N° d’ordre : 2011-18 N° de série : D-61

THESE / AGROCAMPUS OUEST

Sous le sceau de l’Université Européenne de Bretagne

pour obtenir le diplôme de :

DOCTEUR DE L'INSTITUT SUPERIEUR DES SCIENCES AGRONO MIQUES,

AGRO-ALIMENTAIRES, HORTICOLES ET DU PAYSAGE

Spécialité : « Sciences de l’Environnement »

Ecole Doctorale : « Vie Agro Santé »

présentée par :

Cédric LE GUILLOU

Effets combinés de la qualité des résidus de cultur e et de la disponibilité en

azote minéral sur la stabilisation de la structure du sol par les

microorganismes

soutenue le 03 octobre 2011

Composition du jury :

Examinateur (Président) : Sylvain Charpentier, Professeur, Agrocampus Ouest Angers

Rapporteur : Yves Le Bissonnais, Directeur de recherche, INRA Montpellier

Rapporteur : Bernard Nicolardot, Professeur, AgroSup Dijon

Examinateur : Laetitia Bernard, Chargée de recherche, IRD Montpellier

Co-encadrant : Safya Menasseri-Aubry, Maitre de conférence, Agrocampus Ouest Rennes

Co-encadrant : Denis Angers, Chercheur, Agriculture et Agroalimentaire Canada

Directeur de thèse : Philippe Leterme, Professeur, Agrocampus Ouest Rennes

U.M.R. Sol Agro et hydrosystème Spatialisation

Avant propos

Ce mémoire de thèse est le résultat d’un travail initié le 1er octobre 2008 au sein de l’Unité Mixte de Recherche INRA-Agrocampus Ouest, Sol Agro-hydrosystème Spatialisation (SAS) de Rennes. Ce travail a été encadré par Safya Menasseri-Aubry (Agrocampus Ouest, UMR SAS), Denis Angers (Agriculture et Agroalimentaire Canada) et Philippe Leterme (Agrocampus Ouest, UMR SAS). Cette thèse a été financée par une allocation du Ministère de la Recherche et de l’Enseignement Supérieur.

Ce travail a été suivi par un comité de pilotage composé de Philippe Vandenkoornhuyse (Université Rennes 1, UMR ECOBIO), Thierry Morvan (INRA, UMR SAS), Patricia Garnier (INRA, UMR EGC), Pierre-Alain Maron (INRA, UMR MSE) et Claire Chenu (INRA, UMR BIOEMCO).

Ce travail a bénéficié de collaborations scientifiques et techniques avec le Centre de Recherche et de Développement sur les Sols et les Grandes Cultures (Québec) et l’UMR de Microbiologie du Sol et de l’Environnement (Dijon).

Remerciements Nous y voilà. La dernière page. Un dernier bilan de la thèse et des personnes qui m’ont

accompagné. Une longue histoire qui en fait a démarré bien avant la thèse !

J’adresse tout d’abord une grande reconnaissance à mes encadrants : Safya, Denis et Philippe. Safya, quel long chemin parcouru depuis le master ! Je te remercie de la confiance que tu m’as accordée, cela a été vraiment plaisant de pouvoir développer ensemble ce sujet de recherche au gré des stages et discussions diverses. Denis, merci, car cela a été un vrai plaisir de travailler avec toi, scientifiquement ET humainement. Je te remercie Philippe de m’avoir permis de réaliser ainsi cette thèse et également pour le recul et le point de vue toujours pertinent que tu as apporté à ce travail.

Je remercie l’ensemble du jury soit Yves Le Bissonnais, Bernard Nicolardot, Sylvain Charpentier et Laetitia Bernard, pour avoir accepté d’évaluer mon travail. Cette soutenance a été très stimulante par nos échanges scientifiques.

Je remercie également mon comité de pilotage composé de Patricia Garnier, Claire Chenu, Pierre-Alain Maron, Thierry Morvan et Philippe Vandenkoornhuyse. Vous avez été de bon conseil !

Cette thèse a été réalisée au sein de l’UMR SAS, et cela a été un vrai plaisir. Merci à l’équipe de direction qui permet d’avoir ces conditions de travail formidables au sein de l’unité. Mais cela est possible grâce également au soutien informatique (Cédric), administratif (Michèle, Karine, Tiphaine, Maryvonne) et bibliographique (you rock Monique). Je remercie très chaleureusement l’équipe technique et particulièrement Armelle, Sylvain, Yannick Fauvel et Laurence qui ont grandement contribué à ce travail (et supporté la radio FIP ou France Inter dans les couloirs du labo). Mais je remercie également Rémi Dubois, Marcel et Béatrice pour leur coup de main dans les moments importants.

Je pense bien sûr également aux collègues doctorants ou non… Nico vers de terre tout d’abord, on a vraiment passé de bons moments de rigolade (Eurosoil, soirée appart’…) mais également de discussions scientifiques ! Mon collègue de bureau, Issifou, qui a apporté sa chaleur et sa culture africaine à ce bureau. J’espère bien te revoir au Niger, dans quel contexte ? Cela sera à définir… Et puis bien sûr, Matthieu (« Zoom, encore, encore, tu as vu la qualité de ce graphique »), Mumu, Thierry, Virginie, Valérie, Pierre, Yannick B etc. Merci à vous (et tous ceux que j’ai peut être oubliés) pour vos coups de main au cours de ce travail.

J’ai aussi eu la chance d’aller voir ce qui se passe dans d’autres labos. Je pense tout d’abord à l’UMR MSE à Dijon (PAM, Lionel, Sam, Nono, Mélanie…). Merci de m’avoir initié au monde microbien et merci pour votre chaleureux accueil (et, oui, la Bretagne est belle et sucrée et beurrée, ah Dijon et sa cité universitaire, son parcours de la chouette !!). Et puis il y a eu le Canada et le Centre de recherche et de développement sur les sols et les grandes cultures. Quel bon moment ! Je pense à vous tous (Anaïs, Emilie, Marcio, David, Christine, Nicolas, Philippe, Martin, Isabelle, Nicole…) et les moments partagés (bon, on oublie la coupe du monde !). Et il y a eu aussi ce petit séjour à l’EGC à Grignon avec Patricia et l’initiation à la modélisation. Merci à vous tous pour ces échanges.

Et puis il y a nos touts tout proches. Merci ma belle pour ta compréhension et ton infaillible patience durant ces trois années de thèse. Enfin, je tiens à remercier mes parents, car sans vous et tout ce que vous m’avez donné, rien n’aurait été possible. Je vous dédie ce travail.

Résumé La stabilité de la structure du sol est une importante propriété physique à l’interface de

nombreuses fonctions agronomiques et environnementales du sol. L’incorporation des résidus de culture est une pratique agricole permettant d’améliorer la stabilité de la structure du sol, notamment à travers l’activité microbienne générée. Nous avons une bonne connaissance de l’influence des caractéristiques biochimiques des résidus incorporés, l’augmentation de la stabilité de la structure du sol étant positivement reliée avec la décomposabilité du résidu. En revanche, il reste à déterminer comment d’autres facteurs anthropiques modulent l’effet de l’incorporation de résidus de culture sur la stabilisation de la structure du sol.

L’objectif de ce travail de thèse était (i) de déterminer l’effet de la disponibilité en azote minéral du sol en interaction avec la nature de résidus de culture apportés sur la stabilisation de la structure du sol et (ii) de préciser le rôle des communautés microbiennes dans la dynamique de la stabilisation de la structure du sol.

Dans un premier temps, nous avons déterminé, en conditions contrôlées, l’effet de différents niveaux d’azote minéral du sol sur la stabilisation de la structure du sol au cours de la décomposition de résidus de culture à C/N élevé. Nous avons mis en évidence 2 phases : (i) une phase rapide (de l’ordre de la semaine) d’augmentation de la stabilité de la structure du sol qui était positivement contrôlée par la décomposabilité initiale du résidu puis (ii) une seconde phase (de 7 à 56 jours) où la stabilité de la structure du sol augmentait ou se maintenait à un niveau élevé dans les traitements sans apport initial d’azote minéral tandis qu’elle diminuait ou se maintenait à un faible niveau dans les traitements avec apport initial d’azote minéral. La respiration microbienne, généralement reliée statistiquement à la stabilisation de la structure du sol, ne permettait pas d’expliquer simplement nos observations.

Dans un second temps, nous avons précisé le rôle des communautés microbiennes dans la dynamique de la stabilité structurale du sol précédemment observée. Nous avons mis en évidence que l’augmentation de la stabilité de la structure du sol dans la première phase (i) était liée à l’augmentation rapide de la biomasse microbienne totale du fait de l’accès des microorganismes à des substrats carbonés biodisponibles (fraction soluble labile des résidus). Nos résultats suggèrent que la seconde phase (ii) de diminution ou stagnation de la stabilité structurale du sol était associée à la consommation d’agents liants (polysaccharides microbiens) par des populations bactériennes stimulées par l’apport d’azote minéral. Inversement, en absence d’apport d’azote minéral, l’augmentation de la stabilité structurale du sol était liée à la production de polysaccharides par des populations fongiques se développant sur les substrats carbonés complexes.

Parallèlement, dans une expérimentation au champ en conditions hivernales, nous avons confirmé l’effet important de l’apport de résidus de culture à C/N élevé sur la stabilisation de la structure d’un sol où la teneur en azote minéral était faible. De plus, cet effet des résidus à C/N élevé était équivalent à celui d’un résidu à C/N faible. Les conditions climatiques hivernales n’ont pas modifié la hiérarchie ni la dynamique de la stabilité de la structure du sol en fonction de la qualité des résidus, mais simplement atténué l’ampleur de l’effet des résidus observé au laboratoire. Le suivi de marqueurs biochimiques microbiens suggérait, comme au laboratoire, que l’effet sur la stabilité structurale de résidus ayant une fraction carbonée labile accessible est rapide et lié à la stimulation de la croissance microbienne tandis que l’effet plus tardif d’un résidu dont la fraction carbonée est plus récalcitrante est lié à des changements de populations fongiques au cours du temps.

Mots clés : matières organiques apportées, stabilité des agrégats, N, qualité de la matière organique, biomasse microbienne, structure génétique, bactéries, champignons.

Abstract Soil aggregate stability is an important soil physical property as it is a determinant

factor of agricultural and environmental soil functions. The incorporation of fresh crop residues in soils is a critical agricultural practice to improve soil aggregate stability through the stimulation of the microbial activity. Crop residue effects on soil aggregate stability are generally related to the decomposability of the residues. However, there is still little information about its interactive effects with other management practices.

The aim of this PhD project was (i) to determine the effect of soil mineral N availability on soil water-stable aggregation during the decomposition of crop residues and (ii) to explore microbial community characteristics related to the water-stable aggregation dynamics.

We first determined, under controlled conditions, the effect of soil mineral N availability on soil water-stable aggregation during high-C/N crop residue decomposition. The effect of decomposing crop residues on soil water-stable aggregation followed two phases: (i) a first phase (first week) with a rapid increase in soil water-stable aggregation related to intrinsic residue quality and then (ii) a second phase (until the end of the 56-day experiment) where soil water-stable aggregation was negatively influenced by the soil mineral N rate. Mineral N addition resulted in a decrease or levelling off of WSA whereas it increased in the absence of mineral N. Soil water-stable aggregation was not related to the microbial respiration, as usually observed.

Then, we aimed at evaluating the role of microbial communities in controlling the soil water-stable aggregation dynamics previously observed. Early changes in soil water-stable aggregation (first phase) were related to changes in the total microbial biomass induced by the microbial access to soluble and labile carbon components of the residues. Our results suggest that the dynamics in the second phase was associated, when mineral N was added, with opportunistic bacterial populations stimulated by N addition which may have consumed binding agents which decreased soil water-stable aggregation. To the contrary, microbial polysaccharide production was high when no mineral N was added which led to the higher soil water-stable aggregation in the late stage of decomposition in this treatment. Our results suggest that microbial polysaccharide production may have been mediated by fungal populations developing on recalcitrant carbon components of the residues.

Finally, in a field-experiment over winter, we confirmed that the effect of high-C/N crop residue inputs on soil water-stable aggregation was high when soil mineral N content was low. Our study further showed that the effects of high-C/N crop residue addition on soil water-stable aggregation can be equal to those from a low-C/N crop residue. Winter climatic conditions did not modify the hierarchy nor the dynamics of soil water-stable aggregation related to crop residue quality, but rather decreased the extent of the increase of soil water-stable aggregation induced by the residue inputs. As in laboratory, results on biochemical indicators of microbial biomass suggested that the rapid increase of soil water-stable aggregation induced by easily decomposable residue inputs is related to an overall increase in microbial biomass whereas a recalcitrant residue input leads to a late increase in soil water-stable aggregation induced by specific changes of fungal populations in time.

Keywords: organic matter input, aggregate stability, N, organic matter quality, microbial biomass, genetic structure, bacteria, fungi.

i

Table des matières

Introduction 3

Etat des connaissances 7

1 La formation d’agrégats stables ........................................................................................... 7 1.1 Définition et importance du processus ....................................................................... 7 1.2 Méthodes de mesure................................................................................................... 8 1.3 Principaux facteurs d’influence.................................................................................. 8

2 La matière organique dans le processus de formation d’agrégats stables............................ 9 2.1 Rôle de la matière organique du sol dans l’organisation de la structure du sol ......... 9 2.2 Décomposition des matières organiques fraîches en fonction de leurs caractéristiques biochimiques et impact sur la formation d’agrégats stables................... 11 2.2.1 La formation d’agrégats stables par des apports de matière organique fraîche ... 11 2.2.2 Influence de la nature biochimique de la matière organique fraîche apportée..... 12

3 Les facteurs d’influence de l’effet de la décomposition des résidus de culture sur la formation d’agrégats stables................................................................................................... 15

3.1 Facteurs biotiques..................................................................................................... 15 3.2 Facteurs abiotiques................................................................................................... 17

4 La détermination du rôle des communautés microbiennes du sol ..................................... 19 4.1 Méthodologie générale d’appréhension de la composante microbienne ................. 19 4.2 Evaluation du rôle microbien dans la formation d’agrégats stables......................... 21

5 Modèles prédictifs .............................................................................................................. 22 6 Conclusion sur l’état des connaissances............................................................................. 25

Stratégie de recherche 27

1 Objectifs spécifiques .......................................................................................................... 27 2 Démarche de la thèse.......................................................................................................... 28 3 Organisation des travaux et du mémoire de thèse.............................................................. 30

Chapitre 1 - Effet de la disponibilité en azote min éral du sol en interaction avec la nature biochimique du résidu de culture apporté 31

1 Introduction ........................................................................................................................ 35 2 Materials and methods ....................................................................................................... 36

2.1 Soil and crop residues .............................................................................................. 36 2.2 Incubation and experimental treatments .................................................................. 37 2.3 Measurements........................................................................................................... 37 2.4 Data and statistical analysis...................................................................................... 38

3 Results ................................................................................................................................ 39 3.1 Carbon mineralization .............................................................................................. 39 3.2 Soil mineral N dynamics .......................................................................................... 41 3.3 Water-stable aggregation.......................................................................................... 41

4 Discussion .......................................................................................................................... 45 4.1 Successive effects of residue quality and mineral N................................................ 45 4.2 Differential effect of mineral N depending on residue quality ................................ 45

ii

Chapitre 2 – Rôle de la communauté microbienne 49

1 Introduction ........................................................................................................................ 53 2 Materials and methods ....................................................................................................... 54

2.1 Soil and crop residues .............................................................................................. 54 2.2 Incubation and experimental treatments .................................................................. 55 2.3 Measurements........................................................................................................... 55 2.4 Statistical analysis .................................................................................................... 57

3 Results ................................................................................................................................ 58 3.1 Microbial biomass .................................................................................................... 58 3.2 Ergosterol ................................................................................................................. 59 3.3 Hot-water extractable carbohydrates........................................................................ 59 3.4 Water-stable aggregation.......................................................................................... 60 3.5 Bacterial and fungal genetic structure...................................................................... 61

4 Discussion .......................................................................................................................... 64

Chapitre 3 – Effets de l’incorporation des résidus de culture en conditions hivernales 69

1 Introduction ........................................................................................................................ 73 2 Materials and methods ....................................................................................................... 74

2.1 Site characteristics and experimental design............................................................ 74 2.2 Soil sampling and measurements ............................................................................. 75 2.3 Statistical analysis .................................................................................................... 76

3 Results ................................................................................................................................ 76 3.1 Soil mineral N content.............................................................................................. 76 3.2 Amino sugars............................................................................................................ 77 3.3 Water-stable aggregation.......................................................................................... 78

4 Discussion .......................................................................................................................... 79

Conclusion générale 83

1 Synthèse et discussion des résultats ................................................................................... 83 1.1 Impact de la disponibilité en azote minéral.............................................................. 83 1.2 Rôle des microorganismes dans la dynamique de formation d’agrégats stables ..... 85 1.3 L’efficacité de l’incorporation des résidus de culture dans le maintien de l’état structural du sol en période hivernale .............................................................................. 87

2 Schéma conceptuel de la dynamique de formation d’agrégats stables selon le type de résidu de culture incorporé et la disponibilité en N minéral du sol........................................ 88 3 Limites et perspectives ....................................................................................................... 93

3.1 Remarques générales................................................................................................ 93 3.2 Perspective particulière sur l’influence de la communauté microbienne................. 95

4 Conclusions ...................................................................................................................... 100

Références 103

Annexes 123

1 Dispositif expérimental .................................................................................................... 123 2 Résultats sur le produit fumier de bovins......................................................................... 124

3

Introduction

Contexte et problématique

Pour répondre au besoin de production alimentaire d’une population humaine en croissance

(environ 9 milliards en 2050, Agrimonde 2009) il est nécessaire d’assurer durablement

l’aptitude du sol à produire des cultures tout en préservant l’environnement. La diminution de

la teneur en matière organique des sols et l’érosion ont été identifiées comme étant parmi les

principales menaces sur les sols cultivés (European Commission, 2002). La matière

organique est centrale à l’état de fertilité d’un sol. Elle contrôle en grande partie les

propriétés physiques, chimiques et biologiques du sol et influence en conséquence les

propriétés fonctionnelles du sol (Loveland et Webb, 2003).

L’agrégation du sol est un processus clé qui participe à la stabilité de la matière organique et

de la structure du sol. La stabilité des agrégats influence la vulnérabilité d’un sol à l’érosion

et à la battance (Le Bissonnais et Arrouays, 1997) et elle participe à la protection du carbone

dans le sol (Balesdent et al., 2000). En climat tempéré, l’agrégation dépend principalement

de la matière organique du sol. Au vu du rôle majeur de ces derniers dans les fonctions du

sol (Carter, 2002), les pratiques agricoles favorables au processus d’agrégation doivent être

recherchées.

Le choix des pratiques agricoles constitue un levier d’action important sur le processus

d’agrégation. Parmi ces pratiques, on peut citer le choix des rotations, les modalités de

travail du sol, la gestion de la fertilisation. L’apport de matières organiques dans le sol est

une pratique agricole qui participe à l’amélioration de l’agrégation du sol (Abiven et al.,

2009). A la grande variété des résidus de culture s’ajoute une large gamme de produits

organiques qui peut être utilisée (p. ex. effluents d’élevage, produits résiduaires organiques

urbains et industriels), leur nature et quantité étant fonction de leur disponibilité dans une

zone géographique donnée (filières).

Néanmoins, la quantité de résidus produite dans le monde par les principales cultures qui est

évaluée à environ 4*109 Mg.an-1 (Lal, 2005) constitue, avec les racines, le premier retour

potentiel au sol de matière organique dans les systèmes cultivés. Le retour au sol des

4

résidus est ainsi un élément clé du maintien des niveaux de carbone organique dans les sols

cultivés (Wang et al., 2008). Dans un contexte de crise énergétique, la possibilité d’exporter

des résidus de culture à des fins de production d’énergie est actuellement très étudiée du fait

de la teneur des résidus en cellulose et de leur grande disponibilité (Benjamin et al., 2010 ;

Lemke et al., 2010). Ce nouvel enjeu de la gestion des résidus de culture renforce la

nécessité d’étudier de manière approfondie l’impact des résidus de culture sur diverses

propriétés du sol. Une récente revue de Blanco-Canqui et Lal (2009) suggère que la stabilité

des agrégats est une des propriétés du sol la plus sensible à cette exportation des résidus

de culture. Si l’effet positif de l’incorporation de résidus sur l’agrégation du sol est reconnu (p.

ex. Singh et al., 2007), il reste à être évalué dans un système où une diversité de situations

existe (rotations pratiquées) ce qui se traduit par une diversité de types de résidus, de

quantités incorporées (modalités de travail du sol) et où de nombreux facteurs peuvent

influencer le processus (p. ex. fertilisation, croissance des plantes).

Par ailleurs, nous nous orientons vers une agriculture moins dépendante des intrants

industriels comme les engrais azotés. Encore largement employée dans le monde pour

soutenir la production agricole, la fertilisation minérale doit être gérée efficacement du fait de

ses impacts négatifs possibles tels que les pertes par lixiviation dans les eaux souterraines

et les émissions de gaz à effet de serre (Ladha et al., 2005). Une stratégie possible pour

réduire l’utilisation d’engrais industriels est de mieux valoriser les fertilisants organiques

(Chivenge et al., 2011a) et les facteurs biologiques de leur efficacité. En effet, nous nous

réorientons vers l’utilisation et l’optimisation des services écologiques rendus par la

biodiversité, comme par exemple optimiser la contribution des microorganismes au stockage

de carbone dans le sol (King, 2011). Connaître le fonctionnement biologique du sol est donc

nécessaire pour optimiser les processus fondamentaux tel que l’agrégation du sol et ainsi

contribuer à proposer des modes de gestion durable.

La diversité microbienne et son lien avec les fonctions du sol est une question en plein essor

(Dumont et Murrell, 2005 ; Hättenschwiler et al., 2005 ; Morales et Holben, 2011). Les

microorganismes ont un rôle primordial dans le cycle des éléments carbone et azote dans le

sol, notamment car ils sont les principaux acteurs de la décomposition de la matière

organique (Swift et al., 1979). L’effet de l’incorporation de résidus de culture sur l’agrégation

du sol va être influencé par l’activité biologique générée (Oades, 1993). La connaissance et

la gestion de la communauté microbienne et de son fonctionnement peuvent donc constituer

5

un enjeu dans cette démarche visant à optimiser l’effet de l’incorporation des résidus sur le

processus d’agrégation.

Objectif général

L’objectif général de ce travail de thèse est de déterminer comment certains facteurs

modulent l’effet de l’incorporation des résidus de culture sur l’agrégation du sol. L’enjeu est

d’améliorer la connaissance du processus d’agrégation et ses déterminismes pour l’optimiser

dans le contexte actuel d’intensification écologique de l’agriculture.

Dans une première partie nous réaliserons une revue de l’état de l’art qui permettra de

préciser les verrous de connaissance et ainsi définir dans une seconde partie les objectifs

spécifiques de ce travail et notre démarche expérimentale. Dans une troisième partie nous

présenterons les résultats de notre travail sous la forme d’articles scientifiques. Enfin, dans

une conclusion générale, nous discuterons de nos résultats et de notre démarche et

proposerons quelques perspectives à ce travail.

7

Etat des connaissances

1 La formation d’agrégats stables

1.1 Définition et importance du processus

Parmi les différentes unités permettant de décrire la structure d’un sol, l’agrégat est défini

comme un assemblage naturel de particules primaires dont les forces de cohésion entre

elles sont plus fortes qu’avec les particules environnantes (Martin et al., 1955 ; Kemper et

Rosenau, 1986). La formation d’agrégats stables est un processus qui contribue à maintenir

ou augmenter la stabilité des agrégats et donc la structure du sol. La stabilité de la structure

du sol est associée à la capacité d’un sol à conserver son arrangement entre les particules

solides et les vides lorsqu’il est soumis à des contraintes physiques (Kay, 1998) telles que

l’impact d’outils de travail du sol ou encore l’action désagrégeante de l’eau. C’est donc une

propriété physique du sol qui évolue dans le temps.

