Introduction - ao.um5s.ac.maao.um5s.ac.ma/jspui/bitstream/123456789/14287/1/P0072009.pdf · Il existe toujours un oedème régional important, majorant l'hypoxie locale malgré la

Prévalence des infections des parties molles à l’H.M.I.M.V de Rabat

1

Introduction

Les infections des parties molles (IPM) sont fréquentes en pratique

quotidienne. Elles revêtent différentes formes dont certaines sont

graves [1].

La majorité est superficielle et de bon pronostic sous traitement

médical. Les autres plus rares, se développent dans les plans

profonds : fascia, aponévrose ou muscle; elles mettent en jeu le

pronostic vital, et constituent des urgences médicochirurgicales

dont le traitement est basé sur la prise en charge d'un état

septique grave, combinant une antibiothérapie bactéricide et

une chirurgie de propriété réparatrice [2].

Ces IPM et essentiellement leur composante grave sont grevées

de lourdes morbidités (20 à 50%) dominées par des séquelles

fonctionnelles [1,3].

Les agents responsables appartiennent à diverses familles

bactériennes fortement représentées par les Anaérobies et les

Aeroanærobies facultatifs.

Leur comportement vis à vis des antibiotiques (ATB) varie du

phénotype sauvage au phénotype multiresistant.


2

L’objectif de notre étude est:

- De déterminer la prévalence des IPM et de sa composante

IGPM (Infection Grave des Parties Molles) ;

- D’identifier les bactéries responsables des IPM;

- De déterminer le profil de sensibilité des bactéries impliquées

dans les IPM.


3

I. Historique

- IVe siècle av. J. C., Hippocrate (v. 460 - v. 377 av. J-C.), décrit

des cas d’infections putrides survenues après traumatisme

(Hippocrate, 1998) ;

- 1764, Baurienne a fait la première description de la

dermohypodermite bactérienne nécrosante (DHBN) périnéale

(plaie du scrotum évoluant vers une gangrène) [4];

- 1883, Fournier rapporta des cas de gangrènes foudroyantes de la

verge chez les sujets jeunes sans cause retrouvée et ayant

rapidement entraîné la mort [5];

- 1914, lors de la 1ere guerre mondiale un exemple typique

d’infection grave des parties molles : la gangrène gazeuse

diagnostiquée par Daniel Mollière en 1881 fut reconnue comme la

complication la plus redoutable des plaies de guerre. Les victimes

succombaient des suites directes d’une infection galopante non

maîtrisée, des suites de l’intervention chirurgicale agressive qui

ampute le membre gangrené [6] ;


4

- 1919, la découverte de la pénicilline par Alexandre Fleming a

amélioré le pronostic des IPM ;

- 1950, l’oxygénothérapie hyperbare à effet destructeur avait déjà

été pressentie par les médecins en 1915 [7];

- 2000, suite à une conférence de consensus, les cellulites, les

fasciites et les myosites sont regroupés sous le terme commun de

“dermohypodermite nécrosante” [8].

A la lumière de cet historique, on convient que la guerre était un

laboratoire où le douloureux champ d’expériences s’est

transformé en un vivier de connaissances qui ont permis des

avancées dans le domaine médical, pour poser des diagnostics

sûrs, valider des pronostics justes et parfaire des techniques de

soins performantes.


5

II. Partie théorique

II. 1 Définition et classification

Les parties molles représentent plus de la moitié du poids du corps.

Elles relient, soutiennent et entourent les organes du corps humain.

Elles se trouvent entre la peau et les organes internes et

comprennent différents tissus, tels que les muscles, les tendons, les

tissus adipeux et fibreux ainsi que les structures articulaires ou le

tissu nerveux.

Comme toute partie du corps humain ces parties molles subissent

des agressions microbiennes notamment des infections

bactériennes, mycosiques, virales ou parasitaires [9].

Ces IPM regroupent de nombreux tableaux cliniques, intéressant à

des degrés divers, l’épiderme, le derme, l’hypoderme et parfois les

fascias et les muscles.

Les formes les plus graves sont d’installation précoce, nécessitant

un traitement urgent. Elles suivent la classification européenne.


6

La figure 1 résume la classification anatomo-clinique proposée par

la conférence de consensus de la Société de Pathologie

Infectieuse de Langue Française et la Société Française de

Dermatologie de l’an 2000 [10].

Fig.1. Classification anatomoclinique des dermohypodermites nécrosantes [10].


7

Classification profondeur de la lésion

Dermo Hypodermite bactérienne

(DHB)

Erysipèle (cellulite)

Sans atteinte

de

l’aponévrose

superficielle

Dermo Hypodermite

bactérienne nécrosante (DHBN)

Avec nécrose du tissu conjonctif

et adipeux mais

sans atteinte de

l’aponévrose superficielle

Fasciite nécrosante (FN)

avec nécrose de

l’aponévrose superficielle

MYOSITE

Aponévrose superficielle

La Conférence de consensus de l’an 2000 définit trois types

d’atteintes en fonction de l’extension des lésions [8]. Cette

classification tient compte de la structure de la peau où l’on

rencontre depuis l’extérieur : l’épiderme, le derme, le tissu sous-

cutané puis les fascias et les muscles. Ainsi la classification et la

dénomination des lésions cutanées reposent sur le type et la

profondeur du tissu atteint.

On distingue trois sortes de lésions :

Fig. 2. Classification des IPM en fonction de la profondeur de la lésion, service de

microbiologie, HMIMV, Rabat.

Epiderme

Derme

Hypoderme

Muscle


8

La dermohypodermite bactérienne (DHB) ou érysipèle

(cellulitis pour les anglo-saxons) est caractérisée par

l’absence de nécrose et les lésions n’atteignent pas

l’aponévrose superficielle ;

Fig.3. Erysipèle avec décollements bulleux [11].

La dermohypodermite bactérienne nécrosante (DHBN)

classiquement intitulée « cellulite » par les cliniciens français,

associe une nécrose du tissu conjonctif et du tissu adipeux,

mais sans atteinte de l’aponévrose superficielle ;


9

Fig.4. Formation de bulle due à la Cellulite streptococcique [12].

La Fasciite nécrosante (FN), dans laquelle la nécrose

dépasse l’aponévrose superficielle avec des atteintes plus ou

moins profondes des fascias intermusculaires et des muscles.

Fig.5. Fasciite nécrosante de la jambe [13].

NB: Les myonécroses et gangrènes gazeuses entrent dans le cadre

des DHBN–FN.


10

Autrement dit, lorsque ces infections se limitent à une atteinte du

tissu conjonctif (c’est-à-dire la peau), il peut s’agir d’un furoncle

ou d’un abcès. Lorsque le tissu sous-cutané est atteint, on

distingue deux cas :

- La dermohypodermite nécrosante de type aigu qui est due à

des Cocci Gram positif (CGP) ou Cocci Gram négatif (CGN), ou

encore des bacilles à Gram négatif (BGN).

- La cellulite nécrosante ou fasciite nécrosante, d’où l’on dégage

deux pathologies: la cellulite nécrosante du périnée, appelée

maladie de Fournier chez l’homme et la cellulite sous-maxillaire,

appelée angine de Ludwig.

Quand le muscle est atteint, on parle de myonécrose qui peut

être clostridiale (seule à être nommée gangrène gazeuse chez les

Anglo-Saxons) ou non clostridiale.

En Europe et en France tout particulièrement, on appelle

gangrène gazeuse, la myonécrose gazogène qu’elle soit

clostridiale ou non clostridiale. Nous rappelons que dans une

cellulite, même nécrosante, les muscles ne sont pas atteints.

Quelque soit la classification, l'infection s'étend sans respect des

limites anatomiques (plusieurs régions sont touchées


11

simultanément), le pus est remplacé par une sérosité louche. Les

tissus sont atones, pâles ("chair de poisson"), parfois nécrotiques,

ne saignant plus au contact. Cet aspect résulte de l'existence de

nombreux foyers ischémiques par microthromboses vasculaires et

micro-abcès à polynucléaires. Il existe toujours un oedème

régional important, majorant l'hypoxie locale malgré la présence

d'une insuffisance circulatoire aiguë hyperkinétique à haut débit

dans le territoire des gros vaisseaux.


12

II. 2 Microbiologie

La peau est une barrière qui héberge de nombreux germes

commensaux. Les infections cutanées superficielles (impétigo,

folliculite…) sont particulièrement causées par les staphylocoques

[14].

Les dermohypodermites bactériennes non nécrosantes sont dues

aux streptocoques, essentiellement les bêta hémolytiques des

groupes (A, B, C et G) [1, 15].

Dans les dermohypodermites bactériennes nécrosantes et les

fasciites nécrosantes, 60 à 90% sont polymicrobiennes à flore mixte

aéro-anaerobie. [16, 17].

Les bactéries aérobies classiques sont retrouvées, avec par ordre

de fréquence : Streptococcus pyogènes (streptocoque du groupe

A), Staphylococcus aureus, entérobactéries, entérocoques,

streptocoques, Pseudomonas aeruginosa (souvent sur un terrain

immunodéprimé). Certains germes sont plus spécifiques dans

certaines situations notamment : Eikenella corrodens, Haemophilus

influenzae observés dans les morsures humaines, Vibrio spp après


13

contact avec une eau contaminée, et Pasteurella multocida dans

le cadre des morsures animales [18-20].

Les bactéries anaérobies sont très souvent impliquées dans les IPM

intéressants la peau, le tissu cellulaire sous-cutané et les masses

musculaires [21, 22]. On retrouve : Clostridium spp dont Clostridium

perfringens (dans 60 à 80% des cas) et aussi Clostridium septicum,

Peptostreptococcus spp, Prevotella et Porpyrhomonas spp,

fusobacterium spp [23].

Certaines IPM font suite à des complications dues à une infection

virale, parasitaire, ou mycosique.

Les virus rencontrés sont le VZV (virus Varicelle-Zona), HSV (Herpes

Simplex Virus), PHV (Papillomavirus Humain) [24].

Les mycoses responsables d’infections cutanées sont

fréquemment évoquées. Celles-ci peuvent causer des lésions sous-

cutanées dermohypodermiques. Candida spp peut être en

cause, chez les patients opérés à plusieurs reprises et/ou ayant

reçu de multiples antibiothérapies [25].

Les parasites les plus souvent incriminés sont, celui de la gale, celui

des myiases, et celui de la leishmaniose cutanée [26-28].


14

Le tableau I ci-dessous, montre les caractéristiques

bactériologiques des principaux micro-organismes.

Tab.I. Caractéristique bactériologique des micro-organismes [29-33].

Genre Aspect

macroscopique

Aspect

microscopique

Caractères

biochimiques

Pouvoir

pathogène

Lactobacillus Fines colonies

parfois

hémolytiques

Longs bacilles

gram positif fins,

mais aussi

polymorphes

suivant les

espèces

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- aero-

anaerobie

Aeromonas Grosses colonies

plates, lisses

Bacilles gram

négatif très

mobiles

- oxydase

positive

- coagulase

négatif

- aérobie strict

Diarrhée

Clostridium

perfringens

Colonies

muqueuses,

parfois irisées, de

taille variable

Gros bacilles à

gram positif à

bouts carrés,

parfois mobiles,

sporulés

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- anaérobie

strict

Gangrène

gazeuse

Peptostreptococcus Colonies fines Cocci gram

positif en

chaînettes,

diploque

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- anaérobie

strict

suppuration


15

Tab.I. Caractéristiques bactériologiques des micro-organismes (suite).

Genre Aspect

macroscopique

Aspect

microscopique

Caractères

biochimiques

Pouvoir

pathogène

Staphylococcus

Aureus

Colonies jaunes,

crémeuses, ±

hémolytiques,

parfois blanches.

petit Cocci gram

positif en amas

ou isolés

- Oxydase

négatif

- coagulase

positif

- aero-

anaerobie

suppuration

Staphylococcus

à coagulase

négatif

Colonies blanches,

crémeuses, peu ou

pas hémolytiques

petit Cocci gram

positif en amas

ou isolés

- Oxydase

négatif

- coagulase

positif

- aero-

anaerobie

suppuration

Streptocoque

alpha

hémolytique

Très fines colonies

grises

Hémolyse (verte)

Cocci gram

positif en

chaînettes,

parfois très

longues

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- aero-

anaerobie

Streptococcie,

infection

néonatale

Streptocoque

bêta

hémolytique

Colonies très fines

ou grises

Hémolyse

Cocci gram

positif en

chaînettes,

parfois très

longues

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- aero-

anaerobie

Streptococcie,

infection

néonatale

Enterococcus Colonies grises, de

taille moyenne,

parfois

hémolytique

Cocci gram

positif à courtes

chaînettes, un

peu allongé

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- aero-

anaerobie

Infection

endocardite,

urinaire

Aerococcus Colonies blanches,

fines, hémolyse

Cocci gram

positif en amas,

tétrades

- Oxydase

négatif

- coagulase

négatif

- micro-

aerophilie

Infection

endocardite,

urinaire


16

Tab.I. Caractéristiques bactériologiques des micro-organismes (suite).

Genre Aspect

macroscopique

Aspect

microscopique

Caractère

biochimique

Pouvoir

pathogène

Escherichiae,

Salmonella,

Shigella, Proteus,

Klebsiella,

Enterobacter...

