Programme d'assurance de la qualité et guide des bonnes …cyto.qc.ca/pdf/1286571409.pdf · 2014-12-21 · Table des matières Introduction ... (BPF), en centre de recherche on parlera

Christiane Lemay

Hélène Boudreau et Sylvia Lamarre

Programme d'assurance de la qualité et guide des

bonnes pratiques de laboratoire

Association des Cytologistes du Québec

ISBN 2-9806643-0-8 Dépôt légal – Bibliothèque nationale du Québec, 2000 Dépôt légal – Bibliothèque nationale du Canada, 2000

Christiane Lemay

Hélène Boudreau et Sylvia Lamarre

Programme d'assurance de la qualité et guide des

bonnes pratiques de laboratoire

1999 Association des Cytologistes du Québec.

12 de Bernières, App. 1505 Québec(Québec), G1R 5H5

Tél. : (418) 681-2756

Auteurs Hélène Boudreau, cytologiste au Centre Hospitalier St-Eustache Sylvia Lamarre, cytologiste au CHUM, Pavillon Notre-Dame Christiane Lemay, cytologiste au CHA Universitaire de Québec, Pavillon St-Sacrement Comité de révision Denyse Gauthier, cytologiste au CHA Universitaire de Québec, Pavillon St-Sacrement Francine Parent, cytologiste au Centre Hospitalier de Rimouski Sonia Robida, cytologiste au Centre Hospitalier du Haut-Richelieu Remerciements Nous voulons remercier, pour leur aide, toutes les personnes qui ont contribuées de près ou de loin à la rédaction de ce document et tout particulièrement : Irène Boudreau, cytologiste au CHA Universitaire de Québec, Pavillon St-Sacrement Éric Moreau, MCT, MCSD, Concepteur de chez Concept S2i inc. Michel Petitclerc, cytologiste au CHA Universitaire de Québec, Pavillon St-Sacrement Avec la permission de 1996 by Laboratory Testing Program, 250 Bloor Street East, Suite 501, Toronto, Ontario, Canada M4W 1E6 Téléphone : (416) 323-9540 Télécopieur : (416) 323-9324

Table des matières

Introduction .................................................................................................................................... 9

I –Qualité de la phase pré-analytique ......................................................................................... 13 1. Prélèvements gynécologiques ........................................................................................................... 16

1.1 Le but de l’analyse........................................................................................................................... 16 1.2 Information à la patiente .................................................................................................................. 16 1.3 Le prélèvement gynécologique (Test de Pap).................................................................................. 17 1.4 La fixation ....................................................................................................................................... 27 1.5 Terminologie des rapports ............................................................................................................... 27 1.6 En résumé : Le test de Pap, un prélèvement satisfaisant ................................................................ 28

2. Validation des spécimens gynécologiques ....................................................................................... 29 2.1 Renseignements nécessaires pour la validation d'un spécimen ....................................................... 29 2.2 Mesures à prendre pour les cas à problème ..................................................................................... 29

3. Prélèvements non-gynécologiques .................................................................................................... 34 3.1 Le matériel pulmonaire .................................................................................................................... 34 3.2 Biopsies trans-thoraciques à l'aiguille fine et cytoponctions des autres sites .................................. 37 3.3 Urines .............................................................................................................................................. 41 3.4 Les liquides de ponctions ................................................................................................................ 42

4. L’identification des spécimens non-gynécologiques et ses problèmes ......................................... 43 4.1 Renseignements devant obligatoirement apparaître ........................................................................ 43 4.2 Information à inscrire par le personnel technique sur la requête ..................................................... 44 4.3 Procédures de validation pour les cas à problèmes .......................................................................... 45

5. Cytopréparation du matériel pulmonaire ....................................................................................... 48 5.1 Les expectorations ........................................................................................................................... 48 5.2 Cytopréparation des brossages bronchiques ..................................................................................... 49 5.3 Cytopréparation des lavages bronchiques et des lavages bronchiolo-alvéolaires ............................ 50 5.4 Cytopréparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour décompte différentiel ............................. 51 5.5 Cytopréparation des biopsies transbronchiques et transthoraciques à l'aiguille fine ....................... 52 5.6 Technique spéciale : Recherche de corps d'amiante ....................................................................... 53

6. Cytopréparation du matériel gastrique ........................................................................................... 54 6.1 Cytopréparation des brossages gastriques ........................................................................................ 54 6.2 Cytopréparation des lavages gastriques ............................................................................................ 55

7. Cytopréparation des urines par cytocentrifugation ....................................................................... 56 7.1 Technique numéro 1 ........................................................................................................................ 56 7.2 Technique numéro 2 ........................................................................................................................ 60

8. Cytopréparation des liquides ........................................................................................................... 62 8.1 Liquides de kystes et d'épanchements ............................................................................................. 62 8.2 Liquide articulaire ........................................................................................................................... 65 8.3 Liquide céphalo-rachidien ............................................................................................................... 65 8.4 Bloc cellulaire .................................................................................................................................. 66 8.5 Mode de préparation de l'agar ......................................................................................................... 67

9. Cytoponctions .................................................................................................................................... 68 9.1 Évaluation quantitative du matériel ................................................................................................. 68 9.2 Différentes techniques d'étalement selon l'aspect du matériel obtenu ............................................. 68

10. Cytopréparation par le filtre .......................................................................................................... 71 10.1 Types de filtres, ............................................................................................................................... 71

10.2 Technique ........................................................................................................................................ 72

11. Coloration de Papanicolaou ........................................................................................................... 74 11.1 Principes .......................................................................................................................................... 74 11.2 Remplissage des bains ..................................................................................................................... 74 11.3 Tableau de la coloration progressive de Papanicolaou .................................................................... 75 11.4 Tableau de la coloration régressive de Papanicolaou ...................................................................... 77 11.5 Hématoxyline de Harris ................................................................................................................... 78 11.6 Coloration cytoplasmique : OG-6, EA ............................................................................................ 79 11.7 Coloration rapide de Papanicolaou .................................................................................................. 80 11.8 Mesures de contrôle de la contamination cellulaire ......................................................................... 81 11.9 Entretien de la coloration ................................................................................................................. 82 11.10 Décoloration et recoloration ............................................................................................................ 83

12. Coloration de Giemsa ...................................................................................................................... 85 12.1 Les étapes de la coloration .............................................................................................................. 85 12.2 Préparation des solutions ................................................................................................................. 86

13. Évaluation et solutions des problèmes reliés à la coloration ...................................................... 87 13.1 La coloration .................................................................................................................................... 87 13.2 Les problèmes de coloration: causes et solutions ........................................................................... 89 13.3 Points à ne pas oublier ..................................................................................................................... 95

14. Nombre de lames à préparer .......................................................................................................... 96 14.1 Recommandations du comité d’assurance qualité de l'APQ (Association des Pathologistes du

Québec) ........................................................................................................................................... 96

15. Règles de sécurité en vigueur au laboratoire ................................................................................ 98 15.1 Mode de d'élimination des déchets biomédicaux ........................................................................................ 98 15.2 Consignes en vigueur au laboratoire................................................................................................ 99 15.3 Marche à suivre dans le cas d'égratignures, piqûres ou coupures causés par des aiguilles, couteaux

ou verre brisé contaminés .............................................................................................................. 101

16. Mesures de sécurité ....................................................................................................................... 102 16.1 Principes ........................................................................................................................................ 102

17. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité de la phase pré-analytique ........................ 103 17.1 Aspect technique ........................................................................................................................... 103 17.2 Aspect organisationnel .................................................................................................................. 104 17.3 Aspect administratif....................................................................................................................... 106

II – Qualité de la phase analytique ........................................................................................... 107 18. La structure du laboratoire de cytologie ..................................................................................... 108

18.1 Organigramme général d'un centre hospitalier .............................................................................. 108 18.2 La direction et le personnel du laboratoire de cytologie ................................................................ 111

19. Le cytodiagnostic ........................................................................................................................... 116 19.1 La pratique de la cytologie ............................................................................................................ 116 19.2 Charge de travail ........................................................................................................................... 117 19.3 Cas référés au pathologiste ............................................................................................................ 118 19.4 Pratiques diagnostiques ................................................................................................................. 118 19.5 Le rapport final .............................................................................................................................. 119 19.6 Terminologie cytologique ............................................................................................................. 120 19.7 Évaluation de la qualité des spécimens ......................................................................................... 120 19.8 Le suivi clinique recommandé ....................................................................................................... 122 19.9 Registre de cytologie gynécologique ............................................................................................. 122

20. Ergonomie ...................................................................................................................................... 124

20.1 Les positions de travail et les équipements requis ......................................................................... 124 20.2 Matériel et équipement .................................................................................................................. 126 20.3 Les lieux physiques ...................................................................................................................... 127

21. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité des phases analytiques .............................. 128 21.1 Aspect technique ........................................................................................................................... 128 21.2 Aspect organisationnel .................................................................................................................. 128 21.3 Aspect administratif....................................................................................................................... 129

III – Qualité de la phase post-analytique .................................................................................. 131 22. L’assurance qualité ....................................................................................................................... 132

22.1 Description du programme d’assurance qualité du laboratoire de cytologie ................................. 132 22.2 Envoi du rapport final .................................................................................................................... 133 22.3 Archivage ...................................................................................................................................... 133 22.4 Relance .......................................................................................................................................... 134 22.5 Évaluation et indicateur de la performance ................................................................................... 135 22.6 Pratique d’éducation continue ....................................................................................................... 139

23. Procédures de révision .................................................................................................................. 140 23.1 Contrôles de la qualité interne ....................................................................................................... 140 23.2 Comparaison des méthodes ........................................................................................................... 142 23.3 La révision des frottis antérieurs à un frottis positif ...................................................................... 143 23.4 Les corrélations cyto-pathologiques .............................................................................................. 143 23.5 Le terme faux négatif ..................................................................................................................... 144 23.6 Le cytodiagnostic révisé ................................................................................................................ 144 23.7 Le terme faux positif ..................................................................................................................... 145 23.8 Contrôles de la qualité externe ...................................................................................................... 145

24. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité de la phase post-analytique ............................ 148 24.1 Aspect technique ........................................................................................................................... 148 24.2 Aspect organisationnel .................................................................................................................. 148 24.3 Aspect administratif....................................................................................................................... 149

Conclusion .................................................................................................................................. 151

Références .................................................................................................................................. 153

Annexes ...................................................................................................................................... 157 Annexe 1 Grille de vérification de la coloration ............................................................................................ 159 Annexe 2 Grille d’entretien des appareils ...................................................................................................... 161 Annexe 3 Cytologie gynécologique : Terminologie Bethesda ....................................................................... 163 Annexe 4 Compilation charge de travail du cytologiste ................................................................................ 165 Annexe 5 Compilation des cas gynécologiques positifs ................................................................................ 167 Annexe 6 Compilation du contrôle de la qualité. Révision des lames de morphologie bénigne .................. 169 Annexe 7 Compilation de la révision des lames antérieures aux cas significatifs ......................................... 171 Annexe 8 Corrélations cyto-pathologiques .................................................................................................... 173 Annexe 9 Formulaire de relance .................................................................................................................... 175 Annexe 10 Éducation continue, cas intéressants.............................................................................................. 177

Introduction La prochaine décennie verra la mise en place dans nos laboratoires d'un nouveau concept d'organisation du travail appelé Les bonnes pratiques de laboratoire. C'est un système semblable à celui des entreprises commerciales connu sous le nom de ISO 9000 (ISO signifie égal en japonais). C'est en fait une série de normes et de réglementations qui visent à assurer la qualité du produit final, en vérifiant la qualité et la précision de chaque étape. En industrie, on parlera de bonnes pratiques de fabrication (BPF), en centre de recherche on parlera plutôt de bonnes pratiques cliniques (BPC) enfin, en laboratoire médical de bonnes pratiques de laboratoires (BPL). Avec l'agrément des laboratoires qui est à nos portes, ces normes et règlements, américains précisons-le, deviendront très importants dans notre travail quotidien, voire incontournables. Le patient doit toujours rester au centre de nos préoccupations et justement ce nouveau concept voit à l'organisation du travail et aux conditions dans lesquelles les analyses sont effectuées et il vise à offrir à la personne concernée le meilleur service médical disponible. Les réglementations sont des règles édictées par le gouvernement et ont donc force de loi. Les normes sont des règles plus locales qui sont rédigées par les utilisateurs, sous la direction du directeur médical, selon les habitudes de pratiques généralement reconnues et approuvées dans le milieu. Ces réglementations et ces normes nous servent de guide dans la pratique courante de nos laboratoires (ex : Simdut). Dans le travail quotidien, on doit s'assurer que ces réglementations et normes sont bien appliquées pour ainsi garantir la reproductibilité et la fiabilité des analyses. L'implantation d'un système d'Assurance Qualité, tout comme bientôt celui des bonnes pratiques de laboratoires est une composante indispensable pour permettre le bon fonctionnement des procédures normalisées et assurer la reproductibilité et la stabilité des résultats d'analyses. En fait, un programme d'assurance qualité est essentiel au bon fonctionnement d'un système de bonnes pratiques de laboratoire. Il sera coordonné par un responsable de laboratoire et son équipe de spécialistes lesquels verront à décrire et à déterminer la charge et les postes de travail, les appareils appropriés, les procédures et les analyses spécifiques nécessitant un contrôle précis de qualité. Chaque petit geste spécifique, chaque mesure de contrôle de qualité (tel que noter la température du réfrigérateur tous les matins sur une charte à cet effet), effectué à son tour, constitue une grande chaîne de surveillance toute naturelle et incluse dans le travail quotidien. C'est ainsi qu'on assurera du degré d'excellence de celui-ci avec preuves à l'appui. La définition du terme "Assurance qualité" (AQ) et ce que cela représente concrètement dans un laboratoire de cytologie n'est pas encore pleinement apprécié par plusieurs. La plupart des cytologistes connaissent le contrôle de la qualité (CQ), ses exigences et ses standards (ex : bien vérifier le nom sur la lame), propre à chaque poste de travail. Mais qu'en est-il de l'ensemble des démarches nécessaires pour assurer l'organisation, la qualité et l'évaluation du travail

globalement dans tout le laboratoire ? Selon le CAP (College of American Pathologists), l’assurance qualité (AQ) est un système "départemental" de supervision de la qualité, des résultats et des paramètres de la routine de travail, pour s'assurer que tous les systèmes fonctionnent, dans le but commun d'offrir un meilleur service de laboratoire médical aux patients. L'assurance qualité est un effort commun pour rassembler, dans une même façon de travailler, tous les systèmes de détection, de contrôle et de prévention des erreurs (programme systématique départemental). L'AQ doit cibler les zones "clés", les problèmes qui pourraient affecter les patients, et y appliquer un système de CQ efficace. L'équipe médicale entière doit y participer à l'intérieur et hors des murs du laboratoire. Ce processus doit être continu et revu régulièrement, les normes et procédures révisées et corrigées annuellement. À la lecture, un programme d'AQ peut paraître ardu, mais il faut réaliser que la plupart de ces actions sont déjà en place dans nos laboratoires. Il s'agit maintenant de les y maintenir efficacement, de les formaliser et surtout de les documenter. L'analyse de frottis en cytologie est considérée comme un test de haute complexité et elle doit donc composer avec les programmes d'AQ et de CQ. L'efficacité de ces procédures doit ainsi être surveillée au cours des 3 phases de travail, soit les phases pré-analytiques, analytiques et post-analytiques. Les problèmes doivent être identifiés et corrigés. Les résultats des tests demandés doivent être rapportés rapidement, être fiables et le plus précis possible. La formation du personnel doit être adéquate et leur compétence, maintenue et reconnue. La formation continue doit être accessible et encouragée. À la suite des résultats obtenus, un laboratoire voit à réévaluer ses politiques et procédures si nécessaire. Toute activité d'assurance qualité doit être documentée. Un programme efficace de contrôle de la qualité supervise et évalue chacune des étapes du travail d'un laboratoire. En cytologie, on identifie trois grandes phases dans le cheminement d'un échantillon et chacune d'elles est soumise au programme d'assurance qualité. La phase pré-analytique débute avec la visite du patient chez son médecin. Elle se poursuit par le prélèvement satisfaisant d'un échantillon, effectué par ce dernier, l'acheminement de ce spécimen au laboratoire et les processus techniques nécessaires à l'analyse cytologique : cytopréparation, coloration et montage. Tout au long de cette phase, les cytologistes superviseront les informations sur les procédures, les normes de contrôle de qualité et le respect des règles des bonnes pratiques de laboratoire. La phase analytique est la phase consacrée à la lecture et à l'interprétation des frottis, à l'élaboration du cytodiagnostic et à l'émission du rapport final. Durant cette étape, des informations pertinentes, des normes de contrôle de qualité essentielles et quelques bonnes pratiques de laboratoire doivent être observées. La phase post-analytique représente certainement la phase clé du programme d'assurance qualité et elle concerne la révision des résultats. C'est souvent après que le diagnostic final est émis que l'on révise des frottis, suite à une non-corrélation du résultat cytologique par rapport au diagnostic histologique ou à une preuve clinique. C'est alors que la qualité du travail est réellement évaluée. C'est à cette étape que l'on peut juger de l'efficacité des contrôles de la

qualité des phases précédentes, de la capacité de l'équipe de travail à arriver à un cytodiagnostic précis, fiable, reproductible, en somme optimal pour le patient. Ce document se veut un outil de référence qui pourra, nous l'espérons, vous faciliter la tâche et vous guider dans l'élaboration de votre propre programme d'assurance qualité. Nous tenterons donc d'y traiter des principaux aspects techniques qui doivent être supervisés et contrôlés pendant chacune des grandes phases tout en soulignant quelques grands principes. Nous souhaitons ainsi partager avec vous notre expérience afin de promouvoir l'uniformisation de nos bonnes pratiques de laboratoire respectives.

I –Qualité de la phase pré-analytique

Prélèvements gynécologiques et validation des spécimens

16 Qualité de la phase pré-analytique

ACQ 1re édition, 2000

1. Prélèvements gynécologiques

1.1 Le but de l’analyse La cytologie gynécologique vise à détecter les changements cellulaires précancéreux et cancéreux au col utérin afin de contribuer à réduire l’incidence de mortalité due au cancer du col par un dépistage précoce de la maladie. Dans certaines conditions, cette analyse permet aussi de détecter, lorsqu’elles sont présentes, les cellules d’un cancer qui envahit les régions avoisinantes. Les images cytohormonales non caractéristiques sont signalées, de même que la présence de certains parasites, virus ou champignons s’ils se trouvent en assez grand nombre ou s’ils modifient l’aspect du frottis.

1.1.1 Quelques facteurs affectant le prélèvement

Durant la période de vie génitale active chez la femme, le meilleur moment pour effectuer un prélèvement est durant la période de l'ovulation. Pendant cette partie du cycle il y a moins de leucocytes. Cependant la présence de mucus peut causer un problème. Pour y remédier, on enlève l'excès de mucus avec une tige montée ou une gaze avant de faire le prélèvement.

1.2 Information à la patiente Afin d’assurer la représentativité du matériel cytologique qui sera prélevé, la patiente devrait être informée qu’il est préférable : • D’obtenir le prélèvement en dehors de la phase menstruelle (la période optimale se situe

deux semaines après le premier jour de chaque cycle menstruel). • D’éviter les douches vaginales au cours des 48 heures qui précèdent l’examen. • De ne pas appliquer de crème ou de gelée contraceptive 48 heures avant l’examen. • De ne pas avoir de relation sexuelle 24 heures avant le prélèvement. • De respecter un intervalle d’au moins 3 mois1 entre deux prélèvements pour le dépistage du

cancer du col. • De garder en mémoire la date de sa dernière menstruation au moment du prélèvement.

1 R.M. DeMay, The art and science of Cytopathology, exfoliative cytology, Volume I, ASCP Press, Chicago, 1996, page 153.

Prélèvements gynécologiques et validation des spécimens 17


1.3 Le prélèvement gynécologique (Test de Pap)

1.3.1 Matériel requis • Formulaires de demande d’analyse • Lames de verre à bout dépoli • Crayon à mine de plomb • Fixateur en aérosol • Contenant de transport pour les lames • Spatules d’Ayre (ou l’équivalent) • Tiges montées de coton non absorbant • Brosses endocervicales si désiré • Spéculum (diverses grandeurs) • Table d’examen avec une bonne lampe pour l’éclairage

1.3.2 Préparation du formulaire de demande d’analyse Les renseignements suivants sont essentiels pour la création d'un dossier au laboratoire de cytologie; ils doivent être inscrits sur le formulaire : • Nom et prénom de la patiente à la naissance • Numéro d’assurance maladie • Date de naissance • Nom du médecin requérant l’analyse et son adresse • Date du prélèvement • Source du prélèvement (vagin, col, dôme etc.….) NOTE : Des données démographiques additionnelles peuvent être requises dans certains cas. Toute observation clinique pertinente recueillie lors du prélèvement sera notée, de même que les renseignements suivants : • Date des dernières menstruations, s'il y a lieu, ou grossesse, post-partum, ménopause, etc. • Date de chirurgie et/ou traitement gynécologique antérieur. Ex : Biopsie du col, cônisation,

hystérectomie, irradiation, cryothérapie, etc. • Hormonothérapie ou utilisation d’un contraceptif intra-utérin • Date et résultat du frottis précédent



1.3.3 Préparation de la lame Le nom et le prénom de la patiente doivent être écrits lisiblement sur la partie dépolie de la lame de verre perpendiculairement à la partie la plus longue et en laissant un espace pour le numéro du laboratoire (voir figure 1). L’inscription sera faite à l’aide d’un crayon à mine de plomb (l’encre disparaît lors du passage des lames dans les bains de coloration). On prendra soin d’étaler les frottis du même coté de la lame que celui où est l'inscription ; sinon, les cellules risquent d’être essuyées lors du montage des lames. À moins de circonstances particulières, nous recommandons de ne faire qu’une seule lame par patiente Circonstances particulières où il est recommandé de soumettre une deuxième lame : • Lésion à la vulve ou au vagin • Présence de 2 cols Figure 1 :

1.3.4 Préparation de la patiente • La table d'examen sera relevée de façon à permettre un contact visuel et pourrait être

agrémentée d'une taie d'oreiller de couleur gaie2. • Rassurer la patiente, lui parler, être soi-même à l'aise. • On peut mouiller le spéculum à l’eau tiède pour le réchauffer et en faciliter l'introduction. • Toucher la cuisse de la patiente avec le spéculum avant de l'introduire. • Ne jamais utiliser de lubrifiant. • Tamponner les sécrétions cervicales avant le prélèvement.

2 Le médecin du Québec, volume 33, numéro 7, juillet 1998.



1.3.5 La zone de transformation Au col de l’utérus, les lésions épithéliales précancéreuses et cancéreuses se développent habituellement à la jonction naturelle des deux types d'épithélium principaux au col utérin : l'épithélium pavimento-stratifié qui recouvre l'exocol et l'épithélium glandulaire simple retrouvé dans l'endocol. La jonction pavimento-cylindrique, est visible à l'œil nu et est appelée la zone de transformation. Cette zone n’est pas statique ; elle peut varier, selon les individus3, de très facilement accessible à l’exocol (surtout chez les femmes jeunes) à très haut dans l’endocol (surtout chez les femmes plus âgées). Il est donc essentiel d'échantillonner adéquatement cet emplacement du col utérin afin de maximiser les chances de récolter des cellules anormales si elles sont présentes.

A la visualisation du col, l'épithélium glandulaire est plus foncé (plus rouge ou plus rose) que le reste de la muqueuse. Ceci est dû à une vascularisation importante.

A B C D

Figure 2 : Schémas représentants la portion du col présentant un épithélium glandulaire (gris clair), la limite extérieure représentant la situation de la zone de transformation.

A, B. et C. Zone de transformation visible.

D. Zone de transformation à l'intérieur du canal endocervical (non visible). Des combinaisons de sites de prélèvement peuvent être intéressantes. Celles-ci devraient dépendre de l'aspect du col de la patiente, de l'objectif à atteindre (cas de suivi de lésions ou de dépistage), des préférences du praticien et des recommandations du service de cytologie. Bien sûr, ces différentes combinaisons de prélèvements devront être étalées sur une même lame.

La récolte de cellules provenant du cul-de-sac vaginal, en combinaison avec un bon échantillonnage de la zone de transformation, peut être très intéressante puisque le cul-de-sac

3 D. W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition 1996, p. 2



peut contenir des cellules altérées provenant du vagin, du col, de l'endocol et de l’endomètre. Ce prélèvement contribue à enrichir l'échantillonnage du matériel prélevé.

1.3.6 Choisir le bon instrument Des instruments différents seront nécessaires selon que la zone de transformation sera visible ou non. Prélèvement sur un col utérin présentant

une zone de transformation étroite. Figure 34

Dans ce cas, chacun des deux instruments (spatule de bois et cytobrosse) ramènera un spécimen satisfaisant et représentatif de la zone de transformation.

La ligne noire représente l'épithélium pavimenteux, le trait

hachuré, la zone de transformation et les pointillés, l'épithélium glandulaire de l'endocol.

4D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 6.



Zone de transformation visuellement plus grande.

Dans ce cas, la spatule de bois ramènera sans aucun doute un spécimen satisfaisant et représentatif de la zone de transformation. La cytobrosse, dans cet exemple produira un spécimen à la limite de l'adéquat, manquant une bonne partie de la zone significative même si le spécimen renferme de nombreux amas de cellules endocervicales.

Figure 45

La ligne noire représente l'épithélium pavimenteux, le trait hachuré, la zone de transformation et les pointillés, l'épithélium glandulaire de l'endocol.

Dans cette situation, la zone de transformation est visuellement très

grande.

On note ici que la spatule de bois est tout indiqué pour prélever un spécimen satisfaisant et représentatif de la zone de transformation alors que la cytobrosse est n'est pas du tout appropriée pour obtenir un bon échantillonnage de la zone significative, même si cet échantillon renferme de nombreux amas de cellules endocervicales.

Figure 56


5 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 7. 6 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 8.



Dans cette dernière situation, la zone de transformation n'est pas visible à l'œil

nu car elle se situe à l'intérieur du canal endocervical.

À l'inverse de la situation précédente, la spatule de bois ne sera pas appropriée, alors que la cytobrosse constitue l'instrument le mieux adapté pour récolter un échantillon satisfaisant et représentatif de la zone de transformation.

Figure 67


Ainsi, le choix de l'instrumentation approprié et adapté pour produire un échantillonnage satisfaisant et représentatif de la zone de transformation dépend avant tout de la localisation physiologique de la dite zone et de sa visualisation. Chaque instrument utilisé possède ses avantages et ses limites. C'est pourquoi l'utilisation de la spatule de bois en combinaison avec la cytobrosse est principalement recommandée. D'autres dispositifs sont décrits aux points suivants.

1.3.7 Procédures des prélèvements gynécologiques à l’aide de spatules d’Ayre, de tige montée de coton non absorbant ou de cytobrosse

La grande majorité des prélèvements est effectuée chez des femmes dont la zone de transformation est facile à atteindre par l’utilisation de la pointe asymétrique d’une spatule d’Ayre (ou équivalent) ou à l’aide d’une tige montée. Dans ces cas, la technique de prélèvement endocervical décrite à l’aide d'une tige montée est celle que nous recommandons. Par contre, il arrive parfois que la zone de transformation soit située assez haut dans l’endocol, par exemple chez les patientes post-ménopausées ou chez celles qui ont déjà subi des traitements. Voir figure 6. Pour ces cas, ainsi que pour les patientes ayant une histoire d'altérations cellulaires à contrôler, nous recommandons l’utilisation de la cytobrosse.

7 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 8.



I: Méthode VCE, étalement vertical Étape 1 : Prélèvement vaginal (V)

À l’aide du bout symétrique de la spatule, effectuer un léger grattage du tiers supérieur de la paroi vaginale et de la zone du cul-de-sac postérieur : ne pas l’étaler immédiatement. Poser cette spatule et son prélèvement en attente, pour la durée des deux étapes suivantes.

Étape 2 : Prélèvement cervical (C)

La plus longue pointe du bout asymétrique d’une deuxième spatule sera introduite dans l’orifice du col. En assurant un contact continu de la spatule avec l’épithélium, une seule rotation de 360° sera effectuée par pression douce, assurant ainsi une représentativité de toute la surface du col. Il n’est pas nécessaire de passer 2 fois ; ceci pourrait faire saigner la patiente et nuire à la qualité de l’échantillon. Conserver cette spatule et son prélèvement en attente, près du premier prélèvement.

