MEMOIRE MASTER ACADEMIQUE Domaine: Sciences de la Nature et de la Vie Filière: Biologie · FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES MEMOIRE

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA

FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES

MEMOIRE

MASTER ACADEMIQUE Domaine: Sciences de la Nature et de la Vie

Filière: Biologie

Spécialité : Biotechnologie Végétale

Présenté par : Melle. KEMASSI Hamida

Thème

Soutenu publiquement le : 04/06/2015

Devant le jury :

Melle MINOUNI Yamina Maitre de conférences B U.K.M Ouargla Présidente

Mme SIBOUKEUR Oumelkheir

Professeur U.K.M Ouargla Promotrice

Mme KHELIL Rahma Maitre Assistante A U.K.M Ouargla Examinatrice

Année universitaire:2014/2015

Essai de production de levure alimentaire cultivée sur moût de dattes

de faible valeur marchande

N° d'ordre: …...........

N° de série: .......….

Je dédie ce modeste travail:

A mes chers parents qu'Allah les garde pour moi sains et

saufs.

A mes sœurs

A mon cher frère pour son aide, et surtout son soutien

moral.

Merci mon frère.

A tout la famille KEMASSI et SOMAA

Au Membres de la direction du commerce de Ouargla et

plus particulièrement Mr. Le directeur BELAIDE

HOUCIN

A mes chères amies

Hamida

Au terme de ce travail, il m’est très agréable d’exprimer mes remerciements les plus

reconnaissants à ma promotrice SIBOUKEUR Oumelkheir, Professeur au Département des

Sciences Biologique de l’Université de Kasdi Merbah Ouargla.

Mes remerciements s’adressent aussi à :

Mademoiselle. MIMOUNI Yamina, Maitre de Conférences B, au Département des

Sciences Biologique de l’Université de Kasdi Merbah Ouargla qui me fait l'honneur de

présider le jury ;

Madame KHELIL Rahma Maitre Assistante A au Département des Sciences

Agronomiques de l’Université de Kasdi Merbah Ouargla d’avoir accepté de prendre part à

l’examen de ce travail ;

A Monsieur le Directeur du CACQE de Ouargla qui a bien voulu

m’accueillir dans son laboratoire ;

Au personnel du CACQE de et plus particulièrement Mr CHIBA

Mohamed, Mme BARI Samia ; Mme KORICHI Meriem ; Mme HACINI Nawal ;

Mme GHERZOULI Fouzia et Mme RAZI Malika

Au Le personnel L’ADE d’Ouargla qui m’a accueillie dans son laboratoire

et plus particulièrement ANBA Chahra et CHIBANI aicha

A tous ceux qui m'ont aidé à accomplir cette tache, soit directement ou

indirectement, je dis: MERCI …

.

.

Résumé :

L’objectif de la présente étude vise la valorisation des dattes d’un cultivar de faible valeur marchande (Tafezouin) et

leurs noyaux par un processus biotechnologique : production de levure alimentaire. Les analyses effectuées ont porté

sur la description morphologique des dattes (taille, longueur, poids, couleur et consistance) et sur la détermination de

leur composition chimique ( teneur en eau, pH, acidité, sucres totaux, sucres réducteurs et protéines). L'analyse de la

composante minérale des cendres de noyaux a été réalisée. Parallèlement, une fermentation en aérobiose a été réalisée

en ensemençant un moût de dattes tafezouine par une souche de levure (Saccharomyces cerevisiae) isolée à partir d’un

échantillon de vinaigre traditionnel de dattes Tafezouin. La production de biomasse, l’évolution du pH , de la teneur en

sucre et le degré alcoolique ont été évalués. Les résultats ont montré que le moût extrait à partir des dattes Tafezouin

était riche en sucres notamment en sucres réducteurs soit 11.06% mais pauvre en protéines soit 0.33% et en cendres

(sels minéraux) soit 1%. Sa complémentation par de l'urée à raison de 2.4 g/l et par les cendres de noyaux de dattes à

raison de 0,4 g/l, a permis de donner une meilleure quantité de biomasse (Saccharomyces cerevisiae) soit 58.54 g/l

avec un rendement de 83.66% . Le moût enrichi par des sels et celui non enrichi ont donné une biomasse soit 56.42

g/l et 46.63 g/l respectivement et un rendement de 37.5% et 78 % respectivement.

Mots clés: dattes, Tafezouin, moût, levure, enrichissement, cendre

ملخص

.الخميرة الغذائية بطرق بيوتكنولوجيةة لتصنيع و كذا نواتها التسويقية القيمة الضعيفة التمور لتثمين طريقة أحسن إيجاد هو الدراسة هذه من الهدف

,pH, المةةا ةنسةة ) الكيميائيةةةالعصةةير المكونةةا و بخصةةو ( القةةوا و الطةةو , الشةةك , الةةو , اللةةو ) الشةةكلية بالمؤشةةرا تتعلةة المنجةة ة التحاليةة

بةالموا ا تةم .الكحةو درجةة و الحيةة الكتلةة التخمةر بعةد وو كذا تم تحلي مكونا فحةم النةواة .(ال روتينا , المرجعة و الكلية السكريا نس ة, الحموضة

و خاللهةا تةم . تةاف وين من الخ التقليدي لتمر المع ولة (Saccharomyces cerevisiae)بالساللة انجا عملية التخمر الهوائي لعصير التمر الم روع

غني تاف وين تمر عصير أ أث تت عليها المتحص النتائج. المنتج والكحو السكر محتوى تقييم الحموضة، درجة تغيرا كمية الكتلة الحية، معاينة ك من

اضةافة . %0تقدر بـ ( المعدنية األمالح)الفحم و %1.00تقدر بـ ال روتينا من يفتقر أنه حين في %00.11و التي تقدر بـ المرجعةخاصة و بالسكريا

Saccharomyces cerevisiae خميةةرة لالكتلةة الحيةة إلنتةا ة جةاحسةةن نتيعطةي ي/غ 1.2 و كةذا فحةم نةةواة التمةر بحةوا /غ 4.2النشةادر بةـحوا

56.42لعصير التمر الذي ليس به مضافا و كذا % 87 بمردودية تقدر بـ/غ 21 63.مقاب 83.66%بمردودية تقدر بـ /غ58.54 .بـتقدر المقدرة .

.على التوالي لعصير التمر الذي أغنية باألمالح المعدنية مردوديةو الالكتلة الحية لك من %37.5 و/غ

.التمور، تاف وين، عصير، الخميرة ،اضافة، فحم نواة التمر, : السر الكلمات

Abstract

The objective of this study is the valorization of dates of low commercial value and their stone by a biotechnological

process: for nutritional yeast production. The carry out analyses interested on the morphological and physiological

parameters (size, length, weight, color and consistency) to the determination of the must chemical composition (water

content, pH, acidity, total sugars, reducing sugars, proteins). The analysis of the mineral component of the stone

ash was carried out. In parallel, an aerobic fermentation was carried by inoculating a Tafezouine dates must by a strain

of yeast (Saccharomyces cerevisiae) isolated from the sample of Tafezouin dates traditional vinegar. the biomass and

alcoholic strength was evaluated. The results showed that the must extract from Tafezouin date is rich in total and

reducing sugars 11.06% but low in proteins 0.33% and ash (mineral salt) 1%. The complementation of Urea at the rate

of 2.4 g/l and the ashes of date stones gives the best production of Saccharomyces cerevisiae species. Indeed, biomass

also 58.54 g/l with a yield of 83.66% is obtained from the enriched mash with date-stone-ash to 0.4 g/l against 46.63

g/l and 78% of the biomass and yield respectively of the unenriched medium and 56.42 g/l and 37.5% of the biomass

and yield respectively of the mineral salt enriched medium.

Keywords: dates, Tafezouin, muste, yeast, enrichment, ash

Table des matières

Introduction ……………………………………………………………….... 1

I- Partie bibliographique

1-1-Levure alimentaire …………………………………………….……..…. 2

1-1-1-Intérêt de la levure alimentaire …………………………………….. 2

1-1-2- Caractères des levures ………………………………….………...… 5

1-1-2-1- Multiplication …………………………………...……………..... 6

1-1-3- Besoins nutritionnels des levures ………………………………...… 6

1-1-4- Physiologie des levures …………………………………………..… 8

1-1-4-1 - Effet de quelques paramètres de la fermentation sur les levures 9

1-1-4-1-1- Effet de l’éthanol sur les levures ……………………….… 9

1-1-4-1-2- Effet du CO2 sur les levures ……………………………… 9

1-1-4-1-3- Effet de la pression osmotique et de l’activité de l’eau sur

les levures ………………………...….…………………. 9

1-1-4-1-4- Effet du pH et de la température sur la croissance des

levures ……………………………………………………. 9

1-1-4-1-5- Effet du glucose sur les levures …………………………... 9

1-1-5 Matières premières servant à la fabrication de levure ………...… 10

1-2- Dattes ………………………………..……………………………….… 12

1-2-1- Composition ………………………………………………………..... 12

1-2-1-1- Fraction glucidique ……………………………………..………. 12

1-2-1-1-1- Sucres ……………………………………………………… 12

1-2-1-1-2- Fibres ………………………………………………….…… 12

1-2-1-1-3- Pectines ………………...…………………………….……. 12

1-2-1-1-4- Cellulose …………………………………………………… 12

1-2-1-2- Protéines et Aminoacides ……………………………………..… 13

1-2-1-3- Lipides ………..………………………………………………… 13

1-2-1-4- Polyphénols …………………………………………………...… 13

1-2-1-5- Vitamines ……………………………………………………….. 13

1-2-1-6- Minéraux ……..………………………………………………… 14

1-2-1-7- Principales enzyme de la datte ………………………………….. 14

1-2-1-7- 1- Invertase …………………………………………...…….. 14

1-2-1-7- 2- Polyphénoloxydase (PPO) ……………………...……….. 14

1-2-1-7-3- Peroxydase ……...…………………………...…………… 14

1-2-1-7-4- Cellulase ……………………………...…………………... 14

1-2-1-7-5- Polygalacturonase et pectinésterase ………...……………. 15

1-2-1-8- Humidité …………………...………………………………….. 15

1-2-1-9- Acides organique …………………...…………………………. 15

1-2-2- Composition de noyaux de dattes ………...….…………………… 16

1-2-3- Classification de dattes …..…...…………………………………… 17

1-2-4- Importance relative des cultivars de la région de Oaurgla ………. 17

1-2-5- Valorisation de la datte ………………………………………….... 18

II- Matériel et méthodes

2-1- Matériel végétale ……………………………………………………….. 19

2-1-1- Dattes ………………………...……………………………………. 19

2-1-2- La mère Vinaigre …………………………………………………. 19

2-1-3- Milieu de culture OGA ……………………………………...…….. 19

2-1-4- Cendre de noyau de datte ……………………………………….... 19

2-2- Méthodes ……………………………………………………………….. 20

2-2-1- Préparation de moût ………………………………………………. 21

2-2-1-1- Lavage …………………………………………………………. 21

2-2-1-2- Dénoyautage …………………………………………………... 21

2-2-1-3- Egouttage et séchage ………………………………………….. 21

2-2-1- 4- Hydratation et broyage ………………………………………. 21

2-2-1-5- Préparation de moût …………………………………………… 21

2-2-2- Isolement, purification et identification de levure ………………. 21

2-2- 3- Préparation de cendres de noyaux de dattes ….………………....... 23

2-2-4- Méthodes analytiques ……………………………………………... 23

2-2-4-1- Analyses physiques et morphologiques ……………………….... 23

2-2-4-2- Analyses biochimiques de moût de datte Tafezouine …………... 24

2-2-4-2-1- Teneur en eau …………………………………………….. 24

2-2-4-2-2- Cendres …………………………………………………... 24

2-2-4-2-3- Dosage de l’acidité ……………………………………….. 24

2-2-4-2-4-Détermination du pH ……………………………………. 24

2-2-4-2-5- Extrait total soluble (T.S.S) …………………………….. 24

2-2-4-2-6- Dosage des sucres dans le moût de dattes

Tafezouine à 24.90Brix ……………………..………….