La stabilité de la structure du sol conditionne l’état de fertilité du sol et un certains nombre de

processus environnementaux (Tableau 1) ce qui lui confère une importance centrale dans le

fonctionnement du sol. En effet, la résistance des agrégats aux contraintes physiques

évoquées plus haut détermine notamment la sensibilité du sol à la battance et l’érosion (Le

Bissonnais et Arrouays, 1997), la croissance des cultures (Angers et Caron, 1998) et la

protection de la matière organique du sol (Jastrow et Miller, 1998 ; Balesdent et al., 2000).

Tableau 1 : Propriétés biologiques, chimiques et physiques influencées par la structure du sol. (adapté de Diaz-Zorita et al., 2002).

Propriété Influence de la structure du sol

Biologique Habitat des organismes

Croissance des plantes

Chimique Cycle des nutriments

Sorption-désorption des composés organiques et inorganiques

Physique Erosion

Infiltration et transport de l'eau et ses solutés

Circulation des gaz

Tassement

8

1.2 Méthodes de mesure

Il n’existe pas de méthode internationalement reconnue de mesure de la stabilité des

agrégats. Différentes méthodes de mesure au laboratoire ont été développées (p. ex. Yoder,

1936 ; Hénin et al., 1958 ; Kemper et Rosenau, 1986 ; Le Bissonnais, 1996) et constituent

donc un indicateur plutôt qu’une mesure stricto sensu.

Les méthodes d’estimation de la stabilité des agrégats consistent généralement à mesurer la

distribution granulométrique des agrégats suite à une action désagrégeante généralement

liée à un apport d’eau. Différents mécanismes sont associés à la désagrégation. Quatre

principaux mécanismes ont été identifiés (Le Bissonnais, 1996) : l’éclatement, la

microfissuration par gonflement différentiel, la désagrégation mécanique et la dispersion

physico-chimique. Les méthodes développées diffèrent par la préparation et le traitement

des échantillons (p. ex. granulométrie de l’échantillon initial, état sec vs. humide, tamisage

dans l’eau ou à l’air), ainsi les mécanismes de désagrégation mis en jeu vont différer selon

les méthodes employées. Le choix de la méthode est à considérer selon le type de sol

(niveau de stabilité intrinsèque) et l’objectif de l’étude qui peut être de déterminer la stabilité

des agrégats vis-à-vis de chaque mécanisme de désagrégation ou encore de déterminer la

stabilité d’une certaine fraction du sol (microagrégats ou macroagrégats).

1.3 Principaux facteurs d’influence

Les facteurs influençant la stabilité des agrégats du sol sont depuis longtemps étudiés et

identifiés et ont fait l’objet de nombreuses revues comme celle de Bronick et Lal (2005) :

• La texture du sol. Les sols limoneux et sableux sont moins stables que les sols

argileux. L’effet positif des argiles est dépendant de leur minéralogie puisque leur

effet est lié à leur surface de contact et leur capacité d’échange cationique.

• Le climat influence directement la stabilité des agrégats à travers l’action directe des

précipitations, des cycles de réhumectation-dessication et des cycles de gel-dégel

mais des résultats variables sont observés car ils dépendent souvent du mode de

traitement des échantillons.

• Les cations. Très en lien avec la texture du sol, leur effet dépend de leur valence et

de leur taille. Ils influencent les processus de floculation/dispersion. Le calcium

9

participe notamment à la création de ponts entre les argiles et les particules de

matière organique tandis que le sodium a un effet dispersant.

• Les oxydes. Les oxydes de fer et d’aluminium sont particulièrement influents dans les

sols tropicaux et ont un effet floculant qui augmente la stabilité des agrégats.

• La matière organique. La matière organique constitue le liant entre les particules et

est le principal facteur de la stabilité des agrégats en milieu tempéré.

La gestion de la matière organique du sol apparaît comme le principal levier d’action

disponible pour l’Homme. Le choix des pratiques culturales (p. ex. travail du sol, apport de

matière organique, rotation) influencera le niveau de matière organique du sol et donc la

stabilité de la structure du sol.

2 La matière organique dans le processus de formation d’agrégats stables

2.1 Rôle de la matière organique du sol dans l’organisation de la structure du sol

La matière organique du sol est l’agent liant principal en milieu tempéré où les sols

contiennent peu d’oxydes de fer et d’aluminium. Son rôle est d’autant plus déterminant dans

les sols limoneux qui sont intrinsèquement sensibles aux processus de dégradation.

Selon le modèle hiérarchique d’organisation de la structure du sol (Fig. 1) de Tisdall et

Oades (1982) la matière organique intervient à différents niveaux d’organisation et sous

différentes formes.

La fraction organo-minérale (<20 µm) est issue d’interactions électrostatiques entre des

particules organiques et argileuses.

L’assemblage de ces agrégats (<20 µm) pour former des microagrégats (20-250 µm) est

assuré par des agents agrégeants dits persistants, ce sont des composés humiques issus de

transformations microbiennes très abouties.

L’association de microagrégats par des agents dits temporaires (racines et hyphes) et

transitoires (polysaccharides) forme des macroagrégats (>250 µm). Les agents temporaires

10

persistent pendant des mois ou des années tandis que les agents dits transitoires sont

produits et décomposés rapidement (quelques semaines) par les microorganismes.

Figure 1 : Modèle hiérarchique de formation d’agrégats, et leur stabilité relative, où les microagrégats se forment à partir de l’agglomération de particules organo-minérales puis forment des macroagrégats (Tisdall et Oades, 1982) mais où des microagrégats peuvent également se former autour de la matière organique particulaire au sein des macroagrégats (Oades, 1984). (adapté de Six et al., 2004 et de Whalen et Sampedro, 2010).

La stabilité des microagrégats est élevée tandis que celle des macroagrégats peut varier

rapidement car elle est influencée par les pratiques culturales et la pluie. Les macroagrégats

stables contiennent plus de carbone labile (Elliott, 1986), de biomasse microbienne (Degens,

1997) et de matière organique particulaire (Cambardella et Elliott, 1993) que les

microagrégats. De plus, il se forme de nouveaux microagrégats au sein d’un macroagrégat à

travers la décomposition de la matière organique particulaire (racines, hyphes) qui se trouve

en son centre (Oades, 1984 ; Angers et al., 1997). Ces microagrégats stockent à long terme

le carbone biotransformé dans les agrégats (Six et al., 1998). Le macroagrégat constitue

donc une échelle d’étude particulièrement importante au vu de son impact tant à court terme

vis à vis des transformations biochimiques qui y ont lieu qu’à long terme par son impact sur

la formation de nouveaux microagrégats qui stockent le carbone du sol de manière durable.

Macroagrégats

(250 µm – 2 mm)

Microagrégats

(20- 250 µm)

Particules organo-minérales

(< 20 µm)

élevée

faible

stabilité Modèle hiérarchique de

formation des agrégats

11

2.2 Décomposition des matières organiques fraîches en fonction de leurs caractéristiques biochimiques et impact sur la formation d’agrégats stables

2.2.1 La formation d’agrégats stables par des apports de matière organique

fraîche

L’effet positif d’un apport organique sur la formation d’agrégats stables est depuis longtemps

reconnu. La dynamique de la formation d’agrégats stables suite à un apport de matière

organique suit généralement 3 étapes : la formation à partir d’éléments non agrégés, la

stabilisation et la destruction des agrégats (Tisdall et Oades, 1982). Ces trois phases se

produisent de manière séquentielle et peuvent être simultanées.

Le processus par lequel un apport de matière organique fraîche contribue à la formation et à

la stabilisation d’agrégats a largement été étudiée (Guckert et al., 1975 ; Golchin et al.,

1994 ; Angers et Chenu, 1998). L’incorporation de matière organique constitue un substrat

carboné qui va stimuler les microorganismes : leur croissance et activité vont initier

l’agrégation des particules de sol (Fig. 2). Les fragments de matière organique vont

rapidement être inclus dans les agrégats et ainsi former des agrégats stables. Cette

incorporation de la matière organique au sein des agrégats par l’activité microbienne et qui

devient ainsi le noyau de la formation d’agrégats stables a été proposé au sein de

microagrégats (Golchin et al., 1998) comme de macroagrégats (Six et al., 2000). La matière

organique particulaire ainsi incluse dans les agrégats continue à stimuler l’activité des

microorganismes dont les composés résiduels évoluent vers des substances humiques.

L’ensemble renforce la stabilité des agrégats par des mécanismes de liaisons avec les

particules minérales et participe au sein du macroagrégat à la création de microagrégats qui

protègent le carbone ainsi stabilisé (Six et al., 2000). Lorsque les composés labiles

(composés protéiques, carbohydrates) de la matière organique particulaire ont été

décomposés, l’activité microbienne décline jusque la mort cellulaire et la stabilité des

agrégats diminue. La destruction de l’agrégat libère alors des microagrégats et particules

organo-minérales.

12

Figure 2 : La dynamique de la formation d’agrégats suite à l’incorporation d’un résidu de plante. (adapté de Chenu et al., 2006).

2.2.2 Influence de la nature biochimique de la matière organique fraîche apportée

La nature biochimique de la matière organique influence la dynamique de formation

d’agrégats stables, l’effet d’un apport organique étant généralement relié à sa

décomposabilité. Monnier (1965) propose un modèle conceptuel (Fig. 3) qui relie la

dynamique de la stabilité des agrégats à la composition chimique de la matière organique

apportée et sa décomposition progressive vers des substances humiques. Un produit

organique apporté qui est facilement décomposable (exemple : engrais vert) entraîne une

augmentation rapide (de l’ordre de la semaine) et importante de la stabilité des agrégats

mais son effet est transitoire. A l’inverse, un produit organique apporté qui est plus

difficilement décomposable (paille, fumiers) augmente la stabilité des agrégats

progressivement et à plus long terme mais l’amplitude de leur effet est moindre que celle

issue d’un produit facilement décomposable. Dans ce modèle, l’évolution de la stabilité des

agrégats est associée à l’activité microbienne et ses molécules résiduelles.

Incorporation Croissance microbienne

Agrégation

Associations argile-M.O.

Protection

Humification

Destruction de l’agrégat

Déprotection

Particule d’argile

Résidu de plante

bactérie champignon

Exudats microbiens

Substances humiques

Déclin de l’activité microbienne

Mort cellulaire

13

Figure 3 : Modèle conceptuel de la dynamique de la stabilité des agrégats suite à l’incorporation de trois produits organiques (un engrais vert, une paille, un fumier décomposé). Les facteurs qui contribuent à la formation d’agrégats stables inclus les débris microbiens (court-terme), les substances préhumiques (moyen-terme), et les substances humiques (long-terme). (adapté de Monnier, 1965).

Ce modèle a été validé par Abiven et al. (2009) qui ont réalisé une revue de la littérature

(analyse de données issues de 48 articles) sur l’effet, dans diverses conditions

expérimentales, d’une large gamme d’apports organiques sur la stabilité des agrégats.

Sta

bilit

é st

ruct

ural

e

Temps

semaines mois années

Engrais vert

Paille enfouie

Fumier décomposé

Débris microbiens Substances

préhumiques Substances humiques

Apport

de M.O.

14

Figure 4 : Relation entre le temps pour atteindre le maximum de stabilité des agrégats et l’amplitude de variation de la stabilité des agrégats suite à l’apport de diverses catégories de produits organiques. (adapté de Abiven et al., 2009).

Leurs résultats indiquent par exemple (Fig. 4) que l’apport des composés labiles simples

augmente fortement et rapidement la stabilité des agrégats tandis que le compost, la tourbe

et la lignine sont lentement incorporés dans les agrégats et produisent des variations de

stabilité des agrégats faibles. Cette méta-analyse de données confirme la temporalité et

l’intensité de l’effet de matières organiques apportées qui est fonction de leurs

caractéristiques biochimiques.

Cette analyse a permis de dégager l’effet de grandes catégories de produits organiques

mais, comme l’ont noté les auteurs, un même produit organique (exemple : une paille) peut

avoir un effet variable. La paille, selon les situations, peut à la fois se positionner dans les

groupes de produits où l’effet est rapide, intermédiaire ou tardif. Plusieurs raisons ont été

proposées pour expliquer cette variabilité : la diversité des méthodes de mesure de la

Tourbe

Lignine

Compost

Fumiers Substances humiques

Mélange

Lisiers

Residus Paille

Exudats

M.O. d’origine urbaine

Mucilage

Composé labile simple

Temps pour atteindre le maximum de stabilité des agrégats

Am

plitu

de d

e la

sta

bilit

é de

s ag

réga

ts

Jours à Semaines

Mois Années Non déterminé

0

Faible

Moyen

Elevé

15

stabilité des agrégats employées, la durée des expérimentations, la fréquence des

prélèvements, le type de sol et l’apport ou non d’azote minéral. Si la typologie des grandes

catégories de produits organiques bien différenciés est validée, il apparaît également une

certaine variabilité au sein des groupes de produits organiques qui peut être liée aux

conditions du milieu récepteur du produit.

De plus, Abiven et al. (2009) ont confirmé le rôle primordial de l’activité microbienne dans le

processus de formation d’agrégats stables. Cependant, ils n’ont pas pu établir de relations

claires entre l’évolution de la stabilité des agrégats et celle des agents microbiens.

3 Les facteurs d’influence de l’effet de la décomposition des résidus de culture sur la formation d’agrégats stables

3.1 Facteurs biotiques

Les microorganismes sont les principaux décomposeurs de la matière organique fraîche et

les principaux acteurs de la formation d’agrégats stables. Le rôle des microorganismes et les

mécanismes par lesquels ils stabilisent les agrégats ont fait l’objet de nombreuses revues

(Martin et Waksman, 1940 ; Lynch, 1984 ; Lynch et Bragg, 1985).

La croissance cellulaire des microorganismes est un premier mécanisme de stabilisation des

agrégats. Les cellules microbiennes s’adsorbent à la surface des particules (Chenu et

Stozky, 2002) et relient des particules entre elles, cet effet pouvant persister après la mort

cellulaire (Chantigny et al., 1997). Suite à un apport organique, ce mécanisme peut être

important puisque les microorganismes qui étaient dormants ont accès à un substrat

carboné « frais » et vont se développer rapidement.

La production de polysaccharides et son action agrégeante est un mécanisme majeur par

lequel les microorganismes forment des agrégats stables. C’est le principal agent transitoire

de formation d’agrégats stables (Tisdall et Oades, 1982). Les polysaccharides extractibles à

chaud, principalement d’origine microbienne (Puget et al., 1999), sont une fraction très active

dans le processus (Haynes et Swift, 1990 ; Haynes et Francis, 1993). Ces

exopolysaccharides ont un double effet, adsorption et formation de ponts entre les particules.

Les composés humiques participent à la stabilisation des agrégats. Leur action se situe dans

les stades avancés de la décomposition. Ils peuvent être issus de transformations avancées

16

de résidus microbiens, mais également avoir comme origine les composés les plus

récalcitrants de la matière organique comme la lignine ou les composés phénoliques

(Martens, 2000). Leur rôle est plutôt dans la cohésion des microagrégats comme indiqué

dans le modèle hiérarchique de Tisdall et Oades (1982). Ils sont hydrophobes et réduisent

donc la vitesse d’humectation des agrégats.

Parmi les microorganismes, nous pouvons principalement distinguer les champignons et les

bactéries. Les champignons ont un rôle important et souvent admis comme majeur du fait de

leur triple contribution à la formation d’agrégats stables : la production de polysaccharides

(Chenu, 1989), le développement des hyphes qui par un mécanisme physique agglomèrent

des particules (Tisdall, 1991 ; Degens et al., 1996), et la production de substances

hydrophobes (White et al., 2000 ; Hallett et al., 2001). Le rôle des bactéries a été démontré

principalement par leur production d’exopolysaccharides (Lynch et Bragg, 1985 ; Molope et

al., 1987). A un autre niveau, au sein des bactéries et champignons, il apparaît que toutes

les espèces ne sont pas aussi efficaces et certaines peuvent avoir un effet nul et même

négatif (Harris et al., 1966).

Au niveau de la décomposition des matières organiques les bactéries seraient les premiers

acteurs du fait de leur affinité avec des substrats carbonés labiles tandis que les

champignons domineraient dans les stades avancés de la décomposition où les composés

complexes récalcitrants prédominent (Swift et al., 1979 ; Poll et al., 2008). De la même

manière, un résidu à C/N bas stimulerait davantage les bactéries et inversement un résidu à

C/N élevé stimulerait davantage les champignons (Cheshire et al., 1999 ; Rousk et Baath,

2007). Cependant cette vue de la contribution relative des microorganismes à la

décomposition de la matière organique n’est pas catégorique. Des interactions entre

bactéries et champignons ont été mises en évidence pour optimiser la décomposition de

certains composés (de Boer et al., 2005). À un niveau plus fin, au sein des domaines

microbiens, des études ont établi un lien entre certains groupes de champignons ou

bactéries et la décomposition de certains composés (Denef et al., 2009). Ainsi, les

ascomycètes et les basidiomycètes seraient particulièrement impliqués dans la

décomposition de la cellulose, mais également de la lignine pour les basidiomycètes (Bowen

et Harper, 1990 ; de Boer et al., 2005). La succession de populations bactériennes et

fongiques au cours de la décomposition de résidus de culture a été démontrée dans de

nombreuses études et cela même à des échelles de temps de quelque semaines

(Marschner et al., 2011).

17

Abiven et al. (2009) dans leur revue de la littérature n’ont pas pu mettre en évidence une

relation entre l’évolution de la stabilité des agrégats et la dynamique d’agents agrégeants

microbiens. Une certaine variabilité apparaît dans les relations observées entre la stabilité

des agrégats et les différentes composantes microbiennes agrégeantes. La formation

d’agrégats stables pourrait ne pas être simplement liée à une stimulation biologique globale

(aspect quantitatif) mais dépendre également de l’évolution de groupes microbiens

particuliers (aspect qualitatif). Ce dernier aspect est encore largement méconnu. De plus,

des auteurs (Fontaine et Barot, 2005 ; Fang et al., 2005 ; Six et al., 2006) pensent

qu’intégrer des informations sur les communautés microbiennes de plus haute résolution que

la seule biomasse microbienne améliorerait la compréhension et la modélisation de la

dynamique de la matière organique du sol et du cycle du carbone. Cette intégration doit

prendre en compte les interactions fortes entre la dynamique des matières organiques et

l’agrégation du sol.

3.2 Facteurs abiotiques

Différents facteurs environnementaux influencent la minéralisation de matières organiques

fraîches apportées (Swift et al., 1979 ; Paul, 1992) : la température, l’humidité, la disponibilité

en oxygène et le pH du sol. Leur effet sur la stabilité des agrégats est complexe et relié à

leur effet sur l’activité microbienne.

La nature biochimique de la matière organique apportée est un des principaux facteurs

d’influence de la décomposition de la matière organique fraîche apportée (Heal et al., 1997)

et également un facteur majeur de la formation d’agrégats stables (voir partie 2.2.2.). De

nombreuses études ont tenté de déterminer quelles caractéristiques de la matière organique

déterminent la vitesse et l’amplitude de la décomposition. Le rapport C/N semble un bon

indicateur général de la décomposabilité de la matière organique apportée (Vanlauwe et al.,

1996 ; Nicolardot et al., 2001). Un résidu à C/N faible se décomposerait plus qu’un résidu à

C/N élevé, et globalement les résidus riches en N sont rapidement décomposés. La teneur

en azote des résidus constitue donc un élément majeur. Lorsque les résidus ont une faible

teneur en azote (ratio C/N élevé), la fourniture en N nécessaire à l’activité des

microorganismes n’est pas assurée, il devient un facteur limitant (Mary et al., 1996). Le ratio

théorique du C/N des résidus pour assurer une activité microbienne optimale est de 20-25

(Swift et al., 1979). Lorsque l’azote n’est pas limitant, ce sont davantage les caractéristiques

biochimiques du résidu qui contrôlent sa décomposition (Sall et al., 2007 ; Machinet et al.,

18

2009). La teneur en composés solubles labiles (protéines, carbohydrates) influence de

manière positive la décomposition des résidus et particulièrement dans les premiers stades

de décomposition (Trinsoutrot et al., 2000 ; Jensen et al., 2005) tandis que la teneur en

lignine influence de manière négative la décomposition d’un résidu organique (Hammel,

1997). Le contact du résidu apporté avec les particules du sol et les caractéristiques de taille

et de forme du résidu vont également influencer sa décomposition (Angers et Recous, 1997 ;

Gaillard et al., 2003 ).

La texture du sol et la minéralogie des argiles sont des caractéristiques qui vont également

largement influencer l’effet de l’apport de matière organique fraîche et cela fait l’objet de

nombreuses études (Kiem et Kandeler, 1997 ; Denef et al., 2002 ; De Gryze et al., 2005 ;

Wagner et al., 2007 ; Wuddivira et al., 2009). L’effet de la texture et de la minéralogie des

argiles est variable. Cependant, il semble que globalement l’effet d’un apport organique est

plus élevé dans les sols sableux et limoneux où l’activité microbienne générée permet

d’atteindre en fin d’expérimentation un niveau de stabilité des agrégats équivalent à celui des

sols plus argileux (Kiem et Kandeler, 1997 ; De Gryze et al., 2005).

L’effet des conditions climatiques sur la stabilité des agrégats est majeur, à la fois

directement par les précipitations, le régime hydrique du sol, les cycles de gel-dégel et

indirectement par son effet sur l’activité biologique (Amézketa, 1999). La stabilité structurale

montre fréquemment une grande variation saisonnière (Blackman, 1992). L’effet d’apports

organiques sur la stabilité des agrégats a largement été étudié en laboratoire. Cependant,

l’effet climatique saisonnier sur la stabilité des agrégats peut être plus important que celui lié

à des choix agricoles comme les modalités de travail du sol (Bottinelli, 2011) ou le type de

système de culture (Perfect et al., 1990). Il est donc important d’évaluer l’effet d’apports

organiques in situ.

Deux facteurs d’influence majeurs peuvent être contrôlés par le choix des pratiques

culturales réalisées : le mode de travail du sol et la fertilisation en azote. L’effet de la

combinaison travail du sol-apports organiques sur la stabilité structurale du sol a fait l’objet

de récentes études (p. ex. Bissonnette et al., 2001 ; Whalen et al., 2003 ; Mikha et Rice,

2004 ; Jiao et al., 2006). L’effet combiné de la fertilisation minérale et d’un apport organique

sur la formation d’agrégats stables a également été étudié, mais principalement au champ

dans des contextes de système de culture (Sarkar et al., 2003 ; Bipfubusa et al., 2005,

2008 ; Fonte et al., 2009 ; Gentile et al., 2010 ; Benbi et Senapati, 2010 ; Chivenge et al.,

2011b). Dans ce type d’approche, l’effet direct strict de la fertilisation minérale peut être

19

confondu avec les multiples facteurs au champ et également confondu par son effet indirect

sur les rendements de culture qui modifient la quantité de substrats carbonés entrant dans le

sol.

4 La détermination du rôle des communautés microbiennes du sol

4.1 Méthodologie générale d’appréhension de la composante microbienne

De nombreux articles ont fait la revue des méthodes disponibles pour appréhender la

composante microbienne du sol et particulièrement les bactéries et champignons (Kirk et al.,

2004 ; Stockdale et Brookes, 2006 ; Nocker et al., 2007 ; Joergensen et Wichern, 2008 ;

Strickland et Rousk, 2010). Les approches diffèrent par l’information qu’elles apportent,

quantitative ou qualitative, et leur degré de résolution.