Étape 3, option 1 : Prélèvement endocervical (E) avec une tige montée.

Insérer une tige montée dans l’orifice du canal endocervical et effectuer une rotation complète (360°).

Note : Chez les patientes multipares, il est parfois possible d’effectuer cette étape à l’aide de la

plus longue pointe du bout asymétrique d’une spatule d’Ayre (ou l'équivalent). Étape 3, option 2 : Procédure du prélèvement endocervical (E) avec la cytobrosse.

Utilisée seule, cette technique est inadéquate pour prélever un échantillonnage représentatif de la zone squamocylindrique. Elle doit donc être utilisée en combinaison avec le grattage exocervical et le prélèvement optionnel dans le cul-de-sac avec la spatule d’Ayre ou l’équivalent. On doit se rappeler, cependant, que la cytobrosse risque de faire saigner abondamment et de créer des artefacts rendant difficile, voire impossible l’interprétation cytologique. C’est pourquoi la technique suivante doit être suivie en tous points :



• À l’aide d’une spatule d’Ayre (ou l’équivalent), procéder au prélèvement des cellules du cul-de-sac vaginal (V) et du col (C) en suivant la procédure décrite en 1.3.7.

• Insérer la brosse dans le canal endocervical en s’assurant que la partie inférieure de la brosse reste visible en tout temps. Ne pas introduire au complet.

• Effectuer une légère rotation de ¼ de tour (90 degrés). Toute manipulation excessive risque d’abîmer les cellules et de faire saigner la patiente.

Étape 4 : Séquence des étalements (ECV)

Étaler immédiatement le spécimen prélevé à l’étape 3 (endocol) sur la partie la plus éloignée de la partie en verre dépoli. Le spécimen prélevé à l’étape 2 (exocol) sera ensuite étalé au milieu de la lame et finalement, le frottis vaginal (étape 1) sera étalé, s’il y a lieu, sur la partie la plus près du nom de la patiente.

Figure 7 :

Le frottis endocervical sera étalé le premier. Si celui-ci a été prélevé avec une cytobrosse il sera étalé perpendiculairement en déroulant la brosse sur la lame tout effectuant une pression. L'étalement ne doit pas être trop épais.

3 2 1 V C E

Notes : • Le temps de l'étalement doit être le plus court possible de façon à empêcher les cellules de

sécher. • Les prélèvements seront étalés perpendiculairement à la partie la plus longue de la lame

(voir figure 7). • Il n’est pas recommandé d’étaler le frottis en cercles ; on doit plutôt l’étaler de façon

linéaire, ceci garde les cellules anormales dans les champs microscopiques adjacents et favorise une meilleure détection.

• Le frottis sera mince ; un frottis trop épais risque d’être difficile ou impossible à évaluer. • L’étalement se fait avec délicatesse. Une trop grande pression sur les cellules risque de

modifier l'architecture microscopique de certains amas.



II : Méthode C-E, étalement horizontal Dans cette méthode, le prélèvement du cul-de-sac vaginal ne sera pas fait.

Étape 1 : Prélèvement cervical (C)

La plus longue pointe du bout asymétrique d’une spatule d'Ayre ou l'équivalent sera introduite dans l’orifice du col. En assurant un contact continu de la spatule avec l’épithélium, une seule rotation de 360° sera effectuée par pression douce, assurant ainsi une représentativité de toute la surface du col. Il n’est pas nécessaire de passer 2 fois ; ceci pourrait faire saigner la patiente et nuire à la qualité de l’échantillon. Conserver cette spatule et son prélèvement en attente.

Étape 2 : Prélèvement endocervical (E) avec une cytobrosse.

Insérer la brosse dans le canal endocervical en s’assurant que la partie inférieure de la brosse reste visible en tout temps. Ne pas introduire au complet. Effectuer une légère rotation de ¼ de tour (90°). Toute manipulation excessive risque d’abîmer les cellules et de faire saigner la patiente.

Étape 3 : Séquence des étalements (E-C)

Étaler immédiatement le spécimen prélevé à l’aide de la spatule d'Ayre (exocol) dans le sens de la longueur de la lame (voir figure 5). Le spécimen prélevé à l’étape 2 (endocol) sera ensuite étalé parallèlement au premier frottis.

Figure 8 : C Les cellules prélevées avec la cytobrosse seront étalées en déroulant la brosse sur la lame tout en effectuant une pression. L'étalement ne doit pas être trop épais.

E



1.3.8 Procédure des prélèvements gynécologiques à l’aide d'instruments à prélèvement unique

Ces instruments permettent l'échantillonnage simultané des 2 zones principales du col (exocol et endocol) en une seule opération.

Les balais de plastique dits en dents de peigne (ex. cervex brush, etc.) sont flexibles et peu adhérents. L'étalement du matériel prélevé avec cet instrument est difficile et cause souvent des problèmes à la lecture. Il faut tenir ce balai horizontalement jusqu'au moment de l'étalement parce qu'il y a un risque de perdre une partie du prélèvement. Une rotation de 180 degrés est requise8. Vous noterez qu’une rotation de 360 degrés risque de produire des saignements importants ou de prélever tellement de matériel que la lecture des frottis risque d'être beaucoup plus difficile, voire inadéquate. L'étalement sur la lame doit se faire bien à plat, et il faut étaler les deux cotés du balai.

En ce qui concerne les instruments de type "Acellon" une rotation de 360° est recommandée. Ceci a comme avantage de réduire les opérations lors du prélèvement. La technique est semblable aux balais à poils de plastique mais, lors de l’étalement, il faut bien étirer le dispositif afin de permettre un contact uniforme avec la lame et éviter d’écraser le spécimen avec la partie proéminente de l'instrument.

1.3.9 Les avantages d'un étalement uniforme du frottis9

Quand le prélèvement est étalé de façon irrégulière ou qu'il est trop épais, il sera mal fixé, coloré de façon irrégulière, et une quantité appréciable de cellules ne sera pas visible à l'examen microscopique. Ainsi, l'examen peut être limité ou inadéquat et il risque de ne pas révéler des altérations présentes qui se trouvent ainsi masquées par l'épaisseur de l'échantillon ou la mauvaise fixation.

Un échantillon trop mince présente aussi des problèmes. Il peut y avoir une quantité insuffisante de cellules, l'échantillon risque de ne pas être représentatif.

Enfin, il faut que l'étalement soit fait sur la partie polie de la lame, la portion dépolie servant uniquement à l'identification de la patiente. Les cellules qui se trouveront sur cette partie de la lame seront perdues, la lecture étant impossible en raison de l'apposition de l'étiquette.

8 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 12. 9 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, p. 16.



1.4 La fixation Il est essentiel de fixer le frottis immédiatement après l’étalement du matériel sur la lame, sans laisser sécher. La dessiccation du prélèvement le rend impropre à l’analyse cytologique. De plus, après un certain temps, des bactéries peuvent proliférer et recouvrir entièrement l'échantillon. Le fixateur en aérosol est généralement fourni par le centre de dépistage. On prendra soin de pulvériser le fixateur en quantité suffisante sur toute la surface du frottis, en maintenant une distance de 15 à 20 centimètres (6 à 8 pouces) de la lame. (Voir figure 6). À distance plus rapprochée, le pulvérisateur risque d’endommager le cytoplasme fragile des cellules et de créer des artefacts nuisibles à l’interprétation. Laisser sécher à l’air au moins 10 minutes après la fixation. Pour le transport, des contenants vous sont généralement fournis par votre centre de dépistage. Ainsi protégés, les frottis peuvent être envoyés par la poste.

Figure 9 :

Fixation d'un

échantillon.

Distance entre 15 cm

et 25 cm.

1.5 Terminologie des rapports

Le rapport sera rédigé selon la terminologie du système Béthesda (modifiée en 1991). Il contiendra

une appréciation de la qualité du spécimen ainsi que le diagnostic cytologique.



1.6 En résumé : Le test de Pap, un prélèvement satisfaisant10 Identifier

• Au crayon de plomb • Coté dépoli de la lame • Compléter la requête Visualiser le col

• Mouiller le spéculum à l'eau tiède • Ne jamais utiliser de lubrifiant • Bien visualiser la zone de transformation • Utiliser le bon instrument pour faire le prélèvement Faire le prélèvement La spatule d'Ayre : Frottis du cul-de-sac vaginal. (Optionnel) Conserver. Frottis VLa spatule d'Ayre : Frottis de l'exocol. Faire une rotation de 360. Conserver. Frottis C La tige montée : Frottis de l'endocol. Faire une rotation de 360°. ou la cytobrosse : Frottis de l'endocol. Faire une rotation de 90°. Frottis E Étaler le frottis E-C-V ou Frottis C-E (Frottis vaginal non fait)

C

V C E E Fixer l'échantillon • Fixer immédiatement • Laisser sécher complètement avant

de mettre dans le contenant de transport

10 D.W. Thompson, Adequate Pap Smear, LPTP Ontario medical association, Second Edition, 1996, Ontario cervical screening reference card.



2. Validation des spécimens gynécologiques

2.1 Renseignements nécessaires pour la validation d'un spécimen

• Nom et prénom de la patiente à la naissance • Numéro d’assurance maladie • Date de naissance • Nom du médecin requérant l’analyse et son adresse • Date du prélèvement • Source du prélèvement (vagin, col, dôme etc.….)

2.2 Mesures à prendre pour les cas à problème Si l'une de ces situations se présente, nous vous recommandons de suivre les mesures suivantes : • Date de naissance et numéro d'assurance maladie manquants

1. Faire des recherches à l'ordinateur dans la banque de données. 2. Téléphoner au clinicien. 3. Renvoi de la feuille de demande d'analyse ainsi que du frottis correspondant à

l'expéditeur.



• Numéro d'assurance maladie manquant

1. Téléphoner au clinicien. 2. Facturer au patient/assurance, après la lecture du frottis, par l'intermédiaire du service

des finances de votre établissement ou selon les procédures internes. 3. Certains groupes de clients seront quand même acceptés sans être facturés, suivant la

procédure du service des finances de votre établissement. • Requête reçue sans lame

1. Téléphoner au clinicien. 2. Conserver la requête un certain temps (qui devrait correspondre au délai habituel

entre l'arrivée et la lecture des lames). 3. Si aucune lame correspondante n'est reçue, envoyer un rapport final au clinicien, en

lui spécifiant qu'aucun spécimen n'accompagnait la requête. • Lame reçue sans requête

1. Tenter de retracer la provenance de cette lame et téléphoner au clinicien, lui demandant de nous faire parvenir la requête correspondante au frottis reçu.

2. Chercher dans la banque informatique pour savoir si un rapport au nom de la patiente inscrit sur la lame ne serait pas arrivé vers les mêmes dates. (Pour déceler un éventuel cas de deux lames)

3. Conserver la lame un certain temps (qui devrait correspondre au délai habituel entre l'arrivée et la lecture des lames).

4. Après le délai convenu, si aucune requête correspondante n'est reçue, ou retrouvée, jeter la lame.

• Lame reçue cassée et/ou non récupérable

1 S'il n'y a aucun risque de mélange de frottis remonter sur une deuxième lame :

Faire la lecture.

2 S'il y a un risque d'erreur d'identification ou s'il n'est pas possible de reconstituer le frottis convenablement pour la lecture :

Émettre un rapport final pour le clinicien, avec une note explicative lui demandant de reprendre le prélèvement.



• Lame reçue avec une requête identifiée différemment

1. Conserver un certain temps (qui devrait correspondre au délai habituel entre l'arrivée et la lecture des lames).

2. Vérifier si l'erreur inverse se trouve en attente à l'endroit où sont conservés ces cas discordants.

3. Chercher dans la banque informatique pour déceler d'éventuelles inversions (mauvais jumelages).

4. Émettre un rapport final pour le clinicien avec une note explicative lui demandant de reprendre le prélèvement. Jeter la lame.

• Graphisme illisible sur un rapport ou sur une lame

1. Fournir un effort raisonnable pour tenter de lire le nom. 2. Si vraiment impossible, émettre un rapport final pour le clinicien avec une note

explicative lui demandant de reprendre le prélèvement. Jeter la lame. • Lame reçue non marquée

1 Si elle est seule dans une enveloppe avec une seule requête :

Inscrire uniquement le numéro de cytologie sur la lame et renvoyer le rapport «sous réserve», en expliquant que la lame n’était pas identifiée.

2 Si cette lame arrive dans une enveloppe avec plusieurs requêtes et reste, à la fin des jumelages, avec une seule requête :

Émettre un rapport final pour le clinicien avec une note explicative lui demandant de reprendre le prélèvement. Jeter la lame.



• Lame reçue identifiée au moyen d'un papier collé sur le contenant de transport

1. Inscrire uniquement le numéro de cytologie sur la lame et envoyer le rapport «sous réserve», en expliquant que la lame n’était pas identifiée.

2. Téléphoner au clinicien ou lui envoyer une note annexée au rapport, afin que cesse cette façon de faire. Inclure une méthode pour un prélèvement satisfaisant.

• Lame reçue identifiée au moyen d'un papier collé sur la lame

1. Inscrire uniquement le numéro de cytologie sur la lame. 2. Interpréter la morphologie et envoyer un rapport final avec une note annexée, afin

que cesse cette façon de faire. Inclure une méthode pour un prélèvement. • Nom ou prénom différents pour le même numéro d'assurance maladie

1. Téléphoner au clinicien pour vérifier ces données dans le dossier de sa patiente. 2. Si une identification précise est impossible, interpréter la morphologie et envoyer un

rapport «sous réserve», avec une note explicative. NOTES: 1. Toute modification doit être rayée d'un simple trait et doit obligatoirement être notée et

datée à l'endroit même de la modification. Ne jamais masquer une erreur avec du liquide correcteur.

2. Aucune modification ne doit être faite sur les lames.


Prélèvements non-gynécologiques et validation des spécimens

34 Qualité de la phase pré-analytique.


3. Prélèvements non-gynécologiques

3.1 Le matériel pulmonaire

3.1.1 Les expectorations Information au patient pour analyse cytologique des expectorations. Prélèvement fait à jeun le matin • Demander au patient de se rincer la bouche et de se gargariser avec de l'eau. Il doit éviter de

renifler. Il doit prendre 3 ou 4 inspirations abdominales avant de tousser et de cracher. L'échantillon doit provenir des voies respiratoires inférieures à la suite d'une toux profonde*.

• Recueillir les expectorations dans un (1) bocal contenant 30 ml de fixateur pour expectorations. • Répéter trois (3) matins consécutifs. • Après chaque expectoration, bien agiter le bocal. • Acheminer le spécimen au laboratoire de cytologie, avec le formulaire adéquat, dûment rempli. • Conserver l'échantillon à la température de la pièce ou au réfrigérateur. NOTE * Si le patient a de la difficulté à expectorer, on administre, à l'aide d'un nébuliseur OEM, le

mélange suivant : - Propylène Glycol 20 % (aqueux) - NaCl 15 % (aqueux) => en parties égales

Prélèvements non gynécologiques et validation des spécimens. 35


Fixateurs utilisés : Méthode d'étalement direct :

Fixateur pour expectoration : Éthanol 70 % ou 50 %

Méthode Saccomano : Fixateur : -Eau distillée ..................................................................................................... 429 ml -Éthanol 95 %.................................................................................................... 526 ml -Polyéthylène glycol# ......................................................................................... 25 ml -Rifampicine (sol. mère)## ................................................................................. 20 ml

1. mélanger l'eau et l'alcool. 2. incorporer en mélangeant le polyéthylène glycol en phase liquide. 3. ajouter la rifampicine (sol. mère). 4. Mélanger. 5. se conserve à la To de la pièce.

# Polyéthylène glycol : • poids moléculaire : 1300 -1600 • Fournisseur : ICN CANADA • no catalogue : 151915

Le polyéthylène glycol est vendu en phase liquide ou solide. Peu importe la présentation du produit, faire la commande en fonction d’un poids moléculaire voisin de 1540.

## Solution mère • Rifampicine 300 mg ...................................................................................................... 1 capsule• Éthanol 50 % .................................................................................................................. 100 ml

1. Dissoudre le contenu de la capsule dans un mélangeur type “blender” 2. Se conserve à la To de la pièce



3.1.2 Aspiration et lavages bronchiques obtenus par bronchoscopie 1. Incorporer au matériel prélevé un volume égal d'éthanol 70 % (alcool antiseptique), dès le

prélèvement. 2. Remplir la requête. 3. Acheminer au laboratoire où l’échantillon sera par la suite conservé à 4o C jusqu'au moment ou

il sera traité.

3.1.3 Lavage bronchiolo-alvéolaire obtenu par bronchoscopie Incorporer au matériel prélevé un volume égal d'Éthanol 70 % (alcool antiseptique) dès le prélèvement. NOTE : Si le lavage bronchiolo-alvéolaire a été prélevé dans le but de faire un décompte différentiel, il est préférable de ne pas fixer ce spécimen. Acheminer rapidement au laboratoire avec la requête. Conserver à 4o C jusqu'à la cytopréparation.

3.1.4 Brossage bronchique ; frottis directs obtenus par bronchoscopie 1. Étaler en déroulant délicatement la brosse d'un mouvement concentrique sur une lame à bout

dépoli, déjà identifiée. 2. Fixer au cytospray ou dans l'Éthanol à 95 %. Méthode pour éviter la mauvaise fixation des frottis : Frottis séchés à l'air. 1. Étaler en déroulant délicatement la brosse d'un mouvement concentrique sur une lame à bout

dépoli, déjà identifiée. 2. Laisser sécher le ou les frottis (maximum de 30 minutes). 3. Envoyer au laboratoire de cytologie. Méthode pour éviter l’écrasement cellulaire : Brossage bronchique non étalé. 1. Couper la brosse et la déposer dans 30 ml de solution saline immédiatement après le

prélèvement. 2. Envoyer au laboratoire de cytologie.



3.2 Biopsies trans-thoraciques à l'aiguille fine et cytoponctions des autres sites

3.2.1 Matériel nécessaire • Fixateurs : • Éthanol 95 % • cytospray • formol neutre tamponné 10 %• Lames à bout dépoli, • Seringue de 20 ml (aspiration ou rinçage), • Pistolet, • NACL 0.9% stérile pour culture microbiologique, • Aiguille no 23 (pour déloger les fragments de l'aiguille à ponction). Note : Si on suspecte un agent infectieux, déposer le prélèvement dans du NaCl 0,9 % stérile en

rinçant l'aiguille avec cette solution saline immédiatement après la ponction ou agir selon le protocole établi dans votre centre hospitalier.

Calibre recommandé pour les aiguilles de cytoponctions

#22 Tous les sites #23 Ponction faite sans la seringue #25 Thyroïde

La longueur des aiguilles (1", 1 ½ ") est à la discrétion de l’utilisateur et de la profondeur du site à biopsier. Note : Si le médecin ne suit pas la procédure établie quant au calibre des aiguilles, ceci devrait

être noté sur la requête. Rôle du personnel technique durant la ponction

Présenter au médecin dans l'ordre : • Le tampon désinfectant, • La seringue montée sur le pistolet avec aiguille ou l'aiguille seule, • Avant de remettre la seringue montée sur le pistolet, s'assurer du bon fonctionnement du

piston. Dès que l'aiguille est retirée, exercer une pression avec la gaze sur le site ponctionné ou procéder à l’étalement du matériel, selon le protocole établi.



3.2.2 Étalement du matériel obtenu par cytoponction d'une lésion solide 1. Expulser le matériel sur une lame.

Enlever l'aiguille de la seringue. • Tirer le piston au maximum. • Replacer l'aiguille en prenant soin d'orienter le biseau de l'aiguille vers le bas. • Immobiliser la seringue à un angle de 45o, le bout de l'aiguille à environ 2 mm au-

dessus du tiers inférieur d'une lame. • Pousser fermement sur le piston.

2. Étaler et recouvrir le matériel avec une lame ou une lamelle et séparez-les par glissement. 3. Répéter l'opération une seconde fois. 4. Fixer le frottis le plus riche, laisser sécher le second pour coloration au Giemsa, lorsque requis.

• Fixer à l'Éthanol 95 % les frottis renfermant un matériel ni trop liquide, ni trop sec. • Fixer au cytospray les frottis sanguinolents. • Laisser sécher les frottis faits à partir de matériel peu abondant et/ou sec. Réhydrater

par la suite. (Voir 5.2 : Technique de réhydratation des frottis. ) • Aspirer de l'Éthanol 95 % dans la seringue à travers l’aiguille. Traiter le matériel

obtenu par cytocentrifugation. • Rincer l'aiguille et la seringue avec du fixateur histologique. Recueillir les fragments

coincés au bout de l’aiguille à ponction avec une aiguille n° 23 et les déposer dans du formol neutre tamponné 10 % ayant servi au rinçage. Préparer un bloc cellulaire avec ce matériel.

Note: Prendre soin de bien identifier les lames ainsi que les pots contenant le matériel de

rinçage de l'aiguille. S’assurer que la requête est dûment remplie.

3.2.3 Étalement du matériel obtenu par cytoponction d'une lésion kystique 1. Aspirer dans la seringue le contenu du kyste. 3. Fixer dans l'Éthanol à 50 %.



3.2.4 Technique de la ponction faite sans la seringue (avec aiguille seule). Technique de ponction basée sur le principe que la pression intra-nodulaire est plus élevée que la pression atmosphérique. Il suffit de créer une brèche dans le nodule, par l'introduction d'une aiguille fine (ex. n°. 23), pour que le matériel cellulaire se draine spontanément vers l'extérieur, là où la pression est plus faible. Les cellules ainsi obtenues se concentrent dans l'aiguille. Pour récupérer le prélèvement, on doit expulser le matériel à l'aide d'une seringue remplie d'air. Par contre, il ne sera possible d'utiliser cette technique que si le nodule est bien délimité, sous tension et non rénitent (kyste). Les avantages sont les suivants : • L'appareillage se limite à une aiguille, donc moins effrayant pour le patient par rapport à

l'équipement habituel (seringue de 20cc + pistolet). • La ponction ramène moins de sang que la méthode conventionnelle (avec pression négative).

Appréciée lors de ponction de la thyroïde puisque cette glande est très vascularisée. • Le matériel obtenu est facilement récupérable puisqu'il loge principalement dans l'aiguille et non

dans l'embout. Les désavantages sont les suivants : • Inefficace pour les masses molasses, les zones mal délimitées, les nodules non tendus, les

nodules fibreux et les kystes.



3.2.4 Évaluation quantitative du matériel À la demande du médecin, on procédera à une coloration rapide de Papanicolaou avant de libérer le patient. Si le matériel est jugé insuffisant, on ponctionnera de nouveau. Coloration rapide de Papanicolaou Méthode manuelle 1 2 Éthanol 70 % 5 fois 3 4 Eau 5 fois 5 Hématoxiline de Harris 1 minute 6 Eau 5 fois 7 8 9 Éthanol 50 % 5 fois 10 Agent de bleuissement** 10 secondes 11 Éthanol 70 % 5 fois 12 13 Éthanol 95 % 5 fois 14 OG-6 5 fois 15 Éthanol 95 % 5 fois 16 17 18 EA-65 5 fois 19 Éthanol 95 % 5 fois 20 21 22 Éthanol 100 % 5 fois 23 24 Éthanol-Toluène** 5 fois 25 26 Toluène ou Xylène 10 fois 27 Toluène ou Xylène 10 fois Temps approximatif de cette coloration : 4 à 5 minutes.

NOTE: Cette coloration vise essentiellement à faire l'évaluation quantitative d'un échantillon obtenu par cytoponction.



3.3 Urines À l’exception de la première urine du matin, un échantillon obtenu à n’importe quel moment de la journée est acceptable pour la cytologie.

3.3.1 Informations au patient • Nettoyer les organes génitaux. • Rincer à l’eau claire. • Uriner dans un pot stérile suivant la séquence suivante : • Première partie dans la toilette. • Deuxième partie dans le pot (remplir au 1/3). • Troisième partie dans la toilette. • Conserver au froid (4o C) jusqu'à la cytopréparation du spécimen. • Mélanger l'urine en partie égale (1:1) avec de l'Éthanol 50 % si un délai de 4 heures ou plus est

envisagé avant la cytopréparation. • Accompagner l'échantillon du formulaire adéquat dûment rempli, indiquant s'il s'agit d'une

miction spontanée, d'une urine recueillie par sonde vésicale, après une cystoscopie ou provenant d’une vessie iléale.



3.4 Les liquides de ponctions LIQUIDE CÉPHALORACHIDIEN

Vu son faible volume, le LCR devra être expédié dans un tube.

Conservation sans fixation :

Conservation avec fixation :

Délai d’arrivée au laboratoire : moins de 1 heure

Délai d’arrivée au laboratoire : plus de 1 heure

4 degrés Celsius

Ajouter de l'Éthanol 50% en volume égal à celui du spécimen (1 : 1)

LIQUIDE OBTENU PAR LIQUIDE DE KYSTES LAPAROSCOPIE (TOMIE) Cul-de-sac de Douglas Paratubaire Mammaire Gouttières paracoliques

Hépatique Thyroïdien

Autre site d'origine Rénal Ovarien Autre site d'origine LIQUIDE D'ÉPANCHEMENTS Pleural Péritonéal (ascite)Péricardique Articulaire (synovial) ➨ NOTE: Si le liquide articulaire est envoyé pour une recherche de cristaux d’acide urique, il

ne faut pas ajouter d'alcool.

Conservation sans fixation :

Conservation avec fixation :

Si délai d’arrivée au laboratoire : moins de 4 heures

Si délai d’arrivée au laboratoire : plus de 4 heures ou expédition par courrier.

4 degrés Celsius Ajouter de l'Éthanol 50 % en volume égal à celui du spécimen (1 : 1) + 4 degrés Celsius



4. L’identification des spécimens non-gynécologiques et ses problèmes

4.1 Renseignements devant obligatoirement apparaître

4.1.1 Sur la requête • Nom et prénom du patient.

• Date de naissance et le no RAMQ.

• Provenance de la demande avec le nom du médecin.

• Type de spécimen et le site du prélèvement.

• Renseignements cliniques pertinents. • Date du prélèvement.

4.1.2 Sur le bocal ou la lame • Nom et prénom du patient.

• Site du prélèvement si plus d'un site est prélevé.



4.2 Information à inscrire par le personnel technique sur la requête

• Attribuer un numéro d’accession à chaque type d'échantillon. • Noter la date de réception et la date de préparation (si elles sont différentes). • Indiquer le volume, l'aspect et la coloration des liquides d'épanchement, des liquides obtenus par

laparoscopie et des liquides céphalo-rachidiens. • Deux numéros d’accession successifs sont attribués lorsque des prélèvements de même type

sont obtenus des deux côtés d'organes bilatéraux. Cette règle ne s'applique pas dans le cas de ponctions faites au cours d'une consultation médicale. Exemple : côté droit (D), gauche (G) ou non spécifié (NS).

• Écrire le nombre de frottis faits ou reçus ainsi que le procédé technique employé, à savoir la

centrifugation, le bloc cellulaire, la lame d'inclusion et les colorations spéciales demandées. • Légende des abréviations utilisées :

FF : frottis fait FR : frottis reçu C : centrifugation CYC : cytocentrifugation BC : bloc cellulaire

• Le personnel technique doit parapher chaque requête dont il a traité le spécimen. • Inscrire la mention "BLOC" sur la feuille de route, pour les cas avec bloc cellulaire. Bonne pratique de laboratoire : Inscrire toute anomalie, lors de la validation, sur la requête et parapher.



4.3 Procédures de validation pour les cas à problèmes • Le nom du patient n'apparaît pas sur la requête, seulement sur le spécimen

Transcrire les informations sur la requête en mentionnant ce fait sur le rapport d'examen. • Le nom du patient n'apparaît pas sur l'échantillon (pot ou lame), mais seulement sur la

requête Mentionner ce fait sur le rapport d'examen. Un rapport doit être soumis "sous toutes réserves" puisque nous ne pouvons être certains que le spécimen appartient bien au patient identifié sur la requête.

• Le nom du patient n'apparaît ni sur la requête ni sur l'échantillon (pot ou lame)

Joindre la personne responsable pour tenter de corriger l'omission. S'il est impossible d'avoir une certitude quant à l'identité du patient, jeter le tout.