24

2-2-4-2-7- Dosage des protéines …………………………………….. 25

2-2-4-3- Détermination de la teneur en éléments minéraux de SCND …. 25

2-2-5- Préparation de l'inoculum (préfermentation) ……………………... 26

2-2-6- Culture proprement dite ………………..…………………………. 26

2-2-7- Suivi de la fermentation ………………..…………………………. 28

III- Résultats et discussion

3-1- Caractéristiques morphologiques, physiques et biochimiques de dattes

et de moût de dattes ……………………………………………………. 29

3-2- Analyse de cendres de noyaux de dattes …………..…………………. 32

3-3-Isolement de la souche levurière à partir d’un vinaigre traditionnel de

Dattes Tafezouine ………………………………………………….…... 33

3-4- Cinétique de production de levure ……………………………………... 34

3-4-1- Evolution de sucres …………………………………….…………. 35

3-4-2- Evolution du pH …………………………………………………... 36

3-4-3- Evolution de la biomasse …………………………………………. 37

3-4-4- Rendement en biomasse ………………...………………………… 40

3-4-5- Production d’alcool éthylique ……………………………………. 41

Conclusion ……………………………..…….………………………………. 42

Références Bibliographiques

Annexe

Liste des tableaux

Tableau page

Tableau I: Les vitamines de groupe B leurs principales sources et Besoin

journaliers chez l'adulte ………………………………………………… 4

Tableau II: Rôle des composants chimique du milieu de culture sur le

métabolisme levurier ………………………………………………… 7

Tableau III: Matières premières servant à la fabrication de levure ……………….. 10

Tableau IV: Composition glucidique (g/100g de M.S) de dattes stockées ……… 12

Tableau V: Composition vitaminique de la pulpe de dattes ………………………. 13

Tableau VI: Composition minérale de la pulpe de dattes ………………………… 14

Tableau VII: Teneur en eau de quelques dattes algériennes …………………… 15

Tableau VIII: Modification de pH de Deglet-Nour au cours de son

Développement ……………………………………………………. 15

Tableau IX: Composition en élément minéraux du ND de différents cultivars

(mg/100g) ……………………………………………………………. 16

Tableau X: Constitution des lots expérimentaux de milieu de fermentation en

fonction du type d'enrichissement du moût …………………………... 27

Tableau XI: Caractéristiques morphologiques et physiques de dattes ..................... 29

Tableau XII: Composition physico-chimique de moût de datte Tafezouin ………. 31

Tableau XIII: Besoins en éléments nutritifs de Saccharomyces cerevisiae ……… 31

Tableau XIV: Composition minérale des noyaux (mg/100g de cendres) ………. 33

Tableau XV: Rendements en biomasse ………………………………………….. 40

Liste des figures

Figure page

Figure1: Cycle de vie de la levure de Saccharomyces cerevisiae…………………. 6

Figure 2: Noyau de datte ………………………………………………………….. 16

Figure 3: Procédure expérimentale ………………………………………………... 20

Figure 4 : Technique d’ensemencement sur milieu OGA à partir de solution

mère et des dilutions jusqu’à 10-4

…………………………………….. 22

Figure 5: Schéma de dispositif expérimental utilisé pour la fermentation ……….. 27

Figure 6: Glycolyse, Cycle de Krebs et Chaîne respiratoire chez la levure ………. 35

Figure 7: Evolution de la quantité de sucres ……………………………................ 36

Figure 8: Evolution du pH durant la production de levure ………………………...

37

Figure 9: Evolution de la production de biomasse ……………………………….

38

Figure 10: Poids sec de la biomasse après 48 heures ……………………………...

39

http://fr.wikipedia.org/wiki/Saccharomyces_cerevisiae

Liste des photos

Photo page

Photo 1 : Aspect des dattes cultivar ''Tafezouin'' ………………………………….. 19

Photo 2: Vinaigre traditionnel de datte ……………………………………………. 22

Photo 3: a) Noyau de dattes. b) Noyau de dattes broyé. c) Cendres de noyaux de

dattes ………………... 23

Photo 4: Moût de dattes …………………………………………………………… 30

Photo 5: Aspect des colonies de levure cultivées sur milieu OGA ……………... 33

Photo 6: Observation microscopique des levures G10×40 ………………………... 34

Photo 7: formation de biomasse après 24 heurs …………………………………… 37

Photo 8: détermination de la teneur en alcool au cours de la production de levure . 41

Liste des abréviations

ADP Adenosine di-phosphate

ATP Adenosine tri-phosphate

CACQ Centre Algérien du contrôle de la qualité

CEE Communauté Economique européenne

E.D.T.A Acide Éthylène Diamine Tétracétique

INRAA Institut National de Recherche Agronomique Algérie

KMnO4 Permanganate de potassium

NAD+

Nicotinamide-adinine dinucleotide oxydé

NADH Nicotinamide-adinine dinucleotide réduit

ND Noyau de datte

M.F Matière fraîche

M.S Matière sèche

OGA Gélose glucosé à oxytétracycline

OGM Organisme génétiquement modifie

Pi Phosphatidylinositol

PPO Polyphénoloxydase

SCND Solution de cendre de noyau de datte

T.S.S Taux de matière sèche soluble

Introduction

1

Introduction

a production nationale de levure boulangère (Saccharomyces cerevisiae ) par les

levureris de Oued Smar et Bouchegouf, a été délaissée depuis 2002 à cause du coût de

plus en plus élevé de la mélasse, sous produit de l’industrie sucrière habituellement

utilisée comme source de carbone par la levure. Depuis cette année, l’Algérie recours aux

importations pour satisfaire la demande en pain de la population la facture de ces

importations se chiffre à plus de 100 Millions de $ us/an (ANONYME, 2011).

Parallèlement, Le verger phœnicicole est caractérisé par une diversité génétique

importante, prés de 1000 cultivars ont été récences (HANNACHI et al., 2004). Mais ces

ressources génétiques restent très mal exploitées à l'exception de la variété Deglet-Nour et à

moindre degré la variété Ghars. Parallèlement, les activités agricoles et agro-industrielles

génèrent des quantités importantes de déchets qui peuvent constituer de nouvelles matières

premières pour de nombreuses industries notamment l’industrie agroalimentaire. Par

ailleurs, les noyaux sont soit jetés, soit incorporés dans l’alimentation animale. Leur

valorisation dans l’alimentation humaine reste très faiblement exploitée en dehors de quelques

applications traditionnelles (KHALI et al., 2015).

Face à ce constat, nous nous sommes proposés d’étudier la possibilité d’utilisation du

moût de dattes de faible valeur marchande enrichi avec des cendres de noyaux de dattes en

substitution de la mélasse , pour la production de levure boulangère.

Cette étude a pour objectif, l'utilisation du moût de dattes de faible valeur marchande

(Tafezouin) et essais d'utiliser les cendres des noyaux de dattes, pour l'enrichisse dans le but

de la production de levure alimentaire.

En effet, ces dattes sont riches en sucres qui peuvent être utilisés comme source

carbonée de fermentation pour la production de cette biomasse.

Cette étude s'articule autour de quatre partis:

Préparation de moût à base de dattes de Tafezouin (teneur en eau, TSS, pH, acidité,

teneurs en sucres réducteurs et totaux, teneur en protéines) ;

Enrichissement de moût de dattes par des cendres des noyaux de dattes ;

Production de levures;

Evaluation du rendement.

L

Levure alimentaire Partie bibliographique

4

I- Partie bibliographique

1-1- Levure alimentaire

1-1-1-Intérêt de la levure alimentaire

'' Etant capable de synthétiser les protéines à partir de matières

premières comme les mélasses, certaines levures permettront peut-être

un jour de nourrir l'humanité à bon compte'' écrivait au milieu du XXe

siècle, le pionnier de l'histoire de la pharmacie EUGENE –HUMERT

GUITARD (DELCOURT, 2011).

Par un métabolisme diversifié, les levures occupent une place essentielle dans l'industrie

alimentaire. Elles participent à l'élaboration de nombreux produits alimentaires (panification,

fromagerie, brasserie) et dans la production des enzymes (l'invertase, lactase, lipase et les

amylases) (SIMON et MEUNIER, 1970), du glycérol ainsi que certaines vitamines et

solvants, mais aussi à la revalorisation de déchets agricoles, industriels et à la production des

protéines (SCRIBAN, 1984 cite par BENAOUIDA, 2008). Les biotechnologies et la

recherche biomédicale par exemple exploitent ainsi largement ces microorganismes pour la

production de molécules d'intérêt médical (ex : production de protéines hétérologues, comme

le vaccin de l'hépatite B) (STUART, 2005).

Le rôle, le plus ancien des levures est la fabrication de boissons alcoolisées. Cette

fabrication repose sur la fermentation alcoolique. L'espèce la plus utilisée par l'Homme

du fait de son innocuité est l'espèce Saccharomyces cerevisiae, appelée aussi levure de

bière (BIBEK, 2004).

Dans l'industrie agro-alimentaire; utilisation connue depuis l'antiquité, est la fabrication

du pain (Panification), celle-ci utilise également Saccharomyces cerevisiae (levure de

boulangerie) (SIMON et MEUNIER, 1970).

Les levures participent également à l'affinage des fromages en consommant l'acide

lactique produit par les bactéries lactiques à partir de lactose. Elles contribuent ainsi à

réduire l'acidité du caillé (LEVEAU et BOUIX, 1993). De nombreuses espèces se

rencontrent en fromagerie, les plus fréquentes appartiennent aux genres Kluyveromyces,

Debaryomyces, Pichia, Saccharomyces, Torulopsis, Candida et Rhodotorula

(LARPENT, 1991).

Elles confèrent aux plats un petit goût de fromage ou de viande.


0

Dans l'alimentation animale, elles sont utilisées comme complément alimentaire par

exemple pour favoriser la digestion des animaux (DELCOURT, 2011).

Dans l'industrie cosmétique; elles sont intégrées dans de nombreux produits pour la peau

et les cheveux: masques, shampooings…, on peut d'ailleurs aussi s'en servir pour la

fabrication de cosmétiques maison (masque) (DELCOURT, 2011).

Dans l'industrie pharmaceutique et parapharmaceutique; les ouvriers brasseurs ayant

remarqué que l'ingestion de levures exercent une action favorable sur la furonculose. Les

propriétés bactéricides indirectes des levures ont été utilisées dans les pneumonies et

bronchopneumonies, pour raccourcir la durée de la maladie, dans les infections des voies

génito-urinaires et dans la leucorrhée notamment, au moyen d'injections vaginales de

levure en suspension dans l'eau sucrée. Enfin expérimentalement puis cliniquement, ils

ont appliqué le pouvoir glycolytique des levures au traitement du diabète (BYLA et

PENAU, 1921).

Les levures constituent une source précieuse de protéines car elles sont le siège d'une

biosynthèse protéique (levure-aliment) (SIMON et MEUNIER, 1970).

La levure est l'une de meilleures sources de vitamines du groupe B essentielles à de

nombreux processus métaboliques (tableaux I). Les vitamines du groupe B agissent par

synergie. La consommation de la levure qui les apporte simultanément permet de combler

leurs besoins.


2

Tableau I: Vitamines de groupe B leurs principales sources et besoins journaliers chez

l'adulte (DELCOURT, 2011).

Type de

vitamines Fonctions

Sources Besoins

journaliers

chez l'adulte

mg Nature Quantités

mg/100g

B1

Thiamine

Intervient dans la transformation

de lipides et du glucose en

énergie et dans le stockage des

lipides

- Levure

- Blé

- Noix de macadamia

- Grains de pavot

13.1

2

1.2

0.8

1.4

B2

Riboflavine

Intervient dans la croissance,

réparation de la peau et de tissus

(vitamine de la longévité) et dans

la fabrication de globule rouge

- Levure

- Foie

- Rognons

- Poisson gras

- Brocolis, avocat

3.5

3

2

0.3-0.5

0.2

1.6

B3

Niacine

Fonctionnement de système

digestif, nerveux et circulatoire

Facilite la digestion

Catabolisme des lipides et la

production des acides gras

essentiels aux cellules

- Levure

- Foie

- Viande blanche

- Saumon et thon

40.5

20

15-20

18

15

B5

Acide

pantothénique

Bon équilibre de la peau,

muqueuses, cheveux et des ongles

Production des anticorps.

- Levure

- Les abats

- Saumon

15

3-6

2

10

B6

Intervient dans la synthèse de

certains anticorps et de la

production d'énergie.

Essentielle à un bon équilibre

psychique

Indiqué pour réduire les nausées

de la grossesse

- Levure

- Foie

- Saumon

- Poulet

- Les pois chiche

3.4

1

0.7

0.5

0.1

2


5

Type de

vitamines Fonctions

Sources Besoins

journaliers

chez l'adulte

μg Nature Quantités

μg/100g

B8

Biotine

Bonne santé de la peau, les

cheveux et les muqueuses.

Intervient dans les métabolismes

des graisses et des protéines.

- Levure

- Foie de veau

- Champignon

- Les œufs

100

75

20

12-15

150

B9

Acide

folique

Reproduction correcte de l'ADN

Indiqué pour prévenir les

maladies cardiovasculaires et de

cancer.

Capitale en tout début de

grossesse pour assurer le bon

développement du tube neural

du bébé (tout son système

cérébrale et nerveux) et parvenir

les malformations.

- Levure

- Abats des volailles

- Foie d'agneau ou de

veau

- Légumineuse

630

375-770

330-400

230-270

300

1-1-2- Caractères des levures

Dans la grande famille des levures alimentaires, il existe plus de 350 espèces connues,

regroupées en 39 genres différents (DELCOURT, 2011). Parmi elles on distingue celles dont

l'utilisation est autorisé dans l'alimentation par C.E.E: Kluyveromyces lactis, Kluyveromyces

fragilis, Candida utilis, Saccharomyces carlbergensis, Saccharomyces cerevisiae, Pichia

sp., Hansenula sp…. (LARPENT, 1991).

Ces micro-organismes sont des champignons unicellulaires appartenant à la classe des

ascomycètes (WALKER, 1998). Sur milieu gélosé, les colonies de cette levure sont de

couleur crèmes, légèrement brunâtres, lisses avec des rayures claires (CHAMMAS, 2001).

Elles sont très répandues dans la nature; saprophytes sur les fruits, le nectar de fleurs (milieu

sucrés), dans le tube digestif des animaux et des insectes. Certaines peuvent avoir un pouvoir

pathogène. Elles ont la possibilité de persister libres dans le sol (BOURGEOIS et

LARPENT, 1996).