Grosses colonies,

souvent

muqueuses

Bacilles gram

négatif

polymorphes,

mobiles (sauf

exception)

- Oxydase

négatif

- coagulase

positif

- aéro-

anaérobie

Infections

digestive,

urinaire,

méningée,

pulmonaire,

toxi-infection

alimentaire

Acinetobacter Grosses colonies

muqueuses

Coccobacilles

(bacilles à gram

négatif non

fermentaires),

souvent isolés

capsulés

- Oxydase

négatif

- coagulase

positif

- Aérobie strict

Infection

après

morsure,

otites,

sinusites,

méningite

Pseudomonas Colonies de taille

plus ou moins

grosse, brillantes,

muqueuses

Bacilles à gram

négatif non

fermentaire très

mobiles, fins

- Oxydase

positif sauf

exception

- coagulase

positif

- Aérobie strict

Ulcères,

suppurations,

surinfections

de plaies

Pasteurella Colonies plus ou

moins grosses,

grises, muqueuses

Petits bacilles à

gram négatif

coccoïdes, plus

ou moins isolés

- Oxydase

positif

- coagulase

négatif

- Aérobie strict

Infection

après

morsure,

otites,

sinusites,

infection

respiratoire

Corynebacterium Colonies fines,

grises ou blanches

Bacilles à gram

positif effilés, "en

fuseau " plus ou

moins longs,

rangés en

palissades

- Oxydase

négatif

- coagulase

positif

- aéro-

anaérobie

Infections

respiratoire,

cutanée,

urinaire

Bacillus Grosses colonies,

parfois

hémolytiques,

muqueuses

Gros bacilles,

parfois sporulés,

mobiles, parfois

Gram négatif

- Oxydase

négatif/positif

- coagulase

positif

- aero-

anaerobie

Charbon

rarement

pathogène


17

II. 3 Traitement

Le traitement des IPM superficielles est le plus souvent local avec

des antiseptiques et/ou des antibiotiques locaux. L'antibiothérapie

générale est justifiée dans les formes d'emblée profuses ou

sévères, ou bien lorsqu’il existe un facteur de gravité comme

l'immunodépression, ou pour prévenir l'apparition d'une

complication sévère (par exemple lésions centrofaciales pouvant

se compliquer d'une staphylococcie maligne de la face, ou

glomérulonéphrite aiguë post-streptococcique). L'intervention

chirurgicale est parfois nécessaire pour évacuer les lésions

abcédées [34].

Pour les dermohypodermites bactériennes non nécrosantes

(érysipèles et cellulites infectieuses superficielles), le traitement est

avant tout médical, il repose sur une antibiothérapie par

pénicilline G et une prévention des récidives par prise en charge

des facteurs favorisants [35, 36].

Les dermohypodermites bactériennes nécrosantes et les fasciites

nécrosantes sont des urgences thérapeutiques. Elles nécessitent

une prise en charge médicochirurgicale qui repose sur trois

objectifs prioritaires à savoir le traitement de l’état septique, la

prescription d’une antibiothérapie efficace, et la chirurgie :


18

• La prise en charge de l’état septique repose essentiellement sur

la correction de l’hypovolémie [37].

• Antibiothérapie précoce : La nécessité d’une antibiothérapie

rapidement mise en place est soulignée dans toutes les

publications [21, 37, 38, 39-41]. Elle est indispensable mais n’est qu’un

adjuvant à l’incontournable geste chirurgical. Elle est d’une

efficacité réduite, du fait de la gravité locale de l’infection et de

l’état dégradé des patients [42].

L’antibiothérapie doit être instaurée au mieux dès l’admission.

Selon une étude, la mortalité augmente sérieusement avec le

délai d’administration de l’antibiothérapie [43].

Ce délai est de 16 ± 20 heures chez les décédés contre seulement

6 ± 12 heures chez les survivants. L’antibiothérapie initiale doit

couvrir une flore polymicrobienne comportant la plupart du temps

des CGP et notamment des streptocoques, des BGN et des

anaérobies [44, 45].

La durée de l’antibiothérapie varie selon la gravité de l’infection

initiale et surtout l’évolution du patient. Elle est maintenue à un

maximum de 2 jusqu’à plusieurs semaines après disparition des

signes d’infection locaux et généraux.


19

Le tableau II ci-dessous résume l’antibiothérapie probabiliste

proposée par la littérature.

Tab.II. Antibiothérapie probabiliste des dermohypodermites bactériennes et

fasciites nécrosantes (DHBN-FN) [46-48].

Cibles Antibiothérapie proposée dans

la littérature

DHBN-FN cervico-faciales

communautaires et des

membres

Streptocoques du groupe

A, les anaérobies

- Pénicilline G à la dose de 30

MU/j (ou Amoxicilline : 100

mg/kg/ J) + Clindamycine à la

dose de 600 mg, 4 fois/j ou

Rifampicine 10mg/kg, 2 fois/J

- On préférera l’Amoxicilline-

acide clavulanique à 2g/j x 3 +

Gentamicine forte dose 6-

8mg/kg en injection

quotidienne.

DHBN-FN périnéales ou

abdominales

communautaires

Entérobactéries,

Streptocoques,

entérocoques, les

bactéries anaérobies type

Bactéroides résistants à la

pénicilline

- Trithérapie de Céfotaxime 2g/j

x 3 (ou Ceftriaxone 2g/j) +

Metronidazole 500mg/j x 3 +

Gentamicine haute dose 6-

8mg/kg en une injection

quotidienne.

- Trithérapie de Pipéracilline 4g/j

x4 +

Metronidazole+Gentamicine.

- Bithérapie d’Amoxicilline-

acide clavulanique 3g/j x4(ou

Ticarcilline-acide clavulanique

3g/j x 4) + Gentamicine associé

parfois au Metronidazole.


20

Tab.II. Antibiothérapie probabiliste des dermohypodermites bactériennes et

fasciites nécrosantes (DHBN-FN). (Suite)

Cibles Antibiothérapie proposée

dans la littérature

DHBN-FN post-opératoires

nosocomiales

Entérobactéries,

Pseudomonas aeruginosa,

Streptocoques,

entérocoques, les bactéries

anaérobies type Bactéroides

résistants à la pénicilline

- Bithérapie de Piperacilline-

Tazobactam ou imipenème

1g/j x 3 + Amikacine 20-

25mg/kg/j en une injection,

parfois Metronidazole,

Vancomycine voire le

Linézolide est nécessaire.

Allergie aux bêtalactamines On dispose de deux

stratégies de

remplacement :

- Fluoroquinolone :

Ofloxacine 400mg/j x 2 ou

Ciprofloxacine 400mg/j x 3 +

Clindamycine et un

aminoside (donner la

Gentamicine au lieu de

l’Amikacine).

- Imipénème associé à un

aminoside (donner

l’Amikacine au lieu de la

Gentamicine).

• Le traitement chirurgical : Dès l’apparition d’une nécrose

tissulaire ou d’une collection, les antibiotiques ne peuvent plus

contrôler l’infection du fait de leur pénétration insuffisante : un

acte chirurgical est donc nécessaire.

Il doit être pratiqué par un chirurgien expérimenté. C’est une

chirurgie large et délabrante qui consiste à exciser largement


21

l’ensemble des tissus nécrosés ou atones, la peau, l’aponévrose

superficielle, les muscles jusqu’aux tissus sains bien vascularisés [49].

Après l’intervention, le pansement (compresses et sérum

physiologique ou compresses bétadinées) est fait tous les jours afin

d’obtenir un bourgeonnement des tissus sains et de contrôler

l’infection. Idéalement, ces pansements sont faits sous anesthésie

générale au bloc opératoire, permettant si nécessaire une reprise

de l’excision. Dès que l’état local est favorable et l’état général

stabilisé, une greffe cutanée est effectuée et permet de recouvrir

l’ensemble des lésions [50].

En dehors des traitements conventionnels, la prise en charge des

dermohypodermites bactériennes nécrosantes et des fasciites

nécrosantes repose sur des traitements non médicamenteux [51].

L’oxygénothérapie hyperbare est la technique la plus utilisée [52].

L’intérêt de l’oxygénothérapie hyperbare est bien établi dans les

études expérimentales tandis que les preuves cliniques sont

faibles. La conférence de consensus a conclu que cette

technique ne pouvait être considérée que comme adjuvant d’un

protocole thérapeutique associant réanimation, chirurgie et

antibiothérapie [53-55].


22

III. Matériels et méthodes

III.1 Type de l’étude

C’est une étude rétrospective réalisée du 06 Janvier 2007 jusqu’au

03 juillet 2008 au laboratoire de microbiologie de L’Hôpital Militaire

d’Instruction Mohammed V (H.M.I.M.V) de Rabat.

III.2 Critères d’inclusion

Est inclus tout patient hospitalisé ou consultant pour les infections

des parties molles dans les différents services de l’H.M.I.M.V de

Rabat.

III.3 Critères d’exclusion

Sont exclus tous les patients présentant des infections en dehors

des parties molles (voir la définition) ou des pathologies

inflammatoires.

III.4 Prélèvements

Les prélèvements admis dans le service de microbiologie varient

selon le site anatomique. Ils sont effectués à l’abri de l’air avant

toute antibiothérapie et sous asepsie afin d’éviter la

contamination par la flore commensale (Annexe 1).


23

Ces prélèvements sont dominés par : les écouvillons, les seringues,

les fragments de tissu et les hémocultures.

Chaque prélèvement est muni d’une demande d’analyse

comportant les renseignements suivants :

- Nom, prénom et date de naissance du patient ;

- Le service d’origine avec le numéro de chambre et de lit ;

- Les renseignements cliniques qui manquent quelquefois.

De temps en temps, le clinicien demandeur se déplace au

laboratoire pour motiver une recherche particulière.

III.5. Le transport

Souvent il se fait rapidement, l’utilisation des milieux de transport

permet la survie des bactéries pendant plusieurs heures.

Si l’analyse est différée, le prélèvement est conservé à +4°C.

III.6. Au laboratoire

III.6.1 Diagnostic direct

Toutes les analyses pratiquées dans le service de microbiologie de

l’H.M.I.M.V suivent les instructions du guide de bonne exécution

des analyses au laboratoire (GBEA), voir Annexe 2.


24

III.6.1.1 Examen macroscopique

L’aspect macroscopique des différents prélèvements peut orienter

vers l’espèce bactérienne, ainsi :

L’odeur fétide et la coloration noire des tissus ou des pus

peuvent évoquer des anaérobies ;

La coloration bleue ou verdâtre des pus oriente vers le

pyocyanique.

Les exsudats crémeux ou liquides orientent respectivement vers les

staphylocoques ou les streptocoques.

III.6.1.2 Examen microscopique

Fig.6. Examen microscopique au laboratoire de microbiologie, H.M.I.M.V, Rabat.


25

a. Examen à l’état frais

Une goutte du produit pathologique placée entre lame et lamelle

est examinée au microscope à l’objectif 40. Cet examen a permis

de définir la présence éventuelle de bactéries, leur morphologie

et leur groupement.

b. Après coloration

Un frottis fin confectionné à partir du produit pathologique ou de

son sédiment obtenu par centrifugation est soumis aux colorations

suivantes :

- Celle de Gram qui détermine l’affinité tinctoriale de la bactérie

ainsi que sa morphologie.

Fig.7. Bacille à Gram négatif obtenu par la coloration de Gram, service de

Microbiologie, HMIMV, Rabat.


26

- Celle au bleu de méthylène qui précise la morphologie des

germes et une éventuelle richesse cellulaire.

III.6.1.3 Culture

Les cultures sont systématiquement pratiquées sur des milieux

appropriés. Ils sont enrichis et/ou sélectifs tels que : la gélose au

sang cuit additionnée d’un complexe polyvitaminé, la gélose au

sang frais additionnée d’antibiotiques, le milieu Chapman, la

gélose schaedler, le milieu EMB (Eosine Bleu de Méthylène), milieu

BEA(contenant deux inhibiteurs : la bile de bœuf et l’azide de

sodium), des bouillons enrichis… (Annexe 3)

Les enrichissements sont faits dans des flacons d’hémoculture

(aérobie et anaérobie).

Fig.8. Flacons d’Hémoculture, service de Microbiologie, HMIMV, Rabat.


27

Après ensemencement, tous les milieux sont incubés 24 à 48h voire

plus dans les étuves appropriées (ordinaires à 37°C ou sous CO2 à

37°C).

L’anaérobiose est favorisée par des poches plastiques avec

catalyseur et des jarres à anaérobies.

Fig.9. Jarre à anaérobie et Enceinte à anaérobie, service de microbiologie, HMIMV,

Rabat.

Les flacons d’hémoculture sont incubés et lus par l’automate

BACTEC (Annexe 4).

Enceinte à anaérobie HMIMV-Rabat

Jarre à anaérobie HMIMV-Rabat


28

III.6.1.4 Identification

Après 18 à 24 heures d’incubation ou plus, les cultures sont

examinées. En cas de croissance bactérienne, on procède à

l’identification.

Fig.10. Préparation des frottis pour l’identification, service de microbiologie, HMIMV,

Rabat.

Cette dernière fait appel aux données de la coloration de gram, à

l’aspect des colonies, aux tests biochimiques simples (catalase,

oxydase, coagulase…). Les galeries d’identification API

(appareillage et procédé d’identification) et les galeries

classiques dites « le Minor » sont utilisées (Annexe 5).


29

III.6.1.5 L’antibiogramme

Il est réalisé pour les bactéries isolées et identifiées. Plusieurs

méthodes sont utilisées :

- La mesure de la concentration minimale inhibitrice (CMI) en

milieu solide (E-test) pour certains antibiotiques à problème;

- L’antibiogramme en milieu liquide (lu par l’automate Mini Api);

- La méthode de diffusion en milieu gélosé. Cette dernière est la

plus utilisée (Annexe 6).

Après une incubation de 24 heures, on passe à l’interprétation des

résultats. Cette dernière est faite selon les recommandations du

comité de l’antibiogramme de la société française de

microbiologie (CASFM).