• La biomasse microbienne. Elle fait référence à la fraction vivante de la matière

organique et considère l’ensemble des microorganismes. Plusieurs techniques ont

été développées (la fumigation-incubation, la fumigation-extraction, l’extraction d’ATP

et la respiration induite par un substrat). Cette mesure a largement été employée

dans les études et représente souvent la composante microbienne dans les modèles

de dynamique de la matière organique Cette méthode donne une information

quantitative globale.

• L’ergostérol. C’est un stérol contenu dans les membranes fongiques. Le dosage de

ce marqueur biochimique permet d’évaluer la biomasse fongique vivante, mais elle

reste relative puisque l’abondance de l’ergostérol dépend des espèces fongiques

considérées.

• Les sucres aminés. Les sucres aminés sont des polymères de la paroi cellulaire qui

persistent après la mort des microorganismes, leur mesure représente donc la

biomasse totale présente dans le sol. L’acide muramique et la glucosamine sont des

indicateurs de la biomasse bactérienne et fongique respectivement. Le dosage de la

galactosamine et de la mannosamine en plus de l’acide muramique et de la

glucosamine est un indicateur de la biomasse microbienne totale.

20

• Phospholipides à acides gras (PLFA). C’est une méthode d’analyse de la structure de

la communauté microbienne. Les phospholipides sont des composants des

membranes des cellules vivantes. Cette méthode donne à la fois des informations sur

la biomasse et la structure de la communauté microbienne (bactéries et

champignons). Cette méthode est peu résolutive pour les champignons et

globalement moins résolutive que les méthodes moléculaires

• Approches moléculaires basées sur l’ADN de sol. Ces approches se sont

développées avec la nécessité de s’affranchir des méthodes de mise en culture des

microorganismes. L’analyse de séquences cibles du génome (ARN r 16S pour les

procaryotes et ARN r 18S pour les eucaryotes) permet d’obtenir des informations sur

la structure génétique des communautés microbiennes. Ces techniques produisent

des « empreintes génétiques » donnant une représentation globale de la structure

génétique des communautés microbiennes.

• La diversité taxonomique. Les techniques de clonage-séquençage et

pyroséquençage, de haute résolution phylogénétique, permettent l’identification

d’espèces.

L’étude des microorganismes du sol par ces approches est d’ordre global, elles ne donnent

que peu d’information sur le rôle fonctionnel des microorganismes vis-à-vis de processus

définis. Une approche au niveau transcriptomique (ARN) renseigne sur les microorganismes

actifs mais sans savoir vis-à-vis de quel processus. Des approches en développement

permettent de mieux relier la diversité microbienne à des processus et donc des fonctions

dans le sol : les biomarqueurs de processus connus (p.ex. gène narG pour la dénitrification),

la protéomique (Maron et al., 2007), le couplage de méthodes moléculaires avec l’isotopie

« Stable Isotope Probing » (Radajewski et al., 2000, 2003 ; Orphan et al., 2001 ; Bernard et

al., 2007 ; Haichar et al., 2007) et la « métabolomique » (Coucheney et al., 2008). Il est à

noter également une étude d’Eickhorst et Tippkötter (2008) qui utilise la technique de

Fluorescent In Situ Hybridization (FISH) pour détecter in situ des microorganismes en

interaction avec la structure du sol. Ces approches ont permis des avancées dans l’étude de

la relation entre la diversité des microorganismes et la décomposition de matières

organiques fraîches (p.ex. l’identification directe de populations microbiennes qui assimilent

le carbone de résidus de culture).

21

4.2 Evaluation du rôle microbien dans la formation d’agrégats stables

Le rôle des microorganismes dans la formation d’agrégats stables a été déterminé par de

nombreuses approches, en microscopie électronique (Chenu, 1989 ; Dorioz et al., 1993 ;

Degens et al., 1996) ou par des approches corrélatives entre indicateurs microbiens

quantitatifs (p.ex. biomasse microbienne total) et la stabilité des agrégats (Roldan et al.,

1996 ; Chantigny et al., 1997 ; Cosentino et al., 2006 ; Annabi et al., 2007). Ces approches

corrélatives entre biomasses microbiennes et la stabilité des agrégats sont celles que l’on

retrouve majoritairement ces dernières années dans l’étude du processus d’agrégation.

Un autre type d’approche consiste à éliminer une partie de la communauté microbienne

(bactéricide, fongicide) pour pouvoir en évaluer son impact sur la stabilisation des agrégats.

Plusieurs études utilisant cette approche ont déjà été réalisées et ont permis d’identifier le

rôle important des champignons dans la formation d’agrégats stables (Kinsbursky et al.,

1989 ; Denef et al., 2001 ; Bossuyt et al., 2001 ; Helfrich et al., 2008). Cette approche,

malgré son intérêt pour évaluer directement le rôle des bactéries et des champignons, est

restrictive puisque de nombreuses interactions existent entre les bactéries, les champignons

et la décomposition de la matière organique (de Boer et al., 2005).

Une autre approche pour appréhender directement le caractère fonctionnel des

microorganismes peut se baser sur la mise en culture de microorganismes et la recherche

de ceux exprimant un caractère agrégeant. Des expérimentations de mise en culture ont

permis d’identifier des microorganismes tel que Bacillus polymyxa qui produisent des

substances agrégeantes comme les polysaccharides (Aspiras et al., 1971a ; Aspiras et al.,

1971b ; Lynch, 1981 ; Chapman et Lynch, 1985 ; Martens et Frankenberger, 1992). D’autres

auteurs isolent en culture des microorganismes lors des expérimentations de stabilisation

des agrégats par apports organiques. Les microorganismes isolés sont ensuite ensemencés

dans un sol sableux où la matière organique a été détruite et sont ainsi testés pour leur

pouvoir agrégeant avec un apport organique (Caesar-TonThat et al., 2000, 2001, 2007,

2008a).

En l’état actuel, caractériser de manière directe la communauté microbienne qui agrège et

stabilise les agrégats apparaît méthodologiquement difficile. En effet, cette communauté

microbienne ne représente certainement qu’une sous communauté de celle qui décompose

la matière organique. De plus, les agents agrégeants produits par les microorganismes sont

22

divers, il n’est donc pas possible de cibler des fonctions précises (gènes cibles). Par

conséquent, nous utiliserons un panel d’approches complémentaires pour acquérir des

informations sur la biomasse et la structure génétique de la communauté microbienne du sol

(bactéries et champignons).

5 Modèles prédictifs

De nombreuses études cherchant à décrire quantitativement la dynamique annuelle de la

stabilité des agrégats (Perfect et al., 1990 ; Caron et Kay, 1992 ; Rasiah et al., 1992 ; Rasiah

et Kay, 1994 ; Yoo et al., 2011) ont montré que l’humidité du sol est un paramètre important

à considérer. Plante et al. (2002) ont également décrit la dynamique annuelle des macro-

agrégats du sol mais en utilisant des compartiments issus des concepts de mise en place

des macro-agrégats. L’approche consistait à paramétrer les compartiments du modèle qui

correspondaient à des fractions d’agrégats de granulométrie donnée, et à décrire les

échanges entre ces compartiments par des cinétiques de premier degré. L’incorporation d’un

traceur inerte et son suivi dans les différentes fractions granulométriques permettait de

comparer les valeurs prédites et mesurées de la dynamique des macro-agrégats.

Peu de modèles de prédiction de la dynamique de la stabilité des agrégats suite à un apport

de matière organique ont été élaborés.

A partir de données acquises au champ, Malamoud et al. (2009) proposent un modèle

mécaniste inspiré du modèle de la dynamique du carbone du sol, RothC-26.3 (Coleman et

Jenkinson, 1999). Le modèle de Malamoud et al. (2009) relie la dynamique du carbone du

sol à celle de l’agrégation sous l’influence d’entrée de matières organiques fraîches. Le

modèle, testé sur une échelle de temps de 200 ans, nécessite encore des développements,

notamment, comme l’indiquent les auteurs, la prise en compte de la qualité de la matière

organique fraîche apportée.

Plusieurs modèles ont été construits à partir de données acquises en conditions contrôlées

de laboratoire. De Gryze et al. (2005) ont testé 4 modèles mathématiques pour prédire l’effet

d’un résidu de culture apporté à différentes doses sur la formation d’agrégats stables. Le

modèle qui reproduisait le mieux les valeurs mesurées était celui qui utilisait une relation

proportionnelle positive entre la respiration microbienne et la formation d’agrégats stables.

Cependant cette étude ne s’intéressait uniquement qu’à la première phase d’augmentation

23

de la stabilité des agrégats suite à l’apport du résidu (22 jours d’expérimentation à 25°C) et

n’incluait qu’un seul résidu.

Sur la base du modèle conceptuel de Monnier (1965), Abiven et al. (2008) ont proposé un

modèle prédictif (Fig.5) qui relie l’ensemble de la dynamique de la stabilité des agrégats à

des caractéristiques biochimiques des matières organiques apportées. Le modèle utilise des

paramètres empiriques pour décrire la forme caractéristique de cette dynamique au cours du

temps (elle s’apparente à une fonction log normale). Ces paramètres sont reliés à des

caractéristiques biochimiques des produits apportés : les polysaccharides extraits à l’eau, la

cellulose et hémicellulose, et la lignine. Dans un second temps, pour simuler des résultats au

champ, ils utilisent des fonctions issues de la littérature pour prendre en compte l’effet de

l’humidité, la température et la disponibilité en azote minéral du sol sur la dynamique du

carbone et de l’azote avec comme hypothèse que lorsque la décomposition des matières

organiques apportées est limitée alors la formation d’agrégats stables est également limitée.

Il apparaissait ainsi que la lignine et la disponibilité en azote minéral étaient les principaux

facteurs qui influençaient la prédiction de la dynamique de la stabilité des agrégats.

24

Figure 5 : Description de la structure du modèle Pouloud prédictif de la stabilité structurale suite à un apport organique en conditions contrôlées et au champ ; A, B, C sont respectivement les paramètres d’amplitude, de vitesse et de durée qui définissent ensemble la forme de la fonction log normale obtenue d’après des résultats au laboratoire. (adapté de Abiven et al., 2008).

Cosentino (2006) a construit un modèle prédictif mécaniste (Fig.6) sur la base d’une

expérimentation en conditions contrôlées où il étudiait l’effet d’une paille de maïs apportée à

différentes doses sur la dynamique de stabilité des agrégats. La dynamique était décrite par

une fonction linéaire de la biomasse microbienne et de la respiration cumulée. Cette fonction

statistique était couplée au modèle mécaniste CANTIS (Garnier et al., 2003) qui simule la

biomasse et la respiration microbienne à partir de la quantité et de la qualité du résidu

incorporé et des conditions de décomposition du résidu.

Temps

Stabilité structurale

C

A

B

Caractéristiques des matières

organiques apportées :

A = f(- lignine)

B = f(polysaccharides extraits à

l’eau)

C = f(hémicellulose + cellulose)

Température Humidité du sol Disponibilité en azote

Fonctions Entrées du modèle

-Conditions climatiques

-Dynamique du C et de

l’N des matières

organiques apportées en

conditions contrôlées

Temps

Stabilité structurale Prédiction au

champ

Au laboratoire

25

Figure 6 : Couplage CANTIS – stabilité structurale du sol. (adapté de Cosentino, 2006).

Ces modèles, qui ont besoin d’être testés dans diverses situations, montrent l’effet important

de la qualité de la matière organique apportée et de l’activité microbienne induite sur la

dynamique de la stabilité des agrégats puisqu’ils apparaissent comme les principaux

facteurs d’influence et d’entrée des modèles prédictifs.

6 Conclusion sur l’état des connaissances

La stabilité des agrégats est une propriété physique qui est à l’interface de nombreuses

fonctions du sol, elle apparaît donc comme essentielle et est considérée par certains auteurs

comme un indicateur de la qualité du sol (Andrews et al., 2004 ; Govaerts et al., 2006). De

cet état de l’art il ressort que :

(1) La matière organique du sol est l’agent agrégeant principal et il dépend fortement de

l’activité agricole.

(2) Nous avons une bonne connaissance globale de l’impact de matières organiques

apportées et de l’influence de ses caractéristiques biochimiques.

(3) L’activité microbienne est le moteur principal du processus de formation d’agrégats

stables et constitue, avec les caractéristiques biochimiques des apports organiques, une

entrée importante des modèles prédictifs élaborés.

Cependant, il reste à déterminer comment certains facteurs modulent l’effet des matières

organiques apportées et à préciser le rôle des communautés microbiennes.

CANTIS STABILITE

STRUCTURALE

Qualité / Quantité M.O.

CO2 et Biomasse

microbienne Température

Azote

Teneur en eau

Contact M.O. / sol

CANTIS + FONCTION STABILITE = prédiction

temps

Stabilité

structurale

27

Stratégie de recherche

1 Objectifs spécifiques

La disponibilité en azote minéral nous est apparue comme l’axe d’étude prioritaire des

facteurs influençant l’effet des résidus de culture sur la stabilité des agrégats car :

(i) elle est liée aux modes de fertilisation et aux choix culturaux, et constitue donc un élément

pouvant être géré par l’Homme. De plus, la gestion de l’azote est un enjeu actuel majeur au

vu de sa nécessité agronomique (croissance des cultures), de son coût économique et

énergétique et de son impact négatif potentiel sur l’environnement (transfert dans les

masses d’eau, transformation en N2O).

(ii) elle influence la décomposition des résidus de culture et les communautés microbiennes

qui sont les acteurs primordiaux du processus de formation d’agrégats stables.

(iii) elle est un facteur majeur d’influence de la prédiction du modèle Pouloud de Abiven et al.

(2008) et également des modèles de Cosentino (2006) et De Gryze et al. (2005) à travers

son effet sur la respiration microbienne.

→Objectif 1 : Déterminer l’effet de la disponibilité en azote minéral du sol en

interaction avec la nature biochimique du résidu de culture apporté sur la dynamique de

formation d’agrégats stables.

Les communautés microbiennes du sol sont les acteurs majeurs du processus et cependant

leur relation avec la dynamique de formation des agrégats stables n’est pas bien définie

(Abiven et al., 2009). Connaître le fonctionnement biologique du sol est nécessaire pour

optimiser les processus fondamentaux et proposer des modes de gestion agricole durable.

Pour optimiser et prédire l’agrégation du sol liée à des apports organiques, il est nécessaire

de mieux comprendre le rôle de la communauté microbienne du sol.

→Objectif 2 : Améliorer la connaissance du rôle des communautés microbiennes et

de ses différentes composantes dans le processus de formation d’agrégats stables.

Les travaux sur l’effet d’apports organiques sont majoritairement issus d’expérimentations en

conditions contrôlées souvent éloignées des conditions agricoles réelles. Lorsque l’effet

28

d’apports organiques a été étudié au champ cela a souvent été réalisé à l’échelle de l’année

ou de décennies. Cependant la variation saisonnière liée au climat peut être plus importante

que l’effet de l’apport lui-même. Au cours de l’année, la période critique de la stabilité de la

structure du sol est l’hiver et le printemps où le sol est humide et où les risques de prise en

masse et de battance sont élevés. De plus, au sein de certains systèmes de culture, une

quantité importante de résidus peut être incorporée à l’automne.

→Objectif 3 : Evaluer en contexte hivernal l’effet de l’apport des résidus de culture

in situ sur la stabilité des agrégats.

2 Démarche de la thèse

Les facteurs influençant le processus d’agrégation sont nombreux, naturels (e.g. texture,

climat) ou anthropiques (e.g. travail du sol, fertilisation, rotations), et peuvent donc tous

influencer le processus au champ. Il est donc difficile d’évaluer l’effet strict d’un facteur au

champ. Pour mieux discerner l’influence relative des différents facteurs il est nécessaire de

les isoler dans un système simplifié. L’effet de la qualité des résidus de culture et de la

disponibilité en azote minéral et leur interaction a donc été déterminé par une

expérimentation en conditions contrôlées (Chap. 1) (Fig.1).

Pour déterminer la relation entre la dynamique des populations microbiennes et celle de la

formation d’agrégats stables nous avons choisi des résidus de culture sur la base de leur

différence de décomposabilité attendue (liée à leurs caractéristiques biochimiques). Cette

différence de décomposabilité devrait influencée les populations microbiennes stimulées. Un

résidu vert à C/N faible stimulerait préférentiellement les bactéries tandis qu’un résidu à C/N

élevé stimulerait préférentiellement les champignons (Chap. 2 et 3). De plus, la fraction

équivalente lignine est, avec l’azote minéral, le principal facteur d’influence de la prédiction

de la formation d’agrégats stables par le modèle Pouloud (Abiven et al., 2008). Nous avons

donc utilisé un résidu à C/N faible et 2 résidus à C/N élevés mais dont la teneur en lignine

est différente. Les résidus ont été choisis dans une même famille de plante (les graminées)

et le même niveau anatomique des plantes a été utilisé (la tige). Un fumier de bovins a

également été utilisé et considéré à titre de produit de référence des effluents d’élevage. La

composition biochimique des effluents d’élevage est plus complexe à caractériser que celle

des résidus de culture (p. ex. la fraction soluble Van Soest (1963) des effluents d’élevage

peut contenir des composés récalcitrants ce qui surestime le caractère labile de l’effluent tel

29

que souvent associé avec cette fraction soluble). De plus, les agents agrégeants suite à

l’incorporation d’effluents d’élevage ne sont pas que de l’ordre de la stimulation biologique

(molécules hydrophobes dans les effluents d’élevage), et les processus sont plus complexes

en termes de développement des microorganismes. Seule la stabilité des agrégats a été

suivie dans le traitement fumier de bovins.

Ce type d’expérimentation au laboratoire est éloigné des conditions réelles au champ. Nous

avons, dans un dernier temps, étudié l’effet de l’incorporation de ces mêmes résidus de

culture dans le même sol maintenu nu au champ à une période où leur intérêt pour maintenir

l’état structural du sol est élevé. Cette démarche nous a permis de valider ou non les

observations réalisées au laboratoire et d’intégrer d’autres facteurs « naturels » qui peuvent

intervenir en interaction au champ (climat, macrofaune). Cette approche permet de

hiérarchiser l’influence respective des différents facteurs (Chap. 3).

D’un point de vue méthodologique, nous avons choisi pour la mesure de la stabilité des

agrégats d’utiliser une méthode issue d’Angers et al. (2008), sur la fraction 0-5 mm du sol,

afin d’évaluer l’agrégation à partir d’éléments non agrégés et la stabilisation d’agrégats

préexistants. Ces deux phases de la dynamique des agrégats ont toutes deux lieu

simultanément au champ. Pour le choix de l’approche d’évaluation de la composante

microbienne, notre démarche était d’appréhender globalement le fonctionnement du système

microbien, à l’échelle de la communauté (et non de l’entité isolée comme le permet

l’approche par isolement et mise en culture ou les expérimentations par biocide). Nous

considérons que la formation d’agrégats stables est la résultante des interactions qui ont lieu

entre les microorganismes et non la somme des capacités de chaque entité microbienne qui

pourraient être évaluées par les approches de mise en culture et biocide. Nous avons choisi

d’associer différentes méthodes analytiques qui permettent d’obtenir de manière associée

des informations à la fois quantitatives et qualitatives et cela à différents niveaux de

résolution (biomasse microbienne totale, marqueurs biochimiques de la biomasse

bactérienne et fongique, structure génétique bactérienne et fongique).

L’étude a été réalisée sur un sol limoneux instable issu du dispositif de longue durée de

Champ Noël (INRA, Rennes 1992-2010) (Annexe 1).

30

Figure 1 : Démarche du projet de thèse

3 Organisation des travaux et du mémoire de thèse

Le chapitre 1 est l’étude, en conditions contrôlées, de l’impact de la disponibilité en azote

minéral du sol sur la formation d’agrégats stables au cours de la décomposition de résidus

de culture à C/N élevé.

Le chapitre 2 est consacré à déterminer le rôle de la communauté microbienne au cours de

la formation d’agrégats stables observée au Chapitre 1.

Le chapitre 3 correspond à l’évaluation in situ, en contexte hivernal, de l’effet de l’apport des

résidus de culture sur la formation d’agrégats stables.

Enfin, dans une conclusion générale nous discuterons et synthétiserons l’ensemble des

résultats acquis pour proposer un modèle conceptuel de dynamique de formation d’agrégats

stables qui prenne en compte la nature biochimique du résidu de culture, les conditions en N

minéral du sol et leur interaction.

Entrées de

Carbone (Qualité)

Niveaux d’azote

minéral

Décomposition

Communautés

microbiennes

Stabilité

structurale

Climat

Chapitre 3

Au champ

Conditions contrôlées

Chapitre 1

Chapitre 2 & 3

31

Chapitre 1 - Effet de la disponibilité en azote minéral du sol en interaction avec la nature biochimique du résidu de culture apporté

Ce chapitre correspond à un article accepté dans la revue Soil Biology and Biochemistry (sous

presse).

32

Résumé

L’influence de la qualité du résidu sur la formation d’agrégats stables au cours de la

décomposition d’un résidu de culture a largement été démontrée, mais son effet en interaction

avec la disponibilité en azote minéral du sol est encore mal connu. L’objectif de cette étude

était de déterminer l’effet de la disponibilité en azote minéral du sol sur la formation

d’agrégats stables au cours de la décomposition de résidus de culture à C/N élevé (blé, C/N =

125.6 ; miscanthus, C/N = 311.3). Les 2 résidus étaient combinés à 3 traitements d’apport

d’azote minéral (0, 60, 120 mg N kg-1 sol sec). La respiration, la teneur en azote minéral du

sol, et la stabilité des agrégats (exprimé par le diamètre moyen pondéré, MWD) ont été

mesurées à plusieurs dates au cours d’une expérimentation en conditions contrôlées de 56

jours. L’effet de la décomposition des résidus de culture sur le MWD se déroulait en 2 phases.

(i) Entre 0 et 7 jours, l’augmentation du MWD était reliée à la qualité intrinsèque du résidu, la

décomposabilité plus élevée du blé permettait d’atteindre un niveau de stabilité plus élevé que

le miscanthus. (ii) Ensuite, et jusque la fin de l’expérimentation, l’influence de l’azote minéral

prédominait avec un effet négatif de l’apport d’azote minéral sur le MWD. Dans cette seconde

phase, le MWD moyen des traitements avec résidus était de 0.92, 0.55 et 0.44 mm pour les

traitements 0, 60, 120 mg N kg-1 sol sec respectivement. Globalement, l’apport d’azote

minéral stimulait la minéralisation des résidus mais pas la formation d’agrégats stables. La

formation d’agrégats stables au cours de la décomposition de résidus de culture n’est pas

simplement reliée à l’intensité de la respiration microbienne induite, des changements dans la

composition de la communauté microbienne doivent être impliqués. L’impact de l’apport de

résidus de culture à C/N élevé sur la stabilité des agrégats, initialement prévu faible, peut être

important et durer dans le temps dans des situations où la teneur en azote minéral du sol est

faible.

33

Differential and successive effects of residue quality and soil mineral N on

water-stable aggregation during crop residue decomposition

C. Le Guilloua,b,c, D.A. Angersd, P. Letermea,b,c, S. Menasseri-Aubrya,b,c

aAGROCAMPUS OUEST, UMR1069 Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, F-35000

Rennes, France

bINRA, UMR1069 Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, F-35000 Rennes, France

cUniversité européenne de Bretagne, France

dAgriculture et Agroalimentaire Canada, Centre de Recherche sur les Sols et les Grandes

Cultures, 2560 Boulevard Hochelaga, Sainte-Foy, Québec, G1V 2J3, Canada

Corresponding author: Safya.Menasseri@agrocampus-ouest.fr

Telephone: 00 33 2 23 48 54 73

Fax: 00 33 2 23 48 54 80

Address: Agrocampus Ouest – UMR Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, 65 Route de

Saint-Brieuc, CS 84215-35042 Rennes Cedex, France

34

Abstract

Residue quality has been shown to influence soil water-stable aggregation (WSA) during

crop residue decomposition, but there is still little information about its interactive effect with

soil mineral N availability. The aim of this study was to determine the effect of soil mineral N

on WSA during the decomposition of two high-C/N crop residues (wheat straw with

C/N = 125.6 and miscanthus straw with C/N = 311.3). The two crop residues were combined

with three mineral N addition rates (0, 60, and 120 mg N kg−1 dry soil). Respiration, soil

mineral N content, and WSA (expressed as mean-weight diameter, MWD) were measured

on several dates during a 56-d incubation. The effect of decomposing crop residues on WSA

followed two phases. (i) Between 0 and 7 d, the increase in WSA was related to intrinsic

residue quality with higher decomposability of the wheat straw resulting in higher WSA.

