Synthèse de l’activité des plateformes hospitalières …...l’INCa pour collecter les données moléculaires en lien avec les données épidémiologiques, cliniques, histologiques,

Synthèse de l’activité des plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers en 2012, en vued’optimiser leur évolution

JANVIER 2014

RECHERCHE

COLLECT IONBilans d’activité & d’évaluation

SYNTHÈSE DE L’ACTIVITÉ 2012POUR LES TESTS MOLÉCULAIRESDANS LES CANCERS

LES TESTS DÉTERMINANTL’ACCÈS À UNE THÉRAPIE CIBLÉE

ÉVALUATION DE LA QUALITÉ DES ANALYSES

BASES DE DONNÉES

www.e-cancer.fr

SYNTHÈSE DE L’ACTIVITÉ DES PLATEFORMES HOSPITALIÈRES DE GÉNÉTIQUE MOLÉCULAIRE DES CANCERS EN 2012

2

CE DOCUMENT S’INSCRIT DANS LA MISE EN ŒUVRE DU PLAN CANCER 2009-2013.

Mesure 21Garantir un égal accès aux traitements et aux innovations.Actions 21.2 Développer les plateformes de génétique moléculaire

des cancers et l’accès aux tests moléculaires.

Ce document doit être cité comme suit : ©Synthèse de l’activité des plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers en 2012, en vued’optimiser leur évolution. Collection Bilans d’activité et d’évaluation, ouvrage collectif édité par l’INCa, Boulogne-Billancourt, janvier 2014.

Il peut être reproduit ou diffusé librement pour un usage personnel et non destiné à des fins commerciales ou pour des courtescitations. Pour tout autre usage, il convient de demander l’autorisation auprès de l’INCa en remplissant le formulaire dedemande de reproduction disponible auprès du département communication institutionnelle de l’INCa à l’adresse suivante :[email protected]

Agence sanitaire et scientifique de référence dédiée au cancer, l’Institut national du cancer stimule, soutient etmet en œuvre une politique coordonnée de lutte contre la maladie. Créé par la loi de santé publique du 9 août2004, l’INCa regroupe environ 150 collaborateurs en quatre entités opérationnelles : Recherche et innovation,Santé publique et soins, Recommandations et qualité de l’expertise, Communication et information.

Ce document est téléchargeable sur le site : www.e-cancer.fr

ONT PARTICIPÉ À L’ÉLABORATION DE CE RAPPORT :l Étienne LONCHAMP, département biologie, transfert et innovations, direction de la recherche et de l’innovation, INCa

l Frédérique NOWAK, responsable du département biologie, transfert et innovations, direction de larecherche et de l’innovation, INCa

BILANS D’ACTIVITÉ ET D’ÉVALUATION ► Synthèse de l’activité des plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers en 2012 3

TABLE DES MATIÈRES

INTRODUCTION ............................................................................................................................. 8

MÉTHODE ................................................................................................................................... 12

SYNTHÈSE DES DONNÉES D’ACTIVITÉ ........................................................................................... 13

1. TUMEURS SOLIDES .................................................................................................................. 13 1.1. Cancer du sein – amplification de HER2 ‐ prescription de trastuzumab et de lapatinib ... 13 1.2. Tumeurs digestives .......................................................................................................... 15

1.2.1. Cancer de l’estomac – amplification de HER2 ‐ prescription de trastuzumab......................... 15 1.2.2. Cancer colorectal – Recherche de mutations de KRAS – prescription du cetuximab et du

panitumumab .......................................................................................................................... 17 1.2.3. Cancer colorectal – Recherche de mutations de BRAF (programme de détection prospective des

biomarqueurs émergents) ....................................................................................................... 20 1.2.4. Tumeurs stromales gastro‐intestinales (GIST) ‐ Mutations de KIT et de PDGFRA – prescription de

l’imatinib ................................................................................................................................. 21 1.2.5. Syndrome de Lynch ................................................................................................................. 24

1.3. Mélanome ........................................................................................................................ 28 1.3.1. Mutations de BRAF .................................................................................................................. 28 1.3.2. Mutations de KIT – programme de détection prospective des biomarqueurs émergents...... 30

1.4. Cancer du poumon ........................................................................................................... 31 1.4.1. Mutation d’EGFR – prescription de l’erlotinib de gefitinib ou d’afatinib ................................ 31 1.4.2. Recherche de translocations d’ALK ......................................................................................... 34 1.4.3. Recherche de mutations des gènes EGFR, KRAS, BRAF, PI3KCA, HER2 – programme de détection

prospective des biomarqueurs émergents .............................................................................. 36 1.5. Sarcomes .......................................................................................................................... 38

1.5.1. Recherche de translocations diverses ..................................................................................... 38 1.5.2. Recherche de l’amplification MDM2/CDK4 : ........................................................................... 40

1.6. Tumeurs cérébrales .......................................................................................................... 42 1.6.1. Amplification de MYCN dans les neuroblastomes ................................................................... 42 1.6.2. Codélétion de 1p/19q et mutation d’IDH 1 et 2 dans les gliomes ........................................... 43 1.6.3. Méthylation de MGMT dans les glioblastomes ....................................................................... 45

2. HÉMOPATHIES ..................................................................................................................... 47 2.1. Leucémie myéloïde chronique (LMC) .............................................................................. 47

2.1.1. Détection du transcrit de fusion BCR‐ABL – prescription d’imatinib, de dasatinib, de nilotinib, de bosutinib ou de ponatinib ....................................................................................................... 47

2.1.2. Anomalies chromosomiques ................................................................................................... 52 2.2. Leucémies aiguës lymphoblastiques (LAL) et leucémies aiguës myéloblastique (LAM) 53

2.2.1. Anomalies chromosomiques ................................................................................................... 53 2.2.2. Mutations spécifiques (FLT3, NPM, CEBPA) ............................................................................ 56 2.2.3. Suivi de la maladie résiduelle .................................................................................................. 59 2.2.4. Quantification du réarrangement des gènes du TCR ou des Ig dans les LAL ........................... 63

2.2.5. Allogreffe de moelle pour hémopathies : chimérisme postgreffe ............................................. 66 2.3. Leucémie lymphoïde chronique (LLC) – anomalies chromosomiques ............................ 67 2.4. Syndromes myéloprolifératifs (SMP) hors LMC............................................................... 70

2.4.1. Anomalies chromosomiques ................................................................................................... 70 2.4.2. Mutation JAK2 V617F .............................................................................................................. 71 2.4.3. Quantification de JAK2 ............................................................................................................ 73 2.4.2. Autres mutations ..................................................................................................................... 74

2.5. Syndromes myélodisplasiques (SMD) – anomalies chromosomiques ................................. 76 2.6. Myélome multiple et syndromes lymphoprolifératifs – anomalies chromosomiques ... 77 2.7. Lymphomes ...................................................................................................................... 79

2.7.1. Détection d’anomalies chromosomiques ................................................................................ 79 2.7.2. Recherche de la clonalité B/T .................................................................................................. 82

3. PHARMACOGÉNÉTIQUE CONSTITUTIONNELLE ................................................................... 85

ÉVALUATION DE LA QUALITÉ DES ANALYSES ................................................................................ 88

1. CAMPAGNES EGFR ET KRAS ................................................................................................. 88


1.1. Protocole ..................................................................................................................................... 88 1.2. Résultat du génotypage d’EGFR ................................................................................................... 89 1.3. Résultat du génotypage de KRAS ................................................................................................. 90 1.4. Délai de rendu des résultats ........................................................................................................ 90 1.5. Comptes rendus d’analyses ......................................................................................................... 91 1.6. Comparaison des résultats en fonction du niveau d’activité des laboratoires ............................ 92

2. CAMPAGNE BCR‐ABL DANS LES LEUCÉMIES ....................................................................... 93 2.1. Protocole de préparation et de validation des échantillons contrôles ........................................ 94 2.2. Analyse des performances des laboratoires ................................................................................ 95

BASES DE DONNÉES : GÉNÉRER DES DONNÉES DE GRANDE VALEUR SCIENTIFIQUE ...................... 98

1. BASE DE DONNÉES DANS LE MÉLANOME : LE PROJET MELBASE ....................................... 98 2. BASE DE DONNÉES DANS LE CANCER DU POUMON : LE PROJET BIOMARQUEURS FRANCE98

PERSONNEL RECRUTÉ SUR LES DOTATIONS ALLOUÉES PAR L’INCA ET LA DGOS .......................... 101

CONCLUSION ET PERSPECTIVES ................................................................................................. 102

ANNEXE 1. PLATEFORMES HOSPITALIÈRES DE GÉNÉTIQUE MOLÉCULAIRE DES CANCERS ............ 107

ANNEXE 2 : FINANCEMENTS REÇUS ........................................................................................... 108


FAITS MARQUANTS

28 plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers sont soutenues par l’INCa et la DGOS depuis 2006 et réparties sur tout le territoire. Elles regroupent plusieurs laboratoires, pouvant appartenir à des établissements différents, permettant d’offrir aux patients l’ensemble des techniques de génétique moléculaire indispensables pour toutes les pathologies concernées.

Elles mettent en œuvre des examens moléculaires innovants dès que ceux-ci s’avèrent indispensables pour les patients.

78 000 tests déterminants pour l’accès à une thérapie ciblée ont été réalisés en 2012 pour 63 000 patients répartis comme suit :

Pathologie Biomarqueurs Nombre de tests

Cancer du sein Amplification d’HER2 8 853

Cancer de l’estomac Amplification d’HER2 648

Cancer colorectal Mutations de KRAS 18 568

GIST Mutations de KIT 925

Mutations de PDGFRA 860

Cancer du poumon Mutations d’EGFR 22 359

Translocation d’ALK 13 801

Mélanome Mutation de BRAF V600 4 629

Leucémies Translocation de BCR-ABL

6 677

Mutations d’ABL 836

TOTAL PATIENTS 62 659

3 campagnes d’évaluation externe de la qualité ont été réalisées en 2012 dans les 28 plateformes pour :

La détection et la quantification de BCR-ABL dans les leucémies ;

La recherche de mutations d’EGFR dans le cancer du poumon ;

La recherche de mutations de KRAS dans le cancer colorectal.

Deux bases de données (BIOMARQUEURS France et MELBASE) sont soutenues par l’INCa pour collecter les données moléculaires en lien avec les données épidémiologiques, cliniques, histologiques, thérapeutiques et de suivi des patients dans le cancer du poumon et le mélanome.


LEXIQUE

AMM Autorisation de mise sur le marché d’un médicament

ATU Autorisation temporaire d’utilisation d’un médicament

CGHarray Comparative genomic hybridization/puce d’hybridation génomique comparative

CH Centre hospitalier

CHRU Centre hospitalier régional universitaire

CHU Centre hospitalier universitaire

CISH chromogenic in situ hybridization/hybridation in situ chromogénique

CLCC Centre de lutte contre le cancer

CNAMTS Caisse nationale d’assurance maladie des travailleurs salariés

EEQ Évaluation externe de la qualité

EMA European Medicament Agency/Agence Européenne du Médicamment

FISH Fluorescent in situ hybridization/hybridation in situ par fluorescence

GBMHM Groupe des biologistes moléculaires des hémopathies malignes

GIST Gastro-intestinal stromal tumor/tumeur stromale gastro-intestinale

GMFmel Groupe multidisciplinire français du mélanome cutané

HIS Hybridation in situ

IFCT Intergroupe francophone de cancérologie thoracique

IHC Immunohistochimie

ITK Inhibiteur de tyrosine kinase

LAL Leucémie aiguë lymphoblastique

LAM Leucémie aiguë myéloblastique

LLC Leucémie lymphoïde chronique

LMC Leucémie myéloïde chronique

LNH Lymphome non hodgkinien

NABM Nomenclature des actes de biologie médicale

OMS Organisation mondiale de la santé

PMSI Programme de médicalisation des systèmes d’information

SMD Syndrome myélodysplasique

SMP Syndrome myéloprolifératif

STIC Soutien aux techniques innovantes et coûteuses


Figure 1. Situation des 28 plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers

Colmar

Reims

Nancy Strasbourg

Lille

Dijon

Montpellier

Grenoble

Besançon

St. Etienne

Lyon

Rouen

Nantes

Caen

LimogesPoitiers

Marseille

Bordeaux

Clermont-Ferrand

Angers

Nice

Rennes

Brest

Toulouse

Versailles

AP-HPIGR

Tours

Amiens

OrléansMulhouse

Nîmes

Curie

La Réunion


INTRODUCTION

L’identification d’altérations génétiques au sein des cellules cancéreuses a permis la mise en évidence de nouveaux biomarqueurs moléculaires. Ces paramètres sont aujourd’hui indispensables pour le diagnostic, la classification, le choix et la surveillance du traitement d’un nombre croissant de cancers. L’analyse de ces biomarqueurs doit donc être accessible à tous les patients, quel que soit l’établissement de santé dans lequel ils sont pris en charge.

Afin d’anticiper ce besoin sanitaire émergent, l’INCa a mis en place un programme spécifique dès 2006 pour soutenir la structuration de la génétique moléculaire. Deux appels à projets nationaux INCa ont été conduits en 2006 et 2007 afin de structurer ce dispositif. On compte 28 plateformes de génétique moléculaire des cancers réparties sur l’ensemble du territoire (Fig. 1). Les plateformes regroupent plusieurs laboratoires pouvant appartenir à des établissements différents, permettant d’offrir aux patients l’ensemble des techniques indispensables de génétique moléculaire pour toutes les pathologies concernées.

Les plateformes ont pour vocation de réaliser les tests moléculaires pour l’ensemble des patients de la région, quel que soit l’établissement où ils sont pris en charge : CHU, CLCC, CH ou établissements privés. Il s’agit d’organiser un maillage territorial suffisant pour que les prélèvements tumoraux parvenant dans les laboratoires habituels d’anatomopathologie ou d’hématocytologie puissent être pris en charge rapidement dans une plateforme avec laquelle il existe des liens organisés.

Elles ont pour mission de réaliser des tests moléculaires qui selon leur nature contribuent à :

participer au diagnostic, en complémentarité de paramètres cliniques, morphologiques et biologiques ;

orienter le processus diagnostique ;

déterminer l’accès à une thérapie ciblée ;

orienter la stratégie de traitement du patient ;

permettre le suivi de la maladie résiduelle.

Actuellement, les plateformes disposent d’un catalogue de 60 tests dont certains sont déterminants pour l’accès à des thérapies ciblées existantes ou en cours de développement. Le tableau 1 présente la liste des marqueurs effectués par les plateformes de génétique moléculaire en fonction de leur rôle dans la prise en charge des patients. Elles reçoivent des financements de l’INCa et de la DGOS pour la réalisation de ces tests moléculaires.

Par ailleurs, afin d’anticiper l’arrivée des nouvelles molécules et de les rendre disponibles le plus rapidement possible, l’INCa a mis en place un programme de détection prospective des biomarqueurs émergents dans le cancer du poumon, dans le cancer colorectal et dans le mélanome depuis 2010. Il s’agit, pour les patients atteints d’un cancer du poumon chez lesquels la mutation de l’EGFR doit être cherchée chaque année, de rechercher aussi les mutations des gènes KRAS, BRAF, PI3KCA et HER2, ainsi que la translocation du gène ALK. Outre les mutations du gène KRAS, la mutation du gène BRAF et l’instabilité des microsatellites (MSI), pour les patients de moins de 60 ans, sont aussi recherchées dans le cancer colorectal. Dans le mélanome, il s’agit de rechercher les mutations des gènes BRAF et KIT. Ce programme a pour objectif de permettre aux plateformes d’être immédiatement opérationnelles le jour où des thérapies ciblées dirigées contre ces altérations deviennent disponibles pour les patients.


Le développement de ces plateformes s’inscrit dans la mise en œuvre de la mesure 21 du Plan cancer 2009-2013, « Garantir un égal accès aux traitements et aux innovations ».

Ce document présente la synthèse de l’activité des plateformes hospitalières de génétique moléculaire pour l’année 2012. Cet état des lieux détaillé permet d’optimiser le dispositif et d’accompagner son évolution. Il s’adresse plus particulièrement aux professionnels de santé impliqués dans la recherche d’altérations génétiques dans les cellules cancéreuses et dans la prise en charge de ces cancers, ainsi qu’aux pouvoirs publics


Tableau 1. Catalogue des tests effectués par les plateformes de génétique moléculaire en 2012

Marqueurs prédictifs déterminant l’accès à une thérapie ciblée

Cancer du sein Amplification de HER2

Prescription du trastuzumab dans le cancer du sein métastatique et en adjuvant dans le cancer du sein précoce

Prescription du pertuzumab en association avec trastuzumab et docetaxel dans le cancer du sein métastatique

Prescription du lapatinib dans le cancer du sein métastatique

Cancer gastrique Amplification de HER2 Prescription du trastuzumab dans le cancer gastrique métastatique

Cancer colorectal métastatique

Mutations de KRAS Prescription du panitumumab et du cetuximab

Mutations de BRAF*

GIST (Gastro-Intestinal Stromal Tumor)

Mutation de KIT Prescription d’imatinib

Mutation de PDGFRA Prescription d’imatinib

Cancer du poumon

Mutations d’EGFR Prescription du gefitinib, d’erlotinib ou d’afatinib

Translocations d’ALK Prescription de crizotinib

Mutations de KRAS*

Mutations de BRAF*

Mutations de PI3KCA*

Mutations de HER2*

Mélanome Mutations de BRAF

Prescription de vemurafenib ou de dabrafenib

Mutations de KIT*

Glioblastome Méthylation de MGMT Sensibilité au temozolomide

Leucémie myéloïde chronique (LMC) /

Leucémie aiguë lymphoblastique (LAL)

Translocation de BCR-ABL au diagnostic

Prescription d’imatinib ou de nilotinib en 1re ligue de traitement.

Détection de BCR-ABL pour le suivi de la maladie résiduelle

Résistance à l’imatinib/prescription de dasatinib, de bosutinib ou de ponatinib en 2e ou 3e ligne.

Mutation d’ABL

* tests mis en place dans le cadre du programme pour la détection prospective des biomarqueurs émergents.


Marqueurs orientant le processus diagnostique

Suspicion de syndrome myéloprolifératif

Mutation JAK2 V617F Diagnostic différentiel

Quantification JAK2

Syndrome de Lynch

Instabilité des microsatellites

Suspicion de forme héréditaire de cancer

Méthylation du promoteur de MLH1

Mutation de BRAF

Marqueurs participant au diagnostic, en complémentarité de paramètres cliniques, morphologiques, biologiques

Hémopathies Caryotype Aide au diagnostic/ classification en sous-types

Lymphomes non hodgkiniens

Anomalies chromosomiques spécifiques Aide au diagnostic/

classification en sous-types Quantification cycline D1

Sarcomes Amplification de MDM2/CDK4 Aide au diagnostic/

classification en sous-types Translocations diverses

Gliomes Codélétion 1p/19q Aide au diagnostic/

classification en sous-types Mutations IDH 1 et 2

Lymphomes non hodgkiniens Clonalité B/T diagnostic lymphome/ lymphoprolifération réactionnelle

Marqueurs pronostiques participant à l’orientation du traitement du patient

Leucémie lymphoïde chronique (LLC)

Anomalies chromosomiques

Participe à l’orientation du traitement Mutation IgVH

Mutation p53

Myélome multiple Anomalies chromosomiques Participe à l’orientation du traitement

Leucémies aiguës myéloblastique (LAM)

Mutations de FLT3, NPM et CEBPA

Participe à l’orientation du traitement

Neuroblastome amplification de MYCN Participe à l’orientation du traitement

Marqueurs de suivi

LAL/LAM

Quantification de transcrits de fusion

Suivi de la maladie Quantification d’anomalies chromosomiques

Quantification WT1

LAL

Quantification du réarrangement des gènes du TCR ou des Ig Suivi de la maladie résiduelle

Clonalité B/T

Allogreffe de moelle pour les hémopathies

Chimérisme postgreffe Suivi de la prise de greffe et du rejet


MÉTHODE

Chaque année, l’INCa établit un formulaire afin de recenser, pour chaque test et chaque localisation tumorale, les données suivantes : le nombre total de tests réalisés ; le nombre de patients pour qui un test a été effectué ; l’origine des prescriptions pour ces patients, en distinguant les prescriptions provenant

des établissements des plateformes, des centres hospitaliers hors plateformes, des établissements privés et celles provenant d’autres plateformes ;

le nombre de patients pour lesquels une altération moléculaire a été identifiée, le nombre de patients ne présentant aucune altération et le nombre de patients pour lesquels le résultat du test n’était pas interprétable.

Ce formulaire est complété et transmis à l’INCa par les 28 plateformes une fois par an.

Concernant les tests réalisés dans le cadre du programme pour la détection prospective des biomarqueurs émergents, un suivi trimestriel a été réalisé pour prendre en compte l’évolution rapide de l’activité. Pour ces tests, une attention particulière est portée aux choix techniques des plateformes et aux aspects qualitatifs. Ainsi, en sus des données listées ci-dessus, sont recensées les données suivantes pour chaque test : le délai de rendu des résultats ; pour les patients pour qui un résultat n’a pu être rendu, il est demandé de préciser les

principales raisons conduisant à un résultat non interprétable : défaut d’amplification de l’ADN, échantillons dont le taux de cellules tumorales est inférieur au seuil de détection du laboratoire ou manque de matériel ;

la ou les techniques utilisées pour la réalisation des tests.

L’INCa rassemble les données transmises par les plateformes et calcule des indicateurs qui permettent d’assurer un suivi de l’activité au niveau national notamment de : l’évolution du nombre annuel d’examens effectués et du nombre de patients concernés ; le pourcentage global de patients pour qui une anomalie moléculaire a été mise en

évidence à l’échelle nationale et la répartition de ces données par laboratoire. Cet indicateur permet d’estimer le respect des indications de prescriptions. Le suivi de son évolution permet de mettre en évidence d’éventuels élargissements ou restrictions de prescriptions. De plus, un écart à la médiane trop élevé pour un laboratoire peut conduire à s’interroger sur un éventuel problème de qualité conduisant à un taux anormalement élevé de faux positifs ou de faux négatifs ;

le pourcentage de patients pour qui un résultat n’a pu être rendu et la répartition de ces données par laboratoire. Ils constituent des indicateurs de la qualité des phases préanalytiques et analytiques de l’examen. Une analyse plus détaillée des causes de non-rendu des résultats a été réalisée pour plusieurs tests ;

la répartition de l’activité entre les plateformes ; l’origine des prescriptions. L’activité provenant des CH et des établissements privés

extérieurs permet de suivre le maillage régional de la plateforme. Le dernier item permet de suivre l’activité de recours que des plateformes effectuent à un niveau extrarégional pour certains marqueurs.


SYNTHÈSE DES DONNÉES D’ACTIVITÉ

1. TUMEURS SOLIDES

1.1. Cancer du sein – amplification de HER2 - prescription de trastuzumab et de lapatinib

Environ 15 % des cancers du sein s’accompagnent d’une surexpression de HER2 qui est associée à un pronostic plus défavorable.