1

1-1-2-1- Multiplication

La reproduction végétative des levures se déroule généralement par bourgeonnement

quand les conditions sont favorables (figure1), le temps de génération de levure

Sc. Cereviseae est de 1.5 à 2 heures une cellule peut former environ 4 bourgeons. Lorsque le

milieu devient défavorable, les levures cessent de se multiplier par bourgeonnement et

sporulent. (Seule la membrane nucléaire persiste, ce qui aboutit à la formation d'une structure

quadrilobée, l'asque, contenant 4 ascospores (figure 1)) (MEYER et al., 2004).

1-1-3- Besoins nutritionnels des levures

Selon RIVIERE 1975, les levures ont besoin pour leur croissance d’oxygène entre

0.004 et 15 millimoles par litre de milieu par heure, sous forme de bulles d'air. Des sources

organiques de carbone, d’azote minéral ou organique, de divers minéraux, d’une température

et d’un pH adéquats sont également nécessaires. Certaines d’entre elles ont également besoin

d’une ou plusieurs vitamines comme par exemple la thiamine (vitamine B1), la biotine

(vitamine B8), l'inositol (vitamine B7), l'acide pantothénique (vitamine B5) et d’autres

facteurs de croissance. Toutes les levures sont capables d’utiliser le D-glucose, le D-fructose

et le D-mannose. Certaines levures produisent des lipides (Lipomyces starkeyi) d’autres ont

une activité lipolytique.

Figure 1: Cycle de vie de Saccharomyces cerevisiae

Asque

(Cellule sporale) Ascospore

(Type sexuel a)

Cellules

haploïdes de types a

Reproduction

sexuée

Zygote

Reproduction

asexuée

Ascospore

(Type sexuel α)

Cellule diploïde

Cellules haploïdes de

type α

Bourgeonnement

a

α

http://fr.wikipedia.org/wiki/Saccharomyces_cerevisiae


8

Les levures utilisent les substrats carbonés par voie oxydative ou par métabolisme

fermentaire (BELIN, 1988). Ces composés sont considérés comme source d'énergie et de

carbone (HALASZ et LASZTITY, 1991).

Plusieurs substances sont utilisées comme source d'azote tels que les ions ammonium,

les nitrites, les nitrates, les acides aminés, et autres (LEVEAU et BOUIX, 1993).

Divers minéraux sont également nécessaires tels que le phosphore, le soufre, le

potassium, le magnésium, le calcium, ainsi que d'autres éléments sous forme de traces

(RIBEREAU-GAYON et al., 2000) (tableau II).

Tableau II: Rôle des composants chimiques du milieu de culture sur le métabolisme

Levurien (MEUNIER et SIMON, 1969)

Eléments Fonction physico-chimique

Hydrogène Constituant de l'eau et des composants de la cellule

Donneur d'électrons

Carbone

Constituant des composants cellulaires

Donneur d'électrons (respiration)

Accepteur d'électrons (fermentation)

Azote Constituant des protéines, des enzymes et des acides nucléiques

Soufre Constituant des protéines et du coenzyme A

Phosphore Constituant des acides nucléiques, des phospholipides et de certains

coenzymes

Magnésium Cofacteur de réactions enzymatiques (ATP)

Liaison des enzymes aux substrats

Fer Constituant des cytochromes

Cofacteur de réactions enzymatiques

Potassium

Manganèse

Calcium

Cobalt

Cuivre

Molybdène

Zinc

Cofacteurs ou constituants de certaines enzymes

En plus de ces éléments de base, certaines levures exigent pour leur développement la

présence de substances organiques dont la déficience perturbe le métabolisme; ces substances


7

sont appelées “facteurs de croissance”. Les besoins varient quantitativement et

qualitativement suivant les souches. Mais généralement, ces substances sont requises en

faibles concentrations à des fins catalytiques et structurales et non pas comme source

d’énergie (WALKER, 1998). Les facteurs de croissance sont les vitamines, les nucléosides,

les acides gras insaturés et autres (HALASZ et LASZTITY, 1991).

1-1-4- Physiologie des levures

L'importance de la source carbonée (glucose, fructose, mannose…) pour les

champignons réside dans le fait qu'elle fournit le carbone exigé pour la biosynthèse des

différents constituants cellulaires tels que les glucides, les lipides, les protéines et les acides

nucléiques…etc. Son oxydation fournit de l’énergie à la cellule indispensable pour sa

croissance.

La voie de dégradation des glucides, la glycolyse convertit les sucres en pyruvate. Selon

le mode de catabolisme du pyruvate, on distingue deux groupes de levures (SHETTY et al

2006):

a) Aérobies strictes

Les organismes sont incapables d’utiliser le glucose en absence d’oxygène. Par

conséquent, leur métabolisme est exclusivement respiratoire et l’acide pyruvique est oxydé

par le cycle de Krebs. Dans ce groupe, on trouve les genres : Rhodotorula, Rhodosporidium,

Lipomyces, Saccharomycopsis, Gyptococcus, Sporobolomyces et quelques espèces

appartenant à d’autres genres sont aussi à inclure dans ce groupe : Candida famata, Pichia

fluxuum, et Hansenula canadensis (LARPENT, 1991).

b) anaérobies facultatifs

Les organismes sont aéro ou anaérobies, dans ce dernier cas le sucre est métabolisé en

éthanol par fermentation. Durant la croissance en aérobiose, la respiration et la fermentation

contribuent ensemble à la dégradation du glucose. Selon l’importance de ces voies

métabolique deux sous groupes de levures peuvent être distingués:

Levures de type respiratoire: en aérobiose, moins de 30% du glucose est fermenté, il

inclut presque la totalité des genres Pichia et Candida (LARPENT, 1991).

Levure de type fermentaire: en anaérobiose, la majorité du glucose est fermenté (souvent plus de 90%). A ce groupe

appartiennent les genres Saccharomyces, Schizosacchromyces, Brettanamyces et autres espèces

tel que: Kluyveromyces thermotolerans et Kluyveromyces fragilis (LARPENT, 1991).


9

La levure elle-même ne prend pas une partie directe dans le procédé de fermentation,

mais elle sécrète un complexe des enzymes qui agissent sur le sucre et le convertissent en

alcool et gaz carbonique (MATHEWSON, 1980).

1-1-4-1- Effet de quelques paramètres de fermentation sur les levures

1-1-4-1-1- Effet de l’éthanol sur les levures

Selon LEVEAU et BOUIX (1986), toutes les levures ne présent pas la même

sensibilité à l’éthanol. Les plus résistantes sont celles appartenant au genre Saccharomyces

que l’on utilise dans les procédés de fermentation alcoolique pour l’élaboration des boissons

ou la fabrication d’éthanol industriel.

1-1-4-1-2- Effet du CO2 sur les levures

Lorsque la concentration en CO2 du milieu atteint un taux de saturation, la fermentation

s'arrête au bout de quelques heures et la croissance des levures peut être partiellement inhibée

(LAISNE et al. 1972 Cité par BOUZEGAG, 2007).

1-1-4-1-3- Effet de la pression osmotique et de l’activité de l’eau sur les

levures

Selon STUART, (2005) le mouvement d'eau à travers la membrane cytoplasmique est

en relation avec la pression osmotique. L'excès en sel minéraux dans le milieu favorise la

sortie d'eau de la cellule vers le milieu, ce qui provoque la plasmolyse.

1-1-4-1-4- Effet du pH et de la température sur la croissance des levures

L’optimum de pH pour la croissance des levures varie de 4,5 à 6,5 et beaucoup

d’espèces tolèrent de grandes variations de pH. Elles peuvent encore se développer à pH 2,8-

3,0 et à pH 8-8,5. La température de croissance est comprise entre 5°C et 30-37°C. La

température optimale se situe vers 25°C. Dans certains cas, la multiplication végétative a

encore lieu vers 0°C ou légèrement en dessous, mais le taux de croissance est faible

(BOURGEOIS et al ,1988 cité par BOUZEGAG 2007).

1-1-4-1-5- Effet du glucose sur les levures

La concentration critique à laquelle le glucose est métabolisé en éthanol et CO2 en dépit

d’un excès d’air se situe dans l’intervalle 35 à 28 mg/l. Aux environs d’une concentration de

5mg/l en glucose, il y a inhibition de la synthèse des enzymes respiratoires. Le métabolisme

est donc fermentaire quel que soit le niveau d’aération. Ce phénomène est connu sous le nom

"effet glucose" (BOURGEOIS et LARPENT, 1989).


01

1-1-5 Matières premières servant à la fabrication de levure

Quelque soit le milieu dans lequel la levure est introduite, il doit être riche en sucre afin

de permettre la multiplication de celle-ci. A l'échelle industrielle le producteur n'utilise jamais

des produits de qualité supérieure mais, au contraire il utilise des substrats bon marché, très

souvent issus de sous produits de l'industrie agricole. Ainsi il participe a la valorisation des

déchets industriels et crée une valeur ajoutée positive (BOUCHET et al., 2005). Les

principales sources utilisées dans la production de levures sont représenté dans le tableau III.

Tableau III: Matières premières servant à la fabrication de levure (MALEPEYRE, 1875).

Les plantes Composition % de MS

Orge Dextrines

Matières azotées solubles

Amidon

Cendres

6.5

1.258

54.2

2.4

Froment (blé) (leur prix relativement élevé) Sucres

Dextrines

Matières azotées

Amidon

Cendres

1.6

6.2

1.7

50.3

1.8

Seigle (Allemagne) Sucres

Dextrines

Matières azotées

Amidon

Cendres

1.1

5.2

9.53

56.5

2.02

Avoine Sucres

Dextrines

Matières azotées

Amidon

Cendres

0.6

7.1

11.7

64.0

2.02

Sarrasin (hollande) Sucres et Amidon

Matières azotées

Cendres

64.00

13.1

2.5


00

Les plantes Composition % de MS

Maïs

Dextrines

Matières azotées Amidon

Cendres

Matières grasses

4

12.5

67.45

1.1

8.8

Riz Dextrines

Matières azotées

Amidon

Cendres

1

7.05

89.15

0.9

Pomme de terre Amidon

Cendres

20

2

Dattes (HOUBANI et ELDJANOUBI,

2008)

Sucres

Matières azotées

Cendres

73.5

1.97

1.57

Aujourd'hui les céréales venant à manquer, elles ont été remplacées dans la plupart des

cas par la mélasse de betterave (sous produit de l'industrie sucrière) qui est peu couteuse et

riche en sucre. L’utilisation de la mélasse soulève plusieurs problèmes car elle est souvent

chargée en métaux lourds. Les éléments d'enrichissement des milieux (ammoniaque,

phosphate, vitamines synthétiques) sont souvent des produits synthétisé par des OGM. Tous

ces inconvénients justifient la substitution de ce coproduit de l’industrie sucrière par des

sources nutritives moins néfastes, les sous produits du palmier dattier, en l’occurrence.

Dattes Partie bibliographique

04

1-2- Dattes

1-2-1- Composition

Les dattes contiennent la plupart des composés nécessaires pour la croissance de levure,

tels que les glucides, les protéines, les vitamines et les sels minéraux.

1-2-1-1- Fraction glucidique

1-2-1-1-1 Sucres

La datte est de nature glucidique, la quantité de saccharose et de sucres réducteurs

dépend des cultivars et du stade phénologiques de la datte. Les sucres réducteurs (glucose et

de fructose) résultent de l'inversion du saccharose. Une relation existe entre la dureté du fruit

et sa concentration en saccharose. Le fruit devient sec si celle-ci dépasse 20% (tableau IV)

(AATEF et NADIF, 1997).

Tableau IV: Composition glucidique (g/100g de M.S) de dattes stockées

(SAWAYA et al., 1982).

1-2-1-1-2- Fibres

Les fibres représentent de 2 à 4% du poids sec de la pulpe. Ces polysaccharides sont

insolubles, non nutritif et non dégénérées. Elles comportent les pectines, la lignine,

l'hémicellulose et la cellulose. Leur taux diffère selon les variétés (AATEF et NADIF, 1997).

1-2-1-1-3- Pectines

Les dattes à humidité supérieure à 30% contiennent en moyenne 1.04% de pectines, les

dattes demi-molles et les dattes sèche en contiennent en moyenne de 1.75%, 1.51%

respectivement (AATEF et NADIF, 1997).

1-2-1-1-4- Cellulose

La cellulose et l’hémicellulose composent la majorité des membranes cellulaires de la

partie tendre du fruit c'est-à-dire environ 85% du poids du fruit au stade Kimri puis ce

pourcentage diminue jusqu’ à maturation du fruit (AATEF et NADIF, 1997).

Consistance Sucres totaux Sucres réducteurs Saccharose Variété

Dattes sèche 67 37 28,7 Degla Beida

Dattes molle 62,4 57,4 5 Ghars

Dattes sèche 72 28 42,3 Mech Degla

Dattes molle 66,7 60,4 3,4 Arechti ou Hamira


00

1-2-1-2- Protéines et Aminoacides

La datte n’est pas considérée comme une source importante de protéines puisque sa

teneur en ce nutriment varie de 1.5% à 2% (M.F). Toute fois, la chaire et le noyau du fruit

contiennent 4 aminoacides dont le pourcentage est très élevé. Ces aminoacides sont : l'acide

glutamique 398 mg/100g, l'acide aspartique 315 mg/100g, la glycine 301 mg/100g et la

sérine 196 mg/100g (AATEF et NADIF, 1997).