(ii) Thereafter, and until the end of the experiment, mineral N addition rates had a

predominant but negative influence on WSA. In this second phase, the average MWD of

residue-treated soils was 0.92, 0.55, and 0.44 mm for the 0, 60 and 120 mg N kg−1 dry soil

addition rates, respectively. Mineral N addition which did result in higher crop residue

decomposition did not lead to higher WSA. WSA during crop residue decomposition is

therefore not simply positively related to the induced microbial activity, and changes in

microbial community composition with differential effects on WSA must be involved. The

impact of high-C/N crop residues inputs on WSA, initially assumed to be low, could actually

be strong and long-lasting in situations with low soil mineral N content.

Keywords: Residue quality; Temporal dynamics; N; Decomposition; Aggregate stability

35

1 Introduction

Organic matter is a major factor influencing soil water-stable aggregation (WSA) in most

agricultural soils (Tisdall and Oades, 1982), and as a feedback mechanism, aggregation is

considered as a significant mechanism of organic matter protection in soils (Balesdent et al.,

2000). The incorporation of fresh crop residues in soils initiates WSA by stimulating microbial

activity (Angers and Chenu, 1998). Crop residue effects on WSA generally depend on the

decomposability of the residues (Abiven et al., 2009) and have been related to the microbial

decomposition activity induced by the residue input (De Gryze et al., 2005). Addition of easily

decomposable organic residues usually results in a rapid and strong but transient increase of

WSA whereas less decomposable residues show a more gradual but often moderate and

longer-lasting effect (Martin et al., 1955; Monnier, 1965; Abiven et al., 2009).

Soil mineral N availability has been shown to influence the decomposition of crop residues,

especially those of high-C/N ratio for which decomposition is N limited (Mary et al., 1996). As

a consequence, some authors have suggested that a sufficient content of soil mineral N is

usually needed to maximize the effects of high-C/N ratio crop residues addition on WSA

(Avnimelech and Cohen, 1989; Hadas et al., 1994). Therefore, recent studies evaluating the

effects of high-C/N crop residue on WSA were generally performed in non N-limited

conditions to ensure optimal decomposition (Guggenberger et al., 1999; Cosentino et al.,

2006; Abiven et al., 2007).

However, in contrast, other reports have shown that mineral N addition may in fact decrease

WSA following crop residue incorporation (Schwartz et al., 1958; Acton et al., 1963; Bossuyt

et al., 2001). Those laboratory incubation studies did not relate WSA dynamics to microbial

decomposition activity (Schwartz et al., 1958; Acton et al., 1963; Avnimelech and Cohen,

1989; Hadas et al., 1994) or drew their conclusions from a single sampling date (Bossuyt et

al., 2001). Some recent field studies have also illustrated these variable interactive effects of

crop residue quality with N fertilizer on WSA (Gentile et al., 2010; Fonte et al., 2009;

Chivenge et al., 2011b). It is interesting to note that when the positive effects of the residue

was reduced by N fertilization, an associated decrease in soil organic carbon (Chivenge et

al., 2011b) and aggregate carbon content (Fonte et al., 2009) was also observed, which

suggests a concomitant decrease in organic binding agents.

36

From these studies it appears that the interactive effect of mineral N availability and residue

quality on WSA dynamics during crop residue decomposition is not yet fully understood. .

The aim of this study was to determine the effect of soil mineral N availability on WSA during

high-C/N crop residue decomposition.

2 Materials and methods

We carried out an experiment over 56 days under controlled conditions in the laboratory

where we combined two biochemically different high-C/N ratio crop residues with three

mineral N addition rates to quantify changes over time in WSA in relation to mineral N

content and microbial respiration.

2.1 Soil and crop residues

The soil used in the experiment was sampled at the Champ Noël experimental site of INRA

(Institut National de la Recherche Agronomique), near Rennes, France (48°07 ′N, 1°43 ′W).

The soil was a Luvisol (FAO/ISRIC/ISSS, 1998) with 15.1% clay, 71.1% silt, and 13.8%

sand, a total C content of 9.7 g kg−1, a C/N ratio of 8.8, and a pH in water of 6.2. The

sampled plot had been under maize/wheat rotation with mineral fertilization since 1995. In

March 2009, the soil was sampled in the 0- to 15-cm layer using a shovel. The soil was

gently sieved at 5 mm, air-dried, and stored at 4°C . Coarse visible particles (roots and plant

debris) were removed by hand.

The two crop residues were wheat straw (Triticum aestivum L.) and miscanthus straw

(Miscanthus × giganteus). These residues were chosen for their high-C/N ratio and

differences in biochemical characteristics (Table 1). The residues were dried at 60°C and

ground to less than 1 mm.

Table 1: Initial biochemical characteristics of the crop residues.

Van Soest (% dry mass)

Crop residue C/N Lignin/N

soluble hemicellulose cellulose lignin

wheat straw 125.60 21.20 13.16 34.04 45.58 7.22

miscanthus straw 311.30 88.10 6.28 28.08 52.43 13.21

37

2.2 Incubation and experimental treatments

The soil water content was adjusted to 200 g kg−1 dry soil through the spraying of ultrafiltered

water and allowed to equilibrate for 3 d. The remoistened soil was then preincubated at 25°C

for 10 d to minimize variations in microbial activity due to changes in temperature and water

content conditions. Soil water content was readjusted to 217 g kg−1 dry soil (water content at

-50 KPa) through the addition of ultrafiltered water for the treatments without mineral N input

and through the addition of KNO3 solutions for the treatments with mineral N input. Initial soil

mineral N content was 24.2 mg N kg-1 dry soil. Three mineral N input rates were studied: 0

(N0), 60 (N1), and 120 (N2) mg N kg−1dry soil. Therefore, the initial average total soil mineral

N content corresponded to: N0 = 24.2 mg N kg-1 dry soil, N1 = 84.4 mg N kg-1 dry soil, N2 =

143.2 mg N kg-1 dry soil.

Crop residues were mixed with the preincubated and N-adjusted soil at a rate of 4 g C kg−1

dry soil. A control soil treatment without crop residue input and two crop residue treatments

were thus combined with three N treatments in a factorial design with three replicates. The

incubation was performed in hermetically closed 1-L jars. The contents of each jar were

mixed homogenously before incubation. The treatments were incubated at constant

temperature (25°C) for 56 d, and the soil water con tent was maintained at 217 g kg−1 dry soil

with regular weighing of the jars and addition of water when necessary.

2.3 Measurements

The effects of the treatments on soil respiration were determined by measuring CO2-C

evolution continuously over the course of the incubation. The evolved CO2 was trapped in

20 ml 0.1 M NaOH and back-titrated with 1 M HCl after the addition of 5 ml BaCl2 solution

(30%) to precipitate the Na2CO3. The traps were replaced periodically, after 2, 3, 5, 7, 10, 14,

21, 28, 35, 42, 49, and 56 d. Air was renewed through replacement of the traps in each jar on

each sampling date, thus maintaining aerobic conditions.

Changes in the mineral N content and WSA of soils over time were measured by destructive

sampling at 0, 2, 7, 14, 21, 35, and 56 d. Three jars for each treatment were removed for

analysis at each sampling date. The content of each jar was homogenized and divided into 2

subsamples for mineral N and WSA analyses. The entire 0-5 mm soil fraction was used for

both analyses. The mineral N subsample was stored at -20°C until analysis while the WSA

subsample was oven dried at 40°C for 24 h.

38

Soil inorganic N was extracted by 1M KCl (soil to KCl ratio = 1:2). The NH4+-N and NO3

--N

content of the KCl extraction were determined by continuous flow colorimetry (Alpken).

Measurement of WSA was adapted from Angers et al. (2008). A 5-g subsample (0-5 mm) of

the oven dried soil was capillary-rewetted for 1 h and transferred to the top of a nest of

sieves (2, 1, and 0.5 mm in diameter). The column was immersed in deionized water and

shaken vertically 20 times, with the column kept in the water. The fraction remaining on each

sieve was oven-dried at 40°C for 24 h and weighed. The mean weight diameter (MWD) was

calculated as follows:

MWD = ∑ wi * xi

where i corresponds to each fraction collected, wi is the dry weight of the fraction collected

relative to the total soil used, xi is the mean diameter of the fraction collected.

2.4 Data and statistical analysis

An analysis of variance (ANOVA) using the whole data set was first performed at each

sampling date to test the effects of crop residue addition and mineral N levels, and their

interactions, on the measured variables. As mineral N levels did not have any effect on the

WSA of control soils, data were expressed as the difference between the residue-treated and

control soils within each N treatment. This calculation for both C and N mineralization

assumes that mineralization of soil organic C and N is not significantly modified by the

addition of residue (no priming effect) or that the priming effect is of the same order of

magnitude for each of the different residues, and does not bias interpretation regarding the

decomposability of the crop residues. An ANOVA was performed on the measured variables

to test the specific effect of crop residue type and the interaction with N treatment (crop

residue-treated minus the non-amended control within each N treatment). Prior to analysis,

data were tested for homogeneity of variance using the Levene’s test and log-transformed

when required. When effects were significant (P≤0.05), means were compared with the LSD

test. Regression analysis was performed on respiration rates and MWD data (crop residue-

treated minus the non-amended control within each N treatment) to investigate the overall

effect of N addition.

39

3 Results

3.1 Carbon mineralization

Respiration rates of wheat and miscanthus treated soils displayed a peak after 3 days, and

then followed an exponential decay through to the end of the experiment (Fig. 1). Respiration

rates were significantly (P<0.01) higher in wheat straw treatments than in miscanthus at

day 2 and 3. Thereafter and until day 42, respiration rates in the N1 and N2 wheat straw

treatments were higher than in all miscanthus treatments. Between day 3 and 14, wheat

straw decomposition in the N1 and N2 treatments was significantly (P<0.01) higher than in

the wheat straw N0 treatment. Cumulative respiration differed significantly (P<0.01) between

treatments (Fig. 2). It decreased in the order: Wheat + N2 ≈ Wheat + N1 > Wheat + N0 ≈

Miscanthus + N1 > Miscanthus + N2 ≈ Miscanthus + N0. Nitrogen addition had a greater

effect on wheat straw decomposition than on miscanthus.

40

Figure 1: Respiration rates during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Treatments are Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (N0), 60 (N1), 120 (N2) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

Figure 2: Cumulative respiration during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Treatments are Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (N0), 60 (N1), 120 (N2) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means. Means at day 56 that significantly differ are followed by different letters (LSD test, P = 0.01).

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

0 10 20 30 40 50 60 Time (day)

Wh N0 Wh N1 Wh N2

Mc N0 Mc N1 Mc N2

a a b b

c c

Cum

ulat

ive

CO

2-C

(m

g.kg

-1dr

y so

il)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

0

50

100

150

200

250

300

350

0 10 20 30 40 50 60 Time (day)

CO

2-C

(m

g.kg

-1dr

y so

il.da

y-1)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

Wh N0 Wh N1 Wh N2

Mc N0 Mc N1 Mc N2

41

3.2 Soil mineral N dynamics

Net N immobilization (residue-treated minus control within each N treatment) following crop

residue incorporation occurred rapidly and lasted until the end of the 56-day experiment (Fig.

3). Net N immobilization in Wheat + N0 and Miscanthus + N0 treatments was similar during

the entire incubation. From day 7 to the end of the experiment, net N immobilization in both

N1 and N2 treatments was significantly (P<0.01) higher in wheat straw treatments than

miscanthus treatments (except at day 56 for the N1 treatment). Within each crop residue

treatment, net N immobilization following N1 and N2 addition rates were not significantly

(P>0.05) different (except at day 7 for the wheat straw treatment).

Figure 3: The effects of crop residue additions on soil mineral N content (residue-treated minus control within each N treatment) during the 56 day incubation. Treatments are Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (N0), 60 (N1), 120 (N2) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

3.3 Water-stable aggregation

The ANOVA (Table 2) clearly showed the differential and successive effects of crop residue

quality and mineral N rate on WSA. Crop residue type was the main factor influencing WSA

at days 2 and 7 whereas mineral N rate was the main factor thereafter and until the end of

the incubation. Between 0 and 7 d, WSA increased for all crop residue-amended soils (Fig.

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

0 10 20 30 40 50 60

Time (day)

Wh N0 Wh N1 Wh N2

Mc N0 Mc N1 Mc N2

N m

in (

mg.

kg-1

dry

soil)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

42

4), but the increase was greater for wheat straw than miscanthus. At day 2 and 7, WSA of

wheat straw treatments was significantly higher than miscanthus (Table 2). Mineral N rates

did not have any significant effect at this stage. Between day 7 and day 14, when considering

only N0 treatment, WSA of the wheat straw treatment remained high and relatively stable

whereas it increased in the miscanthus treatment (Fig. 4). This could explain the significant

interaction between residue type and mineral N rate at day 14 (Table 2). Between day 14

and 56, the average MWD of the WSA was 0.92, 0.55, and 0.44 mm for the 0, 60 and 120

mg N kg−1 dry soil addition rates, respectively. WSA of the N0 treatment remained

significantly higher than the N1 and N2 treatments over all this second phase of the

experiment (Table 2).

Table 2: Effects of residue type and mineral N addition rate on WSA (MWD) at each sampling date (residue-treated minus control within each N treatment). Values represent the mean of three replicates. For each sampling date and parameter, means that significantly differ are followed by different letters (LSD test). When differences are significant, P values from the analysis of variance (ANOVA) are indicated. ns = non-significant.

Day

Treatment 2 7 14 21 35 56

Residue type (RT)

wheat 0.18 b 0.77 b 0.66 b 0.42 0.79 0.65

miscanthus 0.03 a 0.43 a 0.51 a 0.50 0.89 0.70

N addition rate (N)

N0 0.14 0.67 0.78 b 0.75 b 1.19 b 0.98 b

N1 0.08 0.59 0.49 a 0.38 a 0.79 a 0.53 a

N2 0.10 0.53 0.49 a 0.24 a 0.54 a 0.50 a

ANOVA (P value)

RT <0.001 <0.01 <0.05 ns ns ns

N ns ns <0.001 <0.001 <0.01 <0.01

RT × N ns ns <0.01 ns ns ns

43

Figure 4: WSA expressed as the MWD during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Treatments are Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (N0), 60 (N1), 120 (N2) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

The overall effect of mineral N addition on soil respiration and WSA was investigated by

regression analysis (Fig. 5). Relationships were performed between mean values of

treatments under the N2 treatment compared to N0 treatment. Values falling on the Y = x line

indicated a similar response for N2 fertilized vs. N0 unfertilized treatments, whereas points

above or below this line indicated a stimulation or inhibition, respectively. From this analysis

it can be seen that overall N addition stimulated respiration rates but inhibited WSA.

-0,2

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

0 10 20 30 40 50 60

Time (day)

MW

D (

mm

)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

Wh N0 Wh N1 Wh N2

Mc N0 Mc N1 Mc N2

44

Figure 5: Effect of mineral N addition on (a) respiration rates (residue-treated minus control within each N treatment) and (b) WSA (MWD) (residue-treated minus control within each N treatment). Each point represents the mean of three replicates. Regression analysis (dashed lines) were significant at p = 0.05.

y = 1.26x R 2 = 0.36

0

20

40

60

80

100

120

0 20 40 60 80 100 120

Y = x a)

y = 0.51x

R 2 = 0.54

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4

Y = x b)

CO

2-C

(N

2) (

mg.

kg-1

dry

soil.

day-1

)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

CO2-C (N0) (mg.kg-1dry soil.day-1)

(residue-treated minus control within each N treatment)

MW

D (

N2)

(m

m)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

MWD (N0) (mm)

(residue-treated minus control within each N treatment)

45

4 Discussion

4.1 Successive effects of residue quality and mineral N

The effects of crop residue on soil WSA have long been shown to be related to their

decomposability (e.g. Browning and Milam, 1944; Martin et al., 1955; Martens, 2000; Abiven

et al., 2007; Helfrich et al., 2008). In line with these findings, the higher decomposability of

the wheat straw (Fig. 1) resulted in higher WSA (Fig. 4) than with miscanthus early in the

decomposition process. The higher initial decomposition of wheat straw was likely related to

both its higher soluble fraction and lower C/N ratio. The initial decomposition rate is strongly

related to the soluble fraction of crop residues (Trinsoutrot et al., 2000). Microorganisms

rapidly process the easily available C fraction during the initial phase of decomposition (Ladd

et al., 1996). The biomass and activity of the microorganisms increase and produce binding

agents that increase WSA (Golchin et al., 1998). However, in our case, crop residue

decomposability influenced WSA only in the first 7 d of decomposition. Thereafter, and until

the end of the experiment, initial N input rate became the main factor.

After 7 d, WSA was higher with lower mineral N addition rates. These results are consistent

with some earlier studies showing that WSA following wheat straw addition was higher when

no concomitant N fertilizer was added (Schwartz et al., 1958; Acton et al., 1963) but contrary

to Avnimelech and Cohen (1989) who found the opposite. In a three-year field experiment,

Fonte et al. (2009) observed that fertilizer N along with crop residue resulted in lower WSA in

comparison to residue inputs alone. At the end of our experiment, WSA with no mineral N

addition remained much higher than the other treatments with N addition (Table 2). These

results suggest that high-C/N crop residue effects on WSA persist in time when the soil

mineral N content is low.

4.2 Differential effect of mineral N depending on residue quality

Aggregate dynamics following organic matter input generally involve three phases: formation,

stabilization, and breakdown (Tisdall and Oades, 1982) and the succession of these phases

can vary and be influenced by mineral N content. For instance, Vandevivere et al. (1990)

observed that in a soil amended with wheat straw, maximum WSA was reached earlier with

increasing mineral N content. Our results also show that mineral N addition modified the

extent of these phases but in ways that depend on crop residue quality.

46

Wheat straw decomposition appeared to be N-limited (Fig. 1 and 2). Our results confirmed

that when mineral N content meets microbial N demands, extra N does not further stimulate

wheat straw decomposition (Recous et al., 1995). However, as seen previously, the early

higher wheat straw decomposition observed with N addition did not lead to higher WSA (Fig.

4); it is rather the intrinsic quality of the crop residues that determined the early effects on

WSA. After the first phase, WSA generally decreased in wheat treatments which had

received mineral N. Similar observation by Harris et al. (1963) were attributed to the

metabolism of aggregating agents by microorganisms and subsequent breakdown. The

additional decomposition in wheat treatments with mineral N addition could actually be partly

related to this metabolism of aggregating agents. The very large difference in WSA at the

end of the incubation suggests that, if initially assumed to be intermediate (Abiven et al.,

2009), the effect of wheat straw on soil aggregation could actually be strong and relatively

long lasting in situations with low soil mineral N content.

Mineral N addition also modified WSA dynamics following miscanthus residue incorporation

but in a way that differed from wheat straw (Fig. 4). The extent of respiration (Fig. 1 and 2)

and mineral N immobilization (Fig. 3) following N addition were lower in miscanthus-treated

soils, with the highest decomposition observed with the intermediate level of N addition,

which suggests that N availability is not the most limiting factor in miscanthus decomposition.

However, as we did not measure gaseous emission of N during the incubation, it is possible

that we have overestimated N immobilization owing to N2 or N2O emission or NH3

volatilization. Nevertheless, we believe this is likely to be a very small effect (< 1 mg kg−1 dry

soil) compared to immobilization fluxes, as demonstrated in previous studies (Gentile et al.,

2008). Despite its high C/N ratio, miscanthus decomposition was little affected by mineral N

addition which illustrates the non-linearity of the effect of N addition on litter decomposition

(Sall et al., 2003; Knorr et al., 2005). Miscanthus residues have a twice higher lignin content

than wheat straw. We hypothesize that high mineral N addition could have repressed

oxidative enzymes synthesis (Fog, 1988; Sinsabaugh, 2010) or increased formation of

recalcitrant compounds (Fog, 1988) or decreased growth rate of microbial decomposers

(Agren et al., 2001). Mineral N addition did not directly modify WSA by altering miscanthus

residue decomposition rate. It appears that mineral N addition simply prevented the large

increase in WSA observed in the absence of mineral N addition. One hypothesis could be

that mineral N addition decreased the involvement of binding agents such as fungi in

forming/stabilizing soil aggregates.

47

Overall, our results showed that mineral N addition, which did result in higher crop residue

decomposition, did not lead to higher WSA (Fig. 5). Therefore it appears that WSA dynamics

during crop residue decomposition is not simply positively related to the microbial

decomposition activity induced as generally assumed (for review, Abiven et al., 2009).

Changes in microbial community composition are known to occur during crop residue

decomposition (Bastian et al. 2009) with possible differential effect on WSA (Harris et al.,

1966). Fungi have a well known role in forming and stabilizing soil aggregates in the

presence of high-C/N crop residues (Bossuyt et al., 2001; Denef et al., 2001). We

hypothesize that the composition of the developing microbial communities may have a

functional role that is of greater importance than gross decomposition activity which involves

both the production and the degradation of binding agents by microorganisms. Further

microbial analyses will make it possible to gain insight into this hypothesis. Overall, we

conclude that the impact of high-C/N crop residues inputs on WSA, initially assumed to be

low, could actually be strong and long-lasting in situations with low soil mineral N content.

Acknowledgements

We are grateful to Armelle Racapé, Laurence Carteaux, Sylvain Busnot and Yannick Fauvel

for their help during the experiment. We are grateful to Virginie Parnaudeau and Nicolas

Bottinelli for their advice on the manuscript. We are grateful to the “College Doctoral

International de l’Université Européenne de Bretagne” for their financial support during the

project.

49

Chapitre 2 – Rôle de la communauté microbienne

Ce chapitre correspond à un article à soumettre à Microbial Ecology.

50

Résumé

La dynamique de la formation d’agrégats stables pendant la décomposition de résidus de

culture est contrôlée par l’activité microbienne, qui est elle-même influencée par la qualité du

résidu et la disponibilité en azote minéral. Cependant, le rôle spécifique des communautés

microbiennes dans la formation d’agrégats stables à différents stades de la décomposition

des résidus est encore méconnu. L’objectif de cette étude était d’évaluer le rôle des

communautés microbiennes dans la formation d’agrégats stables au cours de la

décomposition de résidus de culture et sous l’influence de la disponibilité en azote minéral.

Nous avons étudié, en conditions contrôlées, la décomposition de deux résidus de culture à

C/N élevé (miscanthus, C/N = 311.3 ; blé, C/N = 125.6) apportés à la dose de 4 g C kg-1 sol

sec avec ou sans apport d’azote minéral (120 mg kg-1 sol sec). Des caractéristiques

microbiennes ont été mesurées à 0, 7 et 35 jours après le début de l’expérimentation et elles

ont été mises en relation avec de précédents résultats sur la stabilité des agrégats.