30

Le choix des disques d’antibiotique à tester est en fonction des

bactéries retrouvées :

Staphylocoques :

-1ère intention : Pénicilline G, Oxacilline, Céfoxitine, Gentamicine,

Erythromycine, Clindamycine, Rifampicine, Ciprofloxacine, Acide

fusidique, Fosfomycine, Vancomycine, Lincomycine, Téicoplanine,

Quinupristine/Dalfopristine;

-2ème intention : Linézolide, Kanamycine, Tobramycine,

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime, Chloramphénicol, Tétracycline,

Nitrofurantoine;

Entérobactéries :

-1ère intention : Amoxicilline, Amoxicilline /acide clavulanique,

Céfalotine, Céfotaxime, Ceftriaxone, Gentamicine, Amikacine,

Ciprofloxacine, Fosfomycine, Nitrofurantoine;

-2ème intention : Ticarcilline, Pipéracilline, Ticarcilline/acide

clavulanique, Pipéracilline/Tazobactam, Imipénème, Céfoxitine,

Céfamandole, Cefpirome, Fluméquine, Aztréonam, Tobramycine,

Nétilmicine, Colistine, Sulfaméthoxazole-Triméthoprime;


31

Streptocoques :

-1ère intention : Pénicilline G, Ampicilline, Oxacilline, Amoxicilline,

Céfotaxime, Gentamicine, Sulfaméthoxazole-triméthoprime,

Clindamycine, Erythromycine, Nitrofurantoïne, Lincomycine;

-2ème intention : Fosfomycine, Vancomycine, Teicoplanine,

Ciprofloxacine, Chloramphénicol, Tétracycline, Rifampicine,

Quinupristine/Dalfopristine;

Bacilles à Gram négatif non fermentaires :

1ère intention : Ticarcilline, Pipéracilline, Ticarcilline/acide

clavulanique, Pipéracilline/Tazobactam, Imipénème, Ceftazidime,

Aztreonam, Gentamicine, Tobramycine, Amikacine;

2ème intention : Cefsulodine, Céfépime, Céfixime, Cefpirome,

Nétilmicine, Rifampicine, Fosfomycine, Colistine, Chloramphénicol;

Bactéries anaérobies :

1ère intention : Amoxicilline, Amoxicilline /acide clavulanique,

Imipénème, Clindamycine, Chloramphénicol, Vancomycine.

2ème intention : Ticarcilline, Pipéracilline, Ticarcilline/acide

clavulanique, Pipéracilline/Tazobactam, Cefoxitine, Céfotaxime,

Linézolide, Rifampicine.


32

Il faut noter que le traitement des IGPM est une urgence. Le choix

d’une antibiothérapie probabiliste repose sur la localisation des

lésions, sur le caractère communautaire ou nosocomial, sur les

données microbiologiques théoriques et celles de l’examen direct.

Le traitement sera ensuite complété par les résultats définitifs des

prélèvements.

III.6.1.6 Biologie moléculaire

Les techniques de biologie moléculaire tels que : l’amplification

génique (PCR), l’hybridation et le séquençage ont permis de

mettre en évidence des séquences nucléotidiques spécifiques

d’une espèce bactérienne donnée et d’identifier ainsi une

bactérie.

L'intérêt de ces méthodes se résume en : un bénéfice clinique lié

au gain de sensibilité, de spécificité, à l'identification des germes

inhabituels et à leur rapidité d'exécution.

III.6.2 Diagnostic indirect ou sérologique

Les techniques sérologiques sont pratiquées à visée

épidémiologique nécessaire pour détecter l’expression

bactérienne.


33

Elles ont permis la mise en évidence de la réponse immunitaire,

dirigé contre l’infection, par détection des anticorps spécifiques,

ou plus rarement d’une réponse d’hypersensibilité.

Exemple : le dosage des anti-streptolysines, des anti-

streptodornases, des antistreptokinase des infections à

streptocoques du groupe A, ou le dosage des anti-staphylolysines

alpha des infections profondes à staphylocoques.

III.7 Exploitation des données

Les données ont été extraites grâce au logiciel Labo Serveur.

Elles sont saisies sur fichier Excel et exploitées grâce au logiciel

Statistical Package for Social Sciences (SPSS version 11.5).

Les variables qualitatives ont été exprimées en pourcentage et

effectif, et font l’objet du test de Khi deux ou X². Les variables

quantitatives ont été aussi exprimées en moyenne, en écart-type

et ont fait l’objet du test de Student.

Les doublons, définis comme une souche bactérienne redondante

pour un patient ont été éliminés.


34

III.8 Les indices informationnels étudiés

Pour chaque technique (examen direct et culture), on a évalué

leur performance dans le diagnostic des IPM non graves et des

IGPM par calcul de : sensibilité (SE), spécificité (SP), valeur

prédictive positive (VPP) et de valeur prédictive négative (VPN),

voir (Annexe 7).


35

10,0% 20,0% 30,0% 40,0%

Pourcentage

Pus p

Osteite

Lupus

PG

FN

GG

Moignon

Cellulite

Ulcere

Erysipele

GF

Escarre

Phlegmon

Pustule

Abcès

Infe

cti

on

n=1 0,7%

n=1 0,7%

n=1 0,7%

n=2 1,4%

n=3 2,1%

n=5 3,6%

n=5 3,6%

n=5 3,6%

n=8 5,7%

n=8 5,7%

n=8 5,7%

n=9 6,4%

n=12 8,6%

n=14 10,0%

n=58 41,4%

IV. Résultats

Sur une période de 19 mois de Janvier 2007 à juillet 2008, 140

patients ont été hospitalisés pour une IPM. Parmi lesquels 21

avaient une IGPM soit 15 %.

Ces infections sont représentées en leur majorité par des abcès

(n=58), soit 41,4%, suivi de pustules, et de phlegmons comme le

montre la figure 10 :

FN : fasciite nécrosante ; GF : gangrène de fournier ; GG : gangrène gazeuse ; PG :

pyoderma gangrenosum ; Pus p : pus profond.

Fig.11. Différentes infections des parties molles chez les patients étudiés (n=140).


36

L’âge moyen était de 45 18,5 ans, le sex-ratio de 2,25, soit 69,28%

d’hommes et 30,72% de femmes.

La figure 11 illustre la répartition des IPM en fonction des cinq

tranches d’âge (en année) et montre leur prédominance chez

des sujets très âgés.

Fig.12. Répartition des 140 cas d’IPM en fonction de l’âge des patients.


37

Les prélèvements provenaient de 10 services de l’hôpital, plus

ceux des patients venus en consultation externe.

La majorité des échantillons était issue du service de dermatologie

(n= 46, soit 32,8%) et du service de traumatologie (n=33, soit

23,6%), viennent ensuite tous les services de médecine confondus

(n=21, soit 15%), puis les externes (n=16, soit 11,4%) et enfin, les

services de chirurgie (n=6 soit 4,3%), de réanimation (n=5 soit 3,6%)

et d’urologie (n=5 soit 3,6%). Les services de stomatologie, de

neurologie, des brûlés et de pédiatrie ont enregistré

respectivement 2,9%, 0,7%, 1, 4% et 0,7% des prélèvements.

L’écouvillon (n=86, soit 61,42%) et la seringue (n=44, soit 31,43%)

étaient les moyens de prélèvement les plus utilisés par les services.

D’autres moyens ont été utilisés mais à de faible pourcentages :

biopsie (5%) et hémoculture (2,15%).

Les membres inférieurs sont les plus touchés par ces infections

avec n=48, soit 41,8% qui dépassent de peu la peau avec n=41,

soit 35,3%. Les membres supérieurs, le tronc, les organes génitaux,

et la face suivent (Figure 13).


38

Fig.13. Fréquence des IPM en fonction des sites anatomiques.

Un total de 170 isolats bactériens et de 16 échantillons stériles ont

été enregistrés. La répartition des micro-organismes isolés dans les

IPM a montré une prédominance de : Staphylococcus aureus (56

souches soit 32,9%), Staphylocoque à coagulase négative (18

souches soit 10,6%), Pseudomonas aeruginosa (14 souches soit

8,2%), Escherichia coli (10 souches soit 5,9%), Proteus mirabilis (9

souches soit 5,3%), Enterobacter cloacae (8 souches soit 4,7%) et

Entérocoque faecalis (8 souches soit 4,7%). Les autres espèces sont

peu représentées comme l’illustre le tableau III.


39

Tab.III. Fréquence des micro-organismes isolés dans les IPM, service de

microbiologie, HMIMV-Rabat, 2007-2008.

Micro-organismes (n : nombre total=170) Fréquence (n) Pourcentage (%)

Staphylocoque (n=74)

S aureus 56 32,9%

SCN 18 10,6%

Entérobactéries (n=36)

E coli 10 5,9%

E cloacae P mirabilis 9 5,3%

E cloacae 8 4,7%

K pneumoniae 5 3%

Citrobacter freundii 1 0,6%

Citrobacter koseri 1 0,6%

P rettgeri 1 0,6%

S marcescens 1 0,6%

Streptocoques (n=29)

SBHA 6 3,5%

E faecalis 8 4,7%

E species 1 0,6%

Str spp 4 2,4%

S agalactiae 2 1,1%

S constellatus 1 0,6%

S dysgalactiae 3 1,7%

S intermedius 1 0,6%

SAH 2 1,1%

A Viridans 1 0,6%

Bacilles à Gram négatif non fermentaires (n=22)

P Aeruginosa 14 8,2%

A baumanii 5 3%

B vesicularis 1 0,6%

A Hydrophila 1 0,6%

S paucimobilis 1 0,6%

Autres bactéries (n=9)

Bacillus 1 0,6%

Clostridium species 1 0,6%

Lactobacillus spp 1 0,6%

Corynebacterie 6 3,5%

Total 170 100%


40

A baumanii : Acinetobacter Baumanii ; A viridans : Aerococcus Viridans ; A Hydrophila :

Aeromonas Hydrophila ; B vesicularis : Brevundimonas Vesicularis ; E cloacae : Enterobacter

Cloacae ; E coli : Escherichia Coli ; E faecalis : Enterococcus Fæcalis ; E species :

Enterococcus species ; K pneumoniæ : Klebsiella Pneumoniae ; P aeruginosa : Pseudomonas

Aeruginosa ; P mirabilis : Proteus Mirabilis ; P rettgeri : Providencia Rettgeri ; Str spp:

Streptocoque spp ; S agalactiae : Streptococcus Agalactiae ; S aureus : Staphylococcus

Aureus ; S constellatus : Streptococcus Constellatus ; S dysgalactiae : Streptococcus

Dysgalactiae ; S intermedius : Streptococcus Intermedius ; SAH : Streptocoque Alpha

hémolytique ; SBHA : Streptocoque Bêta Hémolytique du groupe A ; SCN : Staphylocoque à

Coagulase Négatif ; S marcescens : Serratia Marcescens ; S paucimobilis : Sphingomonas

Paucimobilis.

Aucune infection virale, mycosique ou parasitaire n’a été

enregistrée dans notre série.


41

Concernant la sensibilité aux antibiotiques des souches isolées, il a

été observé chez :

- Les staphylocoques

50 souches sur 56 de S aureus (fig.14) ont montré une résistance à

la Pénicilline G (soit 89,29%), 10 souches sont résistantes à l’Acide

fusidique (FA) et à la Tétracycline (TE) soit 17,85%, 4 souches à la

Tobramycine (TOB) soit 7,14%, 4 souches à l’Oxacilline (OX) et à la

Céfoxitine (FOX), 3 souches à l’Erythromycine(E) et à la

Kanamycine (K) soit 5,35%, 2 souches sont résistantes à la

Gentamicine (GM) et au Sulfaméthoxazole+Triméthoprime (SXT),

une souche au Chloramphénicol(C), aux Fluoroquinolones(Fq) et

à la Rifampicine(RMP).

Toutefois, tous les isolats de S aureus ont été sensibles au Linézolide

(LZD), au Quinupristine/Dalfopristine (QD), à la Lincomycine (L), à

la Téicoplanine (TEC) et la Vancomycine (VA).


42

89,29

17,85 17,85

7,14 5,35 5,35 5,353,57 3,57 1,78 1,78 1,78 1,78

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

Po

urc

en

tag

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s

res

ista

nte

s

PG

FA

TE

TO

B

OX E K

GM

SX

T C

FO

X

Fq

RM

P

S aureus

PG : pénicilline G ; FA : Acide fusidique ; TE : Tétracycline ; TOB : Tobramycine ; OX: Oxacilline;

E: Erythromycine; K: Kanamycine; GM: Gentamicine; SXT: Sulfamethoxazole+Trimethoprime;

C: Chloramphénicol; FOX: Cefoxitine; Fq: Fluoroquinolones; RMP: Rifampicine.

Fig.14. Taux de résistance des isolats de Staphylococcus aureus aux différents

antibiotiques testés (n=56).

En ce qui concerne le SCN (fig.15), 16 sur 18 souches étaient

résistantes à la Pénicilline G soit 88,88%. Elles sont suivies par les

résistances à l’Oxacilline (OX) et à la Tétracycline (TE) avec 8

souches, soit 44,45%. 5 souches sont résistantes aux

Fluoroquinolones (Fq) et à l’Erythromycine(E) et 4 souches à la

Lincomycine (L) soit 22,23%. La résistance aux aminosides tels que,

la Gentamicine (GM), la Kanamycine (K) et la Tobramycine (TOB)


43

88,88

44,45 44,45

38,89

27,78 27,78

22,23

16,67 16,67 16,67

11,12

5,56

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

Po

urc

en

tag

e d

es s

ou

ch

es r

esis

tan

tes

PG OX TE FA Fq E L GM K TOB FOS FOX

SCN

est considérable (3 souches soit 16,67%) par rapport à celle de la

Fosfomycine (FOS) 2 souches soit 11,12% et à celle de la Céfoxitine

(FOX).

Fig.15. Taux de résistance des isolats du staphylocoque à coagulase négatif aux

différents antibiotiques testés (n=18).

- Les entérobactéries

Les quatre principales entérobactéries isolées au niveau des

différents sites d’infection sont E cloacae, E coli, P mirabilis et K

pneumoniae.

