et la mise au point de procédés biotechnologiques de production d’actifs, comme l’enrichissement d’acides gras polyinsaturés par voie enzymatique et par distillation moléculaire.

Aujourd’hui, Benoît prend en charge l’activité du service R&D, axée principalement autour de la production d’acide gras oméga-3 à partir d’huile naturelles (poissons, végétales, microalgues), mais également sur le développement de nouveaux produits et la participation à des projets scientifiques nationaux en collaboration avec des instituts de recherche fondamentales.

L’activité principale de POLARIS est la purification et la concentration d’acides gras polyinsaturés Oméga-3 par des procédés de concentration et de synthèse biotechnologique respectueux de l’environnement.

En tant qu’expert en lipochimie, POLARIS propose également de la prestation de Distillation moléculaire à façon.

Site internet : www.polaris.fr

Olivier LÉPINE Olivier Lépine one of the founders and partners, is the Managing Director of AlgoSource, a group of companies dedicated to microalgae. The company provides integrated consultancy services for microalgae projects from competitive production technologies up-to biomass biorefining and products marketing. Olivier therefore also acts as the managing director of Alpha Biotech, a company that produces and sells microalgae products to the cosmetic and nutraceutical industries since 1993.

Olivier has a master degree in Physics and chemistry and a master degree from the National School of Petroleum in France. He has served in the energy industry during 7 years abroad before joining Alpha Biotech, and becoming general manager of the company.

AlgoSource mission is to develop a microalgae industry that will help fulfilling the needs of our planet for us and the coming generation.

We think microalgae are the basis of a sustainable development: local aquaculture, safe products, positive environmental impact, that can make people proud of their jobs.

Because we believe in science and technology we have signed a long term partnership with the University of Nantes and we work with many research groups in Europe. Our products are evaluated with Lyfe Cycle Analysis practices and we work on improving our impact on a daily basis.

We have developed an AlgoRefining methodology and several technologies to extracts the best products from microalgae biomass.

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Thierry MAUGARD Professeur des Universités, Université de La Rochelle

Thierry Maugard, est professeur de biochimie dans le département de Biotechnologies de l’université de La Rochelle. Il est l’auteur de plus de 59 publications scientifiques et de 3 brevets. Il effectue sa recherche dans l’unité CNRS LIENSs où il dirige l’axe ‘’Mécanisme d’Actions et Dysfonctionnements’’ de l’équipe ‘’Approches Moléculaires Environnement-Santé’’ du laboratoire, équipe pluridisciplinaire qui développe des approches d’ingénierie biotechnologique au profit de l’obtention de molécules actives à bénéfice santé marqué.

Ses activités de recherche concernent principalement :

le développement de bioprocédés verts de transformation et de valorisation des ressources marines et agricoles pour les secteurs pharmaceutique, cosmétique et nutraceutique ;

le développement de nouvelles voies de synthèse ou de transformation enzymatique de biomolécules d’intérêt ;

le développement de systèmes innovants de traitement thérapeutique sélectifs, de diagnostic ou de vectorisation d’actifs ;

ainsi que la compréhension des mécanismes d’action de biomolécules régulatrices de processus pathologiques tels que le cancer, le diabète, l’hypertension artérielle, le cholestérol, les troubles de la coagulation.

Michel MILLARES Titulaire d’un diplôme d’ingénieur ENI Tarbes et d’un Doctorat en Sciences des Matériaux, Michel a 22 ans d’expérience professionnelle exercées dans plusieurs domaines d’activité : la conception et la fabrication de membranes filtrantes en céramique et de systèmes de filtration, l’audit et le conseil en systèmes de management Qualité Sécurité et Environnement et la valorisation des Huiles Alimentaires usagées (HAU)

Il est actuellement responsable R&D et QSE au sein de Gecco, entreprise solidaire de collecte et de valorisation des HAU basée à Lille dont il est cofondateur et membre du comité de Direction. Michel pilote les programmes de recherche de l’entreprise sur la valorisation des HAU vers des filières biodiesel et biolubrifiants en économie circulaire.

Michel travaille également sur la réalisation des Analyses de Cycle de Vie Environnementales et Sociales des filières développées par Gecco et accompagne les structures partenaires de Gecco sur d’autres territoires.