L’augmentation initiale de la stabilité des agrégats était reliée à l’augmentation de la

biomasse microbienne totale induite par l’apport des résidus, avec des niveaux plus élevés

dans les traitements blé que dans les traitements miscanthus. La dynamique de la stabilité

des agrégats au stade intermédiaire de la décomposition (entre 7 et 35 jours) était associée

à la dynamique des polysaccharides extraits à chaud et elles étaient toutes deux influencées

par l’azote minéral. L’apport d’azote minéral induisait une baisse ou stagnation de la stabilité

des agrégats alors qu’elle augmentait dans les traitements sans apport d’azote minéral. Nos

résultats suggèrent que l’apport d’azote stimulait des populations bactériennes opportunistes

qui ont consommé les agents liants que sont les polysaccharides et ainsi provoqué la baisse

ou la stagnation du niveau de stabilité des agrégats. Au contraire, la production microbienne

de polysaccharides était élevée dans les traitements sans apport d’azote minéral et

conduisait dans le stade avancé de la décomposition à atteindre des niveaux élevés de

stabilité des agrégats dans ces traitements. La communauté fongique évoluait au cours de la

décomposition des résidus et elle était également influencée par l’azote dans le dernier

stade de décomposition de notre expérimentation. Nous suggérons que la dynamique de la

stabilité des agrégats dans les stades avancés de la décomposition est associée à des

processus « fins » où la structure de la communauté microbienne joue un rôle plus important

que dans les premiers stades de la décomposition. Les microorganismes ont un double rôle

dans le processus de formation d’agrégats stables, étant, selon la disponibilité en azote

minéral, producteurs ou décomposeurs des agents liants.

51

Linking microbial community to soil water-stable aggregation during crop

residue decomposition as affected by mineral N

C. Le Guilloua,b,c, D.A. Angersd, P.A. Marone, P. Letermea,b,c, S. Menasseri-Aubrya,b,c

aINRA, UMR 1069 Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, F-35000 Rennes, France

bAgrocampus Ouest, UMR 1069 Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, F-35000 Rennes,

France

cUniversité européenne de Bretagne, France

dAgriculture et Agroalimentaire Canada, Centre de Recherche sur les Sols et les Grandes

Cultures, 2560 Boulevard Hochelaga, Québec, Québec, G1V 2J3, Canada

eINRA, UMR 1229 Microbiologie du Sol et de l’Environnement, F-21065 Dijon, France

Corresponding author: Safya.Menasseri@agrocampus-ouest.fr

Telephone: 00 33 2 23 48 54 73

Fax: 00 33 2 23 48 54 80

Address: INRA – UMR Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, 65 Route de Saint-Brieuc,

CS 84215-35042 Rennes Cedex, France

52

Abstract

The dynamics of soil water-stable aggregation (WSA) during crop residue decomposition is

controlled by microbial activity, which in turn is influenced by residue quality and mineral N

availability. However, the specific role of microbial communities in controlling WSA

associated with different stages of decomposition remains largely unknown. This study

aimed at evaluating the role of microbial communities in controlling WSA during crop residue

decomposition as affected by mineral N. In a 35-day incubation experiment, we studied the

decomposition of two high C/N crop residues (miscanthus, C/N = 311.3; and wheat, C/N =

125.6) applied at 4g C kg-1 dry soil with or without mineral N addition (120 mg N kg-1 dry soil).

Microbial characteristics were measured at day 0, 7 and 35 of the experiment, and related to

previous results of WSA. Early changes in WSA (at 7 days) were related to changes in the

total microbial biomass (MBC) induced by the organic amendment with wheat residues

showing higher values in MBC and WSA than miscanthus. In the intermediate stage of

decomposition (from day 7 to 35), the dynamics of WSA was more associated with the

dynamics of how-water extractable carbohydrates and greatly influenced by mineral N

addition. Mineral N addition resulted in a decrease or leveling off of WSA whereas it

increased in the absence of mineral N. We suggest that opportunistic bacterial populations

stimulated by N addition may have consumed binding agents which decreased WSA or

prevented its increase. To the contrary, microbial polysaccharide production was high when

no mineral N was added which led to the higher WSA in the late stage of decomposition in

this treatment. The late stage of decomposition was associated with a particular fungal

community also influenced by the mineral N treatment. We suggest that WSA dynamics in

the late stage of decomposition can be considered as a « narrow process » where the

specific structure of the microbial community plays a greater role than during the initial

stages. Microorganisms play a dual role in controlling WSA dynamics by being both

producers as well as degraders of aggregate binding agents, depending largely on the

availability of mineral N.

Keywords: Bacteria; Fungi; organic matter quality; N; Decomposition; Aggregate stability

53

1 Introduction

Water-stable aggregation (WSA) is an important soil quality characteristic as it is a

determinant factor of soil susceptibility to erosion (Le Bissonnais, 1996), soil ability to sustain

crop germination (Angers and Caron, 1998) and is a mechanism of organic matter protection

in soils (Balesdent et al., 2000). Among factors affecting WSA, soil organic matter is a major

one (Tisdall and Oades, 1982) that can be managed through agricultural practices. Returning

crop residues to soil is a critical agricultural practice to maintain WSA (Lal, 2009).

The effects of organic inputs on WSA are generally related to their decomposability (for

review, Abiven et al., 2009). Easily decomposable green residues have intense but transient

effects on WSA while less decomposable residues have smaller but longer lasting effects on

WSA. In cropping systems, the effects of crop residue incorporation on WSA may interact

with other practices such as tillage and N fertilization. How soil mineral N modulates the

effects of organic inputs on WSA remains unclear as negative (Acton et al., 1963; Bossuyt et

al., 2001; Sarkar et al., 2003; Bipfubusa et al., 2005; Fonte et al., 2009; Chivenge et al.,

2011b), positive (Avnimelech and Cohen, 1989; Hadas et al., 1994; Chivenge et al., 2011b)

and null (Bipfubusa et al., 2008; Benbi and Senapati, 2010; Gentile et al., 2010; Chivenge et

al., 2011b) effects have been observed in the field and in laboratory conditions.

The role of microbial activity in WSA dynamics during organic residue decomposition has

long been demonstrated (Martin and Waksman, 1940; Lynch and Bragg, 1985; Angers and

Chenu, 1998). Crop residues, as a C source, are the substrate for the microbial activity which

generates binding agents. Within the first few weeks, WSA is achieved by transient binding

agents mostly involving polysaccharides produced by microorganisms (Tisdall and Oades,

1982). Fungi have often been shown to have a dominant role in WSA (Metzger et al., 1987;

Roldan et al., 1994; Hu et al., 1995; Beare et al., 1997; Bossuyt et al., 2001; Denef et al.,

2001; Cosentino et al., 2006; Annabi et al., 2007; Helfrich et al., 2008) but bacteria can also

play a significant role (Lynch and Bragg, 1985). Most of these studies evaluated the microbial

role through biomass measurements. However, some specific species within the fungal and

bacterial groups have been shown to be more effective than others in determining WSA

(Harris et al., 1966). This may explain why the relationship between WSA dynamics and

microbial agents is still unclear (Abiven et al., 2009). Moreover, significant interactions

between fungi and bacteria occur during organic matter decomposition (de Boer et al., 2005),

54

the importance of which for WSA is not well understood to date because of a lack of studies

considering both microbial components.

In a previous laboratory incubation experiment looking at crop residue decomposition and

WSA dynamics, we showed that early changes in WSA were positively influenced by residue

decomposability whereas at the later stages, WSA was negatively influenced by soil mineral

N rate (Le Guillou et al., in press). The dynamics of WSA in such incubation experiments are

largely mediated by microbial activity, but yet little is known about changes within the

microbial community associated with the different stages of WSA dynamics. On the other

hand, crop residue quality, mineral N availability, and stage of decomposition have all been

shown to influence the activity, composition and structure of microbial communities

(Henriksen and Breland, 1999; de Boer et al., 2005; McMahon et al., 2005; Meidute et al.,

2008; Poll et al., 2008; Bastian et al., 2009; Baumann et al., 2009; Pascault et al., 2010;

Marschner et al. 2011), but the relationships with WSA dynamics has not yet been

established.

In this study, we aimed at exploring the microbial communities that controlled WSA dynamics

in the study of Le Guillou et al. (in press). Therefore, we examined over time for selected

sampling dates (1) how crop residue quality interacting with soil mineral N influenced

bacterial and fungal communities (biomass, genetic structure, polysaccharides production)

and (2) how such changes in microbial community could be related to the WSA dynamics.

2 Materials and methods

2.1 Soil and crop residues

The soil used in the experiment was sampled at the Champ Noël experimental site of INRA

(Institut National de la Recherche Agronomique), near Rennes, France (48°07 ′N, 1°43 ′W).

The soil was a Luvisol (FAO/ISRIC/ISSS, 1998) with 15.1% clay, 71.1% silt, and 13.8%

sand, a total C content of 9.7 g kg−1, a C/N ratio of 8.8, and a pH in water of 6.2. The

sampled plot had been under maize/wheat rotation with mineral fertilization since 1995. In

March 2009, the soil was sampled in the 0- to 15-cm layer using a shovel. The soil was

gently sieved at 5 mm, air-dried, and stored at 4°C . Coarse visible particles (roots and plant

debris) were removed by hand.

55

The two crop residues were wheat straw (Triticum aestivum L.) and miscanthus straw

(Miscanthus × giganteus). These residues were chosen for their high-C/N ratio and

differences in biochemical characteristics (Table 1). The residues were dried at 60°C and

ground to less than 1 mm.

Table 1: Biochemical characteristics of the crop residues.

Van Soest (% dry mass)

Crop residue C/N Lignin/N

soluble hemicellulose cellulose lignin

wheat straw 125.6 21.2 13.2 34.0 45.6 7.2

miscanthus straw 311.3 88.1 6.3 28.1 52.4 13.2

2.2 Incubation and experimental treatments

The soil water content was adjusted to 200 g kg−1 dry soil through the spraying of ultrafiltered

water and allowed to equilibrate for 3 d. The remoistened soil was then preincubated at 25°C

for 10 d to minimize variations in microbial activity due to changes in temperature and water

content conditions. Soil water content was readjusted to 217 g kg−1 dry soil through the

addition of ultrafiltered water for the treatments without mineral N input and through the

addition of a KNO3 solution for the treatment with mineral N input. Initial soil mineral N

content was 24.2 mg N kg-1 dry soil. Two mineral N input rates were studied: 0 (-N) and

120 (+ N) mg N kg−1dry soil. Therefore, the initial average total soil mineral N content

corresponded to: -N = 24.2 mg N kg-1 dry soil, + N = 143.2 mg N kg-1 dry soil.

Crop residues were mixed with the preincubated and N-adjusted soil at a rate of 4 g C kg−1

dry soil. A control soil treatment without crop residue input and two crop residue treatments

were thus combined with two N treatments in a factorial design with three replicates. The

incubation was performed in hermetically closed 1-L jars. The contents of each jar were

mixed homogenously before incubation. The treatments were incubated at constant

temperature (25°C) for 56 d, and the soil water con tent was maintained at 217 g kg−1 dry soil

with regular weighing of the jars and addition of water when necessary.

2.3 Measurements

Destructive sampling was realized at 0, 7 and 35 d. Three jars for each treatment were

removed for analysis at each sampling date. The content of each jar was homogenized and

divided into subsamples for analyses. The entire 0-5 mm soil fraction was used for analyses.

Subsamples for microbial genetic structure analyses were stored at -20°C until analysis.

56

Subsamples for hot-water polysaccharides and WSA analyses were oven dried at 40°C for

24 h. Extraction for total microbial C analysis was realized at the sampling date and stored at

-20°C until analysis.

The WSA was obtained from Le Guillou et al. (in press) and the method adapted from

Angers et al. (2008). Briefly, a 5-g subsample (0-5 mm) of the oven dried soil was capillary-

rewetted for 1 h and transferred to the top of a nest of sieves (2, 1, and 0.5 mm in diameter).

The column was immersed in deionized water and shaken vertically 20 times, with the

column kept in the water. The fraction remaining on each sieve was oven-dried at 40°C for

24 h and weighed. The mean weight diameter (MWD) was calculated as follows:

MWD = ∑ wi * xi

Where i corresponds to each fraction collected, wi is the dry weight of the fraction collected

relative to the total soil used, xi is the mean diameter of the fraction collected.

Microbial biomass C (MBC) was estimated by the fumigation-extraction method (Vance et al.,

1987). A 0.025 mol.L-1 solution of K2SO4 (100 ml) was used to extract labile organic C from

the fumigated and non-fumigated fresh soil samples (24 g fresh soil). Microbial C was

estimated as the organic C extracted in the fumigated samples minus the organic C

extracted in the non-fumigated samples (OI-analytical 1010).

Ergosterol, a fungal biomarker, was determined according to the method of Djajakirana et al.

(1996) and Gong et al. (2001). Extraction from 3.5g soil sample was realized with 120 mL

ethanol and 4 g of glass beads by shaking for 30 min on a rotative agitator. The extracts

were filtered through glass fiber filters (Whatman GF/C, UK) and evaporated under vacuum

on a rotary evaporator at 40°C. The residues were d issolved in 10 mL ethanol. Determination

of ergosterol content was performed by HPLC.

Hot-water extractable carbohydrates (HWEC) content was determined according to the

method of Puget et al. (1999). The samples (1-g dried and ground soil sample) were

extracted using 20 ml demineralized water at 80°C f or 24 hours. The supernatant was

collected after centrifugation (20 000 g) and the polysaccharide content measured by a

colorimetric method at 490 nm according to the phenol-H2SO4 method (Dubois et al., 1956).

Microbial DNA was extracted according to the method described by Ranjard et al. (2003).

The genetic structure of the microbial communities was determined by using the DNA

fingerprinting technique, the automated ribosomal intergenic spacer analysis (ARISA). The

57

bacterial and fungal ribosomal IGS were, respectively, amplified with two primers sets: S-D-

Bact-1522-b-S-20/L-D-Bact-132-a-A-18 and ITS1F/3126T, PCR conditions being described

by Ranjard et al. (2003). A fluorescent-labelled primer was used for the LiCor® DNA

sequencer (ScienceTec, Les Ulis, France) in B-ARISA and F-ARISA, namely the IRD800 dye

fluorochrome (MWG SA Biotech, Ebersberg, Germany). ARISA fragments were resolved on

3.7% polyacrylamide gels and run under denaturing conditions for 15 h at 3000 V/60W on a

LiCor® DNA sequencer (ScienceTec). The data were analysed using the 1D-Scan software

(ScienceTec). This software converted fluorescence data into electrophoregrams where

peaks represented PCR fragments. The height of the peaks was calculated in conjunction

with the median filter option and the Gaussian integration in 1D-Scan, and represented the

relative proportion of the fragments in the total products.

2.4 Statistical analysis

As mineral N levels did not have any effect on the WSA of control soils (Le Guillou et al., in

press), data were expressed as the difference between the residue-treated and control soils

within each N treatment. The effect of residue type and N treatment on microbial variables

was tested by analysis of variance (ANOVA) and differences between means were tested

with the LSD test. Prior to analysis, data were tested for homogeneity of variance using the

Levene’s test and log-transformed when required.

ARISA data obtained from the 1D-Scan software were converted into a table summarizing

the band presence (i.e., peak) and intensity (i.e. height or area of peak) using the PrepRISA

program (Ranjard et al., 2003). This software enabled us to choose the number of peaks (i.e.

all detected populations vs. the most dominant populations), the profile resolution (between 1

bp and 10 bp), and the method of evaluating peak intensity (area). We used 100 peaks, a 2

bp-resolution and the Gaussian peak area for a robust analysis of bacterial and fungal

communities (Ranjard et al., 2003). Complex ARISA profiles were analysed through a

principal component analysis (PCA) on a covariance matrix. PCA was performed using the

ADE-4 software (Thioulouse et al., 1997).

Pearson’s correlation analysis was used to explore statistical relationships between microbial

variables and WSA at day 7 and 35. For the correlation analysis, complex ARISA profiles

were analysed by calculating the Euclidian distance (Eudist) (Ranjard et al., 2000, 2008;

Bressan et al., 2008) between treated and control soils for each incubation time. This genetic

distance, which can be interpreted as the magnitude of genetic structure modifications

58

induced by treatments, was evaluated by calculating the Euclidian distance (Eudist) between

treated and control soils divided by the average Euclidian distances of intra-control soils and

intra-treated soils, as follows. Magnitude of modifications, example of calculation for each

incubation date = Average of inter-Eudist (treated soils/control soils)/((Average of intra-Eudist

treated soils) + (Average of intra-Eudist control soils))/2.

3 Results

3.1 Microbial biomass

Figure 1: Microbial C during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (-N) and 120 (+N) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

Microbial biomass C rapidly increased following the addition of wheat and miscanthus

residues (Fig. 1) whatever the N treatment considered. Stimulation of the microbial biomass

occurred mainly during the first 7 days of incubation and was significantly higher in the wheat

than the miscanthus treatment (P<0.01). Microbial biomass C remained high and stable

between days 7 and 35, except in the Wh +N treatment where it decreased. At day 35,

microbial biomass decreased in the order: Wh –N > Wh +N > Mc +N = Mc –N (P<0.01).

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Time (day)

Mic

robi

al C

(m

g.kg

-1 d

ry s

oil)

(res

idue

-tre

ated

m

inus

con

trol

with

in e

ach

N tr

eatm

ent)

Wh -N Mc -N Wh +N Mc +N

59

3.2 Ergosterol

Figure 2: Ergosterol during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (-N) and 120 (+N) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

Ergosterol content increased following crop residues addition, being significantly higher in the

Wh +N treatment than the other treatments at day 7 (Fig. 2). Ergosterol content greatly

increased between day 7 and 35 (except in the Wh +N treatment where it decreased). As the

microbial biomass C remained stable between day 7 and 35, the contribution of the fungal

biomass to the total microbial biomass increased between day 7 and 35 in every treatments

(except in the Wh +N treatment). At day 35, ergosterol content decreased in the order:

Mc +N ≈ Mc -N ≈ Wh -N > Wh +N (P<0.01).

3.3 Hot-water extractable carbohydrates

Soil HWEC content increased significantly in the first 7 days of incubation in all treatments

(Fig. 3). An early significant effect of N addition was only observed in the Wheat treatment,

with significantly more polysaccharide recovered in the Wh+N treatment compared to the Wh

–N (P<0.05) at day 7. Between day 7 and 35, soil polysaccharide content increased in the -N

treatments whereas it decreased or leveled off in the +N treatments. At the end of the

incubation (day 35), a strong effect of N addition was observed, with significantly lower

polysaccharide content recorded in the N treatments (P<0.01). At day 35, hot-water

polysaccharide content decreased in the order: Wh –N = Mc –N > Mc +N > Wh +N.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Time (day)

Wh -N Mc -N Wh +N Mc +N

ergo

ster

ol (

mg.

kg-1

dry

soil)

(re

sidu

e-tr

eate

d

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

60

Figure 3: Hot-water polysaccharides during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (-N) and 120 (+N) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means.

3.4 Water-stable aggregation

As reported by Le Guillou et al. (in press), early water-stable aggregation (day 7) was

controlled by crop residue quality with a significantly higher level for wheat straw than

miscanthus (P<0.01) (Fig. 4). Late water-stable aggregation (day 35) was controlled by the

soil mineral N availability with a significantly higher aggregate MWD in the –N treatments

than the +N treatments (P<0.01).

-0.4

-0.2

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Time (day)

hot-

wat

er p

olys

acch

arid

e (m

g.kg

-1 d

ry s

oil)

(res

idue

-tre

ated

min

us c

ontr

ol w

ithin

eac

h N

trea

tmen

t)

Wh -N Mc -N Wh +N Mc +N

61

Figure 4: WSA expressed as the MWD during the incubation (residue-treated minus control within each N treatment). Wheat (Wh) and Miscanthus (Mc) residues combined with 0 (-N) and 120 (+N) mg N kg−1 dry soil addition rates. Error bars represent the standard error of the means. Adapted from Le Guillou et al. (in press).

3.5 Bacterial and fungal genetic structure

Principal Component Analysis (PCA) of the B-ARISA profiles showed that N addition induced

a significant modification of bacterial communities in both wheat and miscanthus residue

treatments since Wh +N and Mc +N treatments at day 7 were discriminated from the other

treatments and dates on the first axis of the factorial map (Figs 5a and 5b). However, this

modification was resilient since all the treatments were grouped together on the factorial map

at day 35. Comparison of wheat and miscanthus treatments at day 7 (fig. 6a) and at day 35

(fig. 6b) showed evidence that N input was of critical importance in shaping the structure of

the bacterial communities after crop residue incorporation since Mc +N and Wh +N

treatments were significantly discriminated from the other treatments on the first axis of the

factorial map whatever the date considered.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Time (day)

MW

D (

mm

) (r

esid

ue-t

reat

ed m

inus

co

ntro

l with

in e

ach

N tr

eatm

ent)

Wh -N Mc -N Wh +N Mc +N

62

Figure 5: Principal component plots (PC1 and PC2) generated from B-ARISA profiles obtained from the (a) wheat and (b) miscanthus treatments from each sampling date. Ellipses represent 90% confidence limits.

Figure 6: Principal component plots (PC1 and PC2) generated from B-ARISA profiles at (a) day 7 and (b) day 35. Ellipses represent 90% confidence limits.

Considering the fungal communities, a significant modification of the structure of the

community following wheat residue incorporation was only observed at day 35 when mineral

N was not added (fig. 7a). In the miscanthus treatment, a progressive modification of the

structure of the fungal community was observed with the different sampling dates being

distributed on the first axis of the factorial map (Fig. 7b). An N effect on the fungal community

of the miscanthus treatment was only observed at day 35 and was more evident on the PC1

Mc -N Mc +N

Wh -N

Wh +N C -N

C +N

PC1 46%

PC2 14%

Mc -N

Mc +N

Wh -N

Wh +N

C -N

C +N

PC1 26%

PC2 16% a b

Wh -N D0

Wh -N D35

Wh -N D7

Wh +N D0

Wh +N D35 Wh +N D7

PC1 49%

PC2 12%

Mc -N D0

Mc -N D35

Mc -N D7

Mc +N D0

Mc +N D35 Mc +N D7

PC1 44%

a b PC2 14%

63

and PC3 principal component plots (Fig. 8), the total variance explained by PC2 and PC3

being equivalent.

Figure 7: Principal component plots (PC1 and PC2) generated from F-ARISA profiles obtained from the (a) wheat and (b) miscanthus treatments from each sampling date. Ellipses represent 90% confidence limits.

Figure 8: Principal component plots (PC1 and PC3) generated from F-ARISA profiles obtained from the miscanthus treatments from each sampling date. Ellipses represent 90% confidence limits.

Wh -N D0

Wh -N D35

Wh -N D7 Wh +N D0

Wh +N D35

Wh +N D7PC1 38%

PC2 16%

Mc -N D0 Mc -N D35

Mc -N D7

Mc +N D0

Mc +N D35

Mc +N D7

PC2 13.1% a b

PC1 29%

Mc -N D0 Mc -N D35

Mc -N D7

Mc +N D0

Mc +N D35

Mc +N D7

PC1 29%

PC3 12.9%

64

Figure 9: Principal component plots (PC1 and PC2) generated from F-ARISA profiles at (a) day 7 and (b) day 35. Ellipses represent 90% confidence limits.

Comparison of treatments at day 7 (Fig. 9a) and 35 (Fig. 9b) showed a consistent effect of

residue incorporation on the first axis and of residue quality on the second axis. As observed

for wheat treatment, an N effect occurred at day 35 of incubation with Wh –N treatment being

discriminated on the first axis (Fig. 9b).

4 Discussion

In a previous study (Le Guillou et al., in press) we have shown that residue quality and N

availability had differential and successive effects on WSA dynamics during residue

decomposition (Fig. 3). The increase in WSA between 0 and 7 days of incubation was

related to residue quality (Wh > Mc) whereas between 7 and 35 days, WSA aggregation was

negatively related to the availability of mineral N (-N > +N). It was also clear that the

formation of WSA was not simply related to the intensity of residue mineralization (as

expressed by soil respiration measurement) as the latter was stimulated by mineral N input

but not WSA.