Le trastuzumab est un anticorps qui cible le récepteur HER2. Cette molécule, développée dans le traitement du cancer du sein métastatique, est aussi efficace dans la prévention des rechutes de ce type de cancer. Seules les patientes qui surexpriment HER2 ou présentent une augmentation du nombre de copies du gène (score 3 + en immunohistochimie (IHC) ou FISH/CISH positifs) sont susceptibles de bénéficier d’un traitement par trastuzumab. L’amplification de HER2 est mise en évidence par immunohistochimie en première intention. En cas de tumeur présentant un score 2 + en IHC, une recherche complémentaire de l’amplification du gène par FISH (fluorescence in situ hybridization) ou CISH (Chromogenic in situ hybridization) est nécessaire pour savoir si la patiente est éligible à un traitement par trastuzumab1,2. Les modalités de réalisation de ces examens peuvent êtres amenées à évoluer à l’avenir. Ainsi, en 2013, plusieurs experts se sont exprimés pour généraliser le réexamen du statut HER2 et du statut des récepteurs hormonaux dans les métastases au moment où elles sont identifiées où quand le statut de la tumeur primitive est inconnu ou négatif3.

Depuis février 2010, le lapatinib, un médicament oral de la famille des anti-EGFR qui inhibe la tyrosine kinase activée par HER2, dispose également d’une autorisation de mise sur le marché pour le traitement en première ligne de patientes atteintes d’un cancer du sein métastatique et surexprimant HER2. Depuis le recueil de ces données d’activité, le pertuzumab à également obtenu une AMM (juin 2013) tandis que le T-DM1 a reçu un avis favorable de l’Agence Européenne du Médicament en septembre 2013.

Activité au niveau national

En 2012, 8 853 patientes ont bénéficié d’une recherche d’amplification de HER2 par FISH (Fig. 2), soit un niveau comparable à 2011 (Fig. 2). Pour la première fois depuis l’arrivée du trastuzumab, l’activité pour ce test s’est stabilisée dans les plateformes. Le test HIS (in situ hybridization) HER2 pour le cancer du sein a été inscrit à la nomenclature des actes médicaux en 2009 et est donc réalisable par l’ensemble des pathologistes, quel que soit leur lieu d’exercice. Ainsi, environ 2 300 tests ont été réalisés dans les cabinets d’anatomie et cytologie pathologique libéraux selon les données de la CNAMTS. Les données présentées ici ne montrent toutefois que l’activité pour les tests de confirmation par FISH et les tests par IHC n’ayant pas nécessité de confirmation ne sont pas comptabilisés. On dénombre chaque année environ 49 000 nouveaux cas de cancers du sein en France. La part des IHC avec un score 2 + étant estimée entre 10 % et 20 % des analyses, il semble que l’on ait une couverture complète du territoire pour ce test.

1 Rüschoff et al. Virchows Ach 2010 ; 457(3):299-307 2 Penault-Llorca et al. Ann Pathol 2010 ; 30(5):357-73 3 Penault-Llorca et al. Breat 2013 ; 22(2):200-2


Figure 2. Évolution du nombre de recherches d’amplification de HER2 dans le cancer du sein

54166748

77988545 8853

0

5000

10000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux d’amplification et de résultats non interprétables

Le taux de patientes présentant une amplification du gène HER2 est de 18,6 % et a légèrement diminué par rapport à 2011 (21,3 %). La figure 3 présente la répartition des taux d’amplification rapportés par chaque laboratoire. La ligne rouge indique la médiane des observations, soit un taux d’amplification de 18 %. Les limites de la boîte correspondent au premier et au troisième quartile. Ainsi, on observe que la moitié des laboratoires ont rapporté un taux d’amplification compris entre 15 et 25 %. Les limites des moustaches marquent le premier et le dernier décile et les deux points indiquent les valeurs extrêmes. Le pourcentage d’amplifications identifiées varie de 6,1 % (2/33 patientes) à 37,5 % (33/88) entre les laboratoires (Fig. 3). Les plus forts écarts à la moyenne sont observés au sein des plateformes ayant l’activité la plus faible, ce qui met davantage en évidence un biais d’échantillonnage qu’une réelle disparité des résultats.

Figure 3. Répartition des taux d’amplification de HER2 par laboratoire (%)

0 10 20 30 40

Le taux de résultats non interprétables est de 2,8 % [0 % ; 14,2 %] et est principalement dû à une fixation inadaptée des échantillons (Fig. 4). En 2012, 75 % des laboratoires ont rapporté un taux de résultats non interprétables inférieur à 5 %.

Figure 4. Répartition du taux de résultats non interprétables pour l’amplification de HER2 (%)

0 5 10 15


Niveau d’activité par plateforme

La recherche d’amplifications d’HER2 par HIS a été réalisée par 27 plateformes en 2012 pour un nombre médian de 218 patientes (18 ; 1 335) (Tableau 2). Une plateforme n’a pas réalisé ces examens en 2012 en raison d’une réorganisation du laboratoire mais tous les prélèvements ont été envoyés à une autre plateforme pour analyse.

Tableau 2. Activité des plateformes pour la recherche d’amplification de HER2

Amplification HER2

Nombre de plateformes 27

Nombre médian de patientes 218

Nombre minimal de patientes 18

Nombre maximal de patientes 1 335

Origine des prescriptions

La moitié des tests HER2 sont réalisés pour des patientes prises en charge dans les établissements des plateformes (Fig. 5). La répartition des prescriptions pour ce test n’a pas évolué depuis l’année précédente.

Figure 5. Origine des prescriptions pour la recherche d’amplification de HER2 dans le cancer du sein

53,5%

7,1%

21,1%

18,3% Patientes prises en charge dans les établissements de la plateforme

Patientes prises en charge dans les CH hors plateforme

Patientes prises en charge dans les établissements privés

Prescriptions provenant d'une autre plateforme

1.2. Tumeurs digestives

1.2.1. Cancer de l’estomac – amplification de HER2 - prescription de trastuzumab

L’essai clinique de phase III ToGA a comparé l’ajout du trastuzumab au traitement par cisplatine et fluoropyrimidine chez les patients atteints d’un cancer gastrique et présentant une amplification de HER2. L’ajout du trastuzumab a apporté un bénéfice en termes de taux de réponse (47,3 % vs 34,5 %, p = 0,0017) et de durée médiane de survie globale (13,8 mois vs 11,1 mois, p = 0,0046)4. Sur la base de ces données, le trastuzumab a reçu en décembre 2009 une extension de son AMM pour le traitement des patients atteints de cancer gastrique 4 Bang YJ et al. Lancet. 2010 Aug 28 ; 376 (9742):687-97


métastatique et dont la tumeur surexprime HER2. L’amplification de HER2 est mise en évidence par immunohistochimie en première intention. En cas de tumeur présentant un score 2 + en IHC, une recherche complémentaire de l’amplification du gène par FISH (fluorescence in situ hybridization) ou CISH (Chromogenic in situ hybridization) est recommandée pour savoir si le patient est éligible à un traitement par trastuzumab5.


En 2012, 648 patients ont bénéficié d’une recherche d’amplification de HER2 par HIS (Fig. 6). Cette activité est en forte augmentation par rapport à 2011 où 443 patients avaient bénéficié du test. En France, le nombre de cancers de l’estomac passant au stade métastatique est évalué à 4 400 par an. Compte tenu du taux de résultats d’IHC avec un score 2 + (de l’ordre de 10 % à 20 %), il apparaît que ce test est désormais accessible pour la plupart des patients pouvant en bénéficier.

Figure 6. Évolution du nombre de recherches d’amplification de HER2 dans le cancer de l’estomac

65

330

443

648

0

250

500

750

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


La recherche d’amplification de HER2 dans le cancer de l’estomac a été réalisée par 23 plateformes en 2012, soit 5 de plus qu’en 2011 (Tableau 3). Dans 7 plateformes, cet examen a été effectué pour moins de 10 patients tandis que 4 plateformes ont réalisé plus de 50 tests dans l’année. On ne dénombre désormais plus que 3 régions où ce test n’est pas réalisé (Centre, Champagne-Ardenne, Nord-Pas-de-Calais).

Tableau 3. Activité des plateformes pour la recherche d’amplification de HER2

Amplification HER2


Nombre médian de patients 16

Nombre minimal de patients 3

Nombre maximal de patients 145

5 Rüschoff et al. Mod Pathol. 2012 ; 25(5) :637-50


Taux d’amplifications et de résultats non interprétables

Le pourcentage de tumeurs de l’estomac avec amplification de HER2 est de 20,5 % et est un plus faible qu’en 2011 (26,1 %). La variabilité des résultats a diminué en 2012, et la majorité des laboratoires ont rapporté un taux d’amplification proche de la moyenne nationale (Fig. 7). Le taux de résultats non interprétables est de 5,3 %.

Figure 7. Répartition des taux d’amplification de HER2 par laboratoire (%)

0 10 20 30 40 50 60 70


Près des deux tiers des prescriptions proviennent des établissements des plateformes (62,9 %) (Fig. 8). L’activité de recours a augmenté (10,3 % des patients en 2012 contre 3,8 % en 2011), ce qui avec l’augmentation du nombre de plateforme réalisant le test confirme que la couverture du territoire pour ce test s’est améliorée.

Figure 8. Origine des prescriptions pour la recherche d’amplification de HER2 dans le cancer de l’estomac

62,9%

3,5%

23,2%

10,3%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme

Patients pris en charge dans les CH hors plateforme

Patients pris en charge dans les établissements privés


1.2.2. Cancer colorectal – Recherche de mutations de KRAS – prescription du cetuximab et du panitumumab

Alors que le développement des anticorps monoclonaux antirécepteurs à l’EGF (EGFR) a constitué une avancée importante dans la prise en charge des patients atteints de cancer colorectal métastatique, plusieurs études ont montré que seuls les patients dont la tumeur ne présentait pas de mutation du gène KRAS étaient susceptibles de bénéficier de ce traitement. Dans ce contexte, l’Agence européenne du médicament (EMA) a autorisé l’utilisation du cetuximab et du panitumumab uniquement pour les patients dont la tumeur porte la forme


non mutée du gène KRAS. En juillet 2013, l’AMM du panitumumab a été modifiée suite aux résultats d’une étude clinique6 montrant que les patients porteurs d’une mutation sur l’exon 4 de KRAS ou sur les exons 2, 3 et 4 de NRAS présentent également une résistance au traitement. La recherche des mutations de ces gènes doit donc être élargie à ces nouveaux cas.


En 2012, la recherche de mutations de KRAS a été effectuée pour 18 568 patients (Fig. 9). Le nombre de tests réalisé s’est stabilisé depuis 2009. Compte tenu de l’incidence des cancers colorectaux en France (42 000 nouveaux cas en 2012) et de la proportion de patients au stade métastatique pour ce type de tumeurs (entre 40 et 60 %), il apparaît que la plus grande part des patients susceptibles de bénéficier d’un traitement au cetuximab ou au panitumumab a effectivement bénéficié d’une recherche de mutations de KRAS en 2012.

Figure 9. Évolution du nombre de recherches de mutations de KRAS dans les cancers colorectaux

10012

17246 16581 17003 18568

0

5000

10000

15000

20000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux de mutations et de résultats non interprétables

Le taux de mutations identifiées pour le gène KRAS est de 40,1 % et varie entre 30,2 % (79/262 patients) et 57,9 % (11/19) selon les laboratoires (Fig. 10).

Figure 10. Répartition des taux de mutations KRAS par laboratoire (%)

20 30 40 50 60

Le taux de résultats non interprétables est de 3,7 % et varie entre 0 % et 16,4 % selon les laboratoires. Après une nette amélioration entre 2009 et 2011, le taux de résultats non interprétable semble se stabiliser. Les résultats non interprétables sont principalement dus à des problèmes d’amplification de l’ADN (Fig. 11).

6 Douillard et al. NEJM, 2013 ; 369(11) :1023-34


Figure 11. Taux de résultats non interprétables

0,0%

0,5%

1,0%

1,5%

2,0%

2,5%

3,0%

ADN non amplifiable

% de cellules tumorales < seuil de détection du

laboratoire

Bloc épuisé


Le test KRAS a été réalisé par toutes les plateformes, avec une médiane de 561 patients par plateforme [177 ; 3 507] (Tableau 4).

Tableau 4. Activité des plateformes pour la recherche de mutations de KRAS

Mutations KRAS




Nombre maximal de patients 3 507


L’origine des prescriptions n’a pas évolué depuis 2010 : 27,9 % des patients bénéficiant du test KRAS sont pris en charge par les établissements des plateformes, tandis que 27,8 % le sont dans des CH et 41,4 % dans des établissements privés (Fig. 12). Les données issues du PMSI (programme de médicalisation des systèmes d’information) montrent que 18 % des patients atteints d’un cancer colorectal sont pris en charge dans les CHU-CLCC, 25 % dans les CH et 57 % dans des établissements privés. Ces données suggèrent que le recours au test KRAS est un peu plus faible dans les établissements privés. Ce constat doit cependant être relativisé dans la mesure où les données du PMSI recensent l’ensemble des patients pris en charge dans chaque type d’établissement sans distinguer les patients avec une tumeur métastatique pouvant bénéficier d’un test KRAS.


Figure 12. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations KRAS dans les cancers colorectaux

27,9%

27,8%

41,4%





Délai de rendu des résultats

Le délai médian de rendu des résultats par le laboratoire pour le test KRAS est de 9 jours à compter du jour où le prélèvement arrive à la plateforme. Ce délai ne prend pas en compte le temps entre la prescription et l’envoi du prélèvement à la plateforme. Il est très variable puisqu’il varie de 4 à 21 jours selon les laboratoires (Fig. 13).

Figure 13. Répartition des délais de rendu des résultats entre laboratoires (jours)

0 5 10 15 20 25

1.2.3. Cancer colorectal – Recherche de mutations de BRAF (programme de détection prospective des biomarqueurs émergents)

La réalisation du test BRAF s’est généralisée dans les plateformes en 2011 dans le cadre du programme de l’INCa pour la détection prospective des biomarqueurs émergents.


En 2012, 15 321 patients atteints d’un cancer colorectal ont bénéficié d’une recherche de mutation de BRAF. L’évolution de l’activité (Fig. 14) montre une augmentation rapide du nombre de tests BRAF réalisés suite à la mise en place du programme Biomarqueurs Émergents début 2011 tandis que l’activité KRAS est restée globalement stable.

En 2012, le test BRAF dans le cancer colorectal était effectué par toutes les plateformes. La plupart d’entre elles (20/28) réalisent le test BRAF en première intention, en parallèle du test KRAS. Les plateformes présentant les niveaux d’activité les plus faibles ont presque toutes opté pour une stratégie d’analyse séquentielle. Dans ce cas, le test BRAF n’est réalisé que pour les patients n’ayant pas de mutation du gène KRAS, soit environ 60 % d’entre eux. En 2012, 82 % des patients ayant bénéficié d’un test KRAS ont également eu accès au test BRAF, montrant que ce test est désormais réalisé en routine.


Figure 14. Évolution du nombre de tests BRAF réalisés dans les cancers colorectaux

16581 17003 18568

12 500

15321

0

5000

10000

15000

20000

2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts KRAS

BRAF

Taux d’anomalies et de résultats non interprétables

Des mutations de BRAF ont été observées pour 10,2 % des patients. Le taux de mutations observé pour BRAF est relativement homogène entre plateformes et est compris entre 5,8 % et 20,5 %.

Le taux de résultats non interprétables est de 4,8 % pour le test BRAF. Les résultats non interprétables sont majoritairement dus à des problèmes d’amplification de l’ADN.

1.2.4. Tumeurs stromales gastro-intestinales (GIST) - Mutations de KIT et de PDGFRA – prescription de l’imatinib

Les tumeurs stromales gastro-intestinales (GIST pour Gastro-Intestinal Stromal Tumor) sont des tumeurs conjonctives du tube digestif. Elles se développent principalement à partir de l’estomac (60 à 70 %) et de l’intestin grêle (20 à 30 %) et sont le plus souvent associées à une mutation du gène KIT ou du gène PDGFRA. On dénombre environ 650 nouveaux cas de GIST par an en France7.

Les mutations ou courtes délétions du gène KIT, observées dans 50 à 90 % des GIST, sont responsables d’une activation spontanée de KIT. Ces mutations sont le plus souvent situées dans l’exon 11, plus rarement dans l’exon 9 et exceptionnellement dans les exons 13, 17, 14 et 15. La mutation de PDGFRA, plus rare, est généralement observée dans les tumeurs portant un gène KIT normal. La mutation simultanée des deux gènes n’a jamais été trouvée.

Le diagnostic de GIST est d’abord effectué par l’histologie et la détection de l’expression de KIT par IHC. Une recherche de mutation de KIT et de PDGFRA peut être nécessaire à la confirmation diagnostique dans les cas difficiles.

L’imatinib, qui est un inhibiteur de KIT, a révolutionné le pronostic des GIST localement avancés inopérables et/ou métastatiques : 30 % de patients en vie à un an avant l’introduction de l’imatinib et environ 90 % après. La réponse antitumorale à l’imatinib semble être corrélée à la nature et à la présence de ces mutations. Cette réponse est meilleure en cas de mutation de l’exon 11 qu’en cas de mutation de l’exon 9 ou d’absence de mutation. À l’inverse, la mutation D842V de l’exon 18 de PDGFRA est considérée comme conférant une résistance primaire à l’imatinib. Enfin, la présence de mutations de l’exon 9 de KIT est une indication à doubler la dose de l’imatinib. La recherche de ces altérations permet donc aujourd’hui d’optimiser la prise en charge des patients atteints de GIST.

7 Monges et al, Bulletin du Cancer. 2010 ; 97(3) :10016-22


La recherche de mutations de KIT et de PDGFRA est effectuée au diagnostic pour tous les patients qui vont recevoir un traitement : les patients en phase avancée ou les patients avec un risque intermédiaire ou élevé de rechute, en vue d’un traitement adjuvant.


La recherche de mutations de KIT a été effectuée pour 925 patients en 2012 et la recherche de mutations de PDGFRA pour 860 patients (Fig. 15).

Figure 15. Évolution du nombre de recherches de mutations de KIT et de PDGFRA dans les GIST

701831 829

982 944 925

701784 770

891 880 860

0

400

800

1200

2007 2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

KIT

PDGFRA


Le taux de mutations identifiées est de 57,2 % [33 % ; 74 %] pour KIT et de 13,8 % [0 % ; 50 %] pour PDGFRA.

Le taux de résultats non interprétables est de 5,9 % [0 % ; 13 %] pour la recherche de mutations de KIT, soit un niveau comparable à celui de 2011 (6,1 %). Pour la recherche de mutations sur le gène PDGFRA, le taux de résultats non interprétables est de 8,0 % [0 % ; 21 %] et n’a pas évolué.


Dix-huit plateformes réalisent la recherche de mutations de KIT et de PDGFRA (Tableau 5). Depuis 2012, toutes les plateformes réalisant ces tests effectuent à la foi les tests KIT et PDGFRA. Le nombre médian de patients pris en charge par les plateformes est de 18 pour les deux tests. Quatre plateformes ont réalisé moins de 10 recherches de mutations KIT et à l’inverse, 2 plateformes ont une activité supérieure à 100 patients par an : l’AP-HP et la plateforme de Bordeaux (Fig. 16). Ces 3 plateformes réalisent à elles seules la moitié des examens, ce qui témoigne d’une certaine centralisation de la réalisation de ces tests dans quelques plateformes. Dans la majorité des plateformes, les tests KIT et PDGFRA sont réalisés en parallèle pour tous les patients.


Tableau 5. Activité des plateformes pour la recherche de mutations de KIT et de PDGFRA

Mutations KIT Mutation PDGFRA

Nombre de plateformes 18 18

Nombre médian de patients 18 18

Nombre minimal de patients 5 4


Figure 16. Nombre de recherches des mutations de KIT et de PDGFRA dans les GIST

0

50

100

150

200

250

Nom

bre

de

pat

ien

ts

KIT

PDGFRA


L’origine des prescriptions a peu évolué entre 2011 et 2012 : près de la moitié des prescriptions pour ces tests proviennent des établissements des plateformes, tandis que 17 % des demandes sont extrarégionales (Fig. 18). Ceci met en évidence l’existence d’une activité de recours pour l’ensemble des patients du territoire.

Figure 17. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations KIT et de PDGFRA dans les GIST

43,6%

16,3%

22,7%

17,3% Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme





1.2.5. Syndrome de Lynch

Le syndrome de Lynch (aussi appelé syndrome HNPCC pour Hereditary Non Polyposis Colorectal Cancer) se caractérise par l’altération constitutionnelle d’un des gènes MMR (mismatch repair) et prédispose à un risque accru de cancer colorectal et de cancers touchant d’autres organes : l’endomètre, l’intestin grêle et l’urothélium principalement.

Les tumeurs développées dans ce cadre étant quasiment toujours de type MSI (MicroSatellite Instability), la recherche de ce phénotype tumoral est une étape importante dans l’identification des patients candidats à une étude constitutionnelle des gènes MMR. En pratique, il est recommandé de réaliser ce précriblage somatique pour tous les patients atteints d’un cancer du spectre large avant 60 ans et de proposer aux patients ayant un statut MSI une consultation d’oncogénétique pour une recherche de mutation constitutionnelle8. Ainsi, les patients ayant un statut MSI sont orientés vers une consultation d’oncogénétique pour une étude éventuelle des gènes MMR.

Certains cancers sporadiques présentent également une instabilité des microsatellites : celle-ci n’est pas due à une mutation d’un gène MMR, contrairement à ce qui est observé dans les formes constitutionnelles, mais à une méthylation du promoteur du gène MLH1. Cette forme moléculaire de cancer colorectal est fréquemment associée à une mutation du gène BRAF. Il est donc possible de réaliser de façon complémentaire au test MSI, une recherche de méthylation du gène MLH1 et une recherche de mutation de BRAF : les patients MSI avec absence de mutation BRAF et de méthylation du gène MLH1 sont les plus susceptibles de présenter une mutation constitutive des gènes MMR.

1.2.5.1. Instabilité des microsatellites


En 2012, 9 528 patients ont bénéficié d’un test MSI contre 8 393 en 2011, soit une hausse de 13 % (Fig. 18). Le nombre de tests réalisés augmente de façon régulière depuis 2008 mais reste inférieur à l’objectif de 15 000 tests fixé dans le rapport rédigé par Catherine Bonaïti9. Par ailleurs, des financements ont été alloués aux plateformes depuis 2011 pour la réalisation de ce test et devraient permettre de prendre en charge l’augmentation d’activité pour ce test.

8 Olschwang et al. Bull Cancer 2004 ; 91(4) :303-15

9 Rapport sur l’estimation des besoins de la population pour les 10 années à venir en termes d’accès aux consultations et aux tests d’oncogénétique


Figure 18. Évolution du nombre de recherches de MSI dans le syndrome de Lynch

45315299

6174

83939528

0

5000

10000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux d’instabilité des microsatellites et de résultats non interprétables

13,5 % des tumeurs analysées présentent une instabilité des microsatellites [0,0 % ; 29,1 %], soit un total de 1 289 patients (Fig. 19). Ces patients sont potentiellement porteurs d’une mutation constitutionnelle des gènes MMR et doivent être orientés vers une consultation d’oncogénétique après une recherche éventuelle de la méthylation du promoteur de MLH1 ou d’une mutation de BRAF.

Figure 19. Répartition des taux de tumeurs MSI par laboratoire (%)

0 5 10 15 20 25 30 35

Le pourcentage de résultats non interprétables est de 5,3 % [0 % ; 17 %] et est resté stable par rapport à 2011.