1-2-1-3- Lipides

La teneur en lipides des dattes est relativement faible et ne représente que 0.3% à 1.9%

du poids frais. La plupart de ces lipides se trouvent au niveau de la cuticule et jouent un rôle

protecteur (AATEF et NADIF, 1997).

1-2-1-4- Polyphénols

Ils regroupent principalement les acides phénoliques, les flavonoïdes et les tannins. Leur

taux diminue au fur et à mesure que le stade de développement la datte évolue, leur taux est

minimal dans les dattes matures (EL BOUZIRI et ELIMAM, 2006).

1-2-1-5- Vitamines

Les dattes contiennent les vitamines en quantité variable selon les cultivars et leur

provenance. Il s'agit des caroténoïdes, des vitamines du groupe B et la vitamine C (TableauV)

(YOUSEF et al., 1982).

Tableau V: Composition vitaminique de la pulpe de dattes (APRIFEL, 1997)

Cette richesse de dattes en vitamine peut être s'exploité dans la production de levure

cultivée sur moût de datte.

Taux

(mg pour 100g) Vitamines

2 Vitamine C (acide ascorbique)

0.03 Provitamine A (carotène)

0.06 Vitamine B1 (thiamine)

0.1 Vitamine B2 (riboflavine)

1.7 Vitamine B3 ou PP (nicotinamide)

0.8 Vitamine B5 (acide pantothénique)

0.150 Vitamine B6 (pyridoxine)

0.028 Vitamine B9 (acide folique)

http://www.aprifel.com/fiches,composants.php?comp=26









02

1-2-1-6- Minéraux

La datte est un fruit très intéressant car la pulpe très riche en élément minéraux (tableau

VI) (EL BOUZIRI et ELIMAM, 2006). La teneur en cendres varie entre 1 à 4 % de la

matière fraîche selon les cultivars.

Tableau VI: Composition minérale de la pulpe de dattes (YOUSEF et al., 1982)

Teneur en mg/100g de dattes Sels minéraux

27-70.10

600-1600

20-150

32-170

34-120

0.2-1.9

1.5-1.8

0.5-1.0

0.25-1.0

Sodium

Potassium

Calcium

Magnésium

Phosphore

Cuivre

Fer

Manganèse

Zinc

1-2-1-7- Principales enzymes de la datte

Les enzymes jouent un rôle important dans les processus de transformation au cours de

la maturation de la datte. On en distingue :

1-2-1-7- 1- Invertase

C’est une D-fructofuranosidase responsable de l’inversion du saccharose en glucose et

fructose (SOUICI, 2004).

1-2-1-7- 2- Polyphénoloxydase (PPO)

C'est une métalloenzyme qui contient environ 0.2% de cuivre. Elle est responsable de

l’oxydation enzymatique des polyphénols (HASEGAWA et MAIER, 1980 cité par

ELBOUZIRI et ELIMAM, 2006).

1-2-1-7-3- Peroxydase

Elle existe chez tous les êtres vivants, l’un de ces principaux substrats est le catéchol,

très présent dans la datte. Les peroxydases résistent aux traitements thermiques, et peuvent

développer des flaveurs désagréables aux fruits au cours du stockage (REYNES, 1997 cite

par ELBOUZIRI et ELIMAM, 2006).

1-2-1-7-4- Cellulase

Transforme la cellulose en composés de courtes chaines avec augmentation de la solubilité et

éventuellement la formation de glucose. La teneur en fibre se trouve diminuée (ACHOUR, 2001).


05

1-2-1-7-5- Polygalacturonase et pectinésterase

Transforment les substances pectiques insolubles, ce qui contribue au ramollissement de

datte (ACHOUR, 2001).

1-2-1-8- Humidité

La teneur en eau se classe quantitativement en seconde position après les sucres.

Généralement, quand les fruits sont au stade de croissance rapide, l'humidité est

parvenue au maximum. Ce taux va diminuer ensuite quand l’âge de fruit augmente ;

l’humidité varie selon les cultivars (tableau VII).

Tableau VII: Teneur en eau de quelques dattes algériennes (BELGUEDJ, 1996 et

KEMASSI, 2009).

Les

variétés Amari Abdelazaz Arechti

Degla

Baida Ghars

Deglet

Nour Tafezouin Hamraya

Humidité

(%MF) 28.25 11.48 19.50 17.45 23 24.65 22.37 25.48

1-2-1-9- Acides organiques

L'acidité de la datte est faible, varie entre 2,02 et 6,3 g d'acide/Kg (BESSAS et al.,

2008). Selon MAATALAH (1970), une forte acidité est souvent associée à une mauvaise

qualité. Le taux de l'acidité de la datte est proportionnel à la teneur en eau et donc inversement

proportionnel au degré de maturité. Des travaux réalisés par les mêmes chercheurs sur la

variété Deglet Nour, montrent qu'au cours des différents stades de l'évolution de cette variété,

les acides organiques décelés sont l'acide malique et l'acide acétique. Ils apparaissent et

disparaissent entre le stade Kimri et le début de stade Khalal, puis à partir de ce stade ils se

stabilisent en quantité égale, c'est ce qui est indiqué par le tableau suivant:

Tableau VIII: Modification du pH de Deglet-Nour au cours de son développement

(MAATALAH, 1970).

Stades de

maturation Kimri (bleh vert) Khalal 50% Martouba

Martouba 100%

(Tmar)

pH 5,5 5,7 6 6,2


01

1-2-2- Composition de noyaux de dattes

Il est de forme allongée, plus ou moins volumineux, lisse ou pourvu de protubérances

latérales en arêtes ou ailettes, avec un sillon ventral, Il est entouré d'un endocarpe parcheminé

(figure 2) (LACHEB, 2010).

Figure 2: Noyau de datte (MUNIER, 1973 cité par LECHEB, 2010)

Selon OSMAN et al. (2010) le type de pollen utilisé par les phœniciculteurs influe sur

les caractéristiques morphologiques du noyau. Les études effectuées par AÇOURENE et

TAMA, (1997), ont montré que le poids du noyau de dattes algériennes (Ziban) peut varier

d'un cultivar à un autre de 0.6-1.69 g pour un diamètre de 0.58-1 cm et de longueur de 2.9 à

3.15 cm.

D'après les travaux de KHALI et al. (2014) ont montré que les teneurs des noyaux en

eau, en fibres, en matière grasse, en protéines, en sucres et en cendres des noyaux varient

d’une variété à une autre avec des valeurs moyennes respectives s’étendant dans des gammes

de 6,37 à 12,42% ; 13,54 à 16,27% MS ; 8,72 à 10,39% MS ; 6,51 à 8,59% MS ; 6,02 à 7,41%

MS et 0,80 à 1,08%, le pH des noyaux varie de 5,76 à 6,12.

La teneur en éléments minéraux des noyaux de dattes rapportée par la bibliographie est

variables (tableau IX).

Tableau IX: Composition en élément minéraux du noyau de dattes de différentes cultivar

(mg/100g).

Platat, et al (2014)

Khalas

ABDUL et al. (2013)

Deglet- Nour

LACHEB (2010)

Mech-degla

Calcium Ca 9 38.8 -

Phosphore P 2 68.3 -

Potassium K 1 229 -

Magnésium Mg 12 51.7 42.5

Sodium Na - - -

Zinc Zn 1 - 3.11


08

La composition des dattes en ces éléments nutritifs peut constitue un atout susceptible

d'être exploité dans l'enrichissement de milieu de culture destines à la multiplication de la

levure alimentaire.

1-2-3- Classification de dattes

Les dattes au stade Tamar sont classées en trois catégories selon leur teneur en eau.

Ainsi,

- Les variétés molles : renferment une teneur en eau relativement élevé (supérieur à

30%), elles se caractérisent par une teneur en élevée. Le saccharose y est absent ou en faible

quantité. Elles se conservent aux températures relativement moins basses (ex: Bent Qbala,

Ghars…);

- Variétés sèches : referment moins de 20 % d'eau, une teneur élevé en saccharose et

une faible teneur en sucres réducteurs. La plupart de ces variétés sont utilisées dans la

production de vinaigre et autres… (ex: Kentichi, Mech-Degla…) ;

- Variétés demi-molles : Se situent entre les molles et les sèches. Leur teneur en eau

varie entre 20 - 30%. Elles contiennent un taux de saccharose relativement élevé par rapport à

celui des sucres réducteurs (ex: Horra, Halwa…) (AATEF, 1997).

1-2-4- Importance relative des cultivars de la région de Ouargla

Pour la willaya de Ouargla la production en 2012 est estimée en moyenne à

1.131.301quintaux dont 634.346 quintaux de deglet-Nour, 320.306 quintaux de Ghars et

61.009 quintaux de Degla Baida (ANONYME, 2012).

Les autres cultivars contribuent avec 115.640 quintaux seulement. Dans certaines

compagnes, plus de 50% de la production annuelle est constituée de dattes à faible valeur

commerciale, ainsi que des rebuts, parmi ces cultivars nous pouvons citer: Tafezouin,

Techerwit, Takrmust, Tenesrit, Hamraya, Harchaya, Ali-w-Rached, Bent-Qbala … etc.

Ces cultivars menacées par l'érosion génétiques nécessitent d'être valorisées par voies

technologiques et biotechnologiques.


07

1-2-5- Valorisation de la datte

La datte constitue un substrat de choix pour la production de nombreux produits par

voie technologique et biotechnologique telque: la farine de dattes (BEBBA et DJAFRI,

2002), les pâtes de dattes (TIDJANI, 2006), sirop de dattes (AÇOUREN, 1998),

caramel (AL-OBAIDI, 1987), confitures (EL MUBAREK et OSMAN, 1984), acide

citrique (HOUBANI et ELDJANOUBI, 2008). Acide lactique (BOUDJELAL et NACIB,

2001).

Vinaigre

Les rebuts de dattes et les dattes de faible valeur marchande peuvent être considérés

comme matière première de choix pour la production du vinaigre vue leur richesse en sucres

(TOUZI, 1995).

Le vinaigre de datte ayant une acidité de 8.5% avec un rendement de production de

80%, peut se substituer à celui fabriqué synthétiquement. D'après BOUGHNOU (1988), il

est possible d'obtenir 2 à 2,5 litre de vinaigre titrant 8,5° par Kg de datte.

Levure boulangère

Elle est obtenue par fermentation du mout de dattes, ayant une teneur en sucres

comprise entre 2-3% par Saccharomyces cerevisiae. La température d'incubation est de 28 à

30°C et un pH de 4.5 (SOUICI, 2004).

D'après AL-OBAIDI (1987), il est possible d'obtenir 4.4 g/l de levures sèches par litre

de mout de datte en fermentation discontinue.

Matériel et méthodes

Partie expérimentale

09

2- Matériel et méthodes

2- 1- Matériel végétal

2-1-1- Dattes

Le cultivar de dattes utilisé dans la présente étude est ''Tafezouin‘' (photo 1). Ces dattes

communes ont été récoltées dans les palmeraies au sud-est algérien et plus exactement dans la

cuvette d'Ouargla (Tbaritte, Mehsen, Bamghar et Bouamer), durant la compagne phoenicicole

Octobre-Novembre 2014.

Photo 1 : Aspect des dattes cultivar ''Tafezouin''

Ce cultivar a été choisi pour sa disponibilité et son abondance dans la région et surtout

pour sa faible valeur marchande nécessitant des moyens et techniques de valorisation.

2-1-2- La mère de vinaigre

Source de la souche levurière, elle est prélevée à partir d'un vinaigre traditionnel de

dattes élaboré avec le même cultivar de dattes durant la période novembre décembre 2014.

2-1-3- Milieu de culture OGA

C'est un milieu à oxytétracycline sélectif pour l'isolement des levures et des moisissures.

Il est utilisé pour l'isoler de levure (Annexe 1).

2-1-4- Cendres de noyaux de dattes

Les noyaux de les mêmes dattes sont utilisé sous formé des cendres pour

l'enrichissement du moût en minéraux.



41

2-2- Méthodes

La procédure expérimentale adoptée est schématisée dans la figure 3.

Figure 3: Procédure expérimentale

Inoculation à raison

de 250 ml de préculture/4 l de

moût

Sec

Humide

Poids de la biomasse

pH

Sucres résiduels

Dosage d'alcool

Analyses biochimiques

Cendres

Hydratation à 80°C pendant 3 h

Pulpe

Filtration et Centrifugation

Dattes

(Cultivar Tafezouin)

Lavage, Egouttage, dénoyautage

Conservation de la souche

à 4°C sur milieu gélosé incliné.

Purification par 3

repiquages successifs

Noyaux Vinaigre traditionnel

de dattes Tafezouin

Incinération dans un

four à moufle à 525°C

pendant 8 heures

• Isolement de souches de

levure

• Incubation à 20 - 25 °C/ 5 à

7 jours).

Moût de datte à 20 g/l de

sucre.

Conductivité;

Teneur en: Ca, Mg, Fe, Na,

K ,P

Analyses physico-chimiques

M1:Moût de dattes

non enrichi

M3: Moût de dattes

enrichi avec des

cendres de noyaux en

solution dans l'eau.

M2: Moût de dattes enrichi

avec du :

Sulfate de magnésium: 0,2g/l

Phosphate diamonique: 2,4 g/l

Sulfate d’ammonium: 2,6 g/l

Centrifugation à 3500 tours/minute

pendant 15minutes

Fermentation aérobie à 25°C, pH4.5, + Urée (2.4g/l)

Prélèvement toutes les 24 h

Surnageant Culot



40

2-2-1- Préparation de moût

2-2-1-1- Lavage

A pour but de débarrasser les dattes des grains de sable, de la poussière et de diminuer

la charge microbienne (HOUBANI et ELDJANOUBI, 2008).