Les souches d’E cloacae (fig.16) possèdent une résistance

naturelle à l’Amoxicilline (AMX), à l’association Amoxicilline+Acide

clavulanique (AMC), aux céphalosporines de 1ère génération, au


44

100 100 100 100

62,5

5050

37,537,5 37,5

25 25

12,512,5

12,5 12,5

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Po

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tag

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tes

AM

X

AM

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CF

FO

X

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TIC

SXT

PIP

TO

B Fq

CTX

CR

O

TC

C

TZP

GM

NE

T

E cloacae

Céfotétan et à la Céfoxitine (FOX). La moitié des souches (n=4)

sont résistantes au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (STX) et à la

Ticarcilline (TIC) et un quart des souches (n=2) au Céfotaxime

(CTX) et au Ceftriaxone (CRO), par contre toutes les souches

isolées (n=8) ont été sensibles à la Colistine (CS).

Fig.16. Taux de résistance des isolats d’Enterobacter cloacae aux antibiotiques testés

(n=8).


45

77,77

66,67 66,66

44,45

33,34

11,12 11,12 11,12 11,12 11,12

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Po

urc

en

tag

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ou

ch

es r

esis

tan

tes

AM

X

TIC

SXT

PIP Fq

AM

C

TC

C

GM

TO

B

CS

E coli

7 souches d’E coli (fig.17) soit 77,77% étaient résistantes à

l’Amoxicilline (AMX), 6 souches soit 66,67% à la Ticarcilline (TIC) et

au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT). Tous les isolats étaient

sensibles à l’Amikacine (AN), et au Piperacilline-Tazobactam (TZP).

Fig.17. Taux de résistance des isolats d’Escherichia coli aux antibiotiques testés

(n=10).

En ce qui concerne P mirabilis (fig.18), toutes les souches ont une

résistance naturelle à la Colistine (CS). 7 souches étaient

résistantes à l’Amoxicilline (AMX) soit 77,77%, 5 à la Ticarcilline (TIC),


46

100

77,77

55,56

33,34 33,34

22,23

11,12

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Po

urc

en

tag

e d

es

so

uc

he

s r

es

ista

nte

s

CS AMX TIC PIP SXT CF Fq

P mirabilis

3 à la Pipéracilline (PIP) et au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime

(SXT).

Quoique toutes ces souches (n=9) étaient sensibles à la

Gentamicine (GM), à la Tobramycine (TOB), à l’Amikacine (AN), à

la Netilmicine (NET), à l’Amoxicilline+Acide clavulanique (AMC),

au Cefoxitine (FOX) et au Cefotaxime (CTX).

Fig.18. Taux de résistance des isolats de Proteus mirabilis aux antibiotiques testés

(n=9).


47

100 100 100

80 80 80 80 80

60 60 60 60

40 40

20

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Po

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tag

e d

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tan

tes

AM

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TIC

PIP

AM

C

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GM

TO

B

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O

NE

T

Fq

SXT

TC

C

MA

TZP

K pneumoniae

Pour K pneumoniae (fig.19), la résistance naturelle intéresse

l’Amoxicilline (AMX), la Ticarcilline (TIC) et la Pipéracilline (PIP).

L’Amoxicilline-Acide clavulanique (AMC), la Céfalotine (CF), la

Céfotaxime (CTX), la Gentamicine (GM), et la Tobramycine (TOB)

sont résistantes sur 4 souches, soit 80%.

Fig.19. Taux de résistance des isolats de Klebsiella pneumoniae aux antibiotiques

testés (n=5).


48

Les autres espèces d’entérobactéries sont peu représentées :

→ Le Citrobacter freundii est présent avec une seule souche qui a

une résistance naturelle à l’Amoxicilline (AMX), à l’Amoxicilline-

acide clavulanique (AMC), à la Céfalotine (CF) et à la Céfoxitine

(FOX). La Ticarcilline (TIC), le Céfamandole (MA), la Gentamicine

(GM) et le Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT) ont été aussi

moins avantageux sur cette souche.

→ La souche de Citrobacter koseri quant à elle, a été résistante à

deux antibiotiques uniquement, l’Amoxicilline (AMX) et la

Ticarcilline (TIC).

→ Pour la souche de P rettgeri, l’Amoxicilline (AMX), l’Amoxicilline-

Acide clavulanique (AMC), la Céfalotine (CF) et la Colistine (CS)

ont été inefficaces.

→ Enfin, pour S marcescens, la souche est dotée également d’une

résistance naturelle à l’Amoxicilline (AMX), à l’Amoxicilline-Acide

clavulanique (AMC), à la Céfalotine (CF) et au Céfamandole

(MA). Cette souche est aussi résistante à la Céfoxitine (FOX) et à la

Colistine (CS).


49

- Les bacilles à Gram négatif non fermentaires

Les souches d’A Baumanii (fig.20) ont montrées une multiresistance

aux antibiotiques (BMR) : toutes les souches sont résistantes à la

Ticarcilline (TIC), la Pipéracilline (PIP), la Gentamicine (GM) et aux

Fluoroquinolones (Fq). 4 souches soit 80% sont résistantes à la

Ticarcilline-acide clavulanique (TCC), au Pipéracilline-Tazobactam

(TZP), à la Ceftazidime (CAZ), à la Tobramycine (TOB), à

l’Amikacine (AN), et au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT). Les

résistances à l’Imipénème (IMP), au Céfépime (FEP), au Cefpirome

(FPO) et à la Nétilmicine (NET) sont observées pour 3 souches.


50

100 100 100 100

80 80 80 80 80 80

60 60 60 60

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

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TIC

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GM Fq

TC

C

TZP

CA

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B

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SXT

IMP

FE

P

FP

O

NE

T

A baumanii

TIC : Ticarcilline ; TCC : Ticarcilline + Acide clavulanique ; PIP : Pipéracilline ; TZP :

Pipéracilline+Tazobactam ; IMP : Imipeneme ; CAZ : Ceftazidime ; FEP : Cefepime ; FPO :

Cefpirome ; GM : Gentamicine ; TOB : Tobramycine ; AN : Amikacine ; NET : Netilmicine ; SXT:

Sulfamethoxazole+Trimethoprime.

Fig.20. Taux de résistance des isolats de A baumanii aux différents antibiotiques

testés (n=5).

Pour P aeruginosa (fig.21), la majorité des souches (13 souches soit

92,86%) sont résistantes au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime(SXT),

suivi de 10 souches à la Rifampicine (RMP) soit 71,43%, ensuite de 6

souches à la Nétilmicine (NET) soit 42,86%, et 5 souches à la

Ticarcilline (TIC) soit 35,72%. Ces résistances sont réduites pour n= 1

souche et n=4 souches soit respectivement 7,15% et 28,58%.


51

92,86

71,43

42,86

35,72

28,58

28,58

28,58

21,43

14,29

14,29

14,29

7,15

7,15

7,15

7,15

7,15

7,15

7,15

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100P

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SXT

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T

TIC

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CA

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B

TC

C

TZP

FP

O

AN Fq

FO

S

CS

P aeruginosa

Fig.21. Taux de résistance des isolats de P aeruginosa aux différents antibiotiques

testés (n=14).

Les souches de A hydrophila et de B vesicularis ont présenté une

forte sensibilité à tous les antibiotiques testés. Par contre, la souche

de S paucimobilis a présenté une résistance à la Ticarcilline (TIC),

la Pipéracilline (PIP), l’Imipénème (IMP), la Cefsulodine (CFS), aux

aminosides (Gentamicine, Tobramycine, Amikacine, Nétilmicine)

et au Rifampicine (RMP).


52

100

75 75

62,5

37,5

25

12,5 12,5 12,5 12,5 12,5

2

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Po

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en

tag

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ou

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tan

tes

L OX SXT TE E C PG GM Fq CLI FOS CTX

E faecalis

- Les streptocoques

Les principales espèces représentants cette famille sont :

→ Les souches de E faecalis (Fig.22) : Toutes les souches ont

montrées une totale sensibilité à l’Ampicilline (AMP), à la

Vancomycine (VA) et à la Téicoplanine (TEC). Ces mêmes

souches étaient résistantes à la Lincomycine (L). On a également

observé une forte résistance à l’Oxacilline (OX) n=6 soit 75%, au

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT) soit 75% et au Tétracycline

(TE) n=5 soit 62,5%.

Fig.22. Taux de résistance des isolats de E faecalis aux différents antibiotiques testés

(n=8).


53

→ Les souches de S agalactiae (n=2) : Elles sont toutes résistantes

au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT) et au Tétracycline (TE).

Les autres antibiotiques ont été actifs sur ces souches.

→ Les souches S dysgalactiae (n=3) étaient toutes sensibles aux

antibiotiques testés, sauf à la Tétracycline (TE).

→ Les souches de SAH (n=2) sont résistantes à la Fosfomycine

(FOS) et au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT), les autres

antibiotiques restent actifs.

→ Les souches SBHA (n=6), étaient également sensibles à la

majorité des antibiotiques, mais ils ont présenté une résistance au

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT).

→ Les STR spp (n=4) ont montré une résistance à la Téicoplanine

(TEC) et au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT), les autres

antibiotiques sont restés sensibles.

→ La souche de E intermedius a été résistante à

l’Erythromycine(E), à la Téicoplanine (TEC) et à la Lincomycine (L).


54

→ La souche de E species a été résistance à la Pénicilline G (PG),

à l’Amoxicilline (AMX), au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT), à

la Fosfomycine (FOS), au Téicoplanine (TEC) et à la Lincomycine

(L).

→ Par contre tous les antibiotiques testés sur la souche de S

constellatus ont été actifs.

→ La souche de A viridans a montrée une résistance à

l’Erythromycine(E) et au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (SXT),

cette même souche était hautement sensible aux autres

antibiotiques.

- Les autres bactéries

→ La souche de Bacillus (n=1) a été sensible à la Pénicilline G, la

Gentamicine, la Kanamycine, la Tobramycine, l’Erythromycine, au

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime, la Rifampicine, la Lincomycine,

la Téicoplanine et la Vancomycine. Aucune résistance n’a été

observée.

→ La souche de Clostridium species (n=1) est sensibles à

l’Ampicilline, l’Amoxicilline et à la Vancomycine. Aucune

résistance n’a été également observée.


55

→ La souche de Lactobacillus spp (n=1) a été résistante à

l’Amoxicilline (AMX) et à la Vancomycine (VA). Cette même

souche était sensible à la Pénicilline G, aux Aminopénicillines, aux

Aminosides, aux Fluoroquinolones, au Sulfaméthoxazole-

Triméthoprime, à la Rifampicine, au Téicoplanine, au

Chloramphénicol et à la Tétracycline.

→ Quant aux souches de corynébacteries (n=6), elles ont été

résistantes à la Fosfomycine (FOS) et à la Tobramycine (TOB). Elles

ont été également sensibles à l’Oxacilline, à la Vancomycine et à

la Téicoplanine.

- Indices informationnels : (Voir annexe 7)

Les tableaux IV.1 et IV.2 montre les résultats de l’examen direct et

de la culture dans les IPM non graves et les IGPM.

Tab.IV.1 Résultats de l’examen direct (ED) des IPM non graves et des IGPM, service

de microbiologie, HMIMV-Rabat, 2007-2008.

IPM non graves IGPM Total

ED positif 160 20 180

ED négatif 5 1 6

Total 165 21 186


56

Tab.IV.2 Résultats des cultures (Cult.) dans les IPM non graves et les IGPM, service de

microbiologie, HMIMV-Rabat, 2007-2008.

IPM non graves IGPM Total

Cult. Positif 151 19 170

Cult. Négatif 14 2 16

Total 165 21 186

Tab.V. Indices informationnels sur l’examen direct et la culture dans les IPM non

graves et les IGPM, service de Microbiologie, HMIMV-Rabat, 2007-2008.

SE SP VPP VPN

Examen direct 96,96% 4,76% 88,89% 16,67%

Culture 91,51% 9,52% 88,82% 12,5%

SE : Sensibilité, SP : Spécificité, VPP : Valeur prédictive positive, VPN : Valeur prédictive

négative.


57

V. Discussion

Cette étude rétrospective nous a montré que la prévalence des

IPM à l’H.M.I.M.V de Rabat est de 9,3% (140/1504) par rapport à

l’ensemble des prélèvements purulents (Pus superficielle et Pus

profond) reçu pendant la période d’étude.

Ces IPM sont reparties en : 58 cas d’abcès, 14 pustules, 12

phlegmons, 9 escarres, 8 gangrènes de fournier, 8 érysipèles, 8

ulcères, 5 cellulites, 5 moignons, 5 gangrènes gazeuses, 3 fasciites

nécrosantes, 2 pyoderma gangrenosum, 1 lupus,1ostéite et 1 pus

profond.

Dans la littérature, elles sont dominées par les abcès, les impétigos,

et les folliculites [14, 34]. Pak-Leung Ho et al ont montré dans leur

étude que 80,87% des IPM étaient des abcès [61].

Les IGPM (DHBN-FN) restent rares. Dans notre série nous avons

obtenu une prévalence de15% par rapport à l’ensemble des IPM.

Les données épidémiologiques sont rares, et le plus souvent

parcellaires. Leur prévalence pourrait être évaluée à moins d’1

cas/100 000 IPM par an. Elle a été évaluée à 3,5/100 000 IPM en

2001 aux Etats-Unis et à 4/100 000 IPM en Norvège. Aucune autre

donnée n’existe dans la littérature [56].

Leur présentation clinique chez l’enfant n’est pas différente de

celle de l’adulte.


58

La mortalité des IGPM est très élevée. La durée d’hospitalisation

est longue, les séjours en réanimation prolongés, les interventions

multiples, les amputations fréquentes, les séquelles fonctionnelles

et la chirurgie réparatrice courantes.

Du fait d’un manque de données, on n’a pas pu évaluer la

mortalité dans notre série.