Le test MSI a été effectué par l’ensemble des plateformes avec une activité médiane de 250 tests (tableau 6).

Tableau 6. Activité des plateformes pour le test MSI

Test MSI







La proportion de prescriptions hors plateforme est de 60,8 %, contre 51,1 % l’année précédente (Fig. 20 et 21). Le test MSI est principalement réalisé pour des patients atteints d’un cancer du côlon (42 000 nouveaux cas de cancers colorectaux contre 7 275 nouveaux cas de cancers de l’endomètre en 2012). De ce fait, la répartition de l’origine des prescriptions devrait être proche de celle du test KRAS. Si le pourcentage des patients pris en charge dans des établissements privés et dans les CH est plus faible que pour le test KRAS (57.6 % vs 69,2 %), on note une amélioration progressive de l’accès à ce test pour les patients pris en charge dans des établissements hors plateforme.

Figure 20. Origine des prescriptions pour le test MSI dans les syndromes de Lynch en 2012

39,2%

22,0%

35,6%





Figure 21. Origine des prescriptions pour le test MSI dans les syndromes de Lynch en 2011

48,9%

16,8%

30,9%






1.2.5.2. Méthylation du promoteur de MLH1


Parmi les patients présentant une instabilité des microsatellites, 421, soit 33 % d’entre eux, ont bénéficié d’une recherche de méthylation du promoteur de MLH1 (Fig. 22). Le recours à ce test a très fortement augmenté depuis 2010.

Figure 22. Évolution du nombre de recherches de mutations de MLH1

90131 134

325

421

0

250

500

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


Le pourcentage de patients présentant une méthylation du gène MLH1 est de 49,6 % (45,2 % en 2011). Le cancer de ces patients n’est donc pas d’origine héréditaire. Le taux de résultats non interprétables est de 7,8 % et ceux-ci sont majoritairement dus à la mauvaise qualité de la fixation des échantillons. Il était de 10,5 % en 2011.

Les tests moléculaires réalisés par les plateformes hospitalières de génétique moléculaire des cancers et ont conduit à identifier environ 1 080 patients présentant une tumeur de type MSI (sans mutation BRAF, ni méthylation du promoteur MLH1). Ces patients sont potentiellement porteurs d’une mutation constitutionnelle des gènes MMR et une orientation vers une consultation d’oncogénétique doit donc leur être proposée. Parallèlement, les laboratoires d’oncogénétique ont répertorié 514 patients qui avaient bénéficié d’une analyse préalable de phénotypage de leur tumeur. Le décalage entre ces 1 080 patients identifiés par les plateformes et les 514 patients répertoriés par les laboratoires d’oncogénétique démontre que leur orientation vers le dispositif d’oncogénétique reste encore insuffisante.


Onze laboratoires effectuent le test MLH1 avec un nombre médian de 16 patients [2 ; 134] (Tableau 7).

Tableau 7. Activité des plateformes pour la recherche de méthylation de MLH1

Méthylation MLH1







La part des prescriptions provenant d’établissements hors plateforme a augmenté entre 2011 et 2012 (46 % en 2011, 64 % en 2012) et est désormais comparable à celle observée pour le test MSI (61 % de prescriptions externes) (Fig. 23). Cependant, la faible proportion de prescriptions extrarégionales (1,8 %) montre que le recours à ce test n’est pas réalisé sur l’ensemble du territoire et reste concentré dans les régions des 11 plateformes ayant mis en place cette activité (Fig. 23).

Figure 23. Origine des prescriptions pour le test MLH1 dans les syndromes de Lynch en 2012

35,5%

14,0%

48,7%





1.3. Mélanome

1.3.1. Mutations de BRAF La protéine B-RAF est une protéine kinase de la famille RAF qui régule les protéines MAPK et ERK et joue un rôle dans les processus de division et de différenciation cellulaire. Elle est notamment située en aval des voies de signalisation du récepteur à l’EGF. L’essai clinique de phase III (BRIM3) a montré que le vemurafenib, un inhibiteur de BRAF, réduit significativement le risque de décès et la progression de la maladie de personnes atteintes d’un mélanome métastatique et dont la tumeur est porteuse d’une mutation BRAF V60010. Après six mois, 84 % des patients ayant reçu le vemurafenib étaient encore en vie, contre 64 % des patients sous chimiothérapie. Le vemurafenib dispose d’une AMM pour les patients dont la tumeur porte une mutation du codon V600 de BRAF depuis 2012. Le dabrafenib dispose également d’une AMM pour le traitement des mélanomes avec mutation V600 de BRAF depuis le mois d’août 2013.


En 2012, 4 629 patients ont bénéficié d’un test BRAF. Le nombre de tests BRAF réalisés a fortement augmenté depuis 2011 (Fig. 24). L’incidence du mélanome de la peau est estimée en 2012 à 11 176 nouveaux cas par an. Le nombre de nouveaux patients par an atteints d’un mélanome non résécable ou métastatique est estimé à environ 2 300 patients11. Le nombre de patients bénéficiant d’un test est supérieur à celui attendu, suggérant que plusieurs analyses peuvent êtres réalisées pour un même patient.

10 Chapman et al, ASCO Meeting abstracts 2011 :LB4 11 HAS – Avis du 03 octobre 2012 de la commission de transparence du Zelboraf


Figure 24. Évolution du nombre de recherches de mutations de BRAF dans les mélanomes

651

3494

4629

0

2500

5000

2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux d’instabilité des microsatellites et de résultats non interprétables

35,8 % des tumeurs analysées présentent une mutation du codon V600 de BRAF [24,5 % ; 45,6 %], soit un total de 1 656 patients. Parmi elles on compte notamment 32,1 % de mutations V600E et 3,1 % de mutations V600K (Fig. 25).

Figure 25. Taux de mutations du gène BRAF

35,8%32,1%

3,1%0,5%

0,0%

10,0%

20,0%

30,0%

40,0%

1V600X dont V600E V600K autres V600

Le pourcentage de résultats non interprétable est de 4,8 % et est principalement dû à des problèmes d’amplification de l’ADN.


La majorité des tests BRAF effectués en 2012 l’ont été pour des patients pris en charge dans des établissements des plateformes (67,8 %, Fig. 26). On dénombre toutefois 13,7 % de patients issus de centre hospitaliers hors plateformes et 14,5 % de patients pris en charges dans des établissements privés. Les données du PMSI (programme de médicalisation des systèmes d’information) indiquent que 60 % des patients atteints d’un mélanome sont pris en charge dans les CHU-CLCC, 16 % dans les CH et 24 % dans des établissements privés. Ces données suggèrent que le recours au test BRAF est un peu plus faible dans les établissements privés que dans les hôpitaux publics. Il faut toutefois noter que la répartition de l’activité observée dans le PMSI concerne l’ensemble des patients avec un mélanome, et non les seuls patients avec une tumeur métastatique justifiant un test BRAF.


Figure 26. Origine des prescriptions pour le test BRAF dans les mélanomes

67,8%

13,7%

14,5%4,0%

Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme





Le délai médian de rendu des résultats par le laboratoire pour le test BRAF est de 9 jours à compter du jour où le prélèvement arrive à la plateforme. Ce délai ne prend pas en compte le temps entre la prescription et l’envoi du prélèvement à la plateforme. Il est très variable puisqu’il est compris entre 5 et 21 jours selon les laboratoires (Fig. 27).


0 5 10 15 20 25

1.3.2. Mutations de KIT – programme de détection prospective des biomarqueurs émergents

La protéine KIT, ou CD117, est un récepteur à activité tyrosine kinase dont l’activation stimule la prolifération, la migration et la différenciation cellulaire. Plusieurs études tendent à indiquer qu’une mutation activatrice de KIT prédit la réponse clinique à des bloqueurs de l’activité kinase de la protéine KIT. Ainsi, des essais cliniques de phase II et III sont en cours pour évaluer l’intérêt thérapeutique de l’utilisation d’inhibiteurs de KIT (Nilotinib, Imatinib, Sunitinib) pour le traitement de mélanomes métastatiques12.


En 2012, 2 716 patients ont bénéficié d’une recherche de mutation de KIT (Fig. 28). Le nombre de tests KIT a fortement augmenté depuis 2010 avec la mise en place du programme pour la détection des biomarqueurs émergents. L’activité pour ce test est plus faible que pour la recherche de mutations de BRAF mais il faut noter que quelques laboratoires ne réalisent le test KIT que pour les patients avec un mélanome acral ou mucosal. En 2012, toutes les plateformes ont effectué la recherche des mutations de KIT.

12 NCT01099514, NCT01782508, NCT01280565


Figure 28. Évolution du nombre de recherches de mutations de KIT dans les mélanomes

256

1936

2716

0

1000

2000

3000

2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux de mutations et résultats non interprétables la recherche de mutations de BRAF

Le taux de mutations observées dans le gène KIT est de 3,9 %. La mutation la plus fréquente est la L576P, située sur l’exon 11 du gène, et est trouvée chez 0,8 % des patients.

Le taux de résultats non interprétables est de 10,3 %. Il est principalement dû à des problèmes d’amplification de l’ADN.

1.4. Cancer du poumon

1.4.1. Mutation d’EGFR – prescription de l’erlotinib de gefitinib ou d’afatinib

Les cancers du poumon non à petites cellules sont de mauvais pronostic (20 % de survie à 5 ans) et représentent aujourd’hui la première cause de mortalité par cancer chez l’homme.

Les données de la littérature font clairement un lien entre l’existence d’une altération du gène EGFR et l’efficacité des traitements ciblés anti-EGFR (gefitinib, erlotinib)13. Selon les résultats d’une étude publiée en juin 2010, le gefitinib a un meilleur taux de réponse par rapport au traitement par chimiothérapie seule dans le cancer du poumon non à petites cellules avec mutation de l’EGFR (73,7 % versus 30,7 %, p < 0,001)14 et multiplie également par deux la survie médiane sans progression (10,8 mois versus 5,4 mois ; p < 0,001). En avril 2009, l’EMA a donné une autorisation de mise sur le marché pour le gefitinib réservée aux patients atteints d’une forme avancée ou métastatique et dont la tumeur porte une mutation activatrice de l’EGFR. Depuis 2011, l’erlotinib bénéficie également d’une AMM européenne pour le traitement en monothérapie des patients porteurs d’une mutation activatrice de l’EGFR. En juillet 2013, l’afatinib a également reçu un avis favorable de l’EMA pour le traitement des patients avec une mutation activatrice d’EGFR.

Les mutations sont retrouvées dans les exons 18 à 21, codant pour le domaine kinase du récepteur : les plus fréquentes sont des délétions au sein de l’exon 19 et une mutation ponctuelle au sein de l’exon 21 (L858R). Ces mutations sont plus fréquemment retrouvées chez les patients atteints d’un adénocarcinome, chez les femmes, chez les personnes d’origine asiatique et chez les non-fumeurs. Cependant, la fréquence des mutations n’est jamais suffisamment élevée pour que les facteurs cliniques puissent prédire à eux seuls la présence d’une mutation activatrice de l’EGFR et se substituer à la détermination du statut EGFR. Aussi, l’INCa recommande de réaliser le test EGFR pour tout patient ayant un

13 INCa – mars 2010 « Mutations de l’EGFR dans le cancer du poumon : mise en évidence d’une cible moléculaire

permettant un accès spécifique aux thérapies ciblées », INCa 14 Maemondo M et al. N Engl J Med 2010 ; 362:2380-8


carcinome du poumon non à petites cellules non épidermoïde et présentant une tumeur localement avancée ou métastatique15.


La recherche de mutations activatrices de l’EGFR s’est stabilisée en 2012 avec 22 359 patients (Fig. 29).

Figure 29. Évolution du nombre de recherches de mutations de l’EGFR dans le cancer du poumon

1269 2667

16834

2075022359

0

5000

10000

15000

20000

25000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


Toutes les plateformes ont réalisé le test EGFR en 2012, avec un nombre médian de 633 patients [236 ; 3 543] (Tableau 8).

Tableau 8. Activité des plateformes pour la recherche de mutations d’EGFR

Mutations EGFR






Le taux de mutations identifiées est de 10,0 %, identique à celui de 2011. La variabilité des taux de mutations rapportés par les laboratoires tend à diminuer et est désormais comprise entre 4,8 % (14/291 patients) et 21,2 % (14/66) (Fig. 30).

15 Cancer du poumon, Bilan initial, collection Recommandations et référentiels, ouvrage collectif édité par l’inca, Boulogne Billancourt, juin 2011


Figure 30. Répartition des taux de mutations EGFR (%)

0 5 10 15 20 25

L’analyse des résultats non interprétables ou non contributifs montre que (Fig. 31) :

Pour 3,1 % des patients, le résultat n’a pas pu être obtenu en raison d’une absence d’amplification de l’ADN ;

dans 0,9 % des cas, il ne restait plus assez de matériel pour faire le test ;

dans 4,6 % des cas, le pourcentage de cellules tumorales dans le prélèvement est inférieur au seuil de détection du test utilisé par le laboratoire. Dans ce cas, il est possible de mettre en évidence une mutation du gène EGFR mais le risque de faux négatif est très élevé si une mutation n’est pas mise en évidence et le résultat est alors non contributif. Ce pourcentage est très variable d’un laboratoire à l’autre en fonction des techniques utilisées [0 % ; 16 %].

Dans l’ensemble, le taux de résultats non contributifs était de 8,6 % en 2012, soit un peu moins qu’en 2011 (10,4 %)

Figure 31. Taux de résultats non contributifs

3,1%

0,9%

4,6%

0,0%

1,0%

2,0%

3,0%

4,0%

5,0%

ADN non amplifiable

Bloc épuisé % de cellules tumorales < au

seuil de détection du laboratoire


En 2012, 62 % des prescriptions provenaient d’établissements extérieurs aux plateformes (Fig. 32). Cette proportion n’a pas évolué depuis 2010 et montre que tous les patients concernés peuvent avoir accès au test, quel que soit leur lieu de prise en charge. Les données du PMSI (programme de médicalisation des systèmes d’information) indiquent que 33 % des patients atteints d’un cancer du poumon sont pris en charge dans les CHU-CLCC, 36 % dans les CH et 32 % dans des établissements privés. Ces données sont très proches de la répartition des prescriptions de tests EGFR et confirment que ce test est accessible pour tous les patients, quel que soit leur lieu de prise en charge.


Figure 32. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations EGFR dans le cancer du poumon

38,0%

30,0%

30,9%






Le délai médian de rendu des résultats est de 8 jours pour le test EGFR. Ce délai est très variable d’un laboratoire à l’autre et est compris entre 3 et 21 jours (Fig. 33). Il faut noter que ce délai correspond à la durée nécessaire à la réalisation des examens au sein du laboratoire, et qu’il ne prend pas en compte le temps nécessaire à la réception des prélèvements et au rendu des résultats au patient. Le délai renseigné ici ne reflète donc pas nécessairement le temps d’attente réel pour le patient et le clinicien.


0 5 10 15 20 25

1.4.2. Recherche de translocations d’ALK

Dans le cancer du poumon, un remaniement du gène ALK est observé dans 3 à 5 % des tumeurs. L’altération la plus fréquente est une inversion du bras court du chromosome 2 aboutissant à la formation du gène de fusion EML4-ALK, mais d’autres translocations sont possibles. Le plus souvent, les remaniements d’ALK aboutissent à une activation constitutive de la protéine et des voies de signalisation en aval contrôlant la prolifération et la survie cellulaire16. Lors d’un essai clinique de phase I, le crizotinib, un inhibiteur d’ALK, a démontré son efficacité pour le traitement en seconde ligne des patients dont la tumeur porte une translocation d’ALK. Parmi la population de patients portant une translocation d’ALK, la survie à 1 an est de 70 % pour les patients sous crizotinib contre 44 % pour le groupe contrôle17. Suite à ces résultats, le crizotinib a obtenu une AMM en 2012 pour le traitement des patients atteint d’un cancer du poumon non à petites cellules avec réarrangement d’ALK et pour lesquels il n’existe pas d’alternative thérapeutique appropriée. Par ailleurs, des

16 Mossé et al. Clin Cancer Res, 2009 ; 15(18):5609-14 17 Shaw et al. Lancet Oncol, 2011 ; 12 :1004-12


données préliminaires suggèrent une possible efficacité du crizotinib sur les tumeurs portant une altération moléculaire des gènes MET ou ROS1.


La recherche de translocation du gène ALK a été mise en place en 2011 dans les plateformes dans le cadre du programme pour la détection des biomarqueurs émergents. L’implémentation de ce test a été plus longue que pour les autres marqueurs du programme, en raison notamment de la nécessité actuelle de réaliser ces analyses en FISH, une technique longue et difficile à mettre en place à grande échelle.

Des techniques de précriblage en IHC ont contribué à la montée en charge pour ce test. Ainsi, à la fin de l’année 2012, 22 des laboratoires réalisant ces tests ont adopté une stratégie séquentielle avec un précriblage des patients en IHC avec confirmation des cas positifs ou douteux en IHC par FISH. À l’inverse, 10 laboratoires réalisent toutes les analyses par FISH et 8 utilisent les deux techniques en parallèle pour tous les patients.

Sur l’ensemble de l’année 2012, 13 801 patients ont ainsi bénéficié d’une recherche de translocation d’ALK (Fig. 34). La même année, 22 000 patients avec un cancer du poumon ont bénéficié d’une recherche de mutation d’EGFR. Certains laboratoires effectuent la recherche de translocation d’ALK uniquement chez les patients pour lesquels il n’a pas été mis en évidence de mutation d’EGFR ou de KRAS. Ainsi, si le recours à ce test n’était pas encore généralisé en 2012, il s’est nettement amélioré.

Figure 34. Évolution du nombre de recherches de translocations d’ALK dans le cancer du poumon

902

4543

13801

0

5000

10000

15000

2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux de translocations et de résultats non interprétables

Le pourcentage global de patients avec une translocation d’ALK était de 3,9 % en 2012.

Le taux de résultats non interprétables était de 14,6 % pour les analyses par FISH et est principalement dû à une absence d’hybridation de la sonde. À l’inverse le taux de résultats non interprétables rapporté pour les analyses par IHC n’est que de 1,5 %.



47 % des recherches de translocations d’ALK ont été réalisées pour des patients pris en charge hors des plateformes (Fig. 35). Bien que ce taux soit élevé, il reste inférieur à celui observé pour les tests EGFR (62 % des patients) alors que ce test s’adresse à la même population. Ces données indiquent que l’accès à ce test ne couvre pas encore tous les besoins, bien que la situation s’améliore progressivement.

Figure 35. Origine des prescriptions pour la recherche de translocations d’ALK

dans le cancer du poumon

53%

18%

24%

6%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme




1.4.3. Recherche de mutations des gènes EGFR, KRAS, BRAF, PI3KCA, HER2 – programme de détection prospective des biomarqueurs émergents

Le programme de détection prospective des biomarqueurs émergents a pour objectif, chez tous les patients atteints d’un cancer du poumon chez lesquels la mutation de l’EGFR doit être cherchée chaque année, de rechercher aussi les mutations des gènes KRAS, BRAF, PI3KCA et HER2.


L’activité pour la recherche de mutations activatrices d’EGFR des laboratoires constitue une base de comparaison pour les autres tests. La figure 36 récapitule l’activité globale réalisée en 2011 et 2012.

Figure 36. Évolution de l’activité pour l’étude des biomarqueurs émergents entre 2011 et 2012

20750

13720

17153

10017

5329

7731

22359

16430

21102

16442

1378714537

0

5000

10000

15000

20000

25000

EGFR act EGFR res KRAS BRAF PI3KCA HER2

2011

2012


En 2012, la recherche de mutations de résistance aux ITK-EGFR est devenue quasi systématique tandis que la recherche de mutations de KRAS et BRAF est très développée. L’activité pour les tests HER2 et PI3KCA s’est développée plus lentement, mais sur l’ensemble de l’année 2012 ces tests ont été réalisés pour environ 60 % des patients.

Sachant que les mutations des différents gènes sont le plus souvent décrites comme étant mutuellement exclusives, plusieurs plateformes ont opté pour une stratégie d’analyse séquentielle. Dans ce cas, seuls les patients ne présentant pas de mutations d’EGFR bénéficient d’un test KRAS. De même, les tests BRAF et HER2 peuvent être réalisés pour les patients dont la tumeur est EGFR et KRAS sauvage. Si la stratégie d’analyse séquentielle permet de réduire le nombre de tests à effectuer, elle présente néanmoins le défaut d’augmenter les délais de rendu des résultats aux patients pour les derniers tests réalisés.

Pourcentage d’anomalies moléculaires identifiées et de résultats non interprétables

Les taux d’anomalies pour chaque gène sont présentés dans le tableau 9.

Tableau 9. Taux de mutations identifiées pour chaque test en 2012

Taux d’anomalies

Mutation activatrice d’EGFR 10,0 %

Mutation de résistance d’EGFR 1,2 %

Mutation de KRAS 26,7 %

Mutation de BRAF 1,8 %

Mutation de HER2 1,0 %

Mutation de PI3KCA 2,4 %

Les causes de non-interprétabilité des résultats se répartissent de façon similaire pour les recherches de mutations (Fig. 37). On remarque toutefois que le pourcentage de patients pour qui des analyses n’ont pas pu être réalisées est plus élevé pour les tests réalisés en dernier, principalement à cause d’un manque de matériel tumoral.

Figure 37. Taux de résultats non interprétables et non contributifs dans le cancer du poumon

0,0%

2,0%

4,0%

6,0%

8,0%

10,0%

12,0%

14,0%

EGFR act EGFR res KRAS BRAF PI3KCA HER2

% de cellules tumorales inférieur au seuil de sensibilité du laboratoireBloc épuisé

ADN non amplifiable


1.5. Sarcomes

Les sarcomes sont des tumeurs rares et variées, avec une cinquantaine de types et de sous-types histologiques dans la dernière version de classification de l’OMS de 2002. Ceci rend leur diagnostic difficile. Celui-ci est posé sur des critères morphologiques et des études complémentaires en immunohistochimie.

Les anomalies génétiques spécifiques des sarcomes sont maintenant bien définies : ce sont principalement des translocations spécifiques et l’amplification de MDM2/CDK4 dans le cas des liposarcomes. Une anomalie spécifique a été décrite pour plusieurs types de sarcomes parmi lesquels on trouve le sarcome d’Ewing, le synovialosarcome, le rhabdomyosarcome alvéolaire, le sarcome à cellules claires, le liposarcome myxoïde et à cellules rondes, le chondrosarcome myxoïde extrasquelettique, la tumeur desmoplastique à cellules rondes, le sarcome alvéolaire des parties molles et le dermatofibrosarcome de Darier-Ferrand. La recherche de translocations spécifiques permet ainsi de classer certains sarcomes en complément du diagnostic histologique et des études en immunohistochimie.

1.5.1. Recherche de translocations diverses


Une recherche de translocation a été effectuée pour 2 632 patients en 2012 contre 2 309 en 2011, soit une augmentation de 14 % (Fig. 38). Le nombre d’examens réalisés augmente régulièrement depuis 2008. À titre de comparaison, en 2012, 2 682 diagnostics de sarcome des tissus mous par le réseau national expert anatomopathologique (RRePS) dédié aux sarcomes des tissus mous et des viscères18.