2-2-1-2- Dénoyautage

Le dénoyautage est effectué à la main (HOUBANI et ELDJANOUBI, 2008).

2-2-1-3- Egouttage et séchage

Ces opérations ont l'avantage d'éliminer l'eau supplémentaire du lavage pour ne pas

modifier la consistance de la datte.

2-2-1- 4- Hydratation et broyage

A un kilogramme de pulpe de datte, est mis à tremper dans 2.5 litre d'eau distillée

durent 3 heures à 80°C. Le milieu chaud assure une meilleure extraction des sucres.

Le broyage a pour but de maximiser l'extraction des sucres et de rendre le milieu plus

homogène. Le broyage effectué par agitateur électrique qui assure le broyage et

l'homogénéisation de milieu (EL-OKAIDI, 2002).

2-2-1-5- Préparation de moût

Le jus extrait est filtré à travers un gaze, puis on le centrifugé à 3500 tours/minutes

pendant 15minutes. Le surnageant constitue le moût clarifié. On ajuste le pH à 4.5 et on

stérilise à 120°C pendant 20 minutes à l’autoclave (MOSIER et LADISCH, 2009). Ce moût

est enrichi avec de l'urée à raison de 2.4 g/l. L'urée, source d'azote est indispensable à la

biosynthèse des protéines des levures nécessaires à la multiplication cellulaire ainsi qu'à la

biosynthèse des protéines pariétales indispensables au transfert des sucres à l'intérieur de la

cellule).

2-2-2- Isolement, purification et identification de levure (norme Algérienne

N°12.95.62.):

''La mère de vinaigre traditionnel'' (Photo 2) contenant des levures et des bactéries. Un

milieu sélectif doté de propriétés antibactériennes et si possible antifongiques. La technique

d’isolement consiste à prélever 0,1 ml de surnagent de la mère de vinaigre et 0,1 ml des

dilutions décimales (Figure 4) et à l’aide d’une pipette pasteur, ensemencer en surface un

milieu OGA coulé dans une boite de Pétri. Les boites sont incubées à 20 °C, de 3 à 5 jours

(CACQ, 1962).



44

La purification des souches est assurée par un isolement successif sur milieu OGA. Des

colonies issues des derniers isolements sont ensemencées sur des boites pétri par plusieurs

repiquages pour vérifie la pureté de la souche. La conservation des souches est effectue par

des repiquages sur des tube à gélose incliné en milieu solide.

L’observation des caractères culturaux permet de désigner la pureté des souches.

L’examen microscopique est réalisé à partir des colonies suspectes isolées sur milieu de

culture précédent.

L’identification s'est effectuée sur une souche en culture pure préalablement isolée sur

un milieu gélosé pour levure. Les critères d’identification de levure sont répartis en trois (03)

groupes :

Caractéristiques culturales: elles font appel à la taille, la forme et la pigmentation des

colonies de levures (LARPENT, 1991).

Caractéristiques morphologiques des cellules végétatives : d’après des préparations

microscopiques effectuées entre lame et lamelle à partir de cultures en milieu liquide.

L’observation microscopique utilisée des préparations à l’état frais au grossissement x10

puis x40 (LARPENT, 1991). L’étude microscopique permet de définir la forme soit

sphérique, ovoïde, allongée ou la taille des cellules en milieu liquide et sur milieu solide;

Caractéristiques sexuelles: elle est déterminé par le mode de reproduction végétative par

scissiparité ou bourgeonnement et dans le cas le nombre et la position (polaire, latérale) du

(ou des) bourgeon (s) sur la cellule mère (LARPENT, 1991). Elle s'effectuée par examen

microscopique.

Photo 2: Vinaigre traditionnel

de datte

Figure 4 : Technique d’ensemencement sur

milieu OGA à partir de solution

mère et des dilutions jusqu’à 10-4

9 ml d’eau physiologique

0.1 ml

01 ml



40

2-2- 3- Préparation de cendres de noyaux de dattes

(Norme Algérienne NA.717)

Les noyaux obtenus après dénoyautage sont finement broyés (à l'aide d'un broyeur), la

masse broyée est mis dans des capsules en porcelaine puis incinérés dans un four à moufle à

environ 550± 5°C pendant 8h jusqu'à obtention d'une couleur gris claire ou blanchâtre.

Les cendres obtenues sont solubilisées dans l'eau distillée puis filtrés pour éliminer les

résidus non solubles dans l'eau ce qui nous donne une solution ''SCND'' qui sera subis le reste

des manipulations (photo 3).

2-2-4- Méthodes analytiques

2-2-4-1- Analyses physiques et morphologiques

Les analyses physiques et morphologiques effectuées sont les suivantes :

a/ Couleur: déterminée visuellement selon des fiches établies au niveau de la station INRAA

Touggourt et s’en aident d’un personnel expérimenté et qualifié (Annexe 2) (ANONYME,

2006).

b/ Consistance: déterminée en touchant les dattes (molles, demi-molle, et sèches) suivant des

fiches établies au niveau de la station INRAA de Touggourt et s’en aident d’un personnel

expérimenté et qualifié (Annexe 2) (ANONYME, 2006).

c/ Longueur et diamètre du fruit de la datte: On prend 40 dattes dont on mesure la

longueur et le diamètre. La valeur moyenne est considérée.

d/ Poids de pulpe et de noyau de dattes: 40 dattes sont dénoyautés et les pulpes et noyaux

pesés. Les valeurs moyennes sont considérées.

e/ Forme: déterminée visuellement selon des fiches établies au niveau de la station INRAA

Touggourt et s’en aident d’un personnel expérimenté et qualifié (Annexe 2) (ANONYME,

2006).

a b c

Photo 3: a) Noyau de dattes, b) Noyau de dattes broyé, c) Cendres de noyaux de dattes



42

2-2-4-2- Analyses biochimiques de moût de dattes Tafezouine

2-2-4-2-1- Teneur en eau

La teneur en eau est déterminée par dessiccation de moût de dattes dans une étuve à

105°C durent 24 heures (BRIKI et ZITOUNI, 2013).

2-2-4-2-2- Cendres

Les cendres sont obtenues par incinération de moût de dattes dans un four à moufle à

une température de 600°C pendant 1 heure (BRIKI et ZITOUNI, 2013).

2-2-4-2-3- Dosage de l’acidité

10 ml de moût sont complétés jusqu'au 100 ml avec de l'eau distillé, puis on procède

directement au titrage avec NaOH 0.1N en présence de la phénophtaléine comme indicateur

coloré (A.O.A.C, 1975).

2-2-4-2-4-Détermination du pH

La détermination du pH des solutions s'effectue dans nos conditions par une lecture

directe à l'aide d'un pH-mètre préalablement étalonné de type ''Testo 206''.

2-2-4-2-5- Extrait total soluble (T.S.S)

Il est convenu d’appeler indice réfractométrique (IR) ou degré Brix, le pourcentage de

matières sèches solubles contenues dans le moût et mesurées par réfractométrie.

Après filtration et homogénéisation, verser quelques gouttes de jus sur le prisme du

réfractomètre et tourner l’appareil vers une source de lumière. La lecture se fait sur l’échelle

de l’oculaire, à l’intersection des zones claire et sombre (SIMON et VILBOIS, 1981).

Le réfractomètre à main utilisé corrige automatiquement la température.

2-2-4-2-6- Dosage des sucres dans le sirop des dattes Tafezouine

à 24.9° Brix )

La défécation:

Dans une fiole jaugée nous transvasons 100ml de moût et nous ajoutons 10ml

d'acétate basique à10% (élimine la fraction protéique).

On agite et on filtre aidé d’un aspirateur sous vide, l'excès de plomb est éliminé en

ajoutant environ 1g de carbonate de sodium (Na2 CO3) dans le filtrat. On refiltre et on obtient

le jus (j) (AUDIGIE et al., 1984).



45

2-2-4-2-6-1- Dosage des sucres réducteurs initiaux

On prélève 10ml du jus (j) que nous ajustons jusqu’ à 250ml, on obtient un jus (j1).

Le dosage est effectué par la méthode de Bertrand cité par AUDIGIE et al., (1984)

(Annexe 3).

2-2-4-2-6-2- Dosage des sucres réducteurs totaux

La méthode utilisée est celle de CLERCET (AUDIGIE et al., 1984). Elle consiste à

prélever 50ml de jus (j) et l'additionner de 5 ml d'HCl pur à 20%. La fiole contenant le tout est

portée au bain marie de telle sorte que le liquide atteigne 70°C en 12 minutes, on laisse

refroidir à 40°C puis à 20 °C et on agite bien le tout et on ajuste à 55ml. On prend 10ml de jus

(j) inverti et on fait le dosage des sucres réducteurs comme précédemment.

2-2-4-2-6-3- Teneur en saccharose

Teneur en saccharose en %= (SRT –SRI) 0.95

SRI (sucre réducteurs initiaux)

SRT (sucres réducteurs totaux)

2-2-4-2-7- Dosage des protéines

La teneur en azote protéique est exprimée sous forme de pourcentage en masse.

Principe

Précipitation des protéines d'une prise d'essai par addition de solution d'acide

trichloroacétique, de sorte que la concentration finale de l'acide trichloroacétique dans le

mélange soit d'environ 12%. Séparation du précipité de protéines par filtration (le filtrat

contient l'azote non protéique), la détermination de la teneur en azote du filtrat par le

mode opératoire décrit dans la méthode de détermination de la teneur en azote dans le

moût de datte (Annexe 5).

2-2-4-3- Détermination de la teneur en éléments minéraux de SCND:

La détermination des éléments minéraux de la solution de SCND s'effectue par les

méthodes suivant:

le Ca, Mg (NA 2482, 1973, conformément aux ISO 6058 et 6059), Nous nous limiterons

aux dosages utilisant l’E.D.T.A (acide éthylène diamine tétracétique), l'ion

éthylènediamine tétracétate (Y4-

) donne avec de nombreux cations des complexes très

stables, mais en général incolore. Aussi doit-on utiliser un indicateur de fin de réaction

pour mettre en évidence la fin du dosage par l' E.D.T.A : le noir d'Eriochrome T sera

utilisé pour doser les ions Ca2+

et Mg2+

. Cette indicateur en solution aqueuse, dépend du



41

pH, il est bleu lorsque le pH est voisin de 9 , pourpre en milieu nettement basique (pH >

12) et rose pâle en milieu nettement acide (pH < 5). En solution dans l'éthanol, cet

indicateur est rose violacépar une titrage avec l' E.D.T.A.

Fe s'effectue par HACH méthode de ferrover cette méthode se basée sur l'utilisation de

l'Hach programmé à 265 Fer, FerroVer. par l'utilisation de réactif de Fer, FerroVer avec la

SCND on effectue la lecture directe sur l'HACH.

Na, K (ISO 9964/3) la détermination se réalise par photométrie à flamme cette méthode se

base sur un réglage préalable de l'appareille à l'aide des solutions étalon de Na+ ou de K

+

(selon le cas) à 10 mg/l en suit on passe à l'échantillon SCND jusqu'à ce que la valeur

affichée sur l'écran soit stable (trois essais sont effectues) les résultats sont donnés

directement en mg/l.

P (ISO 6878) s’effectue par spectrophotomètre, cette méthode se base sur la formation en

milieu acide d’un complexe avec le molybdate d’ammonium et le tartrate double

d’antimoine et de potassium. Réduction par l’acide ascorbique en un complexe coloré en

bleu qui présente deux valeurs maximales d’absorption l’une vers 700 nm, l’autre plus

importante à 880 nm.

2-2-5- Préparation de l'inoculum (préfermentation)

Les souches entretenues sur milieu gélosé incliné subissent une réactivation sur milieu

de préfermentation (Annexe 6).

Dans un Erlenmeyer de 500 ml, nous mettons 100 ml de milieu de préfermentation

stérilisé à 120°C pendant 15 à 20 minutes, puis ensemencé à l’aide d’une anse à

ensemencement et l'incubation se fait à 30°C pendant 24 heures (ANONYME, 2006).

L'objectif de la préfermentation est de développer une forte population de levures (EL-

OKAIDI, 2002).

2-2-6- Culture proprement dite

Après incubation, on va transformer 250 ml de solution de préfermentation dans un

1litre de moût. L'inoculum est transféré dans des Erlenmeyer de 500 ml rempli au 1/2 de sa

capacité (tableau X).

Quatre (04) lots de milieu sont préparés selon le tableau:



48

Tableau X: Constitution des lots expérimentaux de milieu de fermentation en fonction du

type d'enrichissement du moût

N° lot Traitement Quantité

1

Témoin

un milieu témoin non enrichi par les éléments minéraux 9 erlenmeyer × 250 ml

Ensemencement 25% v/v

2 un milieu enrichi par des sels minéraux synthétiques:

Sulfate de magnésium (MgSO4): 0,2 g/l

Phosphate diamonique ((NH4)2HPO4): 2,4 g/l

Sulfate d’ammonium ((NH4)2SO4 ): 2,6 g/l

9 erlenmeyer × 250 ml


3 un milieu enrichi par 0.4 g de cendre de noyau de dattes 9 erlenmeyer × 250 ml


4 un milieu enrichi par 0.6 g de cendre de noyau de dattes. 9 erlenmeyer × 250 ml


Pour chaque type de milieu on a réalisé trois Erlenmeyer pour assurer le suivi de la

fermentation toutes les 24h.