Cependant selon Elliot D et al, Singh G et al, elle reste élevée,

même si elle a diminué ces 20 dernières années. Elle atteint 15 à

30% de toutes étiologies confondues [57, 58].

L’existence d’un choc initial est associée à une mortalité accrue à

40% voire à 50 ou 60% en cas de choc toxique streptococcique.

Les gangrènes clostridiennes, notamment au niveau du tronc, ont

le pronostic le plus sévère tandis que les atteintes limitées aux

extrémités auraient le meilleur pronostic. Mais dans tous les cas la

précocité de l’intervention chirurgicale est un des éléments

majeurs du pronostic [39, 59].

Ces infections touchent aussi bien l’homme que la femme mais

avec une prédominance masculine en raison de leur activité

professionnelle. Dans notre série, le sexe masculin a représenté

69,28% des cas. Beaucoup d’auteurs le confirment en faisant

allusion aux blessés de guerre, aux individus travaillant sur des


59

chantiers. D’autres affirment que les pays industrialisés enregistrent

les taux les plus élevés [60].

On peut également les retrouver à tout âge, mais avec une

prédominance chez les patients d’âge moyen entre 40 et 50 ans.

Ce qui concorde avec l’âge moyen obtenu dans notre série qui

est de 45 ans. Il est de 50 ans dans l’étude effectuée par Auboyer

et al [35, 61].

Parmi les facteurs de risque, l’âge avancé semble le plus

prédisposant à ces infections, d’autres n’en sont pas moins

impliqués : le diabète, l’éthylisme, l’immunodépression, le rôle des

anti-inflammatoire non stéroïdiens (AINS) et les maladies

néoplasiques. Dans notre étude 30% des patients étaient très

âgés, ceci est confirmé par Guiot F, Urschel J.D et Frederik W [62-

64]. Ce fait peut s’expliquer par l’altération des mécanismes de

défenses liés au processus de vieillissement qui prédisposent

l’individu âgé à l’infection [65-67].

En revanche chez l’enfant la porte d’entrée principale est la lésion

due à la varicelle suivie par le traumatisme fermé. Cette contusion

fait suite à un choc direct souvent au cours d’un exercice

physique ou au cours d’un jeu et elle peut passer inaperçue [68, 69].


60

Le rôle des AINS est très débattu tant chez l’enfant que chez

l’adulte. Certaines équipes affirment que ces molécules en

réduisant la réaction inflammatoire diminuent la production des

cytokines. D’autres estiment que la réaction locale est de ce fait,

amoindrie par réduction du chimiotactisme et de la phagocytose,

ceci rendant le diagnostic plus difficile [70-72].

L’étude de la répartition des IPM en fonction des services de

l’HMIMV montre que le service de dermatologie était le plus

fréquenté par les patients avec 46 cas, suivi du service de

traumatologie (33 cas), ensuite les services de médecine(21cas).

Les signes locaux des IPM sont dominés par des manifestations

cutanées, c’est ce qui encourage le patient à se diriger vers un

dermatologue.

Certains auteurs le confirment, mais d’autres mettent en exergue

le service de traumatologie à cause des accidents traumatiques

qui sont en augmentation [73, 74].

L’écouvillonnage est la méthode de prélèvement la plus utilisée.

Certains auteurs préconisent les pontions et estiment que

l’écouvillonnage demeure peu adapté à la mise en évidence

optimale des bactéries réellement responsables de l’infection,

malgré cela d’autres obtiennent une bonne corrélation entre les


61

résultats de cette technique et ceux obtenus par d’autres modes

de prélèvement (biopsie, ponction).

Les hémocultures ne sont positives que dans 10% des cas. La

culture d’une biopsie permet la mise évidence du germe en

cause dans 20% des cas et celle des fragments opératoires a un

grand intérêt car les germes sont en plus grande quantité dans le

tissu profond [75-77].

Ces infections siègent en majorité au niveau du membre inférieur

(41,4% des cas). Il en est de même pour les études effectuées

dans la littérature. L’insuffisance veineuse, les plaies, le surpoids et

les lymphoedèmes post-traumatiques en sont les causes les plus

évoquées [78, 79].

N’empêche qu’elles peuvent siéger n’importe où notamment aux

membres supérieurs, au tronc, aux organes génitaux, au niveau de

la peau et de la face.

Le profil bactériologique des IPM est très polymorphe. Dans notre

série, nous avons isolé en majorité : S aureus, SCN, P aeruginosa, E

coli, P mirabilis, E cloacae, E faecalis, SBHA, A baumanii. Ce profil

cadre avec ceux de la littérature [80].


62

Les Staphylocoques font partie des germes les plus rencontrés.

Dans notre série nous avons obtenu 56 souches soit 32,9% de S

aureus et 18 souches soit 10,6% de SCN. La littérature montre

également une prédominance de Staphylocoque aureus. Ainsi en

Amérique du Nord, en Europe, et en Amérique Latine, il a été isolé

respectivement 44,6%, 37,5% et 33,5% de S Aureus. Par contre les

SCN y sont faiblement représentés avec 5,1% [3]. Ces SCN sont

rencontrés généralement chez des brûlés ou sur des terrains

prédisposés. Cette prédominance émane du caractère

ubiquitaire et des pouvoirs pathogènes (pouvoir invasif et pouvoir

toxique) qu’ils possèdent [81].

Le P aeruginosa figure en second lieu avec 12%, alors qu’il est de

8,2% dans notre série [3]. Ce germe n’est pas un hôte habituel de

la peau. Sa prolifération cutanée est favorisée par l’humidité des

plis de la peau et l’utilisation d’antiseptiques antibactériens

particulièrement en milieu hospitalier [82]. Il peut être impliqué dans

des infections communautaires et c'est l'une des bactéries les plus

fréquemment isolées lors d'infections nosocomiales. Il est peu

virulent chez les individus normaux et très pathogène chez les

sujets dont les moyens de défense sont altérés [83, 84].


63

Les entérobactéries sont également représentées majoritairement

par E coli avec 10 souches soit 5,9%. Il est de 7,2% dans l’étude

effectuée par Moet Gary J et al.

Les streptocoques sont aussi représentés avec une prédominance

de SBHA (6 souches soit 3,5%). Cette valeur est basse par rapport à

celle des études effectuées aux USA et en Europe en 2004 avec

5,3% [3].

La résistance est un phénomène observé chez les bactéries depuis

l’utilisation des antibiotiques dans les maladies infectieuses. Il peut

s’agir d’une résistance naturelle, concernant toutes les souches

d’une espèce donnée, ou acquise à la suite d’une modification

génétique et qui ne concerne que certaines souches d’une

espèce [85]. Ainsi, dans notre étude, un profil de résistance a été

établi :

Une forte résistance des staphylocoques à la Pénicilline G est

notée (89,29% pour S aureus et 88,88% pour SCN) dans notre série.

Actuellement 90% de S aureus sont résistants à la Pénicilline G.

Ainsi, Rennie RP et al, Hamze M et al ont trouvé respectivement

89,3% et 96% de résistance [86, 97].

La résistance à la méticilline est de plus en plus fréquente, pouvant

aller jusqu'à 68 % chez les SCN et 28 % chez les S. aureus [87].


64

Le mécanisme principal de résistance passe par la modification

d'une protéine de liaison à la pénicilline (PLP2a) qui confère une

résistance croisée à toutes les bêtalactamines [88, 89].

Le support génétique est le gène mecA, entraînant des

phénotypes de résistance hétérogène ou homogène en fonction

de son degré d'expression [90].

Dans notre série, les S aureus sont en majorité des SASM (S aureus

sensible à la Méticilline). Les SARM (S aureus Résistant à la

Méticilline) sont très peu représentés.

Les plus forts taux de SARM sont retrouvés dans les pays et les

services hospitaliers les plus prescripteurs d’antibiotiques [91]. Ainsi,

des différences géographiques importantes sont à noter. La

fréquence du SARM est en Europe du Sud (Italie, Espagne, France)

et au Japon proche ou supérieure des 30%, alors qu’elle est

inférieure à 1% en Scandinavie ou en Islande [92, 93].

Tiemersma et al estiment le pourcentage de SARM en France à

33% et à 40% en cas d’origine nosocomiale [93].

Toutefois, depuis le début du millénaire, on assiste à

l’augmentation importante de différents clones de SARM d’origine

communautaire (CA-SARM : Association Communautaire de

Staphylocoque Aureus Résistant à la Méticilline) combinant la


65

virulence (notamment les souches porteuses de la toxine de

Panton-Valentine), la transmissibilité et la résistance aux

antibiotiques. Certaines études parlent de 12 à 29% des souches

isolées chez l’adulte et de fréquences encore plus élevées chez

l’enfant [94].

Elles sont responsables le plus souvent chez le sujet jeune,

d’infections suppuratives de la peau et des tissus mous parfois

graves, mais également de pneumopathies nécrosantes dont la

mortalité avoisine les 80% [95].

Toutes les entérobactéries ont présenté une forte résistante aux

bêtalactamines surtout à l’Amoxicilline et à la Ticarcilline. La

résistance aux bêtalactamines par production de pénicillinase est

la plus répandue. Cette résistance est due à des enzymes dont les

profils de substrat sont divers [96].

Selon les études effectuées par Rennie R.P. et al, tous les isolats d’E

coli sont sensibles à l’Amikacine, au Céfépime, à l’Imipénème, et

au Méropénème. Dans notre série la sensibilité concerne la

Gentamicine, la Tobramycine, l’Amikacine, la Nétilmicine,

l’Amoxicilline-Acide clavulanique, la Céfoxitine et la Céfotaxime.

La résistance à la Pipéracilline (44,45%) et la Ticarcilline (66,67%) est

élevée dans notre série. Il est respectivement de 29,6% et 36,7%

dans les études de Rennie R.P et al [97].


66

Récemment une étude a montré l’apparition de la résistance des

entérobactéries (Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli) aux

bêtalactamines les plus récentes (céphalosporines de quatrième

génération, Aztréonam, Carbapénèmes). Elle succède en général

à la prescription d'une antibiothérapie immodérée sélectionnant

les bactéries dont la résistance résulte de la présence d'une

bêtalactamase et de mutations de cette enzyme et/ou de

mutations des protéines de régulation de sa synthèse [98].

A Baumanii est un bacille multiresistant (BMR). La résistance aux

bêtalactamines est très élevée, 100% à la Ticarcilline et à la

Pipéracilline, 80% à la Ceftazidime, 60% à l’Imipénème, à la

Céfépime et à la Cefpirome. La résistance aux aminosides était

de 60% à la Nétilmicine et de 100% à la Gentamicine. La

résistance aux Fluoroquinolones était de 100% et au

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime de 80%. L’étude effectuée par

Lahsoune et al a montré une résistance à 91 % à la Céfotaxime,

50,3 % à la Ceftazidime et 42,6 % à Imipénème. La résistance aux

aminosides variait de 17,9 % pour la Nétilmicine à 72,1 % pour la

Gentamicine. La résistance à la Ciprofloxacine était de 65,8 % et

au Sulfaméthoxazole-Triméthoprime de 75,8 % [99].


67

La comparaison de ces résultats et ceux obtenus dans notre série

montre que nos souches sont fortement résistantes. Ceci met en

évidence le fort pouvoir d’adaptation de cette bactérie [100].

La résistance aux bêtalactamines, y compris l’Imipénème et aux

Fluoroquinolones serait due à l’hyperproduction de la

cephalosporinase Ampc (cephalosporinase chromosomique),

ainsi qu’à la production à un niveau basale de l’OXA-69

(Oxacilline naturelle). Cela étant associé à l’imperméabilité

naturelle aux bêtalactamines caractéristique des souches d’A

baumanii [101].

Plus de la moitié des souches de P aeruginosa est résistante au

Sulfaméthoxazole-Triméthoprime (92,86%) et à la Rifampicine

(71,43%). La résistance à la Pipéracilline est de 28,58%, à la

Ceftazidime de 14,29%. Selon les études effectuées dans la

littérature, les résistances à la Ceftazidime est passée de 9,9 à

14,8%, ceci est proche de nos résultats par contre la résistance à

la Pipéracilline est de 14% ce qui est inférieur à nos résultats. La

résistance plus ou moins faible (7,15%) de nos souches vis-à-vis du

Tazobactam/Pipéracilline est conforme à leurs résultats (7%) [97].


68

Concernant les streptocoques, la majorité des espèces isolées a

présenté une résistance au Sulfaméthoxazole-triméthoprime, à la

Tétracycline et à la Lincomycine. Dans une étude réalisée par

Vachée A et al, les souches d’E faecalis sont quasiment sensibles

aux aminopenicillines. Ceci est conforme avec nos souches. Cette

étude a également montré que S Agalactiae reste parfaitement

sensible à l’Ampicilline alors que sa sensibilité à l’Erythromycine est

passée de 81% en 2000 à 75% en 2002 [102]. Dans notre série, toutes

les souches de cette espèce ont été sensibles à l’Erythromycine,

contrairement aux souches d’E faecalis qui ont présenté une

résistance de 37,5% à l’Erythromycine [103].

Le taux de résistance de S. pyogènes (SBHA) aux macrolides a

augmenté et a actuellement dépassé 20 %. Nos souches n’ont

montré aucune résistance aux macrolides [104]. Chez S. pyogènes,

la résistance aux macrolides est liée soit à une modification de leur

cible par méthylation (gènes erm) qui empêche la liaison de

l’antibiotique au ribosome, soit à un mécanisme d’efflux (gènes

mef) [105, 106].

L’examen direct et la culture prennent une place importante dans

la détection de différents agents responsables des IPM. Ils sont

réalisés systématiquement. C’est donc dans cette optique, que


69

nous avons fait des calculs pour savoir l’apport de ces deux

méthodes dans le diagnostic des IPM non graves et des IGPM.