In the present study, the level of MBC at day 7 was significantly correlated with WSA (Table

2). It is in accordance with the great role of the microbial biomass in WSA already observed

in some studies (Drury et al., 1991; Sparling et al., 1992; Edgerton et al., 1995). However,

contrary to some studies on the microbial contribution to WSA following high-C/N crop

residue addition (e.g. Bossuyt et al., 2001; Denef et al., 2001), WSA was not related to the

Mc -N Mc +N

Wh -N

Wh +N

C -N

C +N

PC1 25%

PC2 18%

Mc -N

Mc +N

Wh -N

Wh +N

C -N

C +N

PC1 37%

PC2 21% a b

65

specific fungal biomass. However, in these studies, the great role of fungi was established

through biocide experiments which may overlook the importance of the interactions between

fungi and bacteria. The main factor limiting microbial growth is the availability of labile C

(Reinertsen et al., 1984 ; Bremer and van Kessel, 1992). In our study, wheat straw contained

twice as much Van Soest-soluble C than the miscanthus residue which likely explains the

greater MBC content in the wheat residue amended soil. In the early stages of crop residue

decomposition, the easily decomposable compounds can be metabolized by a large fraction

of the total microbial community (McGuire and Treseder, 2010; Paterson et al., in press) and

thus contribute to the formation of WSA. The early increase in WSA is therefore linked to an

overall and undifferentiated increase in the overall MBC and, as proposed by Abiven et al.

(2008), could be related to the easily degradable soluble fraction of the residue (Fig. 8, stage

1).

Table 2: Correlation analysis (r) between MWD and measured microbial variables at day 7 and 35. For the calculation, bacterial and fungal genetic structure were expressed as the Euclidian distance between treated and control soils for each incubation time (ns = non significant, ‘P<0.1, * P<0.05, ** P<0.01).

C-CO2 rate Microbial C Ergosterol Hot-water

polysaccharide Bacterial genetic

structure

Fungal genetic

structure

Day 7 ns 0,76 ** ns ns ns ns

Day 35 ns ns ns 0,67 * - 0,79 ** 0,53 '

Between 7 and 35 days, the dynamics of WSA was associated with changes in HWEC such

that at 35 days the two parameters were significantly correlated (Table 2). In the treatments

with N, the decrease in WSA under wheat from day 7 to 35 to a similar level as that of

miscanthus, - which remained stable during that period - could be related to similar dynamics

of HWEC. In parallel, the addition of mineral N resulted in the stimulation of specific bacterial

populations particularly at day 7. Bacteria are generally considered as the main

decomposers of labile C compounds (de Boer et al., 2005; Poll et al., 2008) and are also

stimulated by N addition (Meidute et al., 2008). This suggests that the early stimulation of

residue mineralization by mineral N addition is associated to the stimulation of an

opportunistic bacterial community developing rapidly on labile compounds. We suggest that

the decrease of WSA between 7 and 35 days in the treatments with added N is related to the

stimulation of these opportunistic bacterial populations (Table 2) and their catabolic activity

on labile organic compounds such as polysaccharides (Fig. 8, stage 2 in the N bioavailable

66

situation) which are easily decomposable aggregate binding agents (Tisdall and Oades,

1982). The addition of mineral N is therefore a disturbance factor in the «residue-

microorganisms-aggregation» system through its effects on polysaccharide production or

consumption.

To the contrary, in the treatments without added mineral N, the clear increase in HWEC

between days 7 and 35 is consistent with the prediction that microorganisms produce

polysaccharides when their respiratory activity is limited by lack of N (Knapp et al., 1983;

Hadas et al., 1998). This may explain the greater increase of WSA observed with decreasing

content of the wheat straw-N (Elliott and Lynch, 1984). This also confirms that

polysaccharides are important factors in WSA (Haynes and Swift, 1990) and that

polysaccharides production can be managed through the nutritional management of

microorganisms as suggested by Roberson et al. (1995). The increase in time of the

contribution of the fungal biomass to the overall microbial biomass and the succession of

fungal populations observed over time in our incubation illustrates the development of

specific fungal communities specialized in the decomposition of more complex organic

compounds such as found in the latter stages of residue decomposition (McMahon et al.,

2005; McGuire and Treseder, 2010). A smaller number of more specialized microorganisms

are able to decompose more complex compounds, and it is generally the fungi which have

the enzymatic material capable of decomposing such compounds (Swift et al., 1979). The

influence of mineral N on fungal populations at the late stage of decomposition suggests that

specific fungi populations are involved in the synthesis of polysaccharides (Fig. 8, stage 2 of

the N limiting situation). This phase in the WSA dynamics can be considered as a « narrow

process » where the specific structure of the microbial community plays a greater role than

during the initial stages of decomposition (Table 2) (because of a decrease of the functional

redundancy when dealing with “specialized” metabolic pathways involved in the

decomposition of complex C-substrates). Martin and Anderson (1943) suggested that fungal

species appearing lately during organic matter decomposition could be the most effective at

soil aggregation. Caesar-TonThat and Cochran (2000) and Caesar-TonThat (2002) have

demonstrated the great ability of a saprophytic lignin-decomposing basidiomycete fungus in

forming stable aggregates through the production of extracellular binding agents. In

accordance, considering the small effect of miscanthus residues on the overall microbial

biomass - which can be explained by its recalcitrant biochemical composition - the fungal

populations found at day 35 in the absence of N are likely very efficient at forming WSA to

compensate for the low level of microbial biomass induced.

67

Figure 8: Influence of high-C/N crop residues (wheat = Wh and miscanthus = Mc) and mineral N availability on soil water-stable aggregation by microorganisms. WSA dynamics (expressed as the MWD) is described through two temporal stages where (1) it is first related to the soluble fraction of the residue and (2) then to the N-mediated production or consumption of polysaccharides by fungi and bacteria, respectively.

68

In summary, early changes in WSA induced by crop residue incorporation may be more

related to residue quality than mineral N addition, and involve the total microbial biomass

more than a “specialized” one. In the intermediate stage of decomposition, mineral N addition

resulted in a decrease of WSA whereas it increased in the absence of mineral N. We

suggest that an opportunistic bacterial community stimulated by N addition may consume

binding agents which decreased WSA or prevented its increase. To the contrary, microbial

polysaccharide production is high when no mineral N is added which led to the higher WSA

in the late stage of decomposition. The late stage of decomposition was associated with a

particular fungal community which was also influenced by the mineral N treatment. We

suggest that WSA dynamics in the late stage of decomposition can be considered as a

« narrow process » where the specific structure of the microbial community plays a greater

role than during the initial stages. Microorganisms play a dual role in controlling WSA

dynamics by being both producers as well as degraders of aggregate binding agents,

depending largely on the availability of mineral N.

Acknowledgements

We are grateful to Mélanie Lelièvre, Samuel Dequiedt, Armelle Racapé, Laurence Carteaux,

Sylvain Busnot and Yannick Fauvel for their help during the experiment. We are grateful to

the “College Doctoral International de l’Université Européenne de Bretagne” for their financial

support during the project.

69

Chapitre 3 – Effets de l’incorporation des résidus de culture en conditions hivernales

Ce chapitre correspond à un article accepté avec révisions mineures dans la revue Soil Use

and Management.

70

Résumé

Des pratiques culturales qui contribuent à maintenir ou augmenter la stabilité structurale du

sol en hiver, où le risque d’érosion hydrique est élevé et où la couverture du sol est

généralement réduite, sont nécessaires sous climat tempéré humide. Nos objectifs étaient (i)

de déterminer l’effet de l’incorporation de résidus de culture sur la dynamique de la stabilité

structurale du sol au cours de l’hiver et (ii) de relier ces effets à des marqueurs biochimiques

des biomasses bactériennes et fongiques. Trois résidus de culture de la famille des

graminées ont été sélectionnés pour leur différence en terme de C/N et de caractéristiques

biochimiques (avoine, C/N = 18.8 ; blé, C/N = 125.6 ; miscanthus, C/N = 311.3). En octobre

2009, les résidus ont été incorporés à un niveau équivalent de carbone (4 g C kg-1 sol sec)

dans la couche 0-10 cm d’un Luvisol du nord-ouest de la France. La stabilité des agrégats

(exprimé par le diamètre moyen pondéré, MWD), les sucres aminés, la teneur en azote

minéral du sol et l’humidité pondérale du sol ont été mesurés à intervalles réguliers pendant

5 mois. Le MWD des agrégats du sol témoin diminuait rapidement et restait faible (0.3 mm)

jusque la dernière date en mars ce qui illustre bien la vulnérabilité de la structure des sols

nus en hiver dans nos conditions pédoclimatiques. L’incorporation des résidus avait un

impact positif significatif sur le MWD des agrégats mais l’effet différait selon les résidus. Le

maximum de stabilité des agrégats atteint par les traitements était équivalent malgré les C/N

très différents des résidus (entre 1 et 1.1 mm, trois fois plus élevé que le sol témoin non

amendé). Le temps pour atteindre le MWD maximum dépendait clairement de la qualité des

résidus. Le MWD maximum était atteint rapidement pour le traitement avoine au C/N faible

(29 jours), tandis qu’il était atteint plus tardivement pour les traitements blé (50 jours) et

miscanthus (154 jours) à C/N élevé. L’analyse des corrélations suggère que les variations du

MWD étaient partiellement liées aux agents microbiens, avec vraisemblablement un effet

prédominant des bactéries pour le traitement avoine et un effet combiné des champignons et

bactéries pour le traitement blé. Nous émettons l’hypothèse que le MWD maximum associé

au traitement miscanthus, atteint tardivement dans l’expérimentation, était lié à des

changements spécifiques de la composition de la communauté fongique. De manière

principale, notre étude montre que l’incorporation de résidus de culture à l’automne

augmente la stabilité structurale du sol en hiver et que cet effet est assuré par les

microorganismes et lié à la qualité du résidu.

71

Over-winter changes in water-stable aggregation are related to crop residue

quality

C. Le Guilloua,b,c, D.A. Angersd, P. Letermea,b,c, S. Menasseri-Aubrya,b,c

aInstitut national de la recherche agronomique, UMR 1069 Sol Agro et hydrosystème

Spatialisation, F-35000 Rennes, France

bAgrocampus Ouest, UMR 1069 Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, F-35000 Rennes,

France

cUniversité européenne de Bretagne, France

dAgriculture et Agroalimentaire Canada, Centre de Recherche sur les Sols et les Grandes

Cultures, 2560 Boulevard Hochelaga, Québec, Québec, G1V 2J3, Canada

Corresponding author: Safya.Menasseri@agrocampus-ouest.fr

Telephone: 00 33 2 23 48 54 73

Fax: 00 33 2 23 48 54 80

Address: INRA – UMR Sol Agro et hydrosystème Spatialisation, 65 Route de Saint-Brieuc,

CS 84215-35042 Rennes Cedex, France

72

Abstract

There is a need to develop practices that contribute to maintain or increase water stable

aggregation (WSA) during winter in humid temperate climate when the soil is particularly

prone to water erosion. Our objectives were to determine the effects of crop residue quality

on WSA dynamics during winter and relate these effects to biochemical indicators of fungal

and bacterial biomass. Three graminae crop residues were selected for their differences in

C/N ratio and biochemical characteristics (green oat residues, C/N = 18.8; wheat straw, C/N

= 125.6; and mature miscanthus residues, C/N = 311.3). In October 2009, residues were

incorporated at equivalent amount of C (4g C.kg-1 dry soil) in the 0-10 cm layer of a silty

Luvisol in north-western France. Water-stable aggregation (expressed as mean weight-

diameter, MWD), amino sugar, soil mineral N and water contents were measured at regular

intervals during five months. Aggregate MWD of the control soil decreased rapidly and

remained low (0.3 mm) until the last sampling date in March which clearly illustrates the

structural vulnerability of bare soils in winter in this pedo-climatic region. The incorporation of

all three crop residues had significant positive impacts on aggregate MWD but in ways that

differed. Despite widely different C/N ratio, the maximum MWD reached under each

treatment was similar (between 1 and 1.1 mm, three times greater than the unamended soil).

Maximum MWD occurred at times that clearly depended on residue quality. Maximum values

occurred early for green oats (29 d), but were delayed to 50 d for wheat straw and to 154 d

for miscanthus residues. Correlation analysis suggested that variations in WSA were partly

mediated by microbial agents with likely a predominant effect of bacteria for green oat, and a

combined role of fungal and bacterial biomass for wheat straw. We hypothesized that the

maximum MWD associated with the miscanthus late in the experiment was related to specific

changes in the composition of the fungal community. Overall, our study showed that fall

application of crop residues increases WSA during winter with its effect being microbially

mediated and determined by residue quality.

Keywords: aggregate stability, winter, fungi, bacteria, organic matter, crop residues

73

1 Introduction

Water-stable aggregation (WSA) usually shows large seasonal variation. In winter, low

temperature (Bullock et al., 1988) along with increasing wetting events (Kay et al., 1994) and

consequent high soil water content (Coote et al., 1988; Perfect et al., 1990) result in soil

aggregate destabilization. In spring and summer, soil drying and warming (Bullock et al.,

1988; Caron and Kay, 1992) along with increased biological activity (Kandeler and Murer,

1993; Marinissen, 1994) lead to increases in soil aggregation. Such seasonal effects on

WSA are particularly well-documented for North American situations but not so much for

humid temperate climate of Western Europe. Under North Western Europe climatic

conditions, cultivated soils are highly vulnerable to erosion processes during winter (Papy

and Douyer, 1991; Auzet et al., 1993) which emphasizes the need for practices aimed at

maintaining or increasing soil cohesion during this season.

Addition of organic material usually increases soil WSA within a few days or weeks. The

effects are often related to their decomposability (for review, Abiven et al., 2009) with an

important role of soil microbial processes (Martin and Waksman, 1940; Lynch and Bragg,

1985; Angers and Chenu, 1998). Fungi and bacteria have well-known roles in soil WSA

(Martin and Waksman, 1940; Lynch and Bragg, 1985) and the quality of the organic matter

added may influence their respective involvement. Fungi are considered to be the main

decomposer of high C/N recalcitrant organic matter whereas bacteria are thought to be more

competitive regarding low C/N easily available organic matter (Henriksen and Breland, 1999;

Bossuyt et al, 2001; de Boer et al., 2005; Rousk and Baath, 2007).

Seasonal variations in soil WSA can be greater than the effects of management practices

(Alderfer, 1950; Perfect et al., 1990). The effects of organic residue incorporation on WSA

have been evaluated at year to decade scales (Chantigny et al., 1999; Whalen and Chang,

2002; Blair et al., 2006; Leroy et al., 2008; Biswas et al., 2009; Sodhi et al., 2009) or during a

growing season (Manns et al., 2007; Singh et al., 2009) but to our knowledge very few of

them if any focused specifically on the winter season typical of oceanic Western Europe,

which are conducive to water erosion. Moreover, the specific effects of organic inputs on

WSA were often difficult to separate from the effects of other practices (N fertilization, tillage

practices) and of growing plants.

74

The aim of this study was (i) to determine the effects of crop residue quality on the dynamics

of WSA during winter and (ii) to relate those effects to fungal and bacterial biomass

indicators. We hypothesized that maximum WSA in a low C/N crop residue treatment would

be reached early and be specifically related to bacterial biomass whereas it would be

reached later in high C/N crop residue treatments and related to fungi.

2 Materials and methods

2.1 Site characteristics and experimental design

The experiment was conducted at the Champ Noël experimental site of INRA (Institut

National de la Recherche Agronomique), near Rennes, France (48°07 ′N, 1°43 ′W), which

presents a typical oceanic temperate climate with relatively mild and rainy winters (Table 1).

The soil was a Luvisol (FAO/ISRIC/ISSS, 1998) with 15.1% clay, 71.1% silt, and 13.8%

sand, a total C content of 9.7 g.kg-1, a C/N ratio of 8.8, and a pH in water of 6.2. The plot

used had been under maize (Zea mays L.) - wheat (Triticum aestivum L.) rotation with

mineral fertilization since 1995.

Table 1: Mean monthly soil (-10 cm) temperature (T) and total monthly precipitation (P) during the experiment.

Oct-09 Nov-09 Dec-09 Jan-10 Feb-10 Mar-10

T (°C) 12.6 11.3 6.8 4.4 5.4 5.6

P (mm) 17.0 141.0 91.0 30.0 81.0 9.0

Before establishment of the experiment in October 2009, maize residues were removed from

the experimental field. No crops were further established. The experimental plots (2 m by 0.6

m) were laid out in a randomized block design using 5 replicates per treatment with a 0.5 m

strip left to separate each block. Four treatments were studied: control (no input), green oat

residues (Avena sativa), wheat straw (Triticum aestivum L.) and miscanthus residues

(Miscanthus × giganteus). These crop residues were chosen for their differences in C/N ratio

and biochemical characteristics (Table 2). They were dried at 60°C and ground at 3-5 cm. On

the 12th October 2009, residues were incorporated in the 0-10 cm layer with a rotary tiller at

the rate of 4 g C.kg-1 dry soil. Unamended control plots were tilled similarly to the treated

plots.

75

Table 2: Initial biochemical characteristics of the crop residues.

Van Soest (% dry mass)

Crop residue C/N Lignin/N

soluble hemicellulose cellulose lignin

oat 18.8 0.5 59.9 23.2 15.8 1.1

wheat 125.6 21.2 13.2 34.0 45.6 7.2

miscanthus 311.3 88.1 6.3 28.1 52.4 13.2

2.2 Soil sampling and measurements

Soil samples were taken at 0 (in control subplots), 15, 29, 50, 106, and 154 days after we

began the experiment. From each individual plot, 4 samples were gently collected with a

spade from the 0-10 cm layer and mixed uniformly to prepare one composite sample. A soil

subsample was oven dried (105°C) to determine the w ater content at time of sampling. A

second subsample was stored at -20°C until mineral N analysis. The third part of the sample

was gently crumbled, air dried and sieved at 5 mm. Mineral N content and WSA were

measured on all samples whereas amino sugars were measured at four sampling dates (day

0, 29, 50 and 154).

Soil inorganic N was extracted by 1M KCl (soil to KCl ratio = 1:2). The NH4+-N and NO3

--N

content of the KCl extraction were determined by continuous flow colorimetry (Alpken).

Soil amino sugar analysis was performed as described by Chantigny and Angers (2008). A

1-g air dried soil sample, crushed to pass through a 0.15-mm sieve, was hydrolyzed with 20

ml of 6 mol.L-1 HCl in polypropylene tubes. O2 from the mixture was removed through N2

bubbling during 1 minute. Tubes were sealed and incubated at 105°C for 6h. Tubes were

then cooled on ice to room temperature and centrifuged for 10 min at 15000*g. The

supernatant was decanted in a plastic vial and stored at -20°C until analysis. 1-ml of the

supernatant was dried by a rotary evaporator at 45°C under vacuum and the precipitate was

dissolved in 980 µl of 99 % O-phthaldialdehyde and 20µl of mercaptoethanol and mix on a

vortex. As much as possible material was transferred in a 1.5 ml Eppendorf tube and

centrifugated at 20000*g for 2 min. 25 µL of the supernatant were analyzed by HPLC using a

mixture (pH 5.3) of 0.05 mol/L sodium citrate and 0.05 mol.L-1 acetate-methanol-

tetrahydrofuran buffer, and methanol (65%) as eluents. Glucosamine, galactosamine,

mannosamine, and muramic acid amino sugars were quantified. Muramic acid is

representative of bacterial residues whereas glucosamine is representative of fungal

76

residues (Parsons, 1981; Amelung, 2001). The amounts of amino sugars were expressed on

a C basis. Muramic acid is specific to the bacterial cell-wall. Fungal glucosamine was

calculated by subtracting 0.67 times the amounts of muramic acid from glucosamine since

the glucosamine/muramic acid ratio in bacterial cell walls is 2:3 (Chantigny et al., 1997).

Measurement of WSA was adapted from Angers et al. (2008). A subsample of soil (0-5 mm)

was oven-dried at 40°C for 24 h. A 5-g amount of th e soil was then capillary-rewetted for 1 h

and transferred to the top of a nest of sieves (2, 1, and 0.5 mm in diameter). The column was

immersed in deionized water and shaken vertically 20 times, with the column kept in the

water. The fraction remaining on each sieve was oven-dried at 40°C for 24 h and weighed.

The mean weight diameter (MWD) was calculated as follows:

MWD = ∑ wi * xi

Where i corresponds to each fraction collected, wi is the dry weight of the fraction collected

relative to the total soil used, xi is the mean diameter of the fraction collected.

2.3 Statistical analysis

Data were subjected to an analysis of variance (ANOVA) using Statistica 7.0. Prior to

analysis, data were tested for homogeneity of variance using the Levene’s test and log-

transformed when required. When effects were significant (P≤0.05), means were compared

with the LSD test. Pearson’s correlation analyses were used to explore statistical

relationships between variables.

3 Results

3.1 Soil mineral N content

Soil mineral N content at day 0 was about 9 mg N.kg-1 dry soil and it decreased in the control

soil to 3 mg N.kg-1 dry soil at the last sampling date (Figure 1). Soil mineral N content in

wheat straw and miscanthus treatments also decreased during the experiment to values

comparable to the control soil (except at day 15 where it was significantly (P<0.05) lower

than the control treatment). Soil mineral N content in the wheat straw treatment was

significantly (P<0.01) higher than in the control and miscanthus treatments at the last

sampling date. After residue incorporation and until the end of the experiment, soil mineral N

77

content in the green oat treatment was significantly (P<0.01) higher than in the other

treatments.

Figure 1: Soil mineral N content during the experiment. Error bars represent the standard error of the means (n = 5).

3.2 Amino sugars

No significant differences between sampling dates after application (day 29, 50 and 154), or

treatment*sampling dates effects (P>0.05), were observed for amino-sugar contents so

mean values are presented for the different treatments (Table 3). On average glucosamine

and muramic acid as well as total amino sugar contents tend to be higher in residue treated

soils than in the control. Total amino sugar, glucosamine and muramic acid contents tended

to be higher in the oat treatment. The glucosamine/muramic acid ratio tended to be lower in

the oat treatment than in the other treatments which suggests a higher relative increase in

muramic acid than glucosamine. Muramic acid content in the oat treatment content was

significantly (P<0.05) higher than in miscanthus and control treatments.

Table 3: Treatment effects on microbial variables (ANOVA). Within each variable, means that significantly differ (P<0.05) are followed by different letters (LSD test).

muramic acid

(mg C.kg-1 dry soil)

glucosamine

(mg C.kg-1 dry soil)

total amino sugars

(mg C.kg-1 dry soil)

glucosamine : muramic acid

(ratio)

control 5.5 a 122.4 a 366.6 a 22.8 a

oat 6.7 b 137.2 a 410.5 a 20.6 a

wheat 6.1 ab 132.1 a 389.3 a 22.1 a

miscanthus 5.9 a 129.8 a 386.1 a 21.6 a

0

5

10

15

20

25

30

Oct-09 Nov-09 Dec-09 Jan-10 Feb-10 Mar-10

N m

in (

mg.

kg-1

dry

soil)

Control Oat Wheat Miscanthus

78

3.3 Water-stable aggregation

Aggregate MWD of the control soil decreased rapidly and remained low (0.3 mm) until the

last sampling date in March (Figure 2), and was negatively correlated with soil water content

at the sampling date (r = -0.76 ***) (Table 4). No correlations were found between soil water

content at time of sampling date and MWD in the treated soils.

Table 4: Correlation coefficients (r) between MWD of the treatments and soil water content at time of sampling. * P = 0.05; ** P = 0.01; ***P = 0.001.

water content

control -0.76***

oat 0.18

wheat 0.33

miscanthus -0.16

Figure 2: Water-stable aggregation (expressed as the MWD) during the experiment. Error bars represent the standard error of the means (n = 5).