• La date de naissance ou le numéro de RAMQ est absent sur le formulaire de demande

1. Faire des recherches à l'ordinateur dans la banque de données. 2. Rejoindre la personne responsable pour tenter de corriger l'omission. 3. Renvoi de la feuille de demande d'analyse ainsi que du frottis correspondant à

l'expéditeur. • Le nom du patient apparaissant sur la requête est différent de celui du spécimen

Émettre un rapport final pour le clinicien avec une note explicative lui demandant de reprendre le prélèvement. Jeter le spécimen.

• Le site du prélèvement n'est pas indiqué sur le formulaire de demande et/ou sur

l'échantillon reçu (pot ou lame) Joindre la personne responsable pour tenter de corriger l'omission. Mentionner ce fait sur le rapport d'examen qui sera fourni «sous réserve».

• Le formulaire de demande n'est accompagné d'aucun échantillon

Joindre la personne responsable pour tenter de corriger cet état de fait. Si aucun spécimen n'est reçu, envoyer un rapport final au clinicien, en lui spécifiant qu'aucun spécimen n'accompagnait la requête.

• Le spécimen est reçu sans formulaire de réquisition

Tenter de retracer la provenance de cette lame et joindre la personne responsable pour tenter de corriger l'omission. Après un délai convenu, si aucune requête correspondante n'est reçue, ou retrouvée, jeter le spécimen.




Cytopréparation du matériel non-gynécologique



5. Cytopréparation du matériel pulmonaire

5.1 Les expectorations Deux méthodes d'étalement sont utilisées dans les laboratoires du Québec. La plus populaire est la technique d'étalement directe (pick and smear). L'autre méthode est la technique de Saccomanno qui demande un peu plus d'équipement et de manipulation.

5.1.1 Cytopréparation des expectorations par la technique d'étalement directe 1. Examiner le spécimen dans une boîte de Pétri placée de préférence sur une surface de

couleur contrastante. 2. Prélever les zones sanguinolentes, brunâtres, décolorées ou les petits fragments à l'aide d'une

curette nasale à bords tranchants. 3. Déposer les prélèvements suspects sur une lame recouverte d'albumine si désiré. (De par

leur nature muqueuse les expectorations adhèrent habituellement bien aux lames. Il n'est donc pas impératif d'utiliser des additifs tel l'albumine).

4. Étaler uniformément le matériel à l'aide d'une seconde lame (humecter au besoin avec de l'alcool du spécimen ou une goutte d'albumine).

5. Préparer 2 lames par échantillon. 6. Fixer à l'Éthanol à 70 % ou au cytospray. 7. Colorer à la coloration de Papanicolaou. Note : Tous les instruments utilisés doivent être désinfectés après avoir été utilisés.

5.1.2 Cytopréparation des expectorations par la technique de Saccomanno 1. Agiter le bocal. 2. Verser l'échantillon dans le mélangeur. Placer le couvercle*. 3. Mélanger 5-10 secondes. Avant d'ouvrir le contenant, attendre quelques minutes** ou travailler

sous un écran protecteur. 4. Remplir un tube de 15 ml. 5. Nettoyer le contenant du mélangeur à l'eau courante et/ou avec une solution désinfectante 6. Centrifuger le tube 10 minutes à 1 500 RPM. 7. Décanter. Conserver un peu de surnageant (environ 1/5 du volume du culot). 8. Homogénéiser le culot au <<VORTEX>>. 9. Déposer une goutte du mélange d'aspect crémeux sur le tiers inférieur d'une lame à bout dépoli,

recouverte d'albumine si désiré. (Page suivante).

Cytopréparation du matériel non gynécologique 49


10. Recouvrir avec une seconde lame. 11. Une fois le matériel bien distribué entre les deux lames, les séparer par glissement. Répéter au

besoin. 12. Sécher les frottis à l'air. 13. Colorer à la coloration de Papanicolaou. *On peut remplacer le couvercle par un chiffon imbibé d'Éthanol à 70 % afin d'absorber les aérosols infectieux. **Le fait d'attendre quelques minutes permet aux bactéries de se déposer, évitant ainsi le risque de contamination par inhalation de la personne travaillant au-dessus de ces prélèvements.

5.2 Cytopréparation des brossages bronchiques Un bon étalement et une fixation adéquate dépendent en bonne partie de la rapidité et de l'habileté du personnel. Si les frottis sont insatisfaisants parce que le matériel est écrasé et/ou séché, on peut se tourner vers des techniques visant à éviter l'écrasement et/ou la mauvaise fixation (cellules séchées). Méthode A : La brosse a été coupée et placée dans du fixateur (Éthanol à 50 % ou carbowax) ou de la solution saline. Au laboratoire : 1. Agiter la brosse dans le liquide pour déloger les cellules. 2. Centrifuger. 3. Faire des frottis directement à partir du culot obtenu ou procéder à une cytocentrifugation. 4. S'il reste du matériel sur la brosse, étaler sur une lame, en effectuant un mouvement de

rotation. 5. Fixer au cytospray ou à l'Éthanol à 95 %. Méthode B : Technique de réhydratation des frottis Le spécimen est étalé sur des lames, au moment du prélèvement et n'est pas fixé. Laisser sécher les frottis à l'air (maximum 30 minutes). Au laboratoire : 1. Les lames sont reçues séchées à l'air. 2. Tremper les lames dans de la solution saline (30 secondes), afin de réhydrater les cellules. 3. Fixer à l'Éthanol 95 % (jamais au cytospray). 4. Colorer à la coloration de Papanicolaou



Méthode C : 1. Le spécimen est étalé tout de suite sur des lames, au moment du prélèvement, et fixé au

cytospray ou à l'Éthanol à 95 %. 2. Colorer à la coloration de Papanicolaou.

5.3 Cytopréparation des lavages bronchiques et des lavages bronchiolo-alvéolaires En pratique les lavages bronchiques et les lavages bronchiolo-alvéolaires sont reçus fixés à l'Éthanol 70 % (1:1) sauf dans le cas de lavages bronchiques prélevés pour faciliter le diagnostic de la sarcoïdose. 1. Agiter vigoureusement le bocal pour briser le mucus. 2. Verser dans un tube à centrifuger de 15 ml. (Voir note en bas de page). 3. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 4. À l'aide d'une pipette prélever un peu de mucus qui flotte parfois à la surface du liquide et

réserver. 5. Décanter. 6. Remettre le mucus prélevé à l'étape 4 dans le tube décanté. 7. Mélanger avec la pipette par bouillonnement jusqu'à ce que le mucus devienne friable.

Ajouter un peu de solution saline si nécessaire. Utiliser le Vortex pour un culot récalcitrant. 8. Déposer une goutte du spécimen sur une lame. 9. Étaler à l'aide d'une seconde lame. (Glissements répétés dans trois directions à partir du

centre de l'échantillon). On peut au besoin humecter les frottis avec du cytospray ou de l'alcool.

10. Compléter l'étalement de façon uniforme. 11. Fixer au cytospray ou avec de l'Éthanol à 95 %. 12. Colorer à la coloration de Papanicolaou.

Note.- Les échantillons de lavage bronchique peuvent être préparés selon la méthode d'étalements directe (après une centrifugation dans des tubes de 50 ml) ou selon la méthode de Saccomanno. Mais, pour cette dernière méthode, gare aux aérosols!! Travailler sous la hotte biologique.



5.4 Cytopréparation des lavages bronchiolo-alvéolaires pour décompte différentiel Un décompte différentiel peut être demandé sur un spécimen de lavage bronchiolo-alvéolaire puisqu'il peut contribuer au diagnostic de la sarcoïdose. Pour ce faire, il est préférable que le LBA ne soit pas fixé. 1. Agiter le bocal. 2. Filtrer le liquide à travers une passoire, si désiré. 3. Observer à l'œil nu la concentration cellulaire du spécimen et en faire l'estimation. si le liquide semble très cellulaire :

mesurer environ 5 ml, compléter à 15 ml avec de la solution saline. si le liquide semble moyennement cellulaire :

mesurer environ 10 ml, compléter à 15 ml avec de la solution saline. si le liquide semble peu cellulaire :

mesurer environ 20 ml, compléter à 30 ml avec de la solution saline. 4. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 5. Décanter. 6. Remettre en suspension dans un peu de surnageant, au moyen du Vortex. 7. Ajuster assez de solution saline pour obtenir un volume de 0,8 à 1 ml. 8. Mélanger par bouillonnement. 9. Si le spécimen semble sanguinolent, ajouter 1-2 gouttes d'acide acétique glacial. 10. Mélanger. 11. Aspirer complètement la suspension (0.8 - 1.0 ml) dans la portion élargie de la pipette Pasteur. 12. Laisser la pipette debout dans le tube. 13. Placer la portion de la pipette où loge la suspension entre une source de lumière et les yeux. 14. Diluer la suspension avec de la solution saline jusqu'à l'obtention d'un concentré cellulaire

adéquat c'est-à-dire jusqu'à pouvoir distinguer de multiples particules dans le liquide. 15. Déposer les gouttes du concentré cellulaire dans les cupules pour la cytocentrifugation. Note : Désinfecter tous les instruments utilisés dans une solution de Présept (1 pastille/litre d'eau) durant au moins 2 minutes.



5.4.1 Procédure pour le chargement de la cytocentrifugeuse Le chargement de la cytocentrifugeuse peut sembler banal, mais il est très important de respecter l'ordre de la procédure. 1. Placer une lame sur le support de la chambre à échantillon en prenant soin de mettre

l'identification de la lame face à nous. 2. Placer un papier filtre entre cette lame et la partie plate d'une chambre à échantillon en

prenant soin d'aligner un trou du papier filtre avec celui de la chambre. 3. Immobiliser en attachant la chambra à échantillon sur le support (selon le modèle de

l'appareil). 4. Répéter l'opération afin d'obtenir 2 frottis pour chaque spécimen. 5. Déposer dans chacune des chambres 0,4 à 0,5 ml de la suspension jugée adéquatement

concentrée. (Quelques gouttes d'albumine ou de carbowax peuvent être ajoutées, selon la procédure de votre laboratoire).

6. Préparer deux autres frottis à partir de la suspension restante qu'on diluera de moitié avec de la solution saline. (À la lecture, cette procédure donnera le choix entre deux concentrations différentes pour faire le décompte cellulaire).

7. Placer les bouchons sur les chambres à échantillons, afin d'éviter toute contamination, sans boucher le trou au centre.

8. Cytocentrifuger 3 minutes à 3 000 RPM ou 4 minutes à 1 500 RPM. 9. Fixer au cytospray. 10. Colorer à la coloration de Papanicolaou.

5.5 Cytopréparation des biopsies transbronchiques et transthoraciques à l'aiguille fine

Il existe plusieurs façons d'étaler et de fixer ces spécimens :

• Si le spécimen arrive au laboratoire étalé sur des lames et fixé :

Colorer à la coloration de Papanicolaou

• Si le spécimen arrive au laboratoire étalé sur des lames et séché à l'air :

1. Tremper les lames dans de la solution saline 30 secondes, afin de réhydrater les cellules. 2. Fixer à l'Éthanol 95 % (jamais au cytospray). 3. Colorer à la coloration de Papanicolaou



• Si le spécimen est dans une seringue :

1. Déposer de 0,4 à 0,5 ml dans deux (2) cupules pour cytocentrifugation 2. Cytocentrifuger 3 min à 1500 RPM 3. Fixer au cytospray 4. Colorer au Papanicolaou

5.6 Technique spéciale : Recherche de corps d'amiante

La recherche de corps d'amiante est une technique spéciale qui consiste en la digestion de l'expectoration par de l'eau de Javel domestique (Javex), qui est une solution d'hypochlorure de sodium à 5,25 % afin d'obtenir la mise en évidence des fibres d'amiante Technique : 1. Mettre le spécimen dans un contenant de verre et y ajouter approximativement 40 ml d'eau de

Javel. 2. Laisser en contact jusqu'à ce que tout le spécimen soit dissout, et qu'un sédiment se forme au

fond du récipient. La digestion devrait s'opérer en quelques minutes. Si après 24 heures le spécimen n'est pas complètement dissout, décanter le surnageant et ajouter encore du Javex.

3. Décanter délicatement le plus de liquide surnageant possible sans déranger ou perdre de

sédiment. 4. Ajouter dans le récipient environ 20 ml de chloroforme. Agiter pour bien nettoyer les bords du

récipient. Ensuite ajouter 20 ml d'alcool éthylique à 50 %. 5. Agiter vigoureusement pour mettre le sédiment en suspension. 6. Centrifuger cette suspension dans un tube de centrifugation de 40 ml pendant 10 minutes à la

vitesse de 600-800 tours/minute. 7. Le surnageant devrait maintenant se composer de trois couches distinctes : la couche supérieure

est de l'alcool, la couche centrale, noirâtre, est composée de matériel charbonneux et de goudron et la couche profonde est du chloroforme.

8. Jeter le surnageant, Si le sédiment au bord du tube de centrifugation est noir, gris ou doré,

reprendre les étapes 4 à 8 jusqu'à ce que le sédiment ne soit plus visible. 9. Remettre le sédiment (qui est invisible) en suspension dans de l'Éthanol à 95 %. Cette

suspension est maintenant prête pour la filtration et/ou la cytocentrifugation.



6. Cytopréparation du matériel gastrique

6.1 Cytopréparation des brossages gastriques Un bon étalement et une fixation adéquate dépendent en bonne partie de la rapidité et de l'habileté du personnel. Si les frottis sont insatisfaisants parce que le matériel est écrasé et/ou séché, on peut se tourner vers des techniques visant à éviter respectivement l'écrasement et la mauvaise fixation (cellules séchées). Méthode A : La brosse a été coupée et placée dans du fixateur (Éthanol à 95 %). Au laboratoire : 1. Agiter la brosse dans le liquide pour déloger les cellules. 2. Centrifuger. 3. Faire des frottis directement à partir du culot obtenu ou par cytocentrifugation. 4. S'il reste du matériel sur la brosse, étaler sur une lame en effectuant un mouvement de rotation. 5. Fixer au cytospray ou à l'Éthanol à 95 %. Méthode B : Les frottis sont étalés tout de suite, mais non fixés au moment du prélèvement. Laisser sécher les frottis à l'air (maximum 30 minutes). Au laboratoire : 1. Les lames sont reçues séchées à l'air. 2. Tremper les lames dans de la solution saline (30 secondes), afin de réhydrater les cellules. 3. Fixer dans l'Éthanol à 95 % (jamais au cytospray). 4. Colorer au Papanicolaou.



Méthode C : • Le spécimen est étalé et fixé immédiatement au cytospray ou avec de l'Éthanol à 95 %, au

moment du prélèvement. • Colorer au Papanicolaou. Au moment du prélèvement, les lavages gastriques doivent être fixés à l'Éthanol à 95 % (1:1) et mis sur de la glace. L'alcool et la glace inhibent l'action des enzymes et du HCl sur les cellules, évitant ainsi leur destruction.

6.2 Cytopréparation des lavages gastriques 1. Agiter vigoureusement le bocal. 2. Verser un tube de 50 ml. 3. Centrifuger 10 minutes, 1 500 RPM. 4. Décanter. 5. Le prélèvement d'un culot de faible volume devra se faire à l'aide d'une pipette Pasteur, en

prenant soin de maintenir le tube inversé, à un angle de 45o durant l'opération. Un plus gros culot sera prélevé avec une pipette de fort calibre.

6. Mélanger avec la pipette par bouillonnement jusqu'à ce que le mucus devienne friable. Ajouter

un peu de solution saline si nécessaire. Utiliser le *Vortex pour le culot récalcitrant. 7. Déposer une goutte du spécimen sur une lame. 8. Étaler à l'aide d'une seconde lame. (Glissements répétés dans trois directions à partir du centre

de l'échantillon). On peut au besoin humecter les frottis avec du cytospray ou de l'alcool à 95 %. 9. Compléter l'étalement de façon uniforme. 10. Fixer au cytospray ou avec de l'Éthanol à 95 %. 11. Colorer à la coloration de Papanicolaou.



7. Cytopréparation des urines par cytocentrifugation

Il existe plusieurs façons de faire la cytopréparation des urines. Dans ce chapitre, deux techniques par cytocentrifugation sont proposées. Ce sont des techniques très utilisées au Québec.

7.1 Technique numéro 1 Cette technique s'effectue en plusieurs étapes qui consistent à se débarrasser de tous les contaminants des urines inutiles au cytodiagnostic. Il en résulte des frottis propres, clairs et dépourvus de débris cellulaires.

7.1.1 Première étape : la centrifugation 1. Mélanger l'échantillon. 2. Filtrer à travers une gaze de quatre plis d'épaisseur. (Cette étape permet d'éliminer tous les

contaminants plus ou moins grossiers tels que les caillots, la fibrine, les fragments ou les fibres de papier, le mucus ou la contamination vulvo-vaginale).

3. Verser environ 7 ml d'urine dans un tube conique de 15 ml. 4. Faire l'évaluation macroscopique de l'échantillon en plaçant le tube entre une source de lumière

et les yeux. Si l'échantillon est plus ou moins turbide, poursuivre à la technique de dissolution des cristaux en 7.1.2. Préparez les urines très sanguinolentes selon la technique décrite en 7.1.3.

5. En réexaminant l'échantillon, évaluer la concentration cellulaire des urines exemptes ou débarrassées des phosphates ou des urates amorphes. La présence de cellules et de globules rouges se traduit par l'observation de particules plus ou moins fines en suspension dans un liquide limpide.

6. Selon la concentration cellulaire mesurer les volumes indiqués ci-dessous : • ✔ Mesurer 30 ml d'urine renfermant peu ou pas de particules (deux tubes de 15 ml). • ✔ Mesurer 15 ml d'urine renfermant une quantité moyenne de particules. • ✔ Mesurer 1 à 7 ml d'urine renfermant une quantité importante de particules. Compléter à 15 ml

avec de solution saline. Mélanger et réévaluer. La suspension doit correspondre à une concentration moyenne de particules. Diluer de nouveau au besoin.

7. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 8. Continuer en 7.1.4.



7.1.2 La dissolution des cristaux • Si l'urine est légèrement ou moyennement turbide. (Une légère turbidité peut aussi être liée

à la présence de mucus ou à une quantité modérée de bactéries).

1. Mesurer 15 ml de l'échantillon. 2. Ajouter 2 gouttes d'acide acétique glacial. 3. Mélanger 15 à 30 secondes. 4. Poursuivre la technique selon le procédé décrit en 7.1.1, étape 5.

• Si l'urine d'aspect franchement turbide.

1. Mesurer environ 7 ml de l'échantillon. 2. Compléter à 15 ml avec de la solution saline. 3. Mélanger 15 à 30 secondes. 4. Compléter, s'il y a lieu, la dissolution avec 2 gouttes d'acide acétique glacial. 5. Poursuivre la technique selon le procédé décrit en 7.1.1, étape 5.

➨ Note : Si, malgré ces manœuvres, l'urine demeure turbide, diluer avec de la solution saline jusqu'à dissolution des cristaux. Précisons que l'aspect franchement turbide peut parfois se confondre avec un échantillon fortement infecté ou hypercellulaire.

7.1.3 Pour les urines hémorragiques

1. Centrifuger tout l'échantillon (maximum 30 ml) 10 minutes à 1 500 RPM. 2. Prélever, sans décanter, la couche superficielle du ou des culot(s). 3. Transférer dans un tube de 15 ml. 4. Ajuster le volume à 0,8 ml avec de la solution saline. 5. Mélanger par bouillonnement. 6. Hémolyser les globules rouges avec 2 gouttes d'acide acétique glacial. 7. Mélanger jusqu'à hémolyse. 8. Poursuivre à l'étape 7.1.5.



7.1.4 Préparation de la suspension pour la cytocentrifugation 1. Décanter. 2. Remettre en suspension le ou les culots par bouillonnement dans un peu de surnageant. 3. Regrouper les suspensions dans un des deux tubes. 4. Ajuster le volume à 0,8 ml avec l'une des solutions suivantes : ✔ Une solution saline si la suspension renferme un peu de sang. ✔ Une solution méthanol - acide acétique glacial si la suspension est riche en cellules. 5. Mélanger par bouillonnement. 6. Hémolyser les globules rouges avec 2 gouttes d'acide acétique glacial. 7. Mélanger jusqu'à hémolyse.

Solution méthanol - acide acétique glacial Méthanol 100%..........................................................250 ml Eau..............................................................................250 ml Acide acétique glacial.................................................2,5 ml 7.1.5 Ajustement de la concentration cellulaire de la suspension 1. Aspirer complètement la suspension dans la portion élargie de la pipette Pasteur. 2. Laisser la pipette debout dans le tube. 3. Placer la portion de la pipette, où loge la suspension, entre une source de lumière et les yeux. 4. Diluer les suspensions riches en cellules avec la solution [méthanol-acétique glacial], jusqu'à

pouvoir distinguer de multiples particules. Il faut ici encore tenir compte de la grosseur des particules dans le processus de dilution.

5. La suspension, qui possède déjà la concentration adéquate ou une population cellulaire plus

faible peut, sans manipulations additionnelles, être placée dans les chambres à échantillon de la cytocentrifugeuse.



7.1.6 Le chargement de la cytocentrifugeuse 1. Placer une lame sur le support de la chambre à échantillon en prenant soin de mettre

l'identification de la lame face à nous. 2. Placer un papier filtre entre cette lame et la partie plate d'une chambre à échantillon en

prenant soin d'aligner un trou du papier filtre avec celui de la chambre. 3. Immobiliser en attachant la chambra à échantillon sur le support (selon le modèle de

l'appareil). 4. Répéter l'opération afin d'obtenir 2 frottis pour chaque spécimen. 5. Déposer dans chacune des chambres 0,4 à 0,5 ml de la suspension jugée adéquatement




8. Cytocentrifuger 3 minutes à 3 000 RPM ou 4 minutes à 1 500 RPM. 9. Fixer au cytospray. 10. Colorer à la coloration de Papanicolaou. Note : Tout le matériel servant à la cytopréparation doit être désinfecté et asséché avant d'être

réutilisé.



7.2 Technique numéro 2 Cette technique est très rapide et elle est très efficace pour des urines peu cellulaires.

7.2.1 Première étape : la centrifugation 1. Mélanger l'échantillon 2. Faire l'examen macroscopique à travers le pot, noter la quantité reçue de spécimen et son

aspect, si désiré. 3. Verser 25 ml d'urine dans un tube conique de 50 ml et y ajouter la même quantité de

Normosol R ou de Solution d'électrolyte Baxter. 4. Centrifuger 10 minutes à 2 000 RPM. 5. Décanter. 6. Suspendre de nouveau le culot avec une solution saline afin d'obtenir une suspension

renfermant une quantité moyenne de particules (léger trouble).

• S'il y a absence de culot : • Prélever 1 cc d'urine.

• S'il y a une mince couronne au fond du tube :

• Prélever 4 gouttes d'urine et compléter à 1 cc avec du Normosol.

• S'il y a une couronne dense (++) • Prélever 2 gouttes d'urine et compléter à 1 cc avec du Normosol.

• S'il y a un fort culot (+++) • Prélever 1 goutte d'urine et compléter à 1 cc avec du Normosol.

7. Procéder à la cytocentrifugation.

Note : L'ajout de solution d'électrolyte permet de dissoudre les protéines.



7.2.2 Le chargement de la cytocentrifugeuse

1. Placer une lame sur le support de la chambre à échantillon en prenant soin de mettre l'identification de la lame face à nous.

2. Placer un papier filtre entre cette lame et la partie plate d'une chambre à échantillon en prenant soin d'aligner un trou du papier filtre avec celui de la chambre.

3. Immobiliser en attachant la chambra à échantillon sur le support (selon le modèle de l'appareil).

4. Répéter l'opération afin d'obtenir 2 frottis pour chaque spécimen. 5. Déposer dans chacune des chambres 0,4 à 0,5 ml de la suspension jugée adéquatement




8. Cytocentrifuger 3 minutes à 3 000 RPM ou 4 minutes à 1 500 RPM. 9. Au besoin, étaler le frottis avec une lamelle si le spécimen étalé à la cytocentrifugation

semble trop épais. Voir figure 1. 10. Fixer les lames au cytospray. 11. Colorer à la coloration de Papanicolaou.

Note : Désinfecter les chambres de la cytocentrifugeuse dans une solution de Présept (1 pastille/litre d'eau) durant au moins 2 minutes. Assécher complètement les chambres

avant de les réutiliser. Figure 1 : Spécimens obtenus par cytocentrifugation Spécimen non étalé Spécimen étalé



8. Cytopréparation des liquides La technique de base pour la cytopréparation est la même pour tous les liquides. Toutefois, selon le culot obtenu après centrifugation, différentes techniques peuvent être appliquées.

8.1 Liquides de kystes et d'épanchements • Kyste hépatique • Liquide articulaire • Liquide obtenu par : • Kyste mammaire • Liquide péricardique ➨ laparotomie• Kyste ovarien • Liquide péritonéal (ascite) ➨ laparoscopie• Kyste paratubaire • Liquide pleural • Liquide du cul de sac• Kyste rénal • Sérome • Gouttière paracolique• Kyste thyroïdien

8.1.1 Centrifugation des liquides de kystes et d'épanchements 1. Mélanger l'échantillon (vigoureusement si le liquide est visqueux ou s'il renferme un caillot

de fibrine). 2. Retirer la fibrine par filtration du liquide à travers une passoire ou par décantation après la

centrifugation. 3. Centrifuger tout le liquide (maximum 100 ml) dans un ou deux tubes de 50 ml pendant 10

minutes à 1 500 RPM. 4. Décanter. 5. Pour les liquides limpides ayant un volume de 7 à 30 ml, Mettre en suspension le ou les

culot(s) dans environ 5 ml de surnageant. 6. Verser la ou les suspensions dans un tube de 15 ml. 7. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. NOTE : Désinfecter tous les instruments utilisés dans une solution de Présept (1 pastille/litre

d'eau) durant au moins 2 minutes.

Cytopréparation du matériel non-gynécologique 63


8.1.2 Technique de prélèvement et d'étalement du culot Les techniques varient selon l'aspect et le volume qu'occupe le matériel cellulaire dans le culot. Technique numéro 1 : Culot de faible volume, sanguinolent ou non 1. Décanter. 2. Prélever le culot à la pipette, le tube en position inversée à angle de 45o 3. Transférer dans un tube de 15 ml. 4. Ajuster le volume à 0,8 avec de la solution saline. 5. Ajouter 2 gouttes d'acide acétique glacial (facultatif). 6. Mélanger à la pipette en provoquant un léger bouillonnement durant 15-30 secondes. 7. Cytocentrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 8. Fixer au cytospray. Technique numéro 2 : Culot allant de la mince couche de cellules tapissant le fond du tube, jusqu'à un volume plus important et dépourvu de sang 1. Décanter. 2. Prélever le culot à la pipette, le tube en position inversée, à angle de 45o 3. Transférer dans un tube de 15 ml. 4. Remettre en suspension le culot avec un volume à peu près égal d'une solution composée de 97 ml d'Éthanol à 70 % et 3ml de polyéthylène glycol (carbowax). 5. Mélanger à la pipette en provoquant un léger bouillonnement durant 15-30 secondes. 6. Déposer une goutte du mélange sur une lame. 7. Étaler avec une seconde lame par glissement. 8. Fixer au cytospray.

Note : Pour faciliter le prélèvement des gros culots, diluer avec du surnageant de manière à obtenir un mélange crémeux.



Technique numéro 3 : Culot hémorragique dépourvu de couche blanchâtre à sa surface ou montrant une couche dont l'épaisseur est égale ou supérieure à 0,5 mm • Si ce type de culot est de faible volume, faire le prélèvement d'après la technique décrite en 2. • Pour les culots hémorragiques occupant un volume de 0,05 ml et plus, prélever par aspiration à

la pipette une goutte de matériel à la surface du culot sans décanter le surnageant. Transférer dans un tube de 15 ml.

• Si le prélèvement semble pauvrement cellulaire, procéder à une cytocentrifugation comme dans

la technique numéro 1. • Si le prélèvement semble relativement cellulaire, procéder selon la technique numéro 2, étapes 4

à 7.