Lionel MUNIGLIA Directeur scientifique BIOLIE - Maître de Conférences LIBio / ENSAIA / UL

A l’issu d’un doctorat en procédés biotechnologiques et alimentaires obtenu en 2001, Lionel MUNIGLIA focalise ses travaux de recherche sur l’emploi de catalyseurs enzymatiques pour le développement de procédés d’extraction et de synthèse de biomolécules respectueux de l’environnement. Il développe ses activités autour de la biocatalyse à l’ENSAIA (Ecole Nationale Supérieure d’Agronomie et des Industries Alimentaires) où il est nommé Maître de Conférence en 2002. Quelques années plus tard, un procédé de fractionnement du végétal assisté par des enzymes en phase aqueuse est mis au point et breveté. Les applications pour cette technologie étant nombreuses, il crée en 2012 la société BIOLIE qui exploite le brevet pour lequel elle dispose d’une licence internationale exclusive. Sur le principe de la bioraffinerie, BIOLIE propose une valorisation complète des matières premières végétales traitées : huiles, protéines, sucres, polyphénols... Ses travaux contribuent aussi à développer des procédés de biosynthèse enzymatique avec comme spécialité les oxydases et plus particulièrement les laccases. De nombreux dérivés de composés phénoliques peuvent ainsi être produits en phase aqueuse avec des applications variées comme la production de colorants identiques-nature ou la fonctionnalisation de biopolymères comme le chitosane.

Aujourd’hui, Lionel MUNIGLIA assure la direction scientifique de la société BIOLIE et poursuit ses travaux de recherche au laboratoire d’Ingénierie des Biomolécules (LIBio) de l’Université de Lorraine sur la catalyse enzymatique et le développement de procédés « verts » respectueux de l’environnement.

Jean-Marc NICAUD Docteur d’état ès Science en 1986 à Université de Technologie de Compiègne

Jean-Marc Nicaud, 59 ans, Directeur de Recherche à l’Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) depuis 2014, anciennement Directeur de Recherche au Centre national de la recherche scientifique (CNRS) depuis 1993. Il est responsable de l’Equipe BIMlip (Biologie intégrative du métabolisme lipidique microbien) à l’Institut MICALIS, Microbiologie de l’Alimentation au service de la santé humaine, UMR1319 INRA AgroParisTech, dans le pôle « Biologie systémique et synthétique », Centre Inra Jouy-en-Josas, France.

Microbiologiste, il s’est orienté dans les années 80 vers l’étude des mécanismes de sécrétion de protéines par les bactéries (Myxococcus xanthus, Escherichia coli) et l’adressage de protéines chez les levures Saccharomyces cerevisiae et Yarrowia lipolytica (Université de Technologie de Compiègne, Université de Leicester, Eurolysine, Institut National Agronomique Paris-Grignon). Il a développé pour cette levure de nombreux outils génétiques, notamment des systèmes d’expression et d’amplification performants pour la production de protéines hétérologues. Il a rejoint le Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS) en 1988 et travaillait à l’Institut National Agronomique Paris-Grignon.

Dans les années 90, il a participé au début de la génomique, impliqué dans l’aventure du séquençage et de l’analyse fonctionnelle de Saccharomyces cerevisiae puis de Yarrowia lipolytica.

Actuellement, ses activités de recherches portent sur la génomique comparative et la biologie intégrative du métabolisme

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lipidique (voies d’accumulation, de modification et de dégradation des lipides, etc..) chez les levures avec une expertise d’ingénierie métabolique chez les microorganismes oléagineux pour la production de lipide pour une valorisation en biotechnologie blanche.

L’utilisation de microorganismes tels que les bactéries, les algues ou les champignons pour la production de biocarburants (bio-lipides) et de dérivés de lipides à haute valeur ajoutée à partir de ressources renouvelables se révèle prometteuse. L’équipe BIMlip entreprend une approche fondamentale de biologie systémique du métabolisme lipidique des levures oléagineuses. L’équipe exploite les connaissances acquises pour des applications en biocarburants, biolipides, bioplastiques et pour la chimie blanche.

Erwan OGES 2009-2016 Responsable Commercial (SARIA Industries) 2009-2016 Expert Technique Scientifique et Règlementaire (SARIA Industries) 2006-2009 Nutritionniste (Nutréa) 2006-2009 Formulateur (Unicoopa NA) 2006 : Ingénieur Agronome (Agroparistech)

Gaëlle PENCREAC’H Laboratoire Mer, Molécules, Santé (MMS) – EA 2160 Institut universitaire Mer et Littoral (IUML) FR_C 3473 Université du Maine, Le Mans – IUT de Laval

Après un diplôme d’ingénieur de l’Université de Technologie de Compiègne, Gaëlle Pencreac’h a effectué son doctorat sous la direction de Jacques Baratti au sein du Groupe de Biocatalyse et Chimie Fine (CNRS ESA 6111) à Marseille. Elle a ensuite travaillé en tant que chercheure contractuelle à Marseille, au sein du Groupe de Biocatalyse et Chimie Fine puis du Laboratoire de Lipolyse Enzymatique (CNRS UPR 9025), dirigé par Robert Verger.