Le calcul de la sensibilité, de la spécificité, de la valeur prédictive

positive et négative (tableau V), nous a permis de conclure que

l’examen direct et la culture sont plus sensibles à la détermination

des germes responsables des IPM non graves que ceux des IGPM.

Ceci peut être liée à la méthode de prélèvement souvent faite

par écouvillonnage, qui ramène peu de germes alors que les

IGPM en regorgent. C’est la raison pour laquelle beaucoup

d’auteurs font plus appel à la chirurgie dans le traitement de ces

IGPM [107].

Tout au long de la réalisation de ce travail nous avons rencontré

des limites notamment :

- la difficulté de récupérer les dossiers des patients concernant les

examens d’anatomo-pathologie;

- les cultures des germes anaérobies difficiles car, il y’a présence

d’enceinte mais absence de gaz ;

- la longue durée du transport des prélèvements;

- le milieu de transport inadéquat ou absent;

- l’insuffisance des renseignements cliniques ce qui fait que nos

données sont en deçà de la réalité.


70

Conclusion

Cette étude nous a montré que 140 patients souffraient d’une IPM

avec une prévalence de 9,3% par rapport à l’ensemble des

prélèvements purulents. Les IGPM restent rares avec une

prévalence de 15% par rapport à l’ensemble des IPM. Ces valeurs

ne représentent pas la situation de ces infections au Maroc

puisque notre étude n’a concerné qu’un faible échantillon de la

population.

Cependant, les formes graves doivent être prises en considération

à cause de leur mortalité élevée. Il convient alors de souligner

l’importance d’une prise en charge précoce des patients

nécessitant une coopération multidisciplinaire entre les différents

acteurs intervenant dans le traitement de ces infections afin

d’élaborer des protocoles efficaces. Par ailleurs, chez les patients

fragiles, il faut traiter toute infection pouvant être une porte

d’entrée. L’antibiothérapie est avec la chirurgie, l’élément

essentiel du traitement. Il convient en outre d’insister sur l’absolue

nécessité d’assurer à ces patients des apports nutritionnels

importants compte tenu de leur hypercatabolisme.

Le profil bactériologique est dominé par les staphylocoques (S

aureus et SCN), d’où la nécessité de mettre en place des mesures


71

d’hygiène pour la population à risque et une prescription

rationnelle des antibiotiques par les cliniciens, laquelle prescription

est basée sur l’antibiogramme.

L’utilisation massive et anarchique d’antibiotiques favorise le

développement des résistances bactériennes et représente un

problème de santé publique du fait de l’augmentation du coût du

traitement des patients. Plusieurs de nos souches ont été

résistantes aux bêtalactamines. Ces résistances sont sans cesse en

augmentation, il serait enrichissant de mener des campagnes de

sensibilisation et d’éducation de la population pour une meilleure

utilisation des antibiotiques. Les personnels de santé doivent aussi

être interpellés sur la gravité de la situation qui peut aboutir à une

impasse thérapeutique.

A vraie dire, ces infections surprennent encore de nos jours. La

lutte contre ces IPM reste une course contre la montre c’est ce

que les médecins en 1915 avaient parfaitement compris.


72

Références bibliographiques

1. Gauzit R. Infection cutanées graves : définitions, caractéristiques

cliniques et microbiologiques. Annales Françaises d’Anesthésie et

de Réanimation 2006 ; 25 : 967-970.

2. Clair B. Infections des parties molles. In : Georges Offenstadt,

Jean-Michel Boles, Jean-Pierre Cardinaud, Collège national des

enseignants de réanimation médicale, Claude Gibert, Albert

Jaeger, éd. Reanimation medical. Paris: Masson; 2001; 983-987.

3. Moet Gary J, Jones Ronald N, Biedenbach Douglas J, Stilwell

Matthew G, Fritsche Thomas R. Contemporary causes of skin and

soft tissue infections in North America, Latin America, and Europe:

Report from the SENTRY Antimicrobial Surveillance Program (1998–

2004). Diagnostic Microbiology and Infectious Disease 2007; 57: 7–

13.

4. Baurienne H. sur plaie contuse qui s’est terminé par le sphacèle

du scrotum. J Med Chir Pharmacol 1764 ; 20 :251.

5. Fournier J. gangrène-foudroyante de la verge. Sem Med 1883;

3: 345-348.


73

6. Christine Debue-Barazer. La Gangrene Gazeuse pendant la

première guerre mondiale (Front occidental). Annales de

démographie historique la population dans la grande guerre

2002 ; 51-70.

7. Brummel kampf WH. The importance of administration of oxygen

under atmospheric positive pressure in the treatment of gas

phlegmon. Ned Tijdschr Geneeskd 1961; 105:2430–2432.

8. Conférence de consensus. Erysipèle et fasciite nécrosante : prise

en charge, Ann. Dermatol. Venerol. 2001; 128:463-482.

9. Rene Gordon Holzheimer, MD, PhD. What’s New in Soft Tissue

Infections? CURRENT SURGERY 1999; 56(8):393-396.

10. Conférence de consensus. Erysipèle et fasciite nécrosante :

prise en charge. Méd. Mal. Infect. 2000 ; 30 : 241-245.

11. John Libby. Grosse jambe rouge aigue. Annales de

dermatologie et vénéréologie 2003 ; 130(10) : 165-170.


74

12. Lawrence Eron J, M.D., F.A.C.P., John Burn A. Cellulitis and the

Role of the Clinical Microbiology Laboratory. Clinical Microbiology

Newsletter 2007; 29(20): 151-158.

13. John Libby. Grosse jambe rouge aigue. Annales de

dermatologie et vénéréologie 2005 ; 132(10) : 167-171.

14. Taieb A, Cambazard F, Bernard P, Vaillant L. Infection cutanéo-

muqueuses bactériennes et mycosiques. Ann Dermatol Venereol

2002 ; 129 :247-252.

15. Denis F, Martin C, Ploy MC. L’érysipèle: données

microbiologiques et pathologiques. Med. Mal. Infect. 2000 ; 30 :

296-305.

16. Bédos JP. Dermohypodermites bactériennes nécrosantes

et fasciites nécrosantes : quels antibiotiques et comment ? Ann Fr

Anesth Reanim. 2006; 25(9): 982-985.

17. Brook I. Anaerobic infections in children. Microbes and

Infection 2002; 4:1271-1280.


75

18. Jeannette Guarner MD, Jeanine Bartlett HT, Sarah Reagan MPH

et al. Immunohistochemical evidence of Clostridium sp,

Staphylococcus aureus, and group A Streptococcus in severe soft

tissue infections related to injection drug use. Human Pathology

2006; 37:1482– 1488.

19. Grolier G, Le Moal G, Robert K. Infection dues aux bactéries

anaérobies de la flore endogène (Clostridium difficile). EMC-

Maladies infectieuses 2004 ; 1 :262-280.

20. Stahl J.-P. Littérature d’ailleurs : les infections des parties molles.

Médecine et maladie infectieuse 2004; 24: 273-280.

21. Wong CH, Chang HC, Pasupathy S, Khin LW, Tan JL, Low CO.

Necrotizing fasciitis: clinical presentation, microbiology, and

determinants of mortality. J Bone Joint Surg Am 2003; 85:1454–

1460.

22. Korkut M, Icoz G, Dayangac M, Akgun E, Yeniay L, Erdogan O,

et al. Outcome analysis in patients with Fournier’s gangrene: report

of 45 cases. Dis Colon Rectum 2003; 46:649–652.


76

23. Mathieu D, Neviere N, Lefebvre-Lebleu N, Wattel F. Les

infections anaérobies des tissus mous. Ann. Chir. 1997; 51 (3): 272-

287.

24. Török E, P Conlon C. Skin and soft tissue infection. Medecine

2005; 33-34.

25. Brun S, Bouchara JP, Chabasse D. Diagnostic au laboratoire

des mycoses profondes. Revue Française des Laboratoires 2004 ;

359 : 33 – 38.

26. Develoux M. Prélèvements parasitologiques en dermatologie.

EMC-Dermatologie Cosmétologie 2005 ; 2 : 161–169.

27. Bouree P, Botterel F, Resende P. Sérologie parasitaire en

pratique courante : Interet et limite. Revue Française des

Laboratoires 2004 ; 366 :51-59.

28. Timothy McGraw A et al. Cutaneous myiasis. J Am Acad

Dermatol 2008; 58: 907-926.

29. Kienlen J. Les infections à anaérobies. Conférences

d’actualisation 2003 ; 597-614.


77

30. Sédallian A. Mise en évidence des bactéries anaérobies. Rev.

Franç. Lab. 1993; 255 : 21-24

31. Acinetobacter baumanii, le pathogène nosocomial par

excellence. Editorial : Pathologie Biologie 2004 ; 52 :301-303.

32. Cours de bactériologie de la 3e année de pharmacie. Faculté

de Médecine et de Pharmacie de Rabat.

33. Batard E, Kouri DEI, Potel G. Infection à staphylocoques :

aspect clinique et bactériologiques. Med Mal Inf 2007 ; 10 : 7-8.

34. Machet L, Martin L, Vaillant L. Infections bactériennes cutanées

superficielles et non folliculaires. Dermatologie 2006; 10: 298-330.

35. Auboyer C, Charier D, Jospé R et al. Cellulites, fasciites,

myosites, gangrène gazeuse. Encycl Méd Chir (Editions

Elsevier) 2001; 10: 936-983.

36. Dellinger RP, Carlet JM, Masur H, et al. Surviving Sepsis

Campaign guidelines for management of severe sepsis and septic

shock. Intensive Care Med. 2004; 30(4):536-555.


78

37. Bilton BD, Zibari GB, McMillan RW et al. Aggressive surgical

management of necrotizing fasciitis serves to decrease mortality.

A retrospective study. Am Surg 1998; 64: 397-400.

38. Elliott DC, Kufera JA, Myers RA. Necrotizing soft tissue infections.

Risk factors for mortality and strategies for management. Ann Surg

1996; 224: 672–683.

39. Childers BJ, Potyondy LD, Nachreiner R, Rogers FR, Childers ER,

Oberg KC, et al. Necrotizing fasciitis: a fourteen-year retrospective

study of 163 consecutive patients. Am Surg 2002; 68:109–116.

40. Tiu A, Martin R, Vanniasingham P, MacCormick AD, Hill AG.

Necrotizing fasciitis: analysis of 48 cases in South Auckland, New

Zealand. ANZ J Surg 2005; 75:32–34.

41. Bronder CS, Cowey A, Hill J. Delayed stoma formation in

Fournier’s gangrene. Colorectal Dis 2004; 6: 518–520.

42. Weigel J, Itani K, Stevens D, Lau W, Dryden M, Knirsch C et al.

Linezolide vs Vancomycine in treatment of complicated skin and

soft tissue infections. Antimicrob Agent Chemother 2005; 49:2260-

2266.


79

43. Tillou A, St Hill CR, Brown C, Velmahos G. Necrotizing soft tissue

infections: improved outcomes with modern care. Am Surg 2004;

70: 683-841.

44. Mathieu D, Neviere R, Chagnon J.L, Wattel F. La gangrene

gazeuse, une vieille ennemie qui n’a toujours pas disparu. Lettre

de l’infectiologie 1993 ; 8(15) : 484-488.

45. Lepape A, Chomarat M. Infections graves des parties molles.

Ann. Fr. Anesth. Réanim.1995; 5: 19-31.

46. Stevens DL, Bisno AL, Chambers HF, et al. Infectious Diseases

Society of America. Practice guidelines for the diagnosis and

management of skin and soft-tissue infections. Clin Infect Dis 2005 ;

41 (10):1373-1406.

47. Bédos JP, Gauzit R. Infections graves des parties molles. In : Sfar,

editor. La Collection de la Sfar. Antibiothérapie probabiliste des

états septiques graves. Conférence d’experts. Paris : Elsevier ;

2004 ; 207-212.


80

48. Rouquette-Vincenti I, Petitjeans F, Simon F, Baranger B, Koeck

J.L, Brinquin L. Infections graves des parties molles : quelle

antibiothérapie probabiliste ? 42e Congrès d’Anesthésie et de

Réanimation, Ann. Fr. Anesth. Réanim. 2000 ; 19 : 283-489.

49. Conférence de consensus. Erysipèle et fasciite nécrosante :

prise en charge. Ann Dermatol Venereol 2000; 127: 336-340.

50. Nouira K, Bourkhis S, Maalej S, Ben Hassouna J et al. Fasciite

nécrosante compliquant une ponction-biopsie transthoracique.

Revue de Pneumologie Clinique 2007; 63(4) :273-276.

51. Derancourt C. Prise en charge des cellulites et des fasciites

nécrosantes. Ann Dermatol Venereol 200; 128:452–457.

52. Mathieu D. Place de l’oxygénothérapie hyperbare dans le

traitement des fasciites nécrosantes. Med Mal Infect 2000;

30(5):446–455.

53. Gordillo GM, Sen CK. Revisiting the essential role of oxygen in

wound healing. Am J Surg 2003; 186:259–263.


81

54. Lalau JD, Bresson R, Charpentier P, Coliche V, Erlher S, Ha Van

G, et al. Efficacy and tolerance of calcium alginate vs Vaseline

gauze dressings in the treatment of diabetic foot lesions. Diabetes

Metab 2002; 28: 223–229.

55. De Vaumas C, Bronchard R, Montravers P. Traitements non

médicamenteux des infections cutanées graves :

oxygénothérapie hyperbare, pansements et thérapeutiques

locales. Annales Françaises d’Anesthésie et de Réanimation 2006 ;

25 : 986–989.

56. Groseclose SL, Brathwaite WS, Hall PA, Knowles CM, Adams DA,

Connor FJ, et al. Summary of notifiable diseases-United States,

2001. Morb Mortal Wkly Rep. 2003; 50:100–108.

57. Elliot D, Kufera JA, Myers RA. The microbiology of necrotizing

soft tissue infections. Am J Surg 2000; 179:361-371.