The incorporation of crop residues significantly (P<0.01) increased MWD relative to the

control soil but in ways that varied with time. In the green oat residue treatment, MWD

increased rapidly to its maximum (0.99 mm) at day 29 and decreased rapidly thereafter. In

the wheat straw treatment, MWD increased more progressively to a maximum (1.06 mm)

reached at day 50 and also decreased progressively thereafter. In the miscanthus treatment,

MWD remained stable until day 106 and then increased to its maximum (1.05 mm) at day

154. Maximum MWD values reached under each treatment were very comparable (1.0 to 1.1

mm). Muramic acid was significantly positively related to MWD at day 29 (Table 5) whereas

0,3

0,5

0,7

0,9

1,1

1,3

Oct-09 Nov-09 Dec-09 Jan-10 Feb-10 Mar-10

MW

D (

mm

)

Control Oat Wheat Miscanthus

79

significant correlations were observed with all amino sugars at day 50. There were no

significant correlations between these variables at day 154.

Table 5: Correlation coefficients (r) between MWD and microbial variables at day 29, 50 and 154. * P = 0.05; ** P = 0.01; ***P = 0.001.

muramic acid glucosamine total amino sugars

Day 29 0.48 * 0.40 0.43

Day 50 0.63 ** 0.59 ** 0.53 *

Day 154 0.10 0.27 0.30

4 Discussion

In agreement with earlier studies (Coote et al., 1988; Perfect et al., 1990) low MWD values

during winter can be attributed to climatic conditions as revealed by the high negative

correlation between MWD of the control soil and water content at time of sampling.

Increasing water content reduces aggregate cohesion and stability (Gerard, 1987; Gollany et

al., 1991). As WSA is related to soil susceptibility to erosion and surface crusting (Le

Bissonnais and Arrouays, 1997), our result illustrates the high vulnerability of soil structure in

winter and emphasizes the need for implementing practices that maintain or increase WSA

during winter in humid temperate climatic conditions.

Despite winter climatic conditions characterised by low soil temperature and high

precipitation (Table 1), incorporation of all three crop residues resulted in highly significant

improvement in WSA compared to the control soil. Although similar effects have been often

observed in the laboratory (Martens, 2000; Sonnleitner et al., 2003; Abiven et al., 2007;

Wagner et al., 2007), to our knowledge very few studies, if any, have clearly illustrated this

effect in the field during the winter season. Maximum values observed under each treatment

were up to three times greater than the control, and the time of their occurrence depended

on the quality of the residues. In contrast with wheat straw and miscanthus, green oat

residue had a large soluble fraction and low lignin/N ratio, and was rapidly and easily

decomposed as illustrated by the high net N mineralisation observed (Figure 1). Addition of

easily decomposable organic matter usually results in strong and transient increase in WSA

whereas organic inputs with predominant recalcitrant components decompose more slowly

with moderate and long lasting effect on WSA (for review, Abiven et al., 2009). In accordance

with our hypothesis, temporal variation was related to residue quality with a clear ranking of

time to occurrence of the maximum peak increasing with C/N ratio of the residue.

80

However, in contrast to what we expected, the maximum MWD value reached in each

residue treatment was not related to their quality. Current aggregation models suggest that

the intensity of the peak should be related to the decomposability of the residue (review by

Abiven et al., 2009). Biochemical characteristics of mature wheat and miscanthus residues

(Table 2) and the observed mineral N immobilization (Figure 1) suggest a low

decomposability of these residues. Despite their low quality, maximum MWD after

miscanthus and wheat straw incorporation was comparable to that of the green oat residue.

Similarly, Bossuyt et al. (2001) observed after a 14-day incubation a similar effect of a low-

(C/N = 108) and high-quality (C/N = 19.7) residue on soil aggregation when soil mineral N

content was low. In a previous laboratory study (Le Guillou et al., in press), we found that the

effects of high C/N wheat straw and miscanthus inputs on WSA was high when soil mineral

N content was low. Our study further confirms under field conditions, that the effects of high

C/N recalcitrant crop residues addition on WSA can be equal to those from easily

decomposable residues.

The microbial and biochemical components of the soil have been shown to play an important

role in short-term variation of WSA following incorporation of crop residues (Sonnleitner et

al., 2003; Abiven et al., 2007). Most of these studies have been performed under laboratory

incubations. Our field study confirms the involvement of microbiological processes in

determining these effects. As expected, under field conditions, correlation coefficients are

quite low but are still indicative of trends which are consistent with laboratory studies. We

observed that the bacterial indicator was the most closely related parameter to WSA at day

29 which corresponds to the peak effect of the green oat residue. This is consistent with the

preferential decomposition of easily decomposable materials by bacteria (Rousk and Baath,

2007; Engelking et al., 2007), and the role of bacterial exocellular polysaccharides on WSA

(Martin, 1946; Watt et al., 1993). At day 50 which corresponds to the maximum effect of

wheat straw, both bacterial and fungal indicators were equally related to MWD which would

suggest an overall and undifferentiated effect of the overall microbial biomass. This would be

consistent with observations relating total microbial biomass (Kushwaha et al., 2001) or

activity (De Gryze et al., 2005) to WSA after the incorporation of cereal straw but in

disagreement with Bossuyt et al. (2001) and Denef et al. (2001) who have found that fungi

have a greater role than bacteria in WSA following high C/N wheat straw addition. Finally, we

suggest that the late maximum MWD reached in the miscanthus treatment was due to a

specific fungal community not reflected by fungal residues as measured by amino sugars.

Martin and Anderson (1943) suggested that fungal species appearing lately during organic

81

matter decomposition could be the most effective at soil aggregation. Miscanthus residues

(C/N >300) are likely to induce a specialized fungal community which was lately very

effective at increasing WSA. Overall, our study showed that fall application of crop residues

greatly increases WSA during winter, and that this effect is at least partly mediated by

microbial processes which are determined by residue quality.

Acknowledgements

We are grateful to Nicole Bissonnette, Armelle Racapé, Laurence Carteaux, Sylvain Busnot

and Yannick Fauvel for their help during the experiment. We are grateful to Nicolas Bottinelli

for his advice on the manuscript. We are grateful to the “College Doctoral International de

l’Université Européenne de Bretagne” for their financial support during the project.

83

Conclusion générale

1 Synthèse et discussion des résultats

Nous discuterons d’abord des 2 principales questions de recherche qui étaient (i) de

déterminer l’impact de la disponibilité en azote minéral du sol sur le processus de formation

d’agrégats stables lors de la décomposition de résidus de culture et (ii) d’étudier la

communauté microbienne et ses différentes composantes (respiration, production de

polysaccharides, biomasse, structure génétique) pour préciser son rôle dans le processus de

formation d’agrégats stables. Nous discuterons ensuite de l’efficacité de l’incorporation de

résidus de culture après récolte pour maintenir la stabilité de la structure du sol in situ, en

conditions hivernales.

1.1 Impact de la disponibilité en azote minéral.

La formation d’agrégats stables au cours de la décomposition de matières organiques

apportées est généralement reliée à la décomposabilité de la matière organique. Les résidus

de culture à C/N faible facilement décomposables ont un effet rapide, élevé et transitoire sur

la stabilité des agrégats tandis que les résidus à C/N élevé moins facilement décomposables

ont un effet moins important mais plus long dans le temps. L’azote peut être un facteur

limitant la décomposition des résidus de culture à C/N élevé. Cependant, l’effet de la

disponibilité en azote minéral peut varier selon la nature biochimique du résidu (Sall et al.,

2003). L’effet de l’azote minéral sur la décomposition des résidus peut également évoluer

avec le stade de décomposition, l’effet étant positif sur la décomposition rapide des

composés solubles facilement dégradables et négatif plus tardivement sur la décomposition

de composés récalcitrants (Bremer et al., 1991 ; Berg et Matzner, 1997). Dans un premier

temps, nous avons donc déterminé l’impact de la disponibilité en azote minéral sur la

formation d’agrégats stables lors de la décomposition de résidus de culture à C/N élevé et

biochimiquement différents (les fractions Van Soest soluble et lignine différencient les 2

résidus).

Ce premier travail nous a permis de montrer que la qualité du résidu et la disponibilité en

azote minéral contrôlaient successivement la stabilité des agrégats. L’augmentation rapide

(phase 1) de la stabilité des agrégats était positivement reliée à la décomposabilité du

résidu, elle-même étroitement liée aux caractéristiques biochimiques du résidu. Le niveau

84

d’azote minéral du sol déterminait l’évolution plus tardive de la stabilité des agrégats (phase

2) avec un effet négatif de la disponibilité en azote minéral.

L’apport d’azote minéral avait globalement un effet positif sur la décomposition des résidus

mais cet effet était dépendant de la nature biochimique du résidu, celui-ci étant plus

important sur la décomposition de la paille de blé que sur celle du miscanthus. Cela confirme

que l’effet positif de la disponibilité en azote minéral sur la minéralisation des résidus à C/N

élevé est dépendant de la nature biochimique du résidu. Il est d’autant plus important que la

fraction soluble du résidu est importante et la fraction lignine faible. La paille de blé a un

compartiment Van Soest soluble deux fois plus élevé que le miscanthus et inversement le

miscanthus contient plus de composés récalcitrants (lignine). L’azote est un facteur limitant

la minéralisation de la paille de blé (notamment ses composés labiles) tandis que le facteur

limitant la minéralisation du miscanthus est principalement la récalcitrance de ses composés

carbonés. De la même manière, suite à l’apport d’azote minéral, nous avons observé des

dynamiques de la stabilité des agrégats des traitements paille de blé et miscanthus

différentes. Après l’augmentation rapide de la stabilité des agrégats, nous observions dans

les traitements avec apport d’azote minéral une diminution du niveau de stabilité dans les

traitements paille de blé et plutôt une stagnation dans les traitements miscanthus. A

l’inverse, dans les traitements sans azote, nous observions une stagnation du niveau de

stabilité dans les traitements paille de blé et une augmentation dans les traitements

miscanthus. L’effet de l’apport d’azote minéral sur la dynamique de la stabilité des agrégats

suite à l’incorporation des résidus est dépendant de la nature biochimique des résidus. Le

niveau de stabilité final des agrégats est lié à l’apport ou non de l’azote minéral. Plus

généralement, la stimulation de l’activité microbienne de décomposition des résidus

(exprimée par le dégagement de C-CO2) par un apport d’azote minéral n’augmentait pas le

niveau de stabilité des agrégats ce qui confirmait l’importance d’étudier plus finement la

communauté microbienne pour comprendre le processus (Chap. 2).

Le travail réalisé au champ (Chap. 3) nous a permis, dans un contexte hivernal au champ,

de comparer l’effet de ces résidus de culture à C/N élevé (paille de blé et miscanthus) à celui

d’un résidu à C/N faible (tige d’avoine). La disponibilité en azote minéral initial du sol au

champ (8.7 mg N.kg-1 sol sec) était inférieure à la disponibilité en azote minéral du traitement

N0 sans apport d’azote minéral au laboratoire (24 mg N.kg-1 sol sec). Malgré leur caractère

récalcitrant et une concentration en azote minéral initial du sol faible, l’incorporation des

résidus à C/N élevé a permis d’atteindre un niveau de stabilité des agrégats équivalent à

85

celui du résidu à C/N faible. Cela confirme nos résultats obtenus en conditions contrôlées,

montrant que l’effet de l’apport des résidus miscanthus et paille de blé à C/N élevé sur la

formation d’agrégats stables est important lorsque la disponibilité en azote minéral est faible.

Cette étude au champ montre, de plus, que cet effet important des résidus à C/N élevé peut

être équivalent à celui d’un résidu très décomposable. L’ampleur de la formation d’agrégats

stables ne serait pas simplement fonction de l’intensité de la décomposition du résidu

apporté mais probablement également dépendante des communautés microbiennes

stimulées.

1.2 Rôle des microorganismes dans la dynamique de formation d’agrégats stables

La respiration microbienne suite à l’apport de matières organiques est généralement un bon

indicateur de l’activité microbienne qui contribue au processus de formation d’agrégats

stables, et elle constitue une entrée privilégiée des modèles prédictifs proposés dans la

littérature (De Gryze et al., 2005 ; Cosentino, 2006). Dans la première partie des travaux

menés au laboratoire, la mesure de la respiration microbienne est apparue comme

insuffisante pour comprendre le processus de formation d’agrégats stables dans notre

contexte d’étude de l’effet de la disponibilité en azote minéral en interaction avec la qualité

des résidus apportés. Nous avons donc étudié différents aspects de la communauté

microbienne (biomasse, activité, structure génétique) qui nous permettraient de préciser le

rôle des microorganismes dans le processus de formation d’agrégats stables.

Les résultats obtenus grâce au marqueur biochimique bactérien (acide muramique) sur le

traitement avoine confirment que les bactéries sont particulièrement stimulées lors de

l’apport d’un résidu à C/N faible. Nous pouvons relier cette observation à l’utilisation

préférentielle des composés solubles facilement décomposables par les bactéries dans les

premiers stades de la décomposition de résidus (Poll et al., 2008). Avant l’apport des

résidus, les bactéries sont en état de dormance, limitées en substrat carboné biodisponible.

Suite à l’apport du résidu, l’accès à des composés facilement oxydables du résidu permet

une augmentation rapide de leur biomasse. Cette augmentation de la biomasse bactérienne

et leur activité associée joue un rôle agrégeant qui conduit à l’augmentation rapide et élevée

de la stabilité des agrégats. En revanche, nous observons ensuite une diminution rapide de

la stabilité des agrégats que nous pouvons associer à la consommation des agents

agrégeants qui constituent alors un substrat labile pour ces bactéries qui se sont

86

développées (cela est en concordance avec nos résultats au laboratoire sur l’effet de l’azote

discutés ci-après).

Par ailleurs, les résultats au laboratoire sur les résidus de paille de blé et miscanthus

montrent dans le temps une augmentation de la biomasse fongique et une modification de la

structure génétique des champignons. Cela suggère que la communauté fongique se

développe et évolue vers des populations plus spécialisées vis-à-vis des composés

carbonés récalcitrants. Nous pouvons relier cette observation avec la décomposition

préférentielle des composés cellulosiques et ligneux par les champignons dans les stades

avancés de la décomposition des résidus (McMahon et al., 2005). Nos résultats indiquent

donc que le rôle spécifique des champignons dans la formation d’agrégats stables est

important lorsque le substrat carboné est complexe et peu décomposable (augmentation

progressive de la stabilité des agrégats lors de l’incorporation de résidus à C/N élevé).

La disponibilité en azote minéral est un facteur déterminant des communautés microbiennes

stimulées au cours de la décomposition de résidus (Baumann et al., 2009), et

particulièrement de la communauté bactérienne (Vaisanen et al., 2005). L’apport d’azote

minéral dans l’expérimentation au laboratoire a stimulé la minéralisation des résidus par les

microorganismes en subvenant au besoin des microorganismes en azote. Nos résultats de

structure génétique bactérienne indiquent que l’importante stimulation de la décomposition

initiale des résidus par l’apport d’azote minéral était associée à la stimulation de populations

bactériennes particulières. Nous suggérons qu’une partie de cette stimulation de l’activité

respiratoire était associé à la minéralisation d’agents liants facilement décomposables tels

que les polysaccharides microbiens (Martin, 1971), ce qui a conduit à la diminution et la

stagnation du niveau de stabilité des agrégats après 7 jours dans les traitements paille de

blé et miscanthus, respectivement. Le niveau stable et la diminution de la concentration en

polysaccharides extraits à chauds dans les traitements miscanthus et paille de blé avec

apport d’azote minéral corroborent cette proposition. Dans les traitements où l’azote minéral

du sol était limitant, en revanche, nous observions une production de polysaccharides au

cours du temps que nous pouvons associer au niveau de stabilité élevé des agrégats

observé après 7 jours. Parallèlement, nous observions que l’azote minéral n’influençait que

tardivement la structure génétique de la communauté fongique. La production de

polysaccharides qui a permis d’atteindre des niveaux élevés de stabilité des agrégats

pourrait être due soit au développement d’une communauté fongique particulière soit à un

changement d’état physiologique « piloté » par la disponibilité en azote minéral. Les résultats

87

sur le marqueur biochimique fongique dans le traitement miscanthus au champ et les

résultats au laboratoire indiquent que l’augmentation de la stabilité des agrégats qui a lieu au

cours de la décomposition du miscanthus n’est pas reliée à une augmentation de la

contribution de la biomasse fongique à la biomasse totale mais plutôt à un changement de

composition de la communauté fongique. Il apparaît donc clairement que le niveau d’azote

minéral dans le sol contrôle la contribution des microorganismes au processus de formation

d’agrégats stables lors de l’apport d’un substrat carboné.

1.3 L’efficacité de l’incorporation des résidus de culture dans le maintien de l’état structural du sol en période hivernale

La stabilité des agrégats du sol présente une large variation saisonnière avec généralement

un niveau faible en hiver. L’effet saisonnier peut être plus important que l’effet lié à des

pratiques culturales. L’effet de l’apport de matière organique sur la stabilité des agrégats a

largement été étudié en laboratoire mais moins dans les conditions réelles du champ,

particulièrement à l’échelle d’une saison. Comme les conditions expérimentales de

l’incubation ne reflètent pas les conditions naturelles, il était important d’évaluer l’effet de

l’incorporation des résidus dans une situation au champ et particulièrement à une période où

elle a un grand intérêt, c.à.d. lorsque le niveau de stabilité des agrégats est naturellement

faible. La période critique de dégradation de la structure du sol dans notre contexte

océanique et géographique est la période d’hiver où les risques d’érosion et de formation de

croûte de battance sont élevés. Notre objectif était donc d’évaluer l’effet de l’incorporation

des résidus de culture sur la formation d’agrégats stables en période hivernale.

Il est clairement apparu que sur notre période d’étude (octobre à mars) la stabilité des

agrégats du sol témoin était faible. Après une chute rapide du niveau de stabilité des

agrégats du sol témoin, celle-ci est restée à un niveau très bas jusque la dernière date en

mars. Nos résultats ont confirmé une étroite corrélation négative entre la stabilité des

agrégats et l’humidité pondérale du sol.

Malgré le contexte hivernal de précipitations et de basse température du sol, et malgré la

faible concentration initiale en azote minéral du sol, l’incorporation des résidus a eu un effet

positif très élevé sur le niveau de stabilité des agrégats (le niveau moyen des traitements

avec résidus était presque 2 fois plus élevé que celui du contrôle). Si l’amplitude maximale

de l’effet était équivalente entre les différents résidus et lié au contexte azoté comme discuté

précédemment (1.1), la dynamique temporelle était reliée à la nature biochimique du résidu.

88

Plus le C/N du résidu était faible plus l’effet sur la formation d’agrégats stables était rapide et

inversement. Nos résultats confirment les résultats observés au laboratoire vis-à-vis de l’effet

de la nature biochimique des résidus et de la disponibilité en azote minéral. Les conditions

climatiques hivernales ne modifient pas la hiérarchie entre les traitements observée au

laboratoire mais réduisent simplement l’amplitude de l’effet des apports sur la stabilité des

agrégats in situ (le gain moyen de l’apport organique au champ est de 0.35 mm et de 0.65

mm au laboratoire). Il apparaît donc clairement que l’incorporation de résidus de culture à

l’automne permet d’améliorer le niveau de stabilité des agrégats en période d’hiver.

Ces résultats permettent, au vu de la diversité des systèmes de culture et donc des types de

résidu, d’avoir des références quant à l’effet probable d’un résidu en fonction de sa qualité

biochimique et des conditions azotées du sol. De plus, l’effet de l’incorporation des résidus

de culture sur la formation d’agrégats stables était, à la fois au laboratoire et au champ, très

supérieur à celui du fumier de bovins (annexe 2). Cela illustre l’effet potentiel très important

du retour au sol des résidus de culture sur la stabilité de la structure du sol.

L’effet de leur incorporation doit évidemment être mis en parallèle avec leur potentiel

fertilisant, et la dynamique de libération des éléments minéraux qui doit coïncider avec les

besoins de la plante. En effet, si l’incorporation de résidus à C/N élevé en contexte de faible

niveau d’azote minéral du sol permet une forte augmentation du niveau de stabilité des

agrégats, elle induit également une immobilisation importante de l’azote dans le sol. Cette

immobilisation peut être intéressante dans les périodes de risque de pertes d’azote dans

l’environnement par lixiviation et lessivage mais défavorable au moment des besoins en

éléments minéraux de la plante. Il est donc nécessaire de considérer la gestion des résidus

et leur incorporation dans un système où cette pratique est d’intérêt pour diverses fonctions

du sol et la croissance des cultures.

2 Schéma conceptuel de la dynamique de formation d’agrégats stables selon le type de résidu de culture incorporé et la disponibilité en N minéral du sol.

Sur la base de cette discussion générale, nous proposons un schéma conceptuel de la

dynamique de formation d’agrégats stables selon le type de résidu de culture apporté et la

disponibilité en N minéral du sol (Fig. 1 et 2). La compréhension de la dynamique de la

89

stabilité des agrégats fait appel aux résultats obtenus sur le rôle de la communauté

microbienne (Chapitre 2).

Nos résultats au laboratoire et au champ ont montré que la phase d’augmentation rapide de

la stabilité des agrégats est contrôlée par la décomposabilité initiale du résidu (décrite par la

fraction soluble Van Soest). Cette phase initiale, de l’ordre de la semaine, peut être reliée à

la taille du compartiment soluble et labile des résidus de culture. Cela est similaire à

l’augmentation rapide de la stabilité des agrégats prédite par Pouloud (Abiven et al., 2008)

qui est reliée à la teneur en polysaccharides extraits à l’eau. Nous observions que cette

augmentation initiale de la stabilité des agrégats était liée à l’augmentation rapide de la

biomasse microbienne totale due à l’accès aux composés labiles des résidus. La biomasse

microbienne totale constitue un des deux paramètres d’entrée du modèle Cantis-Stab de

Cosentino (2006).

La 2ème phase (de l’ordre de quelques mois) de la dynamique de la stabilité des agrégats

suite à l’apport de résidus est contrôlée par l’azote (Fig. 1). Les résidus à C/N faible ont un

effet élevé dans la première phase mais cet effet est transitoire puisque dans cette seconde

phase on observe généralement une diminution de la stabilité des agrégats. De la même

manière, la biodisponibilité de l’azote minéral dans le sol (N non limitant) limite l’effet de

l’apport d’un résidu à C/N élevé sur la stabilité des agrégats. L’azote minéral du sol accélère

la dynamique de la stabilité des agrégats selon un schéma comparable à celui d’un résidu où

la teneur en azote est élevée (C/N faible). En revanche, dans une situation où l’azote minéral

du sol est limitant, l’effet d’un résidu à C/N élevé est important et dure dans le temps (nous

n’avons pas observé la phase décroissante de la stabilité des agrégats dans les traitements

sans azote de notre incubation de 56 jours).

90

Figure 1 : Représentation schématique de l’influence de l’azote sur la dynamique de la stabilité des agrégats suite à l’apport d’un résidu de culture. Suite à l’apport d’un résidu, la stabilité des agrégats augmente rapidement (ordre de la semaine). La biodisponibilité de l’N, issu du résidu à C/N faible ou de sa teneur dans le sol, accélère la dynamique de la stabilité des agrégats (diminution ou stagnation du niveau de stabilité). La dynamique est plus rapide dans le cas du résidu à C/N faible. En condition d’N limitant, l’effet d’un résidu à C/N élevé sur la stabilité des agrégats est important et cet effet perdure dans le temps (ordre de quelques mois).

91

Figure 2 : Représentation schématique des relations entre l’apport d’un résidu de culture, les agents microbiens agrégeants et la dynamique de la stabilité des agrégats.