Figure 38. Évolution du nombre de recherches de translocations

13601725

20692309

2632

0

1000

2000

3000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


La recherche de translocations spécifiques a été réalisée dans 16 plateformes pour un nombre médian de 50 patients (Tableau 15). Les plateformes de Bordeaux, Curie et Nice et Lyon réalisent à elles seules 84 % de l’activité (Fig. 39).

18 Organisation de la prise en charge des patients adultes atteints de cancers rares. Bilan de l’activité en 2012K Collection Bilans d’activité & Evaluations, INCa, 2013.


Tableau 10. Activité des plateformes pour la recherche de translocations diverses

Translocations diverses





Figure 39. Évolution du nombre de recherches de translocations dans les sarcomes

0

400

800

Nom

bre

de

pat

ien

ts

2011

2012


60 % des prescriptions proviennent d’autres plateformes, mettant ainsi en évidence une activité de recours très importante pour ce test réalisé par un petit nombre de plateformes (Fig. 40).

Figure 40. Origine des prescriptions pour la recherche de translocations dans les sarcomes

29,8%

3,8%

6,1%






1.5.2. Recherche de l’amplification MDM2/CDK4 :


Le nombre de tests réalisés augmente régulièrement depuis 2008. Ainsi, en 2012, 2 092 patients ont bénéficié d’une recherche d’amplification de MDM2/CDK4 (Fig. 41).

Figure 41. Évolution du nombre de recherches de l’amplification MDM2/CDK4

390

879

1465

18532092

0

500

1000

1500

2000

2500

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux d’amplifications et de résultats non interprétables

L’amplification MDM2/CDK4 a été retrouvée dans 35,5 % des tumeurs testées. Le nombre de patients avec une amplification de MDM2/CDK4 est conforme aux estimations de l’incidence de cette pathologie. On estime en effet que les liposarcomes représentent 10 à 15 % des sarcomes des tissus mous et des viscères de l’adulte, soit environ 600 nouveaux cas par an en France.

Le pourcentage de résultats non interprétables est de 8,1 % et est compris entre 0 % (0/324) et 28,6 % (6/21) selon les laboratoires.


La recherche d’amplification de MDM2/CDK4 a été réalisée par 21 plateformes en 2012, soit trois de plus qu’en 2011. Le nombre médian de patients testés est de 46 par plateformes (Tableau 11). Les plateformes de Bordeaux, Lyon, Nice et Tours réalisent les deux tiers de l’activité nationale (Fig. 42).

Tableau 11. Activité des plateformes pour la recherche d’amplification de MDM2/CDK4

Amplification MDM2/CDK4






Figure 42. Évolution du nombre de recherches d’amplifications de MDM2/CDK4 dans les sarcomes par plateforme

0

200

400

600

Nom

bre

de

pat

ien

ts

2011

2012


Le test MDM2/CDK4 est effectué pour 28,5 % sur des prélèvements provenant d’autres plateformes, mettant ainsi en évidence une forte activité de recours (Fig. 43).

Figure 43. Origine des prescriptions pour la recherche de l’amplification MDM2/CDK4 dans les sarcomes

56,1%

3,2%

12,1%






1.6. Tumeurs cérébrales

1.6.1. Amplification de MYCN dans les neuroblastomes

Le neuroblastome est une tumeur maligne des cellules de la crête neurale donnant naissance au système nerveux sympathique qui s’observe chez l’enfant. Il représente environ 10 % des tumeurs solides de l’enfant de moins de 15 ans. Dans 90 % des cas, le neuroblastome est diagnostiqué avant l’âge de 5 ans.

Le pronostic varie en fonction de l’âge de l’enfant, de l’extension au bilan initial et des marqueurs biologiques, dont le statut de MYCN et des anomalies chromosomiques spécifiques. En particulier, l’amplification de MYCN est un facteur de mauvais pronostic et les patients pour qui une amplification de MYCN est avérée font l’objet d’une intensification thérapeutique.


En 2012, la recherche d’amplifications de MYCN a été effectuée pour 330 patients (Fig. 44). L’activité pour ce test reste stable depuis 2010. On compte environ 250 nouveaux cas de tumeurs cérébrales par an en France, dont environ 150 neuroblastomes.

Figure 44. Évolution du nombre de recherches d’amplifications de MYCN dans les neuroblastomes

257209

303338 333

0

200

400

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux d’amplification et de résultats non interprétables

Une amplification du gène MYCN a été identifiée pour 19,9 % des patients et le taux de résultats non interprétables était de 2,9 %.


Cet examen a été effectué par 7 plateformes pour une activité médiane de 14 patients (Tableau 12). L’Institut Gustave Roussy (IGR), l’Institut Curie et la plateforme de Lyon totalisent 90 % de l’activité nationale.


Tableau 12. Activité des plateformes pour la recherche d’amplification de MYCN

Amplification MYCN





1.6.2. Codélétion de 1p/19q et mutation d’IDH 1 et 2 dans les gliomes

Les tumeurs cérébrales primitives sont représentées majoritairement par les gliomes. La classification actuellement la plus utilisée est celle de l’OMS, qui classe les gliomes selon leur cellule originelle probable. On peut ainsi distinguer les astrocytomes, les oligodendrogliomes et les épendymomes. Parmi eux, les glioblastomes correspondent au grade IV de la classification établie par l’OMS et présentent une forte malignité. La classification purement morphologique et la gradation des gliomes sont difficiles à établir. L’hétérogénéité de ces tumeurs pose toujours un problème dans la prise en charge et le pronostic des patients.

La codélétion 1p/19q constitue un argument fort en faveur d’un diagnostic histologique d’oligodendrogliome, ainsi qu’un facteur pronostique favorable. Par ailleurs, la mutation des gènes IDH1 et IDH2 est très fortement corrélée à la codélétion 1p/19q et constitue également un facteur pronostique favorable. De plus, les tumeurs ayant une mutation sur l’un de ces deux gènes sont associées à une chimiosensibilité accrue19,20. L’activité pour la recherche de mutations d’IDH 1 et 2 n’était pas recensée avant 2010.


La codélétion 1p/19q a été recherchée pour 950 patients en 2012 (Fig. 45) et est stable depuis 2009. La recherche de mutations des gènes IDH 1 et 2 a été effectuée pour 908 patients, soit une augmentation d’activité de 55 % depuis 2011.

Figure 45. Évolution du nombre de recherches de la codélétion 1p/19q et de mutations d’IDH 1 et 2

1144945

1050 989 936

230

587 908

0

500

1000

1500

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

LOH 1p19q

IDH 1 et 2

19 Houillier C et al. Neurology. 2010 Oct ; 75(17) :1560-6 20 Erdem-Eraslan et al. J Clin Oncol, 2013 ; 31(3) :328-36



Le taux de codélétions 1p/19q est de 37,6 %. Une mutation a été retrouvée sur les gènes IDH 1 ou 2 chez 31,8 % des patients testés [0 % ; 78,9 %].

Le pourcentage de résultats non interprétables est de 3,2 % pour l’étude de la codélétion 1p/19q et de 2,0 % pour la recherche de mutations. La principale raison évoquée est la dégradation de l’ADN dans les prélèvements.


La recherche de la codélétion de 1p/19q a été réalisée par 20 plateformes, pour un nombre médian de 33 patients (Tableau 13). Le nombre de plateformes réalisant le test IDH a fortement augmenté, passant de 9 à 15 entre 2011 et 2012. Le nombre médian de patients testés est de 55.

Tableau 13. Activité des plateformes pour la recherche la codélétion 1p/19q et de mutations d’IDH 1 et 2

Codélétion 1p/19q Mutations d’IDH1 et IDH2






La recherche de la codélétion 1p/19q a été réalisée à 92,3 % pour des prescriptions provenant des établissements des plateformes (Fig. 46). Il n’y a donc pas d’activité de recours pour les quatre régions où le test n’est pas réalisé (Centre, Champagne-Ardenne, Franche-Comté, Picardie). L’origine des prescriptions est similaire pour les tests IDH. Figure 46. Origine des prescriptions pour la recherche de la codélétion 1p/19q pour les gliomes

92,3%5,9%1,2% 0,6%






1.6.3. Méthylation de MGMT dans les glioblastomes

Le gène MGMT code pour la protéine de réparation MGMT dont la fonction est de réparer les erreurs de réplication de l’ADN. La présence de la protéine MGMT dans les cellules normales permet de les protéger vis-à-vis des carcinogènes exogènes.

Parmi les tumeurs du système nerveux central, on dénombre environ 2 400 cas de glioblastomes par an. Le traitement des patients atteints de cette pathologie repose sur la radiothérapie avec un traitement concomitant, puis adjuvant de témozolomide. La méthylation du gène MGMT est un facteur de chimiosensibilité au témozolomide (agent alkylant) des glioblastomes21 (meilleure chimiosensibilité des tumeurs avec méthylation du promoteur du gène MGMT) : la médiane de survie globale des patients avec métylation est de 23,4 mois, avec 13,8 % de survivants à cinq ans contre 12,6 mois et 8,3 % de survie pour les non méthylés22. Depuis, d’autres études ont confirmé ce résultat et la méthylation du promoteur de MGMT peut être considérée comme un facteur prédictif important de réponse au traitement standard des glioblastomes nouvellement diagnostiqués. Il n’existe toutefois pas de traitement alternatif pour les patients dont la tumeur n’est pas méthylée.


En 2012, 1 078 patients ont bénéficié d’une recherche de méthylation de MGMT, contre 970 en 2011 (Fig. 47). On observe une augmentation régulière de l’activité pour ce test depuis 2008.

Figure 47. Évolution du nombre de prescriptions pour la recherche de méthylation de MGMT

303

472632

9701078

0

400

800

1200

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Taux de méthylation et de résultats non interprétables

En 2012, 45,9 % des tumeurs étudiées présentaient une méthylation du gène MGMT [35,7 % ; 58 %]. Le pourcentage de patients avec un résultat non interprétable est de 2,5 % [0 % ; 10,7 %].


Cet examen est réalisé par 13 plateformes, soit deux de plus qu’en 2011. L’activité médiane pour ce test est de 57 patients par plateforme [2 ; 308] (Tableau 19).

21 Hegi ME et al. J Clin Oncol 2008 ; 26: 4189–99. 22 Stupp R et al. Lancet Oncol 2009 ; 10 :459-66


Tableau 14. Activité des plateformes pour la recherche de la méthylation de MGMT

Méthylation MGMT






La plus grande partie de l’activité est réalisée par les établissements des plateformes (Fig. 48). L’activité de recours est presque inexistante, montrant que la couverture nationale de ce test est encore très incomplète. En effet, on dénombre 9 régions françaises où ce test n’est pas effectué.

Figure 48. Origine des prescriptions pour la recherche de méthylation de MGMT

88,2%5,4%6,0% 0,5%






2. HÉMOPATHIES

2.1. Leucémie myéloïde chronique (LMC)

2.1.1. Détection du transcrit de fusion BCR-ABL – prescription d’imatinib, de dasatinib, de nilotinib, de bosutinib ou de ponatinib

La leucémie myéloïde chronique (LMC) est une maladie de la cellule-souche hématopoïétique responsable d’une prolifération de la lignée myéloïde. Elle est caractérisée, dans 95 % des cas, par la translocation t(9;22)(q34;q11) avec apparition d’un gène de fusion BCR-ABL sur le chromosome Philadelphie. La translocation de BCR-ABL est retrouvée également chez certains patients atteints de leucémie aiguë lymphoblastique (LAL).

L’imatinib est un inhibiteur de tyrosine kinase (ITK) ciblant directement la protéine de fusion BCR-ABL qui a révolutionné la prise en charge de la LMC depuis le début des années 2000. Il constitue le traitement standard des patients porteurs d’une translocation BCR-ABL. Il a pu être montré que la survie globale sous imatinib était de 88 % après 6 ans23. Depuis décembre 2010, le dasatinib et le nilotinib disposent également d’une AMM pour le traitement en première ligne des patients porteurs d’une translocation BCR-ABL et le bosutinib a obtenu une AMM en 2013 pour les patients ayant déjà été traités par une de ces 3 molécules.

Pour la LMC, la mise en évidence du transcrit BCR-ABL est nécessaire au diagnostic. Elle permet ensuite d’estimer la réponse au traitement par des ITK en suivant la maladie résiduelle. Pour la LAL, la présence de BCR-ABL est un facteur pronostic et va orienter le traitement vers un protocole à base d’ITK, puis va également permettre le suivi de la maladie résiduelle. Ainsi, l’absence de diminution ou une augmentation du taux de transcrits met en évidence précocement une résistance au traitement, permettant ainsi d’adapter celui-ci le plus rapidement possible. La quantification de BCR-ABL doit donc être effectuée à intervalles réguliers pendant toute la durée du traitement.

Des mutations ponctuelles ont été décrites dans le domaine tyrosine kinase de la protéine ABL, induisant une résistance aux ITK. En cas de résistance primaire ou secondaire au traitement, la détection précoce de ces mutations permet d’adapter le dosage ou de proposer un traitement par un autre inhibiteur de tyrosine kinase. Le type de mutation trouvé peut orienter le choix du traitement de seconde ligne, afin de prescrire une molécule efficace contre la forme mutée de BCR-ABL du patient24. À ce titre, le ponatinib a obtenu en 2013 une AMM pour le traitement des patients qui présentent la mutation T315I du gène ABL ou qui montrent une résistance ou une intolérance au dasatinib et au nilotinib.

2.1.1.1. Détection du transcrit de fusion BCR-ABL


En 2012, 6 677 tests pour la détection de BCR-ABL ont été effectués L’expression du transcrit BCR-ABL déterminant à elle seule la prescription d’un ITK, sa recherche est effectuée très tôt dans le processus diagnostique de suspicion d’une LAL ou d’une LMC. Le nombre d’examens réalisés est relativement stable depuis 2008 (Fig. 49).

23 Hochhaus et al, Leukemia 2009 ; 23(6) : 1054-61 24 Preudhomme et al, NEJM 2010 ; 363(26) :2511-21


Figure 49. Évolution du nombre de recherches de translocations de BCR-ABL dans les leucémies

6171 6235 6569 6497 6677

0

4000

8000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

test

s

Taux de positivité du test et de résultats non interprétables

Un transcrit de BCR-ABL a été détecté chez 19,7 % des patients et varie entre 8,4 % (27/320 patients) et 25,3 % (53/146) selon les laboratoires (Fig. 50). Ces données suggèrent que le nombre de patients avec translocation de BCR-ABL est d’environ 1 300. Ce sont majoritairement des patients atteints de LMC, ce qui conduit à un chiffre supérieur à celui de l’incidence25 (environ 800 nouveaux cas de LMC par an en France). Cela peut s’expliquer en partie par le fait que certains patients identifiés avec une translocation BCR-ABL et qui entrent dans un essai clinique font l’objet d’une analyse de confirmation par un laboratoire centralisé.

Figure 50. Répartition des taux de translocation BCR-ABL par laboratoire (%)

0 10 20 30 40

Le pourcentage de résultats non interprétables est de 0,6 % [0 % ; 1,6]. La principale raison évoquée est la dégradation de l’ARN dans les échantillons.


La recherche de translocation de BCR-ABL a été réalisée par 28 plateformes pour un nombre médian de 152 patients [36 ; 1 560] (Tableau 15).

Tableau 15. Activité des plateformes pour la détection de BCR-ABL

Détection de

BCR-ABL





25 Estimation nationale de l’incidence des cancers en France entre 1980 et 2012. Partie 2 – Hémopathies malignes



70 % des prescriptions proviennent des établissements des plateformes et 23 % de CH. Cette proportion a peu évolué depuis l’année précédente (Fig. 51).

Figure 51. Origine des prescriptions pour la recherche de translocation BCR-ABL dans les leucémies

69,7%

23,4%

4,4%2,4%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme




2.1.1.2. Quantification de BCR-ABL


En 2012, 30 164 examens ont été effectués pour un total de 14 006 patients. Comme la plupart des patients restent sous traitement par ITK pendant de nombreuses années et font l’objet d’un suivi régulier tout au long de leur vie, le nombre de prescriptions de cet examen augmente régulièrement depuis 2007.

En 2010, le nombre moyen de tests réalisé était de 2,2 tests par patient et par an (Fig. 52). En pratique, plusieurs quantifications sont généralement réalisées la première année de traitement, puis celles-ci sont plus espacées les années suivantes. Ainsi, le nombre moyen de tests par patient et par an a diminué entre 2007 et 2010, passant de 3 à 2,1 tests par patient, parallèlement à l’augmentation de la proportion de patients sous traitement depuis plusieurs années. Ce rapport s’est stabilisé depuis 2010 entre 2,1 et 2,2 tests par patient. Ceci est cohérent avec la recommandation qui préconise 1 test tous les 6 mois pour les patients en réponse moléculaire majeure ou complète (taux de transcrit < 0,01 %).


Figure 52. Évolution du nombre de quantifications de BCR-ABL dans les leucémies

19717 20751 22128 23849

28607 30164

6700 7410 819611014

13757 14006

0

8000

16000

24000

32000

2007 2008 2009 2010 2011 2012

Nombre d'examens

Nombre de patients


Cet examen a été réalisé par toutes les plateformes pour une activité médiane de 234 patients [127 ; 3 294] (Tableau 16).

Tableau 16. Activité des plateformes pour la quantification de BCR-ABL

Quantification de

BCR-ABL






La quantification de BCR-ABL est réalisée à 28 % pour des patients pris en charge dans des établissements extérieurs aux plateformes (Fig. 53). L’origine des prescriptions de tests BCR-ABL n’a pas évolué par rapport à 2011.

Figure 53. Origine des prescriptions pour la quantification de BCR-ABL dans les leucémies

72,1%

17,2%

3,8%6,9%






2.1.1.3. Recherche de mutations d’ABL


Une recherche de mutation d’ABL a été réalisée pour 836 patients en 2012 (Fig. 54). Cette activité est relativement stable depuis 2008.

Figure 54. Évolution du nombre de recherches de mutations d’ABL dans les leucémies

856 888 950 861 836

0

500

1000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


Le taux de mutations identifiées est de 24,7 %, soit un niveau comparable à celui de 2011 (23,4 %). Le pourcentage de patients avec un résultat non interprétable est de 3,4 % et varie entre 0 % (0/70) et 14,7 % (5/34). Il était de 5,4 % en 2011. Les principales raisons évoquées sont la qualité et la quantité d’ARN dans les échantillons.


Cet examen a été réalisé par 16 plateformes avec un nombre médian de 37 patients par plateforme [3 ; 291] (Tableau 17). Le nombre de laboratoires réalisant ce test reste relativement faible, mettant en évidence la concentration de cette activité dans quelques plateformes, notamment à l’AP-HP qui réalise à elle seule 35 % de l’activité nationale.

Tableau 17. Activité des plateformes pour la recherche de mutations d’ABL

Mutations ABL






Les deux tiers des prescriptions proviennent des établissements des plateformes, et 19 % d’établissements de la région hors plateforme (Fig. 55). On note également une activité de recours assez importante pour ce test (13,4 % des prescriptions).


Figure 55. Origine des prescriptions pour la recherche des mutations d’ABL dans les leucémies

67,6%

16,5%

2,5%





2.1.2. Anomalies chromosomiques

Le diagnostic des hémopathies repose sur des examens morphologiques et immunocytochimiques, mais il doit être complété par des analyses cytogénétiques ou moléculaires pour rechercher des réarrangements chromosomiques.

Les analyses par FISH sont toujours ciblées sur une anomalie précise et nécessitent une orientation diagnostique préalable, mais permettent de détecter des anomalies cryptiques non détectables par un caryotype conventionnel. La recherche d’anomalies chromosomiques par FISH ainsi que le caryotype oncologique sont inscrits à la NABM depuis 2007 et sont ainsi réalisables par tous les laboratoires de biologie médicale.


En 2012, 1 363 patients ont bénéficié d’une recherche d’anomalies chromosomiques par caryotype standard. Parmi eux, 397 patients ont également bénéficié d’une recherche d’anomalies de structure (hors BCR-ABL) par FISH (Fig. 56). Le nombre d’analyses réalisées n’a pas évolué depuis 2011.

Figure 56. Évolution du nombre de recherches d’anomalies de structure dans les LMC

244 251395 397

12301363

0

500

1000

1500

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

FISH

Caryotype


Des caryotypes ont été réalisés pour le diagnostic des LMC par 28 plateformes en 2012, pour une médiane de 30 patients testés (Tableau 18). La recherche d’anomalies spécifiques par FISH a été réalisée par 25 plateformes, pour une médiane de 6 patients (Tableau 18). Parmi les 25 plateformes effectuant ce test, seules 2 ont une activité supérieure à 50 patients par an.


Tableau 18. Activité des plateformes pour la recherche d’anomalies chromosomiques

Caryotype standard FISH






Les patients ayant bénéficié d’une recherche d’anomalie chromosomique par caryotype sont majoritairement pris en charge dans les établissements des plateformes (68 %) et 25 % des prescriptions proviennent des CH de la région (Fig. 57). On observe une répartition comparable pour les analyses par FISH.

Figure 57. Origine des prescriptions pour les caryotypes standards dans les LMC

68,3%24,8%

4,8% 2,2%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme




2.2. Leucémies aiguës lymphoblastiques (LAL) et leucémies aiguës myéloblastique (LAM)


Les leucémies aiguës lymphoïdes (LAL) ou lymphoblastiques sont caractérisées par une prolifération incontrôlée de lymphocytes immatures.

La classification des LAL proposée par l’OMS tient compte du caryotype, en distinguant les entités cytogénétiques suivantes : t(9;22)(q34;q11) avec fusion BCR-ABL, t(v;11q23) avec MLL remanié, t(1;19)(q23;p13) avec fusion E2A-PBX et t(12;21)(p13;q22) avec fusion ETV6-CBF-alpha (TEL-AML1). Les anomalies chromosomiques apportent également des éléments pronostiques : les translocations t(9;22) et t(4;11) ainsi qu’une hypodiploïdie inférieure à 45 chromosomes sont considérées de mauvais pronostic, alors que la t(12;21) et une hyperdiploïdie à plus de 50 chromosomes sont associées à un pronostic favorable.

Les leucémies aiguës myéloblastiques (LAM) sont des proliférations clonales aiguës ou subaiguës, développées à partir des précurseurs hématopoïétiques (blastes) des lignées myéloïdes, érythroïdes ou mégacaryocytaire, et ce, à tous les stades de maturation de ces précurseurs. La classification OMS a inclus la présence de certaines anomalies dans les critères d’identification de différentes entités des LAM : LAM avec t(8;21)(q22;q22)/AML1-ETO, leucémies aiguës promyélocytaires (M3) avec t(15;17)(q22;q12)/PML-RARA ou


translocations variantes, LAM avec composante monocytaire et éosinophiles anormaux avec inv(16)(p13q22) ou t(16;16)(p13;q22)/CBFB-MYH11 et les LAM à composante monocytaire avec anomalies 11q23 (MLL). Les anomalies chromosomiques sont le facteur prédictif le plus fort de la réponse thérapeutique et du risque de rechute, et sont classées en trois catégories : les t(15;17), t(8;21) et inv(16) sont rattachées au groupe de bon pronostic, les caryotypes complexes, les anomalies du 5 (-5/5q-), du 7, du 3q, les t(6;9)(p23;q34) et t(9;22)(q34;q11) sont retrouvées dans le groupe de mauvais pronostic alors que la trisomie 8 et les anomalies 11q23 sont de risque intermédiaire.