58. Singh G, Sinha SK, Adhikary S, Babu KS, Ray P, Khanna SK.

Necrotizing infections of soft tissue-a clinical profile. Eur J Surg 2002;

168:366-371.


82

59. Barnham MR, Weightman NC, Anderson AW, Tanna A.

Streptococcal toxic shock syndrome: a description of 14 cases

from North Yorkshire, UK. Clin Microbiol Infect 2002; 8:174-181.

60. Tay M, Doco-Lecompte T. Dermohypodermites bactériennes et

fasciites nécrosantes : prise en charge. Encycl Méd Chir (Editions

Elsevier) 2001; 10:124-137.

61. Pak-Leung Ho et al. Community-associated methicillin-resistant

and methicillin-sensitive Staphylococcus aureus: skin and soft tissue

infections in Hong Kong. Diagnostic Microbiology and Infectious

Disease 2008; 61: 245–250.

62. Guiot F, Lachapelle J-M. Erysipèle et Fasciite nécrosante.

Louvain Med 2002; 121: 107-116.

63. Urschel Jonh D. Classic diseases revisited: Necrotizing soft tissue

infection. Postgrad. Med. J. 1999; 75: 645-649.

64. Frederick Endorf W, Kathy Supple G, Richard Gamelli L. The

evolving characteristics and care of necrotizing soft-tissue

infections. Burns 2005; 31: 269–273.


83

65. Christmann D. Infections nosocomiales chez le sujet âgé. Med

Hyg 1990; 48: 3546-3552.

66. Garner JS, Jarvis WR, Emori TG, et al. CDC Définitions for

nosocomial infections. Am J Infect Control 1988; 16: 128-140.

67. Deverick J, Anderson MD, Keith S. Skin and Soft tissue Infections

in Olders Adults. Clinics in Geriatric Medecine 2007; 23(3): 595-613.

68. Marie-cardine A, Mallet E et al. Infections cutanées sévères à

streptococcus pyogènes chez l’enfant : résultats d’une enquête

multicentrique. Arch Pediatr 2001; 8:1325-1332.

69. Mallet E, Maitre M et al. Evaluation of varicella complications

through a retrospective hospital survey in a paediatric center over

16 years in France. Archives de pédiatrie 2004 ; 11 :1145–1151.

70. Zerr DM et al. Rôle des AINS. Pediatrics 1999; 103: 783-790.

71. Guibal F et al. Rôle favorisant des anti-inflammatoires. Arch

Dermatol Res 1998; 290:628-633.


84

72. Aronoff D et al. AINS et cellulites nécrosantes. Medicine 2003;

82:225-235.

73. Assez N. Infections des parties molles, gangrènes

gazeuses = Soft tissue infections, gas gangrenes. Journal européen

des urgences 1999 ; 12(3) : 110-116.

74. Bernard P, Christmann D, Morel M. Prise en charge de

l’érysipèle en milieu hospitalier, Étude prospective post-

conférence de consensus. Ann Dermatol Venereol 2005; 132:213-

217.

75. Oliver C. Infections cutanées graves à Streptococcus

pyogènes. Arch Pediatr.2001 ; 8(4) : 757-761.

76. Chosidow O, Bourgault-Villada I. Dermohypodermites

bactériennes nécrosantes et fasciite nécrosantes. Réanimation

2001; 10:276-281.

77. Ebright J R, Pieper B. Skin and soft tissue infections in injection

drug users. Infect Dis Clin North Am 2002; 16: 697–712.


85

78. Dupuya A, Benchihhi H, Boujeau J et al. Risk factors for

érysipelas of the leg (cellulitis): case-control study. BR Med J 1999 ;

318 :1591-1594.

79. Lortat-Jacob A. - Hypodermites et fasciites nécrosantes des

membres chez l’adulte. Prise en charge chirurgicale. Ann.

Dermatol. Vénéréol 2001; 128: 404-410.

80. Sader Helio S, Jones Ronald N, Silva Juliana B. Skin and soft

tissue infections in Latin American medical centers: four-year

assessment of the pathogen frequency and antimicrobial

susceptibility patterns. Diagnostic Microbiology and Infectious

Disease 2002; 44: 281–288.

81. Mitchell DH, Howden BP. Diagnostic and management of

Staphylococcus aureus bacteremia. Intern Med J 2005; 35:17–24.

82. Jones Ronald N, Sader Helio S. Update on the cefdinir

spectrum and potency against pathogens isolated from

uncomplicated skin and soft tissue infections in North America: are

we evaluating the orally administered cephalosporins correctly?

Diagnostic Microbiology and Infectious Disease 2006; 55: 351–356.


86

83. Lau G.W, Ran H, Kong F, Hassett D.J, Mavrodi D. Pseudomonas

Aeruginosa pyocyanin is critical for lung infection mice. Infect.

Immun. 2004; 72: 4275-4278.

84. Ran H, Hassett D.J, Lau G.W. Human target of Pseudomonas

Aeruginosa pyocyanin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003; 100: 14315-

14320.

85. Guillemot D. Impact of antibiotic use on the bacterial

resistance to antibiotic in human populations. Antibiotiques 2001;

3(3): 169-172.

86. Hamze M, Dabboussi F, Daher W, Izard D. Résistance aux

antibiotiques de Staphylococcus aureus au Nord du Liban : place

de la résistance à la Méticilline et comparaison des méthodes de

détection. Pathologie Biologie 2003 ; 51 :21–26.

87. Marshall SA, Wilke WW, Pfaller MA, Jones RN. Staphylococcus

aureus and coagulase-negative staphylococci from blood stream

infections: frequency of occurrence, antimicrobial susceptibility,

and molecular (mecA) characterization of oxacillin resistance in

the SCOPE program. Diagn Microbiol Infect Dis 1998; 30: 205-214.


87

88. El Solh N. Le point sur la résistance aux antibiotiques des

staphylocoques. Antibiotiques 2000; 2: 52-63.

89. Chambers HF. Methicillin resistance in staphylococci: molecular

and biochemical basis and clinical implications. Clin Microbiol Rev

1997 ; 10 : 781-791.

90. Berger-Bächi B. Résistance aux bêtalactamines. Med Mal

Infect 1997 ; 27S : 195-200.

91. Forestier E, Rémy V, Mohseni-Zadeh M, Lesens O, Jaulhac B,

Christmann D, et al. Staphylococcus aureus résistant à la Méticilline

: aspects épidémiologiques et thérapeutiques récents. Rev Med

Interne 2006; 11:014.

92. Voss A, Milatovic D, Wallrauch-Schwartz C, Rosdhal VT, Braveny

I. Methicillin resistant Staphylococcus aureus in Europe. Eur J Clin

Microbiol Infect Dis 1994; 13:50–55.

93. Tiemersma EW, Bronzwaer SL, Lyytikainen O, Dejener JE,

Schrijnemakers P, Bruinsma N, et al. Methicillin-resistant

Staphylococcus aureus in Europe, 1999–2002. Emerg Infect Dis

2004; 10:1627–1634.


88

94. Naimi TS, LeDell KH, Como-Sabetti K, Borchardt SM, Boxrud DJ,

Etienne J, et al. Comparison of community and health care

associated methicillin resistant Staphylococcus aureus infection.

JAMA 2003; 290:2976–2984.

95. Gillet Y, Issartel B, Vanhems P, Fournet JC, Lina G, Bes M, et al.

Association between Staphylococcus aureus strains carrying gene

for Panton Valentine leukocidin and highly lethal necrotizing

pneumonia in young immunocompetent patients. Lancet 2002;

359:753–759.

96. Allouch P.-Y, Pangon B, Ghnassia J.-C. Antibiogramme des

entérobactéries. Revue française des laboratoires 1995 ; 279 :25-

30.

97. Rennie R.P, Jones R.N, Mutnick A.H, the SENTRY Program Study

Group (North America). Occurrence and antimicrobial

susceptibility patterns of pathogens isolated from skin and soft

tissue infections: report from the SENTRY Antimicrobial Surveillance

Program (United States and Canada, 2000). Diagnostic

Microbiology and Infectious Disease 2003 ; 45 : 287–293.


89

98. Michel-Briand Y, Le Minor L, Frottier J, Delaveau P. La résistance

aux β-lactamines les plus récentes : les mécanismes d'apparition

et de diffusion de la résistance chez les entérobactéries.

Académie nationale de médecine 2007 ; 191(1) :35-51.

99. Lahsoune M, Boutayeb H, Zerouali K, Belabbes H, EL Mdaghri N.

Prévalence et état de sensibilité aux antibiotiques d'Acinetobacter

Baumanii dans un CHU marocain. Médecine et maladies

infectieuses 2007 ; 37(12) : 828-831.

100. Joly-gutllou ML, Sollet JP et al. Infections dues à

Acinetobacter Baumanii. Med Mal Inf 1993 ; 23 : 67-72.

101. Poirel L, Nordmann P. Résistance aux β-lactamines chez

Acinetobacter Baumanii : évolution et émergence de nouveaux

mécanismes. Antibiotiques 2006; 8(2):100-107.

102. Sahnoun O, Ben Abdallah H, Noomen S, Ben Elhadj Khélifa A,

Mastouri M. Antimicrobial susceptibility of Streptococcus

agalactiae strains in Monastir. Médecine et maladies infectieuses

2007; 37: 734–737.


90

103. Bouvet A, Aubry-Damon H, Péan Y. Émergence de la

résistance aux macrolides des Streptococcus pyogènes ou

streptocoques bêta-hémolytiques du groupe A. BEH 2004; 32–

33:154–155.

104. Malbruny B, Leclercq R. Actualités des résistances aux

macrolides chez les bactéries à Gram positif : impact clinique.

Antibiotiques 2002; 4:114–121.

105. Bingen E, Bidet P, Mihaila-Amrouche L, Doit C, Forcet S,

Brahimi N, et al. Emergence of macrolide-resistant Streptococcus

pyogenes strains in French children. Antimicrob Agents Chemother

2004; 48:3559–3562.

106. Mihaila-Amrouche L, Bouvet A, Loubinoux J. Clonal spread of

emm type 28 isolates of Streptococcus pyogenes that are

multiresistant to antibiotics. J Clin Microbiol 2004; 42:3844–3846.

107. Giuly E, Velly L, Gouin F. Principes thérapeutiques des

dermohypodermites bactériennes nécrosantes et des fasciites

nécrosantes. Annales Françaises d’Anesthésie et de Réanimation

2006 ; 25 : 978-981.


91

108. Ploy M.-C, Denis F. Analyse cytobactériologique des pus. In:

C. Fumat, éd. Bactériologie médicale techniques usuelles. Paris :

Elsevier Masson ; 2007 ; 165-170.

109. ARRETE DU 26 NOVEMBRE 1999 Relatif à la Bonne Exécution

des Analyses de Biologie Médicale, (JOURNAL OFFICIEL DU 4 MAI

2002).

110. Garnier F, Denis F. hémocultures. In : Carole F, éd.

Bactériologie médicale technique usuelles. Paris : Elsevier Masson ;

2007 ; 107-116.

111. Carbonnelle B, Denis f, Marmonier A, Pinon G, Vargues R.

Bactériologie médicale. Techniques usuelles. Edition SIMEP. 2e

tirage.

112. Amhis W, Benslimane A, Tiouit D, Naim M. Test de sensibilité

utile au traitement antibiotique. Médecine du Maghreb 2001 ;

91 :22-25.


92

Annexes

Annexe 1 : Prélèvement des IPM [108]

Infection limitée au tissu conjonctif quant elle est fermée:

→ On nettoie la surface à l’alcool à 70°C.

→ Le prélèvement est effectué à l’aide d’une aiguille montée sur

une seringue introduite dans le foyer infectieux. Si le volume du

prélèvement est faible, ajouter quelques gouttes de sérum

physiologique stérile à l’aiguille et décharger le contenu de la

seringue dans un tube stérile.

Infection limitée au tissu conjonctif quant elle est ouverte :

→ On nettoie le pourtour de la lésion à l’alcool à 70°C.

→ On éponge la plaie avec une compresse ou un écouvillon

stérile (selon la taille) humecté de sérum physiologique :

–si c’est un exsudat ou pus : aspirer avec une seringue

montée d’un cathlon.

–si c’est un exsudat peu abondant : frotter un écouvillon dans

la lésion contre le bord.

→ Ensuite on décharge le prélèvement dans un tube stérile

standard contenant quelques gouttes de sérum physiologique

stérile quand la recherche de bactéries anaérobies strictes est

inutile.

→ L’écouvillon doit être introduit dans un tube Portagerm aérobie.


93

Fig.23. Ecouvillon, service de microbiologie, HMIMV, Rabat

Dermohypodermite bactérienne non nécrosante et nécrosante,

et fasciite nécrosante :

→ On nettoie la surface à l’alcool à 70°C.

→ Deux types de prélèvements sont possibles :

•on peut injecter dans la lésion, à l’aide d’une seringue et

d’une aiguille fine, 1 ml de sérum physiologique stérile et on

réaspire le liquide.


94

Fig.24. Seringue, service de microbiologie, HMIMV, Rabat

•on peut effectuer une biopsie par punch ou au scalpel : on

dépose le prélèvement dans un tube stérile standard, sauf en cas

de recherche de bactéries anaérobies strictes.

→ Si un germe anaérobie est suspecté :

•Introduire le prélèvement à l’aiguille dans un tube de

conservation de type Portagerm anaérobie ou envoyer la

seringue avec l’aiguille encapuchonnée.

•Déposer le pot contenant la biopsie dans un sachet

hermétique contenant un réducteur de l’air.


95

Annexe 2 : Guide de Bonne Exécution des Analyses

Le guide de bonne exécution des analyses (G.B.E.A) [109] est un

manuel qui s'adresse à toutes les personnes participant à la

réalisation des analyses de biologie médicale, quelle que soit leur

qualification, il est un instrument au service de cette qualité.