Depuis 2001 elle est maître de conférences à Laval (53) où elle exerce ses fonctions d’enseignements au Département Génie Biologique de l’IUT (composante de l’Université du Maine, Le Mans) et ses activités de recherche au Laboratoire MMS (EA 2160). Depuis 2012, elle est co-animatrice de l’axe « Génie enzymatique et chimie des métabolites valorisables (lipides, protéines et pigments) des espèces marines invasives et d'intérêt » de MMS.

Ses activités de recherche portent principalement sur la synthèse enzymatique, à l’aide de lipases, de lipides structurés, en particulier de (lyso)phospholipides riches en gras Omega 3 ainsi que sur le développement de méthodes de mesure d’activités lipolytiques.

Laurent POISSON Après des études à l’Université de Picardie Jules Verne, Laurent Poisson est aujourd’hui enseignant chercheur à l’Université du Maine. Il partage son temps entre ses enseignements au département Génie Biologique de l’IUT de Laval et son travail de recherche au sein du laboratoire multi-site Mer, Molécules, Santé (EA 2160). Ses travaux portent principalement sur la valorisation enzymatique de lipides marins. Laurent a également passé 6 mois au Québec à l’Université Laval dans le cadre d’un programme de recherche portant sur la synthèse enzymatique de cires à partir de matière grasse laitière anhydre

Laurent Poisson is teacher researcher at the Université du Maine. He shares his time between biochemistry teaching for the students of the technical institute of Laval and research works in the multi-site Laboratory Mer, Molécules, Santé. His studies mainly focus on the valorization of marine lipids using enzymes. Laurent also spent 6 months in Quebec City at the Université Laval to take part of a research program on lipase-catalyzed production of waxes from anhydrous milk fat.

Eric POLLET Maître de Conférences à l’Université de Strasbourg Affiliation : Ecole Européenne de Chimie, Polymères et Matériaux (ECPM) - Université de Strasbourg (UdS) ICPEES : Institut de Chimie et Procédés pour l'Energie, l'Environnement et la Santé - UMR CNRS 7515

Dr Eric Pollet (40 ans) est Maître de Conférences à l’Ecole Européenne de Chimie, Polymères et Matériaux (ECPM) de l’Université de Strasbourg (France) et membre de l’équipe BioTeam au sein de l’Institut de Chimie et Procédés pour l’Energie, l’Environnement et la Santé (ICPEES UMR CNRS 7515). Il a réalisé ses études de chimie à l’université de Tours (1993-1997) avant d’obtenir en 1998 un DEA (Master 2) en Catalyse à l’Université Claude Bernard Lyon I. Il a obtenu en 2001 un doctorat en Chimie, spécialité Chimie des Polymères, de l’université Cl. Bernard Lyon I pour sa thèse portant sur un procédé continu de synthèse de polyesters. De 2001 à 2004 il a effectué un post-doctorat dans l’équipe du Prof. Philippe Dubois à l’Université de Mons (Belgique) où il a travaillé sur le développement de matériaux nanocomposites polyesters/argiles. A la suite de cela, il a obtenu en 2004 un poste de Maître de Conférences à l’Ecole Européenne de Chimie, Polymères et Matériaux (ECPM) de l’Université de Strasbourg. Ses activités de recherche se font au sein de l’Institut de Chimie et Procédés pour l’Energie, l’Environnement et la Santé (ICPEES UMR CNRS 7515) et plus précisément dans l’équipe BioTeam (dirigée par le Prof. Luc Avérous) et ont pour thématique principale le développement de matériaux biopolymères (polymères bio-sourcés ou biodégradables) via une approche transversale qui va de la biomasse à la (bio)macromolécule puis à l’objet final en intégrant différent domaines scientifiques (biochimie, chimie et ingénierie des polymères. Au cours des dernières années ses activités de recherche ont principalement concerné les polymères biodégradables tels que les polysaccharides (amidon, chitosan,…) et les biopolyesters (PCL, PLA, PHAs,…) et plus particulièrement leurs voies de synthèse (chimique ou enzymatique) ainsi que l’élaboration de matériaux (nano)biocomposites correspondant. Il a publié environ 50 articles dans des journaux

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internationaux, 10 chapitres de livre, coédité 1 ouvrage et il a été invité et a participé à plusieurs conférences internationales. Il enseigne également la physico-chimie, la synthèse et la mise en œuvre des polymères aux élèves ingénieurs de l’ECPM.

Alexis RANNOU Ingénieur Agricole Lasalle Beauvais 1991, arrive chez ARD en R&D en tant qu’ingénieur d’études sur l’extraction et purification de sucres non digestibles par l’homme (Acide galacturonique, arabinose etc…) pour les valoriser dans le domaine des tension-actifs.