Le recours au caryotype standard permet de mettre en évidence des modifications du nombre de chromosomes (hypoploïdies, hyperploïdies, pseudodiploïdies), ainsi que des anomalies de structure. Certaines de ces anomalies constituent un facteur pronostique essentiel conditionnant la prise en charge des patients. La recherche d’anomalies chromosomiques peut aussi être réalisée et/ou complétée par des techniques plus ciblées comme la FISH ou la RT-PCR, mais ces techniques ne permettent pas d’analyser l’ensemble du génome. La recherche d’anomalies chromosomiques par FISH ainsi que le caryotype oncologique sont inscrits à la NABM depuis 2007 et sont donc réalisables par tous les laboratoires de biologie médicale.

Selon les données du rapport sur « l’Estimation nationale de l’incidence des cancers en France entre 1980 et 2012 Partie 2 – Hémopathies malignes », en 2012 le nombre de nouveaux cas de LAL était estimé à 810 tandis qu’on compte environ 2 800 nouveaux cas de LAM.


Un caryotype standard a été réalisé pour 4 275 patients diagnostiqués pour une LAL/LAM (Tableau 19). En 2012, 2 853 patients ont bénéficié d’une recherche d’anomalies chromosomiques par FISH et 3 694 d’un test par RT-PCR (Fig. 58).

Figure 58. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques dans les LAL/LAM

38984275

2757 2632

3942

3644 3694

1758 17752412 2275

2853

0

2500

5000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts Caryotype

Transcrits de fusion (RT‐PCR)

Anomalies chromosomiques (FISH)



L’examen par caryotype a été réalisé par toutes les plateformes en 2012. Le nombre médian de patients est de 104 dans le cadre d’un diagnostic des LAL/LAM [62 ; 934] (Tableau 19).

La détection d’anomalies chromosomiques par FISH a été réalisée par 27 plateformes et la détection de transcrits de fusion par RT-PCR par 24 plateformes (Tableau 19). Toutes les plateformes ont effectué le test avec au moins l’une des deux techniques. Le nombre médian de patients testés est de 76 pour la FISH et de 54 pour la RT-PCR.


Caryotype standard FISH RT-PCR

Nombre de plateformes 28 27 24

Nombre médian de patients 104 76 54

Nombre minimal de patients 62 5 7

Nombre maximal de patients 934 687 1 689


La majorité des prescriptions de caryotypes proviennent des établissements des plateformes : 83 % pour les LAL/LAM. Les autres prescriptions sont essentiellement pour des patients pris en charge dans les CH de la région (Fig. 59). On observe une distribution comparable des prescriptions pour les examens réalisés par FISH. À l’inverse, l’origine des prescriptions d’analyses par RT-PCR est plus variée puisque 44,2 % d’entre elles sont issues d’établissements extrarégionaux (Fig. 60). Ceci s’explique principalement par la concentration d’une part importante de cette activité au sein de la plateforme lilloise qui réalise un tiers de l’activité nationale.

Figure 59. Origine des prescriptions pour les caryotypes standards dans les LAL/LAM

83,5%

12,7%






Figure 60. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques par RT-PCR dans les LAL/LAM

53,9%

1,5%0,4%





2.2.2. Mutations spécifiques (FLT3, NPM, CEBPA)

Alors que les anomalies cytogénétiques représentent des facteurs pronostiques essentiels pour orienter la prise en charge des patients atteints de LAM, environ 40 % des patients ne présentent pas d’anomalies cytogénétiques au moment du diagnostic.

Des mutations ayant une forte valeur pronostique ont été identifiées dans les LAM, comme la duplication d’une partie du gène FLT3 ou l’ajout de 4 nucléotides au niveau de l’exon 12 de NPM. Les mutations de NPM sont associées à un meilleur pronostic tandis que la duplication de FLT3 est associée à un plus mauvais pronostic. La combinaison de la forme sauvage du gène FLT3 associée à la forme mutée de NPM correspond au meilleur pronostic, alors que la forme mutée de FLT3 associée à la forme sauvage de NPM correspond au pronostic le plus sombre.

D’autres mutations à valeur pronostique ont été mises en évidence comme la mutation de WT1 ou celle de CEBPA. Le gène CEBPA est muté dans environ 5 % à 10 % des LAM et sa mutation est de bon pronostic pour les personnes atteintes d’une LAM.

2.2.2.1. Mutations de FLT3 et NPM


En 2012, 2 404 patients ont bénéficié d’une recherche de mutation de FLT3, soit un niveau comparable aux années précédentes (Fig. 61). L’activité pour le test NPM suit une évolution comparable et 2 132 patients ont bénéficié du test en 2012.


Figure 61. Évolution du nombre de recherches de mutations de FLT3 et NPM dans les LAM

1681

2191 21672336 2404

14971753

1959 2076 2132

0

1000

2000

3000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

tsFLT3

NPM


Le taux de mutations pour le gène FLT3 est de 24,2 % et varie entre 10,3 % (3/29 patients) et 50 % (22/44). Le taux de mutations pour le gène NPM est de 26,7 % et est compris entre 17 % (6/78) et 61 % (11/18).

Le pourcentage de patients avec un résultat non interprétable est de 0,6 % pour le test FLT3 [0 % ; 7,1 %] et de 0,4 % pour le test NPM [0 % ; 7,1 %]. La principale cause évoquée par les laboratoires pour expliquer les résultats non interprétables est un manque de matériel.


La recherche de mutations FLT3 et NPM a été effectuée par 25 et 24 plateformes respectivement. L’activité médiane est de 57 patients pour le test FLT3 et 51 patients pour le test NPM (Tableau 20). Les plateformes de Lille et de l’AP-HP ont une activité très importante et totalisent 29 % et 20 % de l’activité nationale pour ces deux tests respectivement. Il faut noter que la plateforme lilloise est le centre référent pour les leucémies aiguës myéloblastiques du groupe ALFA.

Tableau 20. Activité des plateformes pour la recherche de mutations de FLT3 et NPM

Mutations FLT3 Mutations NPM






La recherche de FLT3 et de NPM est effectuée aux deux tiers pour des patients pris en charge au sein des établissements des plateformes (Fig. 62). 21 % des prescriptions proviennent d’autres plateformes, montrant qu’il existe une importante activité de recours pour ces tests.


Figure 62. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations de FLT3 et de NPM

68,3%

8,2%

2,7%





2.2.2.2. Mutations de CEBPA et autres


En 2012, 1 030 patients ont bénéficié d’une recherche de mutation de CEBPA, soit un niveau comparable à 2011 (Fig. 63). La recherche d’autres mutations a quant à elle fortement augmenté pour atteindre 1 860 patients en 2012. Cette montée d’activité s’explique principalement par le développement des recherches de mutations d’IDH1 et 2 qui ont concerné environ 650 patients.

Figure 63. Évolution du nombre de recherches de mutations de CEBPA et d’autres mutations

712 765991 1030

1338 13731206

1860

0

2000

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

CEBPA

Autres mutations


Une mutation de CEBPA a été identifiée chez 9,5 % des patients, avec un pourcentage de résultats non interprétables de 0,9 %. Les taux de mutations rapportés pour les gènes IDH1 et 2 sont de l’ordre de 6 % pour chacun de ces 2 gènes.


La recherche de mutations de CEBPA a été réalisée par 12 plateformes, pour une activité médiane de 36 patients (Tableau 21). La plateforme de Lille a effectué ce test pour 593 patients sur un total national de 1 030, tandis que les autres plateformes ont effectué cet examen pour 15 à 168 patients en 2012. D’autres tests pour la recherche de mutations ont été effectués par 13 plateformes pour une activité médiane de 33 patients [2 ; 598] (Tableau 21).


Tableau 21. Activité des plateformes pour la recherche de mutations de CEBPA et d’autres mutations

Mutations CEBPA Autres mutations






Une part importante des prescriptions pour ces tests proviennent d’autres plateformes (47,6 % pour CEBPA), montrant qu’il s’agit d’une activité de recours importante (Fig. 64).

Figure 64. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations de CEBPA

41,4%

10,3%0,1%

48,3%





2.2.3. Suivi de la maladie résiduelle

Le gène WT1 est un facteur de transcription impliqué dans la prolifération des progéniteurs hématopoïétiques26 et dans le développement des lymphocytes souvent surexprimé dans les leucémies. Il est désormais établi qu’une surexpression de ce gène est un facteur qui est de mauvais pronostic dans les LAM. Une étude clinique27,28 a aussi mis en évidence un intérêt à suivre l’évolution de l’expression de WT1 suite à un protocole thérapeutique standard à base d’anthracycline et de cytarabine dans les LAL et LAM. En effet, ces travaux ont montré que lorsque le niveau d’expression de WT1 est peu modifié par le traitement (baisse d’expression inférieure à un facteur 2), le risque de rechute est multiplié par deux.

La quantification d’autres transcrits de fusion spécifique au moment du diagnostic de LAL, de LAM ou de LMC, permet également de suivre la maladie résiduelle par FISH ou par RQ-PCR et de prédire le risque de rechute, permettant ainsi d’adapter le traitement le plus précocement possible.

26 Vidovic K et al. Leuk Res 2013 ; 37(10) :1341-9 27 Cilloni D et al. J Clin Oncol 2009 ; 27 (5) :5195-5201 28 Kim HJ et al, Eur J Haematol 2013


2.2.3.1. Quantification d’anomalies chromosomiques par FISH


En 2012, 1 189 patients ont bénéficié d’une quantification d’anomalies chromosomiques, soit un niveau comparable à 2011 (Fig. 65).

Figure 65. Évolution du nombre de quantifications d’anomalies chromosomiques

920 9861114 1091

1189

0

400

800

1200

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


La quantification d’anomalies chromosomiques a été réalisée par 21 plateformes pour un nombre médian de 45 patients [10 ; 207] (Tableau 21).

Tableau 21. Activité des plateformes pour la quantification d’anomalies chromosomiques

Quantification d’anomalies

chromosomiques






La plus grande part des prescriptions (93 %) provient des établissements des plateformes (Fig. 66). Bien qu’en augmentation, la part des prescriptions issues de CH reste faible (4,6 %).


Figure 66. Origine des prescriptions pour la quantification d’anomalies chromosomiques

92,9%

4,6%2,2%0,4%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme




2.2.3.2. Quantification de divers transcrits


7 260 tests ont été effectués en 2012 pour le suivi de la maladie résiduelle contre 6 496 en 2011 : 3 236 pour la quantification de WT1 ; 1 223 pour la quantification d’un allèle muté ou d’un gène hyperexprimé ; 2 801 pour la quantification de transcrits de fusion (Fig. 67). Alors que l’activité est stable pour la quantification de transcrits de fusions ou d’allèles mutés, l’activité pour le test WT1 a fortement augmenté en 2012.

Figure 67. Évolution du nombre de patients ayant bénéficié d’une quantification de divers transcrits dans les hémopathies

1937

2607

32022787

2801

1356

2435

1330 1223

2251 2379

3236

0

2000

4000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Transcrits de fusion

Allèle muté ou hyperexprimé

WT1


Ces examens sont réalisés par un nombre variable de plateformes : 14 pour la quantification de WT1, 20 pour la quantification de transcrits de fusion spécifiques et 10 pour la quantification d’un allèle muté ou hyperexprimé (Tableau 22). Le nombre de tests réalisés par chaque plateforme est très variable. Deux plateformes – Lille et l’AP-HP – effectuent la plus grande part de l’activité nationale : 76 % pour WT1, 55 % pour les transcrits de fusion et 48 % pour la quantification d’un allèle muté ou hyperexprimé.


Tableau 22. Activité des plateformes pour la quantification de divers transcrits de fusion

Quantification de WT1

Quantification de divers transcrits de

fusion

Quantification d’un allèle muté ou d'un gène hyperexprimé

Nombre de plateformes 14 20 12

Nombre médian de patients 57 57 23

Nombre minimal de patients 2 19 8

Nombre maximal de patients 1 200 1 261 423


La répartition des prescriptions est comparable pour les quantifications de transcrits de fusion et pour la quantification d’allèles mutés : 68 % des prescriptions proviennent de patients pris en charge dans les établissements des plateformes, 3 % sont issues de CH et 29 % émanent d’établissements dépendant d’autres plateformes (Fig. 68).

Concernant la quantification de WT1, la proportion de prescriptions extrarégionales est plus importante (42,5 %), probablement en raison du plus faible nombre de plateformes réalisant ce test (Fig. 69). Figure 68. Origine des prescriptions pour la quantification de divers transcrits de fusion

68,0%

3,1%0,1%





Figure 69. Origine des prescriptions pour la quantification de WT1

49,2%

8,3%






2.2.4. Quantification du réarrangement des gènes du TCR ou des Ig dans les LAL

Des transcrits de fusion n’étant pas toujours retrouvés au diagnostic, le suivi de la maladie résiduelle dans les LAL se fait également par analyse du réarrangement des gènes du TCR ou des Ig (IGH-TCR). La région de jonction de ces réarrangements étant unique pour chaque clone tumoral, donc pour chaque patient, cette méthodologie nécessite la caractérisation préalable du réarrangement en question.

2.2.4.1. Recherche de la clonalité B/T


Une recherche de clonalité B/T a été effectuée pour un total de 1 168 patients en 2012, contre 910 en 2011, soit une augmentation de 28 % (Fig. 70). L’activité a augmenté pour tous les tests et on note une très forte montée en charge pour l’étude des IGL.

Figure 70. Évolution du nombre de recherches de clonalité B/T dans les LAL

795733

516

16

802

478

832

984 969

662

204

1078

602

965

0

400

800

1200

Nom

bre

de

test

s

2011

2012

Clonalité B Clonalité T


La recherche de clonalité dans les LAL est effectuée par 8 plateformes, avec une activité médiane de 63 patients par plateforme (Tableau 23). La plateforme de l’AP-HP réalise à elle seule la moitié de l’activité nationale (Fig. 71).

Tableau 23. Activité des plateformes pour la recherche de clonalité B/T

Clonalité B/T






Figure 71. Activité par plateforme pour la recherche de clonalité B/T

567

210 197

64 61 4215 12

0

200

400

600N

omb

re d

e p

atie

nts


L’activité de recours pour ce test est très importante puisque près de la moitié des examens ont été réalisés pour des patients pris en charge dans d’autres régions (Fig. 72).

Figure 72. Origine des prescriptions pour la recherche de la clonalité B/T

59,9%

1,4%





2.2.4.2. Quantification d’IGH–TCR


En 2012, 1 318 patients ont bénéficié d’une quantification d’IGH-TCR (Fig. 73). Après plusieurs années de hausse d’activité, le nombre de patients pour ce test s’est stabilisé depuis 2010.


Figure 73. Évolution du nombre de quantifications d’IGH-TCR

400

948

1310 1327 1318

0

500

1000

1500

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


La quantification d’IGH-TCR est effectuée par 6 plateformes pour un nombre médian de 91 patients (Tableau 24). Les plateformes de l’AP-HP et de Lille totalisent 90 % des tests réalisés (Fig. 74). Les trois autres plateformes ont effectué cet examen pour moins de 100 patients dans l’année.

Tableau 24. Activité des plateformes pour la quantification d’IGH-TCR

Quantification IGH-TCR





Figure 74. Activité par plateforme pour la quantification d’IGH-TCR

850

18491 91 79

230

250

500

750

1000

Nom

bre

de

pat

ien

ts



Un tiers des prescriptions de quantification d’IGH-TCR sont issues des établissements des plateformes (Fig. 75). On note une forte activité de recours pour ce test, avec un total de 60 % de prescriptions provenant d’autres plateformes.

Figure 75. Origine des prescriptions quantification d’IGH-TCR

33,6%

6,7%

59,7%





2.2.5. Allogreffe de moelle pour hémopathies : chimérisme postgreffe

Les analyses du chimérisme après greffe allogénique de cellules-souches hématopoïétiques permettent de suivre la reconstitution du système immunologique chez les patients dans les semaines et les mois après la greffe, et représentent un paramètre indispensable pour les cliniciens en vue du suivi des patients.


La mise au point a été effectuée pour 1 437 patients en 2012, soit une augmentation de 43 % depuis 2011 (Fig. 76). Concernant le suivi, 11 251 tests ont été réalisés pour un total de 2 708 patients, soit un niveau comparable à 2011.

Figure 76. Évolution du nombre de prescriptions pour le chimérisme postgreffe

663 6711005

14371585

2658 2855 2708

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Mise au point

Suivi



Les activités de mise au point et de suivi du chimérisme ont été réalisées par 13 plateformes, pour un nombre médian de 55 et 125 patients respectivement (Tableau 25).

Tableau 25. Activité des plateformes pour le chimérisme postgreffe

Chimérisme postgreffe

Mise au point Suivi




Nombre maximal de patients 719 1 050

2.3. Leucémie lymphoïde chronique (LLC) – anomalies chromosomiques

La LLC se caractérise par une prolifération anormale de la lignée lymphoïde avec un taux anormalement élevé de lymphocytes dans le sang. Les lymphocytes atteints sont pour leur grande majorité des lymphocytes de type B, peu différents des cellules normales.

Le démarrage d’un traitement dépend du stade de la maladie et les critères pronostiques orientent vers une simple surveillance ou la prescription d’une chimiothérapie. Les anomalies cytogénétiques s’imposent comme des critères pronostiques majeurs. Ainsi la délétion 13q est considérée de bon pronostic alors que les délétions 11q (gène ATM) ou 17p (gène p53) sont corrélées à un mauvais pronostic. La recherche de ces anomalies chromosomiques par FISH s’avère nécessaire pour mettre en évidence des anomalies cryptiques qui n’ont pu être détectées par caryotype conventionnel. De plus, il a été montré que la présence d’une mutation ponctuelle dans le gène p53, sans délétion du gène est un facteur de résistance aux chimiothérapies et a également une valeur pronostique défavorable29.

D’autre part, les cellules leucémiques de 50 % des patients présentent des hypermutations somatiques dans les régions variables réarrangées des chaînes lourdes des immunoglobulines (IgVH). L’étude de ce statut mutationnel permet de répartir les patients en deux groupes à l’évolution bien distincte. Les patients avec une mutation ont une évolution favorable et une faible probabilité de développer une maladie agressive, alors que les patients sans mutation sont à risque de présenter une pathologie évolutive.


Un caryotype standard a été réalisé pour 2 240 patients diagnostiqués pour une LLC en 2012 (Fig. 77). Le nombre de patients pour qui une recherche d’anomalies chromosomiques par FISH a été réalisée s’est stabilisé et 2 937 patients ont bénéficié de ce test en 2012 (Fig. 77). Le nombre de recherches de mutations somatiques d’IgVH est de 904 et le nombre de recherches de mutations de p53 est de 498.

29 Te Raa GD et al, Leuk Lymphoma 2013 ; 54(8) :1849-53


Figure 77. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques et de mutations d’IgVH et de p53 dans les LLC.

1799

2369

28442606

2937

23562057

2240

877696

852 904

134 230 298498

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts Anomalies chromosomiques (FISH)

Caryotype

Mutations somatiques d'IgVH

Mutations de p53


L’examen par caryotype a été réalisé par toutes les plateformes pour une médiane de 72 patients (Tableau 26). Toutes les plateformes effectuent désormais la recherche d’anomalies chromosomiques par FISH dans les LLC, pour un nombre médian de 88 patients. Dix-sept plateformes réalisent aussi la recherche de mutations somatiques d’IgVH et 10 la recherche de mutations de p53.



Mutations somatiques

IgVH Mutation p53

Nombre de plateformes 28 28 17 10

Nombre médian de patients 72 88 24 63

Nombre minimal de patients 9 4 1 1



La répartition des prescriptions est similaire pour la recherche d’anomalies chromosomiques par caryotype et par FISH : 75 % des prescriptions proviennent des établissements des plateformes et 19 % des CH hors plateformes (Fig. 78). On observe une répartition comparable pour le test IgVH avec toutefois une plus forte proportion de prescriptions extrarégionales (11,4 %) (Fig. 79). Cette activité de recours s’est développée, montrant que la couverture territoriale pour ce test s’est améliorée.

Concernant la recherche de mutations de p53, la quasi-totalité des examens est réalisée pour des patients issus des établissements des plateformes (Fig. 80).

La couverture du territoire pour ces examens reste donc très incomplète. Ceci peut toutefois s’expliquer par l’existence de techniques alternatives : par exemple, l’expression de la protéine ZAP-70 dans les cellules leucémiques est corrélée au statut mutationnel d’IgVH chez plus de 90 % des patients. La mesure de l’expression de cette protéine peut être effectuée par immunohistochimie ou par cytométrie de flux.


Figure 78. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques dans les LLC

74,5%

19,2%





Figure 79. Origine des prescriptions pour le test IgVH dans les LLC

72,8%

15,1%

0,8%11,4% Patients pris en charge dans les

établissements de la plateforme




Figure 80. Origine des prescriptions pour la recherche de mutations de p53 dans les LLC

86,9%13,1%






2.4. Syndromes myéloprolifératifs (SMP) hors LMC


Les syndromes myéloprolifératifs se caractérisent par la prolifération anormale de cellules matures myéloïdes par la moelle osseuse. On regroupe classiquement sous le terme de SMP autres que la LMC, les hémopathies malignes chroniques suivantes : thrombocythémie essentielle, polyglobulie de Vaquez, métaplasie myéloïde avec myélofibrose (ou splénomégalie myéloïde). Il existe également des entités rares comme les syndromes

impliquant les loci des gènes PDGF et et la région 8p11, les syndromes myéloprolifératifs difficiles à classer et les syndromes myéloprolifératifs–myélodysplasiques. La recherche d’anomalies chromosomiques par FISH est effectuée chez les patients pour qui un diagnostic de syndrome myéloprolifératif est suspecté.


En 2012, 1 993 patients ont bénéficié d’un caryotype dans le cadre d’un diagnostic de syndrome myéloprolifératif et 357 patients ont bénéficié d’une recherche d’anomalies chromosomiques par FISH (Fig. 81). L’activité pour ces deux tests évolue peu d’une année sur l’autre.

Figure 81. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques dans les SMP

935

411 382 398 357

1760 18271993

0

1000

2000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

FISH

caryotype


En 2012, 28 plateformes ont réalisé la recherche d’anomalies chromosomiques par caryotype pour une médiane de 55 patients (Tableau 27). La recherche d’anomalies chromosomiques par FISH a été effectuée par 23 plateformes (Tableau 27). Près de la moitié des plateformes ont réalisé ces examens pour moins de 10 patients.









La majorité des caryotypes (70 %) ont été réalisés pour des patients pris en charge dans les établissements des plateformes (Fig. 82). Les autres prescriptions concernent essentiellement des patients pris en charge dans les CH. On observe une répartition similaire des prescriptions pour les tests par FISH. La répartition des prescriptions n’a pas évolué depuis 2010.