Les règles et recommandations contenues dans le guide

constituent le plus souvent un rappel de tout ce qu'il convient de

se procurer, d'organiser, de vérifier, de respecter, d'étudier, de

conserver pour obtenir l'exactitude et la précision des résultats.

C'est au biologiste qu'incombe le choix de méthodes optimisées,

utilisées dans un grand nombre de laboratoires et recommandées

par les sociétés scientifiques nationales ou internationales de

biologie.

L'enregistrement écrit des procédures et des modes opératoires,

que le guide institue, concerne toutes les étapes de l'analyse,

depuis le prélèvement de l'échantillon biologique jusqu'à la remise

des résultats. Ces procédures et modes opératoires associés au

contrôle de qualité sont un élément du système d'assurance de

qualité des laboratoires réalisant des analyses de biologie

médicale. Leur mise en place et leur application peuvent être

vérifiées par les autorités sanitaires. Ce guide s'impose à tous les

établissements de santé.


96

Annexe 3 : Les milieux de culture

Un milieu de culture est un support qui permet la culture de

cellules, de bactéries, de levures, de moisissures afin de permettre

leur étude. En principe, les Bactéries trouvent dans ce milieu les

composants indispensables pour leur multiplication rapide en

grand nombre, mais aussi des éléments qui permettent de

privilégier un genre bactérien ou une famille. Ainsi, selon le but de

la culture, il est possible de placer les micro-organismes dans des

conditions optimales, ou tout à fait défavorables.

Quelques exemples de milieux de culture solide :

Gélose au sang : C’est un milieu d’isolement enrichi sur lequel les

Streptocoques se développent bien. Il permet, la lecture du

caractère hémolytique.

Fig.25. Gélose au sang, service de microbiologie, HMIMV, Rabat.


97

Milieu Chapman : Le milieu de Chapman (Nacl 9‰) est un milieu

sélectif, permettant la croissance des germes halophiles. Parmi ces

germes figurent au premier rang les bactéries du genre

Staphylococcus, mais aussi les Micrococcus, les Enterococcus, les

Bacillus, et de rares bactéries à Gram négatif.

Fig.26. Milieu Chapman, service de microbiologie, HMIMV, Rabat.


98

Milieu BEA (gélose Bile-Esculine-Azide): Milieu d'isolement sélectif

des Streptocoques D (entérocoques et non entérocoques).

Milieu chromogène : milieu sélectif qui permet une identification

directe et immédiate des entérobactéries les plus fréquentes

après 18-24 heures d’incubation.

- Escherichia coli : colonies roses à bordeaux des souches

productrice de bêta-glucuronidase.

- Klebsiella, Entérobacter, Serratia, Citrobacter : colonies

bleues/vertes à vert brun des souches exprimant une bêta-

glucosidase.

- Proteus, Providencia, Morganella : colonies brunes à marrons

des souches exprimant une désaminase.


99

Fig.27. Milieu chromogène, service de microbiologie, HMIMV, Rabat.

Milieu EMB (éosine bleu de méthylène) : milieu d’isolement des

bacilles à gram négatif. L’éosine et le bleu de méthylène inhibent

la majeure partie de la flore à Gram positif (sauf streptocoques D).

Bien que les entérobactéries lactose négatif puissent s’y

développer, la culture des entérobactéries lactose positif y est

favorisée.

Escherichia Coli

Entérobacter


100

Annexe 4 : Hémoculture [110]

L’hémoculture est un examen essentiel en pathologie infectieuse.

Elle a pour but de déceler la présence de bactéries dans les

prélèvements, c’est-à-dire de permettre le diagnostic des états

septicémiques ou bactériémiques. Il existe deux types de flacons à

savoir anaérobie et aérobie. Après ensemencement ils sont

incubés dans un BACTEC qui est une étuve pour hémoculture.

L’appareil à hémoculture BACTEC : utilise une méthode de

détection évaluant l'évolution de la croissance microbienne par la

quantité de CO2 produit (indicateur coloré). Le système de

lecture complété d'un équipement informatique déclenche le

signal de positivité.

Etuve à hémoculture:BACTEC Outil informatique de détection

associé au BACTEC

Fig.28. Appareil à hémoculture : BACTEC, service de microbiologie, HMIMV, Rabat


101

Annexe 5 : Les galeries API et les galeries classiques

1-Les galeries API® :

La gamme de produits API® (appareillage et procédé

d'identification) a été créée en 1970 par la société API®.

Elle consiste à la miniaturisation et à la standardisation des

techniques conventionnelles d'identification en bactériologie,

jusqu'alors très complexes à réaliser et à lire.

L'identification repose sur une méthode probabiliste

d'identification numérique. Il existe de nombreuses galeries

différentes, chacune réservée à un groupe de bactéries : API® 20

E pour les Enterobacteriaceae, API® 20 NE ou API® 32 GN pour les

bacilles à Gram négatif non entérobactéries, API® Staph pour les

Staphylocoques, API® Candida pour les levures, API® 20 A pour les

anaérobies…

Fig.29. Exemple d’une galerie d’identification API® 20 E, service de microbiologie,

HMIMV, Rabat.

Enterobacter Cloacae


102

Identification par galerie API®

Le principe d'identification de la galerie API est le même que celui

enzyme/substrat. Chaque cupule contient un substrat différent sur

lequel le micro-organisme va réagir. Chaque bactérie ayant des

affinités avec un ou plusieurs substrats.

A partir d'une suspension bactérienne remplir chaque tube.

L'ensemble est incubé à une température adaptée pendant 24 à

48h.

Des tableaux d'identification sont fournis avec les galeries. La

lecture de ces réactions se fait à l’aide du tableau de lecture et

l’identification est obtenue à l’aide du catalogue analytique ou

d’un logiciel d’identification.

2- Galeries classiques : [111]

Elles sont constituées de plusieurs tubes contenants différents

milieux de culture ou réactifs. Ces tubes sont placés à l’étuve (à

37°C) pendant 24H après l’ensemencement:


103

E : gélose esculine, VF : milieu Viande-Foie, CS : milieu Citrate de Simmons, HK : milieu Hajna-

Kliger, UI : Urée-Indole.

Fig.30. Exemple de galerie classique, service de microbiologie, H.M.I.M.V, Rabat.

Milieu Hajna-Kligler

Le milieu de Hajna-Kligler est un milieu complexe, qui permet la

recherche de plusieurs caractères biochimiques. Il est très utilisé

dans l'identification des Enterobacteriaceae.

Les caractères recherchés sont, l’utilisation du glucose, l’utilisation

du lactose, la production d’H2S, la production de gaz et la

recherche de la LDC (lysine décarboxylase).

CS E CL HK UI UI


104

Milieu citrate de Simmons

Ce milieu est un exemple de milieu synthétique, c'est à dire de

milieu dont la composition, est complexe. Le caractère recherché

est l’utilisation du citrate comme seule source de carbone. Les

résultats obtenus sont :

- le Virage de l'indicateur de pH au bleu : il y a eu alcalinisation du

milieu et la souche est citrate de Simmons positif.

- Pas de virage de l'indicateur de pH : il n'y a pas eu alcalinisation

et le milieu ne présente pas de culture. La souche est citrate de

Simmons négatif.

Fig.31. Milieu citrate de Simmons, service de microbiologie, HMIMV, Rabat.


105

Milieu Viande-foie

L'étude du type respiratoire d'une bactérie (c'est à dire ses

rapports avec l'O 2) nécessite un milieu de culture riche contenant

un gradient de pression partielle en di-oxygène.

Le principal milieu utilisé à cette fin est la gélose viande-foie

(gélose VF). Il nous donne les renseignements suivants :

-Type aérobie strict : culture seulement en présence de di-

oxygène.

-Type aéro-anaérobie : culture en présence et en absence de di-

oxygène. Si la technique utilisée ne permet pas de différencier

entre les bactéries aéro-anaérobies facultatives et les bactéries

anaérobies aéro-tolérantes. On conclut que c’est un type aéro-

anaérobie.

-Type anaérobie strict : culture uniquement en l'absence de di-

oxygène.

-Type micro-aérophile : culture seulement dans une zone de

pression faible en di-oxygène.

NB : Ce milieu doit être régénéré au bain marie, et ensemencé

par spirale.


106

Mannitol-mobilité

Ce milieu semi solide permet l’étude de la dégradation du

mannitol qui est un produit de dégradation du mannose. Comme

résultat nous avons :

Le caractère mannitol

- milieu jaune : Mannitol positif

- milieu rouge : Mannitol négatif

La mobilité

Les bactéries très mobiles peuvent se déplacer dans la gélose

molle : étude de la mobilité.

Nitrate réductase

Ce milieu doit être régénéré et ensemencé par piqûre centrale.

Fig.32. Milieu Mannitol-mobilité, service de microbiologie, HMIMV, Rabat.


107

Eau peptonée riche en tryptophane ou milieu urée-indole

Elle permet la mise en évidence de l’indole qui est un métabolite

de dégradation du tryptophane. Cette transformation est

spécifique à certaines bactéries.

On révèle après 24 heures la présence d’indole en ajoutant dans

le milieu de culture quelques gouttes de réactif de Kovacs ou de

James. L’apparition d’un anneau rouge à la surface du milieu est

le fait d’une réaction positive. Si l’anneau reste jaune-brun, la

réaction est négative.

Le milieu Urée-indole est aussi utilisé pour mettre en évidence

l’uréase qui une enzyme présente chez certaines bactéries. Ce

milieu permet l’hydrolyse de l’urée. Celle-ci entraîne une

accumulation de carbonate d’ammonium qui alcalinise le milieu

d’où le virage au rouge de l’indicateur coloré.

Une fois les résultats obtenus, chaque germe est placé dans une

famille bien déterminée.

Gélose Esculine agar

L'esculine est un hétéroside (molécule composée d'un ose

associée à une structure non osidique). L'hydrolyse de l'esculine,

catalysée par une b-glucosidase : l'esculinase, est un des critères

usuels utilisé dans l'identification différentielle au sein de nombreux


108

genres bactériens, notamment les Pseudomonadaceae et les

Streptococcaceae.

Quand le milieu présente une forte coloration noire : hydrolyse de

l’esculine : esculine positive. Quand le milieu ne présente pas de

coloration noire : esculine négative.

L’ensemencement se fait par piqûre centrale dans le culot et le

milieu est incubé à 37°C.

Milieu Clark et Lubs

Ce milieu permet l’étude de la voie de fermentation du glucose.

Après une incubation de 24 heures, on réalise le test VP et le test

RM.

* test VP :

- ajouter 10 gouttes d’alpha naphtol et le même volume de soude

concentrée (ou de potasse).

- incliner le tube pour permettre une bonne oxygénation.

- attendre quelques min à 1 heure.

Si coloration rouge : VP+

Si coloration jaune : VP-

http://www2.ac-lyon.fr/enseigne/biotech/Dossier%20test%20en%20microbiologie/Les%20tests%20en%20microbiologie.htm#VP


109

* test RM :

- ajouter 2 à 3 gouttes de rouge de méthyl,

- la lecture est immédiate.

Si coloration rouge : RM+

Si coloration jaune : RM-

http://www2.ac-lyon.fr/enseigne/biotech/Dossier%20test%20en%20microbiologie/Les%20tests%20en%20microbiologie.htm#RM


110

Annexe 6 : L’antibiogramme standard en milieu gélosé : méthode

des disques

1- Principe général : [112]

Pour réaliser l’antibiogramme par la méthode des disques, la

culture bactérienne est ensemencée à la surface d’une gélose

spécialement étudiée, la gélose de Mueller-Hinton,

éventuellement additionnée de sang. Des disques pré-imprégnés

d’une dose connue d’antibiotique sont déposés à la surface de la

gélose. L’antibiotique diffuse à partir du disque en créant un

gradient de concentration. La détermination du diamètre de la

zone d’inhibition permet une estimation de la concentration

minimale inhibitrice. Les caractères de sensibilité ou de résistance

de la souche bactérienne en seront déduits.

2- Technique :

En pratique, on réalise à partir de l’isolement (souche pure) un

ensemencement en tapis sur le milieu. On dispose ensuite les

disques d’antibiotiques et on place les boîtes de pétri à

l’incubateur. Au bout de 24 h, on lit les différents diamètres

d’inhibition.

Plus la zone d'inhibition est grande, plus grande est la sensibilité de

la souche bactérienne testée vis-à-vis de l'antibiotique étudié.


111

Chaque zone peut être mesurée selon divers moyens: règle,

compas, ou un pied à coulisse.

Fig.33. Exemples d’antibiogramme, service de microbiologie, H.M.I.M.V, Rabat.

Cro

Amc

Caz Atm

Ctx Amc

Caz

Cpo

Ctx

Atm

Klebsiella Pneumoniae-BLSE


112

Annexe 7 : Calcul de SE, SP, VPP et VPN

- Examen direct (ED)

IPM sans IGPM IGPM Total

ED positif 160 (VP) 20 (FP) 180

ED négatif 5 (FN) 1 (VN) 6

Total 165 21 186

- Culture (Cult.)

IPM sans IGPM IGPM Total

Cult. Positif 151 (VP) 19 (FP) 170

Cult. Négatif 14 (FN) 2 (VN) 16

Total 165 21 186

SE : Sensibilité, SP : Spécificité, VPP : Valeur prédictive positive, VPN : Valeur prédictive

négative, VP : Vraie positif, VN : Vraie négatif, FP : Faux positif, FN : Faux négatif.

- SE= VP/VP+FN

- SP= VN/VN+FP

- VPP= VP/VP+FP

- VPN= VN/VN+FN

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Introduction - ao.um5s.ac.maao.um5s.ac.ma/jspui/bitstream/123456789/14287/1/P0072009.pdf · Il existe toujours un oedème régional important, majorant l'hypoxie locale malgré la