Les Erlenmeyers sont transféré à un bain mari de 25°C - 30°C en aérobiose durant 72

heurs (figure 5) l'agitation du milieu est manuelle tout les 2 heures.

(1)

(2)

(3)

(4)

(5)

(6)

(7)

(8)

(1) Diviseur

(2) Alimentation en oxygène

(3) Conduite de sortie des gazes de fermentation.

(4) Thermomètre. (5) Milieu de fermentation.

(6) Eau + charbon actif.

(7) Thermostat

(8) Bain thermostaté.

Figure 5: Schéma du dispositif expérimental utilisé pour la fermentation.



47

2-2-7- Suivi de la fermentation

Chaque 24 heures on récupère un Erlenmeyer représentant de chaque type du milieu de

fermentation qu'on centrifuge à 3500 tours/minutes pendant 15 minutes, on récupère le

surnageant pour doser les sucres résiduaires, le degré alcoolique et le pH ainsi que le culot

qu'on lave deux fois avec l'eau avec l'eau distillée stérilisée. On centrifuge à chaque lavage, on

pèse le culot pour déterminer le poids en biomasse en matière fraîche puis en matière sèche

dans une étuve à 75°C durant 18-24 heures pour déterminer le poids en biomasse en matière

sèche.

La détermination du pH et le dosage de sucres totaux sont réalisés selon les protocoles

décrits précédemment dans les analyses biochimiques. Le degré alcoolique (d) correspond au

volume d'éthanol pur (alcool) en ml présent dans 100ml du jus fermenté; sa détermination

s'effectue par une lecture directe sur un alcoomètre de type ''Assistent''.

Le rendement de métabolites ''y'' est déterminé par le rapport entre la biomasse produite

et le sucre consommé par la levure de Saccharomyces sp, exprimé par:

Af : Biomasse final

Ai: Biomasse initial

Sf : Sucre final

Si : Sucre initial

Résultats et discussion


49

III-Résultats et discussion

3-1- Caractéristiques morphologiques, physiques et biochimiques des dattes

Le tableau XI regroupe les principales caractéristiques des dattes utilisées dans cette

étude.

Tableau XI: Caractéristiques morphologiques et physiques de dattes

Il s’agit d’une datte demi-molle et de couleur brune, avec une forme allongée. La taille

des dattes est de 3.75 cm±0.27. Le poids de datte entière et celle du noyau est respectivement

égale à 8.643 g±0.35 et1.138 g ±0.01.

Ces résultats différents de ceux obtenus durant la compagne phoenicicole 2008, bien

que les dattes soient récoltés à partir des mêmes palmeraies (KEMASSI, 2009). Cette

différence est probablement liée au climat (entre l'année 2008 et 2014) qui aurait agit sur la

physiologie et la morphologie des dattes. De plus la conduite du palmier durant l'année 2008

était meilleure par rapport à celle de l'année 2014, surtout du point de vue irrigation.

La couleur des dattes a une influence sur celle du moût qui en résulte (photo 4). Plus les

dattes sont foncées plus le moût est sombre.

Couleur Consistance Forme

Longueur

de la datte

en (cm)

Diamètre de

la datte en

(cm)

Poids de la

datte en (g)

Poids de la

pulpe en (g)

Poids du

noyau en (g)

Brune Demi-molle Allongée 3.75±0.27 1.45±0.1 8.643±0.35 7.496±0.21 1.138±0.01



01

Photo 4: Moût de dattes

La composition physico-chimique du moût de dattes est reportée dans le tableau XII.

Tout processus métabolique microbien est lié à la qualité du milieu de culture utilisé.

Par conséquent, une caractérisation physico-chimique du moût est indispensable avant de

procéder à une fermentation. Les résultats obtenus montrent que la teneur en eau de moût,

égale à 82.54 % convient pour la conduite d’une fermentation

Concernant la teneur en sucres totaux, cette dernière est de 13.20%, ce qui représente

128.4g/l. Ces résultats sont comparables à ceux rapportés par OULED HADJ BRAHIM

(1995), soit 11.87 % de sucres totaux pour l'Hchef. Mais inférieur à celle de BOURAS et al.

(2006) travaillant sur les variétés Tinissine et Rebut de Deglet-Nour soit 19.38% et 15.2%

respectivement de sucre totaux.

Par ailleurs, on remarque que ce milieu est riches en sucres réducteurs (fructose et

glucose), soit 11.06%. Par contre, il est faiblement pourvus en saccharose soient 2.19%.

D'après le tableau XIII qui donne les besoins nutritionnels Saccaromyces cerevisiae, les

sucres du moût de dattes sont en mesure de couvrir ses besoins nutritionnels. Toutefois, il est

nécessaire de diluer le mout à 20 g/l pour faciliter leur assimilation par la levure.



00

Tableau XII: Composition physico-chimique de moût de datte Tafezouin.

Teneur

en eau%

Taux de

solides

soluble

°Brix

pH Acidité

en g/l

Cendres

en %

Teneur en

protéines

en %

Teneur en

saccharose

en %

Teneur

en sucres

réducteurs

en %

Teneur

en sucre

totaux en

%

82.54 24.6 4. 98 2.8 1 0.33 2.09 11.06 13.20

Tableau XIII: Besoins en éléments nutritifs de Saccharomyces cerevisiae ( Al-OBAIDI,

(1987)

Etant donné les teneurs en sucres (soit 128.304 g/l), en protéines (soit 3.20 g/l) et en

cendres (soit 1 %) du mout de dattes, ce dernier est de nature à couvrir seulement les besoins

de la levure en sucres.

Concernant les besoins de la levure en protéines, les résultats obtenus montrent la

nécessité de l’enrichissement du milieu de culture avec de l'urée comme source d’azote.

Le pH du mout (pH 4.98) et son acidité (2.8 g/l), ne permettent pas un bonne

croissance de la levure d’où nécessité de l’ajout d’acide sulfurique H2SO4 (BASANTA,

2012).

Le taux de cendres du moût (1%) est faible ne peut pas couvrir les besoins de la levure

qui sont porté par MALEPEYRE (1875) de l'ordre de 8.5 %. L'enrichissement de ce milieu

de culture par les éléments minéraux est par conséquent indispensable. Ces résultats est

comparable à celle de BOURAS et al. (2006) travaillent sur les variétés Tinissine et Rebut de

Deglet-Nour soient de 1.66% et 1% respectivement. Et nettement supérieur à ZITOUNI

(2013) soit de 0.3% pour la variété Ghars.

Eléments

nutritifs

Sucres (Carbone)

Protéines P Cu2+

Fe2+

Zn2+

Mn2+

Mg2+

K+

Ca

2+

Besoin par

litre de milieu

de

fermentation

20 g 25 g 2.2-3.60

g 0.02 mg

1 mg

0.4 mg

0.7 mg

450 mg

2400 mg

1500 mg



04

En résumé, l’analyse des résultats obtenus montre que le moût de dattes renferme des

quantités en sucres nettement supérieures aux besoins de la levure. En outre, le moût de dattes

renferme des sucres fermentescibles (glucose et fructose) directement assimilables par la

levure.

Enfin, l’analyse biochimique de moût de dattes permet de dire que ce dernier peut

constituer un milieu de fermentation de bonne qualité.

3-2- Analyse des cendres de noyaux de dattes

Les résultats des éléments minéraux sont mentionnés dans le tableau XIV

Les noyaux de dattes renferment une teneur en cendres égale à 7.7%.

La teneur en cendres rapportée par LECHEB (2010), dans une étude effectué sur la

variété Mech-Degla est beaucoup plus faible (1.2 %).

La teneur en fer est égale à 2.6 mg/100 g. Cette valeur est inferieure à celle trouvée

par LECHEB (2010), mais elle est comparable à celles de trouvées pour deux variétés de

dattes tunisiennes 'Deglet Nour et Allig) qui sont de 2.3mg/100g et 2.21mg/100g

respectivement (BESBES et al., 2004 cités par LECHEB , 2010) .

Le potassium se trouve dans les noyaux de dattes avec une teneur de 2200 mg/100 g.

Cette valeur est plus élevée que celle rapportée par ABDUL AFIQ et al. (2013) (soit 229

mg/100 g ) pour la variété Deglet- Nour.

Les teneurs en Calcium et en Magnésium des noyaux de dattes (384.6mg/100g et 145.8

mg/100g respectivement) sont supérieures à celles trouvées par ABDUL AFIQ et al. (2013)

(soit 38.8 mg/100g et 51.7 mg/100g respectivement) pour la variété citée précédemment.

La teneur en sodium égale à 60 mg/100g représente une valeur non négligeable.

Le phosphore se trouve dans les noyaux de dattes avec une teneur de 2200 mg/100 g.

Cette valeur est plus élevée que celle rapportée par ABDUL AFIQ et al. (2013) (soit

68.3mg/100 g ) pour la variété Deglet- Nour.

Cette différence de résultat est due au fait que le palmier est un plant dioïque donc la

différence des noyaux est due essentiellement à la différence des pollens utilisé par les

phoeniciculteurs et au cultivar lui même.



00

Tableau XIV: Composition minérale des noyaux (mg/100g de cendres)

Eléments minéraux Ca2+

Mg2+

Fe2+

Na+

K+

P

Teneur (mg/100g de

cendre) 384.6 145.8 2.6 60 2200 649

Par rapport aux besoins en éléments nutritifs de la levure (tableau XIII), les résultats

obtenus sont de nature à suggérer que les cendres des noyaux de dattes sont intéressantes pour

l’enrichissement du moût de dattes.

3-3- Isolement de la souche levurière à partir d’un vinaigre traditionnel de

dattes Tafezouine

Suite à la lecture des différentes boites ensemencées sur milieu OGA à l’oxytétracycline

pour favoriser le développement des levures en inhibant celle des bactéries, Après 48 heures

d’incubation à 30°C, les aspects suivants des colonies ont été notés :

Couleur et aspect : crème et brillantes et lisses.

Forme : convexes

Absence de pigmentation.

Ces différentes caractéristiques de la morphologie des levures est remarquable

pour les différentes dilutions des levures (photo 5 )

a) Dilution 10-4 b) Dilutio 10-3

A b

A dilution 10-4

B dilution 10 3-

Photo 5: Aspect de colonies de levures cultivées sur milieu OGA.

B



02

L’examen microscopique des souches de levures prélevées des différentes

colonies, au grossissement 10×40, laisse apparaître des levures de forme ronde. Elles

se groupent en amas, mais aussi en chaînette ou en paires sous forme de

bourgeonnement. Il semble en reproduction végétative d’où une multiplication intense.

De même les levures se montrent sous formes isolées comme le montre la photos 6.

Photos6: Observation microscopique de levures G10×40

Ces résultats sont comparables à celle trouvé par BOUZEGAG, (2007) qui a rapporté

les mêmes résultats pour d'isolement de levure à partir du vinaigre traditionnel produit par les

variétés (Degla-Beyda, Hamraya, Hchef Deglet-Nour) de Touggourt et de Ghardaïa.

Selon BACHA, (2008) et BOUZEGAG, (2007) ses caractéristiques sont celles des

levures. Ces microorganismes saprophytes sont responsables de la transformation des sucres

en éthanol au cours de fabrication du vinaigre et par conséquences ces levures sont celle de

Saccharomyces cerevisiae.

(1) Levures isolées

(2) Levures en Bourgeonnement

(3) Levures groupées en amas

(4) Levures groupées en chaînette

(1) 555555dg5

5

(2) 55

(3) 55

(4)



05

La production d'alcool et de l'acide acétique par la suite donne à la solution un effet

antiseptique. Nous avons en effet, constaté une absence totale d’autres champignons dans le

milieu d'isolement de la levure.

3-4- Cinétique de production de levure

Les deux paramètres essentiels qui nous renseignent réellement sur l’évolution de la

production de biomasse sont l’assimilation des sucres et la production de biomasse.

On peut détecter un effet positif de l'enrichissement du moût de dattes en minéraux

provenant des noyaux ou sous forme des cendres dissous dans l'eau (figures 7 à 9).

3-4-1- Evolution des sucres

La multiplication de levure nécessite la consommation des sucres du milieu de culture

(figure 6).

Figure 6: Glycolyse, Cycle de Krebs et Chaîne respiratoire chez la levure

L’allure des courbes de l’assimilation des sucres est la même pour les quatre lots

expérimentaux (figure 7).

Les levures en milieu aérobie utilisent l'oxygène injecté dans le milieu comme accepteur

final d'électron. Il se forme alors 6 molécules d’H2O et 6 molécules de CO2 par molécule de

glucose. Ce métabolisme sert à produire 38 molécules d'ATP (adénosine tri-phosphate),

source d'énergie de la cellule. La respiration cellulaire se déroule en 3 grandes étapes :



01

La glycolyse, le cycle de Krebs et la chaîne de transport des électrons, liée à la

phosphorylation oxydative (figure 6).

La figure 7 indique que la consommation des sucres par la levure dans les trois lots de

milieux enrichis (lots 2 ; 3 et 4) est supérieure à celle du lot témoin (lot 1). Ce qui est de

nature à suggérer que l'enrichissement accélère la vitesse des réactions de façon appréciable.