Figure 82. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques dans les SMP

69,3%22,1%





2.4.2. Mutation JAK2 V617F

La présence de la mutation JAK2 V617F est spécifique des syndromes myéloprolifératifs : elle est retrouvée dans 65 à 97 % des polyglobulies de Vaquez, 23 à 57 % des thrombocythémies essentielles, 35 à 95 % des myélofibroses, mais n’est jamais retrouvée dans les LMC. La présence de cette mutation constitue une information essentielle pour poser le diagnostic de ces pathologies et la recherche de la mutation de JAK2 V617F a été intégrée au processus diagnostique de ces pathologies dans les critères de l’OMS en 2008. En pratique clinique, la recherche de la mutation JAK2 V617F est utilisée en première intention en cas de suspicion de syndrome myéloprolifératif afin d’éliminer ou de confirmer d’emblée cette hypothèse. Le ruxolitinib, un inhibiteur spécifique des protéines JAK1 et JAK2 a obtenu une AMM européenne en août 2012 pour le traitement des patients avec SMP et d’autres molécules sont en cours de développement clinique.


La mutation JAK2 V617F a été recherchée pour 16 080 patients en 2012. L’activité pour ce marqueur a légèrement augmenté par rapport à 2011 (+ 20 %) (Fig. 83) alors qu’elle était restée stable entre 2008 et 2011.


Figure 83. Évolution du nombre de recherches de la mutation JAK2 V617F

13546 1246213634 13335

16080

0

5000

10000

15000

20000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


La mutation JAK2 V617F a été identifiée pour 29 % des patients testés [16,8 % ; 49,8 %], soit 4 450 patients (Fig. 84). Le pourcentage de résultats non interprétables est très faible, de seulement 0,3 %.

Figure 84. Répartition des taux de mutations JAK2 V617F par laboratoire (%)

0 10 20 30 40 50 60


La recherche de la mutation JAK2 V617F est réalisée par 27 plateformes pour un nombre médian de 439 patients (Tableau 28).

Tableau 28. Activité des plateformes pour la recherche de mutations de JAK2

Mutations JAK2 V617F






La recherche de la mutation JAK2 V617F est effectuée à 22,5 % pour des patients pris en charge dans des CH, et 6,2 % des prescriptions proviennent d’établissements privés (Fig. 85) ; 5,3 % des tests réalisés le sont pour des patients pris en charge dans d’autres plateformes.


Figure 85. Origine des prescriptions pour la recherche de la mutation JAK2 V617F

70,0%

22,6%

6,2%5,3%





2.4.3. Quantification de JAK2

Outre la recherche de la mutation V617F, la quantification répétée de JAK2 V617F au cours du traitement permet de suivre l’évolution du clone tumoral. Un nombre croissant de laboratoires réalisent la quantification de JAK2 dès le diagnostic, en parallèle de la recherche de la mutation V617F.


En 2012, 8 851 patients ont bénéficié d’une quantification de JAK2, soit 14 % de plus qu’en 2011 (Fig. 86). Après deux années de forte augmentation d’activité, la croissance du nombre de tests réalisés semble ralentir. L’examen a été réalisé en moyenne une fois par patient en 2012.

Figure 86. Évolution du nombre de quantifications de JAK2 dans les SMP

2226

4580

77688851

0

5000

10000

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts



La quantification de JAK2 a été réalisée par 21 plateformes en 2012 (Tableau 29). Le nombre médian est de 180 patients testés [7 ; 2 419].

Tableau 29. Activité des plateformes pour la quantification de JAK2

Quantification JAK2






La majorité des prescriptions de quantification de JAK2 proviennent des établissements des plateformes (68 %) (Fig. 87). La part des prescriptions extrarégionales est en stable, à 6,4 %. Bien que l’activité augmente, la stabilité du nombre de plateformes réalisant le test et la faible proportion de prescriptions extérieures aux plateformes indiquent que la couverture du territoire est encore incomplète.

Figure 87. Origine des prescriptions pour la quantification de JAK2 dans les SMP

68,4%

19,0%

6,1%6,4%





2.4.2. Autres mutations

La recherche de mutations autres que JAK2 V617F, comme des mutations dans l’exon 12 de JAK2, de MPL ou de FIP1L1, permet d’affirmer le diagnostic de SMP lorsque la mutation JAK2V617F n’est pas mise en évidence, surtout chez des patients jeunes, avant traitement par chimiothérapie.



En 2012, 3 024 tests de recherches de mutations hors JAK2 V617F ont été réalisés. L’activité a fortement augmenté depuis 2011, principalement en raison de l’augmentation de l’étude des gènes FIP1L1 et PDGFR (Fig. 88).

Figure 88. Évolution du nombre de recherches d’autres mutations dans les SMP

486

2167 22931959

3024

0

1000

2000

3000

4000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

test

s


Ces examens ont été réalisés par 18 plateformes pour une activité médiane de 76 tests [18 ; 1 197] (Tableau 30).

Tableau 30. Activité des plateformes pour la recherche d’autres mutations

Autres mutations






La part des prescriptions issues des établissements des plateformes est de 62 % (Fig. 89), tandis que 13 % des prescriptions proviennent d’autres plateformes, montrant qu’il existe une activité de recours importante pour ces tests.


Figure 89. Origine des prescriptions pour la recherche d’autres mutations dans les SMP

61,7%15,2%

9,8%





2.5. Syndromes myélodisplasiques (SMD) – anomalies chromosomiques

Les syndromes myélodysplasiques (SMD) sont des affections clonales des cellules-souches hématopoïétiques, qui présentent un trouble de différenciation aboutissant à un avortement intramédullaire des précurseurs myéloïdes et à des cytopénies sanguines. L’étude cytogénétique réalisée sur moelle osseuse révèle des anomalies cytogénétiques : monosomie 5, monosomie 7, trisomie 8, trisomie 21, délétions partielles du 5q, du 7p, du 20q. Le diagnostic de SMD repose sur des caractéristiques cytologiques et est aidé par des paramètres biologiques, en particulier par la recherche de ces anomalies cytogénétiques. La recherche de mutations (RAS, p53, FLT3, AML1, etc.) dans les SMD ne permet pas d’apporter d’information pronostique indépendante ou d’orienter vers un traitement spécifique et n’est pas justifiée en routine30. La recherche d’anomalies chromosomiques est réalisée lorsqu’il y a suspicion de syndrome myélodisplasique.


En 2012, 8 480 patients potentiellement atteints d’un syndrome myélodisplasique ont bénéficié d’une recherche d’anomalie chromosomique par caryotype (Fig. 90) tandis que des anomalies chromosomiques spécifiques ont été recherchées par FISH pour 1 335 patients.

Figure 90. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques dans les SMD

1023 1111 1584 1430 1335

7334 75548480

0

3000

6000

9000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

FISH

caryotype

30 Consensus Français sur les syndromes myélodysplasiques (SMD) : diagnostic, classifications, traitement. Mise à jour Juillet 2008 par le Groupe francophone des myélodysplasies (GFM)



Les caryotypes ont été réalisés par 26 plateformes tandis que 24 plateformes ont effectué des analyses par FISH. Le nombre médian de patients par plateforme est de 233 [107 ; 1 060] pour les caryotypes et de 24 [4 ; 234] pour la FISH (Tableau 31).








La recherche d’anomalies chromosomiques a profité principalement aux patients pris en charge dans les établissements des plateformes (77,2 %) tandis que 22,8 % proviennent d’établissements extérieurs aux plateformes (Fig. 91).

Figure 91. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques dans les SMD

77,2%

16,4%

4,7%1,8%Patients pris en charge dans les établissements de la plateforme




2.6. Myélome multiple et syndromes lymphoprolifératifs – anomalies chromosomiques

Le myélome multiple (MM) est une hémopathie maligne caractérisée par une prolifération monoclonale aboutissant à une accumulation de plasmocytes dans la moelle osseuse. Il existe des disparités importantes de pronostic avec des formes peu actives et d’autres formes très agressives entrainant des décès rapides.

Les marqueurs de mauvais pronostic sont à rechercher pour adapter l’attitude thérapeutique et en particulier la détermination de paramètres de mauvais pronostic tels que la t(4;14), la del(17p) ou la del(13). Ces analyses doivent être effectuées sur cellules triées et non sur moelle totale, ce qui nécessite une expertise spécifique.



En 2012, la recherche d’anomalies chromosomiques par caryotype a été réalisée pour 2 312 patients atteints de myélome multiple et 3 802 analyses ont été réalisées par FISH (Fig. 92). L’activité FISH augmente régulièrement depuis 2008.

Figure 92. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques

25573066 3207 3398

3802

2109 2174 2312

0

2000

4000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

FISH

caryotype


Des caryotypes ont été réalisés par 25 plateformes pour une médiane de 65 patients [3 ; 283] (Tableau 32). La recherche d’anomalies chromosomiques spécifiques a été effectuée par 24 plateformes pour une médiane de 37 patients [2 ; 2 197]. On observe cependant de grandes disparités : la plateforme de Nantes réalise à elle seule 62 % de l’activité nationale pour la FISH tandis que 4 plateformes effectuent moins de 10 examens par an.








Les caryotypes sont réalisés majoritairement pour des patients pris en charge dans les établissements des plateformes (70,7 % des prescriptions) tandis que 22,9 % des prescriptions proviennent des CH (Fig. 93). À l’inverse, concernant la recherche d’anomalies chromosomiques par FISH, on note une très forte activité de recours (52,6 % des examens) qui s’explique par la concentration de l’activité dans la plateforme de Nantes (Fig. 94).


Figure 93. Origine des prescriptions de caryotypes

70,7%

22,9%





Figure 94. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques par FISH

36,4%

8,4%

2,6%





2.7. Lymphomes

2.7.1. Détection d’anomalies chromosomiques

Les lymphomes malins non hodgkiniens (LNH) représentent un groupe de maladies hétérogènes résultant de la prolifération maligne de cellules lymphoïdes matures, B ou T, à différents stades de différenciation et définis par des critères anatomopathologiques selon la classification OMS. Cette prolifération peut se faire aux dépens d’un organe lymphoïde (ganglion, rate) ou autre (peau, estomac, poumon, etc.).

Le diagnostic de lymphome malin repose sur l’examen histologique et phénotypique de la biopsie tissulaire réalisée à partir de la lésion responsable des symptômes de la maladie. Lorsque l’analyse morphologique et immunologique ne permet pas de conclure, la cytogénétique et la biologie moléculaire apportent une aide diagnostique.

Certaines anomalies génétiques récurrentes sont corrélées au sous-type de lymphome :

la translocation t(11;14)(q13;q32), observée dans la plupart des lymphomes du manteau, entraîne le réarrangement des gènes CCND1-JH, induisant une surexpression du gène de la cycline D1.

la translocation t(2;5)(p23;q35) entraînant un gène de fusion NPM-ALK est la plus fréquente dans les lymphomes anaplasiques à grandes cellules de phénotype T ou nul.

D’autres translocations spécifiques de certains lymphomes sont également décrites :


la translocation t(8;14)(q24;q32) et ses variantes : le réarrangement du locus MYC (bande 8q24) est constant dans le lymphome de Burkitt et fait partie de la définition de cette entité.

la translocation t(14;18)(q21;q32) est détectable dans plus de 90 % des lymphomes folliculaires et 20 % des lymphomes B diffus à grandes cellules. Le réarrangement BCL2-JH, résultant de cette translocation entraîne la surexpression de BCL2.

la translocation t(11;18)(q21;q21) entraînant la jonction API2-MALT1 se voit dans les lymphomes du tissu lymphoïde associé aux muqueuses (MALT).

La recherche d’anomalies chromosomiques spécifiques peut être réalisée par un caryotype standard, par FISH ou par RT-PCR. Le choix de la technique utilisée pour la mise en évidence des translocations spécifiques dans les lymphomes dépend en particulier de la nature de l’altération et du nombre de points de cassure. Ainsi, la translocation t(2;5) dans le lymphome anaplasique à grandes cellules est mise en évidence par PCR après reverse transcription alors que la recherche de la translocation t(8;14) dans le lymphome de Burkitt se fait plus aisément sur FISH interphasique. Les anomalies peuvent aussi être recherchées de manière indirecte en mesurant la surexpression de BCL2 ou de la cycline D1.


En 2012, 3 760 patients ont bénéficié d’une recherche d’anomalies chromosomiques par caryotype (Fig. 95). De plus, 3 402 patients ont bénéficié d’une recherche d’anomalies chromosomiques par FISH, 1 551 patients d’une recherche de remaniements spécifiques par RT-PCR et 1 373 patients d’une quantification de la cycline D1 (Fig. 95). Le nombre de tests par FISH et la recherche de marqueurs indirects tels la quantification de la cycline D1 augmente régulièrement depuis 2009. À l’inverse, le nombre de caryotypes reste stable depuis 2010. À titre de comparaison, le réseau LYMPHOPATH (réseau national d’experts anatomopathologiques) qui organise la double lecture des nouveaux cas de lymphomes a confirmé le diagnostic de 7 458 nouveaux cas de lymphomes non hodgkinien en 201231 et l’Institut National de Veille Sanitaire a estimé le nombre de lymphomes non Hodgkinien à 11 600 en 2011.

31 Organisation de la prise en charge des patients adultes atteints de cancers rares. Bilan de l’activité en 2012. Collection Bilans d’activité & Evaluations, INCa, 2013.


Figure 95. Évolution du nombre de recherches d’anomalies chromosomiques dans les lymphomes

20182374

2815 3402

3636 3936 3760

21801677

13481551

497838

10251373

0

2000

4000

2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts

Rémaniements spécifiques (FISH)

caryotype

Remaniements spécifiques (RT‐PCR)

Quantification cycline D1


Des anomalies chromosomiques ont été identifiées dans 49,8 % des lymphomes analysés [32,1 % ; 100 %].


La recherche d’anomalies chromosomiques spécifiques est réalisée par toutes les plateformes : 20 plateformes ont recours aux deux techniques tandis que 8 plateformes utilisent uniquement la FISH. Le nombre médian de patients ayant bénéficié d’un test est de 61 par plateforme pour la recherche d’anomalies par FISH et de 51 pour les analyses par RT-PCR (Tableau 33). La quantification de la cycline D1 a été effectuée par 15 plateformes pour un nombre médian de 57 patients.


Caryotype standard

Remaniements spécifiques par

FISH

Remaniements spécifiques par

RT-PCR

Quantification de la cycline

D1

Nombre de plateformes 28 28 20 15

Nombre médian de patients 109 61 51 57

Nombre minimal de patients 18 9 5 5



L’origine des prescriptions a peu évolué depuis 2011 : la majorité des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques provient des établissements des plateformes, et ce quelle que soit la technique utilisée (Fig. 96). Par ailleurs, 14 % des patients ayant bénéficié de ces tests sont pris en charge dans des CH hors plateformes et 18 % dans des établissements privés.

Les examens de quantification de la cycline D1 sont pour leur part très majoritairement réalisés pour les patients pris en charge dans les établissements des plateformes (81,1 %) et seules 18,9 % des prescriptions sont extérieures (Fig. 97). Cette répartition des prescriptions n’a pas évolué depuis 2011.


Figure 96. Origine des prescriptions pour la recherche d’anomalies chromosomiques dans les lymphomes

58,9%14,3%

18,2%





Figure 97. Origine des prescriptions pour la quantification de la cycline D1 dans les lymphomes

81,1%

12,4%





2.7.2. Recherche de la clonalité B/T

L’évaluation de la clonalité B/T permet de distinguer une lymphoprolifération réactionnelle polyclonale d’une lymphoprolifération maligne monoclonale quand l’analyse morphologique et phénotypique est difficile à interpréter et n’apporte pas la preuve définitive du lymphome.

L’évaluation de la clonalité est établie par une étude du réarrangement des gènes du récepteur T (TCR) à l’antigène pour les lymphoproliférations T ou des gènes des immunoglobulines pour les lymphoproliférations B. Pour un patient donné, la clonalité B et/ou T peut être recherchée.

Les techniques principalement utilisées ont fait l’objet d’un projet européen Biomed-2 d’harmonisation des techniques moléculaires et sont basées sur des PCR multiplexes32.


Le nombre de recherches de réarrangements des gènes du TCR ou des immunoglobulines a augmenté de 17 % entre 2011 et 2012, passant de 21 379 tests à 25 085. Cette augmentation est principalement due à la forte hausse du nombre de recherches d’IGK pour la clonalité B et

32 van Krieken JH et al. Leukemia. 2007 Feb ; 21(2):201-6


de TCRG pour la clonalité T (Fig. 98). En parallèle, le nombre de patients ayant bénéficié de ces tests a également augmenté, passant de 10 670 en 2011 à 11 932 en 2012.

Figure 98. Évolution du nombre de recherches de clonalité B/T pour les lymphomes

7701

2552

1233

146

7650

1023 1074

8333

3657

1129373

9566

1234793

0

5000

10000

IGH-VHDHJH IGK IGH-DHJH IGL TCRG TCRB TCRD

Nom

bre

de

test

s

2011

2012

Clonalité B Clonalité T


Les deux tests les plus courants ont été réalisés par 21 et 22 plateformes respectivement, avec une médiane de 35 tests pour la clonalité B et de 40 tests pour la clonalité T (Tableau 34). Les plateformes de l’AP-HP et de Bordeaux réalisent à elles seules environ la moitié de l’activité pour la recherche de clonalité.

Tableau 34. Activité des plateformes pour la recherche de clonalité

Clonalité B –

test IGH-VHDHJH Clonalité T – test TCRG


Nombre médian de tests 35 40

Nombre minimal de tests 21 22

Nombre maximal de tests 3 584 3 318


La majorité des prescriptions proviennent des établissements des plateformes (67,5 %) (Fig. 99). L’activité de recours pour ce test est en augmentation (16,2 % des prescriptions) montrant que la couverture du territoire pour ces examens progresse. Il faut également noter qu’en cas d’incertitude pour poser un diagnostic de lymphome, des techniques alternatives, comme la cytométrie de flux, sont utilisées dans certaines régions.


Figure 99. Origine des prescriptions pour la recherche de clonalité B/T

67,5%

9,2%

7,0%






3. PHARMACOGÉNÉTIQUE CONSTITUTIONNELLE

La pharmacogénétique étudie les mécanismes d’origine génétique intervenant dans la réponse aux médicaments et permet l’optimisation des traitements médicamenteux, tant en termes d’efficacité que de sécurité d’emploi. De nombreux polymorphismes génétiques affectant les gènes codant pour des enzymes, des transporteurs et des récepteurs ont été décrits, ainsi que leurs conséquences sur l’effet d’un grand nombre de médicaments.

On peut citer à titre d’exemple :

polymorphismes du gène UGT1A1 et toxicité accrue à l’irinotécan : les patients homozygotes pour l’allèle UGT1A1*28 présentent un risque accru de toxicité à l’irinotécan. Une dose réduite peut leur être prescrite d’emblée ;

polymorphismes du gène TPMT et toxicité accrue aux médicaments thiopuriniques : trois allèles, TPMT*2, TPMT*3A et TPMT*3C, sont impliqués dans la très grande majorité des patients avec des activités réduites de TPMT. Les patients homozygotes pour ces allèles sont déficients en TPMT et donc à risque accru de toxicité ;

polymorphismes du gène DPYD et une toxicité accrue au 5-FU : il existe un lien démontré entre polymorphismes de DPYD et toxicité accrue au 5-FU.


En 2012, 6 718 patients ont bénéficié d’un examen de pharmacogénétique constitutionnelle, contre 5 345 en 2011, soit une augmentation d’activité de 26 % (Fig. 100). Les tests pharmacogénétiques concernent principalement la recherche de mutations de DPYD (3 008 patients) et l’étude du polymorphisme d’UGT1A1 (1 821 patients).

Figure 100. Évolution du nombre de prescriptions pour la pharmacogénétique constitutionnelle

32333821 4126

5345

6718

0

2000

4000

6000

8000

2008 2009 2010 2011 2012

Nom

bre

de

pat

ien

ts


Ces examens ont été réalisés par 10 plateformes, avec une activité médiane de 122 patients [12 ; 4 456] (Tableau 35). En 2012, 66 % de ces examens ont été réalisés dans la plateforme d’Angers contre 74 % en 2011 et 91 % en 2010. À ce jour, la plateforme d’Angers conserve un niveau d’activité prépondérant bien que cette activité se développe dans d’autres plateformes. Ainsi, trois plateformes ont rapporté une activité de pharmacogénétique pour la première fois en 2012.


Tableau 35. Activité des plateformes pour la pharmacogénétique constitutionnelle

Pharmacogénétique constitutionnelle






Environ 34 % de l’activité de la plateforme d’Angers est réalisée pour des prélèvements extrarégionaux. À l’inverse, les autres plateformes effectuent actuellement cette activité uniquement pour des patients de leur région.


4. HYBRIDATION GÉNOMIQUE COMPARATIVE (CGH ARRAY)

La CGH Array est une technique basée sur l’utilisation de puces à ADN qui permet de suivre l’évolution du nombre de copies d’ADN sur tout le génome. Il s’agit d’une technique permettant de mettre en évidence des variations du nombre de copies d’ADN. L’utilisation de puces d’hybridation permet de déposer plusieurs milliers de sondes différentes sur une puce, permettant ainsi la détection des délétions ou des amplifications sur l’ensemble du génome. Cette technique est principalement utilisée pour préciser le diagnostic des leucémies aiguës et des tumeurs cérébrales et contribue également au suivi de l’évolution de la maladie. Elle est encore relativement confinée dans les laboratoires de recherche, mais elle commence à s’introduire dans les laboratoires hospitaliers pour le diagnostic des anomalies chromosomiques.

Activité nationale

En 2012, 646 patients ont bénéficié d’une analyse par CGH Array pour des hémopathies contre 504 patients en 2011. De même, dans les tumeurs solides, 969 patients ont bénéficié d’un examen par cette technique en 2012 contre 665 en 2011 (Tableau 36). L’activité pour ces examens continue ainsi d’augmenter, bien qu’elle reste globalement faible.

Cette activité a été réalisée par 9 plateformes en 2012 (Tableau 36) : 6 plateformes y ont eu recours pour les hémopathies (AP-HP, Institut Curie, Toulouse, Lille, Nice, Angers) et 6 pour les tumeurs solides (AP-HP, Bordeaux, Institut Curie, IGR, Lyon et Nice).

Tableau 36. Activité des plateformes pour la CGH Array

Hémopathies Tumeurs solides


Nombre total de patients 646 969





Évaluation de la qualité des analyses

En apportant une information décisive dans le choix du traitement des patients, les tests déterminant l’accès à une thérapie ciblée ont un impact thérapeutique majeur. Il est donc indispensable de s’assurer de leur qualité afin d’éviter au maximum tout faux positif ou faux négatif qui pourrait limiter les chances du patient ou l’exposer à des effets secondaires inutiles. À cet effet, l’INCa développe un programme d’assurance qualité basé sur deux axes principaux :

la publication de documents définissant les bonnes pratiques ;

l’organisation de campagnes de contrôle qualité pour les tests ayant un impact thérapeutique majeur pour les patients.

Ces actions ont vocation à accompagner les plateformes de génétique moléculaire vers l’accréditation selon la norme ISO 15189 qui sera obligatoire à terme, de par la loi portant réforme de la biologie médicale du 30 mai 2013 (n° 2013-442).