Technique numéro 4 : Culot composé de substance amorphe ou de matériel dégénéré dont l'épaisseur est égale ou supérieure à 0,5 mm et qui résulte de la centrifugation de liquide provenant d'un kyste du sein, de la thyroïde ou de liquide fixé à l'alcool à 50 %. 1. Décanter. 2. Maintenir le tube inversé à angle de 45 degrés. Si le culot est petit ( de 0,5mm à 2,0 mm

d'épaisseur), incorporer une petite quantité d'albumine de Mayer et passer à l'étape 4. 3. Prélever 1 à 2 gouttes d'un culot dont l'épaisseur dépasse les 2 mm. Transférer dans un tube

de 15 ml. Incorporer une petite quantité d'albumine de Mayer. 4. Déposer une goutte du mélange sur une lame. 5. Étaler avec une seconde lame par glissement. 6. Fixer au cytospray.



8.2 Liquide articulaire La viscosité de ce type de liquide empêche la concentration adéquate du matériel cellulaire. Par conséquent, l'homogénéisation au mélangeur (celui utilisé dans la technique de Saccomanno) est recommandée. Procéder ensuite comme pour les autres liquides.

Note: Avant de colorer, hémolyser les frottis qui renferment du sang frais seulement. • Acide acétique glacial pur......................................................................X10 trempages.

8.3 Liquide céphalo-rachidien Deux techniques sont proposées selon le volume du liquide reçu. Si le volume du liquide est inférieur à 0,8 ml, procéder directement à une cytocentrifugation 1. Ajouter de la solution saline au LCR ayant un volume inférieur à 0,4 ml ou 0,8 ml pour porter

respectivement le volume final à 0,4 ml et 0,8 ml. 2. Ajouter 1 goutte d'acide acétique glacial pour chaque 0,4 ml de liquide. 3. Mélanger à la pipette en provoquant un léger bouillonnement durant 15-30 secondes. 4. Distribuer dans une ou deux chambres à échantillon selon le volume du spécimen. 5. Cytocentrifuger 5 minutes à 1 500 RPM. 6. Fixer au cytospray.

Si le volume du liquide est supérieur à 0,8 ml, procéder comme suit : 1. Placer le tube debout à 4o C. 2. Laisser reposer environ 1 heure. 3. Plonger le bout d'une pipette jusqu'au fond du tube. 4. Aspirer 0.8 ml du sédiment. 5. Transférer dans un tube de 15 ml. 6. Ajouter 2 gouttes d'acide acétique glacial. 7. Mélanger à la pipette en provoquant un léger bouillonnement durant 15-30 secondes. 8. Distribuer dans deux chambres à échantillon. 9. Cytocentrifuger 5 minutes à 1 500 RPM. 10. Fixer au cytospray.



8.4 Bloc cellulaire Le bloc cellulaire peut aider au cytodiagnostic. En effet, souvent les amas cellulaires sont mieux préservés et plus visibles dans un bloc. Quelques techniques de fabrication vous sont proposées.

8.4.1 Méthode Formol-Agar Technique applicable pour les liquides biologiques ou les liquides de rinçage à l'aiguille ; non fixés. Mélanger l'échantillon. 1. Filtrer à travers une passoire* les liquides qui renferment un caillot de fibrine. 2. Centrifuger le liquide dans un à quatre tubes de 15 ml, 10 minutes à 1 500 RPM. 3. Décanter, prélever le culot à la pipette, le tube en position inversée à angle de 45o 4. Transférer le prélèvement dans un tube de 50 ml (volume total du culot : 0,50 ml maximum). 5. Ajouter 5 ml de formol neutre tamponné 10 %. 6. Mélanger. 7. Fixer environ 1 heure. 8. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 9. Décanter, égoutter le tube inversé. 10. Incorporer une à trois gouttes d'Agar** fondu selon le volume du culot. 11. Mélanger aussitôt au "Vortex" de 2 à 4 secondes. 12. Raffermir au congélateur environ une minute. 13. Démouler le bloc à l'aide d'une spatule de métal. 14. Déposer le bloc cellulaire dans une cassette histologique identifiée par le numéro du cas

cytologique correspondant. Orienter le bloc pour que sa face la plus ample repose au fond de la cassette.

15. Faire circuler en histologie. Technique modifiée pour les liquides fixés à l'Éthanol à 50 %. 1. Mélanger l'échantillon. 2. Filtrer à travers une passoire* les liquides qui renferment un caillot de fibrine. 3. Centrifuger 25 ml de liquide dans un tube de 50 ml, 10 minutes à 1 500 RPM. 4. Décanter. 5. Réduire le volume du culot à 0,50 ml. 6. Ajouter 5 ml de formol neutre tamponné 10 %. 7. Mélanger. 8. Poursuivre les étapes 9 à 16 de la technique précédente.

Note* : Désinfecter dans une solution de Présept (1 pastille/litre d'eau) durant au moins 2 minutes. Note** : Vous trouverez le mode de préparation de l'agar en 8.5.



8.4.2 Méthode fibrine-thrombine

1. Aller chercher du plasma en hématologie (tubes avec bouchons bleus) 2. Prendre le tube qui contient le culot, mettre 3-4 gouttes de plasma (patient qui n’a pas eu

d’héparine) 3. Ajouter 1-4 gouttes de thrombine (conservée au réfrigérateur) 4. Laisser prendre quelques minutes 5. Si trop liquide, faire une centrifugation (20 minutes à 1 800 RPM) 6. Déposer le bloc cellulaire dans une cassette histologique identifiée au cas cytologique

correspondant. Orienter le bloc pour que sa face la plus ample repose au fond de la cassette. 7. Faire circuler en histologie

8.5 Mode de préparation de l'agar 1. Dissoudre 3grammes d'agar-agar dans 100 ml d'eau bouillante. 2. Distribuer dans 20 tubes stériles de 15 ml. 3. Entreposer à 4o C.

MÉTHODE POUR FONDRE L'AGAR

Démouler l'agar du tube à l'aide d'une spatule de métal. Déposer dans un petit bain-marie.

Chauffer jusqu'à liquéfaction. OU Plonger le tube dans l'eau chauffée à 60o C. OU

Chauffer au four micro-ondes 10 secondes.



9. Cytoponctions

9.1 Évaluation quantitative du matériel À la demande du médecin, on procédera à une coloration rapide de Papanicolaou avant de libérer le patient. Si le matériel est jugé insuffisant, on ponctionnera de nouveau.

➨ Note : Avant de procéder, vous pouvez rincer la seringue avec du soluté salin stérile, puis rejeter l'excédent. Cela aidera à l'expulsion du matériel, si celui-ci est très peu abondant.

9.2 Différentes techniques d'étalement selon l'aspect du matériel obtenu

9.2.1 Si le prélèvement est pauvre et/ou s'il reste coincé dans l'embout de l'aiguille, rincer cette dernière avec du soluté salin 1. Aspirer environ 1 à 2 ml de solution saline contenue dans un pot à échantillon. 2. Expulser dans le pot le prélèvement qui était coincé dans l'embout de l'aiguille. 3. Aspirer de nouveau du soluté salin. 4. Transvider le contenu de la seringue dans un tube de 15 ml. 5. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 6. Étaler le culot selon son volume. a: Un petit culot sera traité à la cytocentrifugeuse. Voir 9.2.2. b: un plus gros le sera de la manière conventionnelle. Voir 9.2.3.



9.2.2 Technique pour obtenir deux lames colorées au Papanicolaou 1. Identifier deux lames. 2. Humidifier 1 lame dans de l'Éthanol à 95 %. 3. Expulser une grosse goutte de matériel sur la lame humidifiée. 4. Étaler par glissement avec une deuxième lame. 5. Fixer au cytospray. 6. Expulser le reste du spécimen de la seringue dans un bocal d'Éthanol à 95 %, identifié au nom

du patient. 7. Rincer à nouveau la seringue et l'aiguille à l'alcool. 8. Conserver pour un usage ultérieur si cela s'avère nécessaire.

9.2.3 Techniques pour obtenir une lame colorée au Papanicolaou et une autre au Giemsa 1. Identifier deux lames. 2. Expulser une grosse goutte de matériel sur une lame. 3. Étaler par glissement avec une deuxième lame. 4. Fixer une lame au cytospray pour la coloration au Papanicolaou. 5. Laisser sécher la deuxième lame à l'air pour la coloration au Giemsa. 6. Le reste du matériel de la seringue pourra être expulsé dans un bocal d'Éthanol à 95 %, identifié

au nom du patient.

9.2.4 Mode d'étalement des culots avec la cytocentrifugeuse 1. Décanter. 2. Remettre en suspension le culot dans 0,4 à 0,5 ml de solution saline. 3. Ajouter 1 goutte d'acide acétique glacial. 4. Mélanger par bouillonnement 15 à 30 secondes. 5. Diluer les suspensions riches en cellules avec de la solution saline. 6. Distribuer dans une ou deux chambres à échantillon. 7. Cytocentrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 8. Fixer au cytospray. Au lieu de fixer le ou les frottis devant être coloré(s) au Papanicolaou, si le

matériel est peu abondant, nous vous suggérons plutôt cette méthode : Laisser sécher à l'air (maximum de 30 minutes). Tremper les frottis dans de la solution saline 30 secondes, (réhydratation des frottis). Fixer à l'Éthanol à 95% (jamais au cytospray) Colorer à la coloration de Papanicolaou.



Notes : • Si on remarque la présence de fragments au sein du matériel expulsé sur la lame, récupérer ces

fragments à l'aide d'une aiguille propre et déposez-les dans du formol 10 % pour en faire un bloc cellulaire.

• Si le matériel ponctionné est constitué d'une goutte de sang ou de liquide kystique, il sera

préférable d'étaler le matériel sur 4 lames dont 2 devront être fixées au cytospray. Les deux autres lames séchées à l'air seront colorées au Giemsa.

• Si la ponction ramène beaucoup de sang, aspirer immédiatement une quantité au moins égale

de salin. Cette technique vise à freiner la formation de caillots. Préparer les frottis à partir du culot obtenu par centrifugation du liquide pendant 10 minutes à 1 500 RPM (voir chapitre 7, cytopréparation des liquides).

• Si le prélèvement correspond à un liquide de kyste ayant un volume supérieur à 1 goutte,

procéder directement à la centrifugation du liquide 10 minutes à 1 500 RPM. Si le culot obtenu est de faible volume, faire une cytocentrifugation. Autrement procéder à l'étalement habituel du culot sur 2 lames.



10. Cytopréparation par le filtre

10.1 Types de filtres11,12

TYPES DE FILTRE

CELLULOSE (millipore)

POLYCARBONATE (nucléopore, poretics)

Aspect Blanc opaque, 140-150 µm d’épaisseur. Transparent au montage

Mince film transparent, 10 µm d’épaisseur. Incolore.

Diamètre des filtres disponibles

47 mm 25 et 47 mm

Superficie occupée par les pores

80 à 85 % 2%

Aspect des pores

. Diamètre régulier (5 µm)

ou . Réseau de

maille

Diamètre régulier(5µm)

Solution de trempage (préparation du filtre)

Éthanol à 95 % Solution saline (NaCl) à 0,9%

Dissolution du filtre __________ Chloroforme (avant ou après la coloration)

Coloration Papanicolaou (hématoxyline de Gill)

Papanicolaou (hématoxyline de Gill)

11L. G. Koss, L.G., Diagnostic Cytology and its Histopathology Bases, Tome 2, 4th edition, 1992, p. 1206-1209. 12 C. Keebler, et J. Reagan, The manual of Cytotechnology, 5th edition, 1977, p. 283-292.



10.2 Technique 10.2.1 Préparation de la suspension cellulaire 1. Centrifuger l'échantillon 10 minutes à 1 500 RPM. 2. Décanter. 3. Suspendre de nouveau le culot dans de la solution saline. 4. Centrifuger 10 minutes à 1 500 RPM. 5. Décanter. 10.2.2 Filtration 1. Humecter le fin treillis de l'appareil à filtration avec de la solution saline. 2. Placer un filtre préalablement imprégné d'Éthanol à 95 % ou de solution saline, selon le cas, sur

le fin treillis de l'appareil. 3. Placer la base de l'entonnoir sur le filtre. 4. Verser environ 20 ml de saline dans l'entonnoir. Ne pas projeter la solution directement sur le

filtre. 5. Provoquer une pression négative. Le filtre se tendra. 6. Arrêter la pression négative et fixer l'entonnoir avec les pinces prévues à cet effet. 7. Verser de 50 à 100 ml de solution saline dans l'entonnoir. 8. Ajouter 1 à 2 gouttes du concentré cellulaire obtenu par centrifugation à la solution saline. 9. Provoquer une pression négative égale à 100 mm de mercure pour les filtres de cellulose et 20

mm de mercure pour ceux faits de polycarbonate. 10. Rincer l'intérieur de l'entonnoir avec de la solution saline. Pour éviter qu'il ne sèche, le filtre doit

être couvert de liquide en tout temps. 11. Arrêter la filtration lorsque le niveau du liquide est bas. 12. Hémolyser les globules rouges avec quelques ml d'Éthanol à 50 %. Le filtre passera du rouge au

blanc. 13. Continuer le rinçage avec de la solution saline si le filtre est d'apparence propre. 14. Fixer la préparation en ajoutant 20 à 30 ml d'Éthanol à 95 %. Créer une pression négative

jusqu'à ce qu'une petite quantité d'alcool recouvre le filtre. 15. Compléter la fixation en déposant le filtre dans un plat de Pétri renfermant de l'Éthanol à 95 %

durant 20 minutes. 16. Couper le filtre (si nécessaire), le fixer à une ou deux lames. 17. Colorer. 18. Monter.

NOTE : Le filtre de polycarbonate peut être dissout avec du chloroforme avant ou après la coloration.

Colorations et recommandations 73


Colorations et recommandations



11. Coloration de Papanicolaou

11.1 Principes La coloration de Papanicolaou, ou une version modifiée, est la méthode de coloration mondialement adoptée pour la coloration des spécimens cytologiques. Elle est polychromatique, contient un colorant nucléaire, l'hématoxyline et deux colorants cytoplasmiques, l'EA et l'OG-6. Cette coloration permet de distinguer la morphologie cellulaire, d'en évaluer la maturité et les activités métaboliques. La coloration nucléaire peut être progressive ou régressive. La méthode progressive consiste en une coloration continue, jusqu'à ce que l'intensité désirée de la couleur soit obtenue. Avec la méthode régressive, le spécimen sera surcoloré dans l'hématoxyline et l'excès de colorant sera enlevé par immersion dans un différenciateur. Des bains d'eau courante arrêtent la réaction chimique. Le choix de la méthode utilisée dépendra des résultats obtenus et de la préférence personnelle de chacun. Les spécimens gynécologiques et non gynécologiques seront colorés séparément pour éviter la contamination cellulaire. Nous vous recommandons de colorer les frottis gynécologiques en premier. Par la suite, les spécimens non gynécologiques seront colorés suivant un ordre préétabli : 1. Cytoponctions 2. Expectoration, brossages et lavages bronchiques, brossages et lavages gastriques 3. Urines 4. Liquides

11.2 Remplissage des bains 1. Préparer les solutions d'éthanol aux pourcentages requis. 2. Agiter correctement les bouteilles des colorants avant de filtrer leur contenu. Toujours

filtrer les colorants avant de remplir les bains de coloration. 3. Verser la quantité requise de solvant, de solution ou de colorant dans chacun des bains,

selon la séquence apparaissant au tableau de coloration utilisé. 4. Ajouter 4 % d'acide acétique glacial à la solution d'hématoxyline de Harris avant de

l'utiliser, si vous utilisez la méthode de coloration progressive.



11.3 Tableau de la coloration progressive de Papanicolaou Faire tremper les lames au moins 20 minutes dans de l'Éthanol à 95 % pour diluer les enduits de fixateur, avant de commencer la coloration. Méthode manuelle Méthode automatisée

1 Éthanol 80 % 10 fois 10 secondes 2 Éthanol 70 % 10 fois 10 secondes 3 Éthanol 50 % 10 fois 10 secondes 4 Eau 10 fois 10 secondes 5 Hématoxiline de Harris +

Acide acétique 5 minutes 2 min. à 2 min. 30 s.*

6 Eau 10 fois 20 secondes ++ 7 Eau 10 fois 8 Eau 10 fois 9 Éthanol 50 % 10 fois 10 secondes 10 Agent de bleuissement*** 1 minute 1 minute 11 Éthanol 70 % 10 fois 10 secondes 12 Éthanol 80 % 10 fois 10 secondes 13 Éthanol 95 % 10 fois 10 secondes 14 OG-6 1 minute 1 minute 15 Éthanol 95 % 10 fois 20 secondes 16 Éthanol 95 % 10 fois 10 secondes 17 Éthanol 95% 10 fois 18 EA-65 ou EA-50 3 minutes 2 min. à 2 min. 30 s.*19 Éthanol 95 % 10 fois 20 secondes 20 Éthanol 95 % 10 fois 10 secondes 21 Éthanol 95 % 10 fois 22 Éthanol 100 % 10 fois 10 secondes 23 Éthanol 100 % 10 fois 10 secondes 24 Éthanol-Toluène ** 10 fois 10 secondes 25 Toluène ou Xylène 10 fois 10 secondes 26 Toluène ou Xylène 10 fois 10 secondes 27 Toluène ou Xylène 10 fois

N.B. Ce tableau est fourni à titre d’exemple.



Notes : • Placer un couvercle sur les bains de colorants et sur ceux des étapes de déshydratation

complète et d'éclaircissement. • * Les temps de coloration dépendent des résultats du CQ. • **Éthanol/toluène ou éthanol/xylène dans une proportion de 50/50. • *** Agent de bleuissement: Hydroxyde d'ammonium : (0.0125%)

ÉTHANOL 70 %................................................................................................................394 ml NH4OH...................................................................................................................................6 ml. • ++ Pour la méthode automatisée, on utilise l'eau courante. La température de celle-ci doit

être tiède. Si l'eau est trop froide, la coloration en sera affectée. • Changer l'eau et les premiers alcools suivant les colorants, après chaque série de coloration.

Les deuxième bains seront déplacés de façon à ce qu'ils prennent la place des premiers. Remplir les bains vides et les replacer en dernier.



11.4 Tableau de la coloration régressive de Papanicolaou Faire tremper les lames au moins 20 minutes dans de l'éthanol à 95 % pour diluer les enduits de fixateur, avant de commencer la coloration. Méthode manuelle Méthode automatisée

1 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 2 Éthanol 70 % 20 fois 1 minute 3 Éthanol 50 % 20 fois 1 minute 4 Eau courante 1 minute 1 minute 5 Hématoxiline de Harris 3 min.30 s.* 3min.30 s.* 6 Eau courante 30 secondes 30 secondes 7 HCl 0,25 %*** 4 à 5 secondes*** 1 seconde*** 8 Eau courante 4 minutes 4 minutes 9 Éthanol 50 % 20 fois 1 minute 10 Éthanol 70 % 20 fois 1 minute 11 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 12 OG-6 2 min.30 s. 2 min.30 s. 13 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 14 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 15 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 16 EA-50 2 minutes 2 minutes 17 Éthanol 95 % 2 minutes 2 minutes 18 Éthanol 95 % 20 fois 1 minute 19 Éthanol 100 % 2 minutes 2 minutes 20 Éthanol 100 % 20 fois 1 minute 21 Éthanol-Xylène** 2 minutes 2 minutes 22 Toluène ou Xylène 2 minutes 2 à 7 minutes 23 Toluène ou Xylène 2 minutes 24 Toluène ou Xylène 2 minutes

N.B. Ce tableau est fourni à titre d’exemple.

Notes: • * Le temps dépend des résultats du CQ et du pH de l'eau courante. • ** Éthanol/toluène ou éthanol/xylène dans une proportion 50/50. • ***HCl 0,25% (800 ml) • HCl.................................................................................................................….. 2 ml • Eau distillée................................................................................................... 800 ml *** Le temps dans le HCl variera en fonction des spécimens à colorer :

• Spécimens gynécologiques = 1 seconde • Spécimens non-gynécologiques = 2 secondes



11.5 Hématoxyline de Harris13 MODE DE PRÉPARATION • Poudre d'hématoxyline…………………………………………………………15 g • Éthanol 95 %…………………………………………………………………..150 ml • Sulfate d'aluminium et d'ammonium…………………………………………..300 g • Eau distillée……………………………………………………………………3000 ml • Oxyde jaune de mercure……………………………………………………….7.5 g 1. Dissoudre la poudre d'hématoxyline dans l'alcool. 2. Dissoudre le sulfate d'aluminium et d'ammonium dans l'eau chaude. 3. Porter à ébullition le mélange A et B. 4. Retirer du feu et ajouter l'oxyde mercurique. Mélanger (1 - 2 minutes). 5. Refroidir à l'eau courante. 6. Filtrer dans une bouteille brune. 7. Marquer le nom du colorant et la date de préparation sur la bouteille. 8. Ajouter de l'acide acétique glacial avant usage : cela prévient la suroxydation et augmente la

précision de la coloration nucléaire (solubilise la laque).

NOTE : La solution est utilisable le jour même. Elle se conserve plusieurs mois Important: Il existe de nombreuses variantes d'hématoxyline de Harris. Il est très important de lire la liste des ingrédients qui la composent, par il se peut que l'éthylène glycol y soit utilisé comme fixateur (ou stabilisateur) du colorant, contrairement à la recette ci-haut décrite qui est fixée avec de l'éthanol. Les composantes de l’hématoxyline de Harris qui peuvent être toxiques : d’après la fiche signalétique de Fisher Scientific14, les vapeurs de l’éthylène glycol sont irritantes pour la peau, les yeux et les muqueuses. Elles sont un dépresseur du système nerveux central et une neurotoxine. L’intoxication peut affecter les poumons, le cœur, le sang, le cerveau et le foie. L’exposition aux vapeurs de sulfate d’aluminium sont irritantes pour les yeux, la peau et les muqueuses. Donc, la fabrication de l’hématoxyline de Harris doit se faire sous ventilation par évacuation, car une surexposition prolongée et répétée aux vapeurs d'hématoxyline de Harris, peut avoir un effet toxique sur les reins, le foie, le système sanguin ou le système nerveux central. Elle peut causer le cancer15. L'utilisateur doit porter un vêtement protecteur (étanche) et des lunettes de sécurité antiéclaboussures ou antipoussières pour se protéger du contact répété ou prolongé.

13 L. G. Koss, Diagnostic Cytology and its Histopathology Bases, Vol. 2, 4th édition, 1992, p. 1227-1228. 14 Fisher Scientific, Fiche Signalétique, 11/06/89, Hématoxiline, solution modifiée de Harris, Fiche no 177. 15 Jean Hand Triol, (1992), ASCT Cytopathology quality assurance guide, Volume I, p. 126.



11.6 Coloration cytoplasmique : OG-6, EA OG-6 : Colorant cytoplasmique (kératine) MODE DE PRÉPARATION • Orange G, solution aqueuse 10%………………………………………………50 ml • Éthanol 95%…………………………………………………………………..950 ml • Acide Phosphotungstique ……………………………………………………..0,15 g EA : Colorant cytoplasmique (polychrome)16 Solution 1 : Préparer une solution de vert lumière à 2 % en solution aqueuse. Solution 2: À partir de la solution 1, préparer le vert lumière à 0,05 % en solution alcoolique 2 % vert lumière aqueux…………………………………….25 ml. Éthanol 95 %……………………………………………….975 ml. MODE DE PRÉPARATION (EA-65) • Vert lumière 0,05 %……………………………………………………………450 ml • Brun de Bismarck 0,5 % (10% Brun de Bismark aqueux 5 ml + 95 ml d'éthanol 95 %)…..100 ml • Éosine Y 0,5% …(5gr.Éosine + 100 ml. d'éthanol 95%)……………………………..450 ml • Acide Phosphotungstique …………………………………..………………… 6 g CIBLES DES DIFFÉRENTS COLORANTS DE L’EA : 1 : Éosine : Cytoplasme des cellules pavimenteuses matures. Nucléoles. Cils. 2 : Vert lumière : Cytoplasme des cellules basales. Cytoplasme des cellules parabasales. Cytoplasme des cellules intermédiaires. Cytoplasme des cellules cylindriques. 3 : Brun de Bismark : Inclusions lipidiques.

NOTES: • Un rinçage adéquat est déterminant pour la transparence des cytoplasmes. • Un rinçage excessif dans l'éthanol 95% entraîne une décoloration du cytoplasme. • EA-65 est recommandé pour les frottis non-gynécologiques. • EA-50 et EA-35 contiennent deux fois plus de vert lumière et sont recommandés pour les frottis

gynécologiques.

16 Catherine M. Keebler and Theresa M. Somrak, The manual of Cytotechnology, 7 th edition, p. 432.



11.7 Coloration rapide de Papanicolaou La coloration rapide de Papanicolaou sert uniquement à faire une évaluation quantitative du matériel prélevé lors d'une cytoponction. Ceci nous permet de pouvoir ponctionner à nouveau, si nécessaire, avant de libérer le patient. Méthode manuelle 1 2 Éthanol 70 % 5 fois 3 4 Eau 5 fois 5 Hématoxiline de Harris 1 minute 6 Eau 5 fois 7 8 9 Éthanol 50 % 5 fois 10 Agent de bleuissement** 10 secondes 11 Éthanol 70 % 5 fois 12 13 Éthanol 95 % 5 fois 14 OG-6 5 fois 15 Éthanol 95 % 5 fois 16 17 18 EA-65 5 fois 19 Éthanol 9 5% 5 fois 20 21 22 Éthanol 100 % 5 fois 23 24 Éthanol-Toluène** 5 fois 25 26 Toluène ou Xylène 10 fois 27 Toluène ou Xylène 10 fois Temps approximatif de cette coloration : 4 à 5 minutes. • Faire le montage de ce frottis et évaluer la cellularité de l'échantillon au microscope. • Ce frottis sera par la suite recoloré de façon conventionnelle pour le cytodiagnostic.



11.8 Mesures de contrôle de la contamination cellulaire Pour éviter la contamination dans les bains de coloration il est impératif de conformer aux procédures préétablies suivantes : • Colorer le matériel gynécologique et non-gynécologique séparément. • Commencer par les spécimens gynécologiques. • L'ordre de coloration des échantillons non-gynécologiques doit être le suivant :

1. Ponction du sein 2. Autres ponctions 3. Prélèvements du poumon (Expectorations, brossages ou lavages bronchiques) 4. Grattage et/ou brossage d'autres organes 5. Urines 6. LCR 7. Liquides obtenus par laparoscopie ou laparotomie 8. Liquides d'épanchement 9. Autres liquides

Entre chaque coloration, pour la méthode progressive, on doit : • Filtrer le bain d'éthanol suivant l'hématoxyline • Filtrer l'agent de bleuissement Avant une nouvelle séance de coloration, on doit : • Filtrer les colorants. • Remplacer les alcools, l'eau et l'agent de bleuissement après avoir rincé les bains à l'eau courante

puis les avoir asséchés. • Filtrer les solvants éclaircissants si on note la présence de contaminants.



11.9 Entretien de la coloration • Couvrir les bains de colorant et les bains d'éclaircissement en dehors de la période de

coloration. • Bien égoutter le panier à coloration entre chaque bain. • Jeter le contenu du premier bain de chacune des séquences de rinçage. Décaler les bains qui

restent. Replacer un bain propre à la fin de chacune des séquences. Remplir avec la solution indiquée.

• Remplacer ou filtrer le toluène renfermant des gouttelettes d'eau ou des débris cellulaires. • Remplacer le toluène teinté de rose. • Jeter le contenu de tous les bains après la séance de coloration le dernier jour de la semaine.

Les bains qui renferment du toluène devront être vidés dans un contenant identifié *toluène usé.

• Les autres solutions (eau, alcool, agent de bleuissement, colorant) peuvent être jetées dans

l'évier. • Rincer tous les bains à l'eau courante puis les assécher.



11.10 Décoloration et recoloration La technique de décoloration est utilisée pour remédier à certains problèmes de coloration. Il est très important de respecter toutes les étapes de la décoloration afin que la recoloration soit optimale.