Après 72 heures, la dégradation des sucres est presque totale pour tous les lots

puisqu’elle passe de 20 g/l à 4.57g/l, 1.82 g/l, 1.51g/l et 1.51 g/l respectivement pour les lots

1,2 3 et 4.

3-4-2- Evolution du pH

La détermination du pH est essentielle pour le contrôle d'une fermentation microbienne.

Sa variation nous renseigne sur l'activité métabolique de la microflore. Les résultats obtenus

sont représentés dans la figure 8.

0

5

10

15

20

25

0 heure 24 heures 48 heures 72 heures

lot 1

lot 2

lot 3

lot 4

Figure 7: Evolution de la quantité de sucres

Durée

en heures

Sucr

es r

ésid

uel

s g/l



08

Au cours de la fermentation, le pH diminue de manière sensible pour les quatre lots

pendant les premières 24 heures. Il passe de pH4.5 à pH 3.96 pour lot 1, pH 3.57 pour le lot 2,

pH 3.90 pour le lot 3 et pH 3.98 pour le lot 4. Cette baisse est suivie d’une légère

augmentation au-delà de 48 heures pour tous les lots. Cette constatation expérimentale peut

avoir pour origine la formation d’’acide carbonique (acide faible) à partir de CO2, et l’eau

selon la réaction suivante : CO2 +H2O H2CO3

3-4-3- Evolution de la biomasse

En aérobiose, le processus de fermentation microbien conduit à la formation de

biomasse (photo 7).

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

4.5

5


lot 1

lot 2

lot 3

lot 4

Biomasse

Figure 8: Evolution du pH durant la production de levure

Durée en

heures

pH

Photo 7: formation de biomasse après 24 heures



07

La figure 9 montre que la production de la biomasse augmente au fur et à mesure que la

teneur en sucres diminue. Elle atteint 46.63 g/l pour lot 1, 56.42 g/l de lot 2, 58.54 g/l de

lot 3 et 56.37 g/l de lot 4 au bout de 48 heures de fermentation.

La production de biomasse des lots 3 et 4 atteint la valeur la plus élevée après 48

heures. Ce que signifie que les levures s'adaptent facilement au milieu enrichi par les

minéraux apportés par les cendres de noyaux de dattes à raison de 0.4 g/l et à un degré

moindre 0.6 g/l.

La production de biomasse dans le lot 2 (enrichi en Sulfate de magnésium, Phosphate

diamonique, Sulfate d’ammonium) semble légèrement plus faible par rapport à celles citées

précédemment. Toutefois, les résultats que nous avons enregistré, indiquent que ce lot accélère

la multiplication de la levure qui au bout de 24h atteint 48.51g/l contre 22.33 g/l, 30 g/l et

27.73 g/l respectivement pour le lot1, le lot3 et le lot4.

La production la moins importante est enregistrée avec le lot témoin, lot 1.

Au-delà de 48 heures, on observe une diminution de la production de la biomasse,

probablement due à lyse des cellules suite à l’épuisement du milieu.

Il est intéressant de signaler que les résultats que nous avons obtenus sont nettement

supérieurs à celui trouvé par BOURAS et al. (2006), qui rapporte une production de l'ordre de

0

10

20

30

40

50

60

70


lot 1

lot 2

lot 3

lot 4

Figure 9: Evolution de la production de biomasse

Bio

mas

se e

n g

/l

de

mat

ière

fra

iche

Durée en

heures



09

18.1 g/l de MF. Ceci est de nature à suggérer que la souche de levure utilisée dans la

présente étude est plus performante que celle utilisé par BOURAS et al. (2006) et/ou que

les milieux que nous avons utilisés sont plus nutritifs.

Le poids sec de la biomasse est représenté dans la figure 10. On remarque une analogie

avec le poids humide des la biomasse.

En effet la biomasse humide varie d’un lot à un autre dans le sens décroissant suivant :

lot 3- lot4-lot2-lot1. La biomasse sèche varie dans le même sens de la manière suivante ; lot

4- lot3-lot2-lot1. Toutefois la différence obtenue avec les lots enrichis avec les cendres de

noyaux de dattes est très faible (14.19 et 15.58 g/l). Les deux milieux non enrichi et enrichi en

éléments minéraux synthétiques donnent des valeurs de biomasse sèche très proches de

l'ordre de 5.7 et 6.32 g/l respectivement. Ces résultats sont comparables avec ceux rapportés

par OULD EL HADJ et al. (2006) ont également enrichit leur mout avec des minéraux

synthétiques.. Ces résultats sont nettement supérieurs à ceux obtenu par NANCIB et al.

(1996) qui a utilisé les cendres de noyaux de dattes pour enrichir le milieu de culture à base de

dattes (0.48 g/l).

0

2

4

6

8

10

12

14

16

Biomasse g/l matier séche

5.7 6.32

14.19

15.56

lot 1

lot 2

lot 3

lot 4

Figure 10: Poids sec de la biomasse après 48 heures.

Po

is s

ec

de

la

bio

ma

sse

g/l



21

3-4-4- Rendement en biomasse

Les rendements de production de la levure sont reportés dans le tableau XV.

Tableau XV: Rendements en biomasse.

Le meilleur rendement est celui obtenu pour le lot 4 enrichit par les cendres de noyaux à

raison de 0.6 g/l (soit 91.74 %). Il est suivi du lot 3 enrichit par les cendres de noyaux à raison

de 0.4 g/l (soit 83.66%). Le lot 1, non enrichi a enregistré un rendement de 78 %. Enfin le lot

2 du milieu enrichi par les éléments minéraux synthétiques enregistre des rendements en

biomasse nettement plus faible soit 37.5%.

Les résultats relatifs aux trois lots 1,3 et 4 sont supérieurs à celui obtenu par OULD

EL HADJ et al. (2006) qui est de 31% et comparable à ceux obtenus par les mêmes auteurs

pour le lot 2.

Rendement en biomasse

(%) N° lots

78 Lot 1

37.5 Lot 2

83.66 Lot 3

91.74 Lot 4



20

4-4-5- Production d’alcool éthylique

Au cours de la production de levure on a remarqué l’absence totale d’alcool pour les

quatre lots. Ce qui veut dire qu’à la présence d’oxygène tout le sures se transforme par des

procèdes respiratoires et il n’y a aucune orientation vers le voie fermentaire (photo 8). Le

procédé utilisé dans cette étude a été maitrisé.

Photo 8: Détermination de la teneur en alcool au cours de la production de levure.

Conclusion

24

Conclusion

L’objectif de la présente étude est la valorisation des dattes de faible valeur marchande

et leurs noyaux par un processus biotechnologique. Elle vise principalement une contribution

à la sauvegarde du patrimoine phœnicicole par la valorisation des cultivars de faible valeur

marchande : Tafezouine.

L'utilisation du moût de ces dattes dans la production d'une levure alimentaire

(Saccharomyces cerevisiae), l'optimisation de cette production par l'addition de minéraux

provenant des cendres d'un sous produit de la phœniciculture, les noyaux, constitue le

deuxieme objectif.

Le dispositif expérimental est composé d'un moût témoin non enrichi par les éléments

minéraux, d’un moût enrichi par des sels minéraux (sulfate de magnésium, phosphate

diamonique et sulfate d’ammonium), d’un moût enrichi par 0.4 g de cendres de noyaux de

dattes et un autre par 0.6 g de cendres de noyaux de dattes. Ces différents lots expérimentaux

de moûts ont été ensemencés par une souche levurerière autochtone isolée à partir d'un

vinaigre traditionnel de dattes Tafezouin. La fermentation a été conduite en aérobiose afin de

l’orienter vers la production de biomasse.

L'évolution quantitative de la biomasse, celle du pH, de la consommation de sucres et

de la formation d'éthanol a été suivie.

Les résultats obtenus pour les différents types d'enrichissement du moût de dattes permettent

l'obtention des rendements en biomasse probants par rapport au témoin non enrichi. Toutefois

le meilleur résultat est enregistré avec le moût enrichi avec les cendres à raison de 0.6 g/l.

Après 48 heures, l’assimilation des sucres est pratiquement totale. La production en

biomasse obtenu au cours des différentes productions par l'utilisation des différents éléments

d'enrichissement est élevée. Elle varie entre 46.63 g/l et 58.54 g/l. De même le rendement de

production en matière séche est élevé. Il varie entre 37.5 et 91.74%. La souche de levure

alimentaire isolée à partir du vinaigre traditionnel de dattes Tafezouin donne une teneur en

production et un rendement très élevés.

La valorisation des noyaux de dattes par des procèdes biotechnologique en utilisant ces

cendres comme substituts aux éléments minéraux synthétiques est par conséquent

envisageable pour la production de levures alimentaires.

Cette étude nécessite toutefois d’autres investigations telles que :

L’étude de la performance des souches locales de levures alimentaires, isolées

à partir des dattes et dérivés;

Conclusion

20

Essai de production de levure cultivée sur moût de dattes de différents

cultivars, enrichis avec les cendres de noyau de dattes;

Utilisation de fermenteurs de laboratoire

Essais pilotes, essais industriels

Etude de l'influence de la variation de méthodes de production semi-

discontinue et continue sur la production de levure alimentaire cultivée sur moût de

dattes.

Des études socio-économiques sont indispensables afin de déterminer le bien

fondé de cette production.

44

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144العربية السعودية،

, واج ا المرأة المرأة المسةلمة فةي ضةو القةر و السةنة دار العرفةة بيةرو ل نةا , (1998) خالدعبد الرحما الع ك .44

544 -544

دار نشةةر .فةةي الةةوطن العربةةي إنتاجهةةا نخلةةة التمةةر راعتهةةا رعايتهةةا و ).7991 ( نضاايم مدمااد وعااا م مدمااد .48

111-47. .مصر .المعارف

I

ANNEXE 1

GELOSE O.G.A. (Oxytetracycline Glucose Yeast Extract Agar)

Principe

La gélose Glucosée à l’Extrait de Levure et à l’Oxytétracycline (Oxytétracycline

Glucose Agar) est recommandée pour le dénombrement des levures et moisissures dans le

lait, les produits laitiers et les aliments.

Milieu de base: Ingrédients en grammes pour un litre d'eau distillée ou déminéralisée.

Extrait de levure 5,00

Glucose 20,00

Agar 12,00

Le milieu prêt à l’emploi en boîtes de Pétri contient en plus du milieu de base

Oxytétracycline 0,10 pH final à 25°C : 7,0 0,2

Utilisation

D’une façon générale, le protocole suivant peut être appliqué:

1. Liquéfier le milieu vers 45-50°C et ajouter 10 ml d'une solution stérile contenant 100

mg d'oxytétracycline par litre de gélose fondue. Agiter en tournant doucement pour

bien mélanger.

2. Couler en boîtes de Pétri stériles et laisser solidifier. Faire sécher les boîtes à l'étuve,

couvercles entrouverts.

3. Transférer 0,1 ml du produit à tester ou de ses dilutions décimales à la surface de la

gélose et l'étaler avec un étaleur stérile.

4. Incuber 3 à 5 jours à 20-25°C.

II

ANNEXE 2 Fiche à remplir des analyse physique

Variétés:

Caractéristique Echantillon Echantillon Echantillon Moyenne

Couleur

Consistance

Forme de la

datte

Longueur de la

datte (en cm)

Diamètre de la

datte (en g)

Poids de la

pulpe (en g)

Diamètre de

noyau

Poids du noyau

(en g)

Longueur du

noyau (en cm)

Teneur en eau

III

ANNEXE 3

Liqueur de Fehling

Solution cuprique A

LdistilléeEau

mLpursulfuriqueAcide

gpurcuivredeSulfate

1:

2

40:

Solution Tartro-Alcaline B

LdistilléeEau

gpurSoude

gPotassiqueSodicoTartrate

1:

150:

200:

Solution ferrique C

LdistilléeEau

mLpurSulfuriqueAcide

gpurFerriqueSulfate

1:

110:

50:

Réduction de la liqueur de Fehling

glucides réducteurs Produits d'oxydation+ n e-

2 Cu2+

excès+ 2 OH- + 2 e- Cu2O4 + H2O

Dosage du Cu2O isolé par manganimétrie

1- Oxydation de Cu2O par une solution ferrique acide

En présence d'un excès de fer III tout le précipité de Cu2O est oxydé.

Cu2O + 2 H+ 2 Cu2+

+ 2 e- + H2O

Fe3+

(excès) + e- Fe

2+

2- Dosage des ions ferreux (Fe II) formés

Fe2+Fe

3+ + e

-

MnO4- + 8 H

+ + 5 e

- Mn

2+ + 4 H2O

Mode Opératoire de dosage de sucre selon la méthode de Bertrand

Dans un erlenmeyer de 1000 ml, on met: 20ml de liqueur A, 20ml de liqueur B et 20ml

de jus (j1) (liqueurs A et B)

On adapte le ballon ou l'erlenmeyer sous un reflux et on porte à ébullition. On compte 3

minutes à partir du moment où le liquide entre en ébullition et on refroidit immédiatement

sous un courant d'eau puis on agite l'erlenmeyer bouché. L'oxyde cuivreux va se déposer.

IV

Après refroidissement complet, on filtre la liqueur sur le filtre d'amiante en activant la

filtration par aspiration sous trompe à vide.