Un programme d’évaluation externe de la qualité (EEQ) a été mis en place en 2012. Celui-ci concerne les 28 plateformes pour la phase analytique de l’examen et a permis, en 2012, la réalisation d’un contrôle qualité pour les tests EGFR dans le cancer du poumon, KRAS dans le cancer colorectal et BCR-ABL dans les LMC. Une campagne d’évaluation externe de la qualité pour le test BRAF dans le mélanome est effective depuis 2013. Les structures chargées de coordonner les campagnes d’EEQ ont été sélectionnées après une procédure de mise en concurrence dans le cadre d’un appel d’offres organisé par l’INCa. Il a été demandé à tous les laboratoires des plateformes pratiquant ces tests d’y participer.

1. CAMPAGNES EGFR ET KRAS

Les campagnes d’évaluation externe de la qualité (EEQ) pour les tests EGFR dans le cancer du poumon et les tests KRAS dans le cancer colorectal ont été réalisées par le consortium Gen&Tiss qui regroupe l’Association Française d’Assurance Qualité en Anatomopathologie, l’Institut Curie et l’unité de recherche en assurance qualité de l’Université Catholique de Louvain. Les campagnes d’EEQ ont été placées sous la supervision d’un comité de pilotage constitué de 16 membres issus des plateformes de génétique moléculaire des cancers. Il doit permettre l’évaluation d’une partie des étapes préanalytiques (validation histologique) et des phases analytique et postanalytique (qualité des comptes rendus, délai de rendu des résultats).

1.1. Protocole

1.1.1. Préparation et validation des échantillons

Les campagnes d’EEQ ont été réalisées à partir de blocs d’échantillons tumoraux fixés en formol et inclus en paraffine. Les échantillons ont été fournis par des laboratoires des plateformes, membres du comité de pilotage, et validés par l’AFAQAP afin de garantir le respect des critères de sélection fixés : minimum 30 % de cellules tumorales sans macrodissection et homogénéité des échantillons sur l’ensemble du bloc. Des lames blanches (6µm) ont été préparées par l’AFAQAP à partir de ces échantillons. La validation biologique des échantillons a été réalisée par l’Institut Curie à partir de 3 lames (1 lame HE + 2 lames blanches) sur les deux faces du bloc. Tous les échantillons ont également fait l’objet d’une vérification par un laboratoire référent européen externe au contrôle qualité situé à Nijmegen.

ÉVALUATION EXTERNE DE LA QUALITÉ


Chaque laboratoire participant à l’évaluation a reçu un lot de 10 échantillons comprenant un mélange d’échantillons mutés et non mutés pour chaque campagne (45 participants à la campagne EGFR, 50 participants à la campagne KRAS). Chaque échantillon est composé de 3 lames blanches (6µm) pour reproduire au mieux le circuit des prélèvements dans les plateformes. En raison du nombre important de laboratoires participants et des blocs disponibles, 2 lots d’échantillons distincts ont été réalisés pour cette campagne.

1.1.2. Anonymat des laboratoires participants

Afin de préserver l’anonymat des laboratoires, un numéro d’anonymat et une adresse mail anonyme ont été délivrés à chaque participant par voie notariale. Cette procédure a permis à tous les laboratoires des plateformes de participer à l’évaluation, y compris pour les laboratoires impliqués dans l’organisation de l’EEQ (mise à disposition ou validation biologique des échantillons).

1.1.3. Transmission des résultats

Il a été demandé aux laboratoires participants de retourner leurs résultats dans un délai maximal de 4 semaines à compter de la réception des échantillons. La transmission des résultats s’est faite via un site web dédié mis en place par l’Université de Louvain et a permis de récolter les informations suivantes :

les comptes rendus d’analyses pour chaque échantillon ;

Une copie scannée d’une lame HES pour chaque échantillon indiquant notamment la zone analysée pour l’estimation de la cellularité ;

Un formulaire web a permis de recenser les informations suivantes : Le pourcentage de cellules tumorales dans chaque échantillon ; Les résultats du génotypage ; La quantité d’ADN extraite (donnée facultative) ; Des données complémentaires sur l’organisation des laboratoires participants (taille

du laboratoire, organisation des laboratoires, détails sur les techniques utilisées,).

1.2. Résultat du génotypage d’EGFR

Un score de 2 points a été attribué pour chaque génotypage correctement effectué, ce qui permet une notation sur 20 points. Parmi les 45 laboratoires ayant participé à la campagne EGFR, 40 ont obtenu le score maximum de 20/20, soit 89 % d’entre eux (tableau 37). Aucun laboratoire n’a fait plus d’une erreur.

Tableau 37. Résultats de génotypage de la campagne EGFR

Nombre de laboratoires % de laboratoires

Score de 18/20 5 11 %

Score de 20/20 40 89 %

TOTAL 45 100 %

Au total, 5 erreurs de génotypage ont été observées sur un total de 450 examens, soit un taux d’erreurs de 1,1 %. Ces erreurs sont réparties comme suit : 1 faux positif ; 2 faux négatifs ; 1 résultat rendu non contributif.


Tout résultat de génotypage n’ayant pas de conséquences délétère pour le patient a été considéré comme valide. Ainsi les mutations détectées mais pour lesquelles le génotype exact n’a pas été décrit ont été considérées comme valides. Le très faible nombre d’erreurs de génotypage ne permet pas d’effectuer une corrélation avec les techniques utilisées.

1.3. Résultat du génotypage de KRAS

Un score de 2 points a été attribué pour chaque génotypage correctement effectué, ce qui permet une notation sur 20 points. Parmi les 50 laboratoires ayant participé à la campagne KRAS, 47 ont obtenu la note maximale de 20/20, soit 94 % d’entre eux (tableau 38). Trois erreurs ont été observées pour un total de 500 analyses, soit un taux d’erreurs de 0,6 %. Ces erreurs ont été effectuées par 2 laboratoires et sont réparties comme suit : 2 mutations mal caractérisées ; 1 résultat rendu non contributif.

Par ailleurs, un laboratoire a été sanctionné d’un point négatif pour avoir inversé deux échantillons, correspondant au score de 19/20.

À titre de comparaison, le STIC (soutien aux techniques innovantes et coûteuses) MOKAECM réalisé entre 2008 et 2010 et dont l’objectif était d’évaluer le coût et la qualité des analyses KRAS avait rapporté un taux d’erreurs de 1,8 % pour la réalisation de ces tests33 (20 erreurs pour 1 128 analyses).

Tableau 38. Résultats de génotypage de la campagne KRAS

Nombre de laboratoires % de laboratoires

Score de 16/20 1 2 %

Score de 18/20 1 2 %

Score de 19/20 1 2 %

Score de 20/20 47 94 %

TOTAL 50 100 %

La plupart des laboratoires ayant participé à cette campagne ont également participé à la campagne d’EEQ pour le gène EGFR. Aucune corrélation n’a été observée sur les scores de génotypage obtenus par les laboratoires entre ces deux campagnes.

1.4. Délai de rendu des résultats

Le délai de réponse de chaque participant a été évalué en déterminant le temps entre la réception des échantillons au laboratoire et la validation du rendu des résultats sur le site internet Gen&Tiss.

Le délai moyen de retour des résultats pour le test EGFR était de 16,6 jours pour une médiane de 14 jours (Fig. 101). La moitié des laboratoires participants ont retourné leurs résultats dans un délai compris entre 13 et 20 jours et le délai maximal observé était de 29 jours. Les délais ainsi observés sont plus importants que ceux rapportés dans les rapports d’activité annuels des plateformes (médiane de 9 jours).

33 Blons et al. PloS One, 2013 ; 8(7):68945


Figure 101. Délai de retour des résultats pour le test EGFR (jours)

0 5 10 15 20 25 30

Le délai moyen de retour des résultats pour le test KRAS était de 14,6 jours pour une médiane de 14 jours (Fig. 102). Le premier quart des laboratoires à un délai inférieur à 9 jours. Ainsi, si la médiane et la moyenne sont comparables aux résultats du test EGFR, on constate qu’une part plus importante de laboratoires a un délai très court pour ce test.

Figure 102. Délai de retour des résultats pour le test KRAS (jours)

0 5 10 15 20 25 30

Selon le guide de bonnes pratiques pour la recherche à visée théranostique de mutations somatiques dans les tumeurs solides, il est recommandé de retourner le résultat d’analyse sous 10 jours ouvrables. Le délai maximal admissible pour la réalisation de ces examens est de 28 semaines. Un seul laboratoire a dépassé le délai maximal de 28 jours, mais à l’inverse seul une minorité de laboratoires a atteint un délai optimal inférieur à 10 jours. Il existe donc des marges d’améliorations sur ce point.

1.5. Comptes rendus d’analyses

Les comptes rendus ont été évalués selon les critères européens établis pour les évaluations externes de la qualité34. Pour chaque critère retenu, un score de 1 point a été attribué si l’item était présent dans le compte rendu et un score nul a été attribué en cas d’absence. Le score final a été rapporté sur 100 points.

Le score global moyen pour les comptes rendus des tests EGFR est 71/100. Les scores obtenus par les laboratoires sont compris entre 50/100 et 89/100 (Fig. 103). Des résultats comparables ont été observés pour les comptes rendus des tests KRAS avec un score moyen de 71 % (Fig. 104).

Figure 106. Score global des comptes rendus pour le test EGFR (/100)

50 60 70 80 90 100

34 Van Krieken JHJM et al. Virchows Arch. 2008 ; 4563:417-431


Figure 104. Score global des comptes rendus pour le test KRAS (/100)

50 60 70 80 90 100

Lorsqu’on observe en détail les scores pour chaque critère, on peut constater que les données d’identifications sont presque toujours complètes, qu’il s’agisse des données relatives à l’identification du patient, du prescripteur ou de l’échantillon. De même, les résultats du génotypage ainsi que la cellularité des échantillons analysés sont presque toujours indiqués sur les comptes rendus. Il est à noter que les résultats du génotypage sont le plus souvent retranscrits conformément à la nomenclature internationale.

Les données relatives à l’histologie de la tumeur sont indiquées sur 86 % des comptes rendus EGFR et 82 % des comptes rendus KRAS, mais la nature exacte de l’échantillon reçu par le laboratoire (lames) n’est précisée que par la moitié des laboratoires ayant participé à l’EEQ.

L’un des principaux points d’amélioration des comptes rendus concerne l’information sur la méthodologie utilisée : moins de la moitié des laboratoires indiquent la sensibilité analytique de la méthode utilisée (40 % pour EGFR/42 % pour KRAS) et la liste des mutations recherchées n’est pas toujours précisée (53 % pour EGFR/66 % pour KRAS). Ce dernier point apparaît d’autant plus important que la liste des mutations avec un impact pour la prise en charge des patients évolue régulièrement. Ainsi, depuis juillet 2013, l’AMM du panitumumab a été modifiée suite à la mise en évidence de nouvelles mutations de résistance au traitement sur les gènes KRAS et NRAS.

Le second point négatif régulièrement constaté concerne l’absence d’interprétation des résultats accompagnant les génotypes. Concernant les tests EGFR, l’interprétation du résultat n’est présente que dans 45 % des comptes rendus d’analyses ayant mis en évidence une mutation, et dans seulement 4 % des comptes rendus en cas de résultat négatif. De même, pour les tests KRAS, les résultats ne sont interprétés que par 38 % des laboratoires quand une mutation du gène est retrouvée et par 24 % des laboratoires si les résultats sont négatifs.

1.6. Comparaison des résultats en fonction du niveau d’activité des laboratoires

La figure 105 Présente les résultats obtenus par les laboratoires en fonction de leur niveau d’activité déclaré pour les tests KRAS. La majorité des laboratoires ont un niveau d’activité compris entre 250 et 999 analyses par an mais les plus petits laboratoires ont une activité inférieure à 100 examens par an. La majorité des laboratoires ont obtenu le score maximal pour le génotypage, quel que soit leur niveau d’activité. Concernant le délai de retour des résultats, on note une légère tendance à une diminution des délais avec l’augmentation d’activité des laboratoires, le faible nombre de laboratoires dans les catégories extrêmes ne permet pas de conclure. Le score moyen des comptes rendus est comparable pour tous les laboratoires ayant une activité inférieure à 1000 analyses par an. Les plus grands laboratoires ont obtenu un score un peu plus élevé, qu’il est toutefois difficile d’interpréter Compte tenu du faible nombre de laboratoires dans cette catégorie. Des résultats similaires ont été observés pour la campagne EGFR.


Figure 105. Comparaison des résultats en fonction du niveau d’activité du laboratoire pour le test KRAS L’étiquette des données indique le nombre de laboratoires pour chaque catégorie. La ligne rouge indique la moyenne générale de tous les laboratoires ayant participé à l’EEQ.

3

7

18

13

5 4

0

5

10

15

20

Nom

bre

de

lab

orat

oire

s

Nombre d'examens annuel du laboratoire

16

17

18

19

20

Sco

re m

oye

n d

u g

éno

typ

age


0

5

10

15

20

Dél

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tou

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rés

ult

ats

(j)


60

65

70

75

80S

core

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s co

mpt

es-

rend

us (

%)


2. CAMPAGNE BCR-ABL DANS LES LEUCÉMIES

Le chromosome Philadelphie correspond à une translocation réciproque et équilibrée (sans perte de matériel génétique) entre les bras longs des chromosomes 9 et 22. On la retrouve dans environ 95 % des cas de leucémie myéloïde chronique (LMC) et dans 20 à 30 % des leucémies aiguës lymphoblastiques de l’adulte (LAL-Ph +). La conséquence de cette translocation est la fusion du gène ABL, localisé sur le chromosome 9 et BCR, localisé sur le chromosome 22, pour former le gène chimérique BCR-ABL.

Le programme d’évaluation externe de la qualité (EEQ) organisé par le GBMHM (Groupe des biologistes moléculaires des hémopathies malignes) a pour objectif d’évaluer la qualité des tests de quantification des transcrits BCR-ABL dans les hémopathies malignes (LMC et LAL). La conception de cette campagne permet d’évaluer les trois étapes critiques des méthodes de quantification : l’extraction des acides nucléiques, la quantification des transcrits BCR-ABL (majeurs et mineurs) et l’alignement des laboratoires sur l’échelle internationale (programme EUTOS). Ce programme d’évaluation externe de la qualité a été initié dans le cadre du STIC RUBIH financé par l’INCa puis pérennisé par le GBMHM.

Cette 14e campagne d’EEQ pour les tests BCR-ABL a été soutenue par l’INCa dans le but d’évaluer les performances des laboratoires des plateformes de génétique moléculaire réalisant ces analyses. Ainsi, 41 laboratoires des plateformes de génétique moléculaire ont participé à cette campagne d’évaluation de la qualité.


2.1. Protocole de préparation et de validation des échantillons contrôles

Huit échantillons ont été préparés. Ces échantillons correspondent à des cellules positives pour le marqueur moléculaire d’intérêt éventuellement diluées dans des cellules de sujets sains obtenus auprès des établissements français du sang : transcrits BCR-ABL du type b3a2 (transcrit majeur) ou e1a2 (transcrit mineur). La nature des échantillons produits, le type de marqueur exprimé et le facteur de dilution sont précisés dans le tableau 39. Tous les échantillons ont été conditionnés en TRizol puis répartis en quantité aliquotes de 1 ml stockées à -70°C. Un contrôle qualité de production (qualité des ARN extraits et homogénéité des niveaux d’expression des marqueurs) de chacun des 8 lots produits a été réalisé sur 5 aliquotes tirées au hasard

Tableau 39. Description des échantillons distribués dans la 14e campagne d’EEQ (avril 2012)

Échantillon CQ14SA CQ14SB CQ14SC CQ14SD+ CQ14SE+ CQ14SF+ CQ14DA CQ14DB

Marqueur B3a2 B3a2 B3a2 E1a2 +b3a2

E1a2 +b3a2

- B3a2 E1a2

Concentration (cellules/ml)

107 107 107 107 107 107 5.106 5.106

% de cellules patient LMC

0,005 % 0,01 % 0,005 % 1 % 0,1 % - - -

% de cellules TOM1

- - - 1 % 0,1 % - - 100 %

% de cellules K562

- - - - - - 100 % -

2.2. Alignement des laboratoires sur l’échelle internationale

L’expression des résultats de quantification des transcrits majeurs BCR-ABL sur l’échelle internationale est indispensable pour appliquer les recommandations de l’European Leukemia Net (ELN) pour le suivi des patients LMC et la prise de décisions thérapeutiques. Ce processus est basé sur la conversion des résultats par l’application d’un facteur propre à chaque laboratoire : le facteur de conversion (FC) à l’échelle internationale.

Deux méthodologies sont possibles aujourd’hui pour s’aligner sur l’échelle internationale :

Le programme EUTOS « European Treatment and Outcome Studies ». Cette méthodologie consiste en un échange d’échantillons des laboratoires souhaitant obtenir un FC et le laboratoire de référence déjà aligné sur l’échelle internationale (i.e. laboratoire d’hématologie moléculaire de l’hôpital Saint Louis, Paris). Une comparaison de méthode permet alors de calculer le FC propre à ce laboratoire. Il devra être validé régulièrement par de nouveaux échanges d’échantillons.

L’utilisation de trousses commerciales incluant un ou plusieurs réactifs d’alignement sur l’échelle internationale (calibrateur).


2.2. Analyse des performances des laboratoires

2.2.1. Détection des transcrits BCR-ABL

L’objectif de cette évaluation était de vérifier si les laboratoires sont capables d’identifier les transcrits de BCR-ABL au diagnostic d’une LMC. Les deux échantillons testés correspondaient à des lignées cellulaires exprimant spécifiquement le transcrit majeur MBCR et le transcrit mineur mBCR (tableau 40). Parmi les 50 laboratoires inscrits à cette campagne d’EEQ, 43 ont réalisé le test de détection des transcrits. L’ensemble de ces 43 laboratoires a mis en évidence la présence du transcrit majeur MBCR dans l’échantillon CQ14DA. Le transcrit mineur a été identifié par 41 laboratoires sur 43.

Tableau 40. Résultats de la recherche de transcrits de BCR-ABL

CQ14DA/MBCR CQ14DB/mBCR

Nombre de résultats positifs 43 41

Nombre de résultats négatifs 0 2

Taux de succès 100 % 95 %

2.2.2. Quantification des transcrits majeurs de BCR-ABL

L’objectif de cette évaluation était de mesurer le niveau de performance des laboratoires pour la quantification des transcrits BCR-ABL, sur 7 des 8 échantillons envoyés. L’ensemble des 50 laboratoires inscrits ont rendu un résultat. Les valeurs cibles correspondant à la moyenne des valeurs transmises par les laboratoires (après exclusion des valeurs aberrantes par double troncature), les pourcentages de laboratoires ayant rapporté des résultats à +/- 2 écarts types de la moyenne et le pourcentage de résultat négatifs sont rapportés dans le tableau 41.

Tableau 41. Résultats pour la quantification des transcrits majeurs de BCR-ABL avant conversion à l’échelle internationale

Échantillon CQ14DA CQ14SD+ CQ14SE+ CQ14SB CQ14SA CQ14SC CQ14SF+

Valeur cible (%) 100% 1% 0,1% 0,01% 0,006% 0,007% 0%

Écart-type (fold change)

1,4x 1,4x 1,4x 1,7x 2,0x 1,7x -

Labos à +/- 2 écarts-types

85 % 91 % 87 % 82 % 71 % 69 % -

Labos > 2 écarts-types

15 % 7 % 11 % 16 % 2 % 16 % -

Nombre de résultats négatifs

0 % 0 % 0 % 2 % 20 % 13 % 97 %

Nombre de résultats positifs

- - - - - - 2 %

Globalement, la majorité des résultats de quantification sont compris dans l’intervalle à plus ou moins 2 écarts-types de la valeur cible. À titre indicatif, on observe que pour l’échantillon CQ14SE + dont le niveau d’expression des transcrits BCR-ABL est à 0.1 %, 87 % des laboratoires ont compris dans l’intervalle de +/- 2 écarts-types de la valeur cible. Pour les trois


échantillons les plus dilués on observe un % de résultats négatifs allant de 2 % à 20 %. L’échantillon négatif (CQ14SF +) a été rendu positif par 1 seul laboratoire.

2.2.3. Alignement des résultats de quantification des transcrits BCR-ABL sur l’échelle internationale

Parmi les 50 laboratoires réalisant la quantification des transcrits majeurs de BCR-ABL, 41 étaient capables d’aligner leurs résultats sur l’échelle internationale : 39 par application de leur facteur de conversion « EUTOS » et 2 par l’utilisation de trousses commerciales calibrées. es valeurs cibles correspondant à la moyenne des valeurs transmises par les laboratoires (après exclusion des valeurs aberrantes par double troncature), les pourcentages de laboratoires ayant rapporté des résultats à +/- 2 écarts types de la moyenne et le pourcentage de résultat négatifs sont rapportées dans le tableau 42.

Tableau 42. Résultats pour la quantification des transcrits majeurs de BCR-ABL après conversion à l’échelle internationale

Échantillon CQ14SD+ CQ14SE+ CQ14SB CQ14SA CQ14SC

Valeur cible (%) 0,5% 0,05% 0,005% 0,003% 0,003%


90 % 95 % 85 % 66 % 83 %


10 % 7 % 12 % 7 % 2 %

Nb. de résultats négatifs

0 % 0 % 2 % 22 % 15 %

On observe que l’alignement des résultats sur l’échelle internationale se traduit par une baisse des valeurs cibles d’un facteur 2. Le pourcentage de laboratoires compris dans l’intervalle de +/- 2 écarts-types de la valeur cible ne varie pas significativement.

2.2.2. Quantification des transcrits mineurs de BCR-AB1

L’objectif de cette évaluation était de mesurer le niveau de performance des laboratoires pour la quantification des transcrits BCR-ABL du type e1a2, sur 3 des 8 échantillons envoyés. Trente-six des 50 laboratoires inscrits ont rendu un résultat. Les résultats sont récapitulés dans le tableau 43.

Tableau 43. Résultats pour la quantification des transcrits mineurs de BCR-ABL1

Échantillon CQ14DB CQ14SD+ CQ14SE+

Valeur cible (%) 56 % 2,7 % 0,3 %

Écart-type (fold change)

1,7x 1,6x 1,8x


77 % 86 % 89 %


23 % 14 % 11 %


Selon les échantillons, la proportion de résultats situés dans la limite de +/- 2 écarts-types de la valeur cible (i.e., moyenne consolidée) est comprise entre 77 % et 89 % (tableau 43). La répartition des résultats des laboratoires montre que les résultats hors limites sont tous inférieurs à la valeur cible, montrant que les laboratoires ont tendance à sous-estimer les valeurs de ratio.


BASES DE DONNÉES : GÉNÉRER DES DONNÉES DE GRANDE VALEUR SCIENTIFIQUE

L’organisation nationale mise en place pour la réalisation des tests moléculaires à l’échelle d’un pays constitue une opportunité unique de générer des données d’une grande valeur scientifique en collectant des données moléculaires en lien avec des données, cliniques, histologiques, thérapeutiques et de suivi des patients.

À cet effet, deux bases de données sont soutenues et financées par l’INCa dans le mélanome et le cancer du poumon.

1. BASE DE DONNÉES DANS LE MÉLANOME : LE PROJET MELBASE

Le projet MELBASE est piloté par le groupe GMFmel (groupe multidisciplinaire français du mélanome cutané). Il s’agit de constituer de façon prospective une cohorte de patients atteints de mélanome de stade III ganglionnaire non résécable et de patients métastatiques de stade IV.