En 1995 prend en charge le pilote industriel ARD et développe des technologies d’extraction et de purification puis un business de sous traitances.

En 1997 rejoint la société Soliance en tant que directeur technique où il gère et développe l’outil et l’organisation industrielle.

Gère l’ADV et l’animation commerciale auprès des distributeurs. Devient Directeur Général Adjoint en Charge de l’industriel en 2000. Mise en place d’investissements en 2004 (2 M€) pour tripler la capacité de production. Développe des sous traitances industrielles. Participe aux acquisitions des sociétés Laboratoire Bomann (2000) Acorane – Somaig (2004) puis Naturactiva (2005). Gère le site de l’ile grande de 2005 à 2009 et supervise l’équipe biotech marine.

En 2007 met en place une équipe innovation multidisciplinaire et devient DGA en charge de l’innovation et key account l’Oréal.

Impulse une stratégie de différenciation sur les produits historique de Soliance (HA et DHA) tout en développant une nouvelle gamme d’actifs.

Développe un réseau d’innovation académique et technique depuis 2008 pour renforcer l’image scientifique de Soliance.

Suite au rachat de Soliance par Givaudan devient site Manager et directeur des opérations ACI et process dévelopement sur Pomacle et supervise un investissement de 10 M€ sur le site de Pomacle.

Avec l’acquisition d’Induchem vient d’être nommé Directeur des opérations et Process R&D Active Cosmetic Ingredient Givaudan pour les sites de Pomacle (F) et de Volkestwil (CH).

Hugues ROBERT Ingénieur agroalimentaire Recherche et Développement

Expériences professionnelles Depuis juil. 2005 - Responsable Formulation – AIT Ingrédients (Groupe SOUFFLET)

De Aout 2001 – Juin 2005 - Responsable R&D – Moulins Soufflet (Groupe SOUFFLET)

Formation DEA Sciences des Aliments

Ingénieur AgroParisTech (ex-ENSIA). Spécialité Sciences des Aliments

Formation : Génie des procédés, Biochimie et Microbiologie Alimentaire, Analyse Sensorielle

Classe Préparatoire aux Grandes Écoles (BCPST)

Audrey ROBIC Audrey est pharmacien de formation, diplômée de la faculté des Sciences Pharmaceutiques de Caen et est docteur en Biochimie. Elle a réalisé sa thèse CIFRE en partenariat entre l’INRA de Nantes, sous la direction de Marc Lahaye et le Centre d’Etude et de Valorisation des Algues situé dans les Côtes d’Armor. L’objectif de sa thèse était d’étudier la variabilité chimique, physico-chimique et rhéologique des ulvanes, polysaccharides des parois cellulaires des algues vertes impliquées dans les marées vertes.

Audrey a ensuite réalisé un contrat post-doctoral à l’IFREMER de Brest où elle s’est intéressée à la production d’exopolysaccharides par des bactéries marines ainsi qu’à leur purification et caractérisation structurale.

A la suite de ce contrat, Audrey a été recrutée comme chargée de mission par la société Adisseo où elle a travaillé sur la caractérisation fine des interactions polysaccharides/enzymes afin d’optimiser les cocktails enzymatiques utilisés en nutrition animale.

Audrey a ensuite été responsable de la plate-forme de physico-chimie de l’unité de Biotechnologie du groupe Soufflet dont la thématique principale était la caractérisation des activités enzymatiques des cocktails produits par fermentation en milieu solide.

Audrey est désormais Responsable Scientifique chez Protéus, filiale du groupe de chimie PCAS. Elle coordonne la réalisation des projets dédiés au développement de nouveaux biocatalyseurs pour les applications « chimie » : chimie pharmaceutique, chimie de spécialité, cosmétique, …

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Jean-François ROUS Directeur Innovation

Après avoir exercé différentes fonctions, toujours dans le secteur de l’innovation, dans des grands groupes multinationaux, Jean-François a intégré l’Agence de l’Innovation Industrielle (AII) où il a participé à la genèse d’un certain nombre de grands projets d’innovation français.

En 2008, il rejoint le Groupe Sofiprotéol où en 2010, il prend la responsabilité de la Direction Innovation où sa principale mission est de développer et conduire la vision Innovation du groupe dans les différents secteurs de l’énergie et de la chimie durables, de l’alimentation humaine et de la nutrition animale.

Depuis avril 2012, il assume les fonctions de président de la SAS PIVERT, société créée à ce moment-là pour gérer l’IEED éponyme.