On lave à trois reprises l'oxyde cuivreux avec 20ml d'eau distillée froide;

On rejette le filtrat contenu dans la fiole à vide et on rince à l'eau distillée, puis

on remet en place le filtre sur la fiole. On dissout l'oxyde cuivreux avec 30 ml de la

liqueur ferrique C placés dans l'erlenmeyer puis on verse sur le filtre.

On met l'amiante chargée d'oxyde cuivreux en suspension dans cette liqueur ferrique à l'aide

d'un agitateur pour permettre la dissolution de tout cet oxyde collecté.

On ajoute une goutte d'orthophénanthroline ferreux (indicateur coloré) au contenu de la

fiole à vide puis on titre le sel formé par la solution N/10 de KMnO4. Le virage est obtenu

quand la couleur passe du vert orange au vert franc.

b/ Méthode de calcul:

Soit v volume de KMnO4 (N/10) lors du titrage,

Le facteur de coloration étant de 1.065

Le volume v1 sera de v1.065=v1

Pour déduire de ce titrage le sucre de la prise d'essai (20 ml d'une solution est ajouté à 5ml

de jus dans 100ml d'eau distillée) on reporte à des tables de correspondance entre le KMnO4

(N/10) et le sucre inverti en mg (Annexe 4).

V

ANNEXE 3

VI

ANNEXE 4

Dosage des protéines

1. Teneur en azote protéique : (SIROP DE DATTE variété tafezouine à 24.9 % de brix)

Rapport de masse des substances, déterminé directement ou indirectement par

le mode opératoire décrit dans la présente méthode.

Note - La teneur en azote protéique est exprimée sous forme de pourcentage en masse.

2. Principe

Précipitation des protéines d'une prise d'essai par addition de solution d'acide

trichloroacétique, de sorte que la concentration finale de l'acide trichloroacétique dans le

mélange soit d'environ 12%. Séparation du précipité de protéines par filtration (le filtrat

contient l'azote non protéique), détermination de la teneur en azote du filtrat par le

mode opératoire décrit dans la méthode de détermination de la teneur en azote dans

le sirop de datte .

3. Reactifs

Sauf indication différente, utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique

reconnue et de l'eau distillée ou déminéralisée, ou de l'eau de pureté au moins

équivalente. Les réactifs à utiliser sont ceux spécifiés pour le dosage de l'azote total

selon la méthode de détermination de la teneur en azote dans le sirop de datte , et

les réactifs énumérés ci-après :

3.1 Solution d'acide trichloroacétique

(CCL3COOH). Dans une fiole jaugée de 100 ml, dissoudre 15,0 g

d'acide trichloroacétique dans de l'eau et diluer jusqu'au repère. Ne pas utiliser de

concentrations d'acide trichloroacétique et de volumes de solutions différents de ceux

spécifiés.

Les performances de la méthode en ce qui concerne la valeur moyenne et les

caractéristiques de performances interlaboratoires seront différentes en cas d'utilisation

d'autres concentrations d'acide trichloroacétique ou d'autres volumes de solutions.

3.2 Solution volumétrique standard d'acide chlorhydrique

c(HCl) = (0,1 ± 0,0005) mol/I.

4. Appareillage

Matériel courant de laboratoire, ainsi que, le matériel utilisé dans la méthode de

détermination de la teneur en azote dans le lait et en particulier, le matériel suivant :

4.1 Bain d'eau, pouvant être maintenu à une température de 38° C ± 2° C ;

4.2 Pipette, d'une capacité de 5 ml ;

4.3 Entonnoir de filtration, en verre, de 75 mm de diamètre ;

4.4 Papier-filtre, exempt d'azote, de 15 cm de diamètre ;

4.5 Pipette automatique ou pipette à piston,

permettant d'obtenir des doses de 10 ml.

5. ECHANTILLONNAGE

L'échantillonnage se fait dans des conditions appropriées.

VII

6. Préparation De L'echantillon Pour Essai

Chauffer l'échantillon pour essai dans le bain d'eau (4.1) réglé à 38° C ± 2° C. Bien

mélanger, mais délicatement, au moyen de retournements répétés du récipient, sans

causer ni mousse ni barattage. Laisser refroidir l'échantillon à température

ambiante immédiatement avant de peser la prise d'essai (7.1).

7. Mode opératoire

7.1 Prise d'essai

Pipeter environ 5,0 ml ± 0,1 ml de l'échantillon pour essai préparé (6) dans un ballon de

Kjeldahl ou dans un tube de minéralisation propre et sec, préalablement pesé à

0,1 mg près. Peser l'échantillon à 0,1 mg près. Ajouter immédiatement 5 ml ± 0,1 ml d'eau

au ballon ou au tube et rincer tout résidu d'échantillon restant sur le col en faisant

couler l'eau de rinçage au fond du ballon ou du tube.

Note - L'utilisation d'un ballon de Kjeldahl ou d'un tube de minéralisation est fonction de

la méthode choisie par le laboratoire.

7.2 Détermination directe

7.2.1 Précipitation et filtration

Ajouter 40 ml ± 0,5 ml de solution d'acide trichloroacétique (3.1) au ballon de

Kjeldahl ou au tube de minéralisation contenant la prise d'essai (7.1) et agiter pour

mélanger le contenu.

Laisser reposer le ballon ou le tube pendant 5 min environ pour permettre au

précipité de se déposer. Filtrer le contenu du ballon ou du tube au travers d'un

papier-filtre (4.4) placé dans un entonnoir de filtration (4.3).

Recuillir le filtrat dans une fiole conique propre. Une partie du précipité restera dans le

ballon de Kjeldahl ou dans le tube de minéralisation et une autre partie sera recueillie

sur le papier-filtre. Il n'est pas nécessaire de retirer tout le précipité du ballon ou du tube.

Immédiatement après avoir versé le mélange et pour ne pas laisser à une partie du

précipité le temps de sécher sur le col du ballon ou du tube, ajouter, à l'aide d'une pipette

automatique (4.5), 10 ml de la solution d'acide trichloroacétique (3.1).

Utiliser également cette solution pour rincer tout résidu de précipité restant sur le col, en

laissant couler le liquide de rinçage au fond du ballon ou du tube.

Agiter par un mouvement de rotation pour mélanger le contenu. Verser le contenu ainsi

obtenu du ballon ou du tube au travers du même papier-filtre. Ajouter ce filtrat à celui qui a

été recueilli auparavant dans la fiole conique. Une nouvelle fois, rincer immédiatement le

col du ballon ou du tube avec une nouvelle dose de 10 ml de solution d'acide

trichloroacétique et agiter pour mélanger le contenu. Verser pour la troisième fois le

contenu du ballon ou du tube au travers du même papier-filtre, en ajoutant le filtrat à celui

qui a été recueilli auparavant dans la fiole conique.

Le filtrat obtenu doit être transparent et exempt de particules de matière. À ce

stade, le filtrat n'est plus nécessaire et peut être mis au rebut de manière

appropriée.

Si l'on doit effectuer des essais répétés du même échantillon pour essai, deux

opérations distinctes de précipitation et de filtration doivent être effectuées avec chaque

échantillon pour essai.

VIII

7.2.2 Préparation du filtrat

En portant des gants, retirer doucement le papier-filtre de l’entonnoir de filtration et

plier le papier pour enfermer le précipité. S’il subsiste une trace de précipité sur la lèvre

intérieure ou extérieure du ballon de Kjeldahl ou du tube de minéralisation, essuyer ces

résidus avec le papier filtre replié, de façon que tout résidu de précipité adhère au papier,

puis déposer le papier-filtre à son tour dans le ballon de Kjeldahl ou dans le tube de

minéralisation.

7.2.3 Minéralisation et distillation

Ajouter la quantité appropriée de corps facilitant l'ébullition, de sulfate de

potassium, de solution de sulfate de cuivre et d'acide sulfurique au ballon de Kjeldahl ou au

tube de minéralisation et poursuivre le processus de minéralisation et de distillation

selon le mode opératoire décrit, respectivement dans la méthode de détermination de la

teneur en azote dans le lait.

7.2.4 Essai à blanc

Réaliser un essai à blanc en remplaçant la prise d'essai par un papier-filtre (4.4) lavé avec

une solution d'acide trichloroacétique (3.1) et en procédant comme décrit en (7.2.1) à

(7.2.3). Toujours titrer les prises d'essai à blanc avec le même réactif et le même

appareillage que pour les prises d'essai.

Consigner les valeurs à blanc. Si ces valeurs varient, identifier la cause de ce

changement. En alternative à la détermination directe (7.2), la teneur en azote protéique d'un

échantillon pour essai peut être calculée en ayant recours à une détermination indirecte

classique.

Cela se fait en soustrayant la teneur en azote non protéique de la teneur en azote

total du même échantillon pour essai, déterminé selon la méthode de détermination de la

teneur en azote dans le sirop de datte.

8. Calcul et expression des resultats

8.1 Calcul de la teneur en azote protéique

8.1.1 Calculer la teneur en azote protéique de l'échantillon pour essai, wpn,

à l’aide de l'équation suivante :

1,4007 (Vs - Vb) X Mr

Wpn % =

m

Où

Wpn : est la teneur en azote protéique de l'échantillon pour essai, exprimée sous

forme de pourcentage en masse ;

Vs : est la valeur numérique du volume, en millilitres, de l'acide chlorhydrique

(3.2) utilisé dans la détermination, exprimée à 0,05 ml près ;

Vb : est la valeur numérique du volume, en millilitres, de l'acide chlorhydrique (3.2)

utilisé dans l'essai à blanc, exprimée à 0,05 ml près ;

Mr : est la valeur numérique de la molarité exacte de l'acide chlorhydrique (3.2),

exprimée à quatre décimales près ;

m : est la valeur numérique, en grammes, de la masse de la prise d'essai (7.1), exprimée à

0,1 mg près.

IX

8.1.2 Exprimer les résultats obtenus à quatre décimales près, si c'est nécessaire pour des

calculs ultérieurs. S'il s'agit de résultats finaux, exprimer la teneur en azote à trois

décimales près et la teneur en protéines à deux décimales.

Il convient de ne pas arrondir les résultats avant l'utilisation finale de la valeur

d'essai.

Note - Cela est particulièrement vrai lorsque les valeurs sont appelées à être utilisées pour

des calculs ultérieurs. C'est le cas, par exemple, lorsque les valeurs d'essai

individuelles obtenues à partir de l'analyse de plusieurs échantillons sont utilisées pour

calculer les statistiques de performance de la méthode concernant les variations

intralaboratoires et interlaboratoires.

C'est également le cas lorsque les valeurs servent de référence pour l'étalonnage d'un

instrument (par exemple un analyseur de lait à infrarouge), où les valeurs

concernant plusieurs échantillons seront utilisées pour un calcul de régression simple ou

multiple.

Dans ces cas-là, il convient de ne pas arrondir les résultats obtenus avant de les

utiliser pour les calculs ultérieurs.

8.2 Calcul de la teneur en protéines vraies

8.2.1 Calculer la teneur en protéines vraies de l'échantillon pour essai, Wp,

à l'aide de l'équation suivante:

Wp = Wpn x 6,25

Où

Wp: est la teneur en protéines vraies de l'échantillon pour essai, exprimée sous

forme de pourcentage en masse ;

Wpn : est la teneur en azote protéique de l'échantillon pour essai, exprimée sous forme de

pourcentage en masse, à quatre décimales près (8.1 ) ;

6,25 : est le coefficient multiplicateur généralement admis pour exprimer la teneur

en azote en tant que teneur en protéines vraies.

8.2.2 Exprimer les résultats obtenus pour la teneur en protéines vraies à trois décimales

près, si c'est nécessaire pour des calculs ultérieurs. S'il s'agit de résultats finaux (8.1), deux

décimales suffisent.

9. FIDELITE

9.1 Essai interlaboratoires

Les valeurs de répétabilité et de reproductibilité sont issues des résultats d'un essai

interlaboratoires. Les valeurs dérivées de cet essai peuvent ne pas être

applicables aux plages de concentration et matrices autres que celles indiquées.

9.2 Répétabilité

La différence absolue entre deux résultats d'essai individuels indépendants,

obtenus à l'aide de la même méthode sur un matériau identique soumis à l'essai dans le

même laboratoire par le même opérateur utilisant le même appareillage dans un court

intervalle de temps, n'excédera que dans 5 % des cas au plus les valeurs suivantes :

— 0,0038 % pour la teneur en azote protéique ;

— 0,024 % pour la teneur en protéines vraies.

X

9.3 Reproductibilité

La différence absolue entre deux résultats d'essai individuels, obtenus à l'aide de la

même méthode sur un matériau identique soumis à l'essai dans des laboratoires différents

par des opérateurs différents utilisant des appareillages différents, n'excédera que

dans 5 % des cas au plus les valeurs suivantes :

— 0,0092 % pour la teneur en azote protéique ;

— 0,059 % pour la teneur en protéines vraies.

XI

ANNEXE 5

COMPOSITION DU MILIEU DE PREFERMENTATION

- Extrait de levure 20g

- Saccharose 100g

- Sulfate de magnésium (MgSO4) à 20% 5ml

- Phosphate diammonique à 20% (NH4)2 PO4 5ml

- Eau distillée Q.S.P 1000ml

Le pH est ajusté à 4,5avec H2SO4 1N

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MEMOIRE MASTER ACADEMIQUE Domaine: Sciences de la Nature et de la Vie Filière: Biologie · FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES MEMOIRE