La première phase d’augmentation de la stabilité des agrégats suite à l’apport des résidus de

culture peut donc être décrite (Fig. 2) (i) à partir de caractéristiques biochimiques des résidus

(teneur initiale en composés solubles labiles) ou (ii), dans une approche mécaniste, à partir

des acteurs de cette augmentation initiale de la stabilité des agrégats (la biomasse

microbienne totale).

La seconde phase de la dynamique ne peut être reproduite actuellement par le modèle

Pouloud (Abiven et al., 2008) puisque l’amplitude de l’effet d’un produit dans ce modèle est

inversement lié à la teneur en lignine et l’azote est considéré comme un facteur limitant car

limitant la décomposition de la matière organique apportée. Or nous avons observé que

l’apport d’azote minéral stimulait la minéralisation des résidus mais non la formation

d’agrégats stables et les trois résidus biochimiquement très différents (avoine, blé,

miscanthus) atteignaient au champ un niveau de stabilité maximum équivalent. De la même

manière, Cantis-Stab (Cosentino, 2006) ne peut reproduire cette seconde phase puisque les

2 paramètres d’entrée de ce modèle (biomasse microbienne et respiration microbienne)

Résidus de culture

Microorganismes

[biomasse] Agent liant

[Polysaccharide microbien]

Stabilité structurale

du sol

2ème phase

1ère phase

semaine

Stabilité structurale

1 2

mois

N min

Conditions climatiques

[fonction H° et T°]

Caractéristiques

biochimiques

[fraction soluble]

1ère phase

92

étaient reliés à l’effet de la qualité du résidu mais pas à l’effet négatif de la disponibilité en

azote minéral dans cette seconde phase. Dans notre expérimentation au laboratoire, cette

deuxième phase de la dynamique de la stabilité des agrégats était reliée à la dynamique des

polysaccharides microbiens. Dans notre travail, seule cette caractéristique quantitative

permettrait de reproduire l’effet de l’azote minéral dans cette seconde phase de la

dynamique de la stabilité des agrégats (Fig. 2), cette dynamique des polysaccharides dans

le sol étant reliée à la différenciation temporelle des communautés microbiennes du sol en

fonction du type de résidu et du niveau de disponibilité en azote.

D’après nos résultats au champ, les conditions climatiques hivernales ne modifient pas la

hiérarchie des traitements observée au laboratoire mais réduisent simplement l’ampleur de

l’effet des résidus sur la stabilité structurale. Une fonction prenant en compte l’humidité et la

température du sol pourrait être construite pour caractériser cet effet « réducteur » du climat

(coefficient d’atténuation) et également prendre en compte son effet sur l’évolution

temporelle de la stabilité des agrégats (dépendante de la nature biochimique des résidus).

Etudier différents aspects de la communauté microbienne (Tableau 1) nous a permis de

mieux comprendre la dynamique de la stabilité des agrégats observée. La formation rapide

d’agrégats stables est liée à une stimulation globale de la biomasse de nombreuses espèces

microbiennes (aspect quantitatif). En revanche, le compartiment « polysaccharides

microbiens » relié à la deuxième phase de la dynamique de la stabilité des agrégats dépend

des populations microbiennes stimulées et de leur activité qui est arbitrée par

l’azote minéral (aspect qualitatif): la stimulation de populations bactériennes par l’apport

d’azote consommant les polysaccharides microbiens qui sont des substrats carbonés labiles

et, dans les traitements sans apport d’azote, la production de polysaccharides microbiens

par des populations fongiques se développant sur les composés carbonés complexes.

Tableau 1 : Relations entre les caractéristiques microbiennes et les phases de la dynamique de la stabilité des agrégats suite à l’apport de résidus de culture.

Phase de la stabilité

des agrégats

Composés organiques des résidus dominants

Facteur de contrôle de la stabilité des

agrégats

Agent liant Caractéristique importante

de la communauté microbienne

Espèces microbiennes agrégeantes potentielles

Initiale soluble qualité du

résidu biomasse

microbienne biomasse nombreuses

Avancée cellulose et

lignine teneur en

azote minéral polysaccharide

microbien structure spécifiques

93

3 Limites et perspectives

3.1 Remarques générales

- Concernant la compréhension des processus

Une première perspective est de mieux caractériser la décomposition des résidus de culture.

La mesure de CO2 telle que réalisée dans notre étude constitue une mesure globale de la

respiration qui ne permet pas de déterminer la part spécifique de ce qui était oxydé du résidu

ou de la matière organique du sol (hypothèse de « non-priming effect » ou de « priming

effect » équivalent entre les résidus). Une stricte appréciation de l’oxydation du résidu aurait

nécessité l’utilisation de résidus marqués 13C.

Une seconde perspective est de poursuivre l’étude de la relation entre les microorganismes

et le processus de formation d’agrégats stables. L’analyse de la structure des communautés

au niveau de l’ADN ne cible pas spécifiquement les microorganismes actifs dans un

processus. Les résidus d’ADN des microorganismes morts et les microorganismes en

dormance sont pris en compte au même titre que ceux actifs. Une méthodologie a été

développée (DNA-SIP, transcriptomique, protéomique, métabolomique) pour mieux relier la

diversité microbienne à des fonctions du sol. Dans l’objectif d’une meilleure compréhension

du rôle de la communauté microbienne dans le processus d’agrégation et de stabilisation

des agrégats, le lien direct entre certains microorganismes et le processus d’agrégation ne

peut être mis en évidence que par des techniques de mise en culture (Caesar-TonThat et al.,

2008b). Seule cette technique permettrait d’identifier et de comparer les espèces ayant un

impact positif ou négatif sur le processus. Cela peut constituer une prochaine étape qui

permettrait notamment de tester l’hypothèse du développement, dans le traitement

miscanthus, d’espèces fongiques ayant un rôle important dans la formation d’agrégats

stables sans forte augmentation de la biomasse tel que nous l’avons observé. Cependant,

l’appréhension globale et directe des microorganismes qui contribuent à la formation

d’agrégats stables est le verrou méthodologique qui subsiste et constitue la limite principale

de notre travail.

Au niveau de la mesure de la stabilité des agrégats, une prochaine étape pourrait être de

déterminer si les facteurs que nous avons étudiés ont eu un effet particulier vis-à-vis de la

résistance des agrégats aux différents mécanismes de désagrégation. Alors, il serait

intéressant d’étudier d’autres agents agrégeants tels que les hyphes mycéliens ou

94

l’hydrophobicité qui ont un rôle important dans la résistance à des mécanismes de

désagrégation tel que l’éclatement (Abiven, 2004 ; Cosentino, 2006).

Nous nous sommes intéressés à l’effet des facteurs étudiés sur la formation d’agrégats

stables à court terme, avec comme échelle d’étude le macroagrégat. Il serait pertinent

d’évaluer la persistance de l’effet des facteurs étudiés à plus long terme et d’évaluer les

conséquences sur la formation de microagrégats qui permettent le stockage de carbone de

manière durable (Six et al., 2000). Puisque, dans un contexte d’apport organique, la

disponibilité en azote minéral modifie le turnover des agents agrégeants et accélère la

destruction du macroagrégat stable cela peut altérer la formation de microagrégats au sein

des macroagrégats et donc la stabilisation du carbone. A la suite d’expérimentations plus

longues sur les facteurs que nous avons étudiés, il serait donc intéressant de déterminer la

teneur en carbone et sa forme dans différentes fractions granulométriques et

particulièrement dans les microagrégats.

- Concernant le développement d’une démarche de modélisation

Par les données disponibles dans la littérature sur l’effet d’apports de matières organiques

sur la stabilité des agrégats, associées aux résultats que nous avons acquis, une

perspective est de tester les modèles prédictifs récemment proposés et les affiner sur la

base du schéma conceptuel que nous proposons. Nos résultats confirment que l’apport d’un

substrat carboné est le premier élément pour initier la formation d’agrégats stables. Nous

avons confirmé que sa composition biochimique influençait la stabilité des agrégats mais

nous avons montré que son influence s’exerçait lors de l’augmentation rapide de la stabilité

des agrégats et qu’ensuite la disponibilité en azote minéral devenait le facteur majeur de son

évolution. De plus, nous avons montré que ni la respiration microbienne ni des mesures de

biomasse ne pouvaient suffire à décrire l’ensemble de la dynamique de la stabilité des

agrégats dans le contexte de l’interaction d’un apport organique avec la disponibilité en

azote minéral du sol. Ces résultats peuvent contribuer à la construction d’un modèle ou à la

modification de ceux existants. Si on devait élaborer un modèle prédictif par une démarche

« conditionnelle » hiérarchique, la première étape serait l’apport organique et sa qualité, la

seconde serait la disponibilité en azote minéral.

95

- Concernant la mise en perspective de tels travaux dans le cadre de l’approche globale de la

qualité des sols

Le processus d’agrégation influence diverses propriétés du sol déterminantes pour le

fonctionnement du sol. Il serait donc intéressant de déterminer, de manière associée à

l’agrégation du sol, diverses propriétés telles que la porosité du sol, la sensibilité du sol à la

compaction et l’érosion.

L’ensemble des travaux de la thèse a été réalisé en utilisant un même sol limoneux. Il est

donc nécessaire de vérifier nos résultats et nos conclusions dans des contextes

pédoclimatiques divers. D’autres déterminants anthropiques en relation directe avec

l’incorporation des résidus doivent également être étudiés tel que les modalités d’apport des

résidus (incorporés ou laissés en surface). Dans le souci de maîtriser au maximum les

facteurs pouvant intervenir sur le processus d’agrégation nous avons limité notre travail à un

contexte de sol nu. L’interaction de la décomposition des résidus avec une plante en

développement est un champ d’étude à explorer au vu des multiples effets d’une plante et de

ses racines sur l’agrégation du sol (Angers et Caron, 1998). A l’échelle du système de

culture, il est nécessaire de développer la connaissance de l’effet des interactions entre les

différentes composantes du système sur l’agrégation.

3.2 Perspective particulière sur l’influence de la communauté microbienne.

La décomposition de la matière organique est contrôlée par 3 facteurs qui interagissent entre

eux : l’environnement physico-chimique (p. ex. température et humidité), la qualité de la

matière organique (p. ex. ratios C/N et lignine/N) et les organismes décomposeurs (p. ex.

microorganismes, invertébrés) (Swift et al., 1979). Ce dernier facteur biologique, les

organismes décomposeurs, est encore largement inexploré. Le mode de fertilisation, minéral

ou organique, influence à long-terme la biomasse, la structure et la composition de la

communauté microbienne (Marschner et al., 2003 ; Esperschütz et al., 2007 ; Lejon et al.,

2007 ; Ge et al., 2008 ; Shen et al., 2010). L’impact de cette modification de la communauté

microbienne du sol sur des processus liés à la dynamique court-terme du carbone et de

l’azote commence à être étudié (Stark et al., 2008 ; Nett et al., 2010) mais reste encore

inconnu vis-à-vis du processus de formation d’agrégats stables.

Nous avons abordé cette question de recherche au cours de l’expérimentation au champ. Ce

sont des travaux préliminaires qui sont une perspective d’un prochain travail. L’objectif était

96

de déterminer l’influence de l’historique de gestion de la fertilité du sol sur l’effet court terme

de l’incorporation d’une paille de blé sur la formation d’agrégats stables. L’hypothèse était

que trois pratiques culturales mises en place depuis 15 ans qui ont modifié le niveau de

carbone total du sol auront également conduit à une différentiation de la communauté

microbienne (biomasse/structure génétique/composition), et en conséquence une différence

de « réponse » à un apport organique.

Nous avons pour cela utilisé 3 parcelles du site d’étude de Champ Noël mises en place en

1993 en rotation maïs-blé qui avaient comme mode de gestion :

• fertilisation azotée minérale raisonnée sur la méthode du bilan prévisionnel (M).

• fertilisation azotée minérale raisonnée avec un couvert de phacélie en interculture

(MI).

• un apport de fumier de bovins composté tous les deux ans (FbC).

Ces trois parcelles ont été choisies pour la différentiation du statut organique du sol lié à leur

historique de gestion (Tableau 2).

Tableau 2 : teneur en C total des parcelles expérimentales selon leur historique de gestion.

Historique de gestion C total (g C.kg-1 sol)

fertilisation minérale 9.70

fertilisation minérale et interculture 10.45

apport de fumier de bovins composté 12.70

La paille de blé a été apportée sur les trois parcelles le 12 octobre 2009. Le résidu sec,

broyé de manière homogène était apporté à la dose de 4 g C kg-1 sol sec. Le résidu a été

incorporé sur 10 cm de profondeur par un travail du sol au motoculteur. Une modalité

Témoin a également été étudiée où le travail du sol a été réalisé mais sans apport

organique. 5 placettes avec ou sans apport ont été disposées au hasard sur les parcelles

(placette unitaire de 0,6*2m). Des prélèvements de sol ont été réalisés à 0, 15, 29, 50, 106 et

154 jours suite à l’apport. La première et dernière date de prélèvement correspond

respectivement au 12 octobre 2009 et au 16 mars 2010.

97

Figure 3 : Dynamique de la stabilité des agrégats du sol « Témoin (T) » des différentes parcelles (T-M = fertilisation minérale, T-MI = fertilisation minérale avec interculture, T-FbC = apport de fumier de bovins composté). Les barres d’erreur représentent l’erreur standard de la moyenne (n = 5).

On observe que la stabilité des agrégats du sol « Témoin » au cours de l’expérimentation

était significativement supérieure dans le traitement FbC (P<0.01) (Fig. 3), ce qui est

certainement relié au niveau plus élevé de carbone total du sol lié à l’apport de fumier de

bovins depuis 15 ans. On observe que la dynamique au cours de l’hiver est semblable entre

les différentes modalités. La stabilité des agrégats chute rapidement entre 0 et 15 jours, puis

décroît progressivement et augmente en fin d’expérimentation entre 106 et 154 jours. La

stabilité des agrégats pour les 3 modalités « Témoin » était significativement corrélée (P<

.01) de manière négative avec l’humidité pondérale du sol au moment du prélèvement (M, r

= 0.76 ; MI, r = 0.68 ; FbC, r = 0.75) ce qui reflète l’action désagrégeante des précipitations

en hiver. Malgré l’historique de gestion organique de la parcelle FbC, la stabilité des

agrégats est faible en hiver. Cela illustre le besoin de pratiques agricoles annuelles assurant

le maintien de la structure du sol en hiver.

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1

1.1

1.2

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180

Temps (jour)

MW

D (

mm

)

T-M T-MI T-FbC

98

Figure 4 : Dynamique de la stabilité des agrégats du sol suite à un apport de paille de blé sur les différentes parcelles (P-M = fertilisation minérale, P-MI = fertilisation minérale avec interculture, P-FbC = apport de fumier de bovins composté). Les barres d’erreur représentent l’erreur standard de la moyenne (n = 5).

La stabilité des agrégats des traitements « Témoin » des différentes parcelles étant

différentes il était nécessaire d’exprimer les résultats de MWD (Figure 4) en relatif (a) afin

d’évaluer l’effet strict de l’apport de la paille de blé. Pour cela nous recalculons le MWD

selon :

MWD relatif = (MWD paille – MWD témoin) / MWD témoin, pour chaque parcelle. (a)

0.3

0.5

0.7

0.9

1.1

1.3

1.5

1.7

1.9

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 Temps (jour)

MW

D (

mm

) P-M P-MI P-FbC

99

Figure 5 : Dynamique de la stabilité relative des agrégats du sol ((MWD paille – MWD témoin) / MWD témoin, pour chaque parcelle) suite à un apport de paille (P) de blé sur les différentes parcelles (P-M = fertilisation minérale, P-MI = fertilisation minérale avec interculture, P-FbC = apport de fumier de bovins composté). Les barres d’erreur représentent l’erreur standard de la moyenne (n = 5).

Cette figure 5 présentant l’effet relatif de l’apport de paille de blé sur la stabilité des agrégats

du sol des différentes parcelles met en évidence :

• Un effet positif de l’apport de paille de blé sur la formation d’agrégats stables qui est

plus élevé initialement sur la parcelle d’historique fertilisation minérale (l’effet plus

élevé au jour 15 est significatif, P<0.01).

• Un effet tardif (jour 155) sur la formation d’agrégats stables qui est relié au statut

organique initial des parcelles (FbC > MI > M, P<0.01).

Aucune autre mesure n’a pour le moment été réalisée. L’effet initial plus élevé de l’apport de

paille de blé sur la stabilité des agrégats de la parcelle d’historique « fertilisation

minérale » peut être lié à une plus grande disponibilité initiale de sites organo-minéraux ou

de microagrégats pour le processus d’agrégation-stabilisation.

En revanche, nous émettons l’hypothèse que l’effet tardif plus élevé de l’apport de paille de

blé sur la stabilité des agrégats de la parcelle d’historique « apport de fumier de bovins

composté » est lié à la une différence de communauté microbienne entre ces 2 sols. Dans

l’objectif de comparer dans un sol cultivé l’effet de 2 historiques de gestion (organique vs.

-0.5

0

0.5

1

1.5

2

2.5

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180

Temps (jour)

MW

D r

elat

if

P-M P-MI P-FbC

100

conventionnel) sur la décomposition d’une paille de blé, Scheller et Joergensen (2008)

attribuent la différence de minéralisation à la différence de structure de la communauté

fongique. Brant et al. (2006) étudient l’effet de l’apport historique de résidus de bois sur un

sol pendant 7 ans sur la minéralisation court-terme de composés complexes. Les auteurs

observent une minéralisation des composés complexes plus élevée que le sol témoin sans

apport historique et ils relient cette minéralisation plus élevée à une plus grande utilisation de

ces composés complexes par les champignons. L’apport répété d’un résidu ayant une

composition récalcitrante conditionne la communauté microbienne vis à vis de ce type de

composés (Cookson et al., 1998). L’apport répété de fumier de bovins composté aurait

orienté la communauté fongique vers des champignons adaptés à utiliser des composés

complexes. Par analogie avec nos résultats sur le résidu miscanthus, certains champignons

se développant sur les composés récalcitrants sont probablement très efficaces à stabiliser

des agrégats du sol. Caesar-TonThat et Cochran (2000) ont notamment démontré la

capacité d’un champignon de la classe des basidiomycètes, décomposeurs de la lignine, à

agréger et stabiliser de manière significative les agrégats du sol.

Nous émettons l’hypothèse que l’apport répété de fumier de bovins a modifié la communauté

fongique du sol et ses populations ont un effet élevé sur la formation d’agrégats stables. Ces

hypothèses devront prochainement être testées en mesurant dans un premier temps des

caractéristiques de biomasse et de structure de la communauté microbienne des différents

sols.

4 Conclusions

Nos travaux ont montré que la qualité biochimique du résidu de culture et la disponibilité en

azote minéral contrôlent successivement la formation d’agrégats stables suite à l’apport des

résidus. La dynamique de la stabilité des agrégats est, dans un premier temps, liée à la

stimulation de la biomasse de la communauté microbienne puis, dans un second temps, liée

au développement de populations microbiennes et à leur activité. Nous avons montré que

l’effet de l’incorporation des résidus de culture sur la stabilité structurale du sol au champ et

en conditions hivernales est encore significatif et constitue donc une pratique très efficace

pour augmenter la stabilité structurale du sol en hiver où les risques de dégradation de la

structure du sol sont élevés. Il est clair qu’une meilleure compréhension des processus

d’agrégation sous l’influence des pratiques agricoles nécessite une étude approfondie des

communautés microbiennes du sol. Les acquis de notre travail constituent une base pour

101

l’évolution des modèles prédictifs de la dynamique de la stabilité structurale pour prendre en

compte le facteur azote et la composante microbienne des sols. Selon cette même

démarche de combinaison des facteurs et par le couplage d’approches analytiques, d’autres

facteurs d’influence identifiés doivent être étudiés (p. ex. H°, T°, matière organique du sol)

dans différents contextes pédo-climatiques et différents systèmes de culture.

103

Références

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121

123

Annexes

1 Dispositif expérimental

Le dispositif de Champ-Noël permet d’étudier l’effet combiné de différents modes de gestion

de la fertilité et différentes rotations culturales (mis en place depuis 1993) sur diverses

propriétés du sol (Fig. A).

A/ Dispositif expérimental du site de Champ-Noël (INRA, 1992-2010)

Au cours de la thèse nous avons utilisé trois de ces parcelles expérimentales :

• Fertilisation minérale (Chapitre 1, 2 & 3)

• Fumier de bovins composté (perspective, travaux préliminaires)

• Fertilisation minérale avec couvert d’interculture (perspective, travaux préliminaires)

Traitements :

• Lisier de porc 1 apport par an

L4 - L6

L10 - L11

• Fumier de bovins

L13 1 apport / 2 ans

• Fumier de bovins composté

L14 1 apport / 2 ans

• Fertilisation minérale

L3 - L8 - L9 (avec interculture)

• Témoin 0N

L2 – L7

Couvert interculture

après blé (phacélie)

25 m

7 8 9 10 12

13 14 15

1 2 3 4 5 6

Maïs

Maïs-blé

6 m

11

Traitements étudiés

124

2 Résultats sur le produit fumier de bovins

Tableau 1 : comparaison des caractéristiques biochimiques du fumier de bovins avec celles des résidus de culture.

avoine paille de blé miscanthus fumier de bovins

C/N 18.8 125.6 311.3 24.5

Lignine/N 0.5 21.2 88.1 6.6 Van Soest (% MS)

soluble 59.9 13.2 6.3 34.7

hemicellulose 23.2 34.0 28.1 21.9

cellulose 15.8 45.6 52.4 33.1

lignine 1.1 7.2 13.2 10.4

Le fumier de bovins a un C/N et un rapport Lignine/N faible et une fraction Van Soest soluble

importante (ce qui le rapproche des caractéristiques du résidu avoine). En revanche, il a une

teneur en équivalent lignine importante.

C/ Dynamique, en conditions contrôlées, de la stabilité des agrégats (exprimé par le MWD) des traitements paille de blé (Pa), miscanthus (Mc) et fumier de bovins (Fb) sans apport d’azote minéral (-N) et avec apport d’azote minéral à 120 mg N.kg-1 sol sec (+N).

En conditions contrôlées, l’apport de fumier de bovins a induit une augmentation rapide de la

stabilité des agrégats, équivalente à celle dans le traitement paille de blé à 2 jours et au

traitement miscanthus à 7 jours. Après cette augmentation (7 jours), la stabilité des agrégats

est restée stable jusque la fin de l’incubation (56 jours), équivalente au traitement paille de

blé avec apport d’azote minéral.

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

0 10 20 30 40 50 60

Temps (jour)

MW

D (

mm

) (t

raite

men

t org

aniq

ue –

trai

tem

ent c

ontr

ôle)

Pa -N Mc -N

Fb -N

Pa +N

125

D/ Dynamique, au champ, de la stabilité des agrégats (exprimé par le MWD) des traitements témoin (Te), avoine (Av), paille de blé (Pa), miscanthus (Mc) et fumier de bovins (Fb).

Au champ, l’apport de fumier de bovins a permis de maintenir un niveau de stabilité des

agrégats plus élevé que le sol contrôle et constant au cours du temps. Son effet sur la

stabilité des agrégats était, comme au laboratoire, plus faible que celui de l’apport des

résidus de culture.

L’apport de fumier de bovins permettait donc d’améliorer la stabilité structurale du sol mais

de manière moins élevée que les résidus de culture. Malgré une fraction soluble importante,

son effet sur la stabilité structurale était peu élevé. Cela est certainement du à la complexité

des composés carbonés pouvant être extraits dans la fraction soluble Van Soest des

effluents d’élevage (composés récalcitrants de type humique), ce qui surestime le caractère

labile de l’effluent et son effet sur la stimulation de l’activité biologique.

Te Av Pa Mc Fb

0.3

0.5

0.7

0.9

1.1

1.3

Oct-09 Nov-09 Déc-09 Jan-10 Fév-10 Mar-10

MW

D (

mm

)