Catherine SARAZIN Catherine Sarazin est professeur de biochimie à l’Université de Picardie Jules Verne, Amiens. Après un doctorat UTC en 1992 portant sur l’étude par RMN de réactions enzymatiques en milieu non-conventionnel, elle a effectué un séjour post-doctoral au Chemical Engineering à l’UC Berkeley sur le mode de fonctionnement des enzymes en milieux organiques. Elle a ensuite intégré successivement en tant que maître de conférences le laboratoire de Génie Protéique et Cellulaire, de l’université de La Rochelle, puis le laboratoire de Génie Enzymatique et Cellulaire UTC-UPJV-CNRS. Ses travaux ont évolué vers l’étude des interactions au sein des membranes biologiques par RMN des solides sur des membranes lipidiques biomimétiques. Elle est aujourd’hui responsable de l’équipe « Biomimétisme et structures Bioinspirées » de l’unité GEC UTC-UPJV-CNRS. Elle est membre du conseil scientifique du Groupe d’Etude et de Recherche en Lipodomique (GERLI). En parallèle, elle a initié un axe thématique sur la transformation de la biomasse lignocellulosique. Jusqu’en 2014, elle était responsable de la spécialité « Biotechnologies » qu’elle a créé, du master Transformation et Valorisation des Ressource Naturelles, UPJV-UTC.

Depuis juin 2014, elle est responsable scientifique de GENESYS, programme de recherche de la sas-PIVERT. Ce programme, mené par un important consortium de laboratoires français, vise à déterminer les bases de la bioraffinerie oléagineuse du futur. La recherche porte sur les trois aspects du cycle de la biomasse : production (agronomie, récolte, logistique), fractionnement et transformation de la biomasse, et enfin livraison de bioproduits industriels.

Clarisse TOITOT Clarisse TOITOT est issue d’une formation universitaire classique, licence master et doctorat, entre les universités de Reims, Lille et l’UTC Compiègne, et est spécialisée dans les biotechnologies végétales. En 2005, elle intègre le laboratoire UMR/INRA 1281 « Stress Abiotiques et Différenciation des Végétaux Cultivés » à l’université de Lille 1 (Nouvellement Institut Charles Violette, université Lille 1) où elle travaille sur le séquençage d’une banque de données de lin, puis sur l’acclimatation du pois au froid (Estrées Mons, institut Pasteur de Lille). Elle se spécialise alors dans la technologie de biopuces à ADN (puces à façon et puces à oligonucléotides). En 2009, elle intègre le laboratoire Génie Enzymatique et Cellulaire où elle fait la rencontre du Professeur Daniel Thomas qui lui enseignera les grands principes des biotechnologies et sa vision de la Bioraffinerie. Ainsi, en 2012, elle participe au colloque Adebiotech « Bioraffinerie des sous-produits de l’industrie et de l’environnement » en tant que rédactrice du compte rendu de cet évènement. En 2014, ayant les mêmes centres d’intérêts pour la valorisation des filières biotechnologiques et désirant encourager les actions d’Adebiotech, elle intègre l’Association en tant que Chargée de mission. Sa mission est de créer des liens entre les industriels et académiques pour développer et créer de nouvelles filières dans les biotechnologies.

Florent YVERGNAUX Directeur R & D cosmétique et nutrition Groupe SOLABIA.

Après un doctorat de chimie organique obtenu à l’Université de Rennes en 1990 Florent Yvergnaux a effectué son post doctorat en chimie organique en relation avec l’industrie pharmaceutique à l’Institut de Chimie Organique de Lausanne en 1991.

De 1992 à 1999 il était responsable des projets sur la synthèse d’ingrédients actifs pour la cosmétique obtenus par biotechnologie à l’Institut sur les lipides de Rennes. Après un passage de 2 ans au Centre de Biotechnologies en Bretagne il est depuis 2002 directeur Recherche et Développement dermo-cosmétique et nutrition du Groupe SOLABIA. Les sujets de recherche principaux pour le développement d’ingrédients actifs pour la dermo-cosmétique reposent sur l’utilisation de procédés biotechnologiques (fermentation, enzymologie), les extraits végétaux et aussi la chimie fine sans solvant.

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Sponsors

Un modèle industriel et financier unique

Créé à l'initiative du monde agricole, le Groupe Avril se développe depuis 30 ans en France et à l'international sur un modèle original qui tient à deux traits spécifiques :

Sa vocation, qui est depuis l'origine de valoriser les productions agricoles en développant les filières des huiles et protéines. Avril a ainsi bâti un système dans lequel chaque métier (transformation des graines, alimentation humaine, nutrition animale…) crée de la valeur pour tous les maillons de la chaîne.

Son modèle financier est basé sur le réinvestissement de ses dividendes au profit du développement des activités de la filière, permettant un véritable financement circulaire.