Le projet a été financé en 2011 dans le cadre de l’appel à projets INCa « bases clinicobiologiques ». Mille patients seront inclus prospectivement pendant un an avec un suivi de 3 ans à partir des 26 centres français qui ont donné leur accord. Une base de données clinicobiologiques, la MELBASE, est constituée à partir de cette cohorte. L’objectif est d’adosser une base de données comprenant le suivi clinico-biologico-radiologique de ces patients à une tumorothèque virtuelle. Cette base de données comporte également les résultats moléculaires obtenus par les plateformes de génétique moléculaire. L’objectif est de recueillir dans MELBASE, de façon standardisée, des données sur les facteurs constitutionnels, les facteurs liés au mélanome primitif, les facteurs liés à une atteinte ganglionnaire préalable à l’inclusion, la cinétique tumorale, le stade AJCC (American joint commitee on cancer) à l'inclusion et après les différentes interventions thérapeutiques, des marqueurs sérologiques, le génotypage de la tumeur métastatique (un ou plusieurs sites tumoraux, un ou plusieurs points séquentiels dans le temps), les interventions thérapeutiques (médicales, chirurgicales, radiothérapie et stratégies palliatives) avec évaluation de la réponse, la tolérance, l’impact sur la qualité de vie, les coûts directs, les aspects psycho-socio-économiques avec un questionnaire spécifique, date du décès et sa cause, date des dernières nouvelles.

2. BASE DE DONNÉES DANS LE CANCER DU POUMON : LE PROJET BIOMARQUEURS FRANCE

Le projet BIOMARQUEURS France est piloté par l’IFCT (Intergoupe francophone de Cancérologie Thoracique) en lien étroit avec des représentants des plateformes de génétique moléculaire. L’objectif est de réaliser une analyse descriptive de la prévalence des anomalies moléculaires dont l’analyse systématique a été financée par l’INCa dans le cadre du programme de détection prospectives de biomarqueurs émergents (mutations de sensibilité et de résistance aux ITK de l’EFGR, mutations de KRAS, de BRAF, de HER2, de PI3KCA et translocation d’ALK) et des caractéristiques cliniques associées. Ce projet concerne le recueil de ces données pour


tous les patients bénéficiant au cours d’une année, d’une recherche de mutations de l’EGFR et des biomarqueurs émergents associés. Les objectifs secondaires sont les suivants : analyse du nombre de patients recevant une thérapie personnalisée sur la base d’une

anomalie moléculaire identifiée au travers des plateformes ; corrélation des anomalies moléculaires entre elles (afin de valider ou non le concept de

mutations exclusives) ; corrélations entre les anomalies moléculaires et la décision thérapeutique

(individualisation réelle du traitement ?) ; corrélations entre les anomalies moléculaires et les données de survie. Le projet a démarré fin 2011. Une phase pilote a d’abord été mise en place avec la participation de 3 plateformes pour valider la faisabilité du projet et s’est achevée en février 2012 (figure 106). La phase nationale a démarré en avril 2012, avec la transmission par les plateformes de tous les comptes rendus postérieurs à cette date. Les plateformes incluent chaque patient pour lesquels une demande d’analyse moléculaire est faite en transmettant le compte rendu d’analyses à l’IFCT au moyen d’un numéro de fax ou d’une messagerie électronique sécurisés. Un personnel formé dédié saisit les données des comptes rendus dans une base extranet BIOMARQUEURS France sécurisée. Un courrier postal et un courriel le cas échéant informent le médecin qui prend en charge le patient de l’existence de l’étude, de la nécessité de sa participation au recueil des données cliniques, ainsi que des modalités pratiques de transmission des données (connexion à l’extranet sécurisé pour saisir les données cliniques à l’inclusion et aux suivis à 3 et 12 mois). En octobre 2013, les données de plus de 18 000 patients avaient été collectées (figure 106). 64 % des patients inclus sont des hommes et 36 % des femmes. Parmi eux, on recense 38 % de fumeurs réguliers et 44 % d’anciens fumeurs. L’âge moyen des patients inclus est de 65 ans et est compris entre 21 et 97 ans. L’histologie des tumeurs fait apparaître une large dominance d’adénocarcinomes (76 %).


Figure 106. Évolution du nombre de patients inclus dans la base BIOMARQUEURS France

Les premières données extraites de la base de données permettent de mettre en évidence les altérations génétiques les plus fréquemment observées dans les tumeurs de patients avec un cancer du poumon (figure 107).

Dans la population de patients fumeurs ou ayant fumé, l’altération la plus fréquente est la mutation de KRAS qui est retrouvée chez 31,7 % des patients. Les deux mutations pour lesquelles il existe une thérapie ciblée disponible sur le marché sont observées dans 4,2 % des tumeurs pour le gène EGFR et dans 3,5 % des tumeurs pour la translocation d’ALK. Pour 56,8 % des fumeurs, aucune altération génétique n’a été mise en évidence lors des analyses génétiques.

La fréquence des mutations est très différente dans les tumeurs de personnes n’ayant jamais fumé : des mutations activatrices d’EGFR sont retrouvées dans 33,2 % des tumeurs et la translocation d’ALK a été mise en évidence pour 9,7 % des patients. À l’inverse, des mutations du gène KRAS ne sont observées que dans 9,6 % des tumeurs. Dans l’ensemble, une mutation a pu être identifiée pour 74,8 % des patients ayant bénéficié d’une analyse moléculaire.

Figure 107. Altérations génétiques identifiées

31,7%

4,2%

0,3%3,5%

1,7%1,6%

0,2%

56,8%

KRAS

EGFR act

EGFR res

ALK

PI3K

BRAF

HER2

mutations non identifiées

9,6%

33,2%

3,1%9,7%3,6%1,8%

3,8%

35,2%

fumeurs non fumeurs


PERSONNEL RECRUTÉ SUR LES DOTATIONS ALLOUÉES PAR L’INCA ET LA DGOS

Les dotations reçues par les plateformes depuis leur création sont détaillées en annexe 2. Celles-ci ont permis, entre autres, le recrutement de 138 ETP de personnel non médical. La majorité de ces recrutements concerne des techniciens (92 ETP). Des ingénieurs (32 ETP) et des personnels administratifs ont aussi pu être recrutés (13 ETP) (Fig. 108). Les dotations allouées ont permis de recruter en moyenne 3,5 techniciens et 1 ingénieur par plateforme.

Figure 108. Personnel recruté sur les dotations INCa/DGOS

96

31

9 4 3

92

32

135 4 1

0

25

50

75

100

Nom

bre

d'E

TP

2011

2012


CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Le volume d’activité global a augmenté en 2012 : 171 500 patients ont bénéficié d’un test moléculaire en 2012 contre 154 500 en 2011. Pour 62 500 de ces patients, ces tests ont été effectués dans le cadre de l’accès aux thérapies ciblées. Les plateformes disposent d’un catalogue de 60 tests dont 11 permettant l’accès à des thérapies ciblées disposant d’une autorisation de mise sur le marché. Le nombre annuel d’examens réalisés au sein des plateformes de génétique moléculaire est résumé dans le tableau 44.

De par l’impact des tests moléculaires dans la prise en charge des patients, l’INCa a continué à développer en 2012 un programme d’assurance qualité ayant vocation à préparer les plateformes de génétique moléculaire à l’accréditation selon la norme ISO 15189 qui sera obligatoire à terme. Trois campagnes d’évaluation de la qualité concernant la détection et la quantification de BCR-ABL dans les leucémies, la recherche de mutations d’EGFR dans le cancer du poumon et la recherche de mutations de KRAS dans le cancer colorectal se sont déroulées en 2012 et ont permis de prouver la qualité des analyses réalisées. Un second appel d’offres a été lancé en 2012 pour la réalisation d’une campagne de contrôle qualité pour la recherche de mutations de BRAF dans les mélanomes. Par ailleurs, depuis 2010, l’INCa accompagne les démarches qualité des plateformes par la publication de différents guides de bonnes pratiques relatifs à des questions spécifiques (comptes rendus d’analyses, validation de méthode). Ces documents ont été élaborés par des groupes de travail spécifiques composés de membres des laboratoires des plateformes et pilotés par l’INCa. Tous ces documents sont disponibles sur le site internet de l’INCa35.

Le programme pour la détection prospective des biomarqueurs émergents qui a été mis en place par l’INCa en 2011 est maintenant opérationnel et le retard observé dans l’implémentation de la recherche du réarrangement d’ALK était en voie d’être comblé en 2012. Depuis le début de ce programme, trois nouvelles thérapies ciblées ont obtenu une autorisation de mise sur le marché : le vemurafenib, puis le dabrafenib, pour les mélanomes porteurs d’une mutation V600 de BRAF et le crizotinib pour les cancers du poumon avec translocation d’ALK. Ainsi, 13 801 patients ont bénéficié d’une recherche de translocation d’ALK et 4 629 patients ont bénéficié d’une recherche de mutation de BRAF V600 en 2012, permettant à ceux d’entre eux dont la tumeur porte une altération moléculaire d’avoir accès sans délai à ces nouveaux traitements. Par ailleurs, ce programme permet également de donner accès à des molécules encore en développement via des essais cliniques. Ainsi, 6 essais cliniques sont actuellement ouverts aux inclusions en France pour des patients avec un cancer du poumon et porteurs d’une mutation de KRAS, de PI3KCA, de BRAF ou de HER2. De même, 3 essais cliniques sont ouverts aux inclusions pour des patients avec un mélanome métastatique et porteurs d’une mutation de KIT36. Les actions de l’INCa menées auprès des Centres Labellisés INCa de Phase Précoce (CLIP²) constituent une autre opportunité pour favoriser l’accès des patients à de nouvelles thérapies ciblées.

La possibilité d’accéder à des molécules innovantes via des essais cliniques est amenée à se renforcer encore avec l’implémentation des technologies de séquençage de nouvelle génération (NGS) dans les plates-formes de génétique moléculaire. En effet, suite à une réflexion initiée en 2012, l’INCa a lancé en 2013 un appel à projets visant à mettre en place une phase pilote pour implémenter le NGS à visée diagnostique dans les laboratoires

35 http://www.e-cancer.fr/soins/les-traitements/lacces-aux-therapies-ciblees/les-plateformes-de-genetique-moleculaire-des-cancers 36 http://www.e-cancer.fr/soins/les-traitements/lacces-aux-therapies-ciblees/nouvelles-therapies-ciblees-les-essais-cliniques


d’oncogénétique constitutionnelle et les plateformes de génétique moléculaire. Les travaux d’un groupe de suivi piloté par l’INCa permettront d’assurer, dans les meilleures conditions, le déploiement ultérieur du NGS à visée diagnostique dans l’ensemble des laboratoires. En parallèle, un bulletin de veille sur les techniques de séquençage du génome et leurs applications a été développé par l’INCa et est disponible en ligne.37

Par ailleurs, les plates-formes de génétique moléculaire sont désormais impliquées dans le programme AcSé (Accès Sécurisé aux Thérapies Ciblées) dont l’objectif est de proposer aux patients atteints de cancers et en situation d’échec thérapeutique, des thérapies ciblant les altérations génétiques présentes dans leur tumeur, indépendamment de l’organe concerné. Ce programme se décline ainsi en essais cliniques de phase 2, chaque essai portant sur un seul médicament ciblé, venant d’obtenir une AMM et dont le mécanisme d’action est susceptible de le rendre actif sur des cancers différents. Chaque essai concernera entre 200 et 400 patients selon la fréquence de l’anomalie ciblée dans les différents types de cancers. Le premier essai, coordonné par Unicancer et cofinancé par la Fondation ARC pour la recherche sur le cancer, porte sur le crizotinib et est ouvert aux inclusions depuis juillet 2013.

En apportant une information décisive dans le choix du traitement des patients, les tests déterminant l’accès à une thérapie ciblée ont un impact thérapeutique majeur. Il est donc indispensable de s’assurer de leur qualité afin d’éviter au maximum tout faux résultat qui pourrait limiter les chances du patient ou l’exposer à des effets secondaires inutiles. À cet effet, l’INCa a mis en place pour la première fois en 2012 une campagne d’évaluation externe de la qualité pour les tests théranostique les plus utilisés. Les résultats de cette première campagne sont très satisfaisants, avec un taux d’erreurs d’environ de 0,6 % et 1 % pour le génotypage des gènes KRAS et EGFR respectivement. De même, pour la détection des transcrits de BCR-ABL, tous les 50 laboratoires participants ont pu identifier correctement les variants fréquents de BCR-ABL et seuls 2 laboratoires n’ont pu détecter les variants rares. Ces campagnes d’évaluation de la qualité ont également permis de mettre en lumière les principaux points d’amélioration possibles à l’avenir : qualité des comptes rendus d’analyses et délai de rendu des résultats dans les tumeurs solides ; détection de transcrits variants et limite de détection dans les leucémies. La poursuite de ce programme d’assurance qualité permettra de suivre l’évolution des laboratoires sur ces critères.

37 http://onco-seq.e-cancer.fr


Tableau 44. Récapitulatif de l’activité des plateformes en 2011 et 2012

Localisation tumorale

Biomarqueur

Nombre de patients (nb. d’examens)

en 2011


en 2012

Couverture du territoire

Tumeurs solides

Cancer du sein Amplification HER2 8 545 8 853 Niveau régional

Cancer de l’estomac

Amplification HER2 443 648 Examen de recours

Cancer colorectal Mutation KRAS 17 003 18 568

Niveau régional Mutation BRAF 12 500 15 321

GIST Mutation KIT 944 925

Examen de recours Mutation PDGFRA 880 860

Syndrome de Lynch (HNPCC)

Test MSI 8 393 9 525 Niveau régional

Méthylation MLH1 325 421 Couverture incomplète

Mélanome Mutation de BRAF 3 479 4 629 Niveau régional

Mutation de KIT 1 936 2 716 Couverture incomplète

Cancer du poumon

Mutation EGFR 20 750 22 359 Niveau régional

Translocation ALK 4 543 13 801 Couverture incomplète

Mutation KRAS 17 153 21 102

Niveau régional Mutation BRAF 10 017 16 442

Mutation HER2 7 731 14 537

Mutation PI3KCA 5 329 13 787

Sarcomes Translocations diverses 2 309 2 632

Examen de recours Amplification MDM2/CDK4 1 853 2 092

Neuroblastome Amplification MYCN 338 333 Examen de recours

Gliomes Codélétion 1p/19q 989 936 Examen de recours

Mutations IDH 1 et 2 587 908 Couverture incomplète

Glioblastomes Méthylation de MGMT 970 1 078 Couverture incomplète

Toutes tumeurs solides

CGHarray 662 969 Couverture incomplète



Biomarqueur

Nombre. de patients (nb. d’examens)

en 2011


en 2012


Hémopathies

LMC

BCR-ABL diagnostic

6 677

Niveau régional

Quantification BCR-ABL 13 757

(28 607)

14 006 (30 164)

Mutations ABL 861 836 Niveau régional/examen de recours

Caryotype 1 230 1 363

Niveau régional Anomalies chromosomiques en FISH

395 397

LAL/LAM

Diagnostic



2 275 2 853

Détection de transcrits de fusion par RT-PCR

3 644 2 694

Mutation FLT3 2 336 2 404

Examen de recours Mutation NPM 2 076 2 132

Mutation CEBPA 991 1 030

Mutations autres gènes 1 206 1 860

LAL/LAM

Suivi de la maladie résiduelle

Quantification anomalies chromosomiques

1 091 1 189 Niveau régional

Quantification transcrits de fusion

2 787* 2 801 Examen de recours/Examen de recours

Quantification d’un allèle muté ou hyperexprimé

1 330 1 223

Quantification WT1 2 379 3 236

LAL Clonalité B/T 910 1 168

Examen de recours Quantification IGH - TCR 1 327 1 318

Hémopathies

Chimérisme postgreffe - mise au point

1 005 1 437 Examen de recours

Chimérisme postgreffe - suivi 2 855 2 708

LLC

Caryotype 2 057 2 240 Niveau régional

Anomalies chromosomiques en FISH

2 815 2 937

Mutation somatiques d’IgVH 852 904

Couverture nationale incomplète mais techniques alternatives non moléculaires

Mutations de p53 298 498 Couverture incomplète



Biomarqueur

Nombre de patients

(nb. d’examens)

en 2011

Nombre de patients

(nb. d’examens)

en 2012


Hémopathies

SMP


Niveau régional


398 357

Mutation JAK2 V612F 13 335 16 080

Quantification JAK2 7 768 8 851

Autres mutations 1 959 3 024 examen de recours

SMD



1 430 1 335

Myélome multiple

Caryotype 2 174 2 312 Niveau régional / examen de recours Anomalies chromosomiques

en FISH 3 398 3 802

Lymphomes non hodgkinien


Niveau régional


2 815 3 402

Remaniements spécifiques par RT-PCR

1 348 1 551

Quantification cycline D1 1 025 1 373

Clonalité B/T 10 670

(21 379)

11 932 (25 085)

Couverture nationale incomplète mais techniques alternatives non moléculaires

Hémopathies CGHarray 504 646 Couverture incomplète

Pharmacogénétique constitutionnelle

Pharmacogénétique Mutations DPYD, UGT1A1, TPMT…

5 345 6 718 Couverture incomplète


ANNEXE 1. PLATEFORMES HOSPITALIÈRES DE GÉNÉTIQUE MOLÉCULAIRE DES CANCERS

Alsace CHU - CLCC de Strasbourg - CH de Mulhouse - CH de Colmar Coordonnateurs : Marie-Pierre Gaub et Jean-Pierre Ghnassia Aquitaine CHU - CLCC de Bordeaux - CHU de la Réunion Coordonnateur : Jean-Philippe Merlio Auvergne CHU - CLCC de Clermont-Ferrand Coordonnateur : Andreï Tchirkov Basse Normandie CHU - CLCC de Caen Coordonnateur : Marie-Laure Kottler Bourgogne CHU - CLCC de Dijon Coordonnateur : Laurent Martin Bretagne CHU de Brest Coordonnateur : Valérie Ugo CHU - CLCC de Rennes Coordonnateurs : Thierry Fest et Nathalie Rioux-Leclercq Centre CHRU de Tours – CH d’Orléans Coordonnateur : Jean-Christophe Pagès, Olivier Herault et Serges Guyetant Champagne Ardenne CHU - CLCC de Reims Coordonnateur : Christine Clavel Franche-Comté CHU de Besançon Coordonnateur : Christiane Mougin Haute-Normandie CHU - CLCC de Rouen Coordonnateur : Jean-Christophe Sabourin Île-de-France Institut Gustave Roussy Coordonnateur : Jean-Michel Bidart Institut Curie– CH de Versailles Coordonnateurs : Olivier Delattre et Ivan Bièche AP-HP Coordonnateurs : Michel Marty, Pierre Laurent-Puig, Thierry Molina, Nathalie Rheims

Languedoc Roussillon CHU - CLCC de Montpellier - CHU de Nîmes Coordonnateur : Thierry Maudelonde Limousin CHU de Limoges Coordonnateurs : François Labrousse et Jean Feuillard Lorraine CHU - CLCC de Nancy Coordonnateur : Philippe Jonveaux Midi-Pyrénées CHU - CLCC de Toulouse Coordonnateur : Eric Delabesse Nord-Pas-de-Calais CHU - CLCC de Lille Coordonnateur : Nicole Porchet Pays de la Loire CHU - CLCC de Nantes Coordonnateur : Marc Denis CHU - CLCC d’Angers Coordonnateur : Alain Morel Picardie CHU d’Amiens Coordonnateurs : Brigitte Gubler et Jean-Pierre Marolleau Poitou-Charentes CHU de Poitiers Coordonnateurs : Lucie Karayan-Tapon Provence- Alpes- Côte d’Azur CHU - CLCC de Nice - Coordonnateur : Florence Pedeutour CHU - CLCC de Marseille Coordonnateur : Jean Gabert Rhône-Alpes CHU - CLCC de Lyon Coordonnateur : Jean-Yves Scoazec CHU de Grenoble Coordonnateur : Dominique Leroux CHU de Saint-Etienne Coordonnateur : Lydia Cam


ANNEXE 2 : FINANCEMENTS REÇUS

Sarc

ome

Lym

phom

es

GIS

T

41 0

00 €

365

000

€

15 0

00 €

36 0

00 €

23 0

00 €

16 0

00 €

4 00

0 €

5 00

0 €

42 0

00 €

12 0

00 €

22 0

00 €

354

000

€

90 0

00 €

89 0

00 €

37 0

00 €

170

000

€

95 0

00 €

38 0

00 €

12 0

00 €

195

000

€

1 10

0 00

0 €

Pré

-an

alyt

ique

65 0

00 €

150

000

€

64 0

00 €

45 0

00 €

90 0

00 €

48 0

00 €

129

000

€

76 0

00 €

57 0

00 €

48 0

00 €

76 0

00 €

400

000

€

107

000

€

41 0

00 €

106

000

€

23 0

00 €

88 0

00 €

94 0

00 €

140

000

€

132

000

€

56 0

00 €

55 0

00 €

64 0

00 €

77 5

00 €

92 0

00 €

57 0

00 €

143

000

€

33 0

00 €

2 55

6 50

0 €

Leucé

mie

s

BC

R-A

BL

73 0

00 €

177

500

€

51 5

00 €

61 0

00 €

58 0

00 €

34 5

00 €

66 0

00 €

46 0

00 €

23 0

00 €

52 0

00 €

50 0

00 €

527

000

€

54 5

00 €

26 0

00 €

69 0

00 €

31 5

00 €

55 5

00 €

109

000

€

189

000

€

142

500

€

50 5

00 €

28 5

00 €

78 0

00 €

65 5

00 €

80 0

00 €

36 0

00 €

141

500

€

37 0

00 €

2 41

3 50

0 €

IgH

-TC

R

104

333

€

688

00 €

104

333

€

229

333

€

1 12

6 00

0 €

SMP

JAK

2

37 0

00 €

64 0

00 €

27 0

00 €

27 0

00 €

33 0

00 €

45 0

00 €

45 0

00 €

27 0

00 €

24 0

00 €

23 0

00 €

37 0

00 €

195

000

€

22 0

00 €

52 0

00 €

33 0

00 €

57 0

00 €

87 0

00 €

78 0

00 €

27 0

00 €

49 0

00 €

36 5

00 €

35 0

00 €

30 0

00 €

64 0

00 €

24 0

00 €

1 17

5 50

0 €

Stru

ctu-

rati

on

120

000

€

210

000

€

120

000

€

40 0

00 €

120

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SYNTHÈSE DE L’ACTIVITÉ DES PLATEFORMES HOSPITALIÈRES DE GÉNÉTIQUE MOLÉCULAIRE DES CANCERS EN 2012

Édité par l’Institut National du CancerConception/Réalisation: Institut National du Cancer

Tous droits réservés – Siren: 185512777Illustrations: DR

DÉPÔT LÉGAL JANVIER 2014

RÉF : BILPTFM

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Pour plus d’informationswww.e-cancer.fr

Toutes les informations sur le Plan cancer 2009-2013www.plan-cancer.gouv.fr

Institut National du Cancer52, avenue André Morizet

92100 Boulogne-BillancourtFrance

Tel. +33 (1) 41 10 50 00Fax +33 (1) 41 10 50 20

[email protected]

www.e-cancer.fr

Documents

Synthèse de l’activité des plateformes hospitalières …...l’INCa pour collecter les données moléculaires en lien avec les données épidémiologiques, cliniques, histologiques,