DÉCOLORATION

ENLÈVEMENT DE LA LAMELLE

LAMELLE DE VERRE FILM (MONTEUSE AUTOMATIQUE)

Tremper la lame dans du toluène jusqu'à ce que la lamelle tombe d'elle-même

-Acétone.........................5 minutes -Éthanol 100...................5 minutes

PRÉPARATION DE LA LAME POUR LA DÉCOLORATION

Utiliser les sept (7) derniers bains de la coloration de Papanicolaou -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Éthanol 100% + toluène ou xylène (1:1) ................ 10X -Éthanol 100 % .......................................................... 10X -Éthanol 100 % .......................................................... 10X -Éthanol 95 % ............................................................ 10X

-Éthanol 95 %......................10X

DÉCOLORATION

Solution décolorante: Éthanol 95 %........................................................................................90 ml HCl….................................................................................................10 ml Mélanger et distribuer dans deux (2) coplins 1. Coplin #1.....................................................................................1 minute 2. Coplin #2....................................................................................1à 2 minutes 3. Éthanol 95 %………............................................................................10X 4. Éthanol 95 %....................................................................................10 X



RECOLORATION

ENLÈVEMENT DE LA LAMELLE

LAMELLE DE VERRE FILM (MONTEUSE AUTOMATIQUE)

Tremper la lame dans du toluène jusqu'à ce que la lamelle tombe d'elle-même

-Acétone...............................5 minutes -Éthanol 100 %.....................5 minutes

PRÉPARATION DE LA LAME POUR LA RECOLORATION

Utiliser les sept (7) derniers bains de la coloration de Papanicolaou -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Toluène ou xylène.................................................... 25X -Éthanol 100 % + toluène ou xylène (1:1) ............... 10X -Éthanol 100 % .......................................................... 10X -Éthanol 100 % .......................................................... 10X -Éthanol 95 % ............................................................ 10X

-Éthanol 95 %.............................10X

RECOLORATION PROCÉDER À LA COLORATION DE ROUTINE (PAPANICOLAOU) Note : Les lames ayant été soumises à la coloration rapide de Papanicolaou doivent tremper dans le colorant nucléaire durant le temps prescrit moins une (1) minute.



12. Coloration de Giemsa La coloration de Giemsa, en association avec la coloration de Papanicolaou, sert à mettre en évidence certaines composantes qui peuvent aider au cytodiagnostic des cytoponction à l'aiguille fine, comme par exemple du sein et de la thyroïde.

12.1 Les étapes de la coloration TECHNIQUE DE COLORATION (VERRE COPLIN = 50 ml) 1. MÉTHANOL 100 %..........................................................................10 min 2. GIEMSA (Solution numéro 4)...............................................................10 min 3. EAU............................................................................................RINCER 4. EAU............................................................................................RINCER 5. ÉGOUTTER 6. SÉCHER 7. XYLÈNE OU TOLUÈNE............................................................TREMPER 8. MONTER



12.2 Préparation des solutions Solutions numéro 1 : Tampons phosphates (Solutions de réserve) *A: PHOSPHATE DE SODIUM (93) Dibasique, anhydre...........................................................5,94 g Eau distillée ..................................................................500 ml *B: PHOSPHATE DE POTASSIUM (76) Monobasique, cristaux...................................................... 4,54 g Eau distillée.................................................................. 500 ml

Préparation : • Dissoudre chacun des sels dans l'eau (SUR MÉLANGEUR MAGNÉTIQUE) • Conserver à 4o C

Solution numéro 2 : Tampon phosphate (solution de travail)

Solution de réserve *A.....................................................................................10 ml Solution de réserve *B.....................................................................................90 ml Eau distillée............................................................................400 ml Préparation:

• Mélanger • Ajuster le pH à 6,7 - 6,8 à l'aide des solutions de réserve *A+ et *B+ • Conserver à To pièce

Solution numéro 3 : Giemsa (solution de réserve)

• Colorant commercial (VWR # H 00620G-77)

Solution numéro 4 : Giemsa (solution de travail)

• TAMPON (solution de travail numéro 2).....…..................................45 ml • GIEMSA commercial (solution de réserve numéro 3)...........................5 ml



13. Évaluation et solutions des problèmes reliés à la coloration

Plusieurs problèmes peuvent survenir lors de la coloration. En voici une énumération et ses solutions. Il faut évaluer chaque jour la qualité de la coloration. Le maintien d'une coloration idéale facilitera le cytodiagnostic.

13.1 La coloration 13.1.1 Évaluation de la coloration 1 Sélectionner un frottis. Choisir des lames colorées et montées provenant du premier bain de

coloration (frottis gynécologiques et non gynécologiques). Ces frottis devront être évalués par un cytologiste expérimenté. Le frottis gynécologique idéal pour évaluer la coloration contiendra des cellules épithéliales, glandulaires et quelques polynucléaires. Pour évaluer la coloration des frottis non gynécologiques, choisir un frottis d'expectoration ou d'urine.

2 Évaluer la coloration cytoplasmique en suivant ces normes microscopiques :

Normes pour EA-50 : • Le rose et le vert des cellules superficielles et intermédiaires sont purs et brillants. • La coloration des cellules glandulaires est vert pâle ou bleu-vert, et la teinte contraste bien

avec la couleur du noyau. • Le cytoplasme de chaque cellule est transparent, même pour les cellules parabasales ou

métaplasiques. Les noyaux et le bord des cellules en amas sont distinctement visibles à travers les cytoplasmes.

Normes pour OG-6 :

• La coloration orangée n'est pas visible dans un frottis normal, sauf s'il y a des squames. Ceux-ci se colorent d'une teinte orange/jaune.

• Quand des cellules kératinisées sont présentes, leur cytoplasme est orange brillant.



3. Évaluer la coloration nucléaire

Normes pour hématoxyline : Le noyau se colore en bleu ou en violet foncé. Le noyau a une forme et un contour bien net et sa coloration contraste bien avec la coloration

cytoplasmique. La chromatine sexuelle est bien visible La chromatine est bien visible dans les noyaux vésiculaires. Les liens entre les lobes des polynucléaires sont visibles.

4 Remplir chaque jour la grille d'évaluation de la coloration (voir annexe 1).

• Notez les problèmes et les solutions apportées pour une référence future. • Se référer au tableau suivant pour la résolution de certains problèmes.



13.2 Les problèmes de coloration17: causes et solutions Lors de la coloration, plusieurs colorants et produits chimiques interagissent ensemble. Il est important de connaître les causes ainsi que les solutions aux problèmes pouvant survenir.

13.2.1 Problèmes de coloration nucléaire

PROBLÈME CAUSE SOLUTION

Régions non colorées sur la lame

1. Le fixateur n'a pas été complètement enlevé.

2. Le fixateur était périmé ou

inapproprié. (Les lames affectées proviennent-elles du même

client ?) 3. Il y a de l'eau dans le

xylène ou dans le milieu de montage.

4. Du gel lubrifiant recouvre

les cellules. 5. Agitation insuffisante dans

les colorants et lors des rinçages.

1. Laisser les lames dans un bain d'éthanol 95 % au moins 10 minutes avant de débuter la coloration.

2. Appeler le client. Déconseiller l'usage de fixatif pour cheveux. L'approvisionner en fixateur approprié.

3. Regarder s'il y a des bulles d'eau dans le xylène. Le filtrer ou le changer. Jeter le milieu de montage si des gouttelettes sont présentes au fond.

4. Appeler le client et lui demander de ne pas utiliser de gel lubrifiant. Recommander le soluté salin.

5. Agiter suffisamment les portoirs de lames dans les colorants et dans les bains de rinçage.

17 J. H. Triol, ASCT Cytopathology quality assurance guide, p. 137-139.



Problèmes de coloration nucléaire (suite) PROBLEME CAUSE SOLUTION

La coloration du noyau est pâle ou les détails ne sont pas nets.

1. L'hématoxyline est périmée.

2. Le colorant est épuisé. 3. Mauvais lot de colorant. 4. Le temps de décoloration

dans la coloration régressive est trop long ou le temps de coloration est inadéquat, si la coloration est progressive.

5. Le pH de l'eau est trop bas. 6. Séchage du frottis avant la

coloration. 7. Le pH de l'agent de

bleuissement est inférieur à 8.

8. Rinçage excessif dans l'eau courante.

9. Temps de coloration dans l'hématoxyline trop court pour les échantillon fixés au carbowax.

10. Égouttement du panier de coloration insuffisant, causant une dilution de l'hématoxyline.

1. Vérifier les dates de péremption et jeter si nécessaire.

2. Changer le colorant. Vérifier le tableau.

3. Vérifier visuellement le colorant. Il doit être de couleur pourpre foncé. S'il est roux, c'est qu'il est oxydé. Il ne doit pas contenir de dépôt. Retourner au fabriquant.

4. Ajuster aux temps appropriés.

5. Le pH idéal est légèrement

alcalin. Avec un pH de 6, les lames ont besoin de moins de temps dans l'eau. Avec un pH de 7, elles ont besoin de plus de temps.

6. Faire parvenir une méthode de prélèvement au médecin concerné, si trop fréquent.



Problèmes de coloration nucléaire (suite) PROBLEME CAUSE SOLUTION

La coloration du noyau est pâle ou les détails ne sont pas nets.

11. Différenciation trop longue.

12. La concentration du HCl est trop élevée.

13. Mauvais rinçage après la différenciation.

La coloration du noyau est trop foncée et le cytoplasme est gris.

1. L’hématoxyline est trop concentrée.

2. Le rinçage dans l’eau n’est pas adéquat.

3. Le temps de coloration est

trop long ou la décoloration est inadéquate.

4. La solution du

bleuissement (Hydroxyde d'ammonium est trop concentrée.

5. Le frottis renferme beaucoup de sang et de protéines.

6. Le temps de différenciation est trop court.

7. Différenciateur trop faiblement concentré en HCl.

8. Fixation des frottis avec de l'alcool trop concentré.

1. Utiliser l’hématoxyline adéquate.

2. Augmenter le temps dans les bains d’eau ou le débit de l’eau courante.

3. Diminuer le temps de coloration. Pour la coloration régressive le temps de décoloration doit être augmenté.

6. Augmenter le temps dans

le différenciateur. 7. Fixer avec de l'éthanol à 95 %.



13.2.2 Problèmes de coloration cytoplasmique


L’EA ne colore pas les cytoplasmes des cellules en vert et/ou rose.

1. Il y a de l’eau dans l’alcool qui suit le bain d’EA.

2. Le colorant est périmé. 3. Le colorant est épuisé. 4. Le colorant est de mauvaise

qualité. 5. Le temps de coloration est

trop court. 6. Séchage du frottis avant la

fixation. 7. Présence d'une flore à cocci.8. Rinçage insuffisants dans

les alcools précédant et suivant les colorants cytoplasmiques.

9. Fixation des frottis avec de l'alcool trop concentré.

1. Changer les alcools fréquemment. (Après le passage d’environ 120 lames). Égoutter les paniers de lames avant le passage au bain suivant.

2. Vérifier la date de péremption.

3. Changer le colorant plus souvent.

4. Si la coloration est mauvaise alors que le colorant est frais, le retourner au manufacturier.

5. Augmenter le temps. 9. Fixer avec de l'éthanol à 95 %.

Les cytoplasmes sont trop pâles.

1. Rinçage excessif dans l'alcool.

2. Colorants de mauvaise qualité.

Les cytoplasmes sont trop foncés.

1. L’EA est trop concentré. 2. Vérifier la formule de l'EA.

1. Diluer avec de l’éthanol 95% ou diminuer le temps de coloration.

L'EA-50 est recommandé pour la coloration des cytologies gynécologiques. L'EA-65 est recommandé pour la coloration de la cytologie non gynécologique.



Problèmes de coloration cytoplasmique PROBLÈME CAUSE SOLUTION

Les cytoplasmes sont grisâtres. 1. Coloration nucléaire trop

longue. 2. Faible différenciation. 3. Hématoxyline périmée.

1. Diminuer le temps de coloration dans l'hématoxyline.

3. Jeter le colorant et le

remplacer. Les cellules kératinisées ne sont pas orangées.

1. OG-6 de mauvaise qualité. 2. Le temps de coloration est

trop court.

1. Ceci arrive rarement. l’OG est un colorant très stable. Si cela arrive, le retourner au manufacturier.

2. Augmenter le temps.

Les cellules colorées avec l’OG sont trop orangées.

Le colorant est trop concentré.

Diluer avec de l’éthanol à 95 % ou diminuer le temps de coloration.

13.2.3 Autres problèmes de coloration


Détails embrouillés au fort grossissement.

1. Le milieu de montage ou la lamelle sont trop épais.

2. Il y a de l’eau dans le milieu

de montage.

1. Utiliser moins de milieu de montage ; effectuer une légère pression sur la lamelle là où le frottis est trop épais. Utiliser des lamelles no 1 seulement.

2. Remplacer le milieu de montage.



Autres problèmes de coloration PROBLEME CAUSE SOLUTION

Présence de «Corn flakes». Bulles d’air prises au piège à la

surface des cellules. 1. Enlever la lamelle 2. S'assurer que les frottis

demeurent bien humidifiés par le toluène ou le xylène.

3. Pour enlever les «corn flakes » tremper les lames dans l'éthanol absolu (100 %) agiter légèrement.

4. Tremper dans l'eau, agiter légèrement.

5. Tremper à nouveau dans l'alcool absolu, agiter.

6. Tremper dans le xylène, environ 15 secondes.

7. Monter.

Contamination 1. Débris cellulaires dans les colorants.

2. Débris cellulaires dans le

milieu de montage.

1. Changer les solutions suivant les colorants. Faire attention de bien rincer et égoutter les paniers dans les bains suivant les colorants pour ne pas contaminer les colorants suivants.

2. Vérifier s’il y a un sédiment dans le milieu de montage. Le changer après avoir bien nettoyé le récipient. S'assurer que le milieu de montage est appliqué sur les lamelles et non sur les frottis. Cette pratique peut entraîner des contaminations.



13.3 Points à ne pas oublier • Les procédures doivent être écrites et bien compilées dans un cahier. • Vérification quotidienne de la qualité de la coloration (voir grille prévue à cet effet en

annexe 1). • Des mesures doivent être prises pour éliminer la contamination (voir 11.8). • Les méthodes de travail doivent être uniformisées. • Établir des procédures pour l’entreposage et la filtration des colorants. • Afficher bien en vue la charte de la coloration. • Chaque technique et chaque procédure doivent être documentées. • Les appareils doivent être entretenus périodiquement et chaque entretien ou réparation doit

être documenté. (Voir grille d'entretien des appareils en annexe 2).



14. Nombre de lames à préparer Le comité d'assurance qualité de l'APQ recommande un nombre de lames précis pour chaque spécimen non gynécologique. Il est donc souhaitable que tous les laboratoires se conforment à ces recommandations. Toutefois, le nombre de lames peut varier selon la technique utilisée ainsi que les procédures établies dans chaque laboratoire.

14.1 Recommandations du comité d’assurance qualité de l'APQ (Association des Pathologistes du Québec) • Expectorations et lavages bronchiques ou gastriques……………………………2 lames • Liquide céphalorachidien…..……………………….…………………………….1 lame • Urine, épanchements, aspiration de kystes………………………………..……..2 lames • Aspiration à l’aiguille fine………………………..………2 lames par trajet de ponction

Notes : • L’utilisation de la cytocentrifugueuse est recommandée. Toutefois le spécimen peut être

concentré avec un filtre. • La partie du spécimen inutilisé est réservée pour un bloc cellulaire ou pour préparer des lames

cytologiques supplémentaires pour les colorations spéciales.


Règles et mesures de sécurité



15. Règles de sécurité en vigueur au laboratoire Tous les laboratoires doivent posséder un manuel de règles et mesures de sécurité. Ce manuel doit être revu et maintenu à jour régulièrement.

15.1 Mode de d'élimination des déchets biomédicaux Ces modes de disposition sont établis selon le règlement sur les déchets biomédicaux18. Suivre les recommandations en usage dans votre centre hospitalier, mais à titre de référence, nous vous suggérons les méthodes suivantes : 15.1.1 Objets non contaminés, sauf les objets cassables, piquants ou tranchants ➨ Poubelle avec sac vert

• Papier • Carton • Plastique (tube) • Filtre contaminé par du colorant • Papier ou autres matériaux contaminés par des produits chimiques • Échantillon d'urine et d'expectoration en l'absence de sang visible (Selon la procédure

interne) 15.1.2 Objets contaminés par des liquides biologiques prélevés sauf les objets

cassables, piquants ou tranchants ➨ Poubelle avec sac jaune, bien identifiée : « DÉCHETS BIOMÉDICAUX », selon l'annexe III des règlements sur les déchets biomédicaux.

• Bouteille renfermant jusqu’à 1(un) litre de liquide biologique prélevé • Échantillon de liquide biologique prélevé • Échantillon d'urine et d'expectoration en absence de sang visible (Selon la procédure

interne) • Seringue de plastique • Piqué • Tube de plastique • Gant de latex • Papier, carton

18 Règlements sur les déchets biomédicaux. Règlements refondus du Québec, Q-2, règlement 3.001 (01/01/98)

Règles de sécurité et bonnes pratiques de laboratoire 99


15.1.3 Objet cassable, piquant, tranchant ou contaminé par des liquides

biologiques prélevés ➨ Contenant rigide de 128 oz., jaune, bien étiqueté : « DÉCHETS BIOMÉDICAUX », selon l'annexe III des règlements sur les déchets biomédicaux.

• Pipette • Lame porte-objet • Lame de bistouri • Aiguille • Tube de verre

15.1.4 Objet cassable, piquant, tranchant, contaminé ou non par des produits

chimiques seulement ➨ Contenant rigide en plastique blanc

• Bain cassé • Lame porte-objet • Lame de rasoir • Pipette

15.2 Consignes en vigueur au laboratoire Prendre connaissance du matériel de sécurité mis à la disposition du personnel

(douche d'urgence, extincteurs, couvertures pare-feu, dispositifs d'alarme).

• Ne pas manger, boire ou fumer dans le laboratoire.

• Ne pas entreposer de la nourriture ou des boissons dans le réfrigérateur du laboratoire.

• Le port du sarrau est obligatoire (de préférence un sarrau fermé pour les manipulations au laboratoire et un second, propre, pour les déplacements hors du laboratoire).

• Chausser des souliers fermés à talons courts et à semelles antidérapantes.

• Les cheveux longs doivent être attachés.



• Éviter le port de lentilles cornéennes, sinon il est souhaitable de se munir de lunettes de protection.

• Ne pas pipetter avec la bouche.

• S'abstenir de porter les doigts ou des objets (crayons, spatules, pinces) à la bouche et aux

yeux.

• Il est recommandé de porter des gants de latex lors de manipulations d'échantillons biologiques (ne pas oublier d'enlever les gants avant de quitter le laboratoire).

• Le personnel doit toujours se laver les mains avec du savon désinfectant avant de quitter

le laboratoire pour quelque raison que ce soit.

• Manipuler les produits chimiques dangereux sous la hotte.

• Verser l'acide dans l'eau et non l'inverse.

• Les volumes importants d'acides ou de bases fortes (4,51litres) doivent être entreposés séparément dans des armoires au niveau ou près du sol.

• Avoir à portée de la main une solution désinfectante (hypochlorite à 1% ou PRESEPT)

pour nettoyer les surfaces de travail ou les équipements de laboratoire exposés aux déversements ou aux éclaboussures de produits contaminés.

• Nettoyer et décontaminer les comptoirs, les appareils (cytocentrifugeuse, centrifugeuse,

mélangeur, chambres à cytocentrifugation) et la verrerie de façon régulière.

• Les échantillons H.I.V.+, B.K.+ ou hépatite+ doivent être manipulés derrière un écran protecteur. À défaut de cet équipement, il est nécessaire de se munir d'un masque de protection. Le matériel ayant servi au traitement de l'échantillon contaminé doit être jeté ; procéder à la décontamination pour le matériel non disposable.

• Jeter les échantillons inutilisés ou tout objet contaminé dans la poubelle prévue à cet

effet.

• Le matériel ébréché, cassé ou tordu doit être réparé ou jeté afin d'éviter des blessures.



15.3 Marche à suivre dans le cas d'égratignures, piqûres ou coupures causés par des aiguilles, couteaux ou verre brisé contaminés

1. Faire saigner

2. Appliquer une solution antiseptique et couvrir d'une gaze stérile

3. Avertir le supérieur hiérarchique

4. Se présenter à l'urgence mineure

5. Aviser le service santé de l'accident



16. Mesures de sécurité

16.1 Principes Il faut observer strictement les mesures de sécurité visant à protéger les employés des dangers physiques, chimiques et biologiques. Ces mesures doivent inclure l’usage d’une hotte pour manipuler les substances volatiles et toxiques, et d'une armoire ventilée pour les produits chimiques dangereux. Les substances volatiles et inflammables doivent être entreposées adéquatement et les règles de « SIMDUT » suivies. Les précautions à prendre en cas d’incendie doivent être connues, affichées et observées. L'accès à un extincteur chimique approprié doit être facile dans le laboratoire. Prévoir également des couvertures pare-feu et un dispositif d’alarme. Les mesures de précautions universelles doivent être observées lors de la manipulation de spécimens frais et doivent être mises à jour régulièrement. La vaccination contre l’hépatite B est recommandée pour les travailleurs de la santé susceptibles de contracter la maladie en manipulant des liquides corporels ou des tissus non fixés. Des lavoirs pour les yeux doivent être présents dans le laboratoire et une douche d’urgence doit être facilement accessible pour le personnel travaillant dans le laboratoire.



17. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité de la phase pré-analytique

Pour compléter cette section, qui portait sur la qualité des phases pré-analytiques, précisons quelques bonnes pratiques de laboratoire. Vu la diversité de celles-ci ; elles sont regroupées sous trois (3) aspects distincts : technique, organisationnel et finalement administratif, permettant ainsi à chaque utilisateur de visualiser plus rapidement la section le concernant davantage.

17.1 Aspect technique • Avoir à portée de main, pour consultation rapide, un registre de toutes les techniques utilisées

en cytologie. • Toujours identifier, au préalable, au nom et au numéro du patient tout contenant (bocal

d'échantillon, tube à centrifuger, lame (pour cupule de cytocentrifugeuse, etc.) avant de procéder au transfert de l'échantillon d'un contenant à l'autre.

• Lors du transfert proprement dit, prendre l'habitude de comparer les noms et les numéros. • Toujours identifier correctement (avec les étiquettes SIMDUT) toute bouteille de transfert

d'un élément chimique pur dans un autre contenant (Ex : petit contenant de HCl au lieu du grand format de 4 litres acheté).

• Toujours identifier adéquatement une bouteille de réactif en précisant sur l'étiquette :

Le contenu exact. L'analyse à laquelle il est destiné. La date de préparation. Le nom du préparateur.

• Toujours manipuler les spécimens pulmonaires sous une hotte à sécurité biologique même si

les échantillons sont fixés à l'alcool car certaines bactéries sont acido-alcoolo-résistantes. • Procéder au montage des lames (technique manuelle ou automatisée) sous une hotte de

contrôle des vapeurs toxiques.



• Utiliser en tout temps les mesures de protection et de sécurité décrites en 16.1. • Respecter les normes du laboratoire sur le mode de disposition des déchets, des objets

souillés et des objets tranchants. • À la fin de la session de préparation technique, désinfecter la table de travail avec une

solution d'eau de Javel à 10 % ou avec du "Présept". Pour les surfaces en acier inoxydable utiliser de l'alcool 70 %.

• À la fin de la session de préparation technique, procéder à une rapide vérification des

instruments, bocaux, tubes, etc. nécessaires à une prochaine session et remplacer le matériel manquant.

17.1.1 Autour de l'appareil à coloration • Se souvenir de toujours verser l'acide dans l'eau (ou toute solution aqueuse i.e.

l'hématoxyline) et non l'inverse. • Avoir à portée de la main, pour consultation rapide, un cahier expliquant les corrections à

apporter pour une coloration optimale.

17.1.2 Lors des cytoponctions • Bien identifier les lames avant la biopsie. • Bien identifier également tout autre bocal, seringue ou tout autre contenant renfermant une

partie de l'échantillon. • Voir à ce que le clinicien complète adéquatement la requête de cytologie et toute requête

additionnelle.

17.2 Aspect organisationnel • Préparer un carton ou feuille plastifiée des "informations à la patiente" (voir chapitre 1.2) et

distribuer aux médecins requérant nos services en cytologie gynécologique. • Faire de même pour chacun des spécimens en cytologie non-gynécologique.



• Garder en inventaire tout le matériel requis pour les prélèvements afin de préparer facilement les envois de matériel.

• Faire connaître à TOUS les membres du laboratoire de cytologie les différentes conditions de

l'acceptation et de la validation des spécimens de cytologie, leur en donner une copie. • Afficher une copie de ces conditions près de la table de travail où s'effectue la rentrée des

spécimens. • Bien inscrire, sur la requête, toute anomalie qui s'est produite au cours du processus de

validation et tout correctif apporté. • S'assurer de la formation du personnel lors de la mise à jour des techniques. • Avoir à portée de la main, pour consultation rapide, un cahier de registre des fiches

signalétiques des produits utilisés en cytologie. • Afficher les mesures de sécurité spécifiques aux endroits où se situent le matériel (mesures

en cas de feu, etc.). • Préparer un schéma de distribution des différents bains de réactifs de l'appareil à coloration et

de leur position respective dans l'appareil. L'afficher sur l'appareil ou sur le mur adjacent pour une consultation visuelle rapide.

• Entreposer et replacer après utilisation les réactifs suivants :

Éthanol (absolu et dilué) : armoire à sécurité biologique. Toluène, xylène et substituts : armoire à sécurité biologique. Toluène, xylène et substituts souillés : contenants spéciaux bien identifiés. Colorants : armoire à sécurité biologique. Acide chlorhydrique concentré : sous la hotte. Hydroxyde d'ammonium : armoire à sécurité biologique.

Note : Ne jamais entreposer le HCl et le NH4OH dans la même armoire car les vapeurs émises par chacun d'entre eux interagissent (même si les contenants sont bien fermés). • Tenir à jour une grille d'évaluation de la coloration en évaluant les premières lames colorées.

(Évaluation par un cytologiste). (Voir grille de vérification de la coloration en annexe 1) • Afficher, bien en vue, la marche à suivre en cas d'accidents ou d'incidents.



17.3 Aspect administratif • Voir aux commandes des articles nécessaires aux envois de matériel. • Voir régulièrement à l'inventaire des différentes requêtes de cytologie et initier les

modifications nécessaires, dans les délais requis. • Préparer une procédure des techniques de prélèvements, pour chaque type d'échantillon

cytologique et les faire parvenir aux cliniciens et aux autres utilisateurs, si nécessaire. • S'assurer que les conditions d'acceptation et de validation des spécimens soient respectées. • S'assurer que les différents réactifs (fixateurs, colorants, etc.) et les différents articles

nécessaires à la préparation technique sont en quantité suffisante. • Établir un protocole pour le mode de disposition des déchets biomédicaux, des objets souillés

et tranchants selon le règlement sur les déchets biomédicaux. • Voir au respect des règles de sécurité en vigueur dans le laboratoire. • Faire une mise à jour périodique des mesures de sécurité et d'incendie. • Établir et maintenir à jour une grille d'entretien pour chacun des appareils utilisés en

cytologie. (Voir la grille en annexe 2) • Connaître et appliquer le protocole en vigueur dans l'établissement concernant la déclaration

des accidents et incidents du personnel.


II – Qualité de la phase analytique

108 Qualité de la phase analytique


18. La structure du laboratoire de cytologie Au Québec, les laboratoires de cytologie sont majoritairement implantés dans les centres hospitaliers. Depuis quelques années, plusieurs fusions ainsi que des fermetures se sont produites. Par conséquent, les laboratoires de cytologie ont dû s'adapter à de nouvelles exigences afin de maximiser le rendement et d'uniformiser les pratiques dans les laboratoires. Ces nouvelles mesures concernent surtout le nombre de cytologistes ainsi que le nombre de lames reçues annuellement, par un laboratoire. Le groupe sectoriel d'expertise en cytologie a recommandé au Ministère de la Santé et des Services Sociaux du gouvernement du Québec :

«…afin d'avoir une efficacité optimale, un laboratoire doit examiner chaque année un nombre de frottis suffisants pour occuper à plein temps au moins trois cytotechnologistes qualifié(e)s, encadré(e)s par un pathologiste et appuyé(e)s par un personnel de soutien administratif et technique suffisant. Que pour un laboratoire de cytologie, le volume minimal soit de 25 000 lames annuellement comprenant des cas de gynécologie et/ou de non-gynécologie.19»

18.1 Organigramme général d'un centre hospitalier

Un organigramme est une figuration de la structure d'un centre hospitalier représentant tous les secteurs et leurs rapports respectifs. Il est donc intéressant de savoir où se situe le laboratoire de cytologie dans un organigramme général. En prenant connaissance de cet organigramme, nous sommes plus en mesure d'identifier nos supérieurs immédiats et hiérarchiques.

19 Groupe sectoriel d'expertise en cytologie, Ministère de la Santé et des Services Sociaux, gouvernement du Québec, recommandation nº 5.

La structure du laboratoire de cytologie. 109


Directeur desServices

Professionnels etHospitaliers

AnesthésieRéanimation

Médecinespécialisée

Endo-crinologie

Cardiologie

Conseild'administration

Directeur général

Chirurgie Imagerie médicale Biologie médicale Médecine générale ObstétriqueGynécologie Pharmacie

Gastroentérologie

Médecineinterne

Pneumologie

Obstétrique

Gynécologie

Pédiatrie

Pouponnière

Chirurgieorthopédique

Chirurgiegénérale

Chirurgieplastique

Urologie

Oto-rhino-laryngologie

Planningfamilial

Médecinegériatrie

Soins intensifs

Urgence

Hémathologie

Anatomo-pathologie

Microbiologie

Biochimie

Organigramme général

Cytologie

Directeur desressourceshumaines

Directeur desservices financiers

Directeur des soinsinfirmiers

Directeur desservices techniques

Conseil desmédecins, dentistes

et pharmaciens

Lien fonctionnel

Lien hiérarchique

Légende

Cet organigramme ne vous est fourni qu'à titre d'exemple. L'organigramme de votre centre hospitalier peut varier.



18.1.1 Organigramme du service de biologie médicale

Chef de serviceCoordonateuradministratif

Directeur desServices

Professionnels etHospitaliers

Directeur dudépartement

Organigramme du Service de Biologie Médicale

Coordonateur ouassistant-cheftechnologiste

Technologiste


Technologiste


Technologiste

Coordonateur ouassistant-cheftechnologiste -

pathologie

Technologiste

Coordonateur ouassistant-cheftechnologiste -

cytologie

Cytologiste

Secrétaire

Hématologiste Biochimiste Microbiologiste Pathologiste



18.2 La direction et le personnel du laboratoire de cytologie

18.2.1 Le chef du service de biologie médicale Au Québec, les laboratoires de cytologie d'un centre hospitalier, font partie du service de biologie médicale. Ce service comprend toutes les sections de laboratoires qui sont : la pathologie, la cytologie, la microbiologie, la biochimie, l'hématologie et la banque de sang. La fonction du chef de service est de planifier, d'organiser, de coordonner, de contrôler et d'évaluer les ressources, autant humaines que financières, dans le but d'assurer des services de qualité.

18.2.2 Le médecin pathologiste20 Au Québec, les laboratoires de cytologie doivent être sous la responsabilité d'un médecin, détenant un certificat de spécialisation en pathologie. Les principales fonctions et responsabilités du médecin pathologiste se résument ainsi : 1. Doit posséder une expertise adéquate et suffisante en cytologie afin de superviser

l'aspect scientifique ainsi que l'assurance qualité du laboratoire. 2. Doit toujours être présent au laboratoire. En son absence, un autre pathologiste devra

s'acquitter de ses fonctions.

3. Doit rencontrer le personnel lorsqu'il y a des difficultés liées au bon fonctionnement

du laboratoire de cytologie afin d'en discuter et d'y remédier adéquatement. 4. Doit être en mesure de reconnaître les carences et les faiblesses en ce qui concerne les

connaissances, les attitudes et les compétences du personnel. 5. Doit être disponible et en mesure de répondre aux cytologistes, aux cliniciens et aux

autres professionnels de la santé qui demandent de l'information, des consultations et même des recommandations.

6. Doit faciliter et consentir à l'éducation continue des cytologistes afin d'améliorer de

façon constante leur niveau de compétence et de performance. 7. Et enfin, le médecin pathologiste doit maintenir à jour ses connaissances en cytologie,

soit par la littérature ou en participant à des conférences scientifiques. concernant la cytologie.

20 Société Canadienne de Cytologie, Directives concernant la pratique de l’assurance qualité en cytopathologie, pages 10-11.



18.2.3 Le coordonnateur et/ou assistant-chef technologiste Dans un laboratoire de cytologie, le coordonnateur ou l'assistant-chef technologiste, doit posséder une bonne expérience en cytologie. Dans le but d'une supervision quotidienne appropriée, il doit assurer le lien entre tous les intervenants du laboratoire. Il doit aussi être en mesure de communiquer avec les autres professionnels de la santé des différents services du centre hospitalier. Les fonctions et responsabilités du coordonnateur ou de l'assistant-chef technologiste se résument ainsi : 1. Doit être en mesure d'assurer et de maintenir une qualité optimale pour tous les

spécimens gynécologiques et non-gynécologiques reçus et préparés au laboratoire. 2. Doit assumer la formation et l'entraînement de tous les cytologistes, déjà en poste ou

nouvellement engagés, tant sur le plan de la technique qu'à celui de la lecture des lames.

3. Doit veiller à l'utilisation adéquate du système informatique. 4. Doit répartir équitablement entre les cytologistes, tous les frottis gynécologiques

prioritaires ainsi que les frottis non-gynécologiques. 5. Doit s'assurer que la relance de tous les cas gynécologiques positifs a été effectuée

auprès des médecins traitants, selon le protocole établi dans le laboratoire. (Formulaire de relance proposé en annexe 9).

6. Doit instaurer un système d'assurance-qualité et en faire appliquer les mesures. 7. Doit s'assurer que la révision des cas discordants entre les diagnostics de pathologie et

de cytologie est faite ainsi que la révision des cas antérieurs négatifs d'un frottis gynécologique positif.

8. Doit s'assurer qu'une révision quotidienne de tous les cas gynécologiques négatifs est

effectuée, soit par la révision de 10% des cas négatifs ou par le retamisage rapide. 9. Doit maintenir un registre quotidien de tous les cas gynécologiques révisés afin de

les compiler à la fin de chaque année. 10. Doit assumer la compilation et le calcul des statistiques quotidiennes, périodiques et

annuelles.



11. Doit s'assurer que tout le matériel nécessaire au prélèvement des spécimens et à la cytopréparation des frottis sera à la disposition des utilisateurs du laboratoire, des cliniques, des bureaux de médecins et des différents services du centre hospitalier.

12. Doit maintenir à jour tous les manuels de laboratoire visant les procédures de

prélèvement, de cytopréparation et de coloration des spécimens. Le manuel de contrôle de la qualité, des descriptions des tâches, le cahier des matières dangereuses SIMDUT ainsi que toutes les procédures des mesures de sécurité de même que le protocole d'incident et d'accident doivent être révisés régulièrement.

13. Doit s'assurer que l'entretien des appareils, des équipements et du système

informatique seront effectués régulièrement. Ces entretiens doivent être notés afin de mieux gérer le suivi. (Une grille d'entretien des appareils est proposée en annexe 2).

14. Doit faire la correction des erreurs d'inscriptions ainsi que la sauvegarde des données

informatiques. 15. Doit susciter la participation de tous les cytologistes aux activités de formation, de

perfectionnement ou de recherche afin de maintenir un haut niveau de performance.

18.2.4 Les cytologistes Les cytologistes doivent avoir complété avec succès leur formation dans l'une ou l'autre des écoles reconnues au Québec. Les équivalences de formation doivent être évaluées par ces même écoles. Par la suite, une mise à jour ponctuelle et/ou annuelle sera maintenue. Toutes ces activités seront documentées. Les fonctions et les responsabilités du cytologiste se résument ainsi : 1. Doit faire le dépistage et l'interprétation des altérations cellulaires sur des frottis

gynécologiques et non-gynécologiques. 2. Doit assumer la responsabilité des cytodiagnostics négatifs puisque les

cytodiagnostics positifs sont revus par les pathologistes. De plus, tous ces résultats devront être transcris à l'ordinateur ou dans un registre.

3. Doit inscrire le nombre de lames effectuées quotidiennement sur une grille de travail

prévue à cet effet. Cette grille sera utilisée lors des compilations statistiques du travail effectué par chaque cytologiste. (Une grille vous est proposée en annexe 4).



4. Doit appliquer le contrôle de qualité interne : la révision de 10% des cas gynécologiques négatifs ou le retamisage rapide. Selon la procédure établie, les cytologistes d'expérience pourront faire les révisions des frottis ayant un diagnostic discordant entre la pathologie et la cytologie ainsi que la révision des cas antérieurs négatifs d'un frottis gynécologique anormal.

5. Doit assister et participer à des conférences, à des programmes de formation ainsi

qu'à des sessions d'éducation continue et en garder la documentation.

18.2.5 Les cytopréparateurs Plusieurs personnes peuvent être attitrées aux tâches de préparation des spécimens non-gynécologiques. Ces personnes peuvent être des cytologistes, des technologistes médicaux ou des assistants techniques. Cependant, il est essentiel que toutes les techniques de préparation des spécimens non-gynécologiques soient étroitement supervisées par le coordonnateur ou l'assistant-chef technologiste du laboratoire de cytologie. Les fonctions des cytopréparateurs se résument ainsi : 1. Doit posséder une bonne dextérité manuelle et un bon jugement. 2. Doit recevoir, valider et numéroter tous les spécimens gynécologiques et non-

gynécologiques selon la procédure établie dans le laboratoire. 3. Doit faire la cytopréparation des spécimens, la coloration et le montage de toutes les

lames de cytologie. 4. Doit assumer la responsabilité de la qualité et de la bonne préparation de tous les

frottis non-gynécologiques ; cette étape est très importante puisqu'elle facilitera la lecture des frottis par les cytologistes.



18.2.6 Le personnel du secrétariat et/ou d'informatique Plusieurs tâches peuvent être assignées au personnel du secrétariat. Cependant, ces tâches devront être étroitement supervisées par le coordonnateur ou l'assistant-chef technologiste. Les tâches effectuées par le personnel du secrétariat se résument ainsi : 1. Doit effectuer la saisie des données démographiques et cliniques de chaque spécimen

gynécologique et non-gynécologique à un ordinateur ou dans un registre dans lequel nous pourrons nous y référer facilement.

2. Doit être disponible à toute demande de recherche démographique, auprès des

médecins, des cliniques médicales ou des archives médicales du centre hospitalier. 3. Doit s'assurer que l'acheminement des rapports de cytologie a été effectué auprès des

médecins traitants et des cliniques concernées selon la procédure établie. 4. Peut être assigné à la réception, la validation, la numérotation et l'étiquetage des

frottis gynécologiques seulement. Tous les cas discordants entre les lames et les requêtes sont soumis au coordonnateur ou l'assistant-chef technologiste du laboratoire de cytologie.

5. Peut faire la transcription des résultats cytologiques à l'ordinateur ou dans un registre

selon la procédure déjà établie. 6. Peut faire le classement des lames et des rapports cytologiques s'il y a lieu.



19. Le cytodiagnostic 19.1 La pratique de la cytologie

«La cytolopathologie est la discipline médicale qui est spécialisée dans le diagnostic par l'évaluation des manifestations cellulaires des maladies et qui a aussi un rôle de consultation concernant la conduite thérapeutique découlant du diagnostic.21»

19.1.1 Définition du cytodiagnostic

«Le cytodiagnostic est une méthode de diagnostic servant à révéler la présence de cellules anormales ou cancéreuses, fondée sur l'examen microscopique de cellules prélevées sur le corps humain par ponction, raclage ou frottis, dans un but de prévention, de thérapeutique ou de recherche.

Le cytodiagnostic est un acte professionnel accompli exclusivement par un cytologiste et/ou un pathologiste, car seule une formation spécialisée concentrée sur l'étude de la cellule et de ses anomalies peut protéger adéquatement le public.

Le cytodiagnostic demeure toutefois une interprétation subjective des anomalies d'un échantillon et il doit être considéré dans un contexte multidisciplinaire, en concordance avec des données histologiques, radiologiques ou relevant de l'examen clinique.22»

19.1.2 Domaine d'intervention du cytologiste «Le cytologiste peut être appelé à intervenir partout où un client/patient peut nécessiter une analyse cytologique : centre hospitalier, CLSC, laboratoires privés, instituts de recherche, centre d'enseignement et de formation, industries, centres de contrôle de la qualité, santé publique.

Il interagit avec le médecin, qu'il soit clinicien, spécialiste, chirurgien ou pathologiste, pour obtenir les renseignements nécessaires à l'analyse et aussi leur assurer une information adéquate et confidentielle concernant leurs patients.

Il a ainsi accès à des renseignements confidentiels sur la santé des patients et il les utilise de façon respectueuse. Il s'établit ainsi une relation de confiance basée sur le souci de chacun des professionnels concernés pour le bien être du patient.23»

21 Société Canadienne de cytologie, Directives concernant la pratique et l'assurance qualité en cytopathologie, page3. 22 Comité sur le champ d'exercice de l'ACQ, Description générale du champ d'exercice en cytologie, page 8. 23 Comité sur le champ d'exercice de l'ACQ, Description générale du champ d'exercice en cytologie, pages 9 et 10.

Le cytodiagnostic 117


19.1.3 Objet d'intervention du cytologiste

«Le cytologiste travaille sur un échantillon biologique d'un patient pour lequel une analyse cytologique est demandée, que ce soit pour son prélèvement, pour sa technique de préparation ou pour son analyse elle-même, dans le but ultime d'établir un cytodiagnostic.

Les compétences d'un cytologiste peuvent servir aussi à de la formation, à de l'enseignement, à du contrôle de qualité en relation avec la cytologie, le cancer et autres maladies connexes.24 »

19.2 Charge de travail En général, la charge de travail est associée à la quantité de lames qu'un cytologiste doit examiner quotidiennement. C'est le médecin pathologiste et/ou le coordonnateur ou assistant-chef technologiste qui sont en mesure de limiter le nombre de lames à faire quotidiennement. Il est important que cette quantité soit établie en regard des tâches connexes du cytologiste et non seulement pour des considérations économiques et/ou de rapidité.

Voici quelques raisons pour lesquelles un cytologiste devra voir sa charge de travail réduite : 1. Le cytologiste peut être appelé à se déplacer pour aller assister aux prélèvements

d'échantillons cytologiques dans d'autres secteurs d'activité du centre hospitalier (radiologie, clinique externe, salle d'opération, etc.).

2. Certains cytologistes, avec une expérience reconnue, peuvent être appelés à faire de

l'enseignement dans les écoles de cytologie ou à l'intérieur d'un laboratoire. 3. Dans certains laboratoires de cytologie, ce sont les cytologistes qui effectuent la

cytopréparation des spécimens non-gynécologiques ainsi que la coloration et le montage des lames.

4. Dans certains cas, un cytologiste peut être affecté à des tâches administratives, à de l'archivage, à l'émission des rapports, à la relance des cas anormaux ainsi qu'aux différents comités inhérents à la pratique de la cytologie.

5. Autres. (Ex : Spécimens plus difficiles à analyser, etc.). Pour toutes ces raisons, la charge de travail devrait être ajustée suivant les circonstances atténuantes qui diminuent le temps normalement réservé à la lecture de lame.

24 Comité sur le champ d'exercice de l'ACQ, Description générale du champ d'exercice en cytologie, page 10.



Un cytologiste ne devrait pas examiner plus de 45 à 55 lames de routine de cytologie gynécologique par journée de travail (7 heures).

19.3 Cas référés au pathologiste Chaque laboratoire de cytologie a une procédure qui détermine quels sont les cas à référer au pathologiste. En général, tous les cas montrant des cellules anormales représentatives d'un processus pathologique devraient lui être soumis. Le cytologiste doit émettre un cytodiagnostic initial sur tous les frottis gynécologiques, non-gynécologiques et les blocs cellulaires montrant des cellules anormales. Ces cellules doivent être marquées, pointées ou encerclées afin de s'assurer qu'elles seront repérées et identifiées par le pathologiste pour un cytodiagnostic final.

19.4 Pratiques diagnostiques Dans l'accomplissement de notre travail, il est impératif que chaque cytologiste ait l'occasion de poser des cytodiagnostics sur une variété importante de spécimens non-gynécologiques et gynécologiques. Cette variété de spécimen permet aux cytologistes de maintenir une expertise et une compétence diagnostique adéquates. Dans le but d'émettre un cytodiagnostic juste et précis, le cytologiste doit être en mesure d'accéder et d'obtenir de l'information et des renseignements cliniques pertinents auprès des cliniciens, des archives médicales et de tous les autres professionnels de la santé concernés. Une pratique diagnostique qui est fréquemment utilisée dans les laboratoires de cytologie, est la consultation entre collègues de travail. En effet, lorsqu'un cytologiste doit émettre un cytodiagnostic sur un cas rare ou difficile, il est profitable de consulter un autre cytologiste plus expérimenté avant de référer le cas au pathologiste. Tous les cas difficiles ou problématiques, qui sont soumis par le cytologiste au pathologiste, devront être revus par ce dernier. Par la suite, le pathologiste devra émettre un cytodiagnostic final et donner un suivi rapide et adéquat au cytologiste.



19.5 Le rapport final

Selon le protocole en vigueur dans le laboratoire, les rapports des frottis gynécologiques normaux, satisfaisant ou non satisfaisants peuvent être finalisés par les cytologistes. Les rapports des frottis gynécologiques anormaux ainsi que des frottis non-gynécologiques négatifs, atypiques et positifs devraient être finalisés et contresignés par le pathologiste. Le rapport final doit contenir toutes les informations cliniques fournies par le médecin, le cytodiagnostic, les signatures du cytologiste et/ou du pathologiste, la date de réception et la date d'émission du rapport. Si le formulaire du rapport final est différent de la requête initiale, toutes les informations ci-haut mentionnées devront y être transcrites. Il est à noter que les signatures électroniques sont acceptées. Le cytodiagnostic du rapport final, doit indiquer l'anomalie la plus sévère du cas. De plus, une recommandation de suivi peut être suggérée. Une section du rapport doit être disponible afin de documenter d'autres anomalies et/ou des commentaires explicatifs.

19.5.1 Le rapport complémentaire Le rapport complémentaire émis élimine tout autre rapport antérieur correspondant au même numéro. Ce nouveau rapport doit mentionner clairement les changements apportés au rapport original. Une copie du rapport initial (original) et du rapport complémentaire doivent être jumelés et conservés pour consultation.



19.6 Terminologie cytologique «Afin de faciliter la communication entre les différents intervenants en cytologie gynécologique et non gynécologique, et faciliter la compilation des données, le groupe sectoriel recommande : L'utilisation d'une nomenclature commune, soit celle du système " BETHESDA ".25»

«Le système Bethesda existe depuis 1988 et a été développé par l'Institut National du Cancer. Le but de ce système est d'instaurer en cytologie gynécologique, une nomenclature uniforme et plus universelle afin de faciliter la communication entre les laboratoires et les cliniciens, ainsi que la compilation des données. En plus du cytodiagnostic, ce système de nomenclature nous permet d'émettre une évaluation sur la qualité des spécimens. 26»

Une grille de la terminologie Bethesda est proposée en annexe 3.

«Pour la cytologie non-gynécologique, la terminologie utilisée pour les rapports devrait être claire et inclure des commentaires d'interprétation et devrait, si possible, correspondre à la terminologie diagnostique utilisée en pathologie chirurgicale. »27

19.7 Évaluation de la qualité des spécimens28 Une évaluation de la qualité des spécimens devrait faire partie intégrante du rapport de cytologie gynécologiques et non-gynécologiques. Le système de nomenclature Bethesda, détermine la qualité des spécimens en trois appréciations distinctes soit : • Satisfaisant. • Satisfaisant mais limité. • Insatisfaisant.

25 Groupe sectoriel d'expertise en cytologie, Ministère de la Santé et des Services Sociaux, gouvernement du Québec, recommandation n° 2. 26 R.J. Kurman et D. Solomon, The Bethesda System for reporting cervical/vaginal cytologic diagnoses, 1994, introduction. (Traduction libre). 27 Société Canadienne de cytologie, Directives concernant la pratique et l'assurance qualité en cytopathologie, page 15. 28 R.J. Kurman et D. Solomon, The Bethesda System for reporting cervical/vaginal cytologic diagnoses, 1994, introduction, p. 6 (Traduction libre).



19.7.1 Les spécimens satisfaisants Un spécimen satisfaisant arrive au laboratoire bien identifié, accompagné d'une requête conforme à l'identification sur le spécimen et avec des renseignements cliniques appropriés.

Un spécimen gynécologique est satisfaisant lorsque à l'examen du frottis il démontre : • Une quantité suffisante de cellules bien conservées. • Deux amas bien conservés d'au moins cinq cellules, provenant de la zone de transformation

et/ou de l'endocol. • Le spécimen doit couvrir plus de 10% de la surface de la lame.

Il est à noter que chez les femmes ménopausées, il peut être difficile de distinguer les cellules atrophiques des cellules métaplasiques ou endocervicales. Dans ce cas, le spécimen devra être considéré comme étant satisfaisant.

19.7.2 Les spécimens satisfaisant mais limités Les spécimens satisfaisants mais limités, sont des spécimens acceptables dont il faut mentionner l'absence de certains éléments qui auront une incidence directe sur le cytodiagnostic.

Un spécimen est satisfaisant mais limité si : • Il y a absence de renseignements cliniques pertinents soit l'âge, la date des dernières

menstruations et toute autre information appropriée au cas. • La lame contient suffisamment de cellules, mais que celle-ci est difficile à interpréter à cause

de la présence de sang, d'inflammation, d'artefacts ou d'empilements sur 50% à 75% de sa surface.

• Il n'y a aucun amas cellulaire provenant de la zone de transformation (au moins deux amas bien conservés, de cellules endocervicales et/ou métaplasiques).

• Le frottis est séché, dégénéré, écrasé ou déchiré lors du prélèvement, sur 50% à 75% de la surface de la lame.

19.7.3 Les spécimens insatisfaisants

Les spécimens insatisfaisants sont des spécimens dont il impossible de faire une analyse cytologique adéquate. Les spécimens sont insatisfaisants si : • La lame est brisée et non récupérable. • Les identifications sur la lame et/ou sur la requête sont absentes ou différentes. • La lame est hypocellulaire, c'est à dire que les cellules couvrent moins de 10% de la surface

de la lame.



• La lame contient suffisamment de cellules mais que celle-ci est illisible à cause de la présence de sang, d'inflammation et d'artefacts sur au moins 75% de la surface de la lame.

Il est très important de noter que tous les spécimens insatisfaisants doivent être examinés attentivement. S'il y a présence d'altérations cellulaires significatives un cytodiagnostic doit être émis et le spécimen sera considéré comme étant satisfaisant mais limité.

19.8 Le suivi clinique recommandé

Le suivi clinique peut faire partie intégrante d'un rapport final gynécologique. En effet, il peut s'agir d'un simple rappel, d'un contrôle, d'une colposcopie ou d'une investigation gynécologique plus poussée.

Cependant, si cette procédure est implantée dans un laboratoire de cytologie, elle devrait être développée en collaboration avec les pathologistes, les cliniciens, le département de gynécologie ainsi que tous les autres intervenants impliqués dans le processus de l'analyse cytologique.29

19.9 Registre de cytologie gynécologique Chaque laboratoire de cytologie doit sauvegarder, si possible dans un fichier informatique, toutes les données démographiques des personnes ayant eu une analyse cytologique, le nom des médecins requérants, le cytodiagnostic de tous les spécimens évalués ainsi que le suivi clinique recommandé s'il y a lieu.

Ce fichier pourra être consulté par les cytologistes afin de prendre connaissance de l'histoire antérieure cytologique, colposcopique, et histologique des personnes suivies en gynécologie ou pour d'autres analyses cytologiques.

Idéalement, ce fichier devrait être national. En effet, toutes les régions du Québec pourraient être en mesure de consulter ce fichier et d'obtenir les informations pertinentes pour le suivi clinique des personnes concernées. D'ailleurs, le groupe sectoriel d'expertise en cytologie en fait une recommandation.

«ATTENDU QUE le succès de tout programme de dépistage dépend essentiellement de son organisation et sa valeur dépend de son efficacité à rejoindre toute la population à risque.

29 Société Canadienne de cytologie, Directives concernant la pratique et l'assurance qualité en cytopathologie, page16.



ATTENDU QU'une meilleure gestion des données facilite le contrôle du suivi médical des patientes. ATTENDU QU'un registre central permet de mieux évaluer l'efficacité du programme et de remédier aux lacunes, le groupe sectoriel recommande : L'établissement d'un fichier centralisé informatisé et compatible avec ceux des autres provinces comprenant des données démographiques, cytologiques, colposcopiques et histopathologiques.30 »

30 Groupe sectoriel d'expertise en cytologie, Ministère de la Santé et des Services Sociaux, gouvernement du Québec, recommandation n°6.



20. Ergonomie

L'ergonomie est une science qui fait l'étude et la recherche sur l'organisation méthodique du travail et l'aménagement de l'équipement en fonction des possibilités de l'homme. En ce qui nous concerne, se serait en fonction de la position de travail au microscope.

Voyons plus en détails, la position idéalement requise pour le travail au microscope.

20.1 Les positions de travail et les équipements requis La position de travail au microscope du cytologiste est une position assise et statique. Plusieurs équipements entrent dans le maintien idéal d’une position de travail confortable. Ces équipements doivent être de bonne qualité et être bien ajustés afin d'éliminer les inconforts et les malaises subséquents.

20.1.1: La chaise de travail La chaise de travail est un équipement important pour l'accomplissement du travail au microscope. Une chaise qui est mal ajustée et non appropriée est souvent la source de plusieurs malaises qui occasionnent un stress musculaire particulièrement au niveau du cou, des épaules et du dos. L'ajustement adéquat de la chaise est donc la base d'une bonne position de travail.

Tous les ajustements requis sur une bonne chaise de travail se résument ainsi : • L'assise de la chaise doit être appropriée à l'utilisateur de façon à ce qu'il ne ressente aucune

pression à l'arrière des cuisses. • La hauteur du siège est déterminée de façon à ce que l'angle de la jambe au genou soit à 90o

et que l'utilisateur ne ressente aucune pression au niveau de l’articulation sous les genoux. Souvent, afin d'obtenir un angle idéal, il faudra avoir recours à un repose pieds.

• Le dossier doit être ajusté de façon à ce que la partie lombaire du dos de l'utilisateur soit bien supportée. Afin de s'assurer d'un support adéquat, il est important de laisser un espace libre pour le sacrum et les fesses. Le dossier de la chaise doit être assez haut afin de permettre l'appui des omoplates.

• Des appuis-bras peuvent être ajoutés à la chaise. Toutefois, il est important de s'assurer que la chaise pourra s'approcher suffisamment près de la table de travail tout en maintenant le dos appuyé sur le dossier. Ces appuis-bras permettent souvent de soulager les épaules du poids des bras.

Ergonomie. 125


20.1.2 La table de travail

Une table de travail idéale doit pouvoir s'ajuster en hauteur de façon à ce que les pieds reposent bien à plat sur le sol. Mais la majorité des laboratoires de cytologie ne possède pas ce type de table de travail. La table la plus fréquemment utilisée, est une table droite et stable. Il faut donc souvent adjoindre des composantes d'ajustement afin de toujours maintenir une position de travail idéale.

Tous les ajustements requis sur une table de travail se résument ainsi : • La table devra être suffisamment grande afin de permettre à l'utilisateur d'avoir un espace de

travail approprié pour la lecture au microscope, la rédaction du rapport et l'utilisation de l'équipement informatique. Également, l'espace de travail s'applique au niveau des jambes afin de permettre un dégagement complet.

• Il est important que les bras et les coudes soient bien appuyés sur la table de façon à ce que les épaules ne soient pas tendues. Une enclave d'environ 7 cm de profondeur par 60 cm de largeur sur la table de travail, en face de l'aire du microscope peut aider l'utilisateur à obtenir un bon appui.

• Afin d'avoir un ajustement confortable au niveau des bras, l'utilisateur va munir d'appuis-bras sur la table. Ces appuis-bras doivent être rembourrés et ajustés afin de bien supporter les bras, les poignets ainsi que les coudes, et doivent être munis d'un système antidérapant.

20.1.3 Le microscope Chaque cytologiste doit avoir un microscope binoculaire à haute performance optique et mécanique. L'ajustement optique d'un microscope est fondamental afin d'éviter une fatigue visuelle et par conséquent, une perte de concentration. Il est tout aussi essentiel d'avoir un bon ajustement physique afin d'éviter les raideurs dans la région de la colonne cervicale et dorsale. L'ajustement physique d'un microscope se résume ainsi : • Souvent le microscope devra être soulevé et incliné afin que les oculaires puissent facilement

atteindre les yeux de l'utilisateur. Toutefois, certaines compagnies ont développé un microscope à tête inclinable.

• L'utilisateur du microscope doit manipuler simultanément la vis de mise au point ainsi que la vis du chariot qui permet le déplacement des lames. Ceci amène souvent l'utilisateur à ressentir une abduction au niveau des épaules.



20.1.4 L'ajustement du cytologiste à son poste de travail 1. Stabiliser la hauteur de la chaise à la table de travail (avec ou sans enclave) en posant les

coudes au repos sur celle-ci. Les pieds doivent reposer bien à plat sur le sol, utiliser un repose pied si nécessaire.

2. Stabiliser la hauteur du microscope afin que les oculaires soient au niveau des yeux. Si

nécessaire soulever la base du microscope au moyen d'un socle mobile et inclinable ou encore par des blocs d'épaisseurs variables. La tête et le dos doivent être le plus droit possible.

3. Ajuster et/ou rapprocher les appuis-bras en position confortable (sans aucune tension

musculaire). Ces mesures sont fondamentales afin de maintenir toute l'attention et la concentration nécessaire à l'accomplissement du travail exécuté par le cytologiste.

20.2 Matériel et équipement L'appareillage présent dans les laboratoires de cytologie devra être de haute qualité et satisfaire aux exigences de la réalisation de toutes les étapes de l’analyse cytologique.

La liste de l'équipement nécessaire au laboratoire de cytologie se résume ainsi : • Chaque laboratoire de cytologie doit avoir le matériel nécessaire permettant d'effectuer tous

les prélèvements gynécologiques et non-gynécologiques. • Un système informatique est requis afin de faciliter l'enregistrement des spécimens,

l'émission des rapports et la compilation des statistiques. • Tous les appareils nécessaires à la cytopréparation de spécimens non-gynécologiques ainsi

qu'à la coloration et le montage des lames sont essentiels au bon fonctionnement du laboratoire.

• Des microscopes, des chaises, des tables de travail et tout équipement connexe permettant aux cytologistes d'effectuer un travail adéquat.

Indéniablement, tous les appareils et les équipements doivent être soumis à un entretien régulier. (Une grille d'entretien des appareils est suggérée en annexe).

Ergonomie. 127


20.3 Les lieux physiques Le laboratoire de cytologie est structuré en deux secteurs distincts : 1. Le laboratoire où est effectué la cytopréparation des spécimens non-gynécologiques ainsi que

la coloration et le montage des lames. 2. La salle de lecture des lames qui est réservé exclusivement à la microscopie.

Les conditions idéales des deux secteurs du laboratoire de cytologie se résument ainsi : • L’espace de travail du laboratoire doit être planifié de façon fonctionnelle afin de pouvoir y

circuler aisément et y effectuer convenablement la réception des spécimens, la cytopréparation, la coloration ainsi que le montage des lames.

• Tous les laboratoires de cytologie doivent être équipés d'une ventilation adéquate afin d'éliminer les vapeurs des produits chimiques utilisés.

• Tous les produits chimiques doivent être entreposés adéquatement dans des armoires appropriées.

• La salle de lecture doit être tranquille, ordonnée et organisée de façon à ce que l'espace de travail, requis pour chaque cytologiste, soit spacieux et suffisant.

• La salle de lecture doit également être bien ventilée et bien éclairée. L'éclairage peut être la source d’une fatigue visuelle. Il est donc nécessaire d'avoir des luminaires adéquats qui peuvent concentrer et répartir la lumière. Il en est de même avec les fenêtres qui doivent être munies de toiles qui permettent d'atténuer de façon significative les rayons du soleil.

• Il serait préférable que le laboratoire et le local de microscopie soient séparés physiquement. Manifestement, le bruit des appareils, les odeurs et les vapeurs des produits chimiques utilisés ainsi que la manipulation des spécimens nuiront à la concentration du cytologiste.



21. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité des phases analytiques

Pour compléter cette section, précisons quelques bonnes pratiques de laboratoire. Vu la diversité de celles-ci, elles sont regroupées sous trois (3) aspects distincts : technique, organisationnel et administratif permettant ainsi à chaque utilisateur de visionner plus rapidement la section le concernant davantage.

21.1 Aspect technique • Pour les lames de petite surface (ex : frottis étalés par cytocentrifugation), reprendre au

moins la moitié du champ de microscopie à chaque passage. • À chaque lame (surtout en gynécologie), toujours vérifier si le nom inscrit sur la lame

correspond à celui de la requête. • À chaque lame de cytologie gynécologique, pointer au moins un amas de cellules

endocervicales et/ou de métaplasie épidermoïde afin de s'assurer de la qualité du spécimen. Ce petit geste permet de porter une meilleure attention aux altérations cellulaires possibles et aussi d'être certain que le spécimen est satisfaisant.

• Se rappeler que la consultation entre pairs, pour des cas plus complexes est une pratique

souhaitée et sage. • Ne jamais outrepasser le champ de ses connaissances et ne pas hésiter à consulter un

cytologiste expérimenté ou un pathologiste lorsque le cas l'exige.

21.2 Aspect organisationnel • Chaque cytologiste devrait se créer un cahier personnel pour :

a) Compiler sa charge de travail quotidienne. (Voir grille pour la compilation quotidienne de la charge de travail en annexe 4).

Bonnes pratiques de laboratoire. 129


b) Inscrire les cas intéressants trouvés. (Voir la grille des cas positifs et des cas

intéressants en annexe 5 et 10).

c) Compiler le contrôle de la qualité effectué. (Voir les grilles s'y référant en annexe 6). d) Inscrire toute divergence sur un cytodiagnostic.

e) Inscrire toute participation à des conférences, colloques, congrès.

• S'assurer que la charge de travail (i.e. nombre de lames à examiner) est flexible, adéquate,

adaptée aux tâches connexes et surtout diversifiée afin de maintenir la compétence de chacun.

• Surveiller et expliquer toute augmentation du nombre de cas soumis au laboratoire et évaluer

les mesures appropriées. • S'assurer que la transmission des rapports est conforme à la pratique en vigueur dans le

laboratoire de cytologie et qu'elle est toujours faite sous l'autorisation de cytologiste ou du pathologiste responsable.

• S'assurer que l'appareillage utilisé dans le laboratoire est vérifié régulièrement. • S'assurer que l'ergonomie des différents postes de travail sera respectée.

21.3 Aspect administratif • Établir et maintenir à jour une définition des tâches de chaque membre du personnel. • Maintenir à jour un dossier de formation actualisée et de formation en cours d'emploi pour

chaque membre du personnel. • Garder une liste de l'entraînement de tout nouveau membre du personnel. • Établir un protocole :

a) De révision des lames. b) De relance des cas anormaux. c) De corrélation cytologie-histologie.

• Réviser périodiquement tous les registres du laboratoire. • Faire une compilation de toutes les grilles impliquées dans le contrôle de la qualité.



• Faire une compilation des différents rapports de cytologie en vue des statistiques scientifiques annuelles :

a) En cytologie gynécologique : ACESI, LIEBG, LIEHG, cancer épidermoïde, ACGSI, adénocarcinome.

b) En cytologie non-gynécologique ; pour chaque type de spécimen : spécimens adéquats, bénins et positifs.


III – Qualité de la phase post-analytique

132 Qualité de la phase post analytique


22. L’assurance qualité

22.1 Description du programme d’assurance qualité du laboratoire de cytologie Le tableau ci-joint rassemble les éléments du scénario d'un programme efficace des bonnes pratiques de laboratoire en cytologie. Le fait d'effectuer un contrôle de la qualité (CQ) de chacun de ces gestes reliés entre eux, constitue de façon ultime le programme d'assurance qualité (AQ) du laboratoire et assure à la patiente un diagnostic de qualité en tout temps. Du début à la fin, tout a été pensé, écrit, exécuté, contrôlé, archivé, etc. Il est impossible de prétendre éliminer toutes les erreurs humaines liées au travail manuel, mais l'important est d'avoir en place des mécanismes pour intercepter ces erreurs et les corriger immédiatement. Chaque geste, lorsqu’il est effectué, doit être vérifié sur-le-champ (ex : en reproduisant l'adressographe d'un patient (carte de l'hôpital ou de la RAMQ) sur une requête, nous devons vérifier l'identité de celui-ci en répétant son nom). Le CQ se poursuit lors de l’étape suivante (ex : si une erreur se glisse lors de l'identification du frottis par le médecin, elle sera interceptée à la réception du spécimen lors du déballage). Par ailleurs, certains autres aspects du contrôle de qualité, tel que le cytodiagnostic lui-même, ne sont possibles que lorsqu'un événement subséquent provoque la situation (ex : on révisera le frottis antérieur lorsque le frottis actuel est anormal ou lorsqu'il y a un diagnostic discordant à la biopsie). Le tableau suivant décrit brièvement les principales étapes et les principaux gestes posés par tous les intervenants en relation avec la visite d'un patient. Chacun de ces gestes nécessite une attention particulière. Un système d'assurance qualité doit donc être mis en place et des contrôles de la qualité spécifiques organisés et documentés seront effectués pour chaque geste. Dans ce document, la phase pré-analytique et ses composantes sont détaillées dans les chapitres 1 à 17. La phase analytique, où l'on retrouve entre autre la section de la lecture du frottis, est décrite aux chapitres 18 à 21. Quant à la phase post-analytique, la phase clé pour le CQ du cytodiagnostic lui-même, elle sera expliquée dans les chapitres suivants.

L'assurance qualité. 133


TABLEAU DES BONNES PRATIQUES DE LABORATOIRE

Phase pré-analytique Phase analytique Phase post-analytique

Bureau du médecin : Identification (lame, pot, tube) Prélèvement & fixation adéquats Requête dûment complétée

Vérification de l’identification : Par le cytologiste Lame & requête

Envoi du rapport final : Impression, via réseau Expédition, télécopieur

Transport : Emballage étanche (cartonnet, pot d’alcool)

Tamisage des frottis : Ajustement du microscope Tamisage complet du frottis Pointage, repointage spécifique

Archivage : Lames Requêtes Blocs cellulaires

Réception au laboratoire : Déballage Validation Numérotation

Élaboration du diagnostic : Corrélation entre renseignements

cliniques-historique et cellules retrouvées et pointées

Relance : Par lettre Par téléphone

Technique préparatoire : Centrifugation Étalement Coloration Montage

Émission du rapport final : Forme manuelle : par écrit, code Forme informatisée : à l'ordinateur

Assurance qualité et statistiques : Évaluation Indicateur de performance Éducation continue CQ interne et externe

22.2 Envoi du rapport final Cette étape est le début de la phase post-analytique. Chaque analyse reçue au laboratoire doit être finalisée par un rapport écrit ou consigné à l'ordinateur selon le cas. Le laboratoire doit mettre en place un système sécuritaire d'acheminement des rapports. Le médecin requérant doit indiquer sur sa requête l'endroit où il désire recevoir son courrier et le laboratoire procède alors par courrier interne, par la poste, par télécopieur (fax) ou par transmission informatique via réseau à l'acheminement du rapport final de l'examen demandé.

22.3 Archivage Une ou des copies des rapports finalisés doivent être conservées et archivées si aucun support informatique n'est disponible. Si le laboratoire est informatisé, on peut décider ou non d'imprimer des copies sur papier pour consultation ultérieure. Idéalement, afin de faciliter les révisions et consultations, toutes les lames de cytologie gynécologiques et non gynécologiques ainsi que les blocs cellulaires devraient être conservés sur les lieux même du laboratoire pour une période de 5 ans. Tout le matériel des années précédentes devrait être facilement accessible.



Selon la Société Canadienne de Cytologie, tous les rapports, les lames, et les blocs cellulaires gynécologiques et non-gynécologiques négatifs doivent être conservés pour une période minimale de 5 ans. Toujours selon la Société Canadienne de Cytologie, tous les rapports, les lames et les blocs cellulaires gynécologiques et non-gynécologiques positifs devraient être conservés pour une période de 20 ans. De plus, une politique écrite du mode d'entreposage et d'accessibilité doit être établie. Toutes les lames doivent être disponibles pour révision dans un délai raisonnable. Si une ou des lames sont prêtées pour un examen ou un CQ externe, un arrangement écrit est nécessaire avec les détails concernant l'entente. Tout autre prêt ou échange de lames, doit être documenté.

22.4 Relance Selon les habitudes du laboratoire, après entente avec tous les médecins requérant concernés, un système de relance devrait être instauré dans chaque laboratoire. De cette façon, on s'assurera qu'aucun rapport final ne sera perdu ou oublié sans qu'une opportunité de suivi soit offerte à la patiente. Cette relance peut s'effectuer par téléphone, par une lettre acheminée par la poste (voir exemple de formulaire de relance en annexe 9) ou par télécopieur, auprès du médecin requérant. Celui-ci pourra alors agir rapidement et y donner suite, s'il le juge approprié. La collecte de statistiques est facilitée par le support informatique. C'est le rôle du directeur du laboratoire de voir, lors de l’implantation du système, à ce que les programmes choisis puissent générer ces statistiques sans complications. Pour les laboratoires non informatisés, la solution réside en la collecte quotidienne de diverses statistiques, sous forme de tableaux, par chaque cytologiste à la fin de sa journée. Ces données pourront être compilées par la suite. Pour ce qui est de la corrélation cyto-pathologique, l'effeuillage des rapports de pathologie et de cytologie correspondants peut être nécessaire si aucun autre moyen automatisé n'est disponible. C'est le seul moyen de dépister certains cas de faux positifs (FP) et de faux négatifs (FN).



22.5 Évaluation et indicateur de la performance Un programme d'assurance qualité efficace a pour but essentiel d'uniformiser la pratique d'un ensemble de procédures et d'assurer la reproductibilité de l'analyse. Le patient pourra ainsi s'attendre à obtenir le même service, peu importe où il consultera. Pour ce faire, il est nécessaire de faire l'évaluation de plusieurs paramètres comparables d'un centre à l'autre et ensuite de les comparer. (Ex : le nombre de cas et de lames en cytologie gynécologique et non-gynécologie, le nombre de cas normaux, néoplasiques bénins et malins, la somme de travail de chaque cytologiste (quotidiennement et annuellement), avec le détail du pourcentage de cas de routine versus les cas de suivi ou de patientes à risque, colposcopie, oncologie, etc.). Ces chiffres, lorsque colligés en tableau, se comparent très bien d'un laboratoire à l'autre et sont des indicateurs de la performance. Les indicateurs de performance recueillis à l'interne sont très fiables car ils ont étés comptabilisés de la même façon. Lorsque des indicateurs de performance sont susceptibles d'être utilisés pour comparer plusieurs laboratoires entre eux, la fiabilité des données est directement proportionnelle aux explications claires et précises concernant la collecte de ces mêmes données. Lorsque l'on se compare aux autres, il faut demeurer vigilant et comparer les mêmes données, pour les mêmes activités, de la même façon. En colligeant la somme des faux positifs, faux négatifs et autres diagnostics discordants pour chaque individu impliqué dans le diagnostic (cytologiste et pathologiste), on obtient une bonne image du travail général effectué au niveau de la précision du diagnostic ainsi que la performance générale du laboratoire. Ces éléments peuvent aussi se comparer d'un laboratoire à l'autre. Toutes les statistiques colligées sont idéalement présentées sous forme de tableau mensuel ou annuel où chacun peut se reconnaître personnellement grâce à un code sans pouvoir connaître la performance des autres. De plus, un standard de qualité visé par le laboratoire aura été déterminé par le directeur médical et les responsables de l'assurance qualité. Toute mesure utilisée pour évaluer la performance doit être appliquée de façon uniforme et bien documentée. Si possible, la performance générale du laboratoire et la performance individuelle du personnel doit être mesurée séparément. Un système de comparaison des indicateurs de performance annuels, la révision par des pairs et l'évaluation de la compétence doivent être établis conjointement. Il est recommandé que chaque laboratoire vise à égaler les indicateurs de performance standards acceptés (ex : le taux d'ACESI devrait se situer autour de 5%) et qu'il se compare à d'autres laboratoires de même volume. Il n'existe aucune statistique canadienne encadrant réellement la pratique de la cytologie, seuls les Américains ont des normes qui faute de mieux deviennent les règles établies.



22.5.1 : Indicateurs de performance des spécimens gynécologiques31 Suite aux révisions de frottis effectuées dans le cadre d'un CQ du cytodiagnostic gynécologique, le taux de faux diagnostic (FN) et (FP) doit être mesuré séparément pour le laboratoire, pour chaque cytologiste et pour chaque pathologiste. Un résultat de faux négatif est défini comme étant un cytodépistage raté pour une anomalie cellulaire sur un frottis satisfaisant, celle-ci étant plus grande ou égale à des altérations sur cellules épidermoïdes de signification indéterminée (ACESI) ou son équivalent si une autre terminologie est employée. Un résultat de faux positif est défini comme étant un résultat de cytologie faussement appelé positif alors que la patiente n'est pas porteuse d'une lésion anormale (supérieure ou égale à ACESI). Il doit cependant y avoir plusieurs frottis négatifs subséquents et idéalement une biopsie négative à l'appui (corrélation cyto-pathologique). La catégorie diagnostique des ACESI peut être ou non, incluse dans les calculs statistiques des FP et FN. Il revient au directeur du laboratoire et au responsable de l'assurance qualité de déterminer la procédure pour les calculs des statistiques. Les résultats de la corrélation cyto-pathologique pour chaque type de lésion doivent être mesurés en employant soit les résultats de la biopsie, du matériel chirurgical ou en dernier lieu du suivi clinique. Les données statistiques détaillant le nombre total de cas gynécologiques reçus au laboratoire doivent être documentés sur une base périodique ou annuelle, pour déterminer le volume d'analyse du laboratoire et les périodes les plus achalandées. Les taux de frottis satisfaisants, satisfaisants mais limités et insatisfaisants doivent être mesurés au niveau du laboratoire, et si possible, pour chaque cytologiste et pour chaque individu (médecin ou professionnel paramédical) soumettant des frottis au laboratoire, afin de permettre une intervention spécifique si le taux est trop élevé. Le total par catégorie diagnostique spécifique, devrait être mesuré au niveau du laboratoire, et si possible, pour chaque cytologiste et pathologiste (ex. : % ACESI, % LIBG, etc.). Le temps de traitement du spécimen, c’est-à-dire le délai entre la date de réception du spécimen au laboratoire et la date à laquelle le rapport a été produit, doit être mesuré et indiqué sur le rapport, ainsi que la date du prélèvement.

31 Société Canadienne de Cytologie, Directives concernant la pratique de l’assurance qualité en cytopathologie, pages 4-5.



22.5.2 Indicateurs de performance des spécimens non-gynécologiques32 Pour tous les spécimens non-gynécologiques, la corrélation cyto-pathologique doit être faite ; et, peu importe que le diagnostique initial soit positif ou négatif, si une biopsie ou une chirurgie a été faite au patient il faut vérifier s'il y a discordance de diagnostic. Les lames de cytologie doivent être révisées et au besoin les lames de pathologie. Avant de conclure, on doit tenir compte du délai entre les diverses interventions et au besoin consulter le dossier clinique pour colliger des informations supplémentaires (ex : image radiologique, traitement de radiothérapie etc.). Toute révision de lames doit être notée, documentée avec tous les détails, soit les numéros de lames, le nombre de lames, le diagnostic initial, le diagnostic révisé, s'il y a correction, les initiales de tous les intervenants, la date de la révision, etc. Pour évaluer la performance générale du laboratoire ou la performance individuelle, il est indiqué de calculer la sensibilité et la spécificité des diagnostics. La spécificité est la capacité d'émettre un diagnostic négatif lorsqu'il est négatif et la sensibilité est la capacité d'émettre un diagnostic positif lorsqu'il est positif. Ainsi, les indicateurs de performance mentionnés précédemment et le taux de productivité pour chaque cytologiste doivent être documentés et discutés avec l'individu concerné s'il y a lieu. Les données statistiques détaillant le nombre total de cas non-gynécologiques reçus au laboratoire doivent être documenté sur une base périodique ou annuelle, pour déterminer le volume d'analyse du laboratoire et les périodes les plus achalandées. Les spécimens doivent être catégorisés par site anatomique. Le nombre total des diagnostics négatifs et anormaux doit être calculé par diagnostic spécifique, par site anatomique, par cytologiste et par pathologiste afin de mettre en lumière les écarts prononcés de diagnostics. Les taux de spécimens satisfaisants et insatisfaisants en non-gynécologie doivent être compilés annuellement. Le calcul du taux de spécimens insatisfaisants par médecin requérant en comparaison à la moyenne du laboratoire est recommandé. Si nécessaire, les résultats peuvent être communiqués aux médecins concernés. Les résultats de l'assurance qualité, soit la compilation des indicateurs de performance et d'évaluation de compétence pour le laboratoire doivent être compilés annuellement. L'analyse de ces données pourrait indiquer aux cytologistes leur degré de performance par rapport à la littérature. On devra aussi favoriser la mise en place de mesures d'amélioration de la qualité si nécessaire.

32 Société Canadienne de Cytologie, Directives concernant la pratique de l’assurance qualité en cytopathologie, page 5.



La compilation de ces diverses statistiques est nécessaire dans le but d'assurer la fiabilité du laboratoire, entre autre en ce qui concerne la charge de travail des cytologistes (nombre de frottis examinés quotidiennement) et la qualité des rapports d'analyses (spécificité et sensibilité).

22.5.3 La compilation des données La quantité de cas révisés dans le laboratoire, par le cytologiste et/ou par le pathologiste doit être compilée. Chaque cas révisé doit être consigné avec son cytodiagnostic initial et le cytodiagnostic révisé selon le cas, ainsi que l'identification des cytologistes impliqués soit dans la lecture primaire soit dans la révision secondaire. Ces opérations doivent être faites ouvertement, de façon transparente quoique confidentielle. La validité du cytodiagnostic révisé doit être confirmée par le pathologiste responsable. Idéalement le laboratoire se dotera d'un système clérical simple, tel un petit bordereau de contrôle de qualité où seront inscrites les principales informations relatives au cas révisé. Ces bordereaux seront ensuite compilés manuellement ou entrés à l'ordinateur. (Voir grille en annexe 6). Une procédure devrait exister pour compiler et faire connaître à chaque cytologiste son niveau de performance personnel, par rapport à son groupe et surtout par rapport aux attentes du département. La compilation des cas révisés et reclassés est nécessaire pour pouvoir élaborer un profil de travail de chacun des cytologistes et pathologistes du laboratoire. Les points faibles pourront être renforcés grâce à des lectures, consultations de lames de collection, participation à des ateliers de microscopie et conférences ou dans les cas extrêmes, par une période de recyclage dans une école de cytologie.

22.5.4 Statistiques annuelles Le laboratoire doit colliger des statistiques et celles-ci doivent être disponible pour consultation, même si le support informatique est inexistant. La compilation mensuelle ou périodique peut s'avérer plus facile dans ce cas-ci. Ces statistiques doivent être compilées globalement au niveau du laboratoire et pour chaque cytologiste spécifiquement. Statistiques générales ou indicateurs de performance • Nombre de cas et de lames de cytologie gynécologique. • Nombre de cas et de lames de cytologie non-gynécologique. • Nombre de cas et de lames par type de spécimen non-gynécologique. • Nombre de patients représentés par ces analyses. • Moyenne de lames par cas de gynécologie et de non-gynécologie.



Indicateurs de performance spécifiques au cytodiagnostic : • Nombre de cas insatisfaisants, satisfaisant mais limité et satisfaisant en cytologie

gynécologique et non-gynécologique exprimé en pourcentage du nombre total de cas et ce par cytologiste, par pathologiste, par médecin requérant, etc.

• Une énumération des différentes causes de frottis insatisfaisants exprimés en pourcentage du nombre total de cas.

• Nombre de cas par catégorie diagnostique en gynécologie (ex. Nombre d’ACESI, nombre de lésions de bas grade, etc.) exprimé en pourcentage du nombre total des cas.

• Nombre de cas par cytodiagnostic, par cytologiste et par pathologiste. • Le nombre de discordances entre le diagnostic du cytologiste et celui du pathologiste. • Nombre de cas où l'on note une discordance entre les diagnostics cytologiques et les

diagnostics histopathologiques correspondants. • Le nombre total de frottis révisés suite à un cas anormal subséquent. • Nombre de cas où, à la révision de la cytologie antérieure, le diagnostic révisé était identique

ou discordant. (FN, FP, suspect reclassé +, suspect reclassé -, etc.). • Courbe statistique anonyme montrant la performance individuelle ciblée par rapport à la

performance du laboratoire (de l'ensemble des cytologistes et des pathologistes). • Le nombre total des faux négatifs exprimé en fraction de faux négatifs. Il s'agit du nombre

total de faux négatifs retrouvés lors de la révision au hasard. La formule pour calculer la fraction de faux négatifs est expliquée en 23.5. Ce pourcentage doit être calculé pour le laboratoire et pour chaque cytologiste.

NOTE : Cette dernière statistique peut servir de comparaison entre les laboratoires car elle ne dépend d’aucun facteur comme l’incidence de la maladie ou les critères de chacun.

22.6 Pratique d’éducation continue Il est souhaitable que chaque cytologiste adhère à un programme de formation continue local ou régional. De plus, il est essentiel pour chaque cytologiste de parfaire ses connaissances en lisant régulièrement la littérature courante. Idéalement chaque cytologiste devrait avoir la possibilité de participer aux réunions d'associations, à différents comités concernant l'exercice de la profession, et d'assister aux rencontres scientifiques locales, régionales, nationales et même internationales. Chaque laboratoire de cytologie devrait avoir un nombre suffisant de livres de référence en cytologie gynécologique et non gynécologique ainsi qu'un abonnement à une ou plusieurs revues de cytologie (ACTA CYTOLOGICA et DIAGNOSTIC CYTOPATHOLOGY).



23. Procédures de révision Il existe plusieurs façons d'effectuer le contrôle de qualité du cytodiagnostic. Les diverses procédures de révision ont deux aspects spécifiques à vérifier, soit la qualité du tamisage et la qualité et la précision du diagnostic. Tout contrôle de qualité du cytodiagnostic commence nécessairement par une révision de lame. Chaque laboratoire a le loisir de choisir son mode de révision, l'essentiel est de documenter l'exercice. Les méthodes de contrôle de qualité peuvent être interne ou externe, quotidienne, hebdomadaire ou annuelle.

23.1 Contrôles de la qualité interne

23.1.1 Révision de 10% des frottis négatifs Présentement au Québec, il est recommandé par l’Association des pathologistes du Québec de réviser 10% de tous les cas de cytologie gynécologique interprétés négatives au laboratoire. Cette révision doit être faite par un superviseur ou un cytologiste qualifié. Cette méthode est de plus en plus mise en doute quant à sa valeur dans la détection des faux négatifs. Elle demeure toutefois un excellent moyen, comme toutes les autres méthodes de révision des cytologies négatives, d'uniformiser la pratique à l'intérieur du laboratoire. Quotidiennement, le responsable du contrôle de la qualité sélectionne au hasard 10% des frottis évalués négatifs, la veille, dans son laboratoire. Les frottis de contrôle et les frottis de patientes à risque (suivi, colposcopie, radiothérapie, clinique anormale et autres) ont été triés de la masse et évalués séparément, en priorité. Il y aura donc idéalement sélection, au hasard, de 5% des lames dans la section routine et 5% dans la section à risque. Cette relecture doit se faire avant l'émission du rapport final. Une compilation statistique doit être tenue quotidiennement quant au nombre de frottis révisés et au nombre et types d'erreurs retrouvées.

Procédures de révision. 141


23.1.2 Révision dirigée (des cas dits à risque élevé) Quotidiennement, le responsable du contrôle de la qualité sélectionne au hasard 10% des frottis évalués négatifs parmi les frottis de patientes à risque élevé uniquement.

23.1.3 Révision de 100% des frottis Tous les frottis sont relus entièrement par un deuxième cytologiste.

23.1.4 Retamisage rapide de tous les frottis négatifs Le contrôle de la qualité, par la relecture rapide, est une méthode alternative au contrôle de la qualité par le retamisage de 10 % des frottis considérés négatifs. Cette méthode est préconisée par le département d'Histopathologie du Royal Victoria Hospital en collaboration avec le département de cytologie du Newcastle General Hospital de Grande-Bretagne33. La méthode consiste à réexaminer partiellement tous les frottis négatifs, en se déplaçant selon un trajet préétabli pendant environ trente secondes. En Grande-Bretagne, les essais ont démontré que les bords des lames devaient faire partie du trajet, puisque souvent, c'est à cet endroit que les cellules altérées sont plus susceptibles de nous échapper. Plus près de nous, le département de cytologie du CHA, pavillon St-Sacrement de Québec a tenté l'expérience et cette méthode s'avère très efficace. Une publication dans la revue Acta Cytologica34 conclut d'ailleurs que cette méthode est supérieure à la méthode de révision de 10% des cas normaux. Les frottis sont examinés à une vitesse normale, les champs étant tout simplement plus distancés. Si, sur le frottis, une ou plusieurs cellules anormales sont détectées, celui-ci sera mis de côté, jumelé à son rapport et une relecture complète sera refaite à la lumière des renseignements cliniques, par un cytologiste affecté à ce travail. Si besoin est, il sera acheminé au pathologiste. Le cytodiagnostic sera modifié avant l'émission du rapport. La relecture rapide est une méthode alternative peu coûteuse, puisqu'elle est effectuée par le personnel en place35.

33 1995 Blackwell Science Ltd, Cytopathology, 6 : 376-387. 34 C. Lemay and A. Meisels, 100% Rapid (Partial) Rescreening for Quality Assurance. Acta Cytologica. Vol 43, No 1/January-February 1999. 35 M. Hutchnison, Assessing the Cost and Benefits of Alternative Rescreening Strategies. Acta Cytologica ; Vol.40, Number 1/January-February 1996.



23.2 Comparaison des méthodes36 L'efficacité des méthodes de contrôle de la qualité à été maintes et maintes fois mesurée. Plus un test est sensible (plus il s'approche de 100%), plus il sera efficace.

Méthode employée Sensibilité totale Aucun contrôle de la qualité 76.00% Révision de 10% des frottis négatifs choisis au hasard.

76.87%

Révision dirigée (des cas dits à risque élevé). 80.00% Révision de 100% des frottis par un deuxième cytologiste.

93.70%

Retamisage rapide de tous les frottis négatifs. 84.40% Révision automatisée. 84.83% à 84.93% L'efficacité d'une méthode est très importante en assurance qualité, mais on doit aussi tenir compte des coûts.

Méthode employée Coût supplémentaire pour chaque cas additionnel trouvé

Aucun contrôle de la qualité 0$ Révision de 10% des frottis négatifs choisis au hasard.

1049$

Révision dirigée (des cas dits à risque élevé). 981$ Révision de 100% des frottis par un deuxième cytologiste.

1049$

Retamisage rapide de tous les frottis négatifs. 348$ Révision automatisée. 2197$ à 4486$

36 M. Hutchinson, Assessing the Costs and Benefits of alternative Rescreening Strategies, Acta Cytologica, Volume 40, Number 1/January-February 1996.



23.3 La révision des frottis antérieurs à un frottis positif Les diverses méthodes ci-dessus citées sont des modes de révisions au hasard (sauf pour la méthode de retamisage rapide, qui révise tous les frottis négatifs partiellement). Les deux modes de révisions qui suivent sont plus spécifiques et résultent directement d'une analyse en cours ou d'une confirmation histologique qui nous oblige à réviser le ou les frottis antérieurs. Le Laboratoire de Santé Publique du Québec (LSPQ) en collaboration avec l'Association des Pathologistes du Québec (APQ) recommande la révision systématique des frottis cytologiques négatifs, des deux années antérieures pour les cas significatifs de lésion de bas grade ou plus, nouvellement dépistées. Si un diagnostic révisé est suffisamment important pour affecter le suivi thérapeutique du patient, un rapport complémentaire doit être émis. Toutes les informations relatives aux frottis antérieurs révisés sont notées. Le degré de divergence doit être déterminé, les lames révisées et le diagnostic de révision consigné par écrit. S’il y a une action corrective entreprise, elle doit être consignée. (Voir grille en annexe 7).

23.4 Les corrélations cyto-pathologiques Il s'agit de la révision de la cytologie et/ou de la biopsie présentant un diagnostic discordant ; soit lorsqu'il y a un écart entre l'évaluation d'un frottis cytologique et le diagnostic d'une biopsie lors d'une colposcopie. Le dossier histologique, lorsque disponible, doit être comparé aux diagnostics rapportés en cytologie. Les cytodiagnostics rapportés de lésion de bas grade et plus doivent être comparés au diagnostic de la biopsie de cette même patiente. Le degré de divergence doit être déterminé, les lames révisées et le cytodiagnostic de révision consigné par écrit. S’il y a action corrective à entreprendre, elle doit être consignée. (Voir grille en annexe 8). Le suivi des cas peut se faire par écrit si l'information ne parvient pas au laboratoire. Un formulaire type sera alors élaboré, envoyé au clinicien, rempli par celui-ci et retourné au laboratoire. Suite à ces nouvelles informations, les lames seront révisées et un nouveau cytodiagnostic sera émis si nécessaire. Le tout sera consigné par écrit. (Voir formulaire de relance en annexe 9). Dans un laboratoire muni d'un système d'assurance qualité adéquat, le processus de révision cyto-pathologique est la base du programme de contrôle de la qualité en cytologie. La biopsie est la preuve ultime du degré de lésion dont la patiente était porteuse lors de l'analyse de son prélèvement.



Que le laboratoire soit informatisé ou non, il doit avoir un système qui permet de retracer tous les spécimens de biopsies qui ont eu un prélèvement cytologique correspondant et effectué à l'intérieur d'un délai prédéterminé. Chaque laboratoire choisira, pour chaque situation, lequel frottis doit être révisé. Les résultats de chaque révision doivent être documentés. Chaque cytologiste concerné doit revoir les cas aux diagnostics litigieux et toutes les erreurs doivent être documentées. Un diagnostic sera considéré discordant, si, il y a deux niveaux de différence entre l'évaluation initiale et le diagnostic révisé (ex : frottis normal versus lésion de bas grade).

23.5 Le terme faux négatif Le terme faux négatif se dit d'un frottis considéré comme étant négatif, et qui, à la révision, contient des anomalies égales ou supérieures à ACESI. L'atypie bénigne reliée à l'inflammation ou à la découverte de micro-organismes ne constitue pas une erreur significative. Les changements cytopathologiques causés par l'herpès représentent cependant une exception. Le cytologiste concerné par une révision de cytodiagnostic doit obligatoirement revoir ses lames et émettre une opinion. S'il est en désaccord avec le responsable du cytodiagnostic et/ou le réviseur, le pathologiste ou un comité local de contrôle de la qualité devra trancher. La fraction de faux négatifs est le pourcentage de faux négatifs pour le laboratoire ou pour un cytologiste. Ce calcul peut être fait à partir de divers type de révision (relecture rapide, révision de 10% des cas négatifs, corrélation cyto-pathologique, etc.). On doit faire attention de préciser le type de révision utilisé avant de les comparer. Fraction de faux négatifs = total des erreurs (cas non vus) X 100 Nombre total de cas positifs (vus + non vus)

23.6 Le cytodiagnostic révisé Un nouveau rapport indiquant le cytodiagnostic révisé doit être émis si ce fait modifie le suivi du patient ou son traitement de quelque façon que ce soit. Cet état de fait doit être consigné par écrit. (Voir à cet effet 19.5.1 : Le rapport complémentaire).



23.7 Le terme faux positif Le terme faux positif se dit d'un frottis considéré comme étant positif, et qui, à la révision, contient toujours des cellules difficiles d'interprétation mais, compte tenu de l'ensemble des données disponibles, seront considérées comme ayant été surévaluées à la lecture initiale. Le cytodiagnostic sera donc révisé à la baisse et paraphé par le pathologiste correcteur initial. Un rapport complémentaire ou au moins un téléphone au clinicien s'impose afin de clarifier la situation. On doit procéder avec rigueur avant de décider de modifier à la baisse un diagnostic positif. Face à un profil clinique nettement négatif et une ou des biopsies/chirurgies négatives une révision des critères diagnostiques, afin de ne pas répéter la même erreur est nécessaire. Ce genre de cas doit servir à l'éducation continue de l'ensemble des membres du laboratoire. Il pourrait aussi être rangé dans une filière de cas de collection de lames. L’harmonisation des critères peut s’avérer nécessaire entre les cytologistes d'un laboratoire. Une bonne référence générale des critères du cytodiagnostic pour la cytologie gynécologique se trouve dans The Bethesda System Atlas de Kurman et Solomon. Cet atlas répertorie aussi les cas considérés insatisfaisants. La tenue de conférences ou la circulation de cas sur une base régulière (voir grille en annexe 10) est nécessaire pour améliorer la qualité du travail de chacun et l'harmonie des diagnostics. La participation à des réunions scientifiques, conférences, congrès ou toute activité connexe à la profession devraient être de pratique courante et facilitées par le superviseur si une absence du travail s’impose.

23.8 Contrôles de la qualité externe Le contrôle de qualité externe nécessite une aide ou une participation de l'extérieur. C'est un mode d'opération relativement peu connu et beaucoup moins utilisé que le contrôle de qualité interne. Diverses façons de faire sont documentées, dont voici une énumération exhaustive.

23.8.1 Échange entre laboratoires

Lorsque possible, la révision des frottis normaux et anormaux, échangés entre laboratoires coopérants sur une base provinciale ou régionale devrait être établie. Bien que non obligatoire selon les régulations locales ou provinciales, chaque laboratoire est fortement encouragé à participer à un tel programme, d'une façon ou d'une autre. De plus, un mécanisme de mesures correctrices devrait être mis en place, lorsque les indicateurs de performance et les évaluations de compétence sont considérés comme étant sous les standards acceptés. Les évaluations de performance devraient être utilisées afin d'identifier ceux qui pourraient bénéficier d'un programme d'éducation axé sur les carences préalablement identifiées.



23.8.2 Le CD-ROM Le groupe de travail formé de membres venant du Laboratoire de Santé Publique du Québec et de l'Association des Pathologistes du Québec a élaboré une nouvelle forme de contrôle de la qualité externe : la production d'images sur CD-ROM. C'est une création québécoise, une première dans ce domaine. La qualité des images est supérieure à tout autre type de médium et la manipulation en est très facile. L'évaluation d'un CD-ROM contenant des images diagnostiques de lésions caractéristiques en cytologie et pour lesquelles une réponse précise est demandée, est un exemple de système de CQ externe. Un CD-ROM de cas de cytologie gynécologique et non-gynécologique doit être visionné par les laboratoires participants en groupe ou idéalement individuellement. S'il est obligatoire et individuel, cela est encore plus appréciable car un cytodiagnostic collectif rendra compte de la fiabilité générale du laboratoire et non des individus en particulier. C'est aussi un outil précieux d'éducation continue pour les laboratoires à plus faible pourcentage de lésions positives et de lésions rares.

23.8.3 L’essaimage de cas dits "inconnus" L'essaimage de cas inconnus à travers la routine d'un laboratoire est une technique connue et reconnue depuis longtemps. Elle consiste à créer une banque de cas avec requêtes et renseignements cliniques adéquats qui imitent "parfaitement" un cas de routine envoyé au département. Tôt ou tard chaque cytologiste aura dans sa routine un de ces cas et son taux de "repêchage" correspondra à sa part de CQ. Si les cas viennent d'ailleurs, la coloration devra être similaire pour que le cytologiste ne détecte pas "l'intrus". Cette technique qui peut être assez complexe à préparer peut ne pas réussir auprès des cytologistes les plus intuitifs. De plus, beaucoup de cas devront être introduits si l'on veut effectuer un réel CQ, et ainsi s'assurer de la qualité du travail de chaque cytologiste.

23.8.4 Séries de lames envoyées aux laboratoires Sur le principe d'examens faits en groupe ou individuellement, des tests sur lames venant de l'extérieur, tel que pratiqué en Ontario depuis 15 ans déjà, constituent une méthode reconnue de CQ externe. La série de lames à examiner arrive au laboratoire et doit être retournée avec le cytodiagnostic du laboratoire et ce, dans un délai assez court. Cette méthode peut constituer un CQ collectif mais en aucun temps, la qualité du travail individuel n'est réellement vérifiée.



23.8.5 Révision des lames par les pairs Le but d'un CQ externe est de déterminer et de documenter la performance d'un laboratoire donné par une méthode objective et qui ne peut être manipulée de l'intérieur de ce laboratoire. Les statistiques ainsi recueillies peuvent servir de preuve lors d'éventuelle accréditation. L'objectivité du CQ interne s'avère ainsi contrebalancé par la participation à un CQ externe. Les lames sont révisées par des pairs, à l'externe c'est à dire par des cytologistes ne travaillant pas au laboratoire qui est testé, et sont soumises à un comité de révision lorsque le cytodiagnostic initial du laboratoire ne correspond pas à celui émis provisoirement pas le "réviseur". Le comité formé de 3 à 5 personnes (cytologistes et pathologistes) se réunissant de façon hebdomadaire doit établir un consensus sur chaque cas litigieux, afin de présenter au laboratoire participant un rapport écrit et détaillé de sa performance. Ces révisions se font idéalement avant l'émission du rapport final, retardant celui-ci de quelques jours.

23.8.6 Le tamisage automatisé Le tamisage automatisé est effectué par un ordinateur intelligent qui interprète les cellules contenues dans un frottis de cytologie gynécologique. Deux types d'appareils sont présentement en développement : L'ordinateur effectue la première lecture et sélectionne une centaine d'images les plus atypiques pour chaque frottis lesquelles seront revues par un cytologiste sur un écran couleur quadrillé. Le rapport final sera toujours finalisé suite à la révision du cytologiste. L'ordinateur effectue la lecture initiale et finalise lui-même les cas qu'il juge normaux. Les autres cas, les cas anormaux ou rejetés pour diverses raisons techniques, seront revus par un cytologiste sur un écran quadrillé ou au complet au microscope, selon le cas. Ces technologies sont à nos portes mais elles ne sont pas encore tout à fait au point. Ceci pourrait constituer un CQ externe probablement efficace, mais certainement très coûteux.



24. Les bonnes pratiques de laboratoire et la qualité de la phase post-analytique

Pour compléter cette section, précisons quelques bonnes pratiques de laboratoire. Vu la diversité de celles-ci, elles sont regroupées sous trois (3) aspects distincts : technique, organisationnel et finalement administratif permettant à chaque utilisateur de visionner plus rapidement la section le concernant davantage.

24.1 Aspect technique • Réviser systématiquement les lames des deux (2) années antérieures de chaque nouveau cas

de LIEBG ou plus. • Réviser les lames de cytologie où il y a non-corrélation avec la pathologie et faire réviser

cette dernière le cas échéant. • Mettre à jour ses connaissances en consultant régulièrement les livres de références et/ou les

revues de cytologie. • Appliquer le mode de CQ interne du laboratoire de cytologie. • Participer au programme externe d'AQ choisi par le laboratoire.

24.2 Aspect organisationnel • Surveiller l'écart entre la date d'arrivée des spécimens et la date de sortie des rapports, être en

mesure d'expliquer cet écart et de procéder à des correctifs, si nécessaire. • S'assurer que la transmission et l'acheminement des rapports sont conforme à la pratique du

laboratoire et qu'elle est toujours faite sous l'autorisation d'un cytologiste ou du pathologiste responsable.

• S'assurer que la procédure de relance est effectuée conformément aux règles établies dans le

laboratoire.

Les bonnes pratiques de laboratoire. 149


• Préparer et remplir quotidiennement la feuille de route (ou les données informatiques) de

chaque cytologiste où sont indiquées : Le nombre de cas et de lames de non-gynécologie. Le nombre de cas et de lames de gynécologie ; cas à risque, cas de routine. Le nombre et le type de lésions retrouvées : ACESI, LIEBG, etc. Le nombre de cas révisés, le résultat et la raison de la révision : relecture rapide ou de 10%

des cas dits négatifs, non-corrélation cyto-pathologique, lames antérieures à un nouveau cas, retour du pathologiste.

• Compiler le taux de faux diagnostics (faux négatifs et faux positifs) pour chaque cytologiste

et chaque pathologiste. • Réserver une part du budget du laboratoire pour le renouvellement des abonnements aux

revues de cytologie et aux manuels de références.

24.3 Aspect administratif • Établir un calendrier d'archivage, d'entreposage et de destruction des copies de rapports, des

lames de gynécologie et de non-gynécologie (cas normaux et anormaux) suivant les normes recommandées par la Société canadienne de Cytologie.

• Établir une procédure pour l'acheminement des rapports de cytologie. • Établir une procédure des recommandations de suivi utilisées au laboratoire de cytologie en

collaboration avec les différents intervenants. • Établir un protocole :

De révision des lames. De relance des cas anormaux. De corrélation cyto-pathologiques.

• Fixer le seuil d'acceptation interne des faux diagnostics en précisant l'inclusion ou l'exclusion

des ACESI (possibilité de lésion). • Compiler périodiquement et annuellement les feuilles de route quotidiennes.



• Afin de déceler les points faibles et de suggérer l'aide appropriée, évaluer le taux de faux

diagnostics (FN et FP) : De tout le laboratoire. De chaque cytologiste. De chaque pathologiste.

• Préparer les statistiques annuelles ou indicateurs de performance tel que décrit en 22.5. • Choisir un mode de contrôle de la qualité interne du laboratoire (voir chapitre 23 :

Procédures de révision) et voir à son application. • Participer à un ou plusieurs programmes de contrôle de la qualité externe.

151


Conclusion L'objectif principal de la mise en place d'un programme d'assurance de la qualité et des bonnes pratiques de laboratoire est et restera toujours de faire bénéficier à chacun de nos patients d'une analyse de qualité optimale. Pour y parvenir, le programme d'assurance qualité du laboratoire de cytologie doit être bien planifié : objectifs précis, buts clairs et accessibles, étapes identifiées, supports logistiques efficaces. Il doit également être bien géré : responsable connu, registres vérifiés régulièrement, statistiques et rapports périodiques, application systématique des contrôles de qualité, actualisation de la formation du personnel, surveillance de l'environnement physique. Le programme d'assurance de la qualité doit surtout être évalué au moins annuellement : évaluation des indicateurs de performance, compilation des contrôles de qualité à chaque étape du processus, évaluation des diagnostics émis et explications des écarts entre ces derniers, corrélations cyto-pathologiques et révision des cas non correspondants, relance des cas anormaux et enfin comparaison des résultats de notre programme avec les normes approuvées par les organismes et associations provinciales et nationales. L'efficacité d'un bon programme d'assurance de la qualité dépend de chacune des mesures appliquées à chaque étape. La documentation de chacune de ces mesures permet de dépister les faiblesses du système, d'identifier précisément les lacunes, d'apporter les corrections nécessaires et d'en garder une preuve permanente à des fins de consultations et de vérifications. Le but principal de toute cette procédure est d'accroître la qualité des résultats. L'assurance de la qualité des résultats d'une analyse est enfin intimement liée à la responsabilité individuelle de chaque intervenant impliqué dans le processus. Les efforts concertés de chacun sont la trame d'un programme adéquat de même que l'implication de chacun garantit son efficacité. Ainsi, un laboratoire de cytologie s'assure de la bonne marche de son programme d'assurance de la qualité et voit à maximiser sa performance et à maintenir son excellence à toutes les étapes de son travail.

152


153


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cytologie. 20 mai 1997. 36 p. 2. Bibbo, M. Comprehensive cytopathology. WB Saunders Company, 1991. 1063 p. 3. Caron, P. Histologie, cahier de laboratoire. N° document 140-380, Cégep Ste-Foy. 4. Chan, R.C.J. et Kung, T.M. "Rehydratation of air-dried smears with normal saline".

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cytologie gynécologique". Bulletin de la société de cytologie de Québec. Vol 9, no 3, p. 22-27.

8. Groupe sectoriel d'expertise en cytologie. Plan d'action sur l'accessibilité et l'efficience

des services de laboratoire. Ministère de la santé et des services sociaux. Gouvernement du Québec. Rapport final, juin 1996.

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400p. 10. Hutchinson, M. L. "Assessing the cost and benefits of alternative rescreening strategies".

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12. Keebler, C. et Somrak, T. The manual of Cytotechnology, 7th edition. ASCP Press.

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J.B. Lippincott Company, Philadelphia. 1992. 1657 p.

154


15. Koss, L.G., Woyne, S. et Olszewski, W. Aspiration biopsy cytologic interpretation and

histologic bases. First édition. Igaku-Shoin, New-York and Tokyo. 1984. 490 p. 16. Kurman, R.J. et Solomon, D. The Bethesda System for reporting cervical/vaginal

cytologic diagnoses. Springer-Vaslag, New-York Inc. 1994. 81 p. 17. Lemay, C. «Le contrôle de la qualité par la relecture rapide». Bulletin de la société de

cytologie de Québec. La cytologie pour tous. Vol 10, no 3. P. 4-5. 18. Lemay, C. and Meisels, A. 100% Rapid (Partial) Rescreening for Quality Assurance.

Acta Cytologica. Vol 43, No 1. P. 86-88. 19. Le médecin du Québec, volume 33, numéro 7, juillet 1998. 20. Linder, J. et Rennards, S. Bronchoalveolar lavage. ASCP Press, Chicago. 1988. 196

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Université Laval, Québec. 22. Meisels, A. et Morin, C. Cytopathology of the Utérus 2nd édition. ASCP Theory and

practice of Cytopathology 1. ASCP Press, Chicago. 1997. 506 p. 23. Melamed, MR et Flehinger, B.J. "Re-evaluation of quality assurance in the cytology

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Pavillon St-Sacrement. 72 p. 28. Ramzy I, Pulmonary cytology and aspiration biopsy. American society of cytology,

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règlement 3.001 Les éditeurs officiels du Québec. 01/01/98 No : z-551-18527-0.

155


30. Société canadienne de cytologie. Directives concernant la pratique de l'assurance-qualité en cytopathologie. Seconde révision, septembre 1996. 30 p.

31. Société canadienne des technologistes de laboratoire. Compétences nécessaires aux

cytotechnologistes de premier échelon. Mai 1997. 8 p. 32. Société canadienne des technologistes de laboratoire. Les compétences futures des

cytologistes. Juin 1996. 33. Thompson D.W. Adequate "pap" smears. A guide for Sampling Techniques in

Screening for Abnormalities of the Uterine Cervix. LPTP Ontario medical association. Second Edition 1996. 20 p.

34. Triol, J.H. ASCT Cytopathology quality assurance guide. American society for

cytotechnology, Volume 1, 1992. 199 p.

156



Annexes



Annexe 1 Grille de vérification de la coloration Période numéro : Année : Colorant Hématoxyline OG EA Manufacturier Numéro de lot Date de l’ouverture du contenant

Coloration nucléaire Coloration cytoplasmique No du spécimen

Date Qc Initiales

Satisf. Non satisf.

Satisf. Non satisf.

Satisf. Non satisf.

Instructions/commentaires



Annexe 2 Grille d’entretien des appareils Numéro de la période : Année : Appareil : No de modèle : No de série : Acheté de : Date d’achat : Cie assurant l’entretien : No de tél. : Inscrire la date et signer à chaque entretien régulier de cet appareil.

DATE TYPE D’ENTRETIEN EFFECTUÉ SIGNATURE Indiquer si une réparation ou un entretien spécial a été fait.

DATE TYPE DE RÉPARATION EFFECTUÉ PAR



Annexe 3 Cytologie gynécologique : Terminologie Bethesda Évaluation de la qualité des spécimens : # Satisfaisants # Satisfaisants mais # Absence de matériel de la zone de transformation # Inflammation limités par : # Absence de renseignements cliniques pertinents # Empilement des cellules # Matériel en partie séché, dégénéré ou écrasé # Sang # Artefacts # Insatisfaisants # Lame brisée, non récupérable # Lame ou requête ne contient pas l’identification appropriée # Hypocellularité (moins de 10 % du frottis) # Absence de cellules pavimenteuses (cellules

endocervicales seulement) # Lame recouverte (plus de 75 % de sa surface) par : # Inflammation

# Sang # artefacts

# Morphologie bénigne # Présence de micro-organismes compatibles avec :

# Trichomonas vaginalis # Candida albicans # Coccobacilles # Actinomyces

# Changements cellulaires bénins réactionnels dus à :

# Inflammation # Vaginite atrophique # Irradiation # Contraceptif intra-utérin # Autre # Herpès Simplex

# Altérations cellulaires pour lesquelles un suivi est recommandé :

# Sur cellules épidermoïdes : # Altérations sur cellules épidermoïdes de signification

indéterminée # Probablement bénignes # Possibilité de lésion

intraépithéliale # Lésion intraépithéliale de bas grade # Lésion intraépithéliale de grade élevé # Carcinome épidermoïde envahissant

# Sur cellules glandulaires : # Présence de cellules endométriales bénignes chez une femme

ménopausée

# Altérations sur cellules glandulaires de signification indéterminée

# Probablement bénignes # Possiblement

néoplasiques # Adénocarcinome de l’endocol # Adénocarcinome de l’endomètre # Adénocarcinome d’origine indéterminée

# Autre néoplasie :



Annexe 4 Compilation charge de travail du cytologiste Nom: No période : Année:

Date Nbre lames gynéco.

Nbre lames colpo/urg.

Nbre lames non-gynéco.

Nbre lames cytoponctions

Nbre lames CQ

Nbre heures faites

Commentaires



Annexe 5 Compilation des cas gynécologiques positifs Nom: Année : No de période :

Date Numéro cytologie

Diagnostic cytologiste

Diagnostic coordonnateur

Diagnostic pathologiste

Commentaires



Annexe 6 Compilation du contrôle de la qualité. Révision des lames de morphologie bénigne

Méthode employée : Retamisage rapide Révision de 10% des frottis choisis au hasard Nom: Année : No de période : Date: No de cytologie Identification

du cytologisteDiagnostic

initial Diagnostic

révisé Identification du

pathologiste


171


Annexe 7 Compilation de la révision des lames antérieures aux cas significatifs En cytologie gynécologique.

(Révision des lames des deux années précédant une lésion de bas grade.) Nom: Année : No de période : Date Numéro du

cas significatif

Diagnostic No de lame antérieure

Diagnostic antérieur

Diagnostic

révisé

Révision hist.

Action prise


173


Annexe 8 Corrélations cyto-pathologiques Date No cytologie Diagnostic No

histologie Diagnostic Diagnostics révisés Initiales

réviseurs


175


Annexe 9 Formulaire de relance

Laboratoire de cytologie XY Adresse

Nom: Numéro de la cytologie : Date de naissance : Date du rapport : Cytodiagnostic : Docteur, Il y a quelque temps, nous vous avons fait parvenir un rapport de cytologie anormale pour ce(cette) patient(e) et nous vous avions recommandé d'effectuer une évaluation histologique. Dans le but de maintenir l'exactitude de nos diagnostics, nous avons besoin de votre assistance. Nous vous demandons de bien vouloir répondre, si possible, aux questions qui suivent. Un examen de relance a-t-il été fait ? Oui Non Où et quand ? Était-ce un examen histologique ? Oui Non Quel a été le diagnostic ? Un autre examen est-il prévu prochainement ? Le(la) patient(e) a été(e) perdu(e) à la relance. Oui Non Le cytodiagnostic a été prouvé cliniquement. Oui Non Mais sachez que nous apprécions beaucoup votre aide et veuillez agréer, Docteur, l'expression de nos sentiments distingués. Signature du pathologiste Date Faire parvenir à l'attention de : cytologiste.


177


Annexe 10 Éducation continue, cas intéressants Date Numéros du cas Diagnostic Caractéristiques

morphologiques Initiales des cytologistes

Date Numéros du cas Diagnostic Caractéristiques


Date Numéros du cas Diagnostic Caractéristiques



179


ISBN 2-9806643-0-8

Documents

Programme d'assurance de la qualité et guide des bonnes …cyto.qc.ca/pdf/1286571409.pdf · 2014-12-21 · Table des matières Introduction ... (BPF), en centre de recherche on parlera