Au service de ce modèle, la stratégie d'Avril repose sur la complémentarité de ses deux métiers : un métier agro-industriel et un métier financier que le Groupe exerce à travers Sofiprotéol, sa société de financement et de développement. Majoritaire dans toutes ses activités industrielles, Avril peut, à travers Sofiprotéol, accompagner tous les acteurs des filières par des prêts et prises de participation minoritaire, ce qui lui confère une grande agilité pour accomplir sa mission.

UNE CHAÎNE DE VALEUR DURABLE

L'intérêt de tous les acteurs de la chaîne est la raison d'être d'Avril. C'est pourquoi le développement durable est un pilier de sa stratégie. Celle-ci répond à la fois à des enjeux économiques – développer les agricultures nationales, renforcer la compétitivité des filières, réduire les importations… – et à des enjeux sociétaux – mieux nourrir les hommes, préserver la planète, mieux travailler ensemble. L'objectif d'Avril étant de concilier en permanence performances économiques, environnementales et sociales.

L'INNOVATION, CRÉATRICE DE VALEUR

Second levier stratégique pour Avril, la Recherche, Innovation et Développement (RID). Elle permet d'accroître la compétitivité des filières dès l'amont agricole, de développer de nouvelles sources de valorisation des productions dans le domaine des énergies et de la chimie renouvelables, ou encore d'accélérer le développement international du Groupe dans le secteur clé de la nutrition animale. Décuplée par la synergie entre les métiers du Pôle végétal et du Pôle animal et par le soutien de Sofiprotéol à de nombreux programmes de recherche, l'innovation prépare les filières au monde futur.

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IDENTITE Effectif : 110 personnes. CA 2014 : 30 MCHF. 60% du CA réalisé à l’export. Moyenne d’âge des employés : 34 ans. Depuis juin 2014, Soliance a rejoint la division Parfums du groupe Givaudan SA ( société leader dans l'industrie des arômes et parfums). Plus d’infos sur : https://www.givaudan.com/fragrances/cosmetic-actives ACTIVITES DE SOLIANCE Soliance est une société française créée en 1994 qui conçoit, produit et commercialise des ingrédients actifs d’origine exclusivement végétale pour l’industrie de la cosmétique. La société offre des solutions « produit » innovantes à ses clients et partenaires internationaux. L’innovation réside dans la valorisation de matières premières renouvelables par la maitrise de technologies avancées telles que les biotechnologies, les techniques séparatives et la chimie verte. Forte de son ancrage agricole, Soliance participe à la construction d’une industrie cosmétique responsable et durable, fondée sur le respect de considérations éthiques (agriculture durable, politique RSE, ACV, filières soutenables…), sur des standards de qualité élevés (iso 9001 V. 2000) et des produits éco conçus. Soliance est également un acteur co-fondateur du pôle Industries Agro Ressources (IAR), pôle de compétitivité à vocation mondiale. DES PRODUITS BIOSOURCES INNOVANTS Soliance conçoit des ingrédients cosmétiques de spécialité innovants - actifs biologiques ou ingrédients de formulation naturels trouvant leurs applications dans les secteurs du soin de la peau, du cheveu... et répondant aux grandes fonctions cosmétiques :

o Autobronzants : leader sur le marché mondial avec la Dihydroxyacétone (DHA) o Hydratation : leader sur le marché mondial de l’Acide Hyaluronique o Nettoyants et produits d’hygiène : tensio-actifs verts o Anti-âge, éclaircissants, amincissants, détoxifiants, etc, …

AU CŒUR DE LA BIORAFFINERIE DE BAZANCOURT-POMACLE Soliance est intégrée au cœur d’un système innovant d’écologie industrielle sur la plateforme des Sohettes (Pomacle - Bazancourt, 51), bassin de transformation industrielle des matières premières agricoles locales, où les synergies entre flux de matières premières, eau et énergie sont optimisées.

Soliance, Route de Bazancourt, 51110 Pomacle, France Phone: +33 (0)3 26 88 84 10, Fax: +33 (0)3 26 88 84 11, Web: www.soliance.com

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Liste des Participants

Abdelkarim .................. ABOUSALHAM ......................................... UNIVERSITÉ LYON 1

Carine .......................... ALFOS ...................................................... ITERG

Mickael ........................ BARTIER ................................................... LEBAS INDUSTRIES

David ........................... BASSARD ................................................. UTC-TIMR

Frédéric ........................ BEISSON .................................................. CEA-CNRS

Thanos ......................... BEOPOULOS ............................................ INRA

Nathalie ....................... BEREZINA ................................................ YNSECT

Pierre ........................... BERNARD-SAVARY ................................... CLUB DE CCM & CHROMACIM

Liliane .......................... BERTI ....................................................... UNIVERSITÉ DE CORSE

Roseline ....................... BOCCOVI.................................................. CHIMEX

Véronique .................... BONNET .................................................. UNIVERSITÉ DE PICARDIE

Véronique .................... BONNIER ................................................. IDMER

Hakime ........................ BOULGHOBRA ......................................... GATTEFOSSE

Peggy ........................... BOUQUET ................................................ PROCIDYS

Claire ........................... BOURLIEU ................................................ INRA

Thérèse ........................ BOUVERET ............................................... BIOTECHINFO 3.0

Jérôme ......................... BOUVIER.................................................. PHOSPHOTECH

Nicolas ......................... BRIDIAU ................................................... UNIVERSITÉ DE LA ROCHELLE

Pierre ........................... CALLEJA ................................................... FERMENTALG

Fréderic ........................ CARRIÈRE ................................................ CNRS

Jean-François ............... CAVALIER ................................................. CNRS

Jérôme ......................... CHAMPAGNE ........................................... LESAFFRE

Jean ............................. CHAUDIERE ............................................. UNIVERSITÉ DE BORDEAUX

Christa ......................... CHAUPRADE ............................................ SILAB

Isabelle ........................ CHEVALOT ............................................... UNIVERSITÉ DE LORRAINE

Bruno ........................... CORNETTE ............................................... LIST

Heidi ........................... DE BRUIN ................................................ PROTI-FARM NETHERLANDS

Charles ......................... DELANNOY ............................................. PROCIDYS

Antoine ........................ DELBRUT ................................................. MONTPELLIER SUPAGRO

Nicolas ......................... DEMAREST .............................................. LEBAS INDUSTRIES

Amandine .................... DHAISNE .................................................. SOREDAB

Pascal .......................... DHULSTER ............................................... INSTITUT CHARLES VIOLLETTE

Valérie ......................... DORGEO .................................................. PURATOS

Antoine ........................ DREVELLE ................................................ GROUPE SOUFFLET

Yoan ............................. DRILLET ................................................... COOPERL ARC ATLANTIQUE

Eric ............................... DUBREUCQ .............................................. MONTPELLIER SUPAGRO

Estelle .......................... ENAUD..................................................... GREEN PLANTS EXTRACTS

Françoise ..................... ERGAN ..................................................... UNIVERSITÉ DU MAINE

Roxane ......................... FAGON ..................................................... YSLAB

Michel .......................... FERRAND ................................................. CEA - GRENOBLE

Patrick ......................... FICKERS ................................................... UNIVERSITÉ DE LIÈGE

Amandine .................... FLOURAT .................................................. ADEPRINA

Cédric........................... FRIBAULT ................................................. PIERRE FABRE DERMO-COSMETIQUE

Rénato ......................... FROIDEVAUX ........................................... INSTITUT CHARLES VIOLLETTE

Mohamed .................... GASTLI ..................................................... NEXTPROTEIN

Manuel ........................ GEA ......................................................... BIO-MODELING SYSTEMS

Doriane ........................ GÉRARD ................................................... INPT

David ........................... GUERRAND .............................................. TWB

Yann ............................. GUIAVARC'H ............................................ CNRS

Stéphanie ..................... GUILLOTIN ............................................... CBB CAPBIOTEK

Alain ............................ GUYONVARCH ......................................... INVIVO NSA

Peter ............................ HALLING .................................................. UNIVERSITY OF STRATHCLYDE

Cédric .......................... HIS ........................................................... GECCO

- 59 -

Julien ........................... HOARAU .................................................. UNIVERSITÉ DE LA RÉUNION

Alain ............................ HUERTAS ................................................. LESIEUR GROUPE AVRIL

Eric ............................... HUSSON .................................................. UNIVERSITÉ DE PICARDIE

Sabrina ........................ JACOPINI.................................................. UNIVERSITÉ DE CORSE

Anne-Hélène ................ JAN .......................................................... MONTPELLIER SUPAGRO

Cécile ........................... JONCHIER ................................................ SEDERMA

Romain ........................ KOENIG .................................................... OLEON

Michel .......................... LAGARDE ................................................. UNIVERSITÉ DE LYON

Danielle ....................... LANDO ..................................................... ADEBIOTECH

Fabienne ...................... LE GRAND ................................................ CNRS LEMAR

Anne ............................ LE GUILLOU ............................................. DANONE RESEARCH

Florian ......................... LE JOUBIOUX ........................................... VALBIOTIS

Véronique .................... LE MELLAY-HAMON ................................. LABORATOIRES MAYOLY SPINDLER

Jérôme ......................... LE NÔTRE ................................................. PIVERT

Mélanie ....................... LE PLAINE-MILEUR .................................. SYNPA

Sylvain ......................... LEGAY ...................................................... LIST

Jack .............................. LEGRAND ................................................. CNRS

Benoît .......................... LENNON .................................................. POLARIS

Stéphanie ..................... LENNON .................................................. POLARIS

Olivier .......................... LÉPINE ..................................................... ALGOSOURCE

Christophe ................... LEPLAT ..................................................... INRA MICALIS

Ophélie ........................ LETHUILLIER ............................................ ADEBIOTECH

Sophie .......................... MAILLEY .................................................. CEA TECH

Doria ............................ MAÏZ ........................................................ EXPRESSION COSMETIQUE

Magali ......................... MARIANI ................................................. UNIVERSITÉ DE CORSE

Thierry ......................... MAUGARD ............................................... UNIVERSITÉ DE LA ROCHELLE

Laurent ........................ MICHEL .................................................... PALL GENEDISC TECHNOLOGIES

Michel .......................... MILLARES ............................................... GECCO

Philippe ........................ MILLET ..................................................... EXPRESSION COSMETIQUE

Pierre ........................... MONSAN ................................................. TOULOUSE WHITE BIOTECHNOLOGY

Zéphirin ....................... MOULOUNGUI ........................................ ENSIACET / INRA

Lionel ........................... MUNIGLIA ............................................... BIOLIE

Ruba ............................ NASRI ...................................................... UNIVERSITÉ DE MONTPELLIER

Férid ............................ NASSOR ................................................... SUP'BIOTECH

Jean-Marc .................... NICAUD ................................................... INRA

Madeleine ................... NLANDU MPUTU ..................................... SOUFFLET

France .......................... NORMAND PLESSIER ............................... BIOTECHNOLOGIEFRANCE

Erwan .......................... OGES ....................................................... SARIA

Gaëlle .......................... PENCREAC'H ............................................ MMS - MER, MOLÉCULES, SANTÉ

Delphine ...................... PIROT ....................................................... CBB CAPBIOTEK

Laurent ........................ POISSON .................................................. MMS - MER, MOLÉCULES, SANTÉ

Eric ............................... POLLET .................................................... UNIVERSITÉ DE STRASBOURG

Claudie ......................... QUERE ..................................................... IFREMER-BREST

Matthieu ...................... RAMETTE................................................. CHIMEX

Alexis ........................... RANNOU ................................................. SOLIANCE

Lionel ........................... REY .......................................................... COSMEXPERT INGRÉDIENTS

Hugues ........................ ROBERT ................................................... AIT INGREDIENTS

Audrey ......................... ROBIC ...................................................... PROTÉUS

Khadidja ...................... ROMARI ................................................... METABOLIUM

Jean-François ............... ROUS ....................................................... PIVERT

Emmanuel ................... ROUX ....................................................... SUDARSHAN

Nathalie ....................... RUGANI ................................................... UNIVERSITÉ DE MONTPELLIER

Agnès ........................... SAINT-POL ............................................... SUP'BIOTECH

Catherine ..................... SARAZIN .................................................. UNIVERSITÉ DE PICARDIE

Carine .......................... SAUX ........................................................ CRITT BIO-INDUSTRIES

Etienne ........................ SEVERAC .................................................. LISBP

Maëva ......................... SUBILEAU ................................................ MONTPELLIER SUPAGRO

- 60 -

Cédric........................... SZPIRER ................................................... DELPHI GENETICS

Hélène ......................... TALBOT .................................................... LABORATOIRES EXPANSCIENCE

Lamine ......................... TALL ......................................................... REVUE INFOS LUMIERE

Delphine ...................... TAUPIN .................................................... LABORATOIRES EXPANSCIENCE

Andreia ........................ TEIXEIRA .................................................. CHAIRE ABI - AGROPARISTECH

Yann ............................. THERY ...................................................... PALL FRANCE FOOD AND BEVERAGE

Clarisse ........................ TOITOT .................................................... ADEBIOTECH

Marion ......................... TRASSAERT .............................................. INRA MICALIS

Jean-Christophe ........... TRUFFERT ................................................ NUCLEOSYN

Thierry ......................... VAN REETH .............................................. DELPHI GENETICS

Sabrina ........................ VANDEPLAS ............................................. ADISSEO FRANCE SAS

Jacky ............................ VANDEPUTTE .......................................... PÔLE IAR

Margaret ..................... VARKADOS-LEMARECHAL........................ EXPRESSION BIOTECH

Pierre ........................... VERDELLET .............................................. BUNGE

Sophie .......................... VINCENTI ................................................. UNIVERSITÉ DE CORSE

Florent ......................... YVERGNAUX ............................................ BIOEUROPE / GROUPE SOLABIA

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