THESE - VetAgro Sup · A Elodie, Nat’, Spierre… A Anne, ma mère de clinique ... Dr Hughes FRANCOIS, Dr Jean-Paul MOULIN Aux Docteurs Bruno GERARD, Sébastien CHARNAY et Hervé

ECOLE NATIONALE VETERINAIRE DE LYON

Année 2005 - Thèse n°

LE SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE CHEZ LA VACHE : ETUDE DE L’UTILISATION PRATIQUE

SUR LE TERRAIN

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD – LYON I (Médecine – Pharmacie)

et soutenue publiquement le 8 novembre 2005 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

CROS Nicolas Né le 5 septembre 1980

à Aurillac (15)

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REMERCIEMENTS

A Monsieur le Professeur Michel BERLAND De la Faculté de Médecine de Lyon Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse,

Hommages respectueux. A Monsieur le Docteur Stéphane MARTINOT De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon Qui nous a proposé ce sujet de thèse passionnant et nous a guidé tout au long de ce travail, Pour sa disponibilité et ses conseils judicieux,

Qu’il trouve ici l’expression de notre profonde reconnaissance. A Monsieur le Docteur Denis GRANCHER De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon Qui nous a fait l’honneur de juger ce travail,

Toute notre gratitude.

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A mes parents, pour votre soutien moral et financier. A Stéphanie, pour ton amour, ta patience et encore ta patience. Merci de m’avoir supporté pendant toutes ces années studieuses. Profitons ensemble de tous ces bons moments à venir. A mes sœurs Isabelle et Valérie, pour votre soutien et toute la connivence fraternelle qu’il existe entre-nous. A Kiwi, à notre rencontre insolite et à tous ces bons moments passés, présents et à venir. A Romane et Lévan, ma nièce et mon neveu, plein de bonheur à vous. A mes grands-parents, pour votre soutien moral et financier. A toute ma famille : mes oncles, mes tantes, mes cousins et cousines. A Francine et Maurice, ma seconde famille : pour votre soutien et les bons moments passés ensemble près du célèbre lac de Lissac sur Couze. A Sylvain, pour tous ces conseils informatiques qui m’ont bien aidé pour réaliser cette thèse, merci. Aux bons moments passés aux Vaseix avec Enzo, Puyj, Demich, JP, Benouze … Au groupe 4 de clinique : Virginie, Anne, Manu, Caro, Coco, Elise et Matthias A Elodie, Nat’, Spierre… A Anne, ma mère de clinique A Anne, ma fille de clinique A tous ceux que j’ai oublié, qu’ils veulent bien m’en excuser.. Au Dr Christelle Rodde, ancien interne à l’Unité Clinique Rurale de L’Arbresle, qui a participé à cette thèse. A Mr et Mme Duret, Mr Gouilloud, Mr Poyet et Mr Dubessy, éleveurs de la clientèle de l’Unité Clinique Rurale l’Arbresle, qui m’ont permis de réaliser ma thèse dans leur exploitation. A mes maîtres de stage qui m’ont beaucoup appris et m’ont fait partager leur amour du métier: Dr Bertrand GUIN, Dr Christophe BELLON, Dr Philippe RIGA, Dr Pierre BUISSON, Dr Jean-Claude GAUTHIER, Dr Hughes FRANCOIS, Dr Jean-Paul MOULIN Aux Docteurs Bruno GERARD, Sébastien CHARNAY et Hervé MARTIN qui me font confiance et m’accueillent dans leur clinique A Kadou, parti trop tôt, pour ta joie de vivre, tu nous laisses d’inoubliables souvenirs et tu nous manques beaucoup…

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TABLE DES MATIERES

Introduction.............................................................................................................................11

1ERE PARTIE: PRINCIPES DE L'IMAGE ULTRASONORE

1. Bases physiques et techniques..........................................................................................12 1.1. L’onde sonore..............................................................................................................12

1.1.1. La fréquence.........................................................................................................12 1.1.2. La longueur d’onde...............................................................................................13 1.1.3. La célérité de l’onde .............................................................................................13 1.1.4. Relation entre la fréquence, la longueur d’onde et la célérité de l’onde sonore...13 1.1.5. L’intensité .............................................................................................................14

1.2. Productions des ultrasons : l’effet piézo-électrique .....................................................14 1.3. Interactions des ultrasons avec la matière ..................................................................15

1.3.1. La propagation des ultrasons ...............................................................................15 1.3.2. Formation des échos............................................................................................15 1.3.3. Pénétration des ultrasons.....................................................................................19 1.3.4. Atténuation des ultrasons.....................................................................................20

2. L’échographe : principe et fonctionnement ........................................................................20 2.1. Principe de base : la transduction ...............................................................................20 2.2. Emission et réception des ultrasons............................................................................21 2.3. Construction de l’image échographique ......................................................................21 2.4. Modes échographiques ...............................................................................................22

2.4.1. Mode A (Mode Amplitude)....................................................................................22 2.4.2. Mode B (Mode Brillance) ......................................................................................22 2.4.3. Mode BD (Mode Bidimensionnel).........................................................................23 2.4.4. Mode TM (Mode Temps Mouvement) ..................................................................24

2.5. Qualité de l’image échographique...............................................................................24 2.5.1. Résolution.............................................................................................................24 2.5.2. Echelle des gris ....................................................................................................26 2.5.3. Réglages des gains..............................................................................................26 2.5.4. Gel de l’image.......................................................................................................27

2.6. Les types de sondes échographiques.........................................................................27 2.6.1. Sondes mécaniques.............................................................................................27 2.6.2. Sondes électroniques...........................................................................................29 2.6.3. Choix de la sonde.................................................................................................31

2.7. Choix de l’échographe pour l’examen de l’appareil génital chez la vache ..................32 3. Sémiologie de l’image échographique ...............................................................................34

3.1. Interprétation de l’image échographique .....................................................................34 3.1.1. Terminologie.........................................................................................................34 3.1.2. Les images de contour .........................................................................................34 3.1.3. Les images tissulaires ..........................................................................................35

3.2. Artéfacts ......................................................................................................................37 3.2.1. La réverbération ...................................................................................................37 3.2.2. La « queue de comète ».......................................................................................39 3.2.3. Le cône d’ombre...................................................................................................39 3.2.4. Ombre acoustique de bord ...................................................................................39 3.2.5. Le renforcement postérieur ..................................................................................40 3.2.6. L’image en miroir ..................................................................................................40 3.2.7. Lobes accessoires................................................................................................41 3.2.8. Artéfact de vitesse constante ...............................................................................43 3.2.9. Artéfact dû à la réflexion spéculaire : anisotropie.................................................43

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2EME PARTIE: LES PRINCIPALES UTILISATIONS EN CLIENTELE DE L'ECHOGRAPHIE EN GYNECOLOGIE BOVINE

1. Conditions à respecter pour réaliser un bon examen échographique gynécologique chez les bovins ...............................................................................................................................45

1.1. Local d’examen ...........................................................................................................45 1.2. Contention des animaux..............................................................................................45 1.3. Examen trans-rectal préalable ....................................................................................47 1.4. Méthodologie de l’examen échographique de l’appareil génital de la vache ..............47

2. Principales utilisations de l’échographie gynécologique chez la vache non gestante........49 2.1. Rappels anatomo-topographiques ..............................................................................49 2.2. Examen échographique de l’utérus non gravide .........................................................50

2.2.1. Echographie de l’utérus au cours du cycle oestral ...............................................50 2.2.2. Appréciation de l’involution utérine.......................................................................51 2.2.3. Appréciation de l’utérus non gravide pathologique...............................................52

2.3. Examen échographique des ovaires ...........................................................................53 2.3.1. Appréciation des organites : follicule et corps jaune ............................................53 2.3.2. Appréciation des formations kystiques .................................................................56 2.3.3. Appréciation du moment optimal pour l’insémination ...........................................58

3. Principales utilisations de l’échographie gynécologique chez la vache gestante...............58 3.1. Diagnostic de gestation précoce .................................................................................58

3.1.1. Rappels concernant le développement de la vésicule embryonnaire ..................58 3.1.2. Principe.................................................................................................................59 3.1.3. Intérêts de l’échographie pour le diagnostic de gestation ....................................60 3.1.4. Application en clientèle.........................................................................................61 3.1.5. Erreurs d’interprétation .........................................................................................62

3.2. Dénombrement des fœtus...........................................................................................64 3.3. Estimation de l’âge du fœtus.......................................................................................64 3.4. Diagnostic du sexe du fœtus.......................................................................................66

3EME PARTIE: METHODES DE DETERMINATION DU SEXE DU FŒTUS CHEZ LA VACHE

1. Indications du sexage en espèce bovine ...........................................................................67 1.1. Sélection génétique et sexage ....................................................................................67 1.2. Système de production laitière et sexage ...................................................................68 1.3. Système de production de viande et sexage ..............................................................69

2. Le sexage des spermatozoïdes .........................................................................................70 2.1. Détermination du sexe du fœtus .................................................................................70 2.2. Techniques de sexage des spermatozoïdes...............................................................70

2.2.1. Sexage selon la quantité d’ADN...........................................................................70 2.2.2. Sexage selon les protéines de surface.................................................................74

3. Le sexage des embryons ...................................................................................................74 3.1. Conditions de réalisation du sexage des embryons....................................................74 3.2. Techniques de sexage des embryons.........................................................................74

3.2.1. Technique cytogénétique ou caryotypique ...........................................................74 3.2.2. Technique immunologique ...................................................................................75 3.2.3. Technique biochimique.........................................................................................75 3.2.4. Technique de biologie moléculaire .......................................................................76 3.2.5. Résumé : tableau comparatif des techniques de sexage des embryons bovins..81

4. Le diagnostic du sexe du foetus par échographie..............................................................81 4.1. Développement embryonnaire des organes génitaux chez les bovins .......................82

4.1.1. Développement embryonnaire des organes génitaux internes ............................82 4.1.2. Développement embryonnaire des organes génitaux externes ...........................83

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4.2. Principe du sexage du fœtus par échographie............................................................92 4.3. Etapes de la méthode du sexage du fœtus par échographie......................................93

4.3.1. Local d’examen ....................................................................................................93 4.3.2. Préparation de l’animal.........................................................................................93 4.3.3. Préparation de l’échographe ................................................................................94 4.3.4. Coupes échographiques utilisables pour le diagnostic du sexe ...........................96 4.3.5. Méthodologie........................................................................................................98 4.3.6. Etude échographique de l’appareil génital externe du fœtus bovin....................103

4.4. Périodes de sexage...................................................................................................109 4.4.1. Période de sexage précoce................................................................................109 4.4.2. Période de sexage intermédiaire........................................................................110 4.4.3. Période sexage tardif..........................................................................................110

4.5. Résultats ...................................................................................................................110 4.6. Risques d’erreur ........................................................................................................111 4.7. Application en clientèle..............................................................................................114

5. Discussion : comparaison entre les 3 méthodes de détermination du sexe ....................114

4EME PARTIE: ETUDE EXPERIMENTALE DU SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE DANS LES CONDITIONS DU TERRAIN

1. Objectif .............................................................................................................................118 2. Matériel et méthode..........................................................................................................118

2.1. Matériel......................................................................................................................118 2.2. Méthode ....................................................................................................................118

3. Résultats ..........................................................................................................................120 3.1. Faisabilité ..................................................................................................................120 3.2. Exactitude..................................................................................................................122

3.2.1. Influence du stade de gestation..........................................................................123 3.2.2. Influence du sexe du fœtus ................................................................................126 3.2.3. Influence du rang de lactation ............................................................................127 3.2.4. Influence de l’élevage.........................................................................................128 3.2.5. Influence de la race ............................................................................................129 3.2.6. Influence de la période de l’étude.......................................................................129

3.3. Innocuité....................................................................................................................130 4. Discussion ........................................................................................................................133

4.1. Faisabilité ..................................................................................................................133 4.2. Exactitude..................................................................................................................133

4.2.1. Influence du stade de gestation..........................................................................134 4.2.2. Influence du sexe du fœtus ................................................................................134 4.2.3. Influence du rang de lactation ............................................................................134 4.2.4. Influence de l’élevage.........................................................................................134 4.2.5. Influence de la race ............................................................................................135 4.2.6. Influence de la période de l’étude.......................................................................135

4.3. Innocuité....................................................................................................................135 Conclusion............................................................................................................................137 Références bibliographiques................................................................................................138

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LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Nature de l’onde sonore en fonction de sa fréquence [MORETTI 1982] ........................... 12 Tableau 2 : Vitesse de propagation des sons dans les différents tissus [NYLAND et al 1995]............ 13 Tableau 3 : Relation entre la longueur d’onde et la fréquence des ultrasons, pour une célérité de

l’onde constante (1540 m/s) [NYLAND et al. 1995]...................................................................... 14 Tableau 4 : Impédance acoustique de différents milieux [CHETBOUL 1999] ...................................... 18 Tableau 5 : Valeurs de la réflexion (en %) de différentes interfaces [NYLAND et al. 1995]................. 19 Tableau 6 : Relation entre la profondeur d’exploration et la fréquence de la sonde [CARNIEL 1987] 19 Tableau 7 : Coefficient d’atténuation des tissus ou matériaux [CARNIEL 1987] .................................. 20 Tableau 8 : Résolution axiale [REEF 1998] .......................................................................................... 25 Tableau 9 : Résolution latérale [CARNIEL 1987].................................................................................. 26 Tableau 10 : Exemples d’échographes disponibles sur le marché en 2005 pour l’examen

gynécologique échographique de la vache .................................................................................. 33 Tableau 11 : Diagnostic différentiel entre un corps jaune et un follicule [ESCOUFLAIRE 1998] ......... 53 Tableau 12 : Développement de la vésicule embryonnaire chez les bovins [CHAFFAUX et al. 1982] 59 Tableau 13 : Dates d’apparition des structures fœtales ou utérines lors de l’examen échographique

chez la vache [CURRAN et al. 1986b].......................................................................................... 65 Tableau 14 : Estimation de l’âge du fœtus en début de gestation [LEBASTARD 1997] ...................... 66 Tableau 15 : Comparaison entre les différentes méthodes de sexage des embryons [COTINOT 1989] 81 Tableau 16 : Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins au stade

indifférencié................................................................................................................................... 83 Tableau 17 : Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins mâles........... 87 Tableau 18 : Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins femelles ....... 91 Tableau 19 : Devenir des différentes formations embryonnaires de l’appareil génital externe chez les

bovins............................................................................................................................................ 92 Tableau 20 : Critères de choix pour le diagnostic du sexe du fœtus selon le stade de gestation

[D’après TAINTURIER B. et al. 2003a]....................................................................................... 109 Tableau 21 : Avantages et inconvénients des trois méthodes de détermination du sexe .................. 116 Tableau 22 : Répartition du nombre de vaches échographiées et d’examens échographiques réalisés

parmi les 4 élevages................................................................................................................... 119 Tableau 23 : Répartition du nombre de vaches échographiées retenues et d’examens échographiques

réalisés retenus parmi les 4 élevages ........................................................................................ 120 Tableau 24 : Sexages impossibles et taux de faisabilité selon la période de l’étude ......................... 121 Tableau 25: Taux de faisabilité des différentes périodes de sexage .................................................. 122 Tableau 26 : Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » ................................................ 122 Tableau 27 : Variation du taux d’exactitude en fonction du stade de gestation.................................. 123 Tableau 28 : Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » des différentes périodes de

sexage ........................................................................................................................................ 124 Tableau 29 : Taux d’exactitude des sexages réalisés avant le 76e et après le 80e jour de gestation 125 Tableau 30 : Taux d’exactitude des 1er et 2nd sexages ....................................................................... 125 Tableau 31 : Taux d’exactitude des fœtus mâles et des fœtus femelles............................................ 126 Tableau 32 : Taux d’exactitude des fœtus mâles et des fœtus femelles des différentes périodes de

sexage ........................................................................................................................................ 127 Tableau 33 : Taux d’exactitude des sexages en fonction du rang de lactation des vaches ............... 127 Tableau 34 : Taux d’exactitude des sexages des jeunes vaches et des vaches âgées..................... 128 Tableau 35 : Variation du taux d’exactitude en fonction de l’élevage ................................................. 128 Tableau 36 : Variation du taux d’exactitude en fonction de la race de la vache................................. 129 Tableau 37 : Variation du taux d’exactitude en fonction de la période de l’étude............................... 129 Tableau 38 : Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » (Hors période de février et mars 2004).. 130 Tableau 39 : Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » des différentes périodes de

sexage (Hors période de février et mars 2004) .......................................................................................... 131

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LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Longueur d’onde (λ) [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985] ...................................................... 13 Figure 2 : Effet piézo-électrique [BARTHEZ 2001] ............................................................................... 14 Figure 3 : Représentation du faisceau ultrasonore [LEGRAND et CARLIER 1981] ............................. 15 Figure 4 : La réflexion et la réfraction de l’onde ultrasonore incidente [LORIOT et al.1995] ................ 16 Figure 5 : La réflexion de type miroir [LORIOT et al. 1995] .................................................................. 17 Figure 6 : La réflexion multidirectionnelle [BOON 1998] ....................................................................... 18 Figure 7 : Emission et réception des ultrasons [BARTHEZ 2001] ........................................................ 21 Figure 8 : Mode A [BARTHEZ 2001] ..................................................................................................... 22 Figure 9 : Mode B [BARTHEZ 2001] ..................................................................................................... 23 Figure 10 : Mode BD [BARTHEZ 2001] ................................................................................................ 23 Figure 11 : Mode TM [BARTHEZ 2001] ............................................................................................... 24 Figure 12 : Résolution axiale et latérale [GODDARD 1995] ................................................................. 25 Figure 13 : Différents types de sonde : a = sonde linéaire (barrette) ; b = sonde mécanique

monocristal ; c = sonde mécanique à plusieurs cristaux [CARNIEL 1987] .................................. 28 Figure 14 : Sonde sectorielle [REEF 1998] ........................................................................................... 28 Figure 15 : Sonde linéaire [REEF 1998]................................................................................................ 29 Figure 16 : Sonde linéaire courbe [REEF 1998] ................................................................................... 30 Figure 17: Sonde annulaire [REEF 1998] ............................................................................................. 31 Figure 18 : Représentation schématique de coupe de vaisseaux [LORIOT et al. 1995]...................... 35 Figure 19 : La réverbération [GINTHER 1995]...................................................................................... 38 Figure 20 : Ombre acoustique de bord [BARTHEZ 2001]..................................................................... 39 Figure 21 : Le renforcement postérieur [GINTHER 1995]..................................................................... 40 Figure 22 : L’image en miroir [REEF 1998] ........................................................................................... 41 Figure 23 : Lobes accessoires [BARTHEZ P. 2001] ............................................................................. 42 Figure 24 : Lobes accessoires [BARTHEZ P.Y. et al. 1997]................................................................. 42 Figure 25 : Artéfact dû à la réflexion spéculaire [GINTHER 1986] ....................................................... 44 Figure 26 : Appareil mobile avec animaux à l’attache [DECANTE 1990] ............................................. 46 Figure 27 : Appareil fixe [DECANTE 1990] ........................................................................................... 46 Figure 28 : Coupe médiane du bassin d’une vache [BARONE 2001] .................................................. 50 Figure 29 : Représentation schématique d’une corne utérine 1= oestrus ; 2-3-4= différents stades du

dioestrus [PIERSON et GINTHER 1987]...................................................................................... 51 Figure 30 : Principe du tri des spermatozoïdes par cytométrie de flux (www.xyinc.com)..................... 72 Figure 31 : Détection des cellules embryonnaires mâles par hybridation in situ à l’aide d’une sonde

moléculaire spécifique du chromosome Y bovin [COTINOT 1989].............................................. 77 Figure 32 : Sexage des embryons par la méthode PCR [HEYMAN et al. 1996] .................................. 78 Figure 33 : Technique PCR [NIBART 1993].......................................................................................... 79 Figure 34 : Effet de la rotation d’un quart de tour d’une sonde sectorielle sur le plan de coupe

échographique du fœtus (CROS N.) ............................................................................................ 95 Figure 35 : Représentation schématique et désignation des différents plans de coupe : 1) coupe

longitudinale ou sagittale, 2) coupe frontale ou horizontale, 3) coupe transversale [KAHN 1994].......................... 98 Figure 36 : Evolution des organes génitaux externes visibles à l’échographie chez le fœtus mâle

[D’après TAINTURIER B. 2001] ................................................................................................. 106 Figure 37 : Evolution des organes génitaux externes visibles à l’échographie chez le fœtus femelle

[D’après TAINTURIER B. 2001] ................................................................................................. 109

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LISTE DES PHOTOS Photo 1 : Echographe porté en bandoulière (Pie Medical®)................................................................. 33 Photo 2 : Echographe porté à l’avant-bras (Pie Medical®) ................................................................... 33 Photo 3 : Artéfact de réverbération (ENVL)........................................................................................... 38 Photo 5 : Renforcement postérieur situé en aval de 2 kystes ovariens (Echographie en bain d’eau) (ENVL) 40 Photo 6 : Image en miroir (échographie en bain d’eau d’un utérus gravide : on obtient l’image réelle du

fœtus et une image artéfactuelle du fœtus dite « image en miroir » ; cette image en miroir est symétrique de l’image réelle par rapport à l’axe représentant le miroir (bassine))(ENVL)........... 41

Photo 7: Coupe transversale de corne utérine lors de l’oestrus (image en cocarde) (UCRA-ENVL)... 51 Photo 8 : Corps jaune (∅ : 22 mm), follicule (∅ : 9 mm) (échographie ovarienne en bain d’eau) (UCRA-ENVL). 53 Photo 9 : Ovaire portant plusieurs follicules (UCRA-ENVL).................................................................. 54 Photo 10: Corps jaune cavitaire (∅ : 14 mm) (UCRA-ENVL) ............................................................... 56 Photo 11 : Ovaire présentant deux kystes folliculaires (paroi mince ; diamètre : 4 et 5 cm) ; notez

l’artéfact de renforcement postérieur (échographie en bain d’eau) (UCRA-ENVL) ..................... 57 Photo 12 : Embryon âgé de 38 jours (UCRA-ENVL) ............................................................................ 60 Photo 13 : Foetus âgé de 50 jours (UCRA-ENVL)................................................................................ 60 Photo 14 : Embryon de 40 jours (longueur vertex-coccyx = 20 mm) (UCRA-ENVL)............................ 65 (valeur : ++++ = très bonne ; +++ = bonne ; ++ = moyenne ; + = faible) .............................................. 81 Photo 15 : Fœtus bovin indifférencié de 50 jours (CROS N.) ............................................................... 84 Photo 16 : Fœtus bovin indifférencié de 50 jours (CROS N.) ............................................................... 84 Photo 17 : Fœtus bovin mâle âgé de 62 jours (CROS N.).................................................................... 85 Photo 18 : Fœtus bovin mâle âgé de 62 jours : les bourrelets scrotaux sont pointés (CROS N.)........ 85 Photo 19 : Fœtus bovin mâle âgé de 73 jours (CROS N.).................................................................... 86 Photo 20 : Fœtus bovin mâle âgé de 73 jours (CROS N.).................................................................... 86 Photo 21 : Fœtus bovin mâle âgé de 78 jours (CROS N.).................................................................... 86 Photo 22 : Fœtus bovin femelle âgé de 60 jours (CROS N.) ................................................................ 88 Photo 23 : Fœtus bovin femelle âgé de 60 jours (CROS N.) ................................................................ 89 Photo 24 : Fœtus bovin femelle âgé de 78 jours (CROS N.) ................................................................ 89 Photo 25 : Fœtus bovin femelle âgé de 80 jours (CROS N.) ................................................................ 90 Photo 26 : Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 54 jours (UCRA-ENVL) ........................................... 96 Photo 27 : Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 110 jours (UCRA-ENVL).............................. 97 Photo 28 : Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 90 jours (Echographie en bain d’eau) (UCRA-ENVL) .. 97 Photo 29 : Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 80 jours montrant la membrane de la cavité

amniotique (UCRA-ENVL) ............................................................................................................ 99 Photo 30 : Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 89 jours (UCRA-ENVL)................................. 100 Photo 31 : Coupe frontale du train antérieur d’un fœtus mâle âgé de 97 jours (UCRA-ENVL).......... 100 Photo 32 : Coupe transversale de fœtus mâle âgé de 71 jours (UCRA-ENVL) ................................. 101 Photo 33 : Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 55 jours (UCRA-ENVL) ......................................... 104 Photo 34 : Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 68 jours (UCRA-ENVL)................................. 105 Photo 35 : Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 58 jours (TAINTURIER B.).................................... 105 Photo 36 : Coupe transversale de fœtus mâle âgé de 83 jours (UCRA-ENVL) ................................. 106 Photo 37 : Coupe frontale de fœtus femelle âgé de 56 jours (UCRA-ENVL) ..................................... 107 Photo 38 : Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 96 jours (UCRA-ENVL).............................. 108 Photo 39 : Coupe oblique de fœtus femelle âgé de 99 jours (UCRA-ENVL)...................................... 112

LISTE DES ABREVIATIONS ET SYMBOLES ADN: Acide DésoxyriboNucléique ddl : Degré de liberté eCG : Equine Chorionic Gonadotrophin ENVL : Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon FISH : Fluorescence in situ Hybridization (Hybridation in situ par Fluorescence) GnRH : Gonadotrophin Releasing Hormone HT : Hors Taxe Hz : Hertz IA : Insémination Artificielle INRA : Institut National de la Recherche Agronomique

IVV : Intervalle Vêlage-Vêlage MHz : Mégahertz PCR: Polymerase Chain Reaction (Réaction de Polymérisation en Chaîne) PSBP : Pregnancy Specific Protein B R : Coefficient de corrélation TG : Tubercule Génital TGC : Time Gain Compensation (Gain étagé) UCRA : Unité Clinique Rurale de L’Arbresle ∅ : Diamètre χ² : Chi-deux

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INTRODUCTION Depuis le début des années 80, l’échographie se développe aussi bien chez les

animaux de compagnie que chez les animaux de rente. Chez les bovins, elle est utilisée majoritairement pour l’examen gynécologique (diagnostic de gestation, examen ovarien).

La première technique de sexage du fœtus par échographie chez la vache a

été décrite en 1986 par MULLER et WITTKOWSKI. Le diagnostic du sexe, réalisé entre le 70e et le 120e jour de gestation, consistait à visualiser le scrotum chez le fœtus mâle et les bourgeons mammaires chez le fœtus femelle.

En 1989, CURRAN et al. ont décrit pour la première fois une nouvelle méthode

de sexage du fœtus bovin plus précoce. Le sexage est réalisé entre le 55e et le 65e jour de gestation. Il est basé sur la position relative du tubercule génital.

Le tubercule génital est la structure embryonnaire à l’origine du pénis chez le mâle et du clitoris chez la femelle. Il est facilement visualisable par échographie puisqu’il apparaît sous la forme d’une image hyperéchogène et bilobée, rappelant le symbole « = ». Au stade indifférencié, le tubercule génital se situe entre les membres postérieurs. Chez le fœtus mâle, le tubercule génital migre crânialement pour s’arrêter en arrière du cordon ombilical. Chez le fœtus femelle, le tubercule génital migre caudalement pour s’arrêter à la base de la queue.

D’après la littérature, il existe deux périodes de sexages préférentielles : - la période de sexage précoce entre le 55e et le 65e jour de gestation : le

diagnostic du sexe est basé sur la position relative du tubercule génital, - la période de sexage tardif entre le 80e et le 100e jour de gestation : le

diagnostic du sexe est basé sur la visualisation des organes génitaux externes. Ainsi, notre étude a pour objectif de comparer ces deux périodes de sexage. Après avoir abordé dans une première partie les principes de l’image

ultrasonore, nous précisons dans une seconde partie, les principales utilisations sur le terrain de l’échographie en gynécologie bovine. Une troisième partie décrit les méthodes de détermination du sexe du fœtus chez la vache. Enfin, la dernière partie présente l’étude d’une technique échographique de sexage du fœtus bovin, réalisée dans les conditions du terrain.

1ère Partie : Principes de l’image ultrasonore

12

1ERE PARTIE : PRINCIPES DE L’IMAGE ULTRASONORE

Dans cette 1ère partie, nous abordons les principales bases physiques de

l’échographie, le principe et le fonctionnement d’un échographe, et l’interprétation de l’image échographique, afin de permettre aux personnes non initiées de se familiariser avec l’échographie.

1. BASES PHYSIQUES ET TECHNIQUES L’échographie est une méthode d’imagerie médicale couramment utilisée en

médecine vétérinaire. Cette technique d’investigation complémentaire non invasive utilise la réflexion (ou écho) des ultrasons dans les organes et s’apparente ainsi au « SONAR » (SOund Navigation and Ranging), méthode de détection employée en navigation [LEGRAND et CARLIER 1981 ; CARNIEL 1987].

1.1. L’ONDE SONORE Le son résulte de la vibration des molécules d’un milieu [VALON et LEGRAND

1981]. Il se propage sous forme d’onde mécanique susceptible de subir des réflexions (échos), des réfractions et des interférences. La propagation du son ne peut se faire que dans la matière. Ainsi, le son n’est pas transmis par le vide, contrairement aux rayons X [BARTHEZ 2001].

A l’instar de l’onde lumineuse, l’onde sonore est caractérisée par les paramètres suivants :

- la fréquence, - la longueur d’onde, - la célérité de l’onde, - l’intensité.

1.1.1. La fréquence La fréquence (F) de l’onde sonore correspond au nombre de compressions et

d’expansions que subissent les molécules du milieu en une seconde. Elle s’exprime en Hertz (Hz) ou cycle/ seconde [JAUDON et al. 1991].

La nature de l’onde sonore (infrasons, sons, ultrasons, hypersons) est définie par sa fréquence (Tableau 1). Seuls les sons, ayant une fréquence comprise entre 16 Hz et 18 kHz, sont audibles par l’oreille humaine.

Nature Fréquence

Infrasons Sons Ultrasons Hypersons

0 – 16 Hz 16 Hz – 18 kHz

18 kHz – 150 MHz 150 MHz

Tableau 1: Nature de l’onde sonore en fonction de sa fréquence [MORETTI 1982]

En échographie, les ultrasons utilisés ont une fréquence qui oscille entre 1 et 10 MHz [VALON et LEGRAND 1981].


13

1.1.2. La longueur d’onde La longueur d’onde (λ) d’un faisceau ultrasonore représente la distance entre

deux ondes successives (Figure 1).

Figure 1: Longueur d’onde (λ) [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985]

1.1.3. La célérité de l’onde La célérité de l’onde (C) correspond à la vitesse de propagation de l’onde dans

le milieu. Elle varie en fonction du milieu considéré (Tableau 2). La vitesse de propagation des ultrasons est de 1540 m/s environ dans les tissus mous, 332 m/s dans l’air et 4080 m/s dans l’os. Elle s’accroît avec la cohésion moléculaire du milieu traversé. Généralement, puisque les vitesses de propagation des sons dans les différents tissus mous sont très proches, la valeur de 1540 m/s (vitesse moyenne des ultrasons dans les tissus mous) est retenue pour étalonner les échographes.

Tissus ou matériaux Vitesse de propagation du son en mètre par seconde (m/s)

Air Graisse Eau Tissu mou (moyenne) Cerveau Foie Rein Sang Muscle Os

331 1450 1495 1540 1541 1549 1561 1570 1585 4080

Tableau 2: Vitesse de propagation des sons dans les différents tissus [NYLAND et al 1995]

1.1.4. Relation entre la fréquence, la longueur d’onde et la célérité de l’onde sonore

La fréquence, la longueur d’onde et la célérité de l’onde sonore sont liées par la formule [JAUDON et al. 1991] :

C = F λ Avec C = vitesse de propagation de l’onde sonore dans le milieu (m/s) F = fréquence (Hz) λ = longueur d’onde (mm) La vitesse étant un paramètre constant dans un milieu donné, un

accroissement de la fréquence entraîne une diminution de la longueur d’onde et vice-versa (Tableau 3).


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Fréquence (MHz) Longueur d’onde (mm) 2,0 3,0 5,0 7,5

10,0

0,77 0,51 0,31 0,21 0,15

Tableau 3: Relation entre la longueur d’onde et la fréquence des ultrasons, pour une célérité de l’onde constante (1540 m/s) [NYLAND et al. 1995]

1.1.5. L’intensité L’intensité d’un ultrason correspond à la puissance du faisceau par unité de

surface. Elle est exprimée en watt par cm2 (W/cm2). Pour le diagnostic échographique, l’appareil émet un faisceau d’ultrasons dont

l’intensité varie entre 0,1 et 0,001 W/cm² [LEGRAND et CARLIER 1981].

1.2. PRODUCTIONS DES ULTRASONS : L’EFFET PIEZO-ELECTRIQUE

La production des ultrasons est basée sur l’effet piézo-électrique. L’effet piézo-électrique a été découvert par Pierre et Jacques CURIE. Son

principe repose sur la faculté de transformer une énergie électrique en énergie mécanique et vice-versa. Ce phénomène permettant de transformer un type d’énergie en un autre type d’énergie s’appelle la transduction [BARTHEZ 2001].

Les ultrasons sont produits par un élément piézo-électrique (cristaux de quartz, céramiques de Plomb Zirconate de Titane ou polymères fluorés) présent dans la sonde de l’échographe. En effet, les cristaux de quartz (ou les céramiques) ont la capacité de se charger lorsqu’ils sont comprimés (effet piézo-électrique direct) et, inversement de se déformer lorsqu’ils sont chargés (effet piézo-électrique inverse) (Figure 2).

Figure 2: Effet piézo-électrique [BARTHEZ 2001]

Ainsi, en appliquant un courant alternatif à un cristal piézo-électrique, ce dernier se comprime et se décomprime alternativement, et émet un son (effet piézo-électrique inverse) dont la fréquence dépend des caractéristiques du cristal. Cet élément piézo-électrique permet également de transformer en courant électrique les ultrasons qui reviennent à la sonde après avoir été réfléchis (effet piézo-électrique direct).

Ce phénomène de transduction représente le principe de base du fonctionnement de l’échographe.


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1.3. INTERACTIONS DES ULTRASONS AVEC LA MATIERE

1.3.1. La propagation des ultrasons Dans un milieu homogène, la propagation des ultrasons se fait en ligne droite

dans une zone de champ proche (zone de Fresnel) [LEGRAND et CARLIER 1981 ; MORETTI 1982 ; JAUDON et al. 1991 ; SIGOGNAULT 1992]. Puis, dans un champ lointain (zone de Fraunhofer), les bords du faisceau ultrasonore ne sont plus parallèles mais sont divergents (Figure 3) [LEGRAND et CARLIER 1981].

Figure 3: Représentation du faisceau ultrasonore [LEGRAND et CARLIER 1981]

Lorsque les tissus à explorer sont situés dans la zone de Fresnel, l’utilisation des ultrasons est optimale car :

• le faisceau ultrasonore est bien parallèle donc les interfaces sont perpendiculaires aux ultrasons,

• l’intensité des ultrasons est plus élevée dans la zone de champ proche. La zone de Fresnel est d’autant plus courte que la fréquence de la sonde est

basse [MORETTI 1982]. Ainsi, on peut penser qu’il est intéressant d’augmenter la fréquence. Toutefois,

la situation n’est pas si simple puisque une fréquence élevée s’accompagne d’un faible pouvoir de pénétration de l’onde ultrasonore.

La divergence du faisceau ultrasonore, encore appelée dispersion est une des

causes d’atténuation de l’intensité des ultrasons. Elle influe aussi sur la résolution latérale du faisceau [LEGRAND et CARLIER 1981].

1.3.2. Formation des échos 1.3.2.1. La réflexion spéculaire

Lorsque le faisceau d’ultrasons rencontre un obstacle (interface), il subit simultanément une réflexion et une réfraction (Figure 4). L’écho représente la partie réfléchie de l’onde incidente.

La réfraction correspond à l’onde qui traverse cette interface et qui peut atteindre l’interface suivante.


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Figure 4: La réflexion et la réfraction de l’onde ultrasonore incidente [LORIOT et al.1995]

Lors de réflexion spéculaire, encore appelée réflexion de type miroir, deux cas

sont possibles [CARNIEL 1987] : l’obstacle se comporte comme un écran et toute l’onde ultrasonore incidente

est réfléchie si bien que le faisceau réfracté est nul, ce qui entraîne une perte d’information des structures sous-jacentes à l’obstacle. C’est par exemple le cas quand l’obstacle est un os ou du gaz,

l’obstacle est franchi par une partie du faisceau ultrasonore (onde réfractée), l’autre partie est réfléchie et constitue l’écho. L’onde réfractée permet de recevoir des échos des structures plus profondes. Cela n’est toutefois possible que si les conditions suivantes sont réunies :

• les variations d’impédance acoustique au niveau des interfaces doivent être suffisantes,

• le faisceau ultrasonore incident doit être perpendiculaire à l’interface, sinon, l’onde réfléchie n’est pas dirigée vers la sonde et l’écho est perdu,

• la puissance initiale du faisceau doit être suffisante pour qu’il puisse atteindre les interfaces successives.

Seul le faisceau réfléchi (écho) qui revient à la sonde peut contribuer à la

formation de l’image échographique. C’est pourquoi le faisceau incident doit être de dimension plus étroite que l’obstacle et être le plus perpendiculaire possible à l’interface, afin que la totalité de l’onde réfléchie revienne au transducteur (Figure 5) [VALON et LEGRAND 1981].


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Figure 5: La réflexion de type miroir [LORIOT et al. 1995]

En revanche, lorsque le faisceau ultrasonore n’aborde pas l’interface de manière perpendiculaire, l’onde réfléchie ne retourne pas nécessairement à la sonde, ce qui entraîne une perte d’information se matérialisant à l’écran par une perte de contour de l’objet [MAI 1999a].

Ce phénomène, qui peut être à l’origine d’image artéfactuelle que nous détaillerons plus loin, permet d’expliquer pourquoi il est impossible d’examiner en une seule coupe échographique les contours précis d’un organe arrondi : seules les parois antérieures et postérieures sont visibles.

1.3.2.2. La réflexion non spéculaire La réflexion non spéculaire est également appelée diffusion [LEGRAND et

CARLIER 1981], dispersion des ultrasons [BARTHEZ 2001] ou réflexion multidirectionnelle, terme le plus parlant [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985 ; JAUDON et al. 1991].

Elle se produit lorsque le faisceau d’ultrasons rencontre une structure réfléchissante irrégulière ou de très petite dimension par rapport à la longueur d’onde ultrasonore, comme des cellules, des capillaires, du tissu conjonctif [GINTHER 1995].

Des échos sont émis dans une multitude de direction indépendamment de l’angle d’incidence du faisceau, mais seuls ceux qui retournent à la sonde sont utiles pour la formation de l’image échographique (Figure 6). Ces échos sont généralement plus faibles que ceux émis lors de réflexion de type miroir. Nous ne pouvons donc en aucun cas comparer l’échogénicité des structures dont l’image est formée par réflexion type miroir par rapport au type multidirectionnel.


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Figure 6: La réflexion multidirectionnelle [BOON 1998]

La réflexion non spéculaire permet de visualiser la structure interne des organes (parenchymes, muscles…) et les parois sous incidences obliques ou tangentielles [JAUDON et al. 1991].

⇒ L’image échographique d’un organe parenchymateux est donc composée

d’une part, de l’image d’interface très échogène résultant de la réflexion spéculaire de l’onde ultrasonore et représentant les contours de l’organe, et d’autre part, d’une image tissulaire d’échogénicité plus ou moins homogène, résultant de la réflexion multidirectionnelle des ultrasons et représentant le parenchyme de l’organe.

1.3.2.3. Caractéristique du milieu : l’impédance acoustique Les tissus de l’animal examiné constituent des milieux différents que les

ultrasons doivent traverser. Ces milieux sont caractérisés par un paramètre physique, l’impédance acoustique (Z). Ce paramètre se définit comme la résistance que le milieu oppose au cheminement de l’onde ultrasonore [GINTHER 1995]. L’impédance acoustique (Z) correspond au produit de la densité ou masse volumique (d) du milieu et la célérité de l’onde sonore (C) [REEF 1998] :

Z = d x C Une interface acoustique est constituée de la juxtaposition de deux milieux

d’impédance acoustique différente (Tableau 4) [BARTHEZ 2001].

Milieu Impédance acoustique Z (g.cm-2.s-1)

Air Graisse

Sang Rein

Muscle Os

0,0004 x 105

1,38 x 105 1,61 x 105 1,62 x 105 1,70 x 105 7,80 x 105

Tableau 4: Impédance acoustique de différents milieux [CHETBOUL 1999]

Le tableau 4 montre que les tissus mous ont des impédances voisines. En revanche, l’air et l’os ont des impédances extrêmes par rapport aux tissus mous.


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L’impédance acoustique (Z) permet de calculer le pourcentage de l’énergie réfléchie par rapport à l’énergie incidente, grâce à la formule suivante [LEGRAND et CARLIER 1981] :

% d’énergie réfléchie = 100 (Z2 – Z1)² (Z1 + Z2)² où Z1 = impédance du milieu 1 Z2 = impédance du milieu 2 Nous en déduisons que la réflexion est d’autant plus importante que les

impédances acoustiques des deux tissus constituant l’interface sont différentes (Tableau 5).

Interface Réflexion (%) Sang – Cerveau

Rein – Foie Sang – Rein

Foie – Muscle Sang – Graisse Foie – Graisse

Muscle – Graisse Muscle – Os

Cerveau – Os Eau – Os

Tissu mou – Air

0,3 0,6 0,7 1,8 7,9

10,0 10,0 64,6 66,1 68,4 99,0

Tableau 5: Valeurs de la réflexion (en %) de différentes interfaces [NYLAND et al. 1995]

Pour les interfaces tissu mou – os et tissu mou – gaz, la réflexion est très importante. Ceci a des conséquences pratiques pour l’examen échographique d’un animal. D’une part, il est nécessaire d’appliquer un gel de contact entre la sonde et la peau de l’animal, ou de plaquer la sonde contre la paroi du rectum lors d’échographie trans-rectale, afin de ne pas avoir d’air entre le transducteur (la sonde) et les tissus, sinon les structures plus profondes ne peuvent pas être visualisées puisque l’air représente un obstacle à la propagation des ultrasons. D’autre part, lors de l’examen échographique, la sonde doit être placée sur une « fenêtre acoustique », c’est-à-dire une zone de l’organisme où le faisceau d’ultrasons ne rencontrera pas de tissu osseux, l’os étant un obstacle à la transmission des ultrasons. Lors d’échocardiographie, l’espace intercostal représente une « fenêtre acoustique ».

1.3.3. Pénétration des ultrasons La pénétration des ultrasons dans les tissus de l’organisme dépend de la

fréquence de l’onde ultrasonore (Tableau 6). Plus la fréquence de la sonde est élevée, moins le faisceau d’ultrasons pénètre dans les tissus.

Fréquence de la sonde Profondeur d’exploration

2,5 MHz 3,5 MHz 5,0 MHz 7,5 MHz

29 cm 22 cm 14 cm 7 cm

Tableau 6: Relation entre la profondeur d’exploration et la fréquence de la sonde [CARNIEL 1987]


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Il apparaît donc que la fréquence est un critère majeur dans le choix de la sonde. Si l’organe étudié est profond, la fréquence de la sonde doit être basse (2,5 à 5 MHz). Au contraire, si l’organe examiné est superficiel, la fréquence de la sonde doit être élevée (7,5 à 10 MHz).

1.3.4. Atténuation des ultrasons Cette atténuation est liée aux phénomènes de réflexions spéculaire et non

spéculaire qui réduisent l’énergie de l’onde incidente. Le faisceau d’ultrasons s’atténue et perd de l’énergie (frottements, non élasticité

des chocs) avec la profondeur d’exploration [CARNIEL 1987]. L’atténuation de l’onde dépend :

- de la fréquence d’émission des ultrasons : plus la fréquence de l’onde augmente, plus la profondeur d’exploration est faible, donc plus l’atténuation est élevée,

- de la distance parcourue : l’atténuation de l’onde ultrasonore décroît exponentiellement avec la distance parcourue. Ainsi, deux interfaces similaires mais situées à une profondeur différente ne donnent pas des échos d’intensités égales. Lors de l’examen échographique, cet inconvénient est corrigé en amplifiant le signal en profondeur par modification du gain profond (Cf. § Qualité de l’image échographique),

- du milieu de propagation : les caractéristiques du milieu ont un rôle sur l’atténuation de l’intensité des ultrasons. Les tissus ou matériaux ayant une très faible ou une très forte cohésion moléculaire (air, os) ont un coefficient d’atténuation maximal (Tableau 7).

Tissus ou Matériaux Coefficient d’atténuation

(db/cm.MHz) Eau

Sang Foie Rein Os

Poumon

0,002 0,18 0,95 1,0

20,0 40,0

Tableau 7: Coefficient d’atténuation des tissus ou matériaux [CARNIEL 1987]

Par conséquent, l’atténuation est beaucoup plus importante dans l’air et l’os que dans les tissus mous. Concernant les liquides, l’atténuation est minime, c’est d’ailleurs pour cette raison qu’ils sont utilisés comme « fenêtre acoustique » facilitant l’examen des structures plus profondes [LORIOT et al. 1995].

2. L’ECHOGRAPHE : PRINCIPE ET FONCTIONNEMENT 2.1. PRINCIPE DE BASE : LA TRANSDUCTION

La transduction est un phénomène permettant de transformer une énergie en une énergie de nature différente. Des éléments piézo-électriques (cristal de quartz, céramique) ont cette faculté de transduction.


21

La sonde de l’échographe contient un élément piézo-électrique, c’est pourquoi elle est parfois appelée « transducteur » [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985].

Dans le cadre de l’échographie, l’énergie électrique est transformée en énergie mécanique de type vibratoire (énergie acoustique), ou inversement.

2.2. EMISSION ET RECEPTION DES ULTRASONS L’émission des ultrasons utilise l’effet piézo-électrique inverse : l’application

d’un courant alternatif sur le cristal piézo-électrique contenu dans la sonde entraîne la formation d’ultrasons.

L’effet piézo-électrique direct est mis en jeu, lors de la réception des ultrasons, pour transformer les échos qui reviennent à la sonde en signal électrique qui sera analysé par le logiciel de l’échographe et transcrit à l’écran (Figure 7) [ PENNINCK et CUVELLIEZ 1985].

Figure 7: Emission et réception des ultrasons [BARTHEZ 2001]

L’excitation du transducteur s’effectue en régime pulsé, un seul élément piézo-électrique suffit [MORETTI 1982]. Au cours d’un cycle, ce dernier se comporte comme un émetteur pendant la période d’émission et comme un récepteur, c’est-à-dire que le cristal (ou céramique) est « à l’écoute » pour capter les ultrasons, durant la période de réception.

La sonde n’émet donc pas les ultrasons en continu, mais en salve. Chaque cycle dont la durée est d’environ une milliseconde se compose d’une période d’émission d’1 µs et d’une période de réception de 999 µs [BARTHEZ 2001].

Remarque : L’excitation du transducteur de manière continue est possible, c’est souvent le cas pour le procédé Doppler. Néanmoins, cela nécessite d’avoir deux éléments piézo-électriques, un émetteur et l’autre récepteur.

2.3. CONSTRUCTION DE L’IMAGE ECHOGRAPHIQUE L’image échographique est construite seulement à partir des informations

(échos) recueillies par la sonde. Ces informations sont traitées par un logiciel de l’appareil qui permet :

- de déterminer la position et l’intensité de l’écho, - de représenter après amplification, le signal à l’écran sous forme d’image

échographique interprétable par l’opérateur.


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La position de l’écho est déterminée en étalonnant l’échographe avec une vitesse de propagation moyenne des ultrasons dans les tissus de 1540 m/s. La distance séparant la sonde de l’interface (point où se produit l’écho) est ainsi calculée par le « temps de vol » [BARTHEZ 2001].

2.4. MODES ECHOGRAPHIQUES Les modes échographiques représentent la manière dont sont traités les

signaux électriques issus des échos captés par la sonde.

2.4.1. Mode A (Mode Amplitude) Le mode A est le mode de représentation de l’image le plus primitif. Il consiste à

afficher à l’écran l’amplitude du signal recueilli par la sonde en fonction de la profondeur. Les « pics » d’amplitude dépendent de l’intensité de l’onde réfléchie. Un faisceau unique de direction constante est utilisé (Figure 8).

Ce mode était utilisé en ophtalmologie, neurologie pédiatrique et en expertise des viandes pour mesurer les masses musculaires [MERCIER 1989].

Figure 8: Mode A [BARTHEZ 2001]

2.4.2. Mode B (Mode Brillance) Les « pics » d’amplitude du mode A sont remplacés par des points lumineux

plus ou moins brillants. La brillance des points augmente avec l’intensité du faisceau ultrasonore réfléchi (Figure 9). Sur l’écran, les points varient du noir (pas de réflexion) au blanc (très forte réflexion) en passant par toute une gamme de gris, nommée « échelle de gris » [ PENNINCK et CUVELLIEZ 1985].

Dans ce mode aussi, un seul faisceau, dans une direction unique, est utilisé. Il est possible d’obtenir une image dite « image en temps différé » après avoir

déplacé la sonde manuellement. L’appareil mémorise tous les points représentant des échos et reconstruit ensuite une image.


23

Figure 9: Mode B [BARTHEZ 2001]

2.4.3. Mode BD (Mode Bidimensionnel) Le mode bidimensionnel, encore appelé mode dynamique ou temps réel,

permet d’obtenir une image en deux dimensions d’un plan de coupe. Ce mode correspond à la juxtaposition d’une multitude d’images en mode B (Figure 10), obtenue [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985 ; JAUDON et al. 1991] :

- soit par balayage mécanique d’un seul cristal ou rotation d’un petit nombre de cristaux, dans le plan de coupe désiré, sans déplacer la sonde à la différence du mode B : c’est le type sectoriel mécanique,

- soit par excitation de proche en proche de nombreux cristaux disposés côte à côte en ligne droite : c’est le type électronique linéaire,

- soit par décalage électronique de nombreux cristaux disposés côte à côte en arc de cercle : c’est le type sectoriel électronique.

Ces moyens d’obtention de l’image en mode BD définissent les différents types de sondes échographiques qui seront abordés plus loin.

L’échographie en mode bidimensionnel est de loin la plus employée actuellement.

Figure 10: Mode BD [BARTHEZ 2001]


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2.4.4. Mode TM (Mode Temps Mouvement) Le mode TM permet la représentation des variations de position et de brillance

des échos en fonction du temps. Il est obtenu lorsqu’un même faisceau ultrasonore en mode B défile en continu sur l’écran de gauche à droite, horizontalement. Les mouvements des objets traversés par le faisceau font varier la position et l’intensité (brillance) des échos réceptionnés par la sonde au cours du temps.

L’intérêt majeur de ce mode est donc l’étude des évènements très rapides. Il est surtout employé en échocardiographie pour visualiser les mouvements des parois et des valvules cardiaques [MAI 1999a].

A l’écran, les structures en mouvement apparaissent comme des courbes ondulantes et les structures fixes comme des lignes horizontales (Figure 11).

Figure 11: Mode TM [BARTHEZ 2001]

2.5. QUALITE DE L’IMAGE ECHOGRAPHIQUE Nous évoquerons seulement la qualité de l’image formée en mode dynamique,

mode le plus couramment utilisé. En mode bidimensionnel, la qualité de l’image dépend essentiellement des

caractéristiques de l’appareil (résolution) et des possibilités de réglage (réglage des gains).

2.5.1. Résolution La résolution ou finesse de l’image est la possibilité de différencier deux points

très proches. 2.5.1.1. Résolution axiale

La résolution axiale est l’aptitude de l’échographe à distinguer deux points situés sur un même axe (Figure 12) [GODDARD 1995 ; REEF 1998]. Elle représente la distance minimale entre ces deux objets, situés dans le même axe que le faisceau ultrasonore, pour qu’ils apparaissent sur l’écran par deux images séparées.


25

Figure 12: Résolution axiale et latérale [GODDARD 1995]

La résolution axiale dépend essentiellement de la longueur d’onde : plus celle-ci est courte, plus la résolution axiale est grande, donc plus l’image est fine et de bonne qualité. Elle est égale au maximum à deux fois la longueur d’onde, ce qui signifie que si les deux objets sont situés à une distance inférieure à deux fois la longueur d’onde, ils ne seront pas séparés sur l’image échographique [LEGRAND et CARLIER 1981].

La longueur d’onde est inversement proportionnelle à la fréquence. Plus la fréquence de la sonde est élevée, plus la longueur d’onde est petite et plus la résolution axiale est bonne (Tableau 8). Cependant, la fréquence de la sonde a une influence sur l’atténuation des ultrasons et la profondeur d’exploration. Ainsi, plus la sonde est de basse fréquence (3,5 – 5 MHz), plus la profondeur d’exploration est importante, mais moins bonne est la qualité de l’image [PENNINCK et CUVELLIEZ 1985].

Le choix de la fréquence de la sonde se fait de manière à avoir le meilleur compromis entre profondeur d’exploration et finesse de l’image.

Fréquence de la sonde Résolution axiale

2,0 MHz 3,5 MHz 5,0 MHz 7,5 MHz

10,0 MHz

0,77 mm 0,44 mm 0,31 mm 0,20 mm 0,15 mm

Tableau 8: Résolution axiale [REEF 1998]


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2.5.1.2. Résolution latérale La résolution latérale est l’aptitude à distinguer deux points situés dans un plan

perpendiculaire au faisceau ultrasonore [GODDARD 1995 ; REEF 1998]. Elle représente la distance minimale entre deux objets proches situés transversalement par rapport au trajet de l’onde ultrasonore, pour que ceux-ci apparaissent à l’écran par deux images distinctes (Figure 12).

La résolution latérale dépend essentiellement de la largeur du faisceau ultrasonore : plus celui-ci est large, plus il y a de chance que les deux objets soient traversés par le même faisceau et qu’ils ne soient donc pas séparés à l’écran.

Comme nous l’avons vu précédemment, le faisceau ultrasonore se compose d’une zone de champ proche où les bords du faisceau sont bien parallèles, et une zone de champ lointain où le faisceau diverge et s’élargit. La taille du champ proche varie avec la fréquence de la sonde. Plus la fréquence est élevée, plus la zone de champ proche est grande et donc meilleure est la résolution latérale (Tableau 9).

Fréquence de la sonde Résolution latérale

2,5 MHz 3,5 MHz 5,0 MHz 7,5 MHz

3 mm 2 mm

< 2 mm 1 mm

Tableau 9: Résolution latérale [CARNIEL 1987]

La focalisation du faisceau ultrasonore est une autre possibilité pour améliorer la résolution latérale. Cette focalisation est obtenue en employant des lentilles acoustiques convergentes ou des sondes électroniques possédant plusieurs cristaux arrangés en ligne ou en anneau. La focalisation permet de réduire sensiblement les écarts de résolution latérale entre les sondes de fréquences différentes [JAUDON et al. 1991 ; BARTHEZ 2001].

2.5.2. Echelle des gris L’échelle des gris représente la résolution (ou finesse) en densité. Le nombre

de niveaux de gris est lié aux caractéristiques techniques de l’échographe. Il doit être élevé pour permettre de matérialiser à l’écran de façon différentielle deux échos d’amplitudes voisines, mais non excessif pour conserver un contraste correct [JAUDON et al. 1991].

2.5.3. Réglages des gains Les ultrasons captés par la sonde et analysés par l’appareil sont amplifiés.

Cette amplification ou gain permet d’ajuster la brillance de l’image ultrasonore.

2.5.3.1. Gain général Le gain général (ou gain total) correspond à l’amplification de l’ensemble des

signaux électriques traduisant les échos. Il doit être réglé de manière à ajuster la brillance de l’image qui varie en fonction des structures examinées.

Si le gain est réglé trop fort, l’image devient trop blanche et le signal est saturé entraînant une diminution du contraste de l’image. Au contraire, un gain trop faible donne une image toute noire. Il est donc nécessaire de trouver un juste milieu pour optimiser l’image [POWIS 1998].


27

2.5.3.2. Gain étagé Le gain étagé est également appelé gain par niveaux ou T.G.C. (Time Gain

Compensation) [MAI 1999a]. Le gain étagé assure l’amplification des signaux électriques des ultrasons avec

possibilité de réglage différentiel suivant la profondeur d’exploration. Ainsi, le réglage du gain par niveaux permet de compenser l’atténuation des ultrasons en fonction de la profondeur d’exploration. En effet, à cause de l’atténuation des ultrasons, lorsque nous examinons une structure homogène, plus d’échos proviennent des parties superficielles que des parties profondes. Afin de compenser l’atténuation due à la profondeur et d’obtenir une image homogène d’une structure homogène, il est nécessaire d’amplifier davantage les échos profonds en augmentant le gain profond (ou distal). Pour limiter les échos superficiels, le gain proximal est diminué [PIERSON et al. 1988 ; POWIS 1998].

Le but du réglage du gain par niveaux de profondeur d’exploration est d’obtenir une image homogène, équilibrée et lisible sur tout l’écran.

2.5.4. Gel de l’image Pour la majorité des échographes du marché, il est possible de « geler »

l’image, c’est-à-dire de faire un arrêt sur image. Cette option permet d’effectuer des mesures et des prises de vues.

Toutefois, la brillance est alors réduite et il y a une perte de détails par rapport à l’image en mouvement. Ceci explique que la qualité des prises de vues présentes dans ce document ne soit pas aussi optimale que celle des images observées en temps réel.

2.6. LES TYPES DE SONDES ECHOGRAPHIQUES En échographie vétérinaire, il existe différents types de sondes qui ont chacun

des avantages et des inconvénients. Selon la zone de l’organisme examinée, un certain type de sonde peut être préféré.

Les sondes échographiques sont généralement classées en fonction du mécanisme de balayage du plan de coupe : il existe des sondes mécaniques et des sondes électroniques.

2.6.1. Sondes mécaniques Les sondes mécaniques, encore appelées sondes sectorielles, sont constituées

soit d’un élément piézo-électrique qui oscille autour d’un axe, soit de plusieurs éléments (généralement trois) en rotation autour d’un axe (Figure 13). Ce mouvement est souvent perceptible lorsqu’on place la main sur la sonde.


28

Figure 13: Différents types de sonde : a = sonde linéaire (barrette) ; b = sonde

mécanique monocristal ; c = sonde mécanique à plusieurs cristaux [CARNIEL 1987] Dans ce type de sonde, une

faible surface de contact permet une grande surface d’exploration. Leur utilisation est donc privilégiée quand la fenêtre acoustique est réduite, c’est le cas de l’échocardiographie où la fenêtre acoustique correspond à un espace intercostal.

Les sondes mécaniques ont un balayage sectoriel et donnent une image en cône (Figure 14).

La finesse de l’image est améliorée en plaçant devant l’élément piézo-électrique une lentille acoustique convergente [GINTHER 1995].

Figure 14: Sonde sectorielle [REEF

1998]


29

2.6.2. Sondes électroniques Les sondes électroniques sont constituées de plusieurs éléments piézo-

électriques identiques juxtaposés en ligne droite (sonde linéaire ou barrette), sur un arc de cercle (sonde linéaire courbe) ou en cercles concentriques (sonde annulaire).

2.6.2.1. Sondes linéaires Les cristaux sont juxtaposés côte à côte sur une longueur d’environ 10 cm

(Figure 13). Ils sont excités électroniquement de proche en proche. Les sondes linéaires présentent l’avantage d’explorer une grande longueur d’un

seul coup et d’utiliser des ultrasons tous dans la même direction (Figure 15). Ceci est déterminant pour l’examen de structures anisotropiques comme les tendons dont l’échogénicité est fortement influencée par l’orientation des ultrasons. L’échogénicité des tendons est maximale lorsque le faisceau ultrasonore est perpendiculaire à l’axe des tendons.

Ce type de sonde est donc à privilégier pour l’exploration des tendons. Les sondes linéaires sont également très utilisées pour l’échographie par voie trans-rectale des grands animaux. En revanche, ce type de sonde est difficile à employer en échocardiographie ou échographie abdominale des carnivores domestiques [GINTHER 1995].

L’image sur l’écran est rectangulaire. En effet, le plan de coupe est constitué de lignes d’échos toutes parallèles entre elles ; la résolution latérale est bonne et constante sur toute la profondeur d’exploration. Il n’y a pas de perte d’information sur les premiers centimètres contrairement aux sondes sectorielles, ce qui est très important pour l’examen d’organes proches de surface cutanée. La finesse de l’image est généralement meilleure que celle de l’image obtenue à l’aide d’une sonde sectorielle [MAI 1999a].

Figure 15: Sonde linéaire [REEF 1998]


30

2.6.2.2. Sondes linéaires courbes Pour ce type de sonde, les cristaux alignés en arc de cercle sur quelques

centimètres, sont également excités électroniquement de proche en proche. Les sondes linéaires courbes permettent d’avoir un champ d’exploration plus

large qu’avec les sondes linéaires. Elles donnent à l’écran une image en cône comme les sondes sectorielles (Figure 16). Cependant, elles ont une plus grande surface de contact que ces dernières si bien que leur emploi reste difficile sur des chats et des chiens de petit format, sauf pour les sondes dites « microconvexes » dont la surface de contact est réduite [REEF 1998 ; BARTHEZ 2001].

Ce type de sonde est donc généralement utilisé pour l’échographie abdominale de chiens de grand format ou de veaux.

Figure 16: Sonde linéaire courbe [REEF 1998]

2.6.2.3. Sondes annulaires Les éléments piézo-électriques des sondes annulaires sont assemblés en

cercles concentriques pour former un réseau annulaire. Chaque élément est connecté à un module d’émission/réception. Ainsi, la fréquence d’émission des cristaux est différente d’un cercle à l’autre, ce qui permet d’obtenir une image d’une très bonne définition sur toute la profondeur d’exploration.

Avec ce type de sonde, l’image affichée à l’écran est un cône (Figure 17) [LORIOT et al. 1995 ; REEF 1998].


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Figure 17: Sonde annulaire [REEF 1998]

2.6.3. Choix de la sonde Le choix de la sonde échographique se fait en fonction de deux critères :

- le type de sonde, - la fréquence des ultrasons

• Le type de sonde Selon ses caractéristiques, l’emploi d’un type de sonde particulier est préféré

dans certains cas. L’échographie par voie trans-rectale s’effectue à l’aide de sondes linéaires ou

sectorielles, qui épousent bien la paume de la main. Une sonde linéaire permet un apprentissage rapide de la manipulation et de la représentation dans l’espace du plan de coupe. En revanche, les sondes linéaires courbes ne sont pas adaptées à cet examen.

Si les sondes linéaires sont fortement recommandées pour l’exploration tendineuse du cheval, leur utilisation pour l’examen abdominale et/ou thoracique des veaux et des carnivores domestiques reste difficile car le rayon de courbure de l’abdomen et la présence des côtes au niveau thoracique, empêchent un bon contact avec la peau, à l’origine d’artéfacts de type réverbération.

L’échocardiographie est réalisée avec des sondes sectorielles ou des sondes « microconvexes » car la fenêtre acoustique (espace intercostal) est petite.

• La fréquence Nous avons vu précédemment que la fréquence influence la profondeur

d’exploration et la définition (finesse) de l’image. Une sonde de fréquence élevée permet d’avoir une image très fine mais sur une profondeur d’exploration réduite. Il est donc nécessaire de trouver un compromis entre le niveau d’exploration et la résolution de l’image échographique.

L’échographie abdominale de chiens de grand format, de veaux et a fortiori de bovins adultes nécessite une sonde de basse fréquence (3,5 – 5 MHz) afin d’examiner les organes profonds.


32

Des sondes de fréquence élevée sont employées pour l’échographie abdominale d’animaux de petit format ou lors de l’examen de structures peu profondes (tendons, appareil génital de grands animaux). Le diagnostic du sexe du fœtus chez la vache nécessite une image de bonne résolution, c’est pourquoi une sonde de 5 ou 7,5 MHz est conseillée.

En pratique, il est recommandé d’utiliser une sonde de fréquence la plus élevée possible permettant une exploration correcte de l’organe considéré.

2.7. CHOIX DE L’ECHOGRAPHE POUR L’EXAMEN DE L’APPAREIL GENITAL CHEZ LA VACHE

Pour l’examen de l’appareil génital de la vache, le choix de l’échographe se fait entre autres, comme cité ci-dessus, en fonction de la sonde (type de sonde, fréquence). Des sondes linéaires ou sectorielles de 5 MHz sont généralement utilisées pour l’examen échographique de l’appareil génital de la vache. Une sonde linéaire donne des coupes longitudinales du col et du corps de l’utérus, et des coupes transversales, longitudinales ou obliques des cornes utérines. Avec une sonde sectorielle, l’opérateur peut obtenir facilement des coupes longitudinales et transversales des différentes parties de l’utérus en faisant pivoter la sonde sur elle-même d’un quart de tour.

Il faut rappeler que le diagnostic du sexe du fœtus nécessite une image très fine, c’est pourquoi l’emploi d’une sonde de 7,5 MHz ou d’une sonde multifréquence 5/7,5 MHz est conseillé avec pour corollaire une profondeur d’exploration faible et une plus grande difficulté de détermination du sexe lorsque le fœtus plonge dans la cavité abdominale (période de sexage tardif).

Des critères améliorant la sécurité et le confort de travail sont également pris en compte pour le choix de l’appareil :

- résistance, - poids et encombrement, - étanchéité permettant un nettoyage facile à l’eau, - fonctionnement sur batterie avec autonomie suffisante, - longueur de câble reliant la sonde à l’unité centrale suffisante (2-3 m

selon l’encombrement de l’appareil).

Les appareils anciens ont pour principaux inconvénients un poids excessif (26 kg pour ALOKA SSD 220), une longueur de câble reliant la sonde à l’unité centrale souvent inférieure à 2 mètres, un fonctionnement sur secteur nécessitant une rallonge électrique. D’autres appareils sont plus maniables car moins encombrants mais leur poids (7 à 15 kg) n’offre pas les meilleures conditions de travail.

Aujourd’hui, les échographes mis sur le marché procure un très bon confort de travail (Tableau 10). Leur encombrement et leur poids sont réduits (1,850 kg pour l’Agroscan L et 800 g (sans la batterie) pour le 50 S Tringa DownFire et le Tringa Linear), ils sont donc souvent portés non plus par un aide mais par l’opérateur en bandoulière (photo 1) ou par un système d’attache à l’avant bras (50 S Tringa DownFire et Tringa Linear, photo 2).

Ils fonctionnent sur batterie avec une autonomie variant de 1h (Aquila et 100 Falco Vet) à 3 ou 4 h (Agroscan L, 50 S Tringa DownFire et Tringa Linear). La batterie peut être intégrée à l’unité centrale (Agroscan L) ce qui limite le nombre d’éléments. Le prix approximatif de ces appareils varie de 7300 à 12250 € HT.


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Appareils Agroscan L 50 S Tringa

DownFire Tringa Linear Aquila 100 Falco

Vet

Fournisseurs ECM (Echo Control)

Pie Medical, Hospimedi




Sonde

Linéaire 5 MHz (ALR

500) Linéaire

bifréquence 5/7,5 MHz (ALR

575)

Sectorielle bifréquence 5/7,5 MHz

Linéaire multifréquence

Linéaire 6/8 MHz

Linéaire 5/7,5 MHz ou

6/8 MHz

Poids 1,850 kg 0,8 kg (sans batt.) 0,8 kg 11 kg 13 kg Dimensions 14×23×10,5 cm 15×13×13 cm 15×13×13 cm - 26×38×37 cm Ecran 5,5’’ 5’’ 5’’ 9’’ 9’’ Alimentation et autonomie de la batterie

Batterie (4 heures)

Batterie (> 3 heures)

Batterie (> 3 heures)

Secteur ou batterie

(1 heure)

Secteur ou batterie

(1 heure)

Prix approximatifs 2005

8250 € HT (avec sonde

ALR 500) 9400 € HT

(avec sonde ALR 575)

7300 € HT 9850 € HT 12250 € HT 10950 € HT

Tableau 10: Exemples d’échographes disponibles sur le marché en 2005 pour l’examen gynécologique échographique de la vache

Photo 1: Echographe porté en bandoulière

(Pie Medical®)

Photo 2: Echographe porté à l’avant-bras

(Pie Medical®)


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3. SEMIOLOGIE DE L’IMAGE ECHOGRAPHIQUE 3.1. INTERPRETATION DE L’IMAGE ECHOGRAPHIQUE

L’interprétation des images échographiques obtenues avec un appareil en mode bidimensionnel nécessite de connaître des bases sémiologiques.

3.1.1. Terminologie L’interprétation des images ultrasonores repose sur l’observation de structures

d’échogénicités différentes. L’échogénicité d’un tissu ou d’une interface est sa faculté à générer un écho [BARTHEZ 2001]. Nous distinguons :

- des structures anéchogènes, ou vides d’écho, qui apparaissent noires à l’écran,

- des structures hypoéchogènes qui apparaissent relativement sombres (gris foncé),

- des structures hyperéchogènes qui sont à l’origine d’une réflexion importante des ultrasons et qui forment une image claire sur l’écran.

La notion d’hypo ou hyperéchogène est relative par rapport aux structures

avoisinantes. Par exemple, le parenchyme hépatique est normalement plus sombre, hypoéchogène, par rapport au parenchyme splénique qui lui est hyperéchogène.

Lorsque deux structures ont la même échogénicité, elles sont isoéchogènes.

3.1.2. Les images de contour 3.1.2.1. Image d’interface

Une interface représente la limite entre deux milieux d’impédances acoustiques différentes. L’image d’interface se traduit sur l’écran par une ligne blanche (échogène) délimitant le contour de l’organe, qui est d’autant plus visible que le faisceau ultrasonore incident est perpendiculaire à l’interface.

Lorsque le faisceau incident aborde l’interface de manière non perpendiculaire, l’interface se matérialise sur l’écran, non pas par une ligne échogène mais par l’affrontement des échostructures internes de chacun des milieux concernés [JAUDON et al. 1991].

3.1.2.2. Image de paroi

Contrairement à une interface, une paroi possède une « réalité biologique » [SIGOGNAULT 1992]. Elle est limitée par deux interfaces et est représentée par une ligne échogène continue, quelle que soit l’incidence des ultrasons. Une paroi est visible même si les deux milieux qu’elle sépare ont des impédances acoustiques voisines.

Une paroi traversée par un faisceau incident perpendiculaire apparaît très échogène alors qu’une paroi tangente au faisceau n’est pas toujours visible sur l’écran, d’où la nécessité de déplacer la sonde pour vérifier l’intégrité de toute la paroi de l’organe considéré.

Les vaisseaux (et notamment la veine porte hépatique) ont une paroi plus ou moins visible (plus ou moins échogène) selon les caractéristiques structurales. En coupe transversale, les vaisseaux apparaissent sur l’écran comme des disques noirs plus ou moins bordés d’une ligne blanche, et en coupe longitudinale par des images canalaires bordées de blanc (Figure 18).


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Figure 18: Représentation schématique de coupes de vaisseaux [LORIOT et al. 1995]

3.1.3. Les images tissulaires Les images tissulaires proviennent des échos de structure qui sont composés

d’échos de faible amplitude correspondant à une réflexion non spéculaire des ultrasons dans les milieux relativement homogènes. L’échogénicité d’un tissu dépend principalement de son homogénéité tissulaire, de sa vascularisation et de sa teneur en graisse et en tissu fibreux [BARTHEZ 2001].

3.1.3.1. Les images de liquides

Les liquides homogènes Les ultrasons traversant des liquides purs et homogènes ne rencontrent pas

d’interface. Ils sont donc anéchogènes (noirs) sur l’écran. L’atténuation du faisceau ultrasonore étant minime, les liquides homogènes

constituent donc de bonnes fenêtres acoustiques qui permettent d’examiner les structures en profondeur.

L’urine, le liquide amniotique, le sang, la bile et le liquide folliculaire sont des liquides homogènes [CARNIEL 1987 ; BARTHEZ 2001].


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Les liquides non homogènes Dans le cas de liquides non homogènes, présentant une cellularité élevée et/ou

contenant des particules en suspension (pus, débris nécrotiques), les ultrasons vont rencontrer de multiples petites interfaces.

Lorsque le gain est élevé, les liquides non homogènes apparaissent sur l’écran sous forme de plages anéchogènes (noires) piquetées de points échogènes (blancs) correspondant aux échos des particules en suspension [JAUDON et al. 1991 ; LORIOT et al. 1995].

Ce type d’image est entre autre mis en évidence lors de métrite et de cystite.

3.1.3.2. Les images de tissus mous Il s’agit des muscles et de parenchymes organiques. Ces tissus mous

apparaissent sur l’écran comme une image de texture granuleuse (alternance de taches blanches, grises et noires) plus ou moins fine et plus ou moins contrastée. Cette texture, appelée « speckle » est due à la réflexion multidirectionnelle des ultrasons au sein du tissu [JAUDON et al. 1991 ; LORIOT et al. 1995].

L’aspect de l’image dépend de nombreux facteurs [LORIOT et al. 1995] : - des caractéristiques structurales du tissu, de la répartition des réflecteurs

(unité structurale au niveau de laquelle a lieu la réflexion des ultrasons), de leur densité et leur nature,

- des caractéristiques de la sonde : la dimension des taches dépend de la résolution de l’appareil,

- des caractéristiques de l’échographe (réglage du gain, du contraste…). L’utilisation d’un gain trop faible peut faire apparaître vide d’écho un parenchyme seulement hypoéchogène et la confusion avec un liquide est possible.

Généralement, l’étalonnage des échographes est tel que les tissus mous

apparaissent dans la gamme des gris. Le réglage du gain est très important puisqu’il permet de distinguer des

structures différentes d’échogénicités voisines. Ainsi, il est possible de différencier des tissus mous de structure hétérogène dont l’image est régulière et homogène, des tissus mous de structure hétérogène, souvent compatible avec un processus pathologique, dont l’image présente des îlots de réflectivités diverses et de taille variable [SIGOGNAULT 1992].

3.1.3.3. Les images de tissus graisseux Les tissus graisseux présentent deux types d’échostructures différents. Ils

peuvent être: - transparents (tissu adipeux sous-cutané, graisse périrénale), - échogènes (mésentère, sinus rénal).

Ces variations sont dues à la teneur de la graisse en fibre de collagène, ceci expliquant par ailleurs les variations individuelles d’échogénicité [JAUDON et al. 1991].


37

3.1.3.4. Les images de tissus osseux et de calculs L’os est un tissu à forte cohésion moléculaire avec une impédance acoustique

élevée. La différence d’impédance acoustique entre l’os et les tissus avoisinants est telle que la réflexion spéculaire des ultrasons au niveau de son interface est très importante. Le tissu osseux apparaît ainsi sur l’écran sous forme d’une plage hyperéchogène délimitant la surface de l’os, associée à une zone sous-jacente anéchogène.

Les calculs sont des tissus calcifiés qui présentent les mêmes caractéristiques que l’os (cohésion moléculaire forte, impédance acoustique élevée). Ils apparaissent sur l’écran sous la forme d’un arc hyperéchogène, plus ou moins visible selon l’incidence du faisceau ultrasonore, associée à une zone sous-jacente vide d’écho (cône d’ombre) [LORIOT et al. 1995].

3.1.3.5. Les images de gaz Le milieu gazeux a une impédance acoustique réduite par rapport à celle des

tissus de l’organisme. A l’interface tissu – gaz, les ultrasons sont totalement réfléchis car la différence d’impédance est élevée.

Comme pour les tissus calcifiés, nous observons sur l’écran une image d’interface hyperéchogène suivie d’une zone anéchogène (cône d’ombre).

Ce type d’image peut être rencontré en début d’examen quand le contact entre la sonde et la peau (ou la sonde et la muqueuse rectale lors échographie trans-rectale) n’est pas suffisant, et en échographie digestive dès que du gaz est présent dans le tube digestif.

3.2. ARTEFACTS Les artéfacts sont des altérations de l’image produites artificiellement lors d’un

examen. Ils ne correspondent à aucune anomalie ou lésion. Afin d’éviter toute erreur d’interprétation, il est essentiel de les connaître.

Certains artéfacts sont nuisibles car ils dégradent la qualité de l’image et rendent l’interprétation plus compliquée. Ils résultent d’une mauvaise préparation de l’animal, d’un réglage incorrect de l’appareil ou d’une mauvaise méthode d’exploration avec la sonde.

D’autres artéfacts sont utiles car ils résultent d’interactions spécifiques des ultrasons avec la matière et leur reconnaissance apporte des informations sur les structures examinées [KIRBERGER 1995 ; MAI 1999b].

3.2.1. La réverbération La réverbération est un artéfact très fréquent qui se manifeste à l’écran par une

succession de lignes hyperéchogènes parallèles, régulièrement espacées les unes des autres et d’échogénicité décroissante (Photo 3).


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Photo 3: Artéfact de réverbération (ENVL)

Elle résulte d’un va-et-vient des ultrasons entre deux interfaces (Figure 19).

Cependant, une partie du faisceau retourne à la sonde à chaque aller-retour. Les échos arrivent ainsi 2, 3…, x fois plus tardivement au transducteur. L’appareil calculant la distance de l’écho en fonction du « temps de vol », les échos sont placés 2, 3…, x fois plus profondément sur l’écran. Seul le premier écho est réel, les autres sont des copies d’intensité plus faible [GINTHER 1995].

Figure 19: La réverbération [GINTHER 1995]

Ce phénomène dégrade l’image et peut se produire : - soit entre deux interfaces tissulaires très échogènes (tube digestif, sac

péricardique), - soit entre le transducteur et une interface très réfléchissante ou très

proche de la sonde (peau, côte). C’est par exemple le cas lorsque le contact entre la sonde et l’animal est insuffisant ou lors d’échographie thoracique si la sonde est placée en regard des côtes (tissus très réfléchissants) [MAI 1999b].

En échographie génitale des grands animaux, cet artéfact est observé en présence de pneumorectum, lorsque la sonde n’est pas bien collée à la muqueuse rectale mais aussi quand le faisceau ultrasonore rencontre des anses intestinales remplies de gaz.


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3.2.2. La « queue de comète » L’artéfact dit « queue de comète » est un artéfact de réverbération particulier

qui est constitué de petites lignes équidistantes d’échogénicité décroissante, mais très rapprochées, situées en région sous-jacente d’une structure très échogène.

La « queue de comète » se rencontre principalement quand le faisceau ultrasonore rentre en contact avec des bulles de gaz (dans le tube digestif), ou des petites surfaces minéralisées ou métalliques [KIRBERGER 1995 ; GINTHER 1995].

3.2.3. Le cône d’ombre Le cône d’ombre, encore appelé ombre acoustique, représente une zone hypo

ou anéchogène résultant de l’absence d’échos suite à la réflexion totale des ultrasons au niveau d’une interface entre deux milieux d’impédance acoustique très différente (tissu mou – air ou tissu mou – tissu minéralisé). Il est donc situé juste en deçà de structures atténuant beaucoup les ultrasons (os, calculs, air) (Photo 4).

Cet artéfact présente un intérêt, il permet de repérer plus facilement des calculs (vésicaux, rénaux, biliaires) ou des minéralisations dystrophiques [KIRBERGER 1995 ; PENNINCK 1995].

Photo 4: Cône d’ombre (UCRA-ENVL)

3.2.4. Ombre acoustique de bord L’ombre acoustique de bord est une zone anéchogène, vide d’écho. Cet

artéfact est observé sur le bord des structures arrondies (Figure 20). Les ultrasons qui rencontrent la paroi de la structure arrondie de manière tangentielle sont déviés et ne retournent pas au transducteur. La zone en dessous du point de déviation (bord de la structure arrondie) ne reçoit plus d’ultrasons et ne génère pas d’échos. Il en résulte une « ombre de bord », souvent bien visible au niveau du rein, de la vésicule biliaire et du bord crânial de la vessie [KIRBERGER 1995 ; PENNINCK 1995 ; MAI 1999b].

Figure 20: Ombre acoustique de bord [BARTHEZ 2001]

Cône d’ombre résultant de l’absence d’échos suite à la réflexion totale des ultrasons au niveau des éléments osseux de la tête du foetus


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3.2.5. Le renforcement postérieur Le renforcement postérieur est observé en aval d’une structure anéchogène

(vessie, vésicule biliaire, vésicule embryonnaire…) qui n’atténue pas les échos. Une quantité plus importante d’ultrasons arrive donc dans les tissus situés au-delà de cette structure par rapport aux tissus adjacents situés à la même profondeur (Figure 21). A l’écran, il se traduit par une zone plus échogène par rapport à la zone adjacente (Photo 5) [KIRBERGER 1995 ; MAI 1999b].

Figure 21: Le renforcement postérieur

[GINTHER 1995]

Photo 5: Renforcement postérieur situé en aval de 2

kystes ovariens (Echographie en bain d’eau) (ENVL)

Cet artéfact peut être utilisé pour confirmer la nature kystique d’une lésion anéchogène [BARTHEZ 2001]. Il facilite également la mise en évidence du fœtus dans les liquides fœtaux [SIGOGNAULT 1992]. Enfin, chez les carnivores domestiques, il est mis à profit pour le diagnostic de gestation précoce où la vessie représente une fenêtre acoustique [LORIOT et al. 1995].

3.2.6. L’image en miroir L’image en miroir correspond à l’apparition sur l’écran de deux images

identiques, symétriques par rapport à une ligne très échogène. Elle se produit souvent au niveau d’interfaces arrondies très réfléchissantes,

comme le diaphragme. Les ultrasons traversent le tissu (parenchyme hépatique) et arrivent au contact de l’interface (ex : diaphragme – poumon). Les ultrasons perpendiculaires à l’interface sont réfléchis et retournent directement à la sonde ; ils laissent apparaître une image réelle du parenchyme traversé et de l’interface rencontrée. Les ultrasons rencontrant l’interface de manière non perpendiculaire sont réfléchis en direction du parenchyme (ex : foie). Ils sont réfléchis dans ce parenchyme et repartent vers le transducteur en se réfléchissant à nouveau sur l’interface très réfléchissante en sens inverse.

Le traitement de l’information recueillie par la sonde suppose que les ultrasons circulent en ligne droite et qu’une seule réflexion soit survenue. Le logiciel calcule la position de l’écho (endroit de la réflexion) en multipliant le « temps de vol » par la vitesse moyenne de propagation des ultrasons dans les tissus mous (1540 m/s).


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Dans le cas d’une double réflexion, l’écho sera placé improprement dans l’axe d’émission initial des ultrasons à une profondeur correspondant au « temps de vol » (Figure 22).

Figure 22: L’image en miroir [REEF 1998]

Les images en miroir se rencontrent principalement avec le diaphragme, faisant apparaître du tissu hépatique en avant du diaphragme. Cette image artéfactuelle ne doit pas être confondue avec une hernie diaphragmatique [KIRBERGER 1995 ; PENNINCK 1995 ; BARTHEZ 2001]. Cet artéfact est également très souvent présent lors d’échographie d’organe (ex : utérus) en bain d’eau. C’est la bassine contenant l’organe qui correspond au miroir (Photo 6).

Photo 6: Image en miroir (échographie en bain d’eau d’un utérus gravide : on obtient l’image réelle du fœtus et une image artéfactuelle du fœtus dite

« image en miroir » ; cette image en miroir est symétrique de l’image réelle par rapport à l’axe

représentant le miroir (bassine))(ENVL)

Toutefois cet artéfact est très rare lors de l’examen de l’appareil génital des

bovins. Il est exceptionnellement observé lorsque le fœtus est situé au dessus de la symphyse ischio-pubienne. Dans ce cas, la symphyse osseuse joue le rôle de miroir [TAINTURIER B. 2001].

3.2.7. Lobes accessoires Le faisceau ultrasonore tel qu’il est émis par la sonde est composé d’ultrasons

se propageant dans une direction principale, appelés « lobe principal », et d’ultrasons émis dans une ou plusieurs directions secondaires, sur les côtés, appelés « lobes accessoires » ou « secondaires ».


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Le programme de formation de l’image considère que les ultrasons sont émis et reviennent à la sonde dans une seule direction, autrement dit qu’ils appartiennent tous au lobe principal. Les lobes accessoires sont ignorés par le logiciel. Ces derniers correspondent à des ultrasons de faible intensité réfléchis par une surface très échogène, et qui, revenant au transducteur, sont analysés comme faisant partie du faisceau principal. Ils sont donc placés dans la direction du lobe principal. Le résultat est un placement erroné de l’écho causé par une erreur d’évaluation de la direction du faisceau ultrasonore (Figures 23 et 24).

Figure 23: Lobes accessoires [BARTHEZ P. 2001]

Figure 24: Lobes accessoires [BARTHEZ P.Y. et al. 1997]

Les artéfacts de lobes accessoires sont responsables d’une partie du « bruit de fond » de l’image et diminuent la résolution [MAI 1999b].

Les échos liés aux lobes accessoires étant peu intenses, ce type d’artéfact passe souvent inaperçu lors de l’examen d’une structure échogène. En revanche, les artéfacts de lobes accessoires sont particulièrement visibles sur des structures anéchogènes comme la vessie. Les ultrasons émis par les lobes accessoires se réfléchissent au niveau d’une interface très échogène, par exemple l’air contenu dans le côlon descendant, et donnent des échos qui apparaissent dans la lumière vésicale [BARTHEZ P.Y. et al. 1997].

La diminution du gain permet de limiter cet artéfact [MAI 1999b].


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Les lobes accessoires sont classés en deux catégories : - les lobes latéraux existant dans tous les types de sondes, - les lobes de réseaux, particularité des sondes linéaires, liés à l’espacement

régulier des éléments piézo-électriques de la sonde [MAI 1999b]. Les artéfacts de lobes accessoires sont donc plus importants avec des sondes

linéaires.

3.2.8. Artéfact de vitesse constante De manière générale, les échographes sont étalonnés en considérant que les

ultrasons se déplacent à une vitesse constante de 1540 m/s dans tous les tissus de l’organisme. Ainsi, les appareils ne tiennent pas compte, pour la détermination de la profondeur des échos, des variations de la vitesse de propagation des ultrasons dans les différents milieux (tissus mous, air, os) (Tableau 2). Il peut donc en résulter des distorsions d’image, voire des erreurs de mesures [KIRBERGER 1995 ; PENNINCK 1995 ; MAI 1999b].

En début de gestation, l’âge du fœtus bovin peut être estimé par échographie, en mesurant la longueur entre le sommet du crâne et la première vertèbre coccygienne [POLLET 1993]. Il est important d’effectuer la mesure en plaçant le faisceau ultrasonore perpendiculairement au rachis du fœtus. En effet, en positionnant le faisceau d’ultrasons dans l’alignement du rachis, la mesure est erronée, elle est deux fois plus petite que la réalité car la vitesse de propagation des ultrasons dans les tissus osseux est plus de deux fois celle observée dans les tissus mous prise pour référence.

3.2.9. Artéfact dû à la réflexion spéculaire : anisotropie L’anisotropie est un artéfact dû à la réflexion spéculaire. Le nombre d’échos

revenant à la sonde est d’autant plus important que le faisceau ultrasonore incident aborde l’interface de manière perpendiculaire.

L’échogénicité des structures anisotropiques (ex : tendons) dépend de l’orientation des ultrasons. Elle est maximale quand le faisceau est perpendiculaire à l’interface. Ceci impose l’emploi de sondes linéaires pour l’exploration des tendons.

En échographie génitale, un problème se pose pour les structures liquidiennes sphériques de petite taille (follicule, kyste, vésicule embryonnaire). En effet, pour les parties antérieure et postérieure de la sphère, les ultrasons sont perpendiculaires à l’interface donc les échos réfléchis puis captés par la sonde sont intenses (Figure 25). En revanche, le faisceau ultrasonore n’aborde pas les bords de la sphère de manière perpendiculaire si bien que les échos sont perdus. A l’écran, l’interface n’est pas matérialisée par une ligne échogène mais par une apposition des deux structures adjacentes (parenchyme et collection liquidienne). Ainsi, nous observons une image caractéristique : une collection liquidienne anéchogène avec deux échos très échogènes, l’un en partie antérieure et l’autre en partie postérieure [GINTHER 1995 ; PENNINCK 1995]. Cet artéfact peut nous aider à repérer la vésicule embryonnaire lors de diagnostic précoce. Ceci est surtout vrai chez la jument qui a une vésicule embryonnaire sphérique contrairement à la vache dont la vésicule embryonnaire est allongée.


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Figure 25: Artéfact dû à la réflexion spéculaire [GINTHER 1986]

La paroi de la vessie ou de la capsule rénale présente également des variations

d’échogénicité en fonction de l’orientation du faisceau incident. En présence d’un épanchement abdominal, la paroi des bords de la vessie peut disparaître donnant l’impression d’une fausse rupture vésicale [BARTHEZ P. 2001].

Conclusion : L’échographie est une technique d’imagerie médicale non invasive

utilisant la réflexion des ultrasons dans les organes. Le choix et le réglage de l’appareil dépendent du type et de la localisation

de l’organe à échographier. Pour interpréter l’image échographique, il est indispensable de connaître

la sémiologie et les artéfacts de l’image échographique.

2ème Partie : Les principales utilisations en clientèle de l’échographie en gynécologie bovine

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2EME PARTIE : LES PRINCIPALES UTILISATIONS EN CLIENTELE DE L’ECHOGRAPHIE EN GYNECOLOGIE BOVINE

Dans cette partie, nous abordons les utilisations quotidiennes possibles de

l’échographie en mode BD par le praticien qui peut les intégrer ou non au suivi de reproduction en élevage [MIALOT et al. 2002]. Les clichés insérés dans ce document ont été réalisés lors de visite de suivi de reproduction dans des élevages de la clientèle de l’UCRA-ENVL.

1. CONDITIONS A RESPECTER POUR REALISER UN BON EXAMEN ECHOGRAPHIQUE GYNECOLOGIQUE CHEZ LES BOVINS

1.1. LOCAL D’EXAMEN Lors de l’examen échographique, une luminosité ambiante excessive gêne la

bonne visualisation de l’image apparaissant sur l’écran. Au contraire, l’obscurité permet d’utiliser au maximum toutes les nuances de gris, donnant une qualité optimale de l’image.

En pratique, il convient de réaliser l’examen échographique dans un local sombre (vieilles étables, salle de traite). L’emploi d’un échographe à l’extérieur ou dans un bâtiment ouvert et très lumineux est à éviter. Dans ces conditions, l’utilisation d’un volet de protection (pare-soleil) fourni avec certains appareils, peut protéger l’écran de la lumière.

Pour les échographes qui fonctionnent sur secteur, une alimentation électrique doit être prévue [DECANTE 1990].

1.2. CONTENTION DES ANIMAUX Le déroulement de l’échographie de l’appareil génital d’un lot de bovins peut se

faire selon 2 modalités [DECANTE 1990] :

Echographe sur support mobile Cette situation se rencontre lorsque les animaux sont à l’attache (cornadis ou

étable entravée). Dans ce cas, l’opérateur se déplace derrière les animaux, l’échographe pouvant être placé sur un support mobile (brouette ou table à roulette), confié à un aide ou porté par l’opérateur lui-même pour certains appareils légers (50S Tringa® et Tringa Linear® de Pie Medical, Agroscan L®). Pour un droitier, l’échographe est placé à gauche de l’opérateur et inversement pour un gaucher (Figure 26).

L’examen échographique est facilité lorsque les animaux sont attachés aux cornadis car les déplacements latéraux des vaches sont limités. En étable entravée, un aide est parfois nécessaire pour éviter les mouvements latéraux des animaux peu coopératifs.


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Bien que le transport de l’appareil l’expose à davantage de danger, ce système offre souvent un confort et une rapidité de travail importants car les animaux sont peu stressés et bien contenus.

Figure 26: Appareil mobile avec animaux à l’attache [DECANTE 1990]

Echographe fixe L’autre modalité se rencontre lorsque les animaux sont examinés chacun leur

tour au même endroit comme un couloir ou une cage de contention, une logette ou la salle de traite. Dans ce cas, ce sont les animaux qui sont déplacés un à un pour l’examen et l’appareil reste en position fixe dans un endroit en sécurité par exemple à l’extérieur du couloir ou dans une logette voisine (Figure 27).

Pour les animaux « vifs », il est conseillé d’utiliser un couloir équipé de moyens de contention (piège cornadis, barre anti-recul) afin d’éviter tout recul de l’animal pendant l’examen [DECANTE 1990 ; BRULE et RAFLEGEAU 2004].

Ce système permet de protéger l’échographe, mais le déplacement des animaux (surtout dans un couloir de contention) rend ces derniers plus nerveux ce qui génère une plus grande difficulté d’examen et une perte de temps [MIALOT et al. 1991].

Figure 27: Appareil fixe [DECANTE 1990]


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1.3. EXAMEN TRANS-RECTAL PREALABLE Chez les bovins, l’échographie doit être considérée comme un examen

complémentaire [MIALOT et al. 1991]. C’est pourquoi avant d’échographier une vache, les commémoratifs (date de vêlage, date des chaleurs, date d’IA, interventions sur l’animal…) sont recueillis et une palpation trans-rectale de l’appareil génital est effectuée [CHAFFAUX et al. 1982 ; KAHN 1994].

L’opérateur s’équipe d’un gant protecteur d’exploration trans-rectale à usage unique, qui doit être lubrifié au moyen d’un gel. Tout d’abord, le rectum est vidé partiellement des fèces qu’il contient. Cet examen trans-rectal permet d’apprécier la topographie des différents organes dans la filière pelvienne, leurs rapports et d’éventuelles modifications anatomiques (variation de taille, consistance, forme, adhérences) liées à un processus physiologique ou pathologique. L’examen de l’utérus commence par le col et le corps de l’utérus (taille, consistance, position), puis les cornes utérines (taille, position par rapport au pubis, consistance, symétrie, présence ou non d’éléments figurés dans une corne (cotylédons, fœtus)). Ensuite, l’examen des ovaires consiste à déterminer leur taille, position, mobilité et les structures présentes (corps jaune, follicule, kyste ou tumeur).

Toutefois, même si DECANTE (1990) conseille de ramener délicatement l’utérus vers l’arrière pour qu’il repose sur le plancher du bassin, nous ne recommandons pas d’effectuer un examen trans-rectal préliminaire lors de diagnostic de gestation par échographie. En effet, un des intérêts de l’échographie dans le diagnostic de gestation est d’être sans danger ce qui n’est pas toujours le cas lors de palpation manuelle d’un utérus gravide de 30 jours (risque de mortalité embryonnaire par rupture des enveloppes annexielles). En revanche, lors de diagnostic de gestation négatif, il est impératif de réaliser un examen trans-rectal de l’utérus afin de vérifier que l’ensemble de l’utérus a été échographié et confirmer la non gestation.

La palpation trans-rectale préalable est déconseillée également pour le diagnostic du sexe du fœtus car elle entraîne une modification de la position du foetus qui plonge dans la cavité abdominale. Or, TAINTURIER B. (2001) a constaté que le fœtus était souvent situé sur le plancher du bassin, dans une position permettant d’obtenir une coupe intéressante pour la détermination du sexe du fœtus.

Pour ces deux derniers cas (diagnostic de gestation et sexage du fœtus), nous déconseillons de réaliser un examen trans-rectal préalable. Une vidange partielle des fèces du rectum peut être effectuée. Cette dernière doit être faite avec précaution, sans appuyer sur l’utérus, mais ne semble pas indispensable chez la vache, contrairement à la jument dont les fèces sèches sont à l’origine d’artéfacts.

1.4. METHODOLOGIE DE L’EXAMEN ECHOGRAPHIQUE DE L’APPAREIL GENITAL DE LA VACHE

Au préalable, la sonde enduite de gel de contact est recouverte d’une gaine plastique à usage unique pour des raisons sanitaires et aussi parce que les fèces sont, à long terme, corrosives pour les matériaux la constituant. La sonde protégée est introduite dans le rectum de la vache. Le manipulateur la tient dans le creux de la main et veillera à ne jamais la pousser sur une onde de contraction rectale au risque de provoquer une déchirure de la muqueuse (accident rare chez les bovins). L’opérateur oriente la sonde de sorte que le côté émetteur soit dirigé vers le bas pour les sondes linéaires ou vers l’avant pour les sondes sectorielles. Le dos des sondes linéaires est souvent creusé ce qui facilite leur contention et leur orientation. Bien entendu, l’opérateur ne doit pas placer ses doigts sur la partie émettrice de la sonde.


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Les sondes sectorielles peuvent être tenues à pleine main ou seulement avec les doigts car seule l’extrémité est émettrice. Le dos des sondes sectorielles est caractérisé par la présence d’un processus. Les structures examinées proches de ce repère apparaissent sur la partie gauche de l’écran. Ceci permet au manipulateur de progresser plus facilement dans le déroulement de l’examen. Ainsi, une structure située à droite sur l’écran est recentrée pour faciliter son appréciation, en faisant pivoter la sonde vers le bas. Des artéfacts de réverbérations peuvent être observés lors de mauvais contact entre la sonde protégée et la muqueuse rectale ou lors de présence de bulles d’air au sein du gel de contact contenu dans la gaine protectrice. Pour obtenir une meilleure transmission des ultrasons, il faut chasser la bulle d’air ou appuyer plus fermement sur l’utérus avec la sonde après avoir enlever à l’aide d’un doigt les matières fécales situées entre la sonde et la muqueuse rectale.

Le déroulement de l’examen échographique doit se faire de façon

systématique, c’est-à-dire que chaque animal est examiné de la même manière [CHAFFAUX et al. 1982]. Tout d’abord, c’est la vessie qui est visualisée en coupe longitudinale. Elle apparaît comme une structure anéchogène délimitée par une paroi échogène. Puis, au dessus et crânialement à cet organe, le col et le corps utérins sont examinés (coupe longitudinale) en maintenant le faisceau ultrasonore dans le plan médian de la filière pelvienne. L’utérus présente des contours plus échogènes que son contenu qui n’est cependant jamais totalement vide d’échos. Ensuite, le manipulateur fait progresser la sonde crânialement, les cornes utérines sont successivement mise en évidence en déplaçant ou en inclinant la sonde d’un côté ou de l’autre. Les cornes utérines étant repliées sur elles-mêmes, plusieurs coupes transversales de cornes peuvent être observées simultanément à l’écran [CHEVALIER 1988].

En pratique, le manipulateur peut aussi essayer de tenir la sonde avec le pouce

dans le creux de la main et regrouper l’utérus sous la sonde à l’aide des autres doigts. Pour les sondes de grande taille, ce geste est délicat, voire impossible à obtenir.

Enfin les ovaires sont examinés selon deux modalités possibles. La première méthode consiste à réaliser un balayage de la filière pelvienne jusqu’à rencontrer un ovaire. La distinction des ovaires est parfois difficile, et ceci d’autant plus que ces derniers sont petits, mobiles et ne présentent pas d’organites (corps jaune, follicule). Dans ce cas, il faut recourir à la méthode suivante : la sonde est maintenue au moyen du pouce, de l’index et du majeur tandis que la manipulation de l’ovaire et son maintien contre la sonde sont assurés par l’annulaire et l’auriculaire [HANZEN et al. 1993a]. L’ovaire peut également être bloqué entre la sonde et la branche montante de l’ilium. L’examen échographique des ovaires est donc plus difficile que celui de l’utérus.

L’examen échographique de l’appareil génital de la vache demande des

connaissances en anatomie et physiopathologie de la reproduction : « on ne trouve que ce qu’on cherche, on ne cherche que ce qu’on connaît » [DECANTE 1990]. L’expérience de l’opérateur joue également un rôle décisif dans la qualité de l’examen.


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2. PRINCIPALES UTILISATIONS DE L’ECHOGRAPHIE GYNECOLOGIQUE CHEZ LA VACHE NON GESTANTE

2.1. RAPPELS ANATOMO-TOPOGRAPHIQUES L’utérus de la vache est dit bipartitus, c’est-à-dire que son corps est court (3 à 4

cm) et ses cornes sont longues (35 à 45 cm). Ces dernières sont accolées l’une à l’autre sur 10 cm environ. Elles sont larges (3 à 4 cm) à leur base puis se rétrécissent progressivement pour atteindre 5 à 6 mm à leur extrémité ovarique. Leurs parois s’amincissent également en s’éloignant du corps de l’utérus : leur épaisseur est de l’ordre de 12 mm à la base et de 2 mm près des trompes. Elles sont plus ou moins circonvolutionnées selon le stade oestral. Le col de l’utérus correspond à un tube de 10 cm de long dont la consistance plus ferme que le reste de l’utérus facilite la détermination de sa position dans la filière pelvienne. Les trompes utérines sont des conduits plus ou moins fluctueux de 20 à 30 cm de long et 2 à 3 mm de diamètre reliant les ovaires aux cornes utérines. Elles ne sont ni palpables par voie trans-rectale, ni visualisables à l’échographie.

Chez la génisse, l’utérus est situé entièrement dans la cavité pelvienne. Puis,

au cours des gestations, le relâchement des ligaments larges fait que chez les multipares une partie des cornes utérines peut plonger dans la cavité abdominale. L’utérus non gravide reste cependant peu volumineux, pèse 400 g environ et se situe ventralement au rectum et dorsalement à la vessie qui repose sur le plancher du bassin (Figure 28). L’utérus gravide augmente de taille et s’engage dans la cavité abdominale en repoussant les intestins et le rumen.

Les ovaires ont la forme d’amande aplatie. Ils sont fermes et mesurent en

l’absence d’organite 2-4 cm de long, 1-3 cm de large et 1-2 cm d’épaisseur. Ils se situent à 30 cm de la paroi lombaire, à l’entrée du bassin chez la génisse et un peu plus crânialement et plus ou moins bas selon le relâchement des ligaments chez les multipares [BARONE 2001].


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Figure 28: Coupe médiane du bassin d’une vache [BARONE 2001]

2.2. EXAMEN ECHOGRAPHIQUE DE L’UTERUS NON GRAVIDE

2.2.1. Echographie de l’utérus au cours du cycle oestral Au cours du dioestrus, l’échostructure de l’utérus est homogène, il apparaît en

gris à l’écran (image tissulaire). L’épaisseur de la paroi du corps utérin augmente 3-4 jours avant l’ovulation et diminue le jour précédent l’ovulation jusqu’au 3ème jour du cycle suivant pour demeurer constante pendant l’oestrus [HANZEN et al. 1993b].


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Lors de l’oestrus, des modifications de l’utérus sont notées : présence de sécrétions utérines, augmentation de la vascularisation et œdème de l’endomètre, diminution de la circonvolution des cornes utérines (Figure 29) [PIERSON et GINTHER 1987 ; BOYD et OMRAN 1991]. A l’écran, les cornes oedémateuses paraissent bien délimitées au sein des tissus avoisinants. Leur lumière est anéchogène (sécrétions utérines) et leur paroi hétérogène est constituée d’un endomètre moins échogène et d’un myomètre plus échogène séparés par un liseré anéchogène. La coupe transversale de corne utérine offre une image caractéristique dite « en cocarde » [KAHN 1994] (Photo 7). Pendant cette période, les cornes utérines étant moins circonvolutionnées, moins de sections transversales d’utérus sont observées simultanément sur l’écran.

Figure 29: Représentation schématique d’une corne utérine 1= oestrus ; 2-3-4=

différents stades du dioestrus [PIERSON et GINTHER 1987]

Photo 7: Coupe transversale de corne utérine lors

de l’oestrus (image en cocarde) (UCRA-ENVL)

En pratique, l’examen échographique de l’utérus lors des chaleurs présente peu d’intérêt, alors que celui des ovaires s’avère parfois intéressant. En revanche, il est capital que le praticien ait en tête cette image échographique caractéristique d’utérus lors d’oestrus pour éviter de diagnostiquer gestante une vache en chaleurs. En effet lors de mortalité embryonnaire précoce, la femelle peut revenir en chaleurs 25-28 jours après l’insémination artificielle, au moment du diagnostic de gestation. Or, à ce stade de gestation, la vésicule embryonnaire est limitée, surtout chez les multipares et peut être confondue avec les sécrétions oestrales présentes jusqu’à la première moitié de la phase lutéale [MAARTEN et PIETERSE1998].

2.2.2. Appréciation de l’involution utérine L’involution utérine est un phénomène physiologique se traduisant par une

réduction du volume et du poids de l’utérus en période post-partum. La durée de cette involution est en moyenne de 4 à 5 semaines. Au cours de cette période post-partum, l’utérus passe d’un poids de 9-10 kg à 700-900 g et d’une longueur de 1 m à 25-30 cm. Cette étape est particulièrement critique car elle conditionne l’apparition de chaleurs fécondantes dans un délai de 70 à 120 jours après la mise bas, indispensable pour respecter un IVV (intervalle vêlage-vêlage) de 1 an [FRANCK 1991].

L’objectif est de suivre l’involution utérine afin de déceler tout retard et d’intervenir si une infection utérine est constatée lors de l’examen gynécologique. De manière générale, le premier examen est effectué environ 4 semaines après le part,


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au moment où l’involution utérine se termine. Quand un retard d’involution est révélé, un second examen est réalisé 3 semaines plus tard pour vérifier l’efficacité du traitement mise en place lors de la première visite.

L’intérêt de l’échographie est d’évaluer le degré d’involution utérine de manière plus objective que l’examen trans-rectal [FRANCK 1991]. En effet, l’appréciation de l’involution par palpation trans-rectale est peu précise puisque l’opérateur estime le diamètre des cornes en nombre de doigts, la main sauf le pouce étant posée à plat sur la corne. L’échographie permet d’obtenir une mesure plus précise du diamètre des cornes utérines. Pour cela, la sonde est placée tour à tour sur chacune des cornes, au niveau de leur accolement, de manière à réaliser une coupe longitudinale. Outre l’égalité du diamètre entre les deux cornes, FRANCK (1991) propose les repères suivants :

- involution parfaite : diamètre de 20 à 30 mm, - involution subnormale : diamètre de 30 à 40 mm, - involution anormale : diamètre > 40 mm. De plus, la différenciation échographique du myomètre et de l’endomètre est

possible lors de l’involution utérine [OKANO et TOMIZUKA 1987]. Jusqu’au 15ème jour après le vêlage, l’utérus présente une paroi oedémateuse et une lumière importante contenant des lochies, son échogénicité est donc faible. Puis l’œdème de la paroi régresse et les liquides sont évacués. La paroi utérine devient plus échogène et la lumière virtuelle. L’échographie permet aussi de suivre l’involution des cotylédons, leur centre est moins échogène que leur périphérie [HANZEN et al. 1993b].

L’involution complète de l’utérus est observée vers 40 jours par échographie [OKANO et TOMIZUKA 1987].

2.2.3. Appréciation de l’utérus non gravide pathologique L’examen échographique de l’utérus non gravide permet de confirmer

l’existence de certaines affections comme les métrites [BOYD et OMRAN 1991]. Le diagnostic des métrites importantes (3ème degré) se fait le plus souvent par l’observation d’un écoulement vaginal muco-purulent quasi-permanent ou par un examen de la glaire cervicale au vaginoscope. L’échographie a donc peu d’intérêt dans ce cas. En revanche, pour les métrites de 2nd degré où les écoulements se font par intermittence, l’examen échographique est intéressant. A l’échographie, l’utérus présente une muqueuse aux contours irréguliers (bords crénelés) et une lumière plus ou moins dilatée avec un contenu anéchogène parsemé de particules échogènes en suspension (« flocons de neige ») [MERCIER-PARISOT et al. 1991]. L’observation d’éléments échogènes en suspension dans un liquide est toujours pathologique [MAARTEN et PIETERSE1998]. Le diagnostic de métrite est d’autant plus facile à établir que la lumière utérine est remplie de sécrétions [LEBASTARD 1997].

L’examen échographique s’avère particulièrement intéressant lors de pyomètres. Chez la vache, le pyomètre est une forme rare d’endométrite où la fermeture du col ne laissant quasiment pas échapper de glaires muco-purulentes, entraîne une dilatation de l’utérus consécutive à une accumulation de liquides pathologiques. A l’écran, l’utérus apparaît dilaté avec une paroi épaissie dans certains cas [HANZEN et al. 1993b]. Les sécrétions utérines donnent une image caractéristique de « flocons de neige ». Quand elles sont très épaisses et riches en cellules, leur échogénicité ressemble à celle de la paroi utérine.


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2.3. EXAMEN ECHOGRAPHIQUE DES OVAIRES Chez la vache, l’examen échographique des ovaires est réalisé en grande

majorité par voie trans-rectale. Cet examen est aussi possible par voie vaginale. Il nécessite une sonde spéciale insérée dans un manchon qui est positionné dans le fornix dorsal du vagin. L’opérateur oriente la sonde d’une main et manipule de l’autre main l’ovaire par voie trans-rectale. Cette technique est surtout utilisée pour effectuer des ponctions folliculaires, gestes peu réalisés en routine [STROUD 1994 ; CHASTANT-MAILLARD et al. 2003a].

2.3.1. Appréciation des organites : follicule et corps jaune • Intérêts de l’examen échographique Lors de troubles de la reproduction (anoestrus, nymphomanie, échec à l’IA…),

le praticien examine les ovaires en essayant de déterminer le type d’organite qu’ils portent. Bien que des critères existent pour faire le diagnostic différentiel entre un corps jaune et un follicule (Tableau 11), l’examen par palpation trans-rectale entraîne des erreurs d’interprétation de l’ordre de 25-30 % [FIENI et al. 1998] à 48 % [RIBADU et al. 1994] quant à la présence et la nature des organites ovariens. Pieterse et al. (1990) ont clairement démontré que l’échographie était plus précise que la palpation trans-rectale pour détecter la présence des follicules.

Critères Follicule Corps jaune

Sillon disjoncteur entre l’ovaire et l’organite Non Oui

Surface Lisse Granuleux Cicatrice d’ovulation Non Oui

Texture Dépressible Ferme

Tableau 11: Diagnostic différentiel entre un corps jaune et un follicule [ESCOUFLAIRE 1998]

Les principaux facteurs entraînant ces erreurs sont : - la taille réduite des organites, - le développement intra-ovarien des organites, - le développement de plusieurs organites (corps jaune et follicule) simultanément

côte à côte sur le même ovaire (Photo 8), - la faible expérience de l’opérateur. L’échographie trouve dans ce cas tout son intérêt puisqu’elle permet de

différencier facilement un corps jaune d’un follicule, et ce même pour des organites adjacents [PARISOT 1990].

Photo 8: Corps jaune (∅ : 22 mm), follicule (∅ : 9 mm) (échographie ovarienne en bain d’eau) (UCRA-ENVL)

Follicule

Corps jaune


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• Follicule Le follicule est une formation sphérique remplie de liquide. Il apparaît donc sur

l’écran quelque soit la coupe comme un disque circulaire anéchogène (noir) limité par une paroi échogène très mince (Photo 9). Sa forme peut toutefois être irrégulière lors de compressions par des follicules ou corps jaunes adjacents, la sonde ou les doigts. Lors de l’examen, l’opérateur doit faire la différence entre un follicule et un vaisseau sanguin en coupe transversale. En effet, en coupe transversale, un vaisseau apparaît sous la forme d’un disque anéchogène limité par une paroi mince. Le manipulateur distingue ces deux structures en réalisant un léger balayage d’un côté puis de l’autre : le follicule étant sphérique, il disparaît de l’écran alors que le vaisseau, assimilé à une tubulure, voit son image se déplacer et se déformer selon les variations du plan de coupe. Nous rappelons que l’image échographique d’un vaisseau sanguin est un disque anéchogène bordé d’une fine paroi échogène en coupe transversale et une forme canalaire anéchogène limitée par une fine paroi échogène en coupe longitudinale.

Photo 9: Ovaire portant plusieurs follicules (UCRA-ENVL)

Le plus petit follicule visible avec un échographe équipé d’une sonde de 5 MHz

est le follicule cavitaire ou tertiaire qui possède une cavité liquidienne et dont la taille varie de 5 à 6 mm [FORTUNE et al. 1988 ; PIETERSE et al. 1990 ; FIENI et al. 1998]. Selon le pouvoir de résolution de la sonde, il est possible d’observer des follicules d’un diamètre supérieur ou égal à 2 mm avec une sonde de 5 MHz alors qu’une sonde de 3,5 MHz ne permet pas de voir des follicules de moins de 6 mm [PIERSON et GINTHER 1984a].

Avec l’échographie, le diamètre du follicule est souvent sous-estimé de 2-3 mm par rapport au diamètre anatomique car seule la cavité folliculaire liquidienne se distingue facilement à l’écran [QUIRK et al. 1986]. Cependant, l’examen échographique prédit bien la taille des follicules puisqu’il existe une forte corrélation positive (R=0,90) entre les mesures effectuées par échographie et en post-mortem, pour des follicules de taille supérieure à 4 mm [DRIANCOURT et al. 1988]. La taille des follicules visualisables varie de 2 mm avec une sonde dont le pouvoir de résolution est excellent jusqu’à 16 à 20 mm environ pour les follicules préovulatoires [SAUMANDE 1991]. Des follicules de 8 à 10 mm peuvent cependant ovuler [FIENI et al. 1995]. Une étude de MERCIER (1988) montre que la taille des follicules de chaleurs (follicules préovulatoires) varient de 11 à 13 mm de novembre à avril et de 14 à 15 mm de mai à octobre.

L’échographie a permis de mettre en évidence des vagues de croissance folliculaire. Ainsi, l’ovaire de la vache est en permanence quelque soit son stade cyclique et même pendant la gestation ou le post-partum, porteur de follicules en croissance [FORTUNE et al. 1988 ; RAJAMAHENDRAN et al. 1994 ; CHASTANT-MAILLARD et al. 2003b]. L’observation de follicules ne signifie donc pas que la


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vache est en phase folliculaire du cycle oestral. FIENI et al. (1998) affirment que l’examen échographique tout comme la palpation trans-rectale ne permettent pas de différencier le follicule qui va ovuler de ceux des vagues anovulatoires. Seul l’absence de corps jaune fonctionnel peut faire penser que ce follicule va ovuler [FIENI et al. 1998].

SCOTT et DOBSON (1997) affirment que l’échostructure des follicules est corrélée à leur statut fonctionnel et endocrinien. Elle varie avec le taux d’hormones stéroïdes contenu dans le liquide folliculaire ; l’hétérogénéité de l’antrum et de la paroi folliculaire (quantifiée par une valeur moyenne en pixels) est inférieure pour les follicules dominants préovulatoires et supérieure lors de régression de ces mêmes follicules. Les auteurs indiquent par ailleurs que l’hétérogénéité de l’antrum et de la paroi folliculaire est négativement corrélée avec la concentration en oestradiol du liquide folliculaire.

• Corps jaune A l’inverse du follicule anéchogène, le corps jaune se caractérise par une

échogénicité moyenne homogène sans limite bien nette, mais qui le différencie du reste du stroma ovarien plus échogène (Photo 8) [PIERSON et GINTHER 1988].

La taille du corps jaune peut atteindre plus de 20 mm dès le 4ème jour du cycle. Elle se stabilise ensuite durant 13 à 14 jours puis diminue brutalement 2-3 jours avant la nouvelle ovulation. Le diamètre minimal d’un corps jaune fonctionnel est de 20 mm. En dessous, il s’agit d’un corps jaune en cours de lutéolyse [CHASTANT-MAILLARD et al. 2003a]. Dans certains cas le corps jaune reste visible sous la forme d’une petite tache hyperéchogène : c’est le corpus albicans [HANZEN et al. 1993a].

Le corps jaune n’est pas toujours bien visible dans les deux jours qui suivent l’ovulation, ainsi qu’en fin de cycle. Ses caractéristiques échographiques varient en fonction du stade du cycle. L’échogénicité de la structure lutéale s’intensifie au cours du dioestrus si bien que le corps jaune est repéré facilement 3-4 jours post-ovulation et est discernable jusqu’à 1 à 3 jours après l’ovulation suivante [PIERSON et GINTHER 1988]. A ce stade du cycle, l’image échographique du corps jaune n’est pas différente chez les animaux gestants ou non gestants [HANZEN et al. 1993a]. L’échodensité du corps jaune s’exprime par une valeur moyenne de pixels. Cette dernière diminue 3-4 jours post-ovulation, passe par une phase de plateau minimale lorsque la taille du corps jaune est maximale, puis diminue brutalement lors de la lutéolyse et enfin remonte avant l’ovulation [SINGH et al. 1998 ; MIALOT et al. 2002]. Il est donc difficile de distinguer les images d’un corps jaune de début et de fin de cycle ; elles présentent une échodensité voisine et les contours des organites sont moins nets qu’en milieu de cycle [MIALOT et al. 2002]. Ainsi, il n’est pas possible de préciser par échographie le stade exact du dioestrus auquel la vache se trouve.

Cependant, des études [KASTELIC et al. 1990 ; RIBADU et al. 1994] ont montré qu’une corrélation significative et positive (R= 0,73 à 0,85) existe entre la surface du tissu lutéal mesurée à l’échographie et la concentration plasmatique en progestérone dans la première moitié du cycle. Par contre, en phase de régression lutéale, la chute de progestérone plasmatique est plus rapide que la lutéolyse anatomique. BATTOCCHIO et al. (1999) considèrent que la corrélation entre la surface du tissu lutéal et le taux de progestérone plasmatique n’est pas bonne. Une étude récente menée par VERONESI et al. (2002) a montré qu’il existe une corrélation positive entre la progestéronémie et l’échodensité du corps jaune en milieu de cycle.


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Enfin, l’examen échographique ovarien permet, dans 40 % [KITO et al. 1986] à 60 % des cas [MAARTEN et PIETERSE1998], la mise en évidence d’une cavité au centre du corps jaune, indétectable à la palpation trans-rectale (Photo 10). Son développement non systématique est parallèle à celui du corps jaune. La taille de cette cavité varie de 6 à 20 mm, elle est à son maximum 5 à 8 jours après l’ovulation. En général, elle disparaît en une semaine pour les plus petites et persiste jusqu’au jour précédent l’ovulation pour les autres [FIENI et al. 1998]. Dans certains cas, en variant l’incidence de la sonde, il est possible d’observer à l’écran des trabécules hyperéchogènes qui cloisonnent la cavité lutéale. La présence d’une cavité au sein du corps jaune n’entraîne pas de modification de la durée du cycle, du taux de progestérone ou de la fertilité de l’animal [FIENI et al. 1998 ; KITO et al. 1986 ; KASTELIC et al. 1990 ; PIERSON et GINTHER 1988]. Ces formations lutéales ne sont donc pas considérées comme pathologiques, c’est pourquoi le terme de corps jaune cavitaire semble plus approprié que celui de corps jaune kystique [HANZEN et al. 1993a].

Photo 10: Corps jaune cavitaire (∅ : 14 mm) (UCRA-ENVL)

2.3.2. Appréciation des formations kystiques Les kystes ovariens sont définis comme des structures liquidiennes dont le

diamètre est supérieur à 25 mm. En absence de corps jaune, ils persistent sans évoluer pendant plus de 10 jours [FIENI et al. 1998 ; MAARTEN et PIETERSE1998]. Leur fréquence est comprise entre 3 et 29 % [HANZEN et al. 1993a]. MIALOT et al. (2003) rappellent qu’un kyste ne doit pas être considéré systématiquement comme pathologique et que, dans certaines conditions, la présence d’un kyste ne perturbe pas un fonctionnement normal. Si un kyste folliculaire est présent en même temps qu’un corps jaune, la vache cyclée peut être fécondée. Par ailleurs, en début de post-partum, la première vague de croissance folliculaire aboutit dans environ 20 % des cas à la formation d’un kyste qui régresse ultérieurement sans conséquence.

Il existe deux types de kystes ovariens : les kystes folliculaires et les kystes

lutéaux. Compte tenu de leur taille importante et de leur persistance sans évolution dans le temps par rapport aux autres organites (follicule, corps jaune), le vétérinaire met facilement en évidence un kyste ovarien par palpation trans-rectale. En revanche, il lui est impossible de distinguer un kyste folliculaire d’un kyste lutéal par ce simple examen. Pourtant, ceci est important car cela conditionne le choix thérapeutique. L’échographie permet de différencier ces deux types de kyste [JEFFCOATE et AYLIFFE 1995 ; JOU et al. 1999].

Le kyste folliculaire est un follicule qui ne s’est pas lutéinisé [CHASTANT-MAILLARD et al. 2003a]. Il présente donc les mêmes caractéristiques échographiques que le follicule dont il ne se différencie que par sa taille et sa persistance sans évolution. Il est anéchogène donc noir à l’écran et est accompagné d’un artéfact de renforcement postérieur (Photo 11) [HANZEN et al. 1993a]. Ce kyste a un diamètre supérieur à 25 mm et une paroi très fine (<5 mm selon HANZEN et al.


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(1993a) et <3 mm selon RIBADU et al. (1994)) ce qui le différencie du kyste lutéal. Lorsqu’il est seul sur l’ovaire, le kyste folliculaire a une forme sphérique et apparaît à l’écran sous forme d’un disque noir bien circulaire. Lors de pressions exercées par des structures adjacentes présentes sur l’ovaire, la sonde échographique ou les doigts de l’opérateur, il perd sa forme sphérique et apparaît à l’écran comme un disque noir déformé du côté où s’exerce la pression. Le traitement du kyste folliculaire fait appel aux gonadotropines, GnRH ou progestatifs. L’échographie permet au praticien d’éviter l’emploi des prostaglandines F2α, inefficaces pour ce type de kyste [MAARTEN et PIETERSE1998].

Photo 11: Ovaire présentant deux kystes folliculaires (paroi mince ; diamètre : 4 et 5 cm) ; notez l’artéfact de

renforcement postérieur (échographie en bain d’eau) (UCRA-ENVL)

Le kyste lutéal correspond à un corps jaune qui n’a pas subi de lutéolyse [CHASTANT-MAILLARD et al. 2003a]. Il possède une cavité centrale anéchogène d’un diamètre supérieur à 25 mm entourée par une paroi épaisse (5 mm selon HANZEN et al. (1993a) et >3 mm selon RIBADU et al. (1994)) d’échogénicité moyenne. L’augmentation de l’épaisseur de la paroi est corrélée positivement avec le taux de progestérone et négativement avec le taux d’oestradiol du liquide folliculaire [SCOTT et DOBSON 1997]. Comme le corps jaune cavitaire, la cavité du kyste lutéal peut, dans certains cas, être traversée par des trabécules conjonctives hyperéchogènes. Il est important de faire la différence entre un corps jaune cavitaire et un kyste lutéal. Le corps jaune cavitaire possède une cavité inférieure à 25-30 mm et une paroi dont l’épaisseur est comprise entre 5 et 10 mm [HANZEN et al. 1993a]. Cette cavité est généralement ovalaire alors que celle du kyste est plus sphérique. Lors de compression par des organites adjacents, la sonde ou les doigts, la cavité se déforme légèrement. En cas de doute, la répétition des examens échographiques révèle que le kyste lutéal est statique, tandis que la cavité du corps jaune régresse à partir du 10ème jour du cycle et le corps jaune lui-même disparaît à l’oestrus suivant. Le traitement du kyste lutéal est réalisé préférentiellement avec des prostaglandines. Le vétérinaire peut cependant utiliser du GnRH, des gonadotropines ou des progestagènes [MAARTEN et PIETERSE1998 ; JOU et al. 1999].

Enfin, des formations kystiques cloisonnées sont souvent présentes lors de

tumeurs de l’ovaire (en particulier lors de tumeur de la granulosa). Le contenu des kystes est anéchogène ou moyennement échogène. Une capsule conjonctive liée à la stroma réaction est souvent observée. Toutefois, les tumeurs ovariennes sont très rares chez la vache [KAHN 1994].


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2.3.3. Appréciation du moment optimal pour l’insémination En période d’oestrus, le risque de rompre le (ou les) follicule(s) préovulatoire(s)

en palpant les ovaires, est non négligeable. L’échographie qui reste une méthode atraumatique, offre la possibilité d’examiner les ovaires sans risque pendant les chaleurs.

Le suivi folliculaire par échographie ovarienne est intéressant lors de sub-oestrus, de mauvaise détection des chaleurs ou d’IA après synchronisation des chaleurs. L’IA peut être effectuée quand le follicule présente un diamètre supérieur à 14 mm et en absence de corps jaune fonctionnel [FIENI et al. 1998]. Néanmoins, pour un même animal, des follicules de taille inférieure peuvent aussi ovuler, ce qui limite l’intérêt du suivi folliculaire chez la vache.

En revanche, le suivi folliculaire permet de diagnostiquer des cas de repeat-breeding, c’est-à-dire des femelles infertiles à chaleurs régulières dont l’échec à l’IA est consécutif à un défaut de maturation folliculaire (absence de follicule dominant) ou un retard d’ovulation [EGRON et FLAUS 1996]. L’IA étant réalisée classiquement dans la seconde moitié des chaleurs, les spermatozoïdes dont la survie dans les voies génitales femelles est estimée à 24 h, sont morts lors de l’ovulation [TAINTURIER D. et al. 2003a]. Le diagnostic de repeat-breeding est établi quand le follicule dominant est toujours présent plus de 15 h après la fin des chaleurs. L’IA est alors décalée et effectué après l’oestrus.

Cet examen échographique peut être réalisé afin de décider d’une seconde insémination artificielle qui est justifiée si le follicule dominant est toujours présent sur l’ovaire 18 h après la première IA [MERCIER-PARISOT et al. 1991]. Ainsi, pour optimiser les résultats, un contrôle échographique 18 h après la première IA est conseillé lors de traitement de synchronisation ou superovulation car il existe une variabilité importante de l’intervalle de réponse à ces traitements, responsable d’une réduction de fertilité.

Une étude menée par BARIL et al. (1999) montre l’intérêt de l’échographie pour déterminer le moment de l’ovulation chez la chèvre après traitement progestagène/prostaglandine/eCG.

3. PRINCIPALES UTILISATIONS DE L’ECHOGRAPHIE GYNECOLOGIQUE CHEZ LA VACHE GESTANTE

3.1. DIAGNOSTIC DE GESTATION PRECOCE En espèce bovine, l’échographie est utilisée en majorité pour établir un

diagnostic de gestation. Les premières études concernant le diagnostic de gestation des vaches par échographie remontent au début des années 80 [CHAFFAUX et al. 1982 ; TAINTURIER D. et al. 1983 ; PIERSON et GINTHER 1984b].

3.1.1. Rappels concernant le développement de la vésicule embryonnaire

Chez la vache, six jours après la fécondation, le blastocyste a la forme d’une sphère de 0,2 mm de diamètre. Après la rupture de la membrane pellucide vers le 9ème jour de gestation, la vésicule embryonnaire s’allonge (Tableau 12). Son diamètre est quasi constant alors que sa longueur augmente de façon exponentielle.


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A ce stade, elle correspond à une « tubulure » longue mais très fine qu’il est impossible de visualiser à l’échographie.

Stade de gestation Diamètre × Longueur

6 jours 9 jours

13 jours 15 jours 16 jours 17 jours

0,2 mm 0,25 mm × 0,4 mm 1,5 mm × 10 mm 1,5 mm × 20 mm 1,5 mm × 50 mm 2 mm × 150 mm

Tableau 12: Développement de la vésicule embryonnaire chez les bovins [CHAFFAUX et al. 1982]

La vésicule embryonnaire colonise dans un premier temps la corne ipsilatérale afin d’informer l’ensemble de l’utérus de sa présence et ainsi éviter une lutéolyse, puis vers le 20ème jour la cavité du corps utérin. Vers 28 jours, sa longueur dépasse un mètre et son extrémité atteint la jonction tubo-utérine de la corne opposée [GAYARD et al. 2003].

3.1.2. Principe Le diagnostic de gestation précoce par échographie est basé, pour toutes les

espèces, sur la détection de la vésicule embryonnaire liquidienne, anéchogène, puis de l’embryon, tâche échogène au sein des liquides fœtaux (Photo 12) [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

La précocité du diagnostic de gestation dépend des particularités du développement du blastocyste et du pouvoir de résolution de la sonde. Cela permet d’expliquer pourquoi le diagnostic de gestation est plus précoce chez la jument que chez la vache. Chez la jument, il est possible dès le 12-14ème jour de gestation [BRUYAS et al. 1996] et dès le 9ème jour avec une sonde 7,5 MHz selon BOYD et al. (1988). Chez la vache, la vésicule embryonnaire peut être décelée dès J12-J14, l’embryon dès J20 [CURRAN et al. 1986a] et les battements cardiaques vers J21 [CURRAN et al. 1986b] avec une sonde de 5MHz, mais cela nécessite un examen minutieux, irréalisable en routine. PIERSON et GINTHER (1984b) observent la vésicule embryonnaire à partir de J28.

En pratique, le diagnostic de gestation par observation de la vésicule

embryonnaire, peut être effectué à partir de 28 jours de gestation chez les bovins [CHAFFAUX et al. 1982]. L’embryon est aisément discerné vers J30 mais ne s’individualise bien de la paroi utérine qu’autour de J34 [MERCIER-PARISOT et al. 1991]. Il présente une forme de « C » très épais. Avec un appareil offrant une très bonne résolution (7,5 MHz), les battements cardiaques peuvent être observés.

Vers J42, l’embryon a une forme ovoïde avec quatre reliefs correspondant aux bourgeons des membres. Le cœur est nettement visible [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

Vers J53, nous pouvons visualiser un fœtus bien développé avec la tête, les quatre membres et la queue (Photo 13) [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

A J55, la différenciation du foetus est bien avancée, le diagnostic du sexe est possible [NIBART 1993].

A J60, le squelette du fœtus devient plus échogène.


60

A J65, les cotylédons se dessinent légèrement à la surface de la paroi utérine mais ils sont bien différenciés qu’à partir de J80.

A J80, il est généralement impossible d’obtenir le fœtus en entier à l’écran.

Photo 12: Embryon âgé de 38 jours (UCRA-ENVL)

Photo 13: Foetus âgé de 50 jours (UCRA-ENVL)

3.1.3. Intérêts de l’échographie pour le diagnostic de gestation

Précocité Le diagnostic de gestation peut être réalisé dès 28 jours de gestation

[CHAFFAUX et al. 1982 ; TAINTURIER D. et al. 1983 ; CHAFFAUX et al. 1988]. Il est toutefois préférable d’attendre J34-J35 pour réaliser l’examen car l’embryon est alors bien visualisable [LEBASTARD 1997].

L’échographie permet de faire un diagnostic de gestation au moins 10-15 jours plus tôt que la palpation trans-rectale [TAINTURIER D. et al. 1983 ; CHAFFAUX et al. 1988].

Le diagnostic de gestation par échographie est aussi précoce que celui par dosage de PSPB, réalisable au moins 30 jours après l’IA (et au moins 100 jours après le vêlage), mais plus tardif que le dosage de progestérone effectué vers 21 jours.

Fiabilité La fiabilité de la méthode dépend du stade de gestation, de l’âge de l’animal,

des critères de diagnostic de gestation retenus, de la fréquence de la sonde échographique et de l’expérience de l’opérateur. En effet, l’exactitude du résultat est meilleure si le manipulateur établit le diagnostic de gestation uniquement après avoir visualisé l’embryon [DECANTE 1990 ; HANZEN et LAURENT 1991 ; LEBASTARD 1997]. De plus, il existe une corrélation négative (R=-0,97) entre l’exactitude du diagnostic et l’âge de la vache [HUGHES et DAVIES 1989]. C’est pourquoi le diagnostic de gestation par échographie est plus précoce chez la génisse que chez la vache multipare.

En pratique, l’exactitude globale du diagnostic de gestation est de 100 % à 30 jours de gestation chez la génisse et à 35 jours chez la vache jusqu’à 7 ans [MIALOT et al. 1991]. Au-delà de cet âge, les 100 % de fiabilité sont atteints vers 42 jours de gestation [HUGHES et DAVIES 1989].

Si le stade de diagnostic de gestation selon l’âge des animaux est respecté, un résultat positif est toujours sûr. Cependant, ceci n’empêche pas ultérieurement une mortalité embryonnaire tardive ou un avortement précoce d’où l’intérêt de confirmer la gestation après 65 jours car à partir de ce stade, il y a peu de résorption embryonnaire.


61

Rapidité Vers 37 jours de gestation, les cornes utérines très dilatées par le liquide

contenu dans les enveloppes fœtales, offrent un contour interne très régulier ; l’embryon est lui bien distinct de la paroi utérine [MERCIER-PARISOT et al. 1991]. TAINTURIER D. et al. (2003a) parlent d’images en « lâcher de ballons ». A ce stade, le diagnostic de gestation par échographie est très rapide. De manière générale, le diagnostic de gestation positif est toujours plus rapide que le diagnostic de gestation négatif. En effet, si aucune vésicule embryonnaire est observée, nous recommandons de vérifier par palpation trans-rectale, que l’ensemble de l’utérus a bien été balayé avant d’affirmer que la vache est non gestante.

Quelque soit les contractions rectales, il est également moins fatiguant que le diagnostic de gestation par palpation trans-rectale. Cela permet à l’opérateur de réaliser un grand nombre d’animaux à la suite.

Enfin, le résultat de l’examen est instantané, ce qui est un avantage très important par rapport aux techniques de diagnostic de gestation par dosage d’hormones (progestérone, PSPB…) dont le délai de réponse est de 2-3 jours.

Innocuité

A condition que l’examen soit bien conduit, le diagnostic de gestation par échographie est une méthode non traumatisante qui ne présente pas de risque d’interruption de la gestation [TAINTURIER D. et al. 1983 ; BOYD et OMRAN 1991 ; MIALOT et al. 1991 ; BAXTER et WARD 1997].

En revanche, lors de diagnostic manuel avant 60 jours de gestation, par palpation de la vésicule amniotique ou glissement des membranes annexielles, l’opérateur peut provoquer l’avortement dans 2 à 9,5 % des interventions, en rompant la vésicule amniotique, voir en écrasant le fœtus [VAILLANCOURT et al. 1979 ; FRANCO et al. 1987 ; MIALOT et al. 1991 ; ALEXANDER et al. 1995].

3.1.4. Application en clientèle En clientèle rurale bovine, le service proposé doit avant tout répondre à la

demande de l’éleveur (précocité, fiabilité) et rester économiquement rentable (rapidité).

C’est pourquoi, il convient de procéder au diagnostic de gestation par échographie [MERCIER-PARISOT et al. 1991] :

- avant le 2ème retour en chaleurs (avant J42), - lorsque la période du plus fort risque de mortalité embryonnaire est passée

(après J30), - à un stade où le diagnostic est sûr et rapide. En pratique, le diagnostic de gestation par échographie est donc réalisé vers

J30 chez la génisse et J35 chez la vache multipare. Les animaux diagnostiqués non gestants sont ainsi traités ou réformés le plus tôt possible.

En élevage laitier

En élevage laitier, les dates d’insémination sont connues, les séances de diagnostic de gestation peuvent être planifiées afin d’échographier plusieurs vaches le jour de la visite. Lors de suivi de reproduction, le vétérinaire examine, au cours de chaque visite mensuelle, les vaches à un mois post-partum ( contrôle de l’involution utérine), les vaches en anoestrus, les vaches à plus de trois IA. Il peut aussi réaliser les diagnostics de gestation des vaches ayant dépassées 30 jours de gestation. Un


62

2ème diagnostic de gestation entre 60 et 90 jours est conseillé pour confirmer la gestation ou détecter une mortalité embryonnaire [MIALOT et al. 1991]. En effet, les mortalités embryonnaires surviennent essentiellement entre 14 et 70 jours de gestation, avec un pic entre 28 et 43 jours de gestation [TAINTURIER D. et BENCHARIF 2002].

En élevage allaitant

Si les dates de saillie ou d’IA sont connues, les séances de diagnostic de gestation sont planifiées comme en élevage laitier, sachant qu’il est inconcevable de faire des visites mensuelles en période de pâturage. Mais la plupart des élevages allaitants pratiquant la monte naturelle ne connaissent pas les dates de saillie, il convient donc d’effectuer un diagnostic de gestation sur l’ensemble du troupeau en même temps. Dans ce cas, l’échographie est un outil très intéressant qui permet d’examiner un grand nombre de vaches à des stades de gestation très différents. Néanmoins, autour de 5 mois, le fœtus positionné très bas dans l’abdomen de la vache, est difficilement observable. Les cotylédons sont toutefois distinguables, parfois avec difficulté quand l’utérus est fortement tiré vers l’abdomen. Autour de 7 mois, le fœtus réapparaît.

Les troupeaux dont la période de vêlage se situe en fin d’automne, sont mis à la reproduction pendant la période de stabulation. Il est intéressant d’effectuer un diagnostic de gestation avant la mise à l’herbe afin de constituer des lots selon l’état de gestation. Les animaux gestants peuvent être séparés des taureaux et les animaux non gestants sont traités ou réformés en priorité.

Les troupeaux dont la période de vêlage se situe en fin d’hiver sont mis à la reproduction à la mise à l’herbe. Les diagnostics de gestation doivent être réalisés en début d’été (juillet). Il faut bien avoir en tête que si le taureau n’a pas été retiré des vaches 35 jours avant l’examen, les femelles diagnostiquées non gestantes peuvent être effectivement non gestantes ou gestantes de moins de 35 jours.

3.1.5. Erreurs d’interprétation

3.1.5.1. Faux diagnostic de gestation positif L’opérateur peut diagnostiquer par échographie gestante une vache qui en

réalité ne l’est pas, dans les situations suivantes :

Sécrétions oestrales En période d’oestrus, les sécrétions utérines apparaissent anéchogènes dans

la lumière des cornes utérines et peuvent être confondues avec une gestation débutante (<28 jours) où la vésicule embryonnaire est de taille limitée et l’embryon non visible.

Hydrosalpinx

L’hydrosalpinx qui se traduit par des coupes de cornes utérines dilatées par l’accumulation de liquide exsudé, donne une image échographique très voisine de celle observée en début de gestation. L’absence de fœtus et la position très crâniale de ce renflement qui inclut parfois l’ovaire, permettent le diagnostic différentiel [MERCIER-PARISOT et al. 1991 ; LEBASTARD 1997].


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Métrite Les sécrétions inflammatoires plus ou moins purulentes présentes dans l’utérus

lors de métrites, apparaissent sous forme de particules échogènes en suspension dans un liquide anéchogène (« flocons de neige »). Le risque d’erreur se rencontre surtout quand les éléments échogènes en suspension sont en faible nombre.

Pyomètre

Lors de pyomètre, les coupes de cornes utérines contiennent plus ou moins de « flocons de neige » et sont très dilatées, comme celles d’une gestation assez avancée. Mais dans ce cas, l’opérateur ne visualise ni fœtus, ni cotylédon.

Mortalité embryonnaire

Lors de mortalité embryonnaire, la pression des liquides fœtaux à l’intérieur des enveloppes annexielles diminue et les coupes de cornes paraissent peu dilatées. De plus, aucun battement cardiaque n’est visible [TAINTURIER D. et BENCHARIF 2002]. L’embryon présente des contours « flous » et un aspect « délité » [LEBASTARD 1997]. Lors de lyse avancée, il donne à l’écran des « flocons de neige » assez regroupés.

Follicule ovarien

Un follicule ovarien peut être confondu avec la vésicule embryonnaire [DECANTE 1990]. Cette erreur se rencontre lorsque le diagnostic de gestation est fait avant 30 jours et uniquement sur observation de la vésicule embryonnaire. Le diagnostic différentiel est simple : l’image du follicule ovarien disparaît suite à un léger balayage d’un côté ou de l’autre puisqu’il correspond à une sphère, alors que celle de la vésicule embryonnaire, structure allongée, est toujours présente.

Vaisseaux sanguins

Les vaisseaux sanguins et en particulier la veine et l’artère honteuse externe cheminant le long de la branche montante de l’ilium en direction de l’anneau inguinal supérieur, peuvent être confondus avec une image de début de gestation (26-28 jours) [TAINTURIER D. et al. 2003a].

Remarque : Chez la jument âgée, des kystes utérins peuvent être confondus

avec la vésicule embryonnaire [CHEVALIER 1988]. Cependant, ils n’ont jamais été décrits chez la vache [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

3.1.5.2. Faux diagnostic de gestation négatif Un faux diagnostic de gestation négatif peut être dû à une position excentrée de

l’appareil génital dans la filière pelvienne. La corne gravide n’est alors pas balayée par le faisceau ultrasonore. Elle n’est donc pas détectée [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

Il peut également être causé par un allongement des cornes qui plongent dans

la cavité abdominale. Cette erreur est plus fréquente chez les multipares âgées que chez les jeunes vaches.


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3.1.5.3. Conduite à tenir pour le diagnostic de gestation précoce par échographie

Pour éviter ces erreurs d’interprétation, le vétérinaire doit respecter les règles suivantes :

- la précocité du diagnostic de gestation dépend de l’âge des animaux : 30 jours de gestation pour les génisses, 35 jours pour les vaches, voir 42 jours pour les vaches de plus de 7 ans,

- en effectuant un balayage complet et systématique, l’utérus doit être visualisé en totalité,

- le diagnostic de gestation est déclaré positif lorsque la vésicule embryonnaire et surtout l’embryon sont observés,

- la présence d’un liquide pas totalement anéchogène doit toujours être considérée comme pathologique,

- le diagnostic de gestation doit être déclaré négatif qu’après avoir vérifié suite à une palpation manuelle, que l’ensemble de l’utérus ait été observé et ne plongeait pas anormalement dans la cavité abdominale.

3.2. DENOMBREMENT DES FŒTUS Chez les bovins, le dénombrement des fœtus est plus secondaire que chez les

ovins car la gémellité est rare. Il permet toutefois de mieux gérer l’alimentation de la vache laitière haute productrice en péri-partum, en évitant un amaigrissement en fin de gestation des animaux portant des jumeaux. Le dénombrement des fœtus permet aussi de suivre plus attentivement, à l’approche du terme, les gestations gémellaires qui sont considérées comme des gestations à risque.

En élevage allaitant, compte tenue de la faible production laitière des vaches, l’élevage de jumeaux nécessite souvent une adoption que l’éleveur peut prévoir s’il connaît à l’avance les gestations gémellaires de son troupeau. Une vache ayant perdu son veau est ainsi maintenue en lactation en vue de l’adoption d’un des jumeaux à naître [MERCIER-PARISOT et al. 1991].

Le dénombrement des fœtus nécessite plus de temps qu’un simple diagnostic de gestation. Il consiste à repérer les deux fœtus, si possible sur la même image. La période la plus favorable pour détecter les gémellités chez les bovins, se situe entre 30 et 100 jours de gestation, avec un optimum entre 40 et 75 jours [LEBASTARD 1997].

Des erreurs sont cependant possibles quand le premier embryon masque le second ou quand le seul fœtus présent est coupé deux fois par le faisceau ultrasonore.

3.3. ESTIMATION DE L’AGE DU FŒTUS L’estimation de l’âge du fœtus est un service à proposer lorsque la date de

saillie n’est pas connue. C’est souvent le cas en élevage allaitant pratiquant la monte naturelle. Cette information permet à l’éleveur :

- de former des lots d’animaux en fonction de la date prévue de vêlage, - d’assurer une meilleure organisation du travail (prophylaxie vaccinale et

surveillance des femelles reproductrices à terme), - de réformer un animal en début de gestation pour éviter d’avoir une mise

bas tardive et décalée par rapport au reste du troupeau.


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Cette estimation peut s’effectuer de façon globale en fonction des structures visualisées, l’opérateur connaissant leur date d’apparition à l’échographie (Tableau 13).

Structures Age (jours) Allantoïde Colonne vertébrale Membres antérieurs Amnios Membres postérieurs Placentomes Globes oculaires Fentes des sabots Mouvements fœtaux Côtes

23,2 +/- 0,3 29,1 +/- 0,5 29,1 +/- 0,3 29,5 +/- 0,5 31,2 +/- 0,3 35,2 +/- 1 40,0 +/- 0,6 44,6 +/- 0,7 44,8 +/- 0,8 52,8 +/- 0,5

Tableau 13: Dates d’apparition des structures fœtales ou utérines lors de l’examen échographique chez la vache [CURRAN et al. 1986b]

Cependant, une estimation objective donc plus précise est possible. Plusieurs études ont été consacrées à la détermination de l’âge fœtal par la mesure de différentes structures anatomiques du fœtus (longueur vertex-coccyx, vésicule optique, segments osseux, espaces intervertébraux ou intercostaux, onglons…) [WHITE et al. 1989 ; HUGHES et DAVIES 1989 ; KAHN 1989 ; POLLET 1993]. Le critère le plus fiable pour estimer l’âge du fœtus est la mesure de la longueur vertex-coccyx, distance séparant le sommet du crâne de la première vertèbre coccygienne (Photo 14). En effet, il existe une excellente corrélation entre cette longueur et l’âge fœtal (R>0,98) [HUGHES et DAVIES 1989 ; KAHN 1989]. Cette mesure est effectuée en réalisant une coupe sagittale du fœtus, avec l’axe de la colonne vertébrale perpendiculaire au faisceau ultrasonore. L’augmentation de la longueur du fœtus est en moyenne de 1,4 mm par jour au début du second mois de gestation. Elle atteint 2,5 à 3 mm le troisième mois [KAHN 1989].

Photo 14: Embryon de 40 jours (longueur vertex-coccyx = 20 mm) (UCRA-ENVL)

Au cours du 2ème et 3ème mois de gestation, l’âge du fœtus est estimé grâce à

des équations dont la suivante [KAHN 1990]: Y = - 10,76 + 0,0199 X² Avec Y : longueur vertex-coccyx (mm) X : âge du fœtus (jours)

20 mm


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Les résultats sont présentés dans le tableau 14.

Age du fœtus (jours) Longueur vertex-coccyx (mm) Taille du fœtus (mm) (repère approximatif)

35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90

14 21 29 39 49 61 73 87

101 117 133 150

15 20 30 40 50 60 75 90

100 120 135 150

Tableau 14: Estimation de l’âge du fœtus en début de gestation [LEBASTARD 1997]

Avec ces repères approximatifs, l’opérateur entraîné peut en réalisant simplement une coupe sagittale du fœtus et sans le mesurer précisément après gel de l’image, estimer l’âge fœtal avec une précision relativement bonne (5 à 10 jours suivant le stade de gestation) [LEBASTARD 1997].

Au-delà de 3 mois de gestation, la longueur vertex-coccyx est difficilement mesurable car le fœtus n’est pas visible en entier sur l’écran. Ce critère n’est donc pas fiable à cette période. La mesure du diamètre de l’œil offre alors le meilleur compromis faisabilité-fiabilité [LEBASTARD 1997].

3.4. DIAGNOSTIC DU SEXE DU FŒTUS La méthode de diagnostic du sexe du fœtus par échographie chez la vache

sera développée dans la 3ème partie. Conclusion : En gynécologie bovine, de nombreuses utilisations de l’échographie

existent. Par rapport à la palpation trans-rectale, l’échographie est une technique non invasive, rapide et plus fiable.

3ème Partie : Méthodes de détermination du sexe du fœtus chez la vache

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3EME PARTIE : METHODES DE DETERMINATION DU SEXE DU FŒTUS CHEZ LA VACHE

Dans cette partie, nous précisons les indications du sexage en espèce bovine.

Puis, nous abordons trois méthodes de détermination du sexe du produit chez la vache. L’une d’entre elles est réalisée avant la fécondation : il s’agit du sexage des spermatozoïdes. Les deux autres méthodes, effectuées après la fécondation, sont le sexage des embryons et le sexage du fœtus par échographie.

1. INDICATIONS DU SEXAGE EN ESPECE BOVINE En production bovine, il peut-être intéressant de choisir le sexe des produits

avant la naissance. L’utilisation de sperme ou d’embryons sexés permet d’effectuer ce choix. En fonction de ses objectifs et son système de production, l’éleveur choisit du sperme X (contenant des spermatozoïdes porteur du chromosome sexuel X) ou des embryons femelles pour avoir des femelles et du sperme Y (contenant des spermatozoïdes porteur du chromosome sexuel Y) ou des embryons mâles pour avoir des mâles. Les intérêts de l’emploi de semence ou d’embryons sexés varient selon que l’éleveur participe à un schéma de sélection génétique, produit du lait ou de la viande. A la différence du sexage des spermatozoïdes ou des embryons, le diagnostic du sexe du fœtus par échographie, qui se réalise dans le premier tiers de gestation (55e au 100e jour de gestation environ), ne permet pas de modifier le sex-ratio et de choisir le sexe des produits. Néanmoins, compte tenu des contraintes qu’imposent le sexage des spermatozoïdes (coût très élevé, nécessité d’utiliser l’IA, semence sexée rare sur le marché) et le sexage des embryons (nécessité d’utiliser la transplantation embryonnaire, coût élevé), le recours au diagnostic du sexe par échographie est, dans ces circonstances, très intéressant.

1.1. SELECTION GENETIQUE ET SEXAGE En sélection génétique, les intérêts majeurs du sexage des spermatozoïdes,

des embryons ou du fœtus sont la réduction du coût de sélection et l’amélioration du progrès génétique.

Les techniques de détermination du sexe permettent d’optimiser la gestion des programmes de sélection. L’objectif d’un schéma de sélection consiste à diffuser du progrès génétique via la semence de mâles de haute valeur génétique. Il s’agit donc de produire des veaux mâles à partir des femelles d’élite, dites « mères à taureaux ». Classiquement, afin d’augmenter les chances d’avoir un veau mâle pour un intervalle de temps donné, le recours à la transplantation embryonnaire, après traitement de superovulation des mères à taureaux, est intéressant. En supposant que chaque collecte produit trois embryons qui donnent chacun un veau, HOHENBOKEN (1999) affirme qu’il y a 88 % de chance d’avoir au moins un mâle avec du sperme non sexé et 99 % avec du sperme enrichi à 90 % en spermatozoïdes Y. L’utilisation de sperme sexé permet donc d’augmenter la probabilité d’obtenir la naissance d’au moins un veau mâle. Toutefois, son intérêt reste limité car le résultat avec du sperme non sexé est déjà élevé [HOHENBOKEN 1999].


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La détermination du sexe des embryons permet une meilleure gestion des programmes de sélection : seuls les embryons mâles issus des mères à taureaux sont réimplantés, ce qui réduit le nombre de vaches receveuses nécessaire. Pour les sélectionneurs pratiquant la transplantation embryonnaire, le sexage du fœtus permet d’optimiser la gestion des embryons et d’établir des stratégies commerciales. En fonction du nombre de veaux femelles ou de veaux mâles à naître et d’éventuels contrats passés avec des unités de sélection, les éleveurs peuvent collecter à nouveau une vache donneuse, implanter sur des receveuses des embryons congelés, vendre ou conserver des embryons produits en trop. De plus, le recours au sexage de spermatozoïdes, d’embryons ou de foetus permet d’anticiper la recherche de futurs acquéreurs [RAJAMAHENDRAN et al. 1994 ; QUINTON 2004].

Pour estimer au mieux la valeur génétique des jeunes mâles, ces derniers doivent être testés sur descendance. Pour les races laitières, il est nécessaire d’obtenir les résultats de lactation de 50 filles afin d’estimer les caractères maternels (production laitière, taux de matière protéique, taux de matière grasse, conformation de la mamelle…) des jeunes mâles. Or, il faut réaliser six inséminations artificielles en sperme non sexé pour avoir les résultats de lactation d’une seule fille. L’emploi de sperme X permettrait de diminuer le nombre d’IAP (insémination artificielle première), donc de réduire le coût de sélection [HOHENBOKEN 1999]. Associé au clonage, le sexage des embryons pourrait contribuer à réduire également le coût de sélection puisque un clone de cinq filles d’un taureau en testage permet d’évaluer ce mâle avec la même précision d’indexation que l’étude de la lactation de vingt-cinq filles non clonées [HEYMAN et al. 1996]. En revanche, pour les races à viande, on estime la valeur génétique concernant les qualités bouchères et maternelles des jeunes mâles à partir des résultats respectivement de descendants mâles et femelles. Dans ce cas, l’utilisation de semence ou d’embryons sexés a peu d’intérêt.

1.2. SYSTEME DE PRODUCTION LAITIERE ET SEXAGE La connaissance du sexe du fœtus entraîne une plus-value lors de la vente

d’une vache gravide, en particulier si elle porte une femelle en élevage laitier et un mâle en élevage allaitant [FRANCK et MARTINOT 1993 ; STROUD 1996 ; LEBASTARD 1997]. Ceci est particulièrement vrai en élevage laitier où les veaux femelles, futures productrices de lait, ont une plus grande valeur que les veaux mâles qui n’intéressent pas les schémas de sélection [STROUD 1996 ; QUINTON 2004].

De plus, la connaissance du sexe du fœtus peut permettre à l’éleveur de décider s’il conserve ou non une vache gestante destinée à la réforme [RAJAMAHENDRAN et al. 1994].

Elle permet de mieux affiner la gestion du renouvellement du troupeau. Avec le sexage des embryons, on implante, sur un nombre plus restreint de receveuses, seulement les embryons femelles produits suite au traitement de superovulation des meilleures vaches. Une démarche technico-économique très intéressante consiste à inséminer les vaches ayant le plus fort potentiel génétique avec du sperme X afin de produire les meilleures femelles de renouvellement possibles. Quand le nombre de femelles à naître, issues d’inséminations avec des doses de semence (sexée ou non) de grande valeur, est suffisant pour assurer un renouvellement satisfaisant, le reste du troupeau est inséminé avec des doses non sexées et moins coûteuses [QUINTON 2004]. Dans les élevages laitiers, il peut être intéressant d’accoupler les vaches restantes avec un mâle de race à viande ou les inséminer avec du sperme Y de race à viande pour mieux valoriser les produits [HOHENBOKEN 1999]. Si le


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nombre de femelles à naître est trop faible, l’éleveur continue d’inséminer avec des doses de valeur, ou prévoit l’achat de génisses pour le renouvellement.

Le diagnostic du sexe du fœtus permet de détecter les gestations gémellaires constituées d’un mâle et d’une femelle, risquant de conduire à la naissance d’un veau femelle freemartin [FRANCK et MARTINOT 1993 ; RAJAMAHENDRAN et al. 1994].

La connaissance du sexe du fœtus permet aussi d’orienter la conduite à tenir lors de vêlage. En fonction du sexe du veau attendu et du type d’élevage (laitier ou allaitant), la surveillance des mises bas est plus ou moins accrue. En élevage laitier, les interventions obstétricales (césarienne, épisiotomie) ne sont pas économiquement rentables pour les veaux mâles, alors qu’il ne faut pas hésiter à y recourir pour les veaux femelles, surtout pour les futures génisses de renouvellement.

Enfin, dans un système de production laitière, l’utilisation de sperme sexé permettrait d’éviter la naissance des veaux mâles non souhaités qui, dans certains pays (Grande Bretagne), sont euthanasiés dès la naissance.

1.3. SYSTEME DE PRODUCTION DE VIANDE ET SEXAGE Comme pour les élevages laitiers, le recours aux techniques de détermination

du sexe peut permettre aux éleveurs allaitants de réduire le coût du renouvellement et d’améliorer la rentabilité économique de leur exploitation [CRAN 1993].

Lors d’utilisation de semence sexée, l’objectif est d’inséminer avec du sperme X juste le nombre suffisant de vaches pour assurer le renouvellement du troupeau, tandis que les autres femelles sont inséminées avec du sperme Y pour obtenir des mâles ayant de meilleures qualités bouchères (potentiel de croissance, développement musculaire…) que les femelles [COUROT1989 ; HOHENBOKEN 1999]. Ainsi, l’insémination artificielle en sperme sexé semblerait réduire de 44 % le nombre de vaches nécessaires pour obtenir un nombre suffisant de génisses de renouvellement. Au niveau économique, le revenu, issu de la vente des produits augmenterait de 6,3 % et la marge brute de 20 % [HOHENBOKEN 1999]. Cependant, la condition sine qua non est que les éleveurs allaitants aient recours à l’insémination artificielle plutôt qu’à la monte naturelle.

En élevage allaitant, le risque de dystocie est plus élevé pour les vêlages concernant des veaux mâles ; la surveillance de la mise bas doit donc être plus rigoureuse que pour des vêlages de veaux femelles. De manière générale, les veaux femelles ont un ratio largeur du bassin sur largeur du poitrail plus grand que celui des veaux mâles. En d’autres termes, les veaux femelles ont en proportion, un bassin (train postérieur) plus large par rapport au poitrail (train antérieur) que les veaux mâles. Par conséquent, les risques de « coincer » un veau au bassin sont plus élevés pour les veaux femelles. Ainsi, lors de vêlage dystocique d’un veau femelle, si l’on juge que le train antérieur risque d’être extrait avec difficulté, il est plus raisonnable de recourir à une césarienne.

⇒ La détermination du sexe du fœtus en espèce bovine présente donc un

intérêt économique certain pour l’élevage.


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2. LE SEXAGE DES SPERMATOZOÏDES Après avoir rappelé les bases de la détermination du sexe d’un fœtus, nous

décrivons les techniques de tri des spermatozoïdes et les résultats obtenus. La technique de sexage des spermatozoïdes, apparue au début des années 1990, est séduisante puisqu’elle permet le choix du sexe des futurs produits.

2.1. DETERMINATION DU SEXE DU FŒTUS Chaque gamète, cellule haploïde, est porteur d’un seul chromosome sexuel.

L’ovocyte, gamète femelle, est systématiquement porteur du chromosome sexuel X, alors que le spermatozoïde, gamète mâle, peut être porteur soit du chromosome sexuel X, soit du chromosome sexuel Y. Par conséquent, la détermination du sexe du fœtus dépend uniquement de l’apport chromosomique du spermatozoïde [COTINOT et al. 1991].

Ainsi, la fusion d’un ovocyte et d’un spermatozoïde X (spermatozoïde porteur d’un chromosome sexuel X) donne un embryon dont la paire de chromosomes sexuels est XX et aboutit à la naissance d’un fœtus femelle. Au contraire, la fusion d’un ovocyte et d’un spermatozoïde Y (spermatozoïde porteur d’un chromosome sexuel Y) donne un embryon dont la paire de chromosomes sexuels est XY et aboutit à la naissance d’un fœtus mâle.

2.2. TECHNIQUES DE SEXAGE DES SPERMATOZOÏDES Les techniques de sexage des spermatozoïdes reposent sur les différences

existant entre les spermatozoïdes X et Y. Il s’agit des protéines de surface, de la quantité d’ADN et du volume de la tête. En effet, le spermatozoïde X est porteur du chromosome sexuel X qui est plus grand et a plus d’ADN que le chromosome sexuel Y présent chez le spermatozoïde Y. De cette différence découle la variation du volume de la tête entre les deux types de spermatozoïdes. Toutefois, à l’heure actuelle, il n’existe aucune technique efficace de tri des spermatozoïdes selon ce critère [MUNSTER et al. 1999].

Aujourd’hui, la quantité d’ADN est le seul paramètre employé pour séparer les spermatozoïdes X et Y. A l’avenir, il faudra peut-être compter aussi sur le sexage des spermatozoïdes selon les protéines de surface.

2.2.1. Sexage selon la quantité d’ADN

2.2.1.1. Variation de la quantité d’ADN entre les spermatozoïdes X et Y

Chez les bovins, les spermatozoïdes Y contiennent 3,8 % d’ADN de moins que les spermatozoïdes X. Ce pourcentage est de 4,2 chez le bélier, de 3,7 chez l’étalon, de 3,6 chez le verrat et de 2,8 chez l’homme. Or, pour pouvoir séparer correctement les spermatozoïdes X et Y, la différence de quantité d’ADN doit être d’environ 3 % [JOHNSON et WELCH 1999].


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2.2.1.2. Principe : la cytométrie de flux

Depuis la fin des années 1980, une équipe américaine de l’USDA (Département de l’Agriculture des Etats-Unis, Beltsville) développe une technique de tri des spermatozoïdes selon la quantité d’ADN. Cette « technique Beltsville » utilise la cytométrie de flux.

Le processus est le suivant [CRAN 1993 ; JOHNSON 1999 ; JOHNSON et

WELCH 1999] : l’éjaculat prélevé est dilué dans un milieu tampon physiologique pour garantir la viabilité des spermatozoïdes. Ces derniers sont incubés pendant une heure avec un colorant fluorescent vital (Hoechst 33342). Ce colorant qui se fixe à l’ADN, émet une fluorescence bleue en présence de rayons ultraviolets. Les spermatozoïdes ainsi marqués, sont injectés dans l’appareil où ils cheminent en file indienne, puis passent au travers d’un faisceau laser ultraviolet qui excite le colorant. Ils émettent alors une fluorescence bleue dont l’intensité est proportionnelle à la quantité d’ADN. Un détecteur identifie les spermatozoïdes en fonction de la fluorescence émise sachant que cette dernière est donc plus intense pour les spermatozoïdes X que pour les spermatozoïdes Y.

Ensuite, les spermatozoïdes sont séparés les uns des autres, une gouttelette

contient un seul spermatozoïde. Une charge électrique positive et négative est appliquée à chaque gouttelette contenant respectivement un spermatozoïde Y et un spermatozoïde X. Enfin, lors du passage entre deux électrodes, les spermatozoïdes Y, chargés positivement, sont dirigés vers le tube situé du côté de l’électrode négative, et les spermatozoïdes X, chargés négativement, sont dirigés vers le tube situé du côté de l’électrode positive. Ces tubes de collecte contiennent un milieu tampon assurant la survie des spermatozoïdes pendant toute la durée du tri. A noter qu’un troisième tube de collecte, situé au centre, recueillent les spermatozoïdes non déviés parce qu’ils sont lésés ou que leur quantité d’ADN n’a pas pu être déterminée (Figure 30).


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Figure 30: Principe du tri des spermatozoïdes par cytométrie de flux (www.xyinc.com)

2.2.1.3. Résultats Depuis 1996, une entreprise américaine privée développe la technique

Beltsville pour le marché commercial, sous licence limitée à l’utilisation chez l’animal. Il s’agit de XY Inc de Fort Collins (Colorado) qui exerce un monopole sur le sexage du sperme par cytométrie de flux et sa commercialisation. En effet, elle a breveté la technique de tri des spermatozoïdes par cytométrie de flux et a fondé la société Cytomation qui commercialise les cytomètres [JOHNSON 1999, 2000].


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La perte sur la totalité de l’éjaculat est importante puisque seulement 20 à 25 % des spermatozoïdes sont finalement sexés. En revanche, l’efficacité du tri des spermatozoïdes par cytométrie de flux est bonne car la pureté obtenue est de l’ordre de 90 à 95 % [CRAN 1993 ; AMANN 1999 ; SEIDEL 2003]. Elle est contrôlée à l’aide d’outils moléculaires tels que l’amplification en chaîne par la polymérase (PCR) ou l’hybridation in situ au moyen de sondes fluorescentes (FISH), qui repèrent les séquences d’ADN spécifiques des chromosomes sexuels Y et X [WELCH et JOHNSON 1999 ; RENS et al. 2001].

Pour le sperme de bovins, le rendement (nombre de spermatozoïdes

fécondants triés par unité de temps) de cette technique est passé de moins de 1 million à 15 millions de spermatozoïdes de chaque sexe par heure, grâce à un cytomètre à haute vitesse (MoFlo®). Ce rendement correspond à 7 doses inséminantes par heure, à raison de 2 millions de spermatozoïdes par paillette alors que classiquement une paillette contient environ 20 millions de spermatozoïdes non sexés. Cette différence s’explique en partie par le fait que lors du tri, les spermatozoïdes morts sont éliminés.

Lors du tri, les spermatozoïdes subissent des contraintes importantes (coloration

de l’ADN, éclairage au laser ultraviolet, pression importante, chute à grande vitesse dans le tube de collecte, passage à température ambiante pendant plusieurs heures) qui altèrent leur pouvoir fécondant [AMANN 1999]. Les améliorations de la technique de tri ont permis d’augmenter la quantité de spermatozoïdes viables sexés. Il est donc possible d’obtenir des naissances après insémination artificielle de sperme sexé frais depuis 1997 et de sperme congelé depuis 1999. D’après une étude [SEIDEL et al. 1999], il semblerait qu’une insémination artificielle (IA) avec une dose de 2 millions de spermatozoïdes sexés et congelés entraînerait un taux de gestation à deux mois de 47 % chez les génisses contre 60 % avec 20 millions de spermatozoïdes congelés et non sexés. L’augmentation du nombre de spermatozoïdes sexés par dose n’améliorerait pas le taux de gestation [SEIDEL et al. 1999]. HUNTER (2000) signale que l’IA profonde qui consiste à déposer la semence dans le fond de la corne ipsilatérale au follicule ovulatoire, serait une technique intéressante pour la mise en place de paillette contenant une quantité réduite de spermatozoïdes sexés.

Les veaux issus de sperme sexé sont normaux. Leur poids à la naissance, le

taux de mortinatalité et le taux de morbidité néonatale ne sont significativement pas différents de ce qui est observé pour des IA classiques [SEIDEL et al. 1999 ; SEIDEL 2003 ; TUBMAN et al. 2003].

La faiblesse du rendement est le principal inconvénient de cette technique. Elle

contribue au coût élevé du sexage des spermatozoïdes, qui nécessite par ailleurs du matériel très cher (300000 € pour un cytomètre) [SEIDEL 2003]. Le taux de gestation médiocre et le coût élevé de cette méthode freinent son développement.

Ainsi, actuellement, avec la faible production de sperme sexé, le surcoût du

sexage a été estimé à 30 à 50 € par paillette de faible concentration (1,5 millions de spermatozoïdes). A l’avenir, si plusieurs millions de paillettes sont produites, le surcoût du sexage diminuerait à 20 € par dose [AMANN 1999].


74

2.2.2. Sexage selon les protéines de surface A l’heure actuelle, le sexage des spermatozoïdes en fonction des protéines de

surface est une méthode qui suscite de l’espoir. En effet, par rapport à la cytométrie de flux qui effectue un tri individuel des spermatozoïdes, le sexage selon les protéines de surface permettrait un tri de masse plus efficace et des rendements de sexage plus importants.

Des études sont menées pour déterminer quelles sont les protéines de surface qui diffèrent entre les spermatozoïdes X et les spermatozoïdes Y, et qui permettraient de faire le tri des spermatozoïdes. Parmi les protéines étudiées, l’antigène HY est un antigène d’histocompatibilité spécifique du sexe mâle porté par les spermatozoïdes Y. La séparation des spermatozoïdes s’effectue en utilisant des anticorps spécifiques anti-antigènes HY [COUROT 1989 ; HENDRIKSEN 1999].

Toutefois, la présence d’un antigène HY à la surface des spermatozoïdes Y est controversée. Environ mille protéines différentes sont présentes à la surface des spermatozoïdes, mais pour l’instant, aucune étude a montré qu’il existe une différence entre les spermatozoïdes X et les spermatozoïdes Y [JOHNSON 2000].

3. LE SEXAGE DES EMBRYONS Dans cette partie, nous abordons les conditions de réalisation et les différentes

techniques de sexage des embryons.

3.1. CONDITIONS DE REALISATION DU SEXAGE DES EMBRYONS Les premières études de sexage des embryons chez les bovins remontent au

début des années 1980 [KING 1984 ; PICARD et al. 1985]. Depuis, différentes techniques de sexage des embryons se sont développées car aucune méthode efficace et fiable de tri des spermatozoïdes n’existait. Bien qu’il soit réalisé après la fécondation, le sexage des embryons permet, comme le tri des spermatozoïdes, de choisir le sexe du produit. Pour cela, seuls les embryons de sexe désiré sont réimplantés [NIBART et al 1996].

La détermination du sexe des embryons nécessite le recours au transfert embryonnaire. Elle s’effectue à 7-8 jours de gestation, stade optimal de l’embryon pour sa réimplantation chez une receveuse ou sa conservation par congélation. L’embryon bovin au stade blastocyste de 7-8 jours mesure 100 microns de diamètre et compte 120 à 200 cellules [VAIMAN et al. 1989]. La transplantation embryonnaire est une biotechnologie onéreuse qui est utilisée majoritairement chez les animaux de haut potentiel génétique. Ainsi, le sexage des embryons intéresse seulement cette catégorie d’animaux.

3.2. TECHNIQUES DE SEXAGE DES EMBRYONS

3.2.1. Technique cytogénétique ou caryotypique La technique cytogénétique est basée sur l’analyse « morphologique » des

chromosomes sexuels des cellules embryonnaires. En effet, nous avons vu


75

précédemment que chez les bovins, il existe un dismorphisme important des chromosomes sexuels X et Y. Le chromosome sexuel X est nettement plus grand que le chromosome sexuel Y ; ceci car sa quantité d’ADN est plus élevée. Un caryotype mâle peut donc facilement être différencié d’un caryotype femelle. De plus, cette analyse offre l’opportunité de détecter des anomalies chromosomiques les plus visibles.

La difficulté de cette méthode est qu’il faut nécessairement des cellules en division car c’est le stade où les chromosomes sont identifiables individuellement. Or, seuls 2 à 3 % des cellules de l’embryon de 7 jours sont en mitose [VAIMAN et al. 1989]. En utilisant la moitié de l’embryon pour l’analyse chromosomique, le taux de sexage varie de 60 % [PICARD et al. 1985 ; KIRSZENBAUM et al. 1990] à 75 % [VAIMAN et al. 1989]. Néanmoins, l’hémisection réduit considérablement la viabilité et les chances de développement ultérieur de l’autre moitié de l’embryon, surtout si elle est congelée. PICARD et al. (1985) note un taux de gestation de 60 % pour huit demi-embryons frais et de 27 % pour 11 demi-embryons congelés. Ainsi, la détermination du sexe à partir d’une biopsie de 20 à 30 cellules a été étudiée : le diagnostic du sexe des embryons est possible dans 33 % des cas [KING 1984]. Une biopsie limitée aux cellules trophoblastiques semble affecter beaucoup moins le développement de l’embryon congelé [VAIMAN et al. 1989].

La technique cytogénétique est lourde (culture cellulaire, difficulté technique) mais elle donne un résultat fiable à 100 % et reste donc la méthode de référence [KING 1984 ; COTINOT 1989].

3.2.2. Technique immunologique Le principe de cette technique réside sur la détection immunologique d’une

molécule de membrane, l’antigène HY considéré comme spécifique des cellules mâles. Cette détection se fait au moyen d’une sonde moléculaire anticorps anti-antigène HY révélée par fluorescence. Avec cette méthode, WACHTEL (1984) a déterminé le sexe d’embryons bovins avec un fort taux de réussite (6 embryons correctement identifiés sur 7 embryons testés).

Toutefois, d’autres études donnent des résultats moins satisfaisants (85 % d’exactitude pour ANDERSON 1987). Ceci, associé à l’essor important de la biologie moléculaire, fait que cette technique immunologique ne s’est pas développée et n’est actuellement pas employée pour le sexage des embryons bovins [COTINOT 1989].

3.2.3. Technique biochimique Cette technique est basée sur la détection d’enzymes codées par des gènes

localisés sur le chromosome X. Chez la femelle (XX), la quantité d’enzymes synthétisées est deux fois plus importante que chez le mâle (XY). Il est donc, en théorie, possible de sexer les embryons en dosant l’activité enzymatique au moyen de substrats colorés. WILLIAMS (1986) a déterminé le sexe des embryons de souris au stade blastocyste en dosant l’enzyme glucose 6-phosphate déshydrogénase (G6PD), avec une exactitude de 64 % et un taux de gestation des embryons sexés de 35 %.

Compte tenu de l’avènement des techniques de biologie moléculaire, pour le sexage des embryons, la méthode biochimique ne s’est pas développée.


76

3.2.4. Technique de biologie moléculaire En s’inspirant des études et des techniques utilisées chez l’homme et la souris,

des chercheurs français de l’INRA ont produit des sondes d’acides nucléiques spécifiques du chromosome Y des bovins [LEONARD et al. 1987]. Parmi les sondes moléculaires analysées, l’une d’elles dénommée BC 1.2 (Brevet INRA) est particulièrement intéressante. Ses caractéristiques sont les suivantes : spécifique de l’ADN mâle, localisée sur le chromosome Y, spécifique du genre Bos et Bison, répétée 2000 fois dans le génome, non transcrite [VAIMAN et al. 1989 ; COTINOT 1989]. La sonde moléculaire BC 1.2 identifie tous les individus mâles du genre Bos et Bison. En revanche, elle ne réagit pas avec le génome des ovins et caprins.

Des chercheurs américains [BONDIOLI et al. 1989] et australiens [HERR et al. 1990] ont repéré d’autres séquences d’ADN spécifique du chromosome Y des bovins.

La détermination du sexe repose sur la détection d’une séquence spécifique de l’ADN du chromosome Y bovin par une sonde moléculaire complémentaire. Or, connaissant la séquence de nucléotides de ces sondes moléculaires spécifiques du chromosome Y bovin, des sondes complémentaires peuvent facilement être fabriquées.

Le sexage des embryons bovins utilisant une sonde moléculaire spécifique du chromosome Y peut être réalisé selon deux méthodes : l’hybridation in situ et l’amplification d’ADN par la polymérase (PCR).

3.2.4.1. Technique d’hybridation in situ Le principe de la technique d’hybridation in situ est le suivant : 15 à 25 cellules

trophoblastiques, dont le rôle n’est pas vital pour l’embryon, sont prélevées par microchirurgie, déposées sur une lame histologique et fixées. Il n’est pas nécessaire, contrairement à l’analyse cytogénétique, que les cellules soient en division. Puis, elles sont mises en contact avec des sondes moléculaires spécifiques du chromosome Y, non radioactives et marquées à la biotine. L’hybridation in situ est révélée par une réaction immunocytochimique (Figure 31). Le signal est amplifié par précipitation de sels d’or et d’argent pour faciliter le diagnostic du sexe. Le diagnostic est effectué à l’aide d’un microscope optique conventionnel. Les cellules embryonnaires mâles sont identifiées par la présence, au niveau de leur noyau, d’un précipité noir, tandis que les cellules embryonnaires femelles ne réagissent pas.

Il existe une corrélation absolue entre les résultats du sexage d’embryon par hybridation in situ et analyse du caryotype [LEONARD et al. 1987 ; VAIMAN et al. 1989]. Néanmoins, un résultat est possible que pour 33 % [VAIMAN et al. 1989] à 57 % [LEONARD et al. 1987] des embryons testés. Le taux de gestation des embryons sexés par cette technique est de 41 % [BONDIOLI et al. 1989].

Cette technique d’hybridation in situ est réalisable en une vingtaine d’heures et ceci sur un nombre assez important d’échantillons. Toutefois, elle n’est pas automatisable et ne peut donc pas être utilisée à grande échelle [COTINOT 1989]. C’est pourquoi, la méthode de sexage par hybridation in situ ne s’est pas développée et a laissé place à la technique d’amplification d’ADN par la polymérase (PCR).


77

Figure 31: Détection des cellules embryonnaires mâles par hybridation in situ à l’aide

d’une sonde moléculaire spécifique du chromosome Y bovin [COTINOT 1989]


78

3.2.4.2. Technique de la « Polymerase Chain Reaction » (PCR) La « Polymerase Chain Reaction » (PCR), apparue en 1985, est une technique

d’amplification en chaîne par la polymérase d’une séquence d’ADN [GROBET et al. 1992].

Les chercheurs de l’INRA l’ont appliquée au sexage des embryons : la séquence d’ADN amplifiée est spécifique du chromosome Y bovin. Désormais, des kits de sexage rapide d’embryons bovins sont disponibles pour le commerce [KOCHHAR et al. 2000].

Le principe du sexage des embryons par la méthode PCR est le suivant (Figure 32).

Biopsie de cellules embryonnaires par microchirurgie

Extraction de l’ADN par lyse cellulaire et déprotéinisation (1h à 55°C)

Dénaturation de l’ADN par chauffage (15 min. à 95°C)

Addition des réactifs (taq polymérase + nucléotides amorces)

Hybridation et amplification (PCR pendant 30 cycles)

Séparation des séquences d’ADN amplifiées (électrophorèse sur gel d’agarose, coloration au bromure d’éthidium)

Lecture sous UV Localisation de la bande mâle-spécifique

Figure 32: Sexage des embryons par la méthode PCR [HEYMAN et al. 1996] Une biopsie de 5 à 10 cellules embryonnaires trophoblastiques est réalisée par

microchirurgie (micro-couteaux). A noter qu’il est possible d’appliquer la technique PCR à une seule cellule, ce qui a l’avantage de moins compromettre le développement ultérieur de l’embryon mais nécessite en revanche un plus grand nombre de cycles d’amplification [KIRSZENBAUM et al. 1990]. Ensuite, la séquence d’ADN à amplifier est extraite par lyse cellulaire. Puis, elle subit l’amplification en chaîne par la polymérase, au cours de cycles successifs (en moyenne 30 à 40 cycles). Pour cela, il est nécessaire de disposer de séquences amorces pour les deux brins d’ADN complémentaires des séquences situées de part et d’autre de la séquence à amplifier, spécifique du chromosome Y bovin. L’amplification n’a lieu que si les amorces trouvent une zone d’homologie complémentaire dans le milieu.

Un cycle d’amplification en chaîne par la polymérase se déroule de la manière suivante (Figure 33) : il faut, tout d’abord, effectuer une dénaturation de l’ADN bicaténaire cellulaire par chauffage (15 min à 95°C) pour obtenir la séparation des deux brins d’ADN. Ensuite, ces brins d’ADN monocaténaire sont mis en présence de l’enzyme ADN Polymérase thermostable, des séquences amorces et des quatre types de nucléotides (nucléotide à cytosine, thymine, adénine et guanine). L’hybridation des amorces et leur extension par polymérisation aboutissent à la synthèse de deux nouveaux brins d’ADN, spécifiques du chromosome Y bovin.


79

Après une nouvelle dénaturation, les brins d’ADN nouvellement synthétisés et les brins originaux servent de matrices au cours du cycle suivant.

Figure 33: Technique PCR [NIBART 1993]

L’amplification se fait sur un mode exponentiel de type 2n, n étant le nombre de cycles. En théorie, on devrait obtenir plus de 4 millions de copies en 20 cycles, mais en réalité, le rendement est plus proche de 60 %, d’où la nécessité de réaliser 30 à 40 cycles pour obtenir un signal significatif [VAIMAN et al. 1989]. La détection de la séquence cible spécifique du chromosome Y bovin devient alors plus aisée car sa quantité se trouve considérablement augmentée.

L’ADN amplifié est séparé par électrophorèse sur gel d’agarose et visualisé par fluorescence après coloration au bromure d’éthidium [HEYMAN et al. 1996]. Une fluorescence indique un embryon mâle et l’absence de fluorescence un embryon femelle.


80

Par rapport aux autres techniques de sexage des embryons, la PCR offre de nombreux avantages :

- elle permet un diagnostic du sexe en quelques heures (3h à 3h30min), d’où la possibilité de transférer des embryons frais [NIBART et al. 1996],

- elle a peu de conséquences néfastes sur la viabilité ultérieure de l’embryon, même après congélation, car elle nécessite seulement quelques cellules,

- elle est simple (pas de culture cellulaire, pas de cellule en division contrairement à la méthode caryotypique), automatisable et bien adaptée pour les grandes séries [COTINOT 1989],

- elle offre des résultats satisfaisants : le taux d’exactitude est supérieur à 98 %, le diagnostic du sexe est possible pour au moins 95 % des embryons testés [NIBART et al. 1996], les taux de gestation obtenus avec des embryons biopsiés de bonne qualité varient de 50 à 70 % pour des embryons frais à environ 50 % pour des embryons congelés, ce qui est relativement proche des taux de gestation obtenus avec des embryons entiers (60 à 70 % pour des embryons frais et 50 à 55 % pour des embryons congelés) [BREDBACKA 1998].

Cependant, l’utilisation de la technique PCR pour amplifier une séquence

moléculaire spécifique du chromosome Y présente des limites [GROBET et al. 1992] :

un résultat faussement positif est possible si des contaminations, même très faibles, du milieu par de l’ADN bovin indésirable ont eu lieu ; en effet après amplification, l’ADN bovin contaminant est détecté,

un résultat faussement négatif est possible, soit en l’absence de cellules embryonnaires dans le tube à réaction, soit en présence d’inhibiteurs de la réaction enzymatique. L’absence de réaction ne correspond donc pas toujours à un embryon de sexe femelle.

Afin d’éviter ces erreurs, il convient d’adopter des mesures de contrôle. Tout

d’abord, il faut effectuer une vérification très stricte de la qualité des réactifs et du matériel utilisé. De plus, la préparation des échantillons demande un soin très important. Un test PCR sur un mélange aqueux contenant les réactifs et de l’eau ultrapure permet de contrôler l’absence de contamination par de l’ADN bovin indésirable des échantillons, des réactifs ou du matériel utilisé. L’absence d’amplification reflète la non contamination des échantillons, des réactifs et du matériel.

L’utilisation dans chaque tube à réaction, d’un témoin de la présence effective de l’ADN bovin et du bon déroulement de l’amplification enzymatique limite les résultats faussement négatifs. Ce témoin est une séquence d’ADN autosomal bovin appelée satellite autosomal bovin. Ce témoin est amplifié en même temps que la séquence d’ADN cible du chromosome Y. L’absence d’amplification du satellite autosomal bovin signe la présence d’inhibiteurs de la réaction enzymatique ou l’absence de cellules d’ADN bovin. Au contraire, l’amplification de ce témoin prouve le bon déroulement de la réaction PCR et permet l’interprétation du résultat : l’amplification de séquence cible du chromosome Y signe un embryon de sexe mâle et l’absence d’amplification un embryon de sexe femelle.

Le recours au satellite autosomal bovin et au contrôle de la qualité des échantillons, réactifs et matériel utilisé, conduisent à un sexage embryonnaire fiable.


81

3.2.5. Résumé : tableau comparatif des techniques de sexage des embryons bovins

Le tableau 15 résume les caractéristiques des différentes techniques de sexage des embryons bovins.

Biologie moléculaire et sonde

d’ADN Méthode idéale Cytogénétique Immunologie Hybridation in situ PCR

Fiabilité 100 % ++++ + ++ ++++ Rapidité < à 8 heures + +++ ++ +++ Nombre d’échantillons analysés

> à 100/jour + ++ ++ ++++

Simplicité Automatisable + ++ ++ +++ Nombre de cellules nécessaires

1 à 2 20 à 50 Embryon entier 10 à 15 5 à 10

Avantages Fiabilité 100 % Pas de

dissection de l’embryon

Pas de culture

Non radioactif

Automatisation facile

Non radioactif

Inconvénients

Durée culture Difficulté technique

Nécessité d’un nombre élevé de

cellules

Peu fiable Technique

délicate Dissection de

l’embryon

(valeur : ++++ = très bonne ; +++ = bonne ; ++ = moyenne ; + = faible)

Tableau 15: Comparaison entre les différentes méthodes de sexage des embryons [COTINOT 1989]

4. LE DIAGNOSTIC DU SEXE DU FOETUS PAR ECHOGRAPHIE

Après l’étude du développement macroscopique des organes génitaux chez les bovins, nous décrivons le principe, les étapes, les résultats, les risques d’erreur et les applications en clientèle de la technique de sexage du fœtus bovin par échographie.

La première méthode de détermination du sexe du foetus consistait à effectuer

un test cytogénétique chromatinien sur des cellules du liquide amniotique. Cette technique a été étudiée aussi bien en début de gestation (entre J50 et J150) [BONGSO et BASRUR 1975 ; LEIBO et RALL 1990 ; MAKONDO 1997], qu’en fin de gestation (7e au 9e mois de gestation) [GLUHOUSCHI et al. 1970]. Elle a l’avantage d’avoir un taux d’exactitude élevé (96 à 100 %) [GLUHOUSCHI et al. 1970 ; LEIBO et RALL 1990]. De plus, elle permet de repérer des anomalies chromosomiques. Cependant, cette méthode nécessite une culture cellulaire pendant 5 à 30 jours et un geste traumatisant (amniocentèse) entraînant 13 % d’avortement, si bien qu’elle n’est utilisée qu’à titre expérimental [LEIBO et RALL 1990 ; MAKONDO 1997].


82

Les techniques de détermination du sexe du fœtus par échographie proposées par MULLER et WITTKOWSKI (1986) et CURRAN et al. (1989), sont actuellement les seules méthodes non traumatisantes, fiables, rapides, au résultat immédiat, qui peuvent être employées en pratique courante.

4.1. DEVELOPPEMENT EMBRYONNAIRE DES ORGANES GENITAUX CHEZ LES BOVINS

La connaissance du développement embryonnaire des organes génitaux, en particulier des organes génitaux externes, est indispensable et capitale pour comprendre les principes de la technique de sexage du fœtus par échographie.

4.1.1. Développement embryonnaire des organes génitaux internes

Stade indifférencié Durant la première période de son développement, l’appareil génital est

indifférencié et présente la même disposition dans les deux sexes. Le primordium de la gonade possède une double potentialité, mâle et femelle. Deux systèmes de conduits, l’un mâle (canal de Wolff) et l’autre femelle (canal de Müller) coexistent au niveau des voies génitales. En fonction de l’évolution de la gonade, seul un se développe, l’autre régresse [BARONE 2001].

Puis, sous l’influence des substances produites par les gènes sexuels, les gonades elles-mêmes et les glandes endocrines, l’appareil génital évolue vers sa forme définitive.

Organes génitaux internes mâles

Les testicules (glande génitale) se forment à partir de la crête gonadale ou génitale qui provient du bord médial du mésonéphros (rein primitif). Elle est produite par un épaississement du mésoderme et surtout par la prolifération de l’épithélium coelomique, qui devient pluristratifié à ce niveau. Dans cet amas de cellules épithéliales, viennent se loger de grosses cellules d’origine endodermique, ce sont les cellules germinales primordiales. Ces dernières, qui donnent les spermatogonies, sont à l’origine du nom souvent donné à cet épithélium coelomique, « épithélium germinatif » [BARONE 2001].

Les voies spermatiques (épididyme, canaux déférents et vésicules séminales) proviennent d’une partie du mésonéphros et du conduit mésonéphrique encore appelé canal de Wolff [BARONE 2001].

Le sinus uro-génital s’allonge pour former la partie intrapelvienne de l’urètre. Dans la zone du sinus uro-génital où débouchent les conduits mésonéphriques, apparaissent des bourgeons glandulaires qui vont produire la prostate et les glandes bulbo-urétrales [BARONE 2001].

Organes génitaux internes femelles

Les ovaires (glande génitale) se forment, comme chez le mâle, à partir de la crête gonadale qui provient du mésonéphros (rein primitif).

Les voies génitales femelles (oviductes, utérus, vagin) proviennent du conduit paramésonéphrique, encore appelé canal de Müller [BARONE 2001].


83

4.1.2. Développement embryonnaire des organes génitaux externes

L’examen macroscopique de 27 fœtus bovins issus d’utérus prélevés à l’abattoir nous a permis d’étudier le développement embryonnaire des organes génitaux externes chez les bovins.

Stade indifférencié

Le cloaque, lieu de confluence des voies digestives et génito-urinaires, se cloisonne suite à la fusion du septum uro-rectal et du bord crânial de la membrane cloacale. Il forme dorsalement le rectum et ventralement le sinus uro-génital (lieu de confluence des voies urinaires et génitales). Au stade indifférencié, la morphologie du sinus uro-génital est identique quelque soit le futur sexe de l’embryon. Son extrémité crâniale correspond au débouché des conduits génitaux et son extrémité caudale à l’ostium uro-génital. C’est dans cette région caudale du sinus uro-génital que se développent les ébauches des organes génitaux externes.

La bordure ventrale de l’ostium uro-génital se soulève et forme un renflement

nommé tubercule génital (TG) qui va s’allonger et former le phallus primitif. Au stade indifférencié, le tubercule génital est situé entre les membres postérieurs, à égale distance du cordon ombilical et de la base de la queue. Le sinus uro-génital se prolonge à la face ventrale de ce dernier par une dépression : le sillon uro-génital. Les bords de ce sillon et de l’ostium uro-génital se soulèvent et forment les plis uro-génitaux. Pendant ce temps, une paire de renflements apparaît de part et d’autre des plis uro-génitaux : ce sont les bourrelets labio-scrotaux.

L’examen macroscopique de fœtus bovins prélevés à l’abattoir montre qu’au

stade indifférencié, le seul organe génital externe visible à l’œil nu est le tubercule génital (Tableau 16). Vers 43-45 jours, le tubercule génital est droit, fin, long de 2 mm environ et est situé entre les membres postérieurs, à mi-distance du cordon ombilical et de la queue. Vers 50 jours, le tubercule génital mesure 2-3 mm de long, est fin et toujours situé entre les membres postérieurs, par contre il est infléchi vers l’arrière, formant un angle de 90°. On devine sous la forme de deux points blancs, les ébauches des bourrelets labio-scrotaux à la base du tubercule génital.

Taille

(long. Vertex-coccyx)

Age estimé Observations macroscopiques des organes génitaux externes

2,6 cm 43 jours Tubercule génital (TG) droit, fin, long de 2 mm, situé entre les membres postérieurs

3 cm 45 jours TG droit, fin, long de 2 mm, situé entre les membres postérieurs

4 cm 50 jours

TG fin, long de 2-3 mm, infléchi vers l’arrière (angle de 90°), situé entre les membres postérieurs (photos 15-16) Ebauches des deux bourrelets labio-scrotaux visibles à la base du TG (= 2 points blancs)

Tableau 16: Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins au stade indifférencié


84

Photo 15: Fœtus bovin indifférencié de 50 jours (CROS N.)

Photo 16: Fœtus bovin indifférencié de 50 jours (CROS N.)

Ensuite, sous l’influence d’hormones, ces formations évoluent vers une forme

définitive mâle ou femelle. Cependant, cette évolution est plus tardive que celle des organes génitaux internes [BARONE 2001].

Organes génitaux externes mâles

La production de testostérone entraîne une différenciation des organes génitaux externes vers le sexe mâle.

Chez le mâle, à partir du 50e jour de gestation, le tubercule génital migre crânialement. Au 52e jour de gestation, il est à mi-distance entre sa position initiale (entre les membres postérieurs) et sa position finale (derrière le cordon ombilical). Sa migration s’achève le 58e jour de gestation, le tubercule génital se situe alors en arrière du cordon ombilical [NIBART 1993 ; TAINTURIER D. et al. 2003b]. Pour CURRAN et al. (1989), la migration du tubercule génital est terminée à 56 jours de gestation.

L’examen macroscopique d’un fœtus âgé d’environ 62 jours montre que le tubercule génital est fin, long de 3 mm, infléchi vers l’arrière et est situé en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. Les bourrelets labio-scrotaux sont nettement visibles (Photos 17 et 18). Ils sont situés entre les deux membres postérieurs sur le raphé médian (Tableau 17).

Tubercule génital


85

Photo 17: Fœtus bovin mâle âgé de 62 jours (CROS N.)

Photo 18: Fœtus bovin mâle âgé de 62 jours : les bourrelets scrotaux sont pointés (CROS N.)

Le tubercule génital se transforme à partir du 70e jour de gestation en pénis,

organe copulateur (gland et corps caverneux). Ensuite, le sinus uro-génital forme l’urètre pénien. Les deux plis uro-génitaux fusionnent dans le plan médian et donnent le canal de l’urètre pénien (partie du pénis entourant l’urètre pénien).

Les deux bourrelets labio-scrotaux qui migrent caudalement, fusionnent dans le plan médian et forment le scrotum à partir du 70e jour de gestation. Une trace de cette soudure persiste dans le raphé médian du scrotum.

Sur un fœtus âgé d’environ 73 jours, nous pouvons voir que le tubercule génital

se transforme en pénis, nous observons le fourreau et le gland qui n’est pas masqué en totalité par le fourreau. Le scrotum est formé ; il se situe entre les deux membres postérieurs et mesure 2-3 mm de diamètre (Photos 19 et 20).

Vers 78 jours, le pénis est entièrement formé, le gland n’est plus visible car il

est protégé par le fourreau. Les quatre bourgeons mammaires prennent forme en donnant de légères protubérances à la surface de la peau (Photo 21).

Tubercule génital

Tubercule génital


86




Fourreau + gland

Scrotum

Fourreau Scrotum

Bourgeons mammaires

Fourreau + gland


87

Vers 87 jours, le fourreau mesure 4-5 mm de diamètre et le scrotum 5 mm de diamètre et 4 mm de hauteur. Le fourreau et le scrotum croissent régulièrement au fil des jours (Tableau 17).

Taille

(long. Vertex-coccyx)


6,5 cm 62 jours

TG long de 3 mm, fin, infléchi vers l’arrière (angle de 90°), situé caudalement à l’attache abdominale du codon ombilical. Bourrelets labio-scrotaux nettement visibles, situés entre les 2 membres postérieurs, sur le raphé médian. Visualisation des ébauches des 4 bourgeons mammaires (= 4 points blancs, non en relief), situées juste en avant des bourrelets scrotaux.

9,6 cm 73 jours

Transformation du TG en pénis : visualisation du fourreau (∅ : 3 mm) et du gland, situés juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. Formation du scrotum (∅ : 2-3 mm) Visualisation des ébauches des 4 bourgeons mammaires (non en relief), situées juste en avant du scrotum.

11,5 cm 78 jours

Pénis entièrement formé : gland non visible, masqué par le fourreau (∅ : 3-4 mm). Scrotum situé entre les 2 postérieurs (∅ : 3-4 mm et h : 3 mm). Les 4 bourgeons mammaires s’extériorisent et sont palpables à la surface de la peau.

14,5 cm 87 jours Fourreau (∅ : 4-5 mm), scrotum (∅ : 5 mm et h : 4 mm). Bourgeons mammaires bien visibles.

15,5 cm 91 jours Fourreau (∅ : 5 mm), scrotum (∅ : 6 mm et h : 4 mm). 17 cm 95 jours Fourreau (∅ : 5 mm), scrotum (∅ : 7 mm et h : 5 mm).

18 cm 100 jours

Fourreau (∅ : 6 mm), scrotum (∅ : 8 mm et h : 5 mm). Gaines vaginales dans le scrotum, sans les testicules. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

21 cm 115 jours

Fourreau (∅ : 6 mm), scrotum (∅ : 9 mm et h : 9 mm). Gaines vaginales dans le scrotum, sans les testicules. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

23 cm 120 jours

Fourreau (∅ : 7 mm), scrotum (∅ : 12 mm et h : 11 mm). Gaines vaginales dans le scrotum, testicule droit dans l’anneau inguinal profond. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm et h : 1,5 mm).

25,5 cm 135 jours

Fourreau (∅ : 7 mm), scrotum (∅ : 18 mm et h : 20 mm). Gaines vaginales dans le scrotum, testicules dans l’anneau inguinal profond. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm et h : 1,5 mm).

27,5 cm 130 jours

Fourreau (∅ : 7 mm), scrotum (∅ : 18 mm et h : 21 mm). Gaines vaginales dans le scrotum, testicules dans l’anneau inguinal profond. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm et h : 1,5 mm).

30 cm 150 jours

Fourreau (∅ : 8 mm), scrotum (∅ : 18 mm et h : 21 mm). Testicule gauche dans l’anneau inguinal superficiel, testicule droit en partie dans le scrotum.

38 cm 160 jours

Fourreau (∅ : 9 mm), scrotum (∅ : 19 mm et h : 28 mm). Testicules gauche et droit dans le scrotum.

Tableau 17: Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins mâles


88

Chez les bovins, la descente testiculaire est précoce. Sur un fœtus âgé de 100 jours, nous observons que les cavités vaginales sont descendues dans le scrotum mais pas les testicules. La descente testiculaire ne s’achève pas avant 150-160 jours de gestation.

Organes génitaux externes femelles L’absence de testostérone entraîne une différenciation des organes génitaux

externes vers le sexe femelle. Le sinus uro-génital donne le vestibule du vagin et la partie caudale du sinus

qui s’ouvre à l’extérieur par l’ostium uro-génital, donne la vulve. Les plis uro-génitaux donnent les lèvres vulvaires [BARONE 2001].

Chez la femelle, à partir du 50e jour de gestation, le tubercule génital migre, à la

différence du mâle, caudalement vers la base de la queue. Au 52e jour de gestation, il est à mi-distance entre sa position initiale (entre les membres postérieurs) et sa position finale (base de la queue). Sa migration s’achève le 59e jour de gestation, le tubercule génital se situe alors à la base de la queue [NIBART 1993 ; TAINTURIER D. et al. 2003b].

L’examen macroscopique d’un fœtus âgé d’environ 60 jours montre que le

tubercule génital est long de 3 mm, fin, infléchi vers l’arrière (angle de 90°), situé à la base de la queue et masque la vulve. La fente vulvaire n’est pas visible. Nous observons les deux bourrelets labio-scrotaux (∅ : < 1 mm) entre les 2 membres postérieurs, sur le raphé médian (Photos 22 et 23) (Tableau 18).

Photo 22: Fœtus bovin femelle âgé de 60 jours (CROS N.)

Tubercule génital


89


Vers 62 jours, les bourrelets labio-scrotaux sont bien visibles et nous pouvons

observer les ébauches des 4 bourgeons mammaires (= 4 points blancs non en relief), situées juste en avant des bourrelets labio-scrotaux.

Vers 75 jours, le tubercule génital s’épaissit et devient globuleux. Il est toujours

infléchi vers l’arrière, situé à la base de la queue et il masque la vulve (fente vulvaire : 1 mm) (Photos 24 et 25). Les bourrelets labio-scrotaux sont visibles mais sont en train de régresser. Ils ont totalement disparus à 93 jours. Les bourgeons mammaires sont bien visibles à 75 jours et palpables à la surface de la peau dès 78 jours (Photo 24).


Tubercule génital

Tubercule génital

Bourgeons mammaires


90


Vers 93-95 jours, le tubercule génital globuleux et proéminent, fusionne avec

les lèvres vulvaires. Il est en cours de transformation en clitoris et masque toujours la vulve.

Vers 115 jours, le clitoris est bien formé et légèrement hypertrophié. La vulve

est bien visible et la fente vulvaire (non masquée par le clitoris) mesure 3 mm de long.

Vers 125 jours, le clitoris est en position définitive, il est masqué par les lèvres

vulvaires. Lorsqu’on écarte les lèvres vulvaires, on observe le clitoris qui forme une protubérance de 2-3 mm. La fente vulvaire mesure 3-4 mm de long. Les bourgeons mammaires mesurent 1 mm de diamètre et 2 mm de haut.

Remarque : Chez les fœtus femelles de ruminants, les bourrelets labio-scrotaux

ne migrent pas et ne se développent pas. Ils dégénèrent et disparaissent après trois de gestation. Chez d’autres espèces (porc, chien, chat, lapin, homme), les bourrelets labio-scrotaux donnent chez les fœtus femelles, la seconde paire de lèvres vulvaires. Par conséquent, chez les bovins, il est préférable de parler de bourrelets scrotaux plutôt que de bourrelets labio-scrotaux.

Tubercule génital masquant la vulve


91

Taille (long. Vertex-

coccyx)


6 cm 60 jours

TG long de 3 mm, fin, infléchi vers l’arrière (angle de 90°), situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire non visible). Bourrelets labio-scrotaux (∅ : < 1 mm), situés entre les 2 membres postérieurs, sur le raphé médian.

7 cm 62 jours

TG long de 3-4 mm, fin, infléchi vers l’arrière (angle de 90°), situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire non visible). Bourrelets labio-scrotaux visibles, situés entre les 2 membres postérieurs. Visualisation des ébauches des 4 bourgeons mammaires (= 4 points blancs non en relief), situées juste en avant des bourrelets labio-scrotaux.

10 cm 75 jours

TG long de 2 mm, globuleux, infléchi vers l’arrière, situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire : 1 mm). Bourrelets labio-scrotaux visibles mais en régression. Bourgeons mammaires bien visibles.

11 cm 78 jours

TG long de 2 mm, globuleux, infléchi vers l’arrière, situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire : 1 mm). Bourrelets labio-scrotaux en régression. Bourgeons mammaires bien visibles et palpables à la surface de la peau.

12 cm 80 jours

TG globuleux, infléchi vers l’arrière, situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire : 1 mm) (Photo 25). Bourrelets labio-scrotaux en régression. Bourgeons mammaires bien visibles et palpables à la surface de la peau.

16,5 cm 93 jours

TG globuleux, infléchi vers l’arrière, situé à la base de la queue, masque la vulve (fente vulvaire : 1-2 mm), fusionne avec les lèvres vulvaires. Pas de bourrelets labio-scrotaux. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

17,5 cm 95 jours TG proéminent, infléchi vers l’arrière, masque la vulve (fente vulvaire : 2 mm), en cours de transformation en clitoris. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

19 cm 98 jours Transformation du TG en clitoris ; TG proéminent, infléchi vers l’arrière, masque la vulve (fente vulvaire : 2-3 mm). Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

21 cm 104 jours

Transformation du TG en clitoris ; TG proéminent, infléchi vers l’arrière, masque la vulve (fente vulvaire : 3 mm). Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm).

24 cm 115 jours

Vulve bien visible, fente vulvaire (3 mm). Clitoris bien formé, légèrement hypertrophié.

29 cm 125 jours

Clitoris en position définitive, masqué par les lèvres vulvaires. Fente vulvaire (3-4 mm). Lorsqu’on écarte les lèvres vulvaires, on observe le clitoris qui forme une protubérance de 2-3 mm. Bourgeons mammaires (∅ : 1 mm et h : 2 mm).

Tableau 18: Examen macroscopique des organes génitaux externes de fœtus bovins femelles


92

Récapitulatif sur le devenir des différentes formations embryonnaires de l’appareil génital externe chez les bovins

Le devenir des différentes formations embryonnaires de l’appareil génital externe chez les bovins est résumé dans le tableau suivant :

Mâle Femelle Tubercule génital Gland et corps du pénis Clitoris Sinus uro-génital Urètre pénien Vestibule du vagin et vulve

Plis uro-génitaux Partie du pénis entourant l’urètre pénien Lèvres vulvaires

Bourrelets scrotaux Scrotum -

Tableau 19: Devenir des différentes formations embryonnaires de l’appareil génital externe chez les bovins

4.2. PRINCIPE DU SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE En 1986, MULLER et WITTKOWSKI ont été les premiers à proposer une

technique de sexage du fœtus par échographie. Cette méthode, effectuée entre 70 et 120 jours de gestation, consiste à visualiser le scrotum chez le fœtus mâle et les bourgeons mammaires chez le fœtus femelle. Cette méthode, considérée maintenant comme un sexage tardif, a été étudié par d’autres auteurs [VIANA et MARX 1994 ; LEBASTARD 2003].

Une autre technique plus précoce, a été proposée par CURRAN et al. en 1989.

Réalisée entre 55 et 65 jours de gestation, elle consiste à apprécier la position du tubercule génital par rapport aux structures avoisinantes (cordon ombilical, queue, membres). Le tubercule génital est à l’origine du pénis chez le mâle et du clitoris chez la femelle. Ainsi, au cours de la différenciation, le tubercule génital migre de sa position initiale (entre les membres postérieurs) en direction du cordon ombilical chez le mâle et en direction de la base de la queue chez la femelle. Pour déterminer le sexe du fœtus, il convient donc de repérer si le tubercule génital se situe juste en arrière du cordon ombilical (fœtus mâle) ou à la base de la queue (fœtus femelle). Cette méthode de sexage précoce par appréciation de la position relative du tubercule génital a été reprise par de nombreux auteurs chez les bovins, ovins et équidés [CURRAN et GINTHER 1991 ; CURRAN 1992 ; NIBART 1993 ; STROUD 1994 et 1996 ; COUBROUGH et CASTELL 1998 ; TAINTURIER B. 2001].

Le principe du diagnostic du sexe du fœtus par échographie consiste donc à

repérer la position du tubercule génital entre 55 et 65 jours de gestation, puis entre 70 et 120 jours de gestation, à identifier les organes génitaux externes présents : pénis et scrotum chez le fœtus mâle et les bourgeons mammaires et le clitoris chez le fœtus femelle.


93

4.3. ETAPES DE LA METHODE DU SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE

4.3.1. Local d’examen L’examen échographique doit être effectué dans un local sombre afin d’avoir un

bon contraste et une image de qualité optimale. C’est indispensable car l’opérateur recherche des formations de taille réduite (tubercule génital, pénis, scrotum, bourgeons mammaires, clitoris).

4.3.2. Préparation de l’animal Contention

Les animaux examinés doivent être calmes et non stressés par des manipulations excessives. La contention doit être efficace car le temps de réalisation de cet examen est plus long qu’un simple diagnostic de gestation.

Les animaux ne doivent ni pouvoir avancer, reculer ou effectuer de mouvements latéraux. Ces conditions sont généralement obtenues lorsque les animaux sont attachés au cornadis.

L’opérateur se sentant en sécurité, il peut ainsi rester concentré et fixer l’écran en permanence durant la recherche des formations génitales.

Vidange rectale

Nous déconseillons de réaliser une vidange rectale sauf si les matières fécales sont trop sèches.

Quand elle est envisagée, cette vidange du rectum doit être effectuée sans appuyer sur l’utérus. En effet, en palpant l’utérus, l’opérateur peut modifier la position et la profondeur du fœtus.

Or, en début de gestation, le fœtus est souvent en décubitus latéral sur le plancher de l’utérus. Cette position est intéressante pour le diagnostic du sexe car il est alors facile d’obtenir une coupe frontale du fœtus [TAINTURIER B. 2001].

D’autre part, à partir de 65 jours de gestation, le fœtus a tendance à plonger dans la cavité abdominale. Toute manipulation de l’utérus entraîne un déplacement du fœtus vers l’avant de l’utérus. Or, plus le fœtus plonge dans la cavité abdominale, moins il est accessible et plus les images échographiques sont difficiles à interpréter car le fœtus apparaît dans le bas de l’écran, zone où la définition de l’image est la moins bonne.

Palpation trans-rectale

Pour les mêmes raisons évoquées ci-dessus, il faut absolument éviter de manipuler l’utérus de la vache avant l’examen échographique.


94

4.3.3. Préparation de l’échographe Les sondes linéaires et sectorielles, conçues pour l’exploration trans-rectale,

peuvent être employées pour le diagnostic du sexe du fœtus. Pour cet examen échographique, les sondes sectorielles présentent deux avantages par rapport aux sondes linéaires :

Le champ d’exploration se situe en avant du transducteur ; ainsi un fœtus qui plonge est plus facilement accessible avec une sonde sectorielle qu’avec une sonde linéaire dont le champ d’exploration se situe au niveau même du transducteur,

L’opérateur peut facilement passer d’un plan de coupe du fœtus à un autre, en faisant pivoter la sonde sur elle-même d’un quart de tour (Figure 34).

Une sonde de fréquence 5 MHz est un bon compromis entre profondeur

d’exploration et définition de l’image pour réaliser le diagnostic du sexe. Le recours à une sonde dont la fréquence est de 7,5 MHz, offre une meilleure résolution de l’image échographique, ce qui est intéressant pour la détermination du sexe du fœtus où l’on recherche des formations de taille réduite (tubercule génital, bourgeons mammaires…). En revanche, comme nous l’avons dit dans la première partie, plus la fréquence de la sonde est élevée, plus la profondeur d’exploration est réduite. Par conséquent, quand le fœtus plonge dans la cavité abdominale, il devient de moins en moins accessible d’autant plus que la fréquence de la sonde employée est élevée.

L’appareil échographique utilisé doit être bien réglé. L’augmentation de la

puissance du faisceau ultrasonore permet d’améliorer le contraste, c’est-à-dire d’augmenter les différences d’échogénicité naturelle entre les structures fœtales recherchées (tubercule génital, scrotum, pénis, bourgeons mammaires) et les structures adjacentes [LEBASTARD 2003].

Lorsque l’échographe est posé sur un support, l’écran doit être placé à un

mètre maximum de l’opérateur afin que ce dernier puisse bien visualiser l’image et la « geler » au besoin. Malgré leur écran de taille réduite, l’utilisation d’appareils portables en bandoulière ou sur l’avant-bras est très appréciable pour cet examen car l’opérateur est dans une position plus confortable. De plus, il est plus près de l’écran et peut l’orienter de manière optimale pour bien visualiser l’image.

Bien entendu, avant d’introduire la sonde dans le rectum de la vache, elle est protégée par une gaine plastique à usage unique préalablement enduite de gel de contact.


95

Coupe frontale avec l’axe du fœtus

perpendiculaire au faisceau ultrasonore

Coupe transversale avec le faisceau

ultrasonore perpendiculaire à la direction des membres du foetus

Coupe frontale avec l’axe du fœtus parallèle

au faisceau ultrasonore

Coupe longitudinale avec l’axe du fœtus

parallèle au faisceau ultrasonore

Coupe longitudinale avec l’axe du fœtus perpendiculaire au faisceau ultrasonore

Coupe transversale avec le faisceau

ultrasonore parallèle à la direction des membres du foetus

Figure 34: Effet de la rotation d’un quart de tour d’une sonde sectorielle sur le plan

de coupe échographique du fœtus (CROS N.)

Rotation ¼ tour

Rotation ¼ tour

Rotation ¼ tour


96

4.3.4. Coupes échographiques utilisables pour le diagnostic du sexe

Toute la difficulté du sexage repose sur l’obtention d’une bonne coupe

échographique du foetus. Pour le diagnostic du sexe, trois coupes échographiques du fœtus sont

intéressantes en fonction du stade de gestation (Figure 35) [KAHN 1994 ; STROUD 1994] :

- La coupe frontale ou horizontale (Photo 26) permet de visualiser sur un même

plan de coupe le tubercule génital et les structures avoisinantes (cordon ombilical, membres postérieurs, queue, membres antérieurs, tête, corps…). Elle est donc recherchée pour le sexage précoce car elle permet d’effectuer un sexage fiable. Elle est également recherchée pour visualiser les quatre bourgeons mammaires du fœtus femelle lors de sexage tardif. Cependant, cette coupe est souvent difficile à réaliser.

Photo 26: Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 54 jours (UCRA-ENVL)

- La coupe transversale (Photo 27) est plus facile à obtenir. Elle est

intéressante, surtout pour le sexage tardif, c’est-à-dire quand le fœtus a une taille trop importante pour apparaître en entier à l’écran. Dans ce cas, il convient d’effectuer des coupes transversales au niveau de l’attache abdominale du cordon ombilical et entre les deux membres postérieurs pour rechercher respectivement l’extrémité du pénis et le scrotum ou les bourgeons mammaires. Lors de sexage précoce, la coupe transversale est plus difficile à interpréter car l’opérateur ne voit pas simultanément le tubercule génital et les structures avoisinantes intéressantes (cordon ombilical, queue...).

Membres postérieurs

Queue

Corps

Membres antérieurs

Tête


97

Photo 27: Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 110 jours (UCRA-ENVL)

- La coupe longitudinale ou sagittale (Photo 28) est la moins intéressante pour

le sexage. Toutefois, LEBASTARD (2003) considère qu’elle est utile pour le sexage tardif car elle permet de visualiser simultanément le scrotum et l’extrémité du pénis qui apparaît juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. En outre, ce plan de coupe est recherché pour estimer l’âge du fœtus en fonction de la longueur vertex-coccyx.

Photo 28: Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 90 jours (Echographie en bain d’eau) (UCRA-ENVL)

En pratique, les coupes observées sont souvent intermédiaires entre ces trois

coupes.


Corps

Cotylédons

Colonne vertébrale

EstomacMembre

postérieur Corps


98

Figure 35: Représentation schématique et désignation des différents plans de coupe : 1) coupe longitudinale ou sagittale, 2) coupe frontale ou horizontale, 3)

coupe transversale [KAHN 1994]

4.3.5. Méthodologie Repérage et positionnement du fœtus

La sonde préalablement protégée est introduite dans le rectum de l’animal en évitant d’appuyer sur l’utérus. L’opérateur tient la sonde de manière à ce que le faisceau ultrasonore soit dans un plan vertical, comme pour réaliser une coupe sagittale de la vache. Il appuie légèrement sur l’utérus avec la partie émettrice de la sonde pour avoir un bon contact.

Pour « balayer » l’ensemble de l’utérus, le manipulateur déplace lentement la

sonde d’un côté jusqu’à ce que l’utérus disparaisse de l’écran, puis de l’autre côté. Pour repérer le fœtus et effectuer le sexage, la sonde doit être introduite plus profondément que pour un simple diagnostic de gestation. Lorsque le fœtus plonge dans la cavité abdominale, il est plus difficilement accessible avec une sonde linéaire. Dans ce cas, avec ce type de sonde, il faut aborder l’utérus latéralement afin de rapprocher la sonde du fœtus. Le fœtus se situe dans la cavité amniotique dont la membrane apparaît à l’écran dès J30, fine, hyperéchogène et ondulante (Photo 29) [KAHN 1994].


99

Photo 29: Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 80 jours montrant la membrane de la cavité amniotique

(UCRA-ENVL) Une fois le fœtus repéré, il faut essayer de le positionner au centre de l’écran

(zone de meilleure définition). Pour cela, avec une sonde linéaire, il suffit d’avancer ou de reculer le transducteur et d’effectuer une pression plus ou moins importante sur l’utérus. Avec une sonde sectorielle, il faut avancer le transducteur si le fœtus est en bas de l’image ou le reculer si le fœtus est trop haut. Tout en maintenant un plan de coupe vertical, il faut incliner la sonde ventralement si le fœtus est sur le bord droit de l’écran et dorsalement si le fœtus est sur le bord gauche. Avec ce type de sonde, il est capital de bien décomposer les différents mouvements pour éviter de se « perdre » durant l’examen. En pratique, il convient d’effectuer un premier balayage d’un côté et de l’autre, puis un second balayage après avoir légèrement incliné la sonde dorsalement ou ventralement, et ainsi de suite jusqu’à ce que le fœtus soit repéré et placé au centre de l’écran.

Orientation du fœtus

L’opérateur détermine par quel plan de coupe est traversé le fœtus. Il oriente le fœtus en repérant les extrémités crâniale et caudale ainsi que les faces dorsale et ventrale. Le train antérieur est aisément identifiable : la tête a une forme particulière

Cotylédon

Membrane de la cavité amniotique Membre postérieur

Corps


100

et très échogène (Photos 30 et 31) dès J50 car c’est le premier point d’ossification ; l’orbite visible dès J40 apparaît comme une structure circulaire anéchogène ; le thorax a une image caractéristique (en coupe frontale, la section transversale des côtes des deux parois thoraciques donnent deux lignes hyperéchogènes formant un cône ; en coupe longitudinale, les côtes apparaissent sous forme de lignes hyperéchogènes parallèles).

Photo 30: Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 89 jours (UCRA-ENVL)

Photo 31: Coupe frontale du train antérieur d’un fœtus mâle âgé de 97 jours (UCRA-ENVL)

Colonne vertébrale

Cou

Tête

Tête Cou

Section transversale

des côtes


101

L’abdomen est facilement repérable car il possède une grande zone anéchogène, l’estomac. La colonne vertébrale qui s’ossifie vers deux mois permet de déterminer la face dorsale (Photos 30 et 34). La face ventrale est celle où le cordon ombilical et les membres s’attachent au corps du fœtus. Au cours de l’examen, le cordon ombilical est facilement identifiable, il apparaît comme une structure tubulaire non rectiligne d’échogénicité moyenne (Photos 32 et 34). A 3 mois de gestation, il est possible d’observer les paires d’artères et de veines ombilicales qui en coupe transversale donnent quatre cavités anéchogènes. Les membres apparaissent comme des structures linéaires rectilignes dont l’échogénicité augmente avec l’ossification (Photos 28 et 34). Durant l’examen, la palpation de l’utérus et les ultrasons peuvent stimuler le fœtus qui change alors de position. Par un balayage rapide, l’opérateur doit être capable de déterminer la nouvelle orientation du fœtus.

Photo 32: Coupe transversale de fœtus mâle âgé de 71 jours (UCRA-ENVL)

Obtention d’une coupe échographique désirée

Une fois le fœtus orienté, le manipulateur peut modifier la position et l’orientation de la sonde pour obtenir la coupe échographique désirée. Au début, la sonde est placée au-dessus de l’utérus. Avec une sonde sectorielle, le fait de la faire pivoter sur elle-même d’un quart de tour permet d’obtenir souvent la coupe recherchée (Figure 34). Dans le cas contraire, il faut essayer d’aborder l’utérus latéralement. TAINTURIER B. (2001) signale que pour obtenir la coupe échographique désirée avec une sonde linéaire, l’opérateur peut positionner la sonde outre au-dessus de l’utérus, latéralement ou crânialement à l’utérus, voir dans quelques rares cas sous l’utérus (avant 65 jours de gestation).

Lorsque le fœtus est très mal orienté, il arrive que l’examen échographique soit difficile quelque soit la position de la sonde. Dans ce cas, le manipulateur essaie de déplacer légèrement le fœtus pour modifier son orientation et ainsi obtenir une coupe échographique favorable au diagnostic du sexe. Pour cela, il convient de placer la sonde latéralement à l’utérus et d’exercer des pressions répétées sur l’utérus. Ces pressions transmises au fœtus par les liquides fœtaux font qu’il peut pivoter ou se retourner. Bien entendu, cette opération doit être effectuée avec délicatesse pour ne pas traumatiser le fœtus. Si elle donne de bons résultats, cette technique n’est plus possible après 65 jours de gestation car le fœtus a tendance à plonger dans la cavité abdominale [TAINTURIER B. 2001].

Cordon ombilical

Extrémité du pénis

Corps


102

Détermination du sexe Pour déterminer le sexe du fœtus, l’opérateur doit s’appliquer à examiner

attentivement la région voisine du cordon ombilical et le train postérieur du fœtus. Le transducteur doit être déplacé lentement. Lorsque le manipulateur souhaite apprécier la position du tubercule génital (période de sexage précoce), il recherche idéalement une coupe frontale car c’est la seule coupe permettant de voir simultanément le tubercule génital, le cordon ombilical, la queue et les membres postérieurs [STROUD 1994]. Si le tubercule génital se situe juste en arrière du cordon ombilical, il s’agit d’un fœtus mâle. Si le tubercule génital se situe à la base de la queue, il s’agit d’un fœtus femelle.

En période de sexage tardif, l’opérateur réalise des coupes transversales ou

longitudinales de la zone située juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical pour voir s’il y a ou non un renflement échogène (extrémité du pénis). Puis, sur des coupes transversales, il recherche entre les membres postérieurs un renflement correspondant au scrotum ou deux petits traits hyperéchogènes, rapprochés, en relief par rapport à l’abdomen et qui correspondent aux bourgeons mammaires. En coupe frontale, les bourgeons mammaires apparaissent comme quatre points hyperéchogènes. Enfin, la base de la queue est observée : on recherche chez la femelle le tubercule génital qui va se transformer en clitoris. Cette dernière zone reste toutefois difficile à examiner à ce stade de gestation [STROUD 1994].

Si l’opérateur observe un renflement échogène juste en arrière de l’attache

abdominale du cordon ombilical et un autre entre les membres postérieurs, il s’agit d’un fœtus mâle.

Si aucun renflement n’est présent juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical et que l’on observe des petits traits hyperéchogènes (bourgeons mammaires) entre les membres postérieurs, il s’agit d’un fœtus femelle.

Quand l’examen est long (10 min), le fœtus s’enfonce encore plus et devient

inaccessible. Deux attitudes sont possibles : l’expectative et la manipulation de l’utérus. La première technique consiste à interrompre l’examen pendant 10-15 min le temps que le fœtus s’il n’est pas trop lourd (< 80 jours) remonte en direction du plancher du bassin et retrouve sa position initiale. La manipulation de l’utérus consiste à masser délicatement l’utérus vers l’arrière afin de ramener le fœtus vers l’opérateur [TAINTURIER B. 2001]. Quand malgré ces techniques, le fœtus reste inaccessible car il est trop profond, le diagnostic du sexe par échographie est impossible.


103

4.3.6. Etude échographique de l’appareil génital externe du fœtus bovin

Avant le 45e jour de gestation, le tubercule génital n’est pas visible à l’échographie.

Entre le 45e et le 50e jour de gestation, il est difficilement observé dans la région inguinale du fœtus.

Puis, à partir du 50e jour de gestation, le tubercule génital migre crânialement en direction du cordon ombilical chez le fœtus mâle et caudalement en direction de la queue chez le fœtus femelle. Au 52e jour de gestation, le tubercule génital se situe à mi-distance entre sa position initiale (entre les deux postérieurs) et sa position finale (en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical chez le fœtus mâle et à la base de la queue chez le fœtus femelle) [TAINTURIER D. et al. 2003b]. Ainsi, à partir du 52e jour de gestation, le diagnostic du sexe du fœtus est possible mais reste difficile [TAINTURIER B. et al. 2003a].

En pratique, nous considérons qu’il est préférable d’attendre le 55e jour de gestation pour la détermination du sexe.

A l’échographie, le tubercule génital apparaît sous la forme d’une structure

hyperéchogène et bilobée ; chaque lobe ayant une forme ovale [CURRAN 1992]. Le tubercule génital apparaît formé de deux petits traits hyperéchogènes, parallèles entre eux, donnant l’aspect d’un symbole « égal » [CURRAN 1992 ; TAINTURIER B. et al. 2004]. Cependant, notre examen macroscopique et l’étude histologique de fœtus bovins de TAINTURIER B. et al. (2004) montrent que le tubercule génital est, à ce stade, une structure circulaire, unilobée et de forte densité cellulaire. Le caractère hyperéchogène du tubercule génital s’explique par sa forte densité cellulaire par rapport aux tissus avoisinants pauvres en cellules. La variation d’impédance acoustique entre le tubercule génital et les tissus avoisinants est importante. Ainsi, la majorité des ultrasons rencontrant cette interface échographique (tubercule génital – tissus avoisinants) sont réfléchis vers la sonde. Le caractère bilobé à l’échographie est dû à un artéfact de réflexion spéculaire des ultrasons [TAINTURIER B. et al. 2004]. En effet, pour être réfléchis vers la sonde, les ultrasons doivent rencontrer une structure perpendiculaire au faisceau d’ultrasons. Le tubercule génital étant une structure circulaire, seuls les ultrasons rencontrant les extrémités supérieure et inférieure du tubercule génital (surfaces perpendiculaires au faisceau ultrasonore) reviennent à la sonde. Au contraire, les ultrasons rencontrant les surfaces latérales du tubercule génital (surfaces arrondies) sont déviés et ne reviennent pas à la sonde. C’est pourquoi, le tubercule génital apparaît à l’écran sous la forme de deux éléments hyperéchogènes, proches et parallèles, situés l’un en dessous de l’autre. Quelque soit la position du tubercule génital, les deux éléments hyperéchogènes le matérialisant à l’écran, sont toujours perpendiculaires au faisceau ultrasonore.


104

4.3.6.1. Fœtus mâle Chez le fœtus mâle, au 55e jour de gestation, le tubercule génital est nettement

décalé crânialement (Photo 33).

Photo 33: Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 55 jours (UCRA-ENVL)

Vers le 58e-60e jour de gestation, le tubercule génital a fini sa migration. Il se

situe juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. A l’échographie, en coupe frontale, il apparaît sous la forme d’une structure hyperéchogène et bilobée (symbole « égal »). Le tubercule génital reste visible sous cet aspect jusqu’au 70e jour de gestation. En coupe longitudinale, le tubercule génital apparaît comme une protubérance échogène située juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical (Photo 34). Entre le 70e et le 75e jour de gestation, le tubercule génital se transforme en pénis, il devient hypoéchogène et moins facilement observable à l’échographie. A partir du 75e jour de gestation, l’extrémité du pénis est visualisable à l’échographie. Elle apparaît sous la forme d’une structure circulaire, échogène, bilobée ou parfois trilobée et se situe juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. A partir du 95e jour de gestation, l’extrémité du pénis devient hypoéchogène et est difficilement visualisable à l’échographie [TAINTURIER B. 2001].


Tubercule génitalTête

Queue Corps Membres

antérieurs


105

Photo 34: Coupe longitudinale de fœtus mâle âgé de 68 jours (UCRA-ENVL)

TAINTURIER D. et al. (2003b) signalent que vers le 57e jour de gestation, les

bourrelets scrotaux à l’origine du scrotum chez le mâle et le corps du pénis sont visibles (Photo 35). Les bourrelets scrotaux correspondent à deux points échogènes, situés entre les membres postérieurs de part et d’autre du corps du pénis. Ce dernier apparaît sous la forme d’une ligne échogène visible dans le plan de symétrie du fœtus et s’étendant du cordon ombilical à l’anus. Après le 70e jour, le corps du pénis est difficile à visualiser. Il semblerait que ces structures soient assez difficiles à observer. Il est nécessaire d’obtenir une coupe frontale « stricte » du fœtus.

Photo 35: Coupe frontale de fœtus mâle âgé de 58 jours (TAINTURIER B.)

Tubercule génital

Membre postérieur

Queue

Bourrelets scrotaux

Corps du pénis

Membre antérieur

Cou

Corps Colonne

vertébrale Membre

postérieur

Membre antérieur Cordon ombilical

Tubercule génital


106

Le scrotum est observable à l’échographie à partir du 70e jour de gestation (Figure 36). Il apparaît sous la forme d’une structure échogène et trilobée, située entre les membres postérieurs. Les deux éléments échogènes latéraux correspondent aux parois du scrotum et l’élément échogène central correspond au septum scrotal. A partir du 75e jour de gestation, le scrotum est bien visible. En coupe transversale, il correspond à un petit renflement échogène entre les membres postérieurs (Photo 36). A partir du 90e jour de gestation, ce renflement prend un aspect globuleux caractéristique en coupe transversale. Notre étude macroscopique des fœtus bovins permet de dire que les cavités vaginales et les testicules descendent dans le scrotum respectivement vers 100 jours et 140-160 jours de gestation. Nous confirmons donc les propos de TAINTURIER B. et al. (2003a) qui affirment que les deux cavités anéchogènes parfois visibles au sein du scrotum entre le 105e et le 115e jour de gestation, sont les cavités vaginales et non les testicules. A partir du 105e-110e jour de gestation, le diagnostic du sexe est difficile car le fœtus est plongeant dans la cavité abdominale. Si le fœtus est en présentation postérieure, le train postérieur du fœtus est plus facilement accessible et la visualisation du scrotum est possible. En revanche, si le fœtus est en présentation antérieure, le train postérieur est difficilement accessible et le scrotum n’est pas visible. De plus, l’ossification du bassin et des membres du fœtus entraîne des cônes d’ombre qui peuvent gêner la bonne visualisation du scrotum dans la région inguinale du fœtus.

Photo 36: Coupe transversale de fœtus mâle âgé de 83 jours (UCRA-ENVL)

Migration

du TG Persistance

du TG Persistance de l’extrémité du pénis

Disparition de l’extrémité du pénis

Bourrelets

scrotaux Scrotum +/- trilobé Scrotum avec descente des

cavités vaginales

50 60 70 80 90 100 110 120 jours

Figure 36: Evolution des organes génitaux externes visibles à l’échographie chez le fœtus mâle [D’après TAINTURIER B. 2001]

Scrotum



107

4.3.6.2. Fœtus femelle Chez le fœtus femelle, au 55e jour de gestation, le tubercule génital est

nettement décalé caudalement (Photo 37). Vers le 60e jour de gestation, il a fini sa migration et se situe à la base de la queue. A l’échographie, il apparaît, comme chez le fœtus mâle, sous la forme d’une structure hyperéchogène et bilobée (symbole « égal »).

Photo 37: Coupe frontale de fœtus femelle âgé de 56 jours (UCRA-ENVL)

Le tubercule génital est bien visible jusqu’au 65e jour de gestation. Puis entre le

66e et le 75e jour de gestation, TAINTURIER B. (2001) note que le tubercule génital a toujours le même aspect bilobé mais est difficile à observer, surtout en coupe transversale. Entre le 75e et le 80e jour de gestation, le tubercule génital est plus facile à visualiser. Il est plus facile de le localiser sur des coupes frontales que sur des coupes transversales. Entre le 80e et le 90e jour de gestation, TAINTURIER B. (2001) signale que le tubercule génital souvent bilobé mais parfois trilobé est difficile à observer et à différencier des structures hyperéchogènes avoisinantes (vertèbres coccygiennes et lombo-sacrées, pointes ischiatiques du bassin). Entre le 90e et le 100e jour de gestation, il semblerait plus facilement visualisable en coupe frontale. Vers le 100e jour de gestation, le tubercule génital se transforme en clitoris. A l’échographie, le clitoris apparaît sous la forme d’une masse échogène et globuleuse, située sous la queue (Figure 37). TAINTURIER B. (2001) note que l’image typique du clitoris a une forme triangulaire mais qu’elle reste rarement visible. Au cours de notre étude, nous n’avons pas observée cette image typique du clitoris.

Tubercule génital

Membrane de la cavité amniotique

Queue

Membres postérieurs Tête

Corps


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Les bourgeons mammaires apparaissent à l’échographie sous la forme de quatre points hyperéchogènes disposés en trapèze lors de coupe frontale et de deux traits fins, hyperéchogènes, proches et parallèles lors de coupe transversale (Photo 38). Ils sont situés dans la région inguinale du fœtus et sont visualisables à partir du 80e jour de gestation (Figure 37). A partir du 90e jour de gestation, les bourgeons mammaires peuvent donner en coupe frontale une image hyperéchogène bilobée. Comme c’est le cas pour le tubercule génital, il semblerait qu’un artéfact de réflexion spéculaire des ultrasons sur le bourgeon mammaire (structure circulaire), soit à l’origine de cet aspect bilobé [TAINTURIER B. et al. 2004]. A noter que chez le fœtus mâle, les bourgeons mammaires, visibles macroscopiquement à ce stade, n’apparaissent pas à l’échographie.

Photo 38: Coupe transversale de fœtus femelle âgé de 96 jours (UCRA-ENVL)

Tout comme chez le fœtus mâle, à partir du 105e-110e jour de gestation, le

diagnostic du sexe est difficile car le fœtus est plongeant dans la cavité abdominale. Si le fœtus est en présentation postérieure, le train postérieur du fœtus est plus facilement accessible et la visualisation des bourgeons mammaires est possible. En revanche, si le fœtus est en présentation antérieure, le train postérieur est difficilement accessible et les bourgeons mammaires ne sont pas visibles. De plus, l’ossification du bassin et des membres du fœtus entraîne des cônes d’ombre qui peuvent gêner la bonne visualisation des bourgeons mammaires dans la région inguinale du fœtus.

Membres postérieursBourgeons

mammaires


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Migration du TG Persistance du TG Clitoris

Bourgeons mammaires :

Apparition Persistance Disparition

50 60 70 80 90 100 110 120 jours

Figure 37: Evolution des organes génitaux externes visibles à l’échographie chez le fœtus femelle [D’après TAINTURIER B. 2001]

La littérature laisse penser que le diagnostic du sexe du fœtus par échographie est impossible après le 120e jour de gestation car le fœtus est trop plongeant [MULLER et WITTKOWSKI 1986 ; LEBASTARD 2003 ; TAINTURIER B. et al. 2003].

4.3.6.3. Bilan : critères de choix pour le diagnostic du sexe en fonction du stade de gestation

Le tableau 20 résume quels sont les organes à visualiser pour le diagnostic du sexe selon le stade de gestation.

Stade de gestation Fœtus mâle Fœtus femelle

55-60 jours Migration du tubercule génital

Migration du tubercule génital

60-65 jours Tubercule génital

65-75 jours Tubercule génital et scrotum

75-80 jours

Tubercule génital

80-100 jours Bourgeons mammaires et tubercule génital

100-120 jours

Scrotum et extrémité du pénis

Clitoris et bourgeons mammaires

Tableau 20: Critères de choix pour le diagnostic du sexe du fœtus selon le stade de gestation [D’après TAINTURIER B. et al. 2003a]

4.4. PERIODES DE SEXAGE

4.4.1. Période de sexage précoce La période de sexage précoce est comprise entre le 55e et le 65e jour de

gestation. Pendant cette période, le diagnostic du sexe est basé sur la position du tubercule génital. Si le tubercule génital migre en direction du cordon ombilical, il s’agit d’un fœtus mâle. S’il migre en direction de la queue, il s’agit d’un fœtus femelle.


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Pour un sexage fiable entre 55 et 60 jours de gestation, l’opérateur doit obtenir des coupes frontales. Entre 60 et 65 jours de gestation, il peut réaliser des coupes frontales ou transversales [TAINTURIER B. 2001].

Cette période a été étudiée en premier par CURRAN et al. (1989), puis reprise par de nombreux auteurs [CURRAN et GINTHER 1991 ; CURRAN 1992 ; NIBART 1993 ; KAHN 1994 ; STROUD 1994 et 1996 ; TAINTURIER B. 2001].

4.4.2. Période de sexage intermédiaire La période intermédiaire, définie par TAINTURIER B. (2001), est comprise

entre le 65e et le 80e jour de gestation. Durant cette période, l’examen échographique consiste à rechercher le tubercule génital, le pénis et le scrotum chez le foetus mâle, et le tubercule génital chez le fœtus femelle. Pour cela, l’opérateur réalise des coupes frontales de préférence ou transversales du fœtus.

La détermination du sexe du fœtus reste difficile pendant cette période car le scrotum est peu développé et l’extrémité crâniale du pénis est souvent hypoéchogène au moment de la transformation du tubercule génital en pénis.

4.4.3. Période de sexage tardif La période de sexage tardif, définie par TAINTURIER B. (2001), est comprise

entre le 80e et le 100e jour de gestation. La détermination du sexe du fœtus par échographie est difficile après 100 jours de gestation et impossible à partir du 120e jour de gestation. Durant la période de sexage tardif (80-100 jours), le diagnostic du sexe est basé sur la présence du pénis et du scrotum chez le fœtus mâle, et la présence des bourgeons mammaires et du tubercule génital chez le fœtus femelle.

L’opérateur peut réaliser des coupes longitudinales ou transversales pour rechercher le pénis et le scrotum. Ensuite, il effectue des coupes transversales ou frontales pour rechercher les bourgeons mammaires.

LEBASTARD (2003) reprend la période étudiée par MULLER et WITTKOWSKI (1986), pour définir une période de sexage tardif comprise entre le 70e et le 120e jour de gestation. La technique de sexage consiste à rechercher le pénis et le scrotum chez le mâle et les trayons chez la femelle.

La différence entre les périodes de sexage tardif proposées par TAINTURIER B. (2001) (jusqu’au 100e jour de gestation) et LEBASTARD (2003) résulte probablement du type de sonde utilisée. LEBASTARD, tout comme MULLER et WITTKOWSKI, utilise une sonde sectorielle qui permet une exploration plus profonde alors que TAINTURIER B. emploie une sonde linéaire. Cependant, malgré l’utilisation d’une sonde sectorielle, le diagnostic du sexe reste souvent très difficile après le 110e jour de gestation. Ainsi, pour être quasiment sûr d’avoir un fœtus accessible, il convient d’effectuer l’examen échographique avant le 100e jour de gestation.

4.5. RESULTATS Avec un minimum d’expérience, le diagnostic du sexe du fœtus par

échographie est une méthode fiable, rapide et non traumatisante. MULLER et WITTKOWSKI (1986) obtiennent un taux d’exactitude de 88 % sur

un groupe de 65 vaches examinées pendant 5 minutes maximum, entre 70 et 120 jours de gestation. Pour les diagnostics qualifiés de « sûr » (52 vaches), le taux d’exactitude s’élève à 94 %.


111

WIDEMAN et al. (1989) obtiennent un taux d’exactitude de 100 % sur 20 vaches examinées entre 63 et 73 jours de gestation.

CURRAN et GINTHER (1991) obtiennent un résultat dans 95 % des cas, avec un taux d’exactitude de 96 % sur 97 diagnostics établis entre 50 et 100 jours de gestation. Ce taux d’exactitude atteint 100 % pour les diagnostics dont l’exactitude prévue est maximale (soit 2/3 des diagnostics). Le temps qu’ils mettent pour établir un diagnostic du sexe (une fois la vidange rectale effectuée) est en moyenne de 1 minute 53 secondes (écart de 16sec à 8min 30sec).

VIANA et MARX (1994) donne un résultat pour 92 % des animaux examinés et obtiennent un taux d’exactitude de 96 % sur 618 diagnostics possibles, réalisés entre 60 et 90 jours de gestation.

Depuis 1989, STROUD (1996) effectue du sexage de fœtus bovins entre 60 et 100 jours de gestation. Il obtient un taux d’exactitude de plus de 97 % en pratique courante. Il observe que la majorité de ses erreurs ont eu lieu durant ses premières années de pratique. Il lui faut en moyenne 25 à 30 secondes pour sexer un fœtus (15 à 25 sec pour un fœtus mâle et 40 à 50 sec pour un fœtus femelle), et occasionnellement 3 à 4 minutes dans certains cas.

TAINTURIER B. (2001) obtient un taux d’exactitude de 81 % sur 100 vaches examinées entre 54 et 69 jours de gestation. Pour les diagnostics qualifiés de « sûr », le taux d’exactitude s’élève à 92 %. Le temps de sexage est en moyenne de 3 minutes 20 secondes chez le fœtus mâle et de 5 minutes 10 secondes chez le fœtus femelle. Le temps de sexage peut atteindre 20 minutes pour quelques cas. L’auteur signale que ses résultats s’expliquent par sa faible expérience.

COUBROUGH et CASTELL (1998) ont réalisé une étude de détermination du sexe du fœtus chez 29 brebis. Ils obtiennent un résultat pour 93 % des animaux examinés avec un taux d’exactitude de 89 %, pour une durée moyenne de 9 minutes par animal.

La littérature rapporte que le taux d’avortement après diagnostic du sexe du fœtus par échographie varie de 2 à 3 % [CURRAN et GINTHER 1991 ; NIBART 1993 ; TAINTURIER B. 2001], ce qui est semblable à celui observé chez les bovins dans les conditions normales (2-3 % d’avortement). Le diagnostic du sexe du fœtus par échographie possède une bonne innocuité. Réalisée convenablement, cette technique est sans danger pour le fœtus.

4.6. RISQUES D’ERREUR La fiabilité du diagnostic du sexe dépend avant tout, de l’obtention de bonnes

coupes échographiques. Lors de diagnostic tardif, réalisé entre 80 et 100 jours de gestation, la

détermination du sexe est basée sur la présence de plusieurs organes : le pénis et le scrotum chez le fœtus mâle, et les bourgeons mammaires et le tubercule génital chez le fœtus femelle. Si l’extrémité crâniale du pénis et le tubercule génital femelle peuvent être confondus respectivement avec le cordon ombilical et la queue, le scrotum et les bourgeons mammaires peuvent difficilement être confondus avec une autre structure fœtale. Par conséquent, il n’existe pas de risque d’erreur particulier pendant cette période.

Au contraire, lors de diagnostic précoce, réalisé entre 55 et 65 jours de gestation, des erreurs sont possibles. Pendant cette période, la détermination du sexe est basée sur un seul critère, la position du tubercule génital. L’opérateur peut


112

donc confondre le tubercule génital avec des structures avoisinantes (cordon ombilical, queue…).

Confusion entre le cordon ombilical et le tubercule génital mâle

Chez le fœtus mâle, la migration du tubercule génital s’achève juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical.

La paroi des deux artères ombilicales qui sont situées dans la partie caudale du cordon, est visualisée à l’écran sous la forme d’un élément échogène trilobé, voir bilobé sur certaines coupes. Ainsi, il est possible de confondre cet élément échogène bilobé du cordon ombilical avec le tubercule génital mâle dont la taille est semblable et qui apparaît à l’écran sous la forme d’un élément bilobé hyperéchogène [TAINTURIER B. et al. 2003b].

C’est pourquoi, afin d’éviter une erreur, il est recommandé, pour un diagnostic précoce, de visualiser le cordon ombilical et le tubercule génital mâle simultanément sur une coupe frontale pour conclure à un fœtus mâle.

Confusion entre la queue et le tubercule génital

Chez le fœtus femelle, la migration du tubercule génital s’achève à la base de la queue.

Les vertèbres coccygiennes de la queue apparaissent à l’échographie, comme une succession de points hyperéchogènes (Photo 39).

Photo 39: Coupe oblique de fœtus femelle âgé de 99 jours (UCRA-ENVL)

Quand une seule vertèbre coccygienne est traversée par le faisceau

ultrasonore, un seul point échogène correspondant à la queue apparaît à l’écran sous forme d’un petit élément hyperéchogène et bilobé. Il est donc possible de confondre le tubercule génital femelle avec la coupe d’une vertèbre coccygienne ou avec l’extrémité de la queue qui se positionne fréquemment à proximité de l’emplacement du tubercule génital femelle quand la queue est repliée entre les membres postérieurs [TAINTURIER B. et al. 2003b].

Sur une coupe transversale, l’opérateur peut également confondre le tubercule génital mâle avec l’extrémité de la queue qui apparaît juste en arrière du cordon ombilical lorsqu’elle est repliée entre les membres postérieurs, [STROUD 1994].

Afin d’éviter ce type d’erreur lors de diagnostic précoce, il est recommandé d’observer le tubercule génital femelle et la queue sur une même coupe frontale pour conclure à un fœtus femelle.

Vertèbres coccygiennes

Os du bassin

Cônes d’ombre


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Confusion entre le corps du pénis et le raphé médian du fœtus

femelle TAINTURIER B. (2001) signale que la détermination du sexe peut être facilitée

chez le foetus mâle par la visualisation de deux structures absentes chez le fœtus femelle : les bourrelets scrotaux (futur scrotum) et le corps du pénis qui apparaissent à l’écran, en coupe frontale seulement, respectivement sous la forme de deux points échogènes et d’une ligne échogène visible dans le plan de symétrie du fœtus, caudalement au cordon ombilical.

Sur des coupes frontales uniquement, le corps du pénis peut être confondu avec le raphé médian présent chez le fœtus femelle [TAINTURIER B. et al. 2003b]. Ces deux structures ont la même localisation et donnent des images échographiques semblables pouvant être à l’origine de diagnostic erroné chez le fœtus femelle.

En pratique, TAINTURIER B. et al. (2003b) conseillent donc de ne pas tenir compte de ces éléments (corps du pénis pour le fœtus mâle, raphé médian pour le fœtus femelle) pour déterminer le sexe du fœtus.

Mauvaise position du fœtus

Quelque soit le stade de gestation, une mauvaise position du fœtus peut rendre les structures génitales difficilement visualisables et donc être à l’origine d’erreur de diagnostic. Par exemple, lors de diagnostic précoce, l’opérateur n’arrive pas à bien repérer la position du tubercule génital par rapport aux structures avoisinantes. Lors de diagnostic tardif, la région entre les membres postérieurs reste inobservable et l’opérateur tente de déterminer le sexe en regardant seulement la région ombilicale et la base de la queue. Quand le fœtus est trop profond et qu’il apparaît seulement en bas de l’écran (zone de définition médiocre) ou que seule la région ombilicale est visualisable, le risque d’erreur est important.

Au cours de l’examen échographique, le fœtus est mobile et change souvent d’orientation, ce qui complique le diagnostic et peut entraîner des erreurs. Pour établir un diagnostic fiable, l’opérateur doit savoir en permanence quelle est la nature des structures visualisées à l’écran. Pour cela, il doit être capable d’orienter le fœtus à tout moment. Quand le fœtus change de position, un balayage rapide du corps du fœtus permet au manipulateur de repérer des structures caractéristiques (tête, thorax, estomac, cordon ombilical…) et de connaître ainsi sa nouvelle orientation.

Conditions d’examen

L’examen échographique d’animaux mal contenus et stressés, l’utilisation d’un échographe de mauvaise qualité ou mal réglé, la mauvaise vision de l’image (appareil trop loin de l’opérateur, lumière ambiante trop intense) et le manque d’expérience de l’opérateur, peuvent être à l’origine d’erreur de diagnostic. En effet, ces facteurs qui rendent l’obtention de bonnes coupes échographiques difficile, influent grandement sur la fiabilité du diagnostic du sexe.

Pour limiter les erreurs, il convient d’observer systématiquement pour chaque examen plusieurs fois les régions clés (l’arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical, la base de la queue, la région entre les membres postérieurs).


114

4.7. APPLICATION EN CLIENTELE En clientèle, le sexage est réalisable lors de suivis de fécondité. Au cours de

cette visite, le praticien : - examine les vaches à environ un mois post-partum pour contrôler l’involution

utérine et l’absence de métrite, - examine les vaches présentant des troubles de la reproduction (anoestrus,

échec à l’IA, contrôle de l’efficacité du traitement d’une métrite…), - réalise le diagnostic de gestation par échographie dès 30 jours de gestation, - confirme la gestation (absence de mortalité embryonnaire) et réalise le sexage

à partir du 55e jour de gestation sur les animaux choisis. Le suivi de fécondité peut permettre au praticien peu expérimenté, de

s’entraîner au diagnostic du sexe du fœtus. L’opérateur affecte au diagnostic un coefficient de fiabilité (sexage sûr, douteux, impossible), collecte les informations sur un cahier de suivi et vérifie les diagnostics la saison suivante.

Le sexage peut se faire lors de visites spécifiques. Il est intéressant de connaître le stade de gestation des différents animaux à examiner pour choisir la date du rendez-vous et ainsi optimiser ces visites.

Enfin, si l’éleveur demande un certificat de sexage pour réaliser une plus-value lors de la vente de reproductrices gestantes, le praticien engage sa responsabilité. Le vétérinaire doit donc être certain de son diagnostic. Pour cela, il peut proposer un forfait « sexage » comprenant un examen pendant la période de sexage précoce et un second examen pendant la période de sexage tardif.

5. DISCUSSION : COMPARAISON ENTRE LES 3 METHODES DE DETERMINATION DU SEXE

Le tableau 21 présente les avantages et les inconvénients des trois méthodes de détermination du sexe.

Parmi ces trois méthodes de détermination du sexe, le tri des spermatozoïdes semble le plus séduisant. En effet, il présente de nombreux avantages découlant du fait qu’il est possible de modifier le sex-ratio et donc de choisir le sexe des futurs produits. Par rapport aux sexages des embryons et du fœtus, le tri des spermatozoïdes est la technique qui permettrait d’augmenter le plus la rentabilité économique de l’exploitation. Cependant, malgré la bonne efficacité de la technique (pureté de 90 à 95 %) [AMANN 1999 ; SEIDEL 2003], l’utilisation à grande échelle de semence sexée n’est pas envisageable à l’heure actuelle car certains résultats ne sont pas satisfaisants (seuls 20 à 25 % des spermatozoïdes de l’éjaculat total sont sexés ; le rendement est faible : 7 paillettes de 2 millions de spermatozoïdes par heure ; le taux de gestation avec du sperme sexé est de 47 %). De plus, compte tenu de la faible quantité de semence sexée produite et du monopole exercé par la société XY Inc sur la technique et la commercialisation du sperme sexé, aucune paillette de semence sexée n’est facilement disponible, à l’heure actuelle, pour les éleveurs français. A l’avenir, si les coopératives d’IA françaises achètent l’équipement breveté (300000€ pour un cytomètre de flux) et paient une redevance à la société XY Inc, des doses inséminantes de semence sexée seront disponibles en France, avec un surcoût pour le sexage de 30 à 50 € par paillette de 1,5 millions de spermatozoïdes. Si on tient compte du taux de gestation (47 %), le surcoût du sexage pourra varier de 30 à 100 € environ par femelle gestante.


115

Depuis plus de quinze ans, le sexage des embryons est la seule technique

utilisée en pratique courante pour choisir le sexe des futurs produits. Le sexage des embryons par PCR est une technique fiable et rapide qui offre de nombreux avantages (gestion optimale des receveuses, du renouvellement, réduction du coût de sélection). Toutefois, elle est réservée aux animaux de très bonne valeur génétique car elle nécessite d’effectuer une transplantation embryonnaire. De plus, son coût est très élevé, 61 à 115 € HT par embryon sexé, sachant que le taux de gestation obtenu avec un embryon sexé est de 50 à 70 % en frais et d’environ 50 % en congelé. A l’avenir, son utilisation deviendra obsolète si l’emploi de semence sexée se généralise.

Le sexage du fœtus par échographie est peu pratiqué en France pour deux

principales raisons. D’une part, cette technique n’offre pas le principal avantage des deux autres méthodes de détermination du sexe, à savoir la possibilité de choisir le sexe des produits. D’autre part, ce service n’est pas proposé aux éleveurs car les praticiens ne maîtrisent pas bien la technique de sexage par échographie. Cependant, le sexage du fœtus par échographie est une technique fiable, rapide, sans danger pour le fœtus, qui a toute sa place actuellement puisque aucune semence sexée n’est encore disponible en France. Elle présente pour les sélectionneurs n’utilisant pas le sexage des embryons, les avantages suivants : plus-value lors de vente de reproductrices gestantes, meilleure gestion des receveuses, optimisation des stratégies commerciales. Il est vrai qu’à l’avenir, son utilisation deviendra obsolète, comme celle du sexage des embryons, chez les sélectionneurs qui achèteront des doses de semence sexée. En revanche, le sexage du fœtus par échographie ayant un coût raisonnable (8 à 13 € HT/ vache, hors déplacement) par rapport aux autres méthodes de sexage, est également susceptible d’intéresser des éleveurs sélectionneurs ou non pour l’aide à la décision de réforme d’une femelle gestante ou la décision obstétricale. Enfin, c’est la seule méthode de détermination du sexe du fœtus applicable aux vaches saillies naturellement, comme le sont la majorité des vaches allaitantes. Il faut toutefois avoir une idée du stade de gestation. Deux situations sont possibles : soit l’éleveur pratique la monte en main et il connaît exactement le stade de gestation ; soit il met le taureau avec un lot de femelles à saillir pendant 1 mois à 1,5 mois, l’examen échographique pour déterminer le sexe est effectué 55 jours après le retrait du taureau. En laissant le taureau 1,5 mois maximum avec les femelles, le stade de gestation des vaches lors de l’examen échographique est compris entre 55 et 100 jours, période où le sexage est possible. La taille du foetus à l’écran permet à l’opérateur de déterminer s’il s’agit d’un diagnostic précoce (cas des vaches saillies en dernier) ou d’un diagnostic tardif (cas des vaches saillies en premier). Pour un diagnostic précoce, le fœtus apparaît en entier à l’écran, l’opérateur recherche alors la position du tubercule génital par rapport aux structures avoisinantes. Pour un diagnostic tardif, le fœtus n’apparaît pas en entier à l’écran car il est trop grand, l’opérateur recherche la présence du pénis et du scrotum chez le fœtus mâle et la présence des bourgeons mammaires et du tubercule génital chez le fœtus femelle.


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Avantages Inconvénients

Sexage des spermatozoïdes

(Cytométrie de flux)

- choix du sexe des futurs produits

- bonne efficacité de la technique (pureté de 90-95 %)

- meilleure valorisation des produits

- réduction du nombre de receveuses

- réduction du coût de sélection génétique

- réduction du coût du renouvellement

- production de génisses de renouvellement les meilleures possibles

- évite l’euthanasie des veaux mâles non souhaités

- plus-value lors de vente de reproductrices gestantes

- coût élevé : 30 à 50 €/ paillette de 1,5 millions de spermatozoïdes ; matériel (Cytomètre de flux = 300000 €)

- monopole de la technique de tri des spermatozoïdes et de la commercialisation de semence sexée par la société XY Inc

- seuls 20 à 25 % des spermatozoïdes de l’éjaculat total sont sexés

- faible rendement du tri des spermatozoïdes : 7 paillettes de 2 millions de spermatozoïdes/heure

- faible taux de gestation avec du sperme sexé (47 %)

- faible production, d’où semence sexée non disponible en France

- nécessité d’utiliser l’IA - technique d’IA particulière :

IA « profonde »

Sexage des embryons (PCR)

- choix du sexe des futurs produits

- technique fiable et rapide - réduction du nombre de

receveuses - optimisation du renouvellement - réduction du coût de sélection

génétique si association au clonage - plus-value lors de vente de

reproductrices gestantes

- coût élevé : 61 à 115 € HT/ embryon

- nécessité d’utiliser la transplantation embryonnaire

- technique réservée aux animaux de haute valeur génétique

- taux de gestation moyen : 50 à 70 % pour des embryons frais et 50 % pour des embryons congelés

Sexage du fœtus par échographie

- technique fiable, rapide et non traumatisante

- pas de nécessité d’utiliser l’IA, mais connaissance du stade de gestation conseillée

- coût raisonnable : 8 à 13 € HT/vache, hors frais de déplacement

- plus-value lors de vente de reproductrices gestantes

- optimisation de la gestion des réformes, des receveuses, des stratégies commerciales

- choix du sexe des produits impossible

- sexage impossible avant 55 jours et après 120 jours de gestation

Tableau 21: Avantages et inconvénients des trois méthodes de détermination du sexe


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Conclusion : En production bovine, le sexage du conceptus ou du fœtus offre de

nombreux intérêts qui permettent d’améliorer la rentabilité économique de l’élevage.

Les méthodes de sexage présentent chacune des avantages et des inconvénients. Le choix de la technique de sexage dépend des objectifs de l’éleveur, des caractéristiques de l’élevage, du coût et de la fiabilité de la méthode employée.

4ème Partie : Etude expérimentale du sexage du fœtus par échographie dans les conditions du terrain

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4EME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE DU SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE DANS LES CONDITIONS DU TERRAIN

1. OBJECTIF L’objectif de cette étude est de comparer la faisabilité et l’exactitude des

résultats obtenus au cours de deux périodes de sexage (période de sexage précoce entre le 55e et le 65e jour de gestation et période de sexage tardif entre le 80e et le 100e jour de gestation) dans les conditions du terrain.

2. MATERIEL ET METHODE

2.1. MATERIEL Le matériel utilisé est un échographe de marque Pie Medical. Il s’agit du

modèle 50S Tringa Down fire N.D., pesant 800 grammes et possédant un système d’attache à l’avant-bras de l’opérateur. Cet appareil est alimenté par une batterie dont l’autonomie est d’environ trois heures. Il est équipé d’une sonde bi-fréquence (5-7,5 MHz) sectorielle (échographie en temps réel de mode BD).

Pour cette étude, nous avons réglé la fréquence de la sonde à 5 MHz.

2.2. METHODE Cette étude s’est déroulée du mois d’octobre 2002 jusqu’au mois d’août 2005.

Les résultats des sexages concernant les vaches ayant vêlé à partir de juillet 2005 ne sont pas rapportés dans ce document.

Les diagnostics du sexe des fœtus ont été réalisés en ferme, dans les

conditions du terrain, au cours des visites de suivi de reproduction qui ont lieu tous les 25 à 30 jours. C’est pourquoi, aucun examen échographique n’a dépassé 10 minutes.

Les diagnostics du sexe ont été effectués par deux opérateurs. Ces deux manipulateurs ont été les mêmes durant toute la période de l’étude. Pour chaque sexage, l’opérateur précise le degré de certitude de sa réponse : « sûr » quand la réponse semble certaine et « douteux » quand il est difficile de conclure avec certitude.


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Afin de comparer les deux périodes de sexage (période de sexage précoce entre le 55e et le 65e jour de gestation, et période de sexage tardif entre le 80e et le 100e jour de gestation), nous avons essayé d’échographier chacune des vaches deux fois. Un premier examen échographique a été effectué entre le 55e et le 65e jour de gestation. Un second examen échographique a été réalisé entre le 80e et le 100e jour de gestation, sans prendre connaissance du résultat précédent. Cependant, les visites étant effectuées tous les mois, certaines vaches ont été échographiées qu’une seule fois et d’autres hors des périodes de sexage définies (1er sexage réalisé entre le 66e et 79e jour de gestation, 2nd sexage réalisé après le 100e jour de gestation). Au cours de cette étude, les sexages ont été réalisés entre le 54e et le 113e jour de gestation.

Cette étude porte sur 127 vaches : 106 vaches Prim’Holstein, 14 vaches

Montbéliardes et 7 vaches Charolaises. Les vaches sont issues de 4 élevages : 53 vaches proviennent de l’élevage A, 26 vaches proviennent de l’élevage B, 18 vaches proviennent de l’élevage C et 30 vaches proviennent de l’élevage D. Sur ces 127 vaches, 65 vaches ont été échographiées deux fois. Nous avons donc réalisé 192 examens échographiques (Tableau 22).

Elevage A B C D Total Nombre de

vaches échographiées

53 26 18 30 127

Nombre d’examens

échographiques réalisés

78 43 28 43 192

Tableau 22: Répartition du nombre de vaches échographiées et d’examens échographiques réalisés parmi les 4 élevages

Dans l’élevage A, les examens échographiques ont été effectués dans une stabulation libre dont la lumière ambiante est atténuée. Les vaches étaient attachées aux cornadis pour l’examen. Certains examens échographiques, concernant quelques génisses ont été réalisés à l’extérieur, les animaux étant attachés aux cornadis d’un râtelier.

Dans l’élevage B, les examens échographiques ont été effectués à l’extérieur dans une stabulation libre, les vaches étant attachées aux cornadis.

Dans l’élevage C, les examens échographiques ont été effectués dans une étable entravée sombre.

Dans l’élevage D, les examens échographiques ont été effectués dans une stabulation libre très lumineuse, les vaches étant attachées aux cornadis.

Les conditions de réalisation de ces examens, en particulier la luminosité

ambiante, n’étaient donc pas idéales pour les élevages B et D. Dans les quatre élevages, les vaches étaient la plupart du temps calmes durant l’examen.

Les résultats obtenus pour les deux périodes de sexage ont été comparés à

l’aide du test statistique du chi-deux.


120

3. RESULTATS Au cours de cette étude, nous avons réalisé 192 examens échographiques (voir

tableaux en annexes). Toutefois, seuls 152 sexages ont été retenus. En effet, les 40 diagnostics du sexe qui ont été écartés, concernent :

- 3 gestations gémellaires (dont 2 vaches échographiées deux fois), soit 5 examens échographiques,

- 9 vaches réformées avant le vêlage ou ayant avortées, dont le sexe du veau n’a pas pu être confirmé (3 vaches échographiées deux fois), soit 12 examens échographiques,

- 6 vaches dont le sexage du fœtus a été impossible et 16 vaches dont un des deux examens échographiques n’a pas permis de déterminer le sexe du fœtus, soit 23 examens échographiques.

Pour cette étude, nous avons retenus 152 diagnostics du sexe, concernant 109

vaches (91 vaches Prim’Holstein, 12 vaches Montbéliardes et 6 vaches Charolaises). Ces 152 diagnostics du sexe ont été réalisés entre le 55e et le 110e jour de gestation. Le tableau 23 montre la distribution du nombre de vaches et d’examens échographiques retenus par élevage. L’élevage A regroupe 45 % des sexages, l’élevage B regroupe 20 % des sexages, l’élevage C regroupe 14 % des sexages et l’élevage D regroupe 21% des sexages.

Elevage A B C D Total Nombre de vaches

échographiées retenues

47 23 14 25 109

Nombre d’examens échographiques réalisés retenus

69 30 21 32 152

Tableau 23: Répartition du nombre de vaches échographiées retenues et d’examens échographiques réalisés retenus parmi les 4 élevages

3.1. FAISABILITE La faisabilité se définit comme l’aptitude à pouvoir donner une réponse quant

au sexe du fœtus. Dans la majorité des cas, l’opérateur a donné un résultat quant au sexe du

fœtus. Parmi les 192 examens échographiques réalisés, 23 n’ont pas permis de

conclure quant au sexe du fœtus. Le taux de faisabilité est donc de 88 % (Tableau 24).


121

Période de l’étude Nombre de sexages réalisés

Nombre de sexages impossibles Taux de faisabilité

Oct-Nov-Dec 2002 10 0 100 % Mai-Nov-Dec 2003 14 2 86 %

Janvier 2004 42 3 93 % Février 2004 25 4 84 % Mars 2004 39 8 79 % Avril 2004 16 3 81 %

Mai-Juin 2004 13 1 92 % Sept-Oct 2004 18 2 89 % Nov-Dec 2004

Jan 2005 15 0 100 %

Total 192 23 88 %

Tableau 24: Sexages impossibles et taux de faisabilité selon la période de l’étude

D’après le tableau 24, nous observons un pic de sexages impossibles pour le

mois de mars 2004. La qualité de l’image échographique est déterminante pour le diagnostic du sexe. Durant la période de février 2004 à début avril 2004, la résolution de notre échographe s’est progressivement dégradée. La mauvaise définition et le manque de contraste de l’image échographique ont rendu le sexage du fœtus impossible pour 10 examens échographiques. Notre appareil a retrouvé une résolution optimale après réparation début avril 2004.

En écartant cette période, le taux de faisabilité s’élève à 93 %. Sur les 13 sexages impossibles retenus, 12 sexages concernent la période de

sexage tardif et 1 seul la période de sexage précoce. Le taux de faisabilité est donc de 85 % pour la période de sexage tardif alors qu’il s’élève à 98 % pour la période de sexage précoce (Tableau 25).

Pendant la période de sexage tardif, les impossibilités de sexage ont pour cause une position trop profonde du fœtus. Plus la gestation est avancée, plus le fœtus a tendance à plonger dans la cavité abdominale et donc plus il est difficile de l’atteindre.

Pour la période de sexage précoce, le diagnostic du sexe impossible a pour origine une luminosité trop intense. En effet, cet examen échographique a été effectué à l’extérieur.

Au cours de la période intermédiaire (66e-79e jour de gestation), aucun sexage

impossible n’a été noté. Le taux de faisabilité est donc de 100 % pour cette période. Cependant, ce résultat est à interpréter avec précaution car le nombre de sexages effectués durant la période intermédiaire est nettement inférieur à celui des périodes de sexage précoce et tardif.

Les effectifs étant trop faibles, aucun test du chi-deux n’a pu être réalisé pour

préciser si la différence entre les taux de faisabilité des périodes de sexage précoce et tardif est ou non significative.


122

Nombre d’examens

échographiques réalisés

Nombre de sexages réalisés

Nombre de sexages

impossibles

Taux de faisabilité

Période de sexage précoce

(55e-65e jour de gestation) 59 58 1 98 %

Période de sexage intermédiaire

(66e-79e jour de gestation) 39 39 0 100 %

Période de sexage tardif (80e-100e jour de gestation) 62 53 9 85 %

Période de sexage très tardif (> 100e jour de gestation) 22 19 3 86 %

Total 182 169 13 93 %

Tableau 25: Taux de faisabilité des différentes périodes de sexage

3.2. EXACTITUDE L’exactitude se définit comme l’aptitude à pouvoir donner une réponse exacte

quant au sexe du fœtus. Le taux d’exactitude sur l’ensemble des 152 sexages est de 77 % (Tableau 26). Dans la majorité des cas, les diagnostics du sexe sont qualifiés de « sûrs ». Les

sexages qualifiés de « sûrs » représentent 80 % des sexages et les sexages qualifiés de « douteux » représentent 20 % des sexages.

Le taux d’exactitude s’élève à 84 % pour les 121 sexages qualifiés de « sûrs ». Il n’est que de 48 % pour les 31 sexages qualifiés de « douteux », ce qui n’est significativement pas différent du taux d’exactitude dû au hasard.


Nombre de sexages exacts

Nombre de sexages faux

Taux d’exactitude

Sexages « sûrs » 121 102 19 84 %

Sexages « douteux » 31 15 16 48 %

Total 152 117 35 77 %

Tableau 26: Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux »

Ainsi, dans 80 % des cas, le sexage est sûr et la fiabilité du résultat est de 84%.

Dans 20 % des cas, le sexage est douteux et la fiabilité du résultat est médiocre et n’est pas différente de celle du hasard.


123

3.2.1. Influence du stade de gestation Le taux d’exactitude varie de 64 % à 91 % suivant le stade de gestation

(Tableau 27). Le résultat de la période s’étalant du 76e au 79e jour de gestation doit être

écarté. En effet, il est non représentatif car un seul sexage a été réalisé durant cette période.

Le taux d’exactitude est maximal (91 %) pour la période du 66e au 70e jour de gestation. Il est minimal (64 %) pour la période du 71e au 75e jour de gestation.

Stade de gestation Nombre de sexages réalisés



Taux d’exactitude

55e-60e jour 22 17 5 77 % 61e-65e jour 29 22 7 76 % 66e-70e jour 23 21 2 91 % 71e-75e jour 11 7 4 64 % 76e-79e jour 1 1 0 100 % 80e-85e jour 12 9 3 75 % 86e-90e jour 8 7 1 88 % 91e-95e jour 10 7 3 70 %

96e-100e jour 18 13 5 72 % 101e-105e jour 11 8 3 73 % 106e-110e jour 7 5 2 71 %

Tableau 27: Variation du taux d’exactitude en fonction du stade de gestation

Le taux d’exactitude varie donc selon la période de sexage. Pour la période de sexage précoce (55e-65e jour de gestation), le taux

d’exactitude global est de 76 %. Il atteint 83 % pour les sexages « sûrs » (Tableau 28).

Pour la période de sexage intermédiaire (66e-79e jour de gestation), le taux

d’exactitude global est de 83 %. Il atteint 88 % pour les sexages « sûrs ». Pour la période de sexage tardif (80e-100e jour de gestation), le taux

d’exactitude global est de 75 %. Il atteint 85 % pour les sexages « sûrs ». Pour la période de sexage très tardif (> 100e jour de gestation), le taux

d’exactitude global est de 72 %. Il atteint 77 % pour les sexages « sûrs ».


124



Nombre de sexages

faux Taux

d’exactitude

Sexages « sûrs » 42 35 7 83 %


Période de sexage

précoce (55e-65e jour de gestation) Total 51 39 12 76 %

Sexages « sûrs » 32 28 4 88 %


Période de sexage

intermédiaire (66e-79e jour de

gestation) Total 35 29 6 83 %

Sexages « sûrs » 34 29 5 85 %

Sexages « douteux » 14 7 7 50 % Période de

sexage tardif (80e-100e jour de

gestation) Total 48 36 12 75 % Sexages « sûrs » 13 10 3 77 %


Période de sexage très

tardif (> 100e jour de gestation) Total 18 13 5 72 %

Tableau 28: Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » des différentes périodes de sexage

Afin de connaître l’influence du stade de gestation sur l’exactitude du sexage,

un test du chi-deux a été effectué sur l’ensemble des résultats obtenus pendant la période de sexage précoce et pendant la période de sexage tardif.

Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre qu’il n’existe pas de différence d’exactitude entre le sexage précoce et le sexage tardif. La fiabilité du diagnostic du sexe ne varie donc pas avec le stade de gestation.

Un test du chi-deux a également été effectué pour comparer la fiabilité des

résultats des trois périodes de sexage (précoce, intermédiaire et tardif). Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre qu’il n’existe pas de

différence d’exactitude entre les trois périodes de sexage. Afin de comparer l’exactitude du sexage réalisé avant le 76e et après le 80e jour

de gestation, un test du chi-deux a été effectué. 86 sexages ont été réalisés entre le 55e et le 76e jour de gestation, et 66 sexages ont été réalisés entre le 80e et le 110e jour de gestation (Tableau 29).

Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre qu’il n’existe pas de différence d’exactitude entre un sexage effectué entre le 55e et le 76e jour de gestation et un sexage réalisé entre le 80e et le 100e jour de gestation. La fiabilité du diagnostic est donc similaire que le sexage soit fait avant le 76e jour de gestation ou après le 80e jour de gestation.


125

Nombre de

sexages réalisés


Nombre de sexages

faux

Taux d’exactitude

Sexage avant le 76e jour de gestation 86 68 18 79 %

Sexage après le 80e jour de gestation 66 49 17 74 %

Tableau 29: Taux d’exactitude des sexages réalisés avant le 76e et après le 80e jour de gestation

Sur les 109 vaches échographiées dont le résultat est interprétable, 43 vaches

ont été examinées deux fois. L’exactitude du résultat du 1er sexage, réalisé entre le 55e et 76e jour de gestation est de 79 %, contre 74 % pour l’exactitude du résultat du 2nd examen, réalisé entre le 80e et le 110e jour de gestation (Tableau 30).

Sur les 43 vaches échographiées deux fois, les résultats de 5 vaches sont

erronés à la fois pour le 1er sexage et le 2e sexage. Ainsi, nous observons 12 % de sexages doublement erronés. De plus, nous constatons sur 10 autres vaches, des diagnostics erronés : 4 erreurs concernent des premiers sexages (dont 2 sexages « douteux ») et 6 erreurs concernent des seconds sexages (dont 4 sexages « douteux »).

Nombre de

sexages réalisés



Taux d’exactitude

1er sexage (55e-76e jour de gestation) 43 34 9 79 %

2nd sexage (80e-110e jour de gestation) 43 32 11 74 %

Tableau 30: Taux d’exactitude des 1er et 2nd sexages

Le sexage effectué entre le 55e et 79e jour de gestation semble plus fiable que

le sexage effectué entre le 80e et le 110e jour de gestation. Un test du chi-deux a été effectué pour comparer les résultats du 1er et du 2nd

examen des vaches échographiés deux fois. Chaque 1er examen échographique a eu lieu entre le 55e et le 76e jour de gestation. Chaque 2nd examen a eu lieu entre le 80e et le 110e jour de gestation.

Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre qu’il n’existe pas de différence d’exactitude entre le 1er sexage et le 2nd sexage pour les vaches échographiées deux fois.


126

3.2.2. Influence du sexe du fœtus Parmi les 152 sexages, 84 examens concernent des fœtus mâles et 68

examens concernent des fœtus femelles. Le taux d’exactitude est 79 % pour les fœtus mâles. Il est de 75 % pour les

fœtus femelles (Tableau 31).




Taux d’exactitude

Fœtus mâles 84 66 18 79 %

Fœtus femelles 68 51 17 75 %

Tableau 31: Taux d’exactitude des fœtus mâles et des fœtus femelles

Le taux d’exactitude est donc légèrement plus élevé chez les fœtus mâles. Un test du chi-deux a été effectué pour confirmer ou infirmer cette hypothèse et

ainsi préciser l’influence du sexe du fœtus sur la fiabilité du résultat. Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre que le sexe du fœtus n’a

pas d’influence sur la fiabilité du sexage. Le taux d’exactitude des fœtus mâles et des fœtus femelles varie selon la

période de sexage (Tableau 32). Pour les périodes de sexage précoce, tardif et très tardif, le taux d’exactitude du

sexage de fœtus mâles est plus élevé que celui de fœtus femelles. En revanche, c’est le contraire pour la période intermédiaire, le taux d’exactitude du sexage de fœtus femelles est plus élevé que celui de fœtus mâles.

Pour les fœtus mâles, la fiabilité du résultat est la plus importante durant la

période de sexage très tardif et la plus faible durant la période de sexage intermédiaire. Pour les fœtus femelles, la fiabilité du résultat est la plus importante durant la période de sexage intermédiaire et la plus faible durant la période de sexage très tardif.


127




Taux d’exactitude

Fœtus mâles 33 26 7 79 % Période de sexage précoce (55e-65e jour de gestation) Fœtus femelles 18 13 5 72 %

Fœtus mâles 16 12 4 75 % Période de sexage intermédiaire (66e-79e jour de gestation) Fœtus femelles 19 17 2 89 %

Fœtus mâles 28 22 6 79 % Période de sexage tardif (80e-100e jour

de gestation) Fœtus femelles 20 14 6 70 %

Fœtus mâles 7 6 1 86 % Période de sexage très tardif (> 100e jour de gestation) Fœtus femelles 11 7 4 64 %

Tableau 32: Taux d’exactitude des fœtus mâles et des fœtus femelles des différentes périodes de sexage

3.2.3. Influence du rang de lactation Parmi les 152 sexages, la majorité des sexages ont concerné des génisses ou

des vaches en 1ère ou 2nde lactation. Ces trois catégories d’animaux regroupent 71 % des sexages.

Le taux d’exactitude varie de 50 à 100 % selon le rang de lactation (Tableau 33). Il est minimal (50 %) pour les vaches en 7e lactation. Il est maximal (100 %) pour les vaches en 4e, 5e, 6e, 8e, 9e et 10e lactation. Les résultats des 4e au 10e rangs de lactation doivent être interprétés avec prudence car les effectifs sont réduits.

Rang de lactation Nombre de

sexages réalisés Nombre de

sexages exacts Nombre de

sexages faux Taux

d’exactitudeGénisse 24 15 9 63 %

1ère lactation 50 37 13 74 % 2e lactation 34 28 6 82 % 3e lactation 18 12 6 67 % 4e lactation 8 8 0 100 % 5e lactation 6 6 0 100 % 6e lactation 5 5 0 100 % 7e lactation 2 1 1 50 % 8e lactation 2 2 0 100 % 9e lactation 1 1 0 100 %

10e lactation 2 2 0 100 %

Tableau 33: Taux d’exactitude des sexages en fonction du rang de lactation des vaches


128

D’après les résultats de notre étude, le taux d’exactitude semble être plus élevé chez les vaches âgées.

Afin de préciser l’influence du rang de lactation sur la fiabilité du sexage, un test

du chi-deux a été effectué en répartissant les vaches en deux catégories (jeunes vaches, vaches âgées) (Tableau 34). La première catégorie (jeunes vaches) rassemble les génisses et les vaches en 1ère lactation. La seconde catégorie (vaches âgées) regroupe les vaches de la 2nde à la 10e lactation.

Au risque d’erreur de 5 %, le test du chi-deux montre que la fiabilité du sexage

ne dépend pas du rang de lactation.




Taux d’exactitude

Vaches jeunes 74 52 22 70 % Vaches âgées 78 65 13 83 %

Tableau 34: Taux d’exactitude des sexages des jeunes vaches et des vaches âgées

3.2.4. Influence de l’élevage Les sexages ont été réalisés dans 4 élevages. Les conditions de réalisation des

examens échographiques décrites dans le chapitre « matériel et méthode » ont été différentes d’un élevage à l’autre.

Le taux d’exactitude est de 72 % pour l’élevage A, 77 % pour l’élevage B, 86 %

pour l’élevage C et 81 % pour l’élevage D (Tableau 35). Le taux d’exactitude est maximal pour l’élevage C et minimal pour l’élevage A.

Cependant, l’effectif de l’élevage C est trop faible pour réaliser un test du chi-deux. Il est donc impossible de préciser l’influence de l’élevage sur l’exactitude du

sexage.




Taux d’exactitude

Elevage A 69 50 19 72 % Elevage B 30 23 7 77 % Elevage C 21 18 3 86 % Elevage D 32 26 6 81 %

Tableau 35: Variation du taux d’exactitude en fonction de l’élevage


129

3.2.5. Influence de la race La majorité des sexages, 84 %, ont été réalisés sur des vaches Prim’Holstein ;

11 % des sexages ont concerné des vaches Montbéliardes et 5 % des sexages ont concerné des vaches Charolaises.

Le taux d’exactitude des sexages varie en fonction de la race des vaches

(Tableau 36). Il oscille de 57 % pour les vaches Charolaises à 78 % pour les vaches Prim’Holstein, en passant par 76 % pour les vaches Montbéliardes.

Cependant, le faible nombre de vaches Charolaises et de vaches Montbéliardes examinées empêche de réaliser un test du chi-deux.

Il est donc impossible de préciser l’influence de la race sur l’exactitude du sexage.

Race Nombre de


sexages exacts Nombre de

sexages faux Taux

d’exactitudePrim’Holstein 128 100 28 78 % Montbéliarde 17 13 4 76 %

Charolaise 7 4 3 57 %

Tableau 36: Variation du taux d’exactitude en fonction de la race de la vache

3.2.6. Influence de la période de l’étude Les sexages ont été réalisés entre le mois d’octobre 2002 et le mois de

décembre 2004. L’exactitude du sexage varie avec la période de l’étude. Elle oscille de 55 %

pour l’année 2003 à 100 % pour les mois de mai et juin 2004 (Tableau 37). Période Nombre de


sexages exactsNombre de

sexages faux Taux

d’exactitudeOct-Nov-Dec 2002 10 9 1 90 % Mai-Nov-Dec 2003 11 6 5 55 %

Janvier 2004 35 25 10 71 % Février 2004 20 14 6 70 % Mars 2004 29 20 9 69 % Avril 2004 13 12 1 92 %

Mai-Juin 2004 10 10 0 100 % Sept-Oct 2004 12 10 2 83 % Nov-Dec 2004 12 11 1 92 %

Tableau 37: Variation du taux d’exactitude en fonction de la période de l’étude


130

Il est intéressant d’observer la répartition des erreurs au cours du temps. Nous nous apercevons que pour les 20 premiers sexages, réalisés en 2002 et

2003, 6 erreurs ont été commises, soit 17 % du nombre total d’erreurs pour 14 % du nombre total de sexages.

Durant le premier trimestre de l’année 2004, 25 erreurs ont été commises sur

84 sexages. Ainsi, 72 % des erreurs sont apparues durant le premier trimestre 2004, période pendant laquelle ont été réalisés 55 % des sexages de l’étude.

Pour les 47 derniers sexages réalisés d’avril à décembre 2004, seuls 4 sexages

erronés ont été constatés. Cela représente 11 % du nombre total d’erreurs pour 31 % du nombre total de sexages. Le taux d’exactitude pour cette période est de 91 %, il est donc satisfaisant. Trois erreurs ont concerné des sexages « douteux ». Une seule erreur a concerné un sexage « sûr ». Ce diagnostic a été réalisé au 101e jour de gestation avec un fœtus très profond dans la cavité abdominale. Le taux d’exactitude s’élève à 97 % pour les sexages « sûrs ».

En écartant les 49 sexages réalisés pendant la période critique de février et

mars 2004, le taux d’exactitude global est de 81 % (Tableau 38). Il s’élève à 87 % pour les sexages « sûrs », représentant 81 % des sexages.



Nombre de sexages

faux

Taux d’exactitude

Sexages « sûrs » 83 72 11 87 %


Total 103 83 20 81 %

Tableau 38: Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » (Hors période de février et mars 2004)

Le taux d’exactitude semble varier selon la période de sexage (Tableau 39). Il

est le plus élevé pour la période de sexage tardif (88 %). Il atteint 82 % pour la période de sexage précoce et 77 % pour la période intermédiaire. Les résultats suggèrent que le taux d’exactitude est minimal et médiocre après le 100e jour de gestation (67 %).

Cependant, les effectifs étant trop faibles, un test du chi-deux ne peut pas être

effectué pour préciser l’influence du stade de gestation sur la fiabilité du sexage.


131



Nombre de sexages

faux Taux

d’exactitude

Sexages « sûrs » 25 23 2 92 % Sexages « douteux » 8 4 4 50 %

Période de sexage précoce

(55e-65e jour de gestation) Total 33 27 6 82 %


Période de sexage

intermédiaire (66e-79e jour de



Période de sexage tardif (80e-100e jour de

gestation) Total 32 28 4 88 % Sexages « sûrs » 9 6 3 67 %

Sexages « douteux » 3 2 1 67 % Période de

sexage très tardif (> 100e jour de


Tableau 39: Taux d’exactitude des sexages « sûrs » et « douteux » des différentes périodes de sexage (Hors période de février et mars 2004)

3.3. INNOCUITE Sur les 127 vaches échographiées, 4 vaches ont avorté. La date des

avortements et le sexe des avortons ne sont pas connus. Deux avortements ont eu lieu dans l’élevage B. Un avortement a eu lieu dans

chacun des élevages C et D. Le taux d’avortement est de 3%.


132

Conclusion des résultats : Le sexage du foetus est possible pour 98 % des cas pendant la période de

sexage précoce, 100 % des cas pendant la période intermédiaire et 85 % des cas pendant la période de sexage tardif.

Le taux d’exactitude du sexage du fœtus est de : - 77 % pour l’ensemble des sexages, 84 % pour les sexages « sûrs » et

48% pour les sexages « douteux », - 76 % pour la période de sexage précoce, 83 % pour la période

intermédiaire, 75 % pour la période de sexage tardif, - 79 % pour les sexages effectués entre 55e et le 76e jour de gestation et

74% pour les sexages effectués entre le 80e et le 110e jour de gestation, - 79 % pour les fœtus mâles et 75 % pour les fœtus femelles, - 70 % pour les vaches jeunes et 83 % pour les vaches âgées, - 72 % pour l’élevage A, 77 % pour l’élevage B, 86 % pour l’élevage C et

81% pour l’élevage D, - 78 % pour les vaches Prim’Holstein, 76 % pour les vaches Montbéliardes

et 57 % pour les vaches Charolaises, - 90 % pour l’année 2002, 55 % pour l’année 2003, 71 % pour janvier 2004,

70 % pour février 2004, 69 % pour mars 2004, 92 % pour avril 2004, 100 % pour la période de mai à juin 2004, 83 % pour la période de septembre à octobre 2004 et 92 % pour la période de novembre à décembre 2004,

- 81 % (87 % pour les sexages « sûrs » et 55 % pour les sexages « douteux ») si la période critique de février et mars 2004 est écartée.

Le taux d’avortement après diagnostic du sexe du fœtus par échographie

est de 3 %.


133

4. DISCUSSION Les résultats sont à interpréter avec prudence car les effectifs sont réduits.

4.1. FAISABILITE En écartant les 10 sexages impossibles causés par le défaut de résolution de

l’appareil, le taux de faisabilité s’élève à 93 %. Les résultats suggèrent que le taux de faisabilité varie avec le stade de

gestation, mais les effectifs sont trop faibles pour effectuer un test du chi-deux. Seulement 2 % des sexages sont impossibles durant la période de sexage

précoce. A partir du 80e jour de gestation, nous pouvons observer, en utilisant une sonde sectorielle, jusqu’à 15 % de sexages impossibles. En effet, plus la gestation est avancée, plus le fœtus a tendance à plonger dans la cavité abdominale et plus il est difficile à atteindre. Par ailleurs, le pourcentage de sexages impossibles devrait être plus important lors d’utilisation d’une sonde linéaire, dont le champ d’exploration se situe ventralement au transducteur et non crânialement comme pour une sonde sectorielle. Nous conseillons donc l’emploi d’une sonde sectorielle lors de sexage tardif.

En utilisant une sonde linéaire, CURRAN et GINTHER (1991) montrent qu’entre

le 50e et le 101e jour de gestation, 5 % des sexages sont impossibles. STROUD (1996) observe qu’environ 2 % des sexages sont impossibles entre le

60e et le 90e jour de gestation, avec une sonde linéaire. TAINTURIER B. (2001) estime que 4 % des diagnostics du sexe sont

impossibles entre le 55e et le 65e jour de gestation, avec une sonde linéaire.

4.2. EXACTITUDE Le taux d’exactitude sur l’ensemble des 152 sexages est de 77 %. Il s’élève à

84 % pour les sexages « sûrs ». Le taux d’exactitude observé pour notre étude est faible par rapport aux

résultats rapportés dans la littérature. MULLER et WITTKOWSKI (1986) obtiennent un taux d’exactitude de 88 %

(94% pour les sexages qualifiés de « sûrs ») pour des sexages réalisés entre 70 et 120 jours de gestation. WIDEMAN et al. (1989) rapportent un taux d’exactitude de 100 % entre 63 et 73 jours de gestation. CURRAN et GINTHER (1989) obtiennent un taux d’exactitude de 96 % (100 % pour les sexages « sûrs ») entre 50 et 100 jours de gestation. VIANA et MARX (1994) mentionnent un taux d’exactitude de 96 % pour des sexages effectués entre 60 et 90 jours de gestation. STROUD (1996) rapporte un taux d’exactitude de plus de 97 % entre 60 et 100 jours de gestation. TAINTURIER B. (2001) obtient un taux d’exactitude de 81 % (92 % pour les diagnostics « sûrs ») entre 54 et 69 jours de gestation.


134

Le faible taux d’exactitude de notre étude s’explique par les raisons suivantes: - les conditions de réalisation des examens échographiques, qui certes

reflètent bien ce que le praticien peut rencontrer sur le terrain, n’étaient pas toujours optimales (examen court, n’excédant pas 7-10 minutes ; luminosité ambiante parfois intense),

- une conclusion quant au sexe du fœtus a été donnée dans presque tous les cas, même lorsque la réponse n’était pas certaine,

- une mauvaise qualité de l’image échographique durant le 1er trimestre 2004, consécutive à une détérioration de la résolution de l’image de l’appareil. Or c’est au cours de cette période regroupant 55 % des sexages que nous avons observé 71 % des sexages erronés,

- un manque d’expérience de l’opérateur surtout en début d’étude.

4.2.1. Influence du stade de gestation L’interprétation des résultats de notre étude montre que les taux d’exactitude

pour chaque période de sexage ne sont significativement pas différents les uns des autres.

Ainsi, la fiabilité du sexage ne dépend pas du stade de gestation. Cette information est nouvelle. En effet, aucune étude comparant la fiabilité des

résultats du sexage du fœtus par échographie selon le stade de gestation n’est rapportée dans la littérature à ce jour.

4.2.2. Influence du sexe du fœtus Les résultats de notre étude suggèrent que le sexe du fœtus n’a pas d’influence

sur la fiabilité du sexage. Dans son étude, TAINTURIER B. (2001) affirme également que la fiabilité du

diagnostic du sexe ne dépend pas du sexe du fœtus.

4.2.3. Influence du rang de lactation L’interprétation des résultats de notre étude montre que le taux d’exactitude du

sexage ne varie pas avec le rang de lactation. Ainsi, la fiabilité du sexage ne dépend pas du rang de lactation. Dans son étude, TAINTURIER B. (2001) affirme également que la fiabilité du

diagnostic du sexe ne dépend pas du rang de lactation.

4.2.4. Influence de l’élevage Notre étude ne permet pas de préciser l’influence de l’élevage sur l’exactitude

du sexage. En effet, l’effectif de l’élevage C est trop faible pour réaliser un test du chi-deux.

A ce jour, aucune information concernant l’influence de l’élevage sur la fiabilité du sexage du fœtus par échographie n’est rapportée dans la littérature.


135

4.2.5. Influence de la race Notre étude ne permet pas de préciser l’influence de la race sur l’exactitude du

sexage. En effet, le faible nombre de vaches Charolaises et de vaches Montbéliardes examinées empêche de réaliser un test du chi-deux.

A ce jour, aucune information concernant l’influence de la race sur la fiabilité du sexage du fœtus par échographie n’est rapportée dans la littérature.

4.2.6. Influence de la période de l’étude L’exactitude du sexage varie selon la période de l’étude. Pour cette étude, nous pouvons dire que les erreurs surviennent au début de

l’étude quand l’opérateur est peu expérimenté et surtout au moment où la résolution de l’appareil se dégrade (1er trimestre de l’année 2004). En effet, nous pouvons affirmer que la plupart des erreurs de sexage apparues durant cette période sont liées au manque de contraste et à la définition médiocre de l’image échographique de notre appareil. Par ailleurs, puisque plus de la moitié des sexages ont été effectués durant cette période critique, cet incident explique en partie le faible taux d’exactitude globale de notre étude.

A partir du mois d’avril 2004, l’échographe, après réparation, a retrouvé une définition d’image de bonne qualité. La proportion de sexages erronés est faible par rapport au début de l’étude.

L’évolution de la fiabilité du diagnostic au cours du temps correspond à la

courbe d’apprentissage de la technique échographique de sexage. La fiabilité du résultat est médiocre chez l’opérateur peu expérimenté. Puis, après un certain nombre d’examens échographiques réalisés, l’exactitude des sexages est satisfaisante.

STROUD (1996) évoque également une courbe d’apprentissage de la

technique échographique de sexage. Il signale que la majorité de ses sexages erronés ont été commis durant ses premières années de pratique. De plus, STROUD estime qu’un opérateur doit réaliser environ 200 sexages pour maîtriser correctement la technique échographique de sexage et obtenir des résultats fiables.

TAINTURIER B. (2001) rapporte que le faible taux de réussite de son étude est en partie dû à son manque d’expérience, surtout au début de la période de l’étude.

4.3. INNOCUITE Le taux d’avortement observé au cours de notre étude est de 3%. Il est proche

du taux d’avortement habituellement observé en élevage bovin (2 à 3 %). Dans d’autres études CURRAN et GINTHER (1991), NIBART (1993) et

TAINTURIER B. (2001) rapportent un taux d’avortement après diagnostic du sexe du fœtus par échographie de 2 à 3 %.

Ainsi, nous pouvons considérer que si elle est réalisée convenablement, la pratique du sexage du fœtus par échographie entre le 55e et le 110e jour de gestation est sans danger pour le fœtus.


136

En résumé : Les résultats de cette étude précise les points suivants sur le sexage du

fœtus bovin par échographie: - le taux d’exactitude global est de 77 %, il s’élève à 84 % pour les sexages

« sûrs », c’est-à-dire dans environ 80 % des cas, - le sexage est impossible dans 7 % des cas, - pour la période de sexage précoce, le taux d’exactitude est de 76 % (83%

pour les sexages « sûrs ») et le sexage est impossible dans environ 2 % des cas

- pour la période de sexage intermédiaire, le taux d’exactitude est de 83 % (88 % pour les sexages « sûrs ») et le nombre de sexage impossible est nul,

- pour la période de sexage tardif, le taux d’exactitude est de 75 % (85 % pour les sexages « sûrs ») et le sexage est impossible dans environ 15 % des cas,

- la fiabilité du sexage ne dépend pas du stade de gestation, du sexe du fœtus et du rang de lactation,

- aucune influence de l’élevage et de la race sur la fiabilité du sexage n’a pas pu être établie,

- la majorité des diagnostics erronés ont pour cause un manque de contraste et une définition médiocre de l’image échographique, durant le 1er trimestre 2004. Les autres causes d’erreur sont : une mauvaise orientation du fœtus, une confusion du tubercule génital femelle avec la queue et une confusion du tubercule mâle avec le cordon ombilical,

- en occultant les 49 sexages réalisés durant la période critique de février et mars 2004, le taux d’exactitude est de 82 % (92 % pour les sexages « sûrs ») pour la période de sexage précoce et de 88 % (88 % pour les sexages « sûrs ») pour la période de sexage tardif,

- le sexage du fœtus par échographie, entre le 55e et le 110e jour de gestation, est une technique sans danger pour le fœtus.

L’ensemble de ces résultats devrait être complété par des études portant

sur un nombre d’animaux plus important.

137

CONCLUSION Chez les bovins, les utilisations de l’échographie pour l’examen de l’appareil génital

sont nombreuses. Par rapport à la simple palpation trans-rectale, la fiabilité de l’échographie est plus importante.

Le sexage des spermatozoïdes et des embryons sont des techniques très séduisantes car elles permettent de choisir le sexe des futurs produits. En revanche, leur utilisation est marginale car ce sont des méthodes très coûteuses.

Le diagnostic du sexe du fœtus par échographie est une technique rapide, fiable et atraumatique. Le sexage du fœtus est possible durant deux périodes préférentielles.

La période de sexage précoce s’étend du 55e au 65e jour de gestation. Durant cette période, le diagnostic du sexe est basé sur la position du tubercule génital par rapport aux structures avoisinantes. Chez le fœtus mâle, le tubercule génital se situe juste en arrière de l’attache abdominale du cordon ombilical. Chez la femelle, le tubercule génital se situe à la base de la queue.

La période de sexage tardif s’étend du 80e au 100e jour de gestation. Durant cette période, le diagnostic du sexe est basé sur l’observation des organes génitaux externes du foetus. Chez le fœtus mâle, l’opérateur recherche le scrotum et l’extrémité du pénis. Chez la femelle, l’opérateur recherche les bourgeons mammaires et le tubercule génital.

Notre étude réalisée dans les conditions du terrain a permis de préciser la faisabilité du sexage au cours du suivi de reproduction et la fiabilité de la méthode selon la période de sexage. Le taux de faisabilité est plus important lors de sexage précoce (98 %) que de sexage tardif (85 %). En revanche, les taux d’exactitude sont proches. Il est d’environ 76 % lors de sexage précoce et de 75 % lors de sexage tardif.

En pratique, il est donc conseillé de réaliser un sexage précoce du fœtus et d’effectuer en cas de doute un second examen plus tardif entre le 80e et le 100e jour de gestation.

La fiabilité du résultat dépend des conditions de réalisation (luminosité, contention des animaux), du réglage et de la qualité de l’échographe, et de l’expérience de l’opérateur.

Les résultats de cette étude comparative des deux périodes de sexage demandent à être complétés par des études portant sur un nombre d’animaux examinés plus conséquent.

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ANNEXES

Fournisseurs d’échographes vétérinaires

Résultats : Tableau A : Gestations simples Tableau B : Gestations gémellaires Tableau C : Sexages impossibles Tableau D : Vaches dont le sexe du veau n’a pas pu être confirmé

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FOURNISSEURS D’ECHOGRAPHES VETERINAIRES Pie Medical, Hospimedi, France 42 bis, rue de l’Europe 60149 ST CREPIN IBOUVILLIERS Tel : 03 44 08 81 08 Fax : 03 44 08 70 11 E-mail: [email protected] www.hospimedi.fr Echo Control 126, Bd de la République 16000 ANGOULEME Tel : 05 45 92 03 57 Fax : 05 45 92 46 72 E-mail : [email protected] www.agroscan.com Kontron Medical Zone d’Activités des Gâtines 52, rue Pierre Curie B.P. 97 78373 PLAISIR Cedex Tel : 01 30 07 66 00 Fax : 01 30 07 55 82 E-mail : [email protected] www.kontronmedical.com

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/01/20

04

16/04

/2004

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jrs

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Sûr

04

/11/20

04

Feme

lle

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t 11

2 A

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/01/20

04

31/03

/2004

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jrs

Feme

lle

Sûr

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Feme

lle

Exac

t 11

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/01/20

04

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/2004

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jrs

Mâle

Sûr

02

/11/20

04

Mâle

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t 11

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Partit

ion*

2 21

/01/20

04

13/04

/2004

83

jrs

Mâle

Sûr

02

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04

Mâle

Exac

t 11

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o Gé

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/01/20

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31/03

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02

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11

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t 12

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03/03

/2004

03

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/2004

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/03/20

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/2004

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04

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t 12

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11/03

/2004

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/2004

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09/06

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25/03

/2004

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26/03

/2004

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le Sû

r

15/01

/2005

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le Ex

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09/06

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t 12

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05/04

/2004

25

/06/20

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Mâ

le Sû

r

10/01

/2005

Mâ

le Ex

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25/06

/2004

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Sûr

23

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t 12

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19/05

/2004

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le Do

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/2005

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06/09

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/2005

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/2004

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le Sû

r

16/04

/2005

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05/07

/2004

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Sû

r

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17/04

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Fe

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Fe

melle

Do

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24/04

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Fe

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t 14

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/2005

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lle

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lle

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t

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A Lu

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8 23

/08/20

04

29/11

/2004

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lle

Sûr

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/2004

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Sûr

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27/08

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29

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Mâ

le Sû

r

12/06

/2005

Mâ

le Ex

act

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06/09

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26

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Mâ

le Sû

r

12/06

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Mâ

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Mâ

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Mâ

le Sû

r

26/06

/2005

Mâ

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/09/20

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/2004

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/08/04

Fe

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14

/08/04

Fe

melle

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27

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/09/04

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CROS Nicolas

LE SEXAGE DU FŒTUS PAR ECHOGRAPHIE CHEZ LA VACHE : ETUDE DE L’UTILISATION PRATIQUE SUR LE

TERRAIN

Thèse Vétérinaire : Lyon, le 8 novembre 2005

RESUME : Le sexage du fœtus chez la vache présente un intérêt économique certain. L’auteur

présente l’étude d’une technique échographique de sexage de fœtus bovins, mise en oeuvre sur 127 vaches dans les conditions du terrain, dans le but de comparer des périodes de sexage. Par cette technique, trois périodes sont étudiées : une période précoce (55e au 65e jour de gestation), une période intermédiaire (65e au 80e jour de gestation) et une période tardive (80e au 100e jour de gestation).

Le taux de faisabilité est de 98 % pour la période de sexage précoce, 100 % pour la période intermédiaire et 85 % pour la période de sexage tardif, durant laquelle le fœtus est souvent très profond dans la cavité abdominale. Le taux d’exactitude est de 76 % pour le sexage précoce, 83 % pour la période intermédiaire et 75 % pour le sexage tardif.

La fiabilité du sexage dépend des conditions de réalisation de l’examen (luminosité, contention des animaux), du réglage et de la qualité de l’appareil et de l’expérience de l’opérateur.

MOTS CLES : - bovin - vache - fœtus - reproduction - gynécologie

- sexage - diagnostic du sexe - échographie - appareil génital - développement embryonnaire

JURY : Président : 1er Assesseur : 2ème Assesseur :

Monsieur le Professeur BERLAND Michel Monsieur le Docteur MARTINOT Stéphane Monsieur le Docteur GRANCHER Denis

DATE DE SOUTENANCE : 8 novembre 2005

ADRESSE DE L’AUTEUR : Laussac 19120 ALTILLAC

Documents

THESE - VetAgro Sup · A Elodie, Nat’, Spierre… A Anne, ma mère de clinique ... Dr Hughes FRANCOIS, Dr Jean-Paul MOULIN Aux Docteurs Bruno GERARD, Sébastien CHARNAY